BONATO Capítulos 8 e 9

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Capítulo 8 
O Código Genético 
Mutações Gênicas e Proteínas Alteradas 
Como o DNA codifica a informação genética? Desde a publicação de Watson & Crick (1953) 
sobre a estrutura do DNA e da carta de George Gamow a eles endereçada, desenvolvendo a idéia da 
existência de um código genético onde o DNA serviria de molde para a síntese de proteínas, muitas 
perguntas surgiram e vários experimentos fascinantes foram realizados na tentativa de respondê-las. 
Em 1957, Vernon Ingram mostrou que havia uma relação entre mutações gênicas e proteínas 
alteradas ao comparar a hemoglobina de indivíduos normais com a de indivíduos com anemia 
falciforme, caracterizada como uma doença molecular, por Linus Pauling em 1945. Pauling havia 
mostrado que a hemoglobina normal (HbA) apresentava uma carga aniônica cerca de duas unidades 
mais negativa do que a da hemoglobina proveniente de células falcêmicas (HbS). 
A hemoglobina, o pigmento dos eritrócitos, é uma proteína tetramérica, constituída de duas 
cadeias polipeptídicas  idênticas (141 aminoácidos) e duas cadeias polipeptídicas  idênticas (146 
aminoácidos), cuja função é transportar oxigênio através de todo o corpo. 
Indivíduos com anemia falciforme apresentam eritrócitos em forma de foice, conseqüência da 
alteração conformacional sofrida pela molécula de hemoglobina, devido a uma mutação afetando o 
6o aminoácido da cadeia  onde ácido glutâmico é substituído por valina. A hemoglobina HbS, 
desoxigenada, agrega-se em filamentos suficientemente grandes para deformar os eritrócitos. A 
anemia falciforme já era conhecida como uma doença hereditária, de acordo com as leis da genética 
Mendeliana, apresentando caráter de codominância ao nível da molécula: 
 HbA/HbA - células vermelhas normais; hemoglobina tipo HbA 
 HbS/ HbS - células vermelhas em forma de foice; praticamente 100% da hemoglobina é tipo 
HbS; geralmente a anemia é fatal 
 HbA/HbS- células vermelhas em forma de foice só ocorrem sob baixa concentração de 
oxigênio; curiosamente, os heterozigotos apresentam resistência aumentada à malária, o que 
confere uma vantagem seletiva a estes indivíduos em regiões onde a malária é endêmica; 40% da 
hemoglobina é tipo HbS. 
As moléculas de hemoglobina provenientes de um falcêmico, quando submetidas a um campo 
elétrico, migram diferente das normais devido a diferença de carga entre elas, resultante da troca de 
um aminoácido com carga negativa por um aminoácido apolar (Figura 8.1). 
 
 
Figura 8.1 A) Célula normal de eritrócito e célula falcêmica. B) Relação entre uma mutação geneticamente 
transmissível, que provoca anemia falciforme, e migração da hemoglobina num campo elétrico. No mutante, o ácido 
glutâmico, que possui carga negativa, foi substituído por valina, um aminoácido apolar, modificando as interações 
intramoleculares que se refletem na conformação da proteína que perde a capacidade de transportar oxigênio. 
 
Assim, no segmento da cadeia , onde esta mutação pode ocorrer, a sequência de aminoácidos 
da hemoglobina normal (A), Val His Leu Thr Pro Glu Glu é substituída pela seqüência Val His Leu 
Thr Pro Val Glu da hemoglobina falcêmica (S). 
Que tipo de alteração ocorrera na molécula de DNA provocando a substituição de um 
aminoácido por outro na proteína? Por esta época, nada se sabia sobre a natureza do Código 
Genético e várias propostas estavam sendo feitas e analisadas pelos pesquisadores. 
 
Características do Código Genético 
O Código Genético é a fórmula que converte a informação hereditária dos genes em proteínas. 
Uma seqüência de bases poderia especificar uma seqüência de aminoácidos de diferentes 
maneiras. Já que existem só 4 bases diferentes para os 20 tipos de aminoácidos encontrados nas 
células, a combinação de algumas bases seria necessária para especificar cada um dos 
aminoácidos. A esta combinação de bases especificando um determinado aminoácido, dá-se o nome 
de códon. 
De quantas bases seria constituído cada códon? 
Uma combinação dos quatro tipos de bases, dois a dois, seria insuficiente para especificar 
todos os aminoácidos, já que 42 = 16. Assim, uma combinação de bases três a três seria 
minimamente necessária, já que 43 = 64. Todavia, num código de trincas, ou 44 códons não 
especificariam nenhum aminoácido ou então, cada aminoácido poderia ser especificado por mais de 
um códon. Neste caso, o código seria degenerado. 
Assumindo-se que o códon é uma trinca, como as trincas estariam organizadas para codificar 
proteínas? Haveria ou não sobreposição das trincas? Observe a Figura 8.2: se houvesse 
sobreposição, a trinca ABC codificaria o primeiro aminoácido, BCB o segundo, CBD o terceiro, e 
assim sucessivamente; não havendo sobreposição o primeiro aminoácido seria codificado pela trinca 
ABC, o segundo por BDA, o terceiro por DCB, etc. 
 
 
Existiria pontuação na leitura do código? Ou seja, na seqüência: ABC , BDA , DCB , ACD........ 
as vírgulas entre os códons seriam representadas por uma das bases, por uma combinação delas 
ou, simplesmente, não existiriam? 
Figura 8.2 Sobreposição ou 
não sobreposição de códons. 
No caso de sobreposição de 
códons, uma mudança em C 
poderia alterar os aminoácidos 
1, 2 e 3 enquanto, no caso de 
não sobreposição, uma 
mudança em C afetaria 
apenas o aminoácido 1. 
Como identificar o início e o fim das seqüências a serem "lidas"? 
A resposta a estas questões foi resultado do trabalho intensivo de Crick, Brenner e 
colaboradores no final dos anos 50 e início dos 60, culminando com a demonstração de que o 
Código Genético é lido a partir de um ponto fixo, não tem vírgulas, não se sobrepõe, está organizado 
em trincas e é degenerado. 
Abaixo, o primeiro parágrafo do trabalho publicado em 1961 por Crick e colaboradores, acerca das 
propriedades do código: 
"There is now a mass of indirect evidence which suggests that the amino-acid sequence along the polypeptide 
chain of a protein is determined by the sequence of the bases along some particular part of the nucleic acid of the genetic 
material. Since there are twenty common amino-acids found throughout Nature, but only four common bases, it has often 
been surmised that the sequence of the four bases is in some way a code for the sequence of the amino-acids. In this 
article we report genetic experiments which, together with the work of others, suggests that the genetic code is of the 
following general type: A group of three bases (or, less likely, a multiple of three bases) codes one amino-acid. The code 
is not of the overlapping type. The sequence of the bases is read from a fixed starting point. This determines how the long 
sequences bases are to be correctly read off as triplets. There are no special 'commas' to show how to select the right 
triplets. If the starting point is displaced by one base, then the reading into triplets is displaced, and thus becomes 
incorrect. The code is probably 'degenerate'; that is, in general, one particular amino-acid can be coded by one of several 
triplets of bases." 
 
Os códons são lidos sem sobreposição 
A análise das seqüências de proteínas mutantes obtidas de células tratadas com diferentes 
agentes químicos levou ao entendimento de como agiam os mutagênicos utilizados e de como o 
código genético funcionava. As evidências de não sobreposição vieram dos trabalhos realizados por 
alguns pesquisadores que estudavam mutações produzidas no vírus do mosaico do fumo (TMV), por 
ação de ácido nitroso. 
O ácido nitroso é um agente mutagênico que causa desaminação das aminas aromáticas e, 
portanto, pode converter citosina em uracil e adenina em hipoxantina. A conseqüência disto é que, 
na próxima duplicação, uracil pareará com adenina e, portanto, a guanina que originalmente deveria 
estar naquela posição teria sido substituída por adenina, redundando na troca do par G-C por A-T, 
como esquematizado a seguir.Se o código fosse sobreposto, além de restringir o tipo possível de vizinhos para cada 
aminoácido, a alteração de uma base geraria mudanças em aminoácidos adjacentes da cadeia 
polipeptídica (Figura 8.2). Todavia, ao seqüenciarem as proteínas mutantes da capa do vírus, os 
pesquisadores observaram que apenas um aminoácido, por vez, era alterado como resultado do 
tratamento com ácido nitroso. Além disso, todas as hemoglobinas humanas anormais estudadas em 
detalhe até então, mostraram alterações em um único aminoácido levando a conclusão de que os 
códons são lidos sem sobreposição. 
Os códons são lidos a partir de um ponto fixo, sem vírgulas 
As evidências sobre a leitura contínua das trincas estão descritas no trabalho de Crick, Brenner e 
colaboradores, onde analisaram uma mutação induzida por proflavina no bacteriófago T4. 
Proflavina é um agente mutagênico que intercala na molécula de DNA provocando deleção ou 
inserção de nucleotídios. O fago T4 é um fago lítico, ou seja, quando infecta a bactéria E. coli 
provoca lise celular produzindo milhares de partículas fágicas (vide Transferência de informação genética 
em bactérias). Tratamento com proflavina, provoca uma mutação no fago T4, designada FC0, 
localizada no gene rIIB. 
O gene rIIB controla a morfologia das placas de lise. Mutantes FC0 não multiplicam-se no 
hospedeiro E. coli K12, mas multiplicam-se em E. coli B, produzindo placas de lise muito maiores 
que as produzidas pela linhagem selvagem do fago, a qual multiplica-se nas duas hospedeiras, E. 
coli B e K12 (Figura 8.3). 
 
Os pesquisadores haviam observado que proflavina gerava mutantes completamente não 
funcionais para o gene em questão, diferindo da ação dos análogos de base que, ao substituirem uma 
base por outra, não comprometem totalmente a função dos genes. O fato da proflavina provocar 
ausência completa de função sugeria que, provavelmente, não estava ocorrendo substituição de 
bases mas sim inserção ou deleção de nucleotídios, desorganizando a leitura dos códons a partir do 
ponto do evento (Figura 8.4). 
Considerando que uma mutação tenha sido produzida pela inserção de uma base na seqüência 
selvagem, então, a leitura à direita da inserção, estaria deslocada de uma base e geraria um produto 
completamente alterado daí para frente, o que explicaria a ausência de função em mutantes 
produzidos pela ação de proflavina. Portanto, a retomada da fase de leitura dependeria da deleção 
de um nucleotídio. 
Figura 8.3 Os pontos claros marcam os locais 
onde partículas fágicas individuais se multiplicaram 
resultando na lise das bactérias destas regiões. 
Estas regiões são denominadas placas de lise. A 
inativação do produto gênico rIIB provoca uma lise 
rápida das bactérias, produzindo-se placas de lise 
maiores que as do selvagem. O gene foi nomeado 
r, por causa da lise rápida observada nos 
mutantes. 
 
Partindo do mutante FC 0 (placas grandes de lise), resultante do tratamento com proflavina, 
buscaram por indivíduos que tivessem revertido para o fenótipo selvagem (placas pequenas de lise), 
readquirindo a capacidade de infectar as duas linhagens de E. coli. A idéia era que, para reverter ao 
fenótipo selvagem, deveria ocorrer adição ou deleção de um nucleotídio no momento da replicação, 
dependendo se a mutação original fora causada por uma deleção ou inserção, respectivamente. 
Isolaram 18 revertentes da mutação FC 0. Observaram então que, nos revertentes, ocorriam 
inserções ou deleções em posições diferentes, porém não muito distantes das originais. A nova 
mutação era antagônica à original, permitindo que o fenótipo mutante fosse suprimido. Assim, se a 
mutação FC 0 fosse uma inserção, a mutação supressora seria uma deleção. 
Uma mutação que suprime o efeito da outra dentro de um mesmo gene provoca uma supressão 
intragênica. 
A explicação dada pelos autores ao fenômeno observado foi a seguinte: uma seqüência de 
bases é lida, trinca a trinca, a partir de um ponto fixo localizado à esquerda, sem nenhuma 
pontuação entre elas, ou seja, livre de vírgulas. 
 
O Código Genético é constituído de trincas e é degenerado 
Nos fagos revertentes FC0 a morfologia das placas de lise é variável porque depende da região 
compreendida entre as duas mutações. Esta região está fora de fase, o que implica na codificação 
de aminoácidos diferentes do selvagem, neste segmento (vide Figura 8.4). Dependendo das 
alterações sofridas por este segmento, o produto sintetizado no revertente será mais semelhante ou 
menos semelhante ao do selvagem, resultando nas diferentes morfologias das placas de lise. 
Quando duas mutações de mesmo tipo (+,+) ou (-,-) são combinadas, sempre ocorre alteração 
no quadro de leitura. Porém, quando três mutações de mesmo tipo são combinadas, o fenótipo 
selvagem pode ser restaurado. Estas observações confirmavam a hipótese de que o código genético 
é representado por trincas. Indicavam também que cada uma das 64 trincas possíveis poderiam 
codificar um aminoácido e, portanto, o código é degenerado. 
Figura 8.4. Cada uma das letras 
A, B e C representa uma base 
diferente do ácido nucléico. Para 
simplificar está representada 
uma seqüência repetida de 
bases ABC, codificando um 
polipeptídio onde todos os 
aminoácidos são idênticos. A 
fase de leitura, a partir de um 
ponto inicial, está representada 
pelos colchetes, implicando que 
a leitura é feita em conjuntos de 
três à partir da esquerda. Com a 
adição do nucleotídio C (+), a 
leitura saiu de fase, só 
retomando com a deleção de 
outro C (-) mais à frente. 
 
O gene é colinear ao peptídio que ele codifica 
A demonstração pontual de que a seqüência de códons corresponde exatamente a seqüência 
de aminoácidos na proteína foi feita no início dos anos 60. Um dos grupos de pesquisa envolvidos na 
resolução deste problema isolou e analisou uma série de mutantes do gene trpA, de E. coli, o qual 
codifica a enzima triptofano sintetase (Charles Yanofsky et al, 1964). Esta enzima, constituída de 286 
resíduos de aminoácidos, converte indol glicerol fosfato em triptofano. Mutantes neste gene não 
sintetizam triptofano. 
Uma vez que, nesta época, ainda não estava desenvolvida a técnica de seqüenciamento 
gênico, para saber a posição de cada nucleotídio no gene, Yanofsky e colaboradores fizeram um 
mapeamento genético usando a técnica de transdução. 
Transdução é o processo de transferência de informação genética de uma bactéria para outra 
via fago. Quando uma bactéria é infectada por um fago e, em seguida, lisada, algumas (1/1000) das 
partículas fágicas produzidas poderão carregar um fragmento do cromossomo bacteriano (veja 
Transferência da informação genética em bactérias). Tais partículas fágicas (fagos defectivos) podem injetar 
este segmento de DNA em outra célula bacteriana. Uma vez que o cromossomo da célula infectada 
pelo fago defectivo contem um fragmento homólogo de DNA, será possível a recombinação entre o 
segmento carregado pelo fago e aquele presente no cromossomo da bactéria. A freqüência de 
recombinação entre os diferentes mutantes trpA permitiu construir um mapa determinando-se a 
posição das diferentes mutações no gene trpA (mapa genético). 
Por outro lado, para saber qual a alteração causada pelas mutações, em cada uma das 
proteínas mutantes, foi utilizada a técnica de impressão digital (fingerprint) ou mapa peptídico. Esta 
técnica consiste em purificar a proteína, clivá-la com enzimas proteolíticas para obter peptídios e 
separá-los por eletroforese e cromatografia. A posição ocupada pelos fragmentos peptídicos durante a 
migração no suporte de separação, depende dos aminoácidos que os constituem. 
Os fragmentos que contiverem o aminoácido alterado migrarão de forma diferente do selvagem, 
posicionando-se num ponto específico do suporte (spot). Os spots (manchas) são então cortados e 
eluídos do suporteonde se encontram. Em seguida a seqüência de aminoácidos de cada um é 
determinada. O sequenciamento das manchas com migração alterada, nos diferentes mutantes, 
permitiu desenhar o mapa peptídico. Os resultados mostraram que a posição das mutações no gene 
correspondia à posição ocupada pelos aminoácidos alterados, na cadeia polipeptídica (Figura 8.6). 
Figura 8.5 A adição ou a deleção de 
três nucleotídios recupera o quadro de 
leitura. 
Figura 8.6. 
Colinearidade do gene trpA e cadeia polipeptídica , da triptofano sintetase, por ele especificada. Em vermelho estão 
especificadas as substituições ocorridas nos diferentes mutantes analisados. 
Conclui-se, então, que a seqüência de aminoácidos na proteína pode ser lida diretamente a 
partir da seqüência de nucleotídeos no gene. Posteriormente, a descoberta de que os genes podem 
ser fragmentados, apresentando regiões codificantes (exons) e não-codificantes (introns), alertava para 
o fato da colinearidade estava restrita aos módulos codificadores, uma vez que os introns não são 
traduzidos. 
Após determinar as propriedades do Código Genético restava elucidá-lo, ou seja, descobrir qual 
era o significado de cada uma das possíveis 64 trincas. A que aminoácido cada uma delas 
correspondia? 
Atualmente, como o código já foi desvendado e a técnica para seqüenciamento de genes já 
está automatizada, é possível seqüenciar genomas inteiros e identificar todos os segmentos 
passíveis de codificarem proteínas atribuindo-se a cada um destes fragmentos de DNA a seqüência 
putativa de aminoácidos nele codificada. Segmentos de DNA que contem informação potencial para 
codificar um peptídio são denominados quadros de leitura aberta ou ORFs (do inglês, Open Reading 
Frames). 
Decifrando o Código Genético: homopolímeros e copolímeros 
aleatórios 
Em 1955, Grunberg-Manago & Ochoa, isolaram da bactéria Azobacter vinelandii, uma enzima 
capaz de juntar ribonucleotídios na reação esquematizada abaixo, onde NDP representa um 
ribonucleosídio difosfato: 
 (RNA)n + NDP —> (RNA)n+1 + Pi 
Esta enzima, denominada polinucleotídio fosforilase, não utiliza um molde para sintetizar a nova 
molécula, ligando aleatoriamente os ribonucleosídios difosfatados disponíveis. Difere, portanto, da 
RNA polimerase. Se apenas um tipo de ribonucleosídio estiver disponível, sintetizará um 
homopolímero. 
Conhecendo esta enzima, Nirenberg e Matthaei sintetizaram três tipos de homopolímeros de 
RNA: poli U, poli A e poli C. Com estes homopolímeros fizeram ensaios de síntese protéica "in vitro". 
Em 20 tubos de ensaio contendo os requisitos necessários à síntese proteica, adicionavam um dos 
homopolímeros e uma mistura de 19 aminoácidos não marcados + 1 marcado radioativamente, que 
era diferente em cada tubo. 
O homopolímero poli U (mRNA poli U), recuperava uma quantidade significativa de 
radioatividade no precipitado protéico do tubo que recebera fenilalanina (Phe) radioativa. Logo, UUU 
é códon para Phe. Nos casos de mRNA poli A e mRNA poli C, precipitado protéico radioativo foi 
encontrado, respectivamente, em presença de lisina (Lys) e prolina(Pro) marcadas. Assim, AAA 
especifica lisina Lys e CCC especifica Pro. 
Para elucidar o significado das outras trincas foram sintetizados copolimeros aleatórios, 
misturando-se a enzima polinucleotídio fosforilase com quantidades diferentes de cada tipo de 
nucleotídio. Por ex., ao misturar 76% de U e 24% de G, a probabilidade de uma trinca desta mistura 
ser 
 UUU é 0,76 x 0,76 x 0,76 = 0,44. 
 UUG, UGU ou GUU (2 UU e 1 G) é 0,76 x 0,76 x 0,24 = 0,14 para cada uma das 
configurações possíveis. 
 GGG é 0,24 x 0,24 x 0,24 = 0,01 (Tabela 8.1). 
A utilização de diferentes copolímeros permitiu que se inferisse os códons para alguns 
aminoácidos e comprovou o fato do código ser degenerado. 
Códon 
Probabilidade de 
Ocorrência 
Incidência 
Relativa 
Aminoáci
do 
Quantidade Relativa de 
aminoácido incorporado 
UUU 0,44 100 Phe 100 
UUG, 
UGU, GUU 
0,14 para cada 32 
Leu ou 
Cys ou Val 
Leu 36; Cys 35; Val 37 
UGG, 
GUG, GGU 
0,04 para cada 9 
Trp ou 
Gly 
Trp 14; Gly 12 
GGG 0,01 2 - - 
a
 Incidência relativa é aqui definido como 100 x probab. ocorrência/0,44. Adaptado de Voet & Voet, 1995, pg 
964. 
Tabela 8.1. Incorporação de aminoácidos estimulada por um copolímero aleatório de U e G 
numa razão molar 0,76:0,24. GGG 
Ligando trincas específicas aos tRNAs 
Em 1964 Nirenberg & Leder verificaram que trincas de nucleotídios são capazes de promover a 
ligação de aminoacil-tRNAs específicos aos ribossomos. Utilizaram um filtro de nitrocelulose cujos 
poros eram suficientemente pequenos para impedir a passagem dos ribossomos mas não dos 
aminoacil-tRNAs livres. Quando o aminoacil-tRNA liga-se ao ribossomos, fica retido no filtro. Os 
ensaios foram feitos em tubos contendo ribossomos, uma dada trinca e uma mistura de tRNAs 
carregados com seus respectivos aminoácidos, sendo que apenas um dos aminácidos daquela 
mistura estava marcado radioativamente. O aminoacil-tRNA complementar à trinca liga-se a ela. 
Este procedimento foi repetido para os vinte aminoácidos (Figura 8.7). Cerca de 50 códons foram 
determinados neste ensaio de ligação. 
 
A resolução do Código finalmente foi completada por Khorana, utilizando poliribonucleotídos de 
trincas conhecidas e repetidas em seqüência. P. ex., num poli UGC, três homopolímeros diferentes 
poderiam ser especificados, uma vez que a leitura do polímero pelos ribossomos pode acontecer em 
três fases possíveis (UGC UGC UGC UGC ou GCU GCU GCU GCU ou CUG CUG CUG CUG), 
gerando homopeptídios de cisteína, alanina ou leucina (Figura 8.8). 
 
Códons de terminação e iniciação 
A utilização de tetranucleotídios repetidos permitiu a identificação dos códons de terminação. 
Analise os três copolímeros abaixo: 
 
 
 
 
Figura 8.7 Ensaio de ligação do tRNA à trinca 
específica. Uma trinca de ribonucleoídios 
associa-se ao ribossomo e captura o aminoacil-
tRNA cognato. Este complexo não atravessa o 
filtro de nitocelulose. Os aminoacil-tRNAs não 
ligados atravessam o filtro. No tubo contendo o 
amino-acil-tRNAcognato, marcado 
radioativamente, será possível detectar 
radioatividade aprisionada ao filtro. 
Figura 8.8. Um mRNA pode 
ser lido em qualquer um dos 
três quadros de leitura, 
gerando, em cada caso, um 
polipeptídio diferente. 
No caso A) é gerado um polipeptídio onde 4 
aminoácidos se repetem em seqüência: 
Tyr(Y).Leu(L).Ser(S).Ile(I). Nos casos B) e C) são 
gerados apenas tripeptídeos com as composições 
de aminoácidos Ile(I).Asp(D).Arg(R) e 
Val(V).Ser(S).Lys(K), respectivamente. Isto porque 
UAG e UAA são sinais de parada da síntese 
protéica. UGA é outro sinal de parada. Os códons 
de terminação UAA, UAG e UGA são denominados 
códons sem sentido (nonsense) porque são os 
únicos códons que não especificam nenhum 
aminoácido. Freqüentemente são denominados 
ochre (UAA), amber (UAG) e opala (UGA). 
 
O códon AUG inicia a cadeia polipeptídica na maioria dos casos. GUG é um iniciador mais raro. 
Estes mesmos códons são encontrados em posições internas do gene, especificando metionina 
(AUG) e valina (GUG). Algumas variações em torno da regra são encontradas (veja Universalidade do 
Código Genético). 
A síntese de proteínas a partir dos polímeros sintéticos acima descritos como, p. ex., UUU, que 
não possui o iniciador, acontece "in vitro", sob condições muito altas de Magnésio, bastante diferente 
das condições fisiológicas. 
Tabela do Código Genético 
 
O arranjo da tabela do código não é aleatório, porque basea-se em propriedades do código. 
 O código é altamente degenerado, sendo que três aminoácidos, Arg, Leu e Ser podem ser 
especificados por 6 códons cada. Os outros são especificados por 4 ou 2 códons. Somente 
metionina e triptofanosão especificados por um único códon. São três os códons de terminação. 
Códons que especificam o mesmo aminoácido são denominados sinônimos. 
 A maioria dos sinônimos difere apenas na 3a posição e, assim, estão agrupados na mesma 
caixa da Tabela, exceto os que possuem 6 códons e, portanto, ocupam mais de uma caixa. Assim, 
mutações na 3a posição, em geral, não provocam mudanças de aminoácidos sendo fenotipicamente 
silenciosas. 
 Códons com pirimidinas na 2a posição codificam, em geral, aminoácidos hidrofóbicos (verde). 
Códons com purinas na 2a posição codificam, em geral, aminoácidos polares. Observando estes 
códons verifica-se que se os códons codificando os aminoácidos hidrofóbicos F, L, I e V, sofrerem 
mudanças na 1a ou 3a posição continuarão codificando aminoácidos com características similares de 
sorte a preservar o funcionamento da proteína resultante. 
Aparentemente o código evoluiu de modo a minimizar os efeitos deletérios das mutações. A 
maioria das mutações que levam a substituição de um aminoácido por outro na cadeia polipeptídica 
são provocadas pela mudança de uma única base, ou seja, num único ponto do polímero de ácido 
nucléico e, por esta razão são denominadas mutações de ponto. Acredita-se que grande parte das 
variações genéticas observadas entre indivíduos de uma população humana (polimorfismo) seja 
decorrente de alterações em um único nucleotídio no gene, recebendo a denominação SNP, do 
inglês single nucleotide polymorphism. 
 
Tabela do Código Genético 
1
a
 posição 2
a
 posição 3
a
 posição 
 U C A G 
U 
UUU 
Phe(F) 
UCU 
Ser(S) 
UAU 
Tyr(Y) 
UGU 
Cys(C) 
U 
UUC UCC UAC UGC C 
UUA 
Leu(L) 
UCA UAA 
TERM 
UGA TERM A 
UUG UCG UAG UGG Trp(W) G 
C 
CUU 
Leu(L) 
CCU 
Pro(P) 
CAU 
His(H) 
CGU 
Arg(R) 
U 
CUC CCC CAC CGC C 
CUA CCA CAA 
Gln(Q) 
CGA A 
CUG CCG CAG CGG G 
A 
AUU 
Ile(I) 
ACU 
Thr(T) 
AAU 
Asn(N) 
AGU 
Ser(S) 
U 
AUC ACC AAC AGC C 
AUA ACA AAA 
Lys(K) 
AGA 
Arg(R) 
A 
AUG Met(M) ACG AAG AGG G 
G 
GUU 
Val(V) 
GCU 
Ala(A) 
GAU 
Asp(D) 
GGU 
Gly(G) 
U 
GUC GCC GAC GGC C 
GUA GCA GAA 
Glu(E) 
GGA A 
GUG GCG GAG GGG G 
 
As letras entre parêntesis especificam a nomenclatura de 1 letra para cada um dos 20 
aminoácidos. Verde: aminoácidos não polares; vermelho: aminoácidos polares não carregados; azul: 
aminoácidos polares com carga positiva (básicos); amarelo: aminoácidos polares com carga 
negativa (ácidos); verde claro: Metionina iniciadora e internas; rosa: códons de terminação. 
 
A universalidade do código 
O fato de ser possível traduzir genes de um organismo em outro, p. ex., genes humanos, em E. 
coli, sugeria que o código padrão apresentado na tabela 8.2 era universal. Todavia, o estudo de 
diferentes seqüências de DNA a partir dos anos 80 revelaram algumas divergências em relação ao 
padrão. 
P. ex., em mitocôndrias de mamíferos o códon para a Met iniciadora pode ser AUG ou AUA (Ile 
no padrão); UGA especifica Trp e não terminação; AGA e AGG especificam terminação e não Arg. 
Nas mitocôndrias de plantas, fungos, Drosófila e protozoárias, também ocorrem variações em 
relação ao padrão. Nos protozoários ciliados, os códons UAA e UAG, ao invés de especificarem 
parada, codificam Gln. Além disto, foi relatado em Candida spp (Santos et al, 1997), eucariotos 
unicelulares, a existência de códons polissêmicos, isto é, um códon codificando mais de um 
aminoácido. No caso citado, CUG codifica tanto Leu como Ser, denotando ambigüidade e nos 
remetendo as seguintes questões: 1) em Candida, as alterções no Código Genético ainda não 
estariam completamente estabelecidas, ou 2) a ambiguidade CUG seria vantajosa, permitindo rápida 
adaptação a desafios ambientais, devendo ser mantida como tal. 
Estas são algumas das evidências de que o código genético padrão, se bem que amplamente 
utilizado, não é universal. 
Ainda, em relação à utilização de códons, o seqüenciamento dos genomas nos permitiu verificar 
que existe uma preferência por determinados códons de acordo com os grupos taxonômicos. A 
preferência de códons (codon usage, em inglês) nos permite fazer conjecturas acerca da origem de 
determinados genes dentro de um grupo taxonômico. Mais recentemente pode-se verificar 
preferência de códons dentro de um mesmo genoma dependendo do posicionamento dos genes. Em 
Borrelia burgdorferi , genes localizados na fita líder (leading) de duplicação do DNA apresentam uma 
preferência diversa daqueles localizados na fita lenta (lagging), revelando um novo paradigma para 
seleção de códons em procariotos (McInerney, 1998). 
Genes sobrepostos: O fato dos códons serem lidos sem pontuação e de cada códon ser uma 
trinca, permite, em princípio, que qualquer seqüência de nucleotídios apresente três fases potenciais 
de leitura. Logo, uma dada seqüência poderia codificar até três polipeptídios diferentes. Este tipo de 
organização do genoma foi encontrado no fago X174, onde a seqüência de um gene está 
completamente contida na seqüência de um gene maior, lido em outro quadro de leitura e 
codificando proteínas não relacionadas (Figura 8.8). Em bactérias pode-se observar sobreposição 
nos terminais de genes que pertencem ao mesmo operon: o terminal de um gene sobrepõe-se ao 
início do próximo. Mas, sobreposição completa de um gene só foi detectada em fagos pequenos de 
DNA fita simples, como X174. Este tipo de organização permite o uso máximo daquela quantidade 
de DNA, que é a quantidade disponível para ser empacotada em seus capsídios. 
 
Guia de Estudos 
Qual é o polipeptídio especificado na fita molde de DNA, abaixo? Assuma que a tradução se 
inicia no primeiro códon de iniciação transcrito. 
5’ TCTGACTATTGAGCTCTCTGGCACATAGCA 3’ 
A seqüência abaixo é um mRNA: 
5’ - CGAUGCGAACCACGUGAUAAGCAU - 3’ 
 Transcreva a fita molde indicando seu sentido 
 Transcreva a fita codificadora indicando seu sentido 
 Deduza a seqüência de aminoácidos, indicando o terminal amino e carboxila 
 Deduza a seqüência de aminoácidos caso haja a inserção de um A, no início da cadeia de 
mRNA. 
Qual seria a seqüência possível de um mRNA que codificasse o polipeptídeo abaixo? 
(Indique as variações) 
His - Thr - Glu -Asp - Trp - Leu - His - Gln – Asp 
Quais as propriedades do código genético? 
Figura 8.8 Região do genoma de X174. Note 
que o gene B está completamente contido em A. 
Também, o gene E está completamente contido 
em D. Além disto, os terminais dos genes D e E 
sobrepõem-se a seqüência controle de iniciação 
da tradção do gene J. Logo, este pequeno 
segmento do DNA executa uma tarefa tripla. 
A impressão digital (fingerprinting) de uma proteína de um mutante fenotipicamente revertente 
do fago T4 indica a presença de um peptídio alterado em relação ao selvagem: 
Selvagem: Cys-Glu-Asp-His-Val-Pro-Gln-Tyr-Arg 
Mutante: Cys-Glu-Thr-Met-Ser-His-Ser-Tyr-Arg 
Explique como surgiu o mutante e dê as seqüências, sempre que possível, dos mRNAs que 
especificam os dois peptídios. 
Quais são os aminoácidos especificados por códons que, com uma única mutação de ponto 
mudam para um códon âmbar (UAG)? 
O mRNA especificando a cadeia  da hemoglobina humana contem a seqüência: 
........UCCAAAUACCGUUAAGCUGGA......., que codifica o tetrapeptídio C-terminal da cadeia -
normal: Ser-Lys-Tyr-Arg. Numa hemoglobina mutante, a seqüência correspondente a esta região é: 
Ser-Lys-Tyr-Arg-Gln-Ala-Gly... Que tipo de mutação provocou esta alteração? 
Um segmento de uma proteína normal e de três mutantes aparece abaixo: 
Normal: gly, ala, ser, his, cys, leu, phe.... 
Mutante 1: gly, ala, ser, his 
Murante 2: gly, ala, ser, leu, cys, leu, phe 
Mutante 3: gly, val, ala, ile, ala, ser 
Qual é a provável seqüência de basesno RNA normal? 
 Uma proteína normal tem histidina numa dada posição. Quatro mutantes foram isolados 
com os seguintes aminoácidos na posição da histidina: tirosina, glutamina, prolina ou leucina. 
Quais os possíveis códons para estes aminoácidos e qual era, provavelmente, o códon utilizado 
para histidina? 
Capítulo 9 
Tradução em Bactérias 
A molécula adaptadora 
A molécula de tRNA preenche todas as características da molécula adaptadora proposta por 
Crick, necessária à ocorrência da tradução: carrega um aminoácido, que aí se ligou por ação 
enzimática e reconhece o códon correspondente por complementaridade de bases (Figura 9.1). 
Desta forma, a função do tRNA é assegurar que cada um dos aminoácidos incorporados na proteína 
corresponda ao seu códon particular na molécula de mRNA. 
 
A primeira molécula de tRNA a ser seqüenciada foi tRNAAla, de leveduras, em 1965. A partir de 
então, centenas de moléculas de tRNA de diferentes organismos já foram seqüenciadas. A molécula 
Figura 9.1. Hipótese do adaptador. 
de tRNA pode ser representada na forma de uma folha de trevo, resultante de pareamento 
intramolecular, produzindo três estruturas tipo haste/alça e uma haste, caracterizando os quatro 
braços da molécula (Figura 9.2). 
 No braço aceptor de aminoácido, algumas bases dos terminais 3´ e 5´ da molécula estão 
pareadas, deixando livre a seqüência 5´CCA 3´ que é constante em todos os tipos de tRNAs. Ao 
grupo 3´ OH ou 2´OH livre do adenilato terminal conecta-se o aminoácido específico. 
 Oposto ao braço aceptor encontra-se o braço do anticódon, ou seja, os 3 nucleotídios 
complementares ao códon da molécula de mRNA. 
 O braço DHU posiciona-se próximo ao terminal 5´. 
 O braço TC posiciona-se próximo ao terminal 3´. 
 Entre o braço TC e o braço do anticódon, encontra-se um braço de tamanho bastante 
variável quando se comparam os diferentes tRNAs. Este braço não está presente em todos os 
tRNAs (braço extra). 
 
Um grande número de bases nos tRNAs são modificadas após a sintese da molécula gerando 
diidrouridina (D), pseudouridina (), inosina, metilguanosina, etc. Não está claro qual é a função destas 
modificações. Algumas foram associadas à restrição ou expansão no reconhecimento do códon. 
Outras seriam necessárias como elementos identificadores, para as aminoaci-tRNA sintetases. 
Os cromossomos de E. coli contem aproximadamente 60 genes para tRNAs, alguns dos quais 
participam dos operons de rRNA. Os outros encontram-se agrupados em diferentes posições do 
cromossomo e o transcrito inicial pode incluir vários tRNAs. Nos eucariotos são encontradas várias 
centenas de genes para tRNAs, espalhados no genoma. 
Os transcritos iniciais dos tRNAs apresentam seqüências extras nos terminais 3´ e 5´ as quais 
são retiradas por diferentes RNases. A RNase P, que atua no terminal 5´ dos tRNAs é uma ribozima, 
encontrada em procariotos e eucariotos (núcleo, mitocôndria e cloroplastos). Esta ribozima 
apresenta um componente ribonucléico e um componente protéico, mas é o RNA que, de fato, 
possui atividade catalítica. 
Muitos transcritos primários para tRNAs de eucariotos contem introns adjacentes ao braço do 
anticódon, os quais são excisados antes da molécula migrar para o citoplasma. Outra característica 
de eucariotos é que os tRNAs são transcritos sem a seqüência CCA típica do terminal 3´ de todos os 
tRNAs, a qual será adicionada posteriormente, pela enzima tRNA nucleotidil transferase, utilizando 
CTP e ATP como substrato. 
Figura 9.2. Estrutura planar e 
estrutura terceária do tRNA. Em 
geral apresentam 76 
nucleotídios, variando na faixa 
de 60 a 95 (18 a 28kDa). 
Análises de cristalografia 
sugerem que as moléculas de 
tRNA assumem uma estrutura 
terceária na forma de um L, 
onde o braço aceptor e o braço 
TC constituem uma perna do L 
e os braços D e do anticódon, 
constituem a outra perna. 
Variações nesta estrutura são 
encontradas nos tRNAs 
mitocondriais de mamíferos, 
flagelados e nematóides, 
incidindo sobre os braços D e T. 
A quantidade, dentro da célula, de cada espécie de tRNA isoaceptor varia de acordo com o 
organismo. É interessante observar que esta quantidade está associada à preferência dada por um 
organismo na utilização de certos códons. Ou seja, é típico de cada organismo a preferência de 
códons dentre os vários possíveis num sistema degenerado. Quanto maior a quantidade de tRNAs 
para estes códons, maior será a eficiência de tradução dos mesmos. 
Hipótese oscilatória 
Nem sempre é necessário um pareamento perfeito entre as bases, na interação códon-
anticódon. Se isto fosse imprescindível, as células deveriam possuir 61 tipos de tRNAs, 
correspondentes aos 61 códons. Todavia, as células contem apenas cerca de 30 a 40 tRNAs 
diferentes em bactérias e ~50 em eucariotos. Portanto, não existe um tipo de tRNA para cada códon. 
Por exemplo: 
 o tRNAPhe com o anticódon 5’GmAA3’, pode parear com 5’UUC3’ e 5’UUU 3’ (lembre-se que 
as fitas são antiparalelas); 
 o tRNAAla, com o anti-códon 5’IGC3’, pode parear com 5’GCU3’, 5’GCC3’ e 5’GCA3’. 
Para explicar como o anticódon de um dado tRNA pode reconhecer códons degenerados Crick 
propôs a hipótese oscilatória (wobble)(Crick, 1966). Analisando o código genético, observa-se que a 3a 
base do códon é menos restritiva que a 1a e a 2a. Ele assumiu que os dois primeiros pares códon-
anticódon, obedeciam o pareamento normal Watson-Crick. O 3o par, todavia, podia apresentar 
oscilação no pareamento. Quando U, G ou I ocupam a 1a posição do anticódon, podem ser 
reconhecidos dois ou três códons, com variação na 3a posição (Tabela 9.1). 
Tabela 9.1 Pareamentos permitidos na 3a posição 
Base 5' - anticódon Base 3' - códon 
C G 
A U 
U A ou G 
G U ou C 
I U, C ou A 
As aminoacil tRNA sintetases 
As enzimas aminoacil tRNA sintetases são responsáveis pela ligação correta de cada 
aminoácido a seu tRNA correspondente. Em E. coli existe uma amino acil tRNA sintetase, pelo 
menos, para cada um dos 20 tipos de aminoácidos (p. ex., arginil t-RNA sintetase - ArgRS, leucil t-
RNA sintetase - LeuRS, etc). Uma enzima particular reconhece um aminoácido particular e todos os 
tipos de tRNAs que transportam aquele aminoácido (Como o código genético é degenerado, existem 
diferentes códons para leucina, p. ex., que serão reconhecidos por diferentes anti-códons e, 
portanto, diferentes tRNAs). 
Em eucariotos existe um conjunto de pelo menos 20 diferentes aminoacil t-RNA sintetases 
nucleares e um outro conjunto mitocondrial. Uma vez que todas estas enzimas exercem o mesmo 
papel, ou seja, "carregar" o t-RNA com o aminoácido correto e, considerando-se que os diferentes 
tipos de tRNAs tem estrutura bastante similar, esperava-se que as enzimas também apresentassem 
uma estrutura similar. Todavia, este não é o caso. Elas são um grupo bastante heterogêneo, 
variando de proteínas monoméricas à tetraméricas. 
Os diferentes tipos de amino acil tRNA sintetases pertencem a duas classes, I e II, de acordo 
com sua habilidade de conectar o aminoácido, respectivamente, ao grupo 2’OH ou 3’OH do adenilato 
livre no terminal 3’ da molécula. Geralmente, é a face interna (côncava) do L que interage com as 
aminoacil t-RNA sintetases. As evidências atuais são de que os identificadores de cada um dos tipos 
de tRNA encontram-se no braço aceptor e na alça do anticódon (Figura 9.3). 
 
 
Acoplando o aminoácido ao tRNA específico 
Para carregar um tRNA específico com o aminoácido correto duas reações consecutivas, 
catalisadas pela mesma aminoacil t-RNA sintetase são necessárias, utilizando-se energia de 
hidrólise de uma molécula de ATP: 
 ativação do aminoácido ao reagir com ATP, gerando aminoacil adenilato (aminoacil-AMP) + 
PPi; 
 ligação do aminoacil-AMP ao tRNA, gerando aminoacil-tRNA + AMP. 
 
 
O processode aminoacilação do tRNA é altamente específico. Se o aminoácido errado (não-
cognato), ligar-se ao tRNA, a seqüência de aminoácidos ficará alterada uma vez que o 
reconhecimento do aminoacil tRNA é via pareamento códon-anticódon. 
Figura 9.3 Interação 
do tRNA com a 
enzima aminoacil 
tRNA sintetase 
(AARS) 
Este fenômeno foi demonstrado experimentalmente da seguinte forma: um resíduo de cisteína 
ligado ao tRNACys, cisteinil-tRNACys, foi modificado para alanina, tornando-se alanil-tRNACys (Figura 
9.4). 
 
No momento da síntese "in vitro", o alanil-tRNACys agrega alanina aos polipeptídios em resposta 
ao códon de cisteína no mRNA, de sorte que, no polipeptídio, alanina passa a ocupar posições que 
deveriam ser ocupadas por cisteína. Isto significa que somente o anticódon do aminoacil-tRNA 
participa do processo de reconhecimento do códon, sem qualquer envolvimento do aminoácido. 
Assim, a tradução correta do código genético em proteínas depende de dois eventos de 
reconhecimento por parte do tRNA: reconhecer o aminoácido ativado e reconhecer o códon 
equivalente no mRNA. 
Ribossomos, as máquinas tradutoras 
O processo de síntese protéica está confinado à complexas e abundantes estruturas 
ribonucleoprotéicas denominadas ribossomos, às quais se agregam, transitoriamente, tRNAS e 
mRNAs. O confinamento das moléculas envolvidas no processo de síntese torna-o extremamente 
eficiente. 
Os ribossomos de E. coli são partículas esferóides de ~250 Å, com coeficiente de sedimentação 
70S e massa aproximada de 2,5 x 106 Da. Estas partículas são formadas por duas subunidades 
desiguais. A subunidade pequena (30S) é constituída de uma molécula de rRNA 16S e 21 tipos de 
proteínas. A subunidade grande (50S) é constituída das moléculas de rRNA 23S e RNA 5S mais 31 
proteínas diferentes (Figura 9.5) 
 
Subunid. grande, 50S 
Massa: 1590 kDa 
RNAs: 23S e 5S 
Proteínas: 31 
Subunid. pequena, 30S 
Massa: 930 kDa 
RNA: 16S 
Proteínas: 21 
Ribossomo, 70s 
Massa: 2520 kDa 
RNAs: 23S, 16S, 5S 
Proteínas: 52 
 
Figura 9.4 Demonstração 
experimental de que o 
pareamento códon-
anticódon direciona a 
adição de aminoácidos 
ativados durante a síntese 
protéica. 
Figura 9.5 A 
subunidade 
pequena 
combina-se com 
a subunidade 
grande 
formando o 
ribossomo 
completo (70S) 
Por convenção, as proteínas das subunidades grande e pequena são designadas, 
respectivamente, com os prefixos L (do inglês, Large) e S (do inglês, Small), seguidas de um número 
indicativo de sua posição no gel após corrida eletroforética em duas dimensões. A seqüência de 
aminoácidos de todas as 52 proteínas ribossômicas de E. coli já está determinada, uma vez que o 
genoma já foi completamente sequenciado. A maioria das proteínas ribossômicas é rica nos 
aminoácidos básicos Lys e Arg, contendo poucos resíduos aromáticos, o que era de se esperar de 
proteínas interagindo intimamente com moléculas polianiônicas como o RNA. 
O rRNA 16S consiste de 1542 nucleotídios com pareamento intramolecular, determinando uma 
estrutura secundária complexa com 4 domínios bastante conservados. A estrutura da molécula de 
RNA determina sua interação com as proteínas ribossômicas e a própria conformação da 
subunidade ribossômica pequena. O rRNA 5S é constituído de 120 nucleotídios e o 23S de 2904 
nucleotídios. 
Os ribossomos de eucariotos (80S) são maiores e mais complexos que os de E. coli. A 
subunidade pequena (40S) é constituída de ~33 proteínas e de uma molécula de rRNA 18S (1900 
nucleotídios). A subunidade grande (60S) é constituída de 3 espécies de rRNA: 28S (4.800 
nucleotídios); 5,8S (160 nucleotídios) e 5S (20 nucleotídios). Cerca de 50 proteínas fazem parte 
desta subunidade. Os cloroplastos e mitocôndrias também possuem ribossomos, os quais 
assemelham-se aos de bactéria. Se bem que a seqüência primária de cada tipo de rRNA varie 
consideravelmente entre diferentes organismos, a estrutura secundária que acabam adotando é 
muito similar em todos os casos analisados. 
Os estágios da tradução 
Três estágios podem ser considerados no processo de síntese protéica: iniciação, alongamento e 
terminação. 
A iniciação implica na ativação do aminoácido iniciador. O aminoácido iniciador é a metionina, 
cujo códon é AUG (códon de iniciação). Uma vez que o aminoácido iniciador é sempre uma 
metionina, a iniciação requer a presença de metionil-tRNAMet. Existem dois tipos de tRNAMet. Um 
deles, o tRNAi
Met, inicia a cadeia, o outro tRNAMet, incorpora metionina na cadeia crescente. A 
mesma aminoacil-tRNA sintetase acopla metionina aos dois tipos de tRNA, mas somente o metionil-
tRNAi
Met pode se ligar à subunidade pequena do ribossomo para iniciar a síntese protéica. 
Em bactérias, o grupo amino da metionina do metionil-tRNAi
Met é modificado pela adição de um 
grupo formil sendo, algumas vezes, designado formilmetionil-tRNAf
Met ou fMet-tRNAf
Met. A enzima 
responsável pela formilação utiliza N10-formil tetrahidrofolato como doador do grupo formil (Fig. 9.6). 
 
 
 
Em E. coli, o sítio de iniciação da síntese protéica, na molécula de mRNA, é identificado pela 
interação do terminal 3´ do rRNA 16S, da subunidade pequena, com o terminal 5´ da molécula de 
mRNA a ser traduzida. Uma seqüência de nucleotídios no terminal 5´ do mRNA, denominada 
Figura 9.6 Estruturas da Metionina e 
N-formil metionina. Em vermelho, o 
grupo formil. 
seqüência Shine-Dalgarno (a dupla de pesquisadores que a identificou), é parcialmente 
complementar a uma seqüência do terminal 3´ do rRNA 16S, rica em pirimidinas (Shine & Dalgarno, 
1974). A seqüência Shine-Dalgarno, no mRNA, está centrada a cerca de 10 nucleotídios do ponto de 
início da tradução. O pareamento entre as duas moléculas não é absoluto e devem ser considerados 
pares G.U. 
mRNA da replicase do fago Q 5' UAAGGAUGAA-(5 nucl.)- AUG...3' 
mRNA da prot. ribos. L10 5' CAGGAGCAAA -(4 nucl.) - AUG ...3' 
mRNA do trp leader 5' AAAGGGUAUC - (4nucl.) - AUG ...3' 
Terminal 3' do 16S rRNA 3' AUUCCUCCAC - (~1400 nucl.) - 5' 
Em E. coli, a interação inicial entre a molécula de mRNA, a subunidade pequena do ribossomo 
e o fMet-tRNAf
Met forma o complexo de iniciação de tradução. Tal interação é facilitada por proteínas 
que se associam transitoriamente aos ribossomos conhecidas pelo nome genérico de fatores de 
iniciação da tradução (IF1, IF2 e IF3). 
Apesar da síntese protéica sempre iniciar com metionina, este aminoácido não é encontrado no 
terminal amino de todas as proteínas funcionais uma vez que é modificado ou removido após a 
síntese. 
O complexo de iniciação da tradução 
Ribossomos intactos (70S) não se ligam a novos mensageiros para iniciar a síntese protéica. É 
necessário que as subunidades se dissociem. A formação do complexo de iniciação da tradução 
(Figura 9.7) requer os seguintes passos: 
 o fator de iniciação da tradução, IF3, liga-se à partícula 70S propiciando a dissociação das 
duas subunidades. 
 IF1 aumenta a taxa de dissociação. 
 o mRNA e o fMet-tRNAf
Met ligam-se à subunidade 30S, assessorados por IF3. 
 o acoplamento do fMet-tRNAf
Met ao mRNA exige energia, cedida por GTP, e assistência do 
fator IF2 (IF2-GTP + fMet-tRNAf
Met). 
 Forma-se o complexo 30S de iniciação: subunidade ribossômica 30S, mRNA, IF3, IF1, IF2-
GTP e fMet-tRNAf
Met). 
 
 
 a subunidade ribossômica grande, 50S, acopla-se ao complexo 30S, após liberação do fator 
IF3. 
 o acoplamento estimula IF2 a hidrolisar GTP a GDP + Pi, provocando rearranjo 
conformacional na subunidade 30S que resulta na liberação dos fatores IF1 e IF2. 
Na iniciação da síntese protéica, o fMet-tRNAf
Met ocupa o sítio ribossômico P enquanto o sítio 
ribossômico A está posicionado para receber o aminoacil-tRNA ingressante cujo anticódon seja 
complementar ao códon imediatamente adjacenteao iniciador AUG. 
Terminação da cadeia de aminoácidos 
A tradução de mRNAs termina nos códons de terminação UAA, UGA ou UAG. Neste momento, 
os polipeptídeos produzidos são liberados no citoplasma da célula. 
Em E. coli, os códons de terminação, os únicos que não possuem um tRNA correspondente, 
são reconhecidos por fatores de liberação ou RF (do inglês, release factors). RF-1 reconhece os 
códons UAA e UAG. RF-2 reconhece UAA e UGA. 
O fator RF-3, uma GTPase, quando complexada à GTP estimula a ligação de RF–1 ou RF-2 ao 
sítio A do ribossomo. A ligação do RF ao códon de terminação apropriado induz peptidil transferase 
a transferir o peptidil–tRNA para a água, ao invés de um aa–tRNA. Com a liberação do peptídeo, o 
tRNA presente no sítio P fica descarregado e é expelido do ribossomo. Também são descartados os 
Figura 9.7 Iniciação da 
síntese protéica em E. 
coli. 
RF, após hidrólise de GTP a GDP + Pi pela GTPase RF–3 e o mRNA, o qual será degradado (Figura 
9.9). 
 
Polissomos 
 
 
 
 
Figura 9.9 Terminação da tradução em E. coli. RF1 reconhece 
os códons de terminação UAA e UAG. RF2 reconhece UAA e 
UGA. 
Em eucariotos um processo similar ocorre mas 
requer apenas um fator de liberação denominado 
eRF, o qual reconhece os tres códons de 
terminação. Liga-se ao ribossomo junto com a 
molécula de GTP. A hidrólise do GTP dissocia o 
fator do ribossomo. 
Figura 9.10 Síntese protéica em um polissomo. O mRNA mensageiro é 
ocupado por vários ribossomos. Cada um sintetiza uma cadeia 
polipeptédica completa, conforme vai deslizando sobre a molécula de 
mRNA. 
Tanto em bactérias como em eucariotos, os ribossomos lêem 
a molécula de mRNA no sentido 5´ —> 3´ e a cadeia 
polipeptídica cresce do terminal amino para o carboxila. 
Micrografias eletrônicas revelam que os ribossomos 
engajados no processo de síntese protéica localizam-se na 
moléculas de mRNA, um em seguida do outro, como as 
contas de um colar, numa freqüência de 1 ribossomo a cada 
80 nucleotídios. O complexo mRNA, ribossomos ativamente 
engajados na síntese protéica e polipeptídeos nascentes é 
denominado polissomo ou polirribossomo(Figura 9.10). 
 
Os polissomos são uma evidência de que o sítio de iniciação da tradução é imediatamente 
ocupado por outro ribossomo assim que o ribossomo inicial desliza sobre a molécula de mRNA 
liberando o ponto de início. 
 
Chaperones Moleculares 
 
Conforme uma cadeia polipeptídicaP emerge do ribossomo, associa-se à proteínas especiais 
denominadas chaperones moleculares cuja função é permitir que os polipeptídios recém-sintetizados 
adquiram sua estrutura final ativa. Os chaperones moleculares ajudam no enovelamento das 
proteínas ao interagir com o peptídio nascente, impedindo interações espúrias com outras 
moléculas, o que poderia interfirir na conformação final da proteína (Ellis & van der Vies, 1991). 
Uma dada seqüência de aminoácidos pode se enovelar, potencialmente, em diferentes 
estruturas. Muitas destas estruturas poderiam ser não-funcionais e/ou altamente instáveis. O papel 
dos chaperones moleculares seria ajudar os peptídeos encontrarem um estado funcional estável. 
O termo chaperone molecular foi utilizado pela primeira vez, para descrever a função da 
nucleoplasmina na montagem ordenada dos nucleossomos. Quando DNA e histonas de Xenopus 
eram misturados sob condições fisiológicas de força iônica, ocorria precipitação das moléculas. 
Todavia, se nucleoplasmina fosse adicionada à mistura, formavam-se os nucleossomos. A 
nucleoplasmina é requerida apenas para a montagem dos nucleossomos, não participando do 
produto final. Ela também não carrega nenhuma informação estérica para a montagem dos 
nucleossomos. Esta informação está contida nas histonas. Assim, os chaperones moleculares agem 
sem modificar covalentemente seu substrato e sem participar do produto final. 
Uma série de eventos celulares relativos a enovelamento, oligomerização, transporte e 
degradação de proteínas, em diferentes tipos de células dependem da participação das máquinas 
chaperônicas moleculares, compostas de um chaperone molecular principal (o qual se liga 
promiscuamente à cadeias polipeptídicas nascentes, desenoveladas ou agregadas) e um conjunto 
de outros chaperones (côrte), cuja função seria aumentar a eficiência do processo e permitir a 
reciclagem (Georgopoulos, 1992). 
Cada ciclo de enovelamento requer energia provida por moléculas de ATP. Vários dos 
chaperones conhecidos são proteínas de choque térmico, ou seja , proteínas cuja expressão é 
induzida em resposta à elevação de temperatura. Um dos papéis presumido para proteínas de 
choque térmico seria o de proteger a célula reparando os danos provocados pelo calor. Proteínas 
desnaturadas pelo calor poderiam ser re-enoveladas na forma apropriada por ação dos chaperones 
moleculares (Hartl et al., 1994). Os chaperones moleculares são encontrados tanto em bactérias como 
em árqueas e eucariotos e são proteínas altamente conservadas na evolução. 
 
tmRNAs 
O tmRNA bacteriano é assim denominado devido sua dupla natureza: tipo tRNA e tipo mRNA. 
Este RNA também é conhecido pela denominação 10Sa RNA ou SSrA. 
O tmRNA está envolvido num processo notável trans-traducional. Sua função é adicionar uma 
etiqueta polipeptídica no C-terminal de peptídeos incompletos, prisioneiros dos ribossomos. 
Porque estes peptídios estariam aprisionados? 
Alguns mRNAs podem ter sido danificados e perderam seus códons de parada. Nestas 
circunstâncias, os fatores RF, de liberação dos peptídios, não podem associar-se aos ribossomos. 
Cria-se uma situação de bloqueio. Os ribossomos estão aprisionados ao polissomo; os peptídios 
nascentes continuam acoplados ao peptidil-tRNA. Uma vez que estes peptídios não terminaram de 
ser traduzidos, mesmo que sejam liberados não serão funcionais e, portanto, é conveniente para a 
célula que eles sejam degradados. A etiqueta adicionada pelos tmRNA é um sinal para as proteases 
degradarem tais peptídeos (Keiler et al., 1996). 
 
 
 
Assim, o tmRNA promove a destruição de produtos muito pequenos do processo de tradução, 
uma vez que, em bactérias, mRNAs danificados não são discriminados e entram no processo de 
tradução, gerando peptídios não funcionais. Moléculas de tmRNA tem sido identificadas em 
diferentes grupos do domínio Bacteria, mas não foram encontrados entre os Archaea nem Eukarya. 
Em eucariotos, o sistema tmRNA talvez não seja necessário porque a tradução de mRNAs 
danificados é evitada utilizando-se outros controles de qualidade, tais como a seleção positiva de 
mRNAs com cap no terminal 5' e cauda poliA no terminal 3´. 
 
Guia de Estudos 
 
Quais os passos de iniciação de tradução em E. coli? 
Quem determina o reconhecimento do códon? O aminoácido carregado pelo tRNA ou a 
seqüência de anti–códon da molécula de tRNA? 
Qual a função da seqüência Shine–Dalgarno? 
Quais são os fatores de iniciação da tradução? Como atuam? 
O terminal 3' da molécula de tmRNA apresenta 
similaridade com o braço T de moléculas de 
tRNA e sempre está associado a um resíduo 
de Alanina. Na ampla alça que se forma, antes 
do caule (Figura 9.11), encontra-se uma 
seqüência de códons especificando a etiqueta 
(Tag) que sinaliza para proteólise. A etiqueta é 
constituída dos resíduos de aminoácidos 
(A)ANDENYALAA, em E. coli. O tmRNA 
reconhece ribossomos com tradução 
bloqueada e ocupa o sítio A. O peptídio 
nascente é transferido para o resíduo de 
alanina no terminal 3' do tmRNA. O mRNA 
danificado é descartado e substituído pela 
seqüência de códons do tmRNA. A síntese 
protéica recomeça e continua até encontrar um 
códon de parada convencional. 
 
Figura 9.11 Modelo de ação das moléculas de tmRNA 
Quais são os fatores de alongamento da cadeia polipeptídica? Como atuam? 
Como ocorre a terminação da tradução? 
Qualo sentido de crescimento da cadeia polipeptídica? 
Qual a ação dos análogos de base sobre a síntese protéica? 
Qual a conseqüência, na síntese protéica, da ação dos corantes de acridina? 
Comente esta frase: somente o anticódon do aminoacil-tRNA participa do processo de 
reconhecimento do códon. 
Quais são as características estruturais da molécula adaptadora? 
Qual a constituição dos ribossomos de E. coli? 
Qual o papel das aminoacil-tRNA sintetases (AARS)? 
Qual o papel da tRNA-nucleotidil transferase? 
 Como funciona o sistema tmRNA?