Apostila de Fundamentos de Laboratório

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APOSTILA DE FUNDAMENTOS DE 
LABORATÓRIO 
 
 
 
 
AUTORES: 
 CLÁUDIA LOPES PENAFORTE 
DANIELLE NOGUEIRA DE ASSIS 
2ª edição 
Belo Horizonte 
2017 
 
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AULA 01 
 
NORMAS DE SEGURANÇA EM LABORATÓRIOS 
 
OBJETIVOS: 
No final da aula o aluno deverá: 
� Conhecer as normas de segurança; 
� Conhecer os tipos de resíduos de saúde; 
� Conhecer alguns conceitos básicos em laboratórios; 
� Conhecer sobre as normas dos laboratórios em saúde; 
� Conhecer as principais simbologias de rotulagem. 
 
BIOSSEGURANÇA 
A Biossegurança é o conjunto de procedimentos, ações, técnicas, metodologias, 
equipamentos e dispositivos capazes de eliminar ou minimizar riscos inerentes 
às atividades de pesquisa, produção, ensino, desenvolvimento tecnológico e 
prestação de serviços, que podem comprometer a saúde do homem, dos 
animais, do meio ambiente ou a qualidade dos trabalhadores desenvolvidos 
(TEIXEIRA; VALLE, 1996). 
As medidas de biossegurança devem ser adotadas por laboratórios e associada 
a um plano de educação, com base nas normas nacionais e internacionais de 
transporte, conservação e manipulação de micro-organismos patogênicos, 
garantindo assim a segurança e integridade vital dos funcionários. 
1. BOAS PRÁTICAS INDIVIDUAIS 
A norma ABNT (Associação Brasileira de Normas Técnicas) NBR 14785:2001 
trata dos requisitos de segurança em laboratórios clínicos aplicáveis a todo o 
território nacional. Com base nessas normas, recomendação as seguintes 
precauções: 
• Proibir alimentos, bebidas e fumo na área técnica do laboratório; 
• Armazenar alimentos ou bebidas exclusivamente em áreas de 
alimentação; 
 3 
• Não colocar na boca quaisquer materiais ou objetos empregados no 
ambiente de trabalho, tais como caneta, lápis, envelopes, etc. 
• Jamais pipetar com a boca; 
• Não fazer aplicação de cosméticos e maquiagens na área de coleta; 
• Prender, proteger os cabelos e barbas durante a jornada de trabalho; 
• Limpar e aparar as unhas e caso sejam utilizados esmaltes, preferir 
aqueles de cores claras; 
• Evitar o uso de correntes compridas no pescoço, brincos grandes ou 
braceletes soltos; 
• Lavar as mãos após o manuseio de qualquer material biológico. 
 
Os métodos de segurança que são utilizados durante a manipulação de 
materiais infecciosos dentro de laboratório, são descrito como “contenção”, 
tendo como objetivo principal a redução ou minimização de exposição a riscos 
dos profissionais que atuam no ambiente quanto aos que trabalham próximos 
seja na bancada ou com o que faz a limpeza do local. Para isso, torna-se 
necessária uma análise dos riscos e das atividades a serem desenvolvidas no 
espaço, isto é, os agentes químicos e biológicos a serem manipulados. Para tal 
são criados os mapas de riscos. O mapa de riscos é composto de círculos de 
variados tamanhos e cores diferentes que identificam os locais e os fatores de 
riscos associados a situações de risco em função da presença de agentes 
físicos, químicos, biológicos, ergonômicos e de acidentes. A seguir a Tabela 1 
apresenta os tipos de riscos e a cor associada a cada um, respectivamente. 
 
 
 
 
 
 
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Tabela 1: Classificação dos principais riscos ocupacionais, de acordo com a 
sua natureza e a padronização das cores correspondentes 
 
Na caracterização dos riscos, ainda podem ser evidenciados a intensidade do 
grau de risco por meio da utilização de círculos com diferentes tamanhos, como 
pode ser observado na Figura 1. 
Figura1 – Círculos evidenciando a intensidade dos riscos. 
 
Fonte: http://www.biotecnologia.com.br/revista/bio36/lab_36.pdf 
 
 
 
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2. EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI) 
O Equipamento de Proteção Individual - EPI é todo dispositivo ou produto, de 
uso individual utilizado pelo trabalhador, destinado a proteção contra riscos 
capazes de ameaçar a sua segurança e a sua saúde. 
São exemplos de EPI: 
• UNIFORMES: obrigatoriamente protegido com avental de mangas 
longas, fechado na frente e longo (abaixo dos joelhos). Utilizar o 
uniforme recomendado pelo empregador, na área de coleta. Na 
ausência de um uniforme padrão, é recomendável utilizar um jaleco de 
tecido lavável ou descartável, longo e de mangas compridas, que 
alcance o nível do joelho, o qual deverá ser sempre retirado ao sair da 
área de coleta do laboratório, não sendo correto o seu uso nas áreas 
de alimentação; 
• SAPATOS: exclusivamente fechados. Não deve ser permitido o uso 
de sandálias dentro de área hospitalar e laboratorial. 
• ROUPAS PROTETORAS: avental exclusivamente de manga longo, 
permanentemente fechado. Deve ser usado no interior do laboratório, e 
deve permanecer no vestuário técnico, não devendo ser usado em 
áreas públicas como: bares, lanchonetes, banco, etc. 
• ÓCULOS: devem ser usados para todas as áreas nas atividades de 
risco, como manipulação de produtos biológicos potencialmente 
contaminados, produtos químicos, além daquelas que portam risco de 
radiação e/ ou iluminação (uso de óculos especiais em presença de 
lâmpada U.V.). Existem diversos modelos de óculos de proteção e 
cada qual se adapta às atividades desenvolvidas: óculos de proteção 
contra radiação ultravioleta; óculos de proteção contra gases e 
vapores; óculos de proteção contra produtos químicos. 
• MÁSCARAS: devem ser usadas sempre que manipuladas 
substâncias químicas como alto teor de evaporação (além de serem 
manipuladas em capelas de exaustão), e em áreas de alta 
contaminação com produtos biológicos. As máscaras podem e devem 
ser usadas também no sentido de não contaminarmos o ambiente 
 6 
(isolamento reverso, centro cirúrgico, etc.). 
• LUVAS: obrigatórias na manipulação de qualquer material biológico, e 
com determinados produtos químicos. Devem ter formato anatômico, 
boa resistência e oferecer conforto e destreza ao usuário. A seguir 
estão alguns tipos de luvas e sua utilização: 
a) Luvas butílicas: Usadas no contato com cetonas e ésteres. 
b) Luvas de borracha natural (látex): Usadas para trabalhos gerais, 
manipulação de bases, alcoóis, soluções aquosas diluídas, 
aldeídos e cetonas. 
c) Luvas Kevlar® (marca registrada da DuPont): Fornecem proteção 
contra cortes, abrasão e calor. 
d) Luvas de Neoprene (borracha de policloropropeno): Excelentes 
para ácidos e álcalis. 
e) Luvas Nitrílicas: Resistentes a abrasão, perfuração e corte. 
f) Luvas de PVA (polivinilálcool): Resistentes a compostos orgânicos 
aromáticos, alifáticos, solventes clorados, ésteres e cetonas 
(exceto acetona). 
g) Luvas de PVC (cloreto de polivinila): Usadas no contato com bases 
e ácidos fortes, soluções aquosas, sais e alcoóis. Possui baixa 
resistência aos solventes. 
h) Luvas Spectra (fibra de vidro): Resistentes a abrasão e cortes. 
i) Luvas de vinil: Uma alternativa para os usuários alérgicos ao látex 
natural. 
j) Luvas Viton® (elastano fluorada - marca registrada da DuPont): 
Usadas no manuseio de aromáticos, solventes clorados, alifáticos 
e alcoóis. Não recomendadas para cetona, ésteres e aminas. 
 
Algumas informações adicionais: 
• Não se recomenda o uso dos equipamentos de proteção individual 
fora do perímetro onde seu uso está indicado; 
 7 
• Recomenda-se sempre a utilização de luvas durante o ato da coleta. As 
trocas necessitam ser efetuadas quando houver qualquer situação de 
contaminação com material biológico; 
• Sempre que necessário, lavar as mãos, e em seguida, colocar luvas 
novas; 
• Não manusear objetos de uso comum (telefone, maçanetas, copos, 
xícaras, etc) enquanto estiver usando luvas; 
• Nunca descartar as luvas nas lixeiras de uso administrativo; 
• Utilizar máscaras quando o ato da coleta do material biológico sugerir 
risco de contaminação pela formação de gotículas ou aerossóis; 
• Utilizar sapatos totalmentefechado em toda a área do laboratório. 
 
3. NÍVEIS DE BIOSSEGURANÇA (NB) 
Observando as diretrizes do Ministério da Saúde, foram determinados 4 níveis 
de biossegurança conforme os cuidados necessários para contenção do tipo 
de agente patológico: 
– NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA 1 - NB-1: necessário ao trabalho com os agentes 
biológicos da Classe de Risco I; recomenda-se utilização de equipamentos de 
proteção adequados e observação das Boas Práticas de Laboratórios e 
Clínicas da Escola da Saúde da UnP. 
– NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA 2 - NB-2: exigido para o desenvolvimento de 
trabalhos com agentes da Classe de Risco II; são aplicados a laboratórios 
clínicos e hospitalares de níveis primário de diagnósticos, onde, além da 
adoção das boas práticas, se faz necessária a contenção através de barreiras 
físicas primárias (EPIs e cabines de segurança biológica) e secundárias 
(projeção adequada do laboratório de acordo com a legislação vigente). 
– NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA 3 - NB-3: destinado ao trabalho com 
microorganismos da Classe de Risco III e grandes volumes e altas 
concentrações de agentes da Classe de Risco II; são exigidas medidas de 
contenção física primária e secundária, devendo o laboratório ser projetado e 
construído de forma especial para contenção de agentes de alto risco; deve 
ser mantido sob controle rígido de vigilância, inspeção e manutenção, e o 
 8 
corpo técnico deve receber treinamento específico sobre biossegurança e 
manipulação desses microorganismos. 
– NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA 4 - NB-4: nível de segurança máxima para 
desenvolvimento de trabalhos com agentes da Classe de Risco IV; essas 
unidades devem ser projetadas em áreas isoladas e funcionalmente 
independentes de outras áreas; requer todas as exigências já citadas além de 
procedimentos de segurança especiais. 
 
4. CLASSIFICAÇÃO DOS RESÍDUOS DE SAÚDE 
A RDC (Resolução da Diretoria Colegiada) ANVISA (Agências Nacional de 
vigilâncias Sanitária) n.306 de 7 de dezembro de 2004, no seu apêndice I, 
classifica os resíduos de saúde conforme segue: 
GRUPO A: resíduos com possível presença de agentes biológicos que, por 
suas características, podem apresentar risco de infecção; 
GRUPO B: resíduos contendo substâncias químicas que podem apresentar 
riscos à saúde pública ou ao meio ambiente, dependendo de suas 
características de inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade; 
GRUPO C: qualquer material resultante de atividades humanas que 
apresentem radionuclídeos em quantidades superiores aso limites de isenção 
especificados nas normas do CNEM (Comissão Nacional de Energia Nuclear) 
e para os quais a realização é imprópria ou não prevista; 
GRUPO D: resíduos que não apresentem riscos biológico, químico ou 
radiológico à saúde ou ao meio ambiente, podendo ser equiparados aso 
resíduos domiciliares; 
GRUPO E: material perfuro cortantes, tais como: agulhas, escalpes, ampolas 
de vidro, lâminas de bisturi, lancetas, tubos capilares, lâminas e lamínulas de 
vidro, utensílios de vidro quebrados no laboratório( pipetas, tubos de coleta, 
tubos de ensaio). 
 
 
 9 
NORMAS DE SEGURANÇA 
O manuseio de equipamentos e materiais em laboratórios sempre apresenta 
risco. A ocorrência de acidentes em laboratórios, infelizmente, não é rara. 
Com a finalidade de diminuir a frequencia e a gravidade desses eventos, 
torna-se imprescindível que durante os trabalhos se observe uma série de 
normas de segurança: 
1. O laboratório é um local de trabalho sério. Execute as tarefas com atenção, 
método e calma. 
2. Prepara-se antes da realização de cada aula, lendo os conceitos referentes ao 
assunto a ser abordado e a seguir leia o roteiro de prática. 
3. Faça apenas o que se é indicado nos roteiros de práticas. Não faça misturas de 
reagentes por sua própria iniciativa. Consulte o professor sempre que tiver 
dúvidas quanto ao uso de algum reagente. 
4. Use sempre um jaleco apropriado, calçados totalmente fechados e mantenha 
os cabelos sempre amarrados. 
5. Não se deve comer ou beber em um laboratório, pois há o risco de ingestão de 
substâncias tóxicas. 
6. Não se deve fumar em um laboratório, pois existe a possibilidade de provocar 
incêndio. 
7. Não trabalhe com material imperfeito. 
8. Se algum ácido ou qualquer outro produto químico for derramado, informe 
imediatamente ao professor. 
9. Evite o contato de qualquer substância com a pele (evite passar os dedos na 
boca, nariz, olhos e ouvidos). Se alguma substância cair em sua pele, lavar 
imediatamente com água em abundância. Seja particularmente cuidadoso 
quando for manipular substâncias corrosivas como ácidos e bases 
concentradas. 
10. Nunca tente sentir o sabor de algum produto químico ou solução. 
 10 
11. Quando for testar um produto químico pelo odor (ex. amônia) não coloque seu 
rosto diretamente sobre o recipiente que o contém. Você deverá, com sua 
mão, deslocar um pouco do vapor que se desprende do recipiente em direção 
ao seu nariz. 
12. Não deixe vidro quente em um local em que possam pegá-lo 
inadvertidamente. 
13. Só deixe sobre a mesa o bico de gás aceso quando estiver sendo utilizado. 
14. Tenha cuidado com os reagentes inflamáveis. Não os manipule na presença 
de fogo. 
15. Ao término dos trabalhos onde haja aquecimento, feche com cuidado as 
torneiras de gás a fim de evitar escapamento. 
16. Os tubos de ensaio contendo líquidos devem ser aquecidos pela parte do 
meio e não pelo fundo e utilize pinça de madeira para essa finalidade. 
Quando aquecer uma substância em um tubo de ensaio não volte a 
extremidade aberta do mesmo para si ou para qualquer pessoa próxima. 
17. Não jogue nenhum material sólido dentro da pia ou nos ralos e sim nos cestos 
de lixo. 
18. Todo o material líquido será descartado no refugo, nunca na pia. 
19. O material biológico deverá ser descartado em frascos destinados para o 
mesmo. 
20. O material perfuro-cortante e escarificantes como lâminas, lamínulas, 
vidrarias, seringas, bisturis, entre outros, devem ser descartados 
separadamente, no local de sua geração, imediatamente após o uso ou 
necessidade de descarte, em recipientes, rígidos, resistentes à punctura, 
ruptura e vazamento, com tampa, devidamente identificados. As agulhas 
descartáveis devem ser desprezadas juntamente com as seringas, quando 
descartáveis, sendo proibido reencapá-las ou proceder a sua retirada 
manualmente. 
 11 
21. Leia com atenção o rótulo do frasco do reagente antes de usá-lo a fim de 
certificar-se que está utilizando o frasco correto. Segure o frasco pelo lado 
que contém o rótulo, evitando assim que o reagente escorra sobre ele. 
22. Todos os experimentos que envolvem a liberação de gases ou vapores 
tóxicos devem ser realizados na capela química. 
23. Sempre que for diluir um ácido concentrado, adicione-o lentamente e sob 
agitação, sobre a água e nunca faça o contrário. 
24. Quando qualquer frasco de reagente for aberto, deve-se colocar sua tampa, 
sobre a mesa, virada para cima ou segurá-la entre os dedos a fim de se evitar 
contaminação. Após o uso, fechar novamente o frasco. 
25. Uma porção de qualquer reagente retirada do frasco estoque, jamais poderá 
retornar ao mesmo. O aluno deverá aprender a estimar a quantidade que 
necessita, para evitar desperdícios. 
26. No caso de reagentes sólidos, uma espátula deverá ser usada para retirar um 
reagente de um frasco e essa espátula não poderá ser utilizada para a 
manipulação de outro reagente, a não ser que a mesma seja devidamente 
lavada e seca. 
27. No caso de reagentes líquidos, não introduzir pipetas, conta-gotas, etc nos 
frascos que o contém. Verter o reagente líquido para um recipiente para que 
possa ser pipetado. 
28. Localize extintores de incêndio e familiarize-se com seu uso. 
29. Certifique-se do bom funcionamento dos chuveiros e lava olhosde 
emergência. 
30. Sempre que necessário, trabalhe com óculos de proteção. 
31. Dedique especial atenção a qualquer operação que necessite de 
aquecimento prolongado ou desenvolva grande quantidade de energia. 
 12 
32. Ao se retirar do laboratório, verifique se não há torneiras (água ou gás) 
abertas. Desligue todos os aparelhos, deixo o equipamento limpo e nos seus 
devidos lugares. 
33. Lave sempre as mãos. 
 
CONCEITOS BÁSICOS 
� AEROSSÓIS: solução coloidal em forma de gotas que se dispersam no ar; 
� AMOSTRAS BIOLÓGICAS: são materiais de origem humana ou animal (ex.: 
excrementos, secreções, sangue e derivados, tecidos e líquidos orgânicos) 
com fins experimentais ou diagnósticos; 
� ANTI-SÉPTICO: agente químico ou físico utilizado para desinfecção de tecido 
vivo, capaz de destruir ou inibir o crescimento de microorganismos na área 
aplicada; 
� DESCONTAMINAÇÃO: destruição ou remoção (total ou parcial) de 
microorganismos dos artigos e superfícies; 
� DESINFECÇÃO: destruição ou inibição do crescimento de microorganismos 
patógenos não esporulados ou em estado vegetativo, de superfícies; 
� EPI: Equipamento de Proteção Individual: luvas, máscaras, jalecos, óculos de 
proteção, aventais, botas ou outro tipo calçado apropriados, tocas, etc.; 
� EPC: Equipamentos de Proteção Coletiva: extintores, sinalização adequada 
(mapas de risco), chuveiros e lava-olhos, chuveiros contra-incêndio, capelas, 
manta ou cobertor, vaso de areia, etc.; 
� ESTERILIZAÇÃO: processo de destruição de todos os microorganismos, incluindo 
os esporos; 
� LIMPEZA: processo de remoção de sujidade; 
� MATERIAL BIOLÓGICO: todo material que contenha informação genética e seja 
capaz de auto-reprodução ou de ser reproduzido em um sistema biológico. 
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Inclui os organismos cultiváveis e agentes (entre eles bactérias, fungos 
filamentosos, leveduras e protozoários); as células humanas, animais e 
vegetais, as partes replicáveis destes organismos e células (bibliotecas 
genômicas, plasmídeos, vírus e fragmentos de DNA clonado), príons e os 
organismos ainda não cultivados; 
� PATOGENICIDADE: capacidade de um agente biológico causar doença em um 
hospedeiro suscetível; 
� RESÍDUOS HOSPITALARES: restos de material biológico que deve ser descartado 
em recipientes e locais apropriados para receber o lixo hospitalar; 
� SANITIZAÇÃO: processo destinado à redução da maioria das bactérias 
patogênicas presentes; 
� SUBSTÂNCIAS INFECTANTES: são apresentações que contêm microrganismos 
viáveis (tais como bactérias, vírus, riquétsias, parasitas, fungos ou 
microrganismos recombinantes, híbrido ou mutante) sabidamente capazes de 
provocar doença ao homem ou animais. 
 
ROTULAGEM – SIMBOLOGIA 
É necessário observar bem os rótulos dos produtos e manuais de 
equipamentos contidos nos laboratórios, antes de manipulá-los. Nos rótulos 
das substâncias químicas constam especificações sobre a composição e os 
perigos que estas podem oferecer. Muitas vezes, essas informações se 
apresentam simbolizadas, seguindo um padrão pré-estabelecido. A seguir, 
apresentam-se a simbologia padrão constante nesses produtos, a que estão 
associados e algumas precauções que devem ser adotadas para utilização e 
armazenamento dos mesmos. 
1. FACILMENTE INFLAMÁVEL (F) - Classificação: determinados peróxidos orgânicos; 
líquidos com pontos de inflamação inferior a 21ºC, substâncias sólidas que 
são fáceis de inflamar, de continuar queimando por si só; liberam substâncias 
facilmente inflamáveis por ação de umidade. - Precaução: evitar contato 
 14 
com o ar, a formação de misturas inflamáveis gás-ar e manter afastadas 
de fontes de ignição. 
2. EXTREMAMENTE INFLAMÁVEL (F +) - Classificação: líquidos com ponto de 
inflamabilidade inferior a 0ºC e o ponto máximo de ebulição 35ºC; gases, 
misturas de gases (que estão presentes em forma líquida) que com o ar e a 
pressão normal podem se inflamar facilmente. - Precauções: manter longe 
de chamas abertas e fontes de ignição. 
3. TÓXICOS (T) - Classificação: inalação, ingestão ou absorção através da pele, 
provoca danos à saúde na maior parte das vezes, muito graves ou mesmo 
letais. - Precaução: evitar qualquer contato com o corpo humano e 
observar cuidados especiais com produtos cancerígenos, teratogênicos 
ou mutagênicos. 
4. MUITO TÓXICO (T +) - Classificação: inalação, ingestão ou absorção através da 
pele, provoca danos à saúde na maior parte das vezes, muito graves ou 
mesmo letais. - Precaução: evitar qualquer contato com o corpo humano 
e observar cuidados especiais com produtos cancerígenos, 
teratogênicos ou mutagênicos. 
5. CORROSIVO (C) - Classificação: por contato, estes produtos químicos destroem 
o tecido vivo, bem como vestuário. - Precaução: não inalar os vapores e 
evitar o contato com a pele, os olhos e vestuário. 
6. OXIDANTE (O) - Classificação: substâncias comburentes podem inflamar 
substâncias combustíveis ou acelerar a propagação de incêndio. - 
Precaução: evitar qualquer contato com substâncias combustíveis. 
Perigo de incêndio. O incêndio pode ser favorecido dificultando a sua 
extinção. 
7. NOCIVO (Xn) - Classificação: em casos de intoxicação aguda (oral, dérmica ou 
por inalação), pode causar danos irreversíveis à saúde. - Precaução: evitar 
qualquer contato com o corpo humano, e observar cuidados especiais 
com produtos cancerígenos, teratogênicos ou mutagênicos. 
 15 
8. IRRITANTE (Xi) - Classificação: este símbolo indica substâncias que podem 
desenvolver uma ação irritante sobre a pele, os olhos e as vias respiratórias. - 
Precaução: não inalar os vapores e evitar o contato com a pele e os 
olhos. 
9. EXPLOSIVO (E) - Classificação: indica substâncias que podem explodir sob 
determinadas condições. - Precaução: evitar atrito, choque, fricção, 
formação de faísca e ação do calor. 
De acordo com a legislação de Biossegurança, são também utilizados 
símbolos, tais como representados na figura 2, designados como 
pictogramas. 
Figura 2. Pictogramas utilizados de acordo com a legislação de 
biossegurança 
 
Fonte: goo.gl/EzpGWG 
 
 
O diagrama de Hommel, mundialmente conhecido pelo código NFPA 704, mas 
também conhecido como diamante do perigo ou diamante de risco. É uma 
simbologia empregada pela Associação Nacional para Proteção contra Incêndios 
(em inglês: National Fire Protection Association), dos Estados Unidos da América. 
Nela, são utilizados quadrados que expressam tipos de risco em graus que variam 
 
 16 
de 0 a 4, cada qual especificado por uma cor (branco, azul, amarelo e vermelho), 
que representam, respectivamente, riscos específicos, risco à saúde, reatividade e 
inflamabilidade. 
Tabela 2- Diagrama de Hommel 
 
Quando utilizada na rotulagem de produtos, ela é de grande utilidade, pois permite 
num simples relance, que se tenha ideia sobre o risco representado pela substância 
ali contida ( figura 3 e 4). 
Figura 3- Classificação de riscos de produtos químicos 
 
 Fonte: goo.gl/aoPPhWcontent_copy 
 17 
 
Figura 4 – Pissetas mostrando a classificação de risco de acordo com o diagrama 
de Hommel 
 
 Fonte: goo.gl/tUQF2Ocontent_copy 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AULA 02 
NOÇÕES BÁSICAS DE PRIMEIROS SOCORROS NO LABORATÓRIO QUÍMICO 
 
INTRODUÇÃO 
Um laboratório pode ser uma das áreas de trabalho mais perigosas, especialmente 
quando não é tratado com cautela. Entretanto, caso tais acidentes aconteçam, o 
primeiro procedimento a se fazer é por em prática medidas, adequadas, que 
possam minimizar as conseqüências para o acidentado ou vítima, o que pode 
determinar, até mesmo, sua sobrevida. Essas condutas são os primeiros socorros, 
que devem ser tomados com segurança e rapidez, imediatamente após a 
ocorrênciade um acidente, com finalidade de preservar a vida, minimizar os efeitos 
da lesão e promover a recuperação de uma pessoa que se acidentou (vítima). 
Porém, nem todas as pessoas são aptas a prestá-los, pois nas diversas situações 
em que eles se dão pode haver excessiva ansiedade, susto, mal estar entre outros 
nos socorristas (indivíduos que prestam os primeiros socorros), comprometendo 
assim o atendimento. Com isso, recomenda-se treinamento periódico e atualizado, 
principalmente aos que convivem frequentemente nos laboratórios, como um fator 
de garantia do sucesso de desse procedimento, que precisa ser aplicado em casos 
específicos. Ademais, é de suma importância que haja nos laboratórios: números e 
endereços de serviços de resgate e emergência – como o do corpo de bombeiros, 
pronto-socorro, polícia, hospitais, médicos, além dos serviços de gás, eletricidade e 
água – para que outras decisões e tratamentos possam ser buscados, observando-
se que os primeiros socorros são serviços de caráter emergenciais. 
 
ACIDENTES NO LABORATÓRIO QUÍMICO 
Os acidentes mais comuns que podem ocorrer em um laboratório são vertigens, 
queimaduras, cortes, envenenamentos e substâncias químicas nos olhos. Alguns 
equipamentos devem estar facilmente acessíveis aos laboratórios como: extintor de 
incêndio; lava-olhos; chuveiros de emergência; caixa de primeiros socorros; 
lavatório para queimaduras de ácidos ou de álcalis. 
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Todos os acidentes de laboratório devem ser obrigatoriamente, comunicados aos 
responsáveis, quer tenham recebido tratamento especializado. Também é 
importante que a pessoa acidentada e remetida a tratamento especializado tenha 
um acompanhamento. Abaixo estão relacionados alguns lembretes importantes 
para auxiliar nos procedimentos de primeiros socorros: 
a) Evitar, sempre que possível tocar em ferimentos com as mãos e peças de 
roupas com resíduos corpóreos (sangue, vômito, entre outros); 
b) Em caso de desmaio, deitar o indivíduo de costas, com a cabeça mais baixa 
que o corpo, fazendo- o respirar amoníaco ou vinagre; 
c) Em caso de sinais de desmaio sentar o indivíduo e curvar sua cabeça entre 
as pernas, fazendo-o respirar profundamente; 
d) Em caso de hemorragias, fazer compressão do ferimento com gaze limpa e 
dependendo do local do ferimento, esta compressão poderá ser feita 
diretamente ou a certa distância do mesmo; 
e) Em caso de contato da pele com substâncias químicas promover uma 
lavagem abundante do local com água, caso o material seja com patível 
com a mesma; 
f) Em caso de queimaduras por contato ou respingos, providenciar a lavagem 
da área com água fria, por um período de pelo menos 15 minutos, 
encaminhando em seguida o acidentado ao socorro médico mais próximo. 
 
Abaixo estão dispostos alguns venenos usuais e os sinais ou sintomas 
induzidos por eles: 
 
• Ácidos e álcalis: queimam e corroem os tecidos em que entram em 
contato e, em casos extremos, podem fazer um orifício na parede 
estomacal. 
• Álcool: Atua como enérgico depressor do sistema nervoso central. 
• Cianeto: pode provocar o colapso da vítima. A morte é rápida em 
conseqüência da paralisia respiratória. Pode ser ingerido ou absorvido 
por um ferimento ou através da pele. É usado em certos formicidas. 
• Cianeto e monóxido de carbono: provoca a morte por asfixia em 
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virtude de combinação com o sistema carreador do oxigênio no sangue, 
o que impede a transferência do oxigênio para partes vitais do 
organismo humano. 
• Sulfeto de hidrogênio: gás inflamável e venenoso, com cheiro de “ovo 
estragado”; perceptível na diluição de 0,002 mg/l de ar. Muito perigoso 
por provocar o colapso, o coma e a morte em alguns segundos depois 
de apenas uma ou duas inspirações. É insidioso já que o olfato fica 
insensível ao seu cheiro depois de exposição prolongada. As 
concentrações mais baixas provocam irritação das mucosas, dor de 
cabeça, enjôo e fadiga. 
• Chumbo: o envenenamento agudo pelo chumbo pode provocar 
anorexia, vômitos, mal-estar, convulsões e injúria permanente no 
cérebro. Os casos crônicos evidenciam-se pela perda de peso, fraqueza 
e anemia. 
• Mercúrio: perigoso por ser razoavelmente volátil (pressão de vapor de 
0,002 mmHg a 25ºC) e facilmente assimiláveis pelas vias respiratórias, 
pela pele e pelo tubo digestivo. O envenenamento agudo pelo metal, ou 
seus sais provoca ferimentos na pele e nas mucosas, náusea aguda, 
vômitos, dores abdominais, diarréia sanguinolentas, lesões nos rins e 
morte num lapso de dez dias. O envenenamento crônico provoca 
inflamação da mucosa bucal e das gengivas, salivação abundante, 
queda dos dentes, lesões nos rins tremores musculares, espasmos, 
depressão e brutas alterações de personalidade, irritabilidade e 
nervosismo. Antídoto: dimercaprol (BAL: Britsh anti-lewisite). 
• Álcool metílico: Tem um efeito especifico de degeneração do nervo 
óptico que pode provocar lesão permanente e cegueira, mesmo quando 
a quantidade assimilada tiver sido pequena. 
• Fenilhidrazina: Provoca a hemólise dos eritrócitos. 
• Piretrina: Encontrado em certos inseticidas. Provoca hiperexcitabilidade, 
descoordenação e paralisia dos músculos e das ações respiratórias. 
• Nitrato de prata: O contato com a pele ou com as mucosas pode ser 
cáustico e irritante. A ingestão pode causar severa gastroenterite e até a 
morte. 
 21 
 
 PROCEDIMENTOS ESPECÍFICOS DE PRIMEIROS SOCORROS 
 
 VERTIGENS 
No estado de inconsciência, devem-se evitar aglomerações em torno do paciente, 
levá-lo para um lugar mais arejado e afrouxar sua roupa ao redor do pescoço. 
Deve-se deixá-lo sentado com a cabeça entre as pernas ou deitá-lo de costas com 
a cabeça mais baixa que o corpo. Não se deve administrar nada por via oral, sendo 
recomendável induzir uma inalação de amoníaco ou vinagre. Quando o paciente 
voltar a si, oferecer um estimulante, como café ou chá, por exemplo. 
 
 QUEIMADURAS 
As queimaduras podem ser provocadas por fontes produtoras de calor ou frio, 
substâncias químicas ácidas ou básicas e até mesmo por choques elétricos. A mais 
comum delas é queimadura pelo calor seco (fogo). São classificadas de acordo 
com a extensão e a profundidade em que acometem os tecidos do corpo. 
As queimaduras de primeiro grau geralmente são causadas por exposição ao sol e 
deixam a pele avermelhada. Esse tipo de queimadura atinge as camadas 
superficiais da pele, sendo geralmente seca ou com pequenas bolhas, com inchaço 
e dor. 
As queimaduras de segundo grau são causadas por exposição limitada a líquidos, 
fogo ou agentes químicos e deixam a pele rosada. Esse tipo de queimadura atinge 
camadas mais profundas, sendo caracterizadas pela presença de inúmeras bolhas 
com descamação e dor mais intensa. 
As queimaduras de terceiro grau são ocasionadas por exposição prolongada ao 
fogo, objetos quentes, agentes químicos ou por choque elétrico. São brancas e 
translúcidas. Esse tipo de queimadura atinge todas as camadas da pele, e ainda 
podem atingir tecidos adjacentes e nervos, sendo caracterizadas pela ausência de 
bolhas, trombose dos vasos superficiais e insensibilidade. 
Existem alguns procedimentos a serem adotados para cada tipo de queimadura no 
 22 
laboratório de química: 
a)- Queimaduras causadas por calor seco (chama e objetos aquecidos): 
No caso de queimaduras leves, aplicar pomada. No caso de queimaduras graves, 
elas devem ser cobertas com gaze esterilizada umedecida com solução aquosa de 
bicarbonato de sódio à 5% ou vaselina estéril. 
Se a queimadura for de pouca extensão, resfriar o local com água fria 
imediatamente, antes de aplicar a pomada ou a gaze. Se a queimadura for extensa 
ou de 3º grau, procurar um médico imediatamente. 
 
b)- Queimaduras por ácidos: 
Lavar imediatamente o local com água em abundância, durante cerca de cinco 
minutos.Em seguida, lavar com solução saturada de bicarbonato de sódio e 
novamente com água e secar a pele. 
 
Se os olhos forem atingidos, lavar com bicarbonato de sódio a 1%, se o ácido for 
diluído; se for concentrado, lavar primeiro com água por 15 minutos, depois com a 
solução de bicarbonato de sódio.Procurar o médico imediatamente. 
 
c)- Queimaduras por álcalis: 
Lavar a região atingida imediatamente com bastante água durante cinco minutos. 
Tratar com solução de ácido acético 1% e novamente lavar com água e secar a 
pele. 
 
Se os olhos forem atingidos, lavar com ácido bórico a 1%, para álcalis diluídos e 
água seguida de solução de ácido bórico a 1%para álcalis concentrados. Procurar o 
médico imediatamente. 
 
CONTATO COM REAGENTES 
a) Contato de reagentes com olhos: 
No caso de contato de um produto químico com os olhos, boca ou pele, lavar 
 23 
abundantemente com água. A seguir, procurar o tratamento específico para cada 
caso. 
b) Contato de reagentes com a pele: 
Se algum ácido ou produto químico for derramado, lavar olocal imediatamente. 
c) Corpos estranhos nos olhos: 
Com muito cuidado lavar os olhos abundantemente com água limpa e após manter a 
pálpebra fechada. 
 
CORTES E FERIMENTOS 
a)- Cortes Pequenos: 
Deixar sangrar por alguns segundos, verificar se há ainda fragmentos de vidro, 
desinfetar o local e colocar atadura. 
b)- Cortes Maiores: 
Desinfetar e procurar estancar o sangue, fazendo pressão logo acima do corte, no 
máximo cinco minutos, se necessário,procurar um médico. 
c)-Fragmentos de vidro nos olhos: 
Remover os pedaços maiores com todo o cuidado possível, usando pinça ou 
lavando o olho com água. Chamar imediatamente um médico. 
 
INTOXICAÇÃO POR GASES 
A inalação de gases asfixiantes químicos impede a obtenção de oxigênio do ar 
atmosférico, ou ainda, a utilização do O2 pelos tecidos. Os mais conhecidos são o 
monóxido de carbono (CO) e o cianeto (CN). 
 
O CO é um gás inodoro, incolor, insípido, mais leve que o ar e produzido pela 
combustão incompleta de material orgânico (petróleo, gás natural, explosivos, 
madeira e carvão). Ele promove a asfixia por reduzir a capacidade da hemoglobina 
de transportar o O2 através da formação da carboxihemoglobina. Os sintomas 
dessa intoxicação são cefaléia, tontura, confusão mental, náuseas, vômitos, 
choque, coma e morte, de acordo com a quantidade de CO inalado. 
 
O CN tem a propriedade tóxica de inibir as enzimas da cadeia respiratória, o que 
 24 
impede a utilização do oxigênio pelas células, com consequente asfixia 
 
Quando ocorrer a inalação de gases tóxicos no laboratório, deve-se remover a 
vítima para um ambiente arejado, deixando-a descansar e afrouxar as roupas que 
cobre a região do pescoço e do tórax. 
 
INGESTÃO DE SUBSTÂNCIAS TÓXICAS. 
Se houver ingestão de substâncias tóxicas no laboratório em quantidade pouco 
significante ou de uma substância de baixa toxicidade, a conduta indicada é de não 
se tentar a retirada da mesma. Estudos controlados têm demonstrado que na 
grande maioria das situações, a tentativa de se retirar o tóxico pode ser prejudicial 
ao paciente. 
 
Administrar uma colher de sopa de antídoto universal, que é constituído de: duas 
partes de carvão ativado, uma de dióxido de magnésio e uma de ácido tânico. 
 
INCÊNDIOS 
Além de materiais usualmente inflamáveis (madeira, cortiça, gás, o próprio 
vestuário, cabelos) todo laboratório contém solventes altamente inflamáveis (éter, 
acetona, álcool, benzeno e outros). 
Em caso de incêndio: 
a) Se for um acidente de pequenas proporções, abafar imediatamente com uma 
toalha; 
b) Fechar os bicos de gás e desligar aparelhos elétricos das proximidades; 
c) Apagar o fogo com extintor de incêndio; 
d) Colocar-se em segurança. 
 
 
 
 
 25 
AULA 03 
RECONHECIMENTO DE VIDRARIA E MATERIAL UTILIZADOS EM LABORATÓRIO 
OBJETIVOS: 
� Reconhecer a vidraria utilizada em laboratórios; 
� Reconhecer alguns equipamentos utilizados em laboratórios. 
� 
• VIDRARIAS, INSTRUMENTOS E ACESSÓRIOS UTILIZADOS EM LABORATÓRIO 
Tubo de ensaio: utilizado principalmente para efetuar reações químicas em 
pequena escala. Pode ser aquecido, com cuidado, diretamente sobre a 
chama do bico de Bunsen, sempre sob agitação. 
 
Estante para tubos de ensaio: confeccionado em madeira ou metal 
(aço inox, alumínio, etc.), usado como suporte para tubos de ensaio. 
Possui diferentes diâmetros e alturas para diferentes espessuras e 
comprimento de tubos. Pode ser levada à estufa e, em alguns casos à 
Câmara fria. 
Béquer: recipiente com ou sem graduação, utilizado para dissolver 
substâncias, efetuar reações, aquecer líquidos, efetuar pesagens, deixar 
substâncias em repouso, etc. Pode ser aquecido sobre tripé e tela de 
amianto. 
 Erlenmeyer: utilizado para dissolver substâncias, fazer titulações, aquecer 
líquidos. Pode ser aquecido sobre tripé e tela de amianto. 
 
 Proveta ou cilindro graduado: usado pra medidas aproximadas de 
volumes de líquidos. Não pode ser aquecido. 
 
 26 
Pipetas manuais: recipientes calibrados utilizados para medida precisa de 
volumes de líquidos. Existem dois tipos: a) graduadas – escoa volumes 
variados de líquidos; b) volumétrica – escoa volumes fixos de líquidos. Não 
podem ser aquecidas. 
 
Pipetas de Pasteur: recipiente utilizado para efetuar a transferência de 
pequenas quantidades de líquidos. Possui apenas abertura inferior e conta 
com um balão que expulsa o ar quando pressionado. 
 
Pipetas automáticas ou eletrônicas: recipiente que possibilita uma medição 
de líquidos de forma muito precisa. As pontas das pipetas eletrônicas são 
descartáveis, o que evita a contaminação. Podem ser do tipo monocanal 
(apenas uma ponteira) ou multicanal (com diversas ponteiras) 
 
Bureta: equipamento calibrado para medida precisa de volume de líquidos. 
Permite o escoamento do líquido e é muito utilizada em titulações. Trata-se de 
um tubo cilíndrico e graduado que possui uma torneira em uma extremidade. 
Tal torneira permite controlar a vazão de saída com absoluto rigor e precisão. 
 
Balão volumétrico: recipiente de fundo chato, calibrado, de precisão, 
destinado a conter um determinado volume de liquido, a uma dada 
temperatura (20°C), podendo ser utilizado sem erro aplicável a temperaturas 
mais ou menos 8°C acima ou abaixo da indicada. É utilizado no preparo de 
soluções de concentrações definidas. Possui o traço de aferição situado no 
gargalo do balão. 
 
Balão de fundo chato e de fundo redondo: utilizados para aquecer 
líquidos e fazer reações com desprendimentos gasosos. Podem ser 
 27 
aquecidos sobre o tripé e tela de amianto. 
 
Kitassato: recipiente que apresenta uma saída lateral; é usado em filtração à 
vácuo. 
 
Funil de separação ou de decantação: utilizados para separação de líquidos 
imiscíveis. 
 
Funil de vidro: utilizado para transferência de líquidos ou filtrações simples. 
 
Funil de Büchner: funil de porcelana, utilizado em filtração em vácuo, 
devendo ser acoplado a um Kitassato. Sobre a placa perfurada deve ser 
colocado um papel de filtro de diâmetro menor que o da placa. 
 
Dessecador: utilizado para o armazenamento e resfriamento de sustâncias 
quando se necessita de uma atmosfera com baixo índice de umidade. 
Também pode ser utilizado para manter substâncias sob pressão reduzida. 
 
Condensadores: usados para condensar os vapores das destilações e nos 
aquecimentos sob refluxo. 
 
Vidro de relógio: utilizado para cobrir béqueres, pesar sólidos e evaporar 
líquidos. 
 
 28 
Bastão de vidro ou baqueta: cilindro maciço de vidro, usado para agitar e 
facilitar as dissoluções, na transferência de líquido, auxilia nas filtrações, 
etc. 
 
Almofariz (gral) e pistilo: utilizados na pulverizaçãoe trituração de sólidos. 
 
Suporte Universal: serve para a montagem e sustentação de aparelhos de 
laboratório. 
 
Anel ou argola: serve para a montagem e sustentação de aparelhos de 
laboratório. 
 
 
 Garras: são usadas na sustentação de várias peças, tais como funil, bureta, 
etc. 
 
 Tripé: usado para sustentar a tela de amianto. 
 
 
 Tela de amianto: tela metálica, contendo amianto, utilizada para distribuir 
uniformemente o calor durante o aquecimento de recipientes de vidro à 
chama do bico de gás. 
 
Espátulas e colheres: usadas para transferir substâncias sólidas. Podem 
ser de porcelana, aço inoxidável e níquel. 
 29 
 
Pinça metálica: usada para segurar objetos aquecidos. 
 
Pinça de madeira: usada para segurar tubos de ensaio durante o 
aquecimento no bico de gás. 
 
Bico de gás (Bunsen): fonte de calor destinado ao aquecimento de materiais 
não inflamáveis. No caso de materiais inflamáveis utiliza-se a manta elétrica. 
 
Pisseta ou garrafa lavadoura: recipiente que contém geralmente água 
destilada. 
 
Termômetro: utilizado para medida de temperaturas em sistemas 
reacionais. 
 
Cápsula de porcelana: usada para a concentração e secagem de soluções; 
serve para efetuar evaporação de líquidos, dissolução à quente, calcinação, 
secagem e aquecimento. 
 
Cadinho: Usado para a calcinação de substâncias (aquecimento a altas 
temperaturas). 
 
• EQUIPAMENTOS UTILIZADOS EM LABORATÓRIO 
Autoclave: utilizado para esterilizar objetos através de calor úmido (vapor) 
combinado com pressão 
Balança: Instrumento para determinação de massa (pesagem). 
 30 
Banho-maria: usado para banho de aquecimento. Geralmente é equipado 
com um termostato. 
Bomba de vácuo: utilizada para acelerar as filtrações realizadas sobre 
vácuo. 
Capela de Fluxo laminar: equipamento projetado para criar áreas de 
trabalho estéreis para a manipulação de materiais biológicos ou estéreis que 
não possam sofrer contaminação do meio ambiente, garantido a segurança 
da manipulação e do operador. 
Capela química ou de exaustão: É um equipamento utilizado para realizar 
trabalhos em materiais no qual produzem vapores tóxicos e nocivos a saúde. 
Centrífuga: usadas para acelerar a sedimentação. 
Espectrofotômetro: instrumento de análise capaz de medir e comparar a 
quantidade de luz (radiação eletromagnética) absorvida, transmitida ou 
refletida por uma determinada amostra. 
Estufas: aparelhos elétricos, controlados por termostatos, que permitem 
temperatura de 40 a 300°C. São empregadas também na secagemde 
material. 
Manta de aquecimento: é utilizada para aquecimento controlado. 
Microscópio óptico: equipamento utilizado para ampliar uma imagem que 
não pode ser vista a olho nu. 
Mufla ou forno: produz altas temperaturas. Alcança até 1.500 °C. 
Placa de aquecimento: fonte de aquecimento para sistemas reacionais 
diversos, geralmente vem com sistema de agitação magnética. 
Potenciômetro ou pHmetro: é um aparelho usado para medição de pH. 
OBS: LIMPEZA 
� É importante que o usuário do laboratório habitue-se a limpar o material de 
vidro logo após o término do experimento, enquanto a natureza do resíduo é 
conhecida. O material de vidro após o uso deve ser lavado com água e 
 31 
detergente com o auxílio de uma escova. Depois de bem enxaguado com 
água da torneira, enxaguar três vezes com água destilada ou deionizada. 
Depois de lavado, o vidro deve permitir o escoamento de água sobre sua 
superfície, sem formar gotas, que indicam a presença de matéria gordurosa. 
� Antes de ligar um equipamento a uma fonte de energia, observar a voltagem do 
mesmo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 32 
AULA 04 
MANUSEIO DE RECIPIENTES VOLUMÉTRICOS 
Objetivos: 
� Reconhecer a importância das medidas em química. 
� Usar corretamente provetas, buretas, balão volumétrico. 
� Listar cuidados com os diversos tipos de recipientes volumétricos. 
 
A medida correta de volume é fundamental para o sucesso do trabalho no 
laboratório. Para a medida de volumes, a dois tipos de instrumentos 
graduados e aferidos. Os aferidos medem um único volume e são em geral 
mais precisos. Os graduados, porém, permitem medir vários volumes, e um 
deles, a bureta é de alta precisão. De um modo geral, para medidas 
aproximadas de volumes de líquidos, usam-se provetas, enquanto, para 
medidas precisas, usam-se pipetas, buretas e balões volumétricos, que 
constituem o chamado material volumétrico. Os aparelhos volumétricos são 
calibrados pelo fabricante e a temperatura de calibração é 20°C. 
 
O volume é a medida da capacidade de um recipiente em conter um 
determinado líquido. A sua unidade padrão de medida é o litro. O litro é uma 
unidade de medida de volume que está veiculada diretamente ao sistema 
métrico decimal e, por tanto, obedecendo aos seus padrões. É simbolizado 
pela letra L. Cada Litro corresponde a 1 decímetro cúbico (1 dm3). Em 
referência ao litro de água, corresponde a aproximadamente 01 quilograma 
da substância medida. 
 
Pode-se observar que cada unidade de volume é dez vezes maior que a 
unidade imediatamente inferior. Assim podem-se transformar as unidades 
multiplicando ou dividindo por 10. Nas técnicas laboratoriais, os menores 
 33 
volumes são os mais utilizados e estão na ordem de mililitros (mL) e 
microlitros (µL). 
1 mL = 1000 µL 
 
A medida de volume do líquido é feita, comparando o nível do mesmo, com os 
traços marcados na parede do recipiente. A leitura do nível para líquidos 
transparentes deve ser feita na parte inferior do menisco, estando a linha de 
visão do operador, perpendicular à escala graduada (figura 5), para evitar erro 
de paralaxe (erro que ocorre pela observação errada na escala de graduação 
causada por um desvio óptico causado pelo ângulo de visão do observador). 
 
Figura 5. Realização da leitura em aparelhos volumétricos 
 
 
Fonte: COMPRI-NARDY et al., 2009. 
 
 
As medidas de volumes de líquidos com qualquer dos referidos aparelhos 
estão sujeita a uma série de erros. Os erros mais comuns são: 
� Medir volumes de soluções quentes; 
� Uso de material inadequado para medir volumes; 
� Uso de material molhado ou sujo; 
� Formação de bolhas nos recipientes; 
� Controle indevido na velocidade de escoamento. 
 
� Ao final de cada aula, as vidrarias utilizadas durante o trabalho de 
laboratório devem ser esvaziadas e enxaguadas antes de serem 
enviadas para limpeza. 
 34 
� Entregar ao técnico ou responsável as vidrarias trincadas, lascadas ou 
quebradas 
 
MANIPULAÇÃO DA PROVETA 
a) Para realizar a medida nesse aparelho, deve-se utilizar a proveta com a 
capacidade total mais próxima do volume a ser medido. 
b) Utilizar na forma vertical e para aferição elevar o menisco até a altura dos 
olhos; 
b) Para esvaziar o líquido, vertê-lo, vagarosamente (pode-se usar um bastão 
de vidro para o bom escoamento, evitando-se que haja o completo 
escoamento. 
c) Medir 23 ml de água destilada em uma proveta de 50ml. 
 
MANIPULAÇÃO DO BALÃO VOLUMÉTRICO 
a) Trabalhar com o mesmo na posição vertical; 
b) Fazer uso de um funil ou um bastão de vidro, para colocar o líquido no 
balão, o que será feito em etapas, sendo que a cada uma deve-se agitar 
(homogeneizar) a solução. Isto se consegue através de movimentos 
circulares lentos com o balão; uma das mãos deverá segurar o gargalo e a 
outra, a parte inferior do mesmo; 
c) Colocar o balão sobre a bancada e acertar o menisco com o traço de 
aferição. Após isto, colocar a tampa e fazer total homogeneização com 
movimentos lentos, no sentido de rotação. 
d) Medir 100 ml em um balão volumétrico. 
 
 MANIPULAÇÃO DA BURETA 
a) Fixar a bureta, limpa e vazia, num suporte na posiçãovertical; 
b) Agitar o recipiente que contém o reagente antes de usá-lo, pois não é raro 
haver, na parte superior do mesmo, gotas de água condensada; 
c) Colocar um becker ou um erlenmeyer sob a torneira; 
d) Lavar a bureta duas vezes com porções de cinco ml do reagente em 
questão, que são adicionadas por meio de um funil; cada porção é deixada 
escoar completamente antes da adição da seguinte; 
 35 
e) Fechar a torneira e encher a bureta até um pouco acima do zero da escala 
e remover o funil; 
f) Segurar a torneira com a mão esquerda e com o auxílio dos dedos polegar, 
médio e indicador abrir a torneira para retirar todo o ar contido entre a mesma 
e a extremidade inferior da bureta e encher esta região. Encher a bureta 
novamente, se necessário, e acertar o menisco com o traço de aferição que 
fica na parte superior da mesma. Observação: a torneira de uma bureta deve 
ser levemente lubrificada para que possa ser manipulada com mais facilidade. 
Serve para este fim uma mistura de partes iguais de vaselina e cera de 
abelhas; misturas especiais são encontradas no comércio. 
g) Transferir sucessivamente alíquotas de 1,00 – 2,50 – 5,6 – 10,38 ml para 
tubos de ensaio. Fazer as leituras à altura dos olhos. 
h) Encher a bureta novamente e acertar o menisco com o traço de aferição 
que fica na parte superior da mesma. 
i) Transferir 20 mL de água da bureta, diretamente para uma proveta de 50 
ml. 
j) Confrontar o volume transferido da bureta (20,00 mL) com o marcado na 
proveta. Registrar. 
 
Exercícios: 
1- O que significa a inscrição 20oC presente em vidrarias para medidas de 
volume? 
2- Qual o material mais indicado para: 
a- Preparar soluções: 
b- Medir 20 ml de solução ácida: 
3- O que significa a inscrição +- 5% presente em algumas vidrarias? 
4- Esquematize em desenho e conceitue: 
a- Menisco superior: 
b- Menisco inferior: 
 
 
 
 36 
AULA 05 
RECONHECIMENTO DE PIPETAS E TÉCNICAS DE PIPETAGEM 
 
As pipetas são instrumentos de medição e transferência rigorosa de 
volumes líquidos. Apresentam boa precisao em relação os demais 
instrumentos utilizados no laboratório para medir volumes. 
Há três tipos principais pipetas: 
PIPETAS GRADUADAS: possuem uma escala para medir volumes 
variáveis. Corresponde a um tubo graduado uniformemente em seu 
comprimento. Sua capacidade total é fracionada e dividida em décimos, 
centésimos ou milésimos. 
Sua capacidade total e o tipo de fracionamento estão informados na 
pipeta. Por exemplo, uma pipeta de 2ml fracionada em décimos é descrita 
como uma pipeta de 2ml 1/10. Significa que a maior medida efetuada por esta 
pipeta é de 2ml e a menor de 0,1 ml (1/10). Já a pipeta de 2ml fracionada em 
centésimos é descrita como pipeta de 2ml 1/100. Significa que a maior media 
efetuada por esta pipeta é de 2ml e a menor de 0,01ml (1/100). 
 A tabela abaixo mostra as principais pipetas graduadas de acordo com sua 
capacidade total e o tipo de graduação (fracionamento) de cada uma delas: 
Tabela 3 – Capacidade e tipo de graduação de pipetas graduadas utilizadas em 
laboratórios. 
PIPETAS GRADUADAS FREQUENTEMENTE UTILIZADAS NO 
LABORATÓRIO 
Capacidade Total Tipo de Graduação 
10ml 1/10 
5ml 1/10 
2ml 1/10 e 1/100 
1ml 1/10 e 1/100 
 
Assim como na proveta, deve-se utilizar pipetas graduadas com a 
capacidade total mais próxima do volume a ser medido. 
 Durante a pipetagem, forma-se um menisco na parte superior da pipeta, 
onde termina o líquido contido na mesma. A observação do menisco é 
 37 
fundamental para uma pipetagem bem feita. Assim, para líquidos incolores ou 
corados com transparência, lê-se o nível do líquido na superfície curva que 
denominamos menisco inferior. Para líquidos coloridos sem transparência lê-
se o nível do líquido na superfície plana que denominamos menisco superior. 
 
PIPETAS VOLUMÉTRICAS: possuem apenas um traço final, para indicar o 
volume fixo e final indicado por ela, sendo estas mais rigorosas que as 
graduadas. É constituída por um tubo de vidro com um bulbo na parte central. 
O traço de referência é gravado na parte do tubo acima do bulbo. É usada 
para medir volumes de líquidos com elevada precisão. Não deve ser 
aquecida. 
• MANIPULAÇÃO DA PIPETA GRADUADA OU VOLUMÉTRICA: 
A pipetagem de um líquido (ou de uma solução) deverá ser metódica e 
cuidadosa. 
a) Conectar a pipeta uma pera de pipetagem ou um pipetador. 
b) Colocar uma porção do líquido a ser pipetado em um recipiente (ex. 
béquer). 
c) Levar a pipeta até próximo do fundo do recipiente que contém o líquido (ou 
a solução), tomando o cuidado de não bater a parte inferior da pipeta no 
fundo do mesmo; 
d) Fazer a sucção na parte superior da pipeta até notar que o líquido subiu um 
pouco acima do traço de aferição (fazer este passo devagar para não ir 
líquido à pera ou ao pipetador); 
e) Segurar o recipiente que contém o líquido (ou a solução) com a outra mão, 
de modo que a parte inferior da pipeta toque a sua parede lateral e elevar a 
pipeta até que o traço de aferição coincida com a altura dos olhos; (deixe 
escoar o líquido do interior da mesma até se conseguir aferição). 
f) Levar a pipeta até o recipiente de destino e deixar escoar através da 
parede lateral do mesmo, até a medida desejada. Cuidado, pois se esse 
recipiente já contém outro líquido não deixe que a pipeta encoste-se ao 
líquido já existente. 
g) Caso reste algum líquido dentro da pipeta, retorne esse líquido ao 
recipiente anterior. 
 38 
 
PIPETAS AUTOMÁTICAS OU MICROPIPETAS: A pipeta automática é um aparato 
composto de uma parte fixa, contendo todos os dispositivos para seu 
funcionamento, à qual se adapta uma ponteira removível (tip), normalmente 
de plástico. A parte fixa apresenta um pistão de aço inoxidável capaz de 
mover-se dentro de um cilindro. O movimento apropriado cria vácuo, fazendo 
com que o líquido em contato com a ponteira seja aspirado para dentro do 
cilindro, ocupando o volume antes ocupado pelo ar. A alta exatidão indica que 
as pipetas automáticas dispensam volumes bastante aproximados do volume 
indicado no equipamento. A precisão está relacionada à reprodutibilidade de 
mensurações individuais de um mesmo volume, e também pode ser expressa 
como um desvio padrão. 
 
Quadro 1- Lista de pipetas e volume medido pelas diferentes pipetas 
 
fonte: http://labiq.iq.usp.br/ 
 
Para utilizar estas pipetas é necessário uma ponteira, de maneira que o 
líquido aspirado por elas não entra ou não deve entrar no corpo principal da 
micropipeta, sob risco de adulterá-la e descalibrá-la. 
• MANIPULAÇÃO DE PIPETAS AUTOMÁTICAS: 
Para a obtenção de resultados corretos é necessário selecionar a pipeta 
certa. O volume a ser transferido deve estar dentro da faixa de volume 
recomendada para a pipeta. Selecionada a pipeta adequada, é necessário 
ajustar o volume de interesse. Para isso, pegue a pipeta com uma das mãos e 
gire o botão de ajuste com a outra mão até chegar ao volume desejado. 
Existe um anel no meio do botão que bloqueia o volume (figura 6). Para o 
ajuste fino do volume é necessário girar o botão 1/3 acima do volume 
desejado e voltar lentamente para a configuração exata. Isso aumenta a 
 39 
precisão da medida. Faça isso com todas as pipetas disponibilizadas na 
bancada do laboratório. Preste atenção ao volume medido em cada 
pipetagem. 
 
 
Figura 6- Partes da pipeta automáticas 
 
 
 
O visor indicador de volume geralmente tem três dígitos e é lido na direção do 
botão de pipetagem para a base (onde se encaixa a ponteira; figura 7). Os 
três dígitos indicam o volume em microlitros e podem ser coloridos em preto 
ou vermelho. Se houver esta distinção de cores, os dígitos pretos indicam 
volumes inteiros e os vermelhos, indicam frações. Os algarismos significativos 
variam de pipeta para pipeta e são, via de regra, 0,05%do volume máximo da 
pipeta. Por exemplo, a P-20 chega a 0,01µL e a P-200 a 0,1 µL. 
 
 
 40 
Figura 7 - Alinhamento correto do visor da pipeta automática 
 
fonte: http://www.ufscar.br/ 
 
 
 
Depois de ajustado o volume, coloque a ponteira na pipeta de forma que fique 
bem presa (figura 8). 
Figura 8 – Forma de encaixe correto da ponteira na pipeta automática 
 
fonte: http://www.ufscar.br/ 
 
Para pipetar, aperte o botão de pipetagem até sentir o primeiro ponto de 
resistência. Leve a pipeta com o botão apertado até o recipiente contendo o 
líquido a ser transferido. Com a pipeta na posição vertical, faça a ponteira 
imergir de 1 a 6 mm abaixo da superfície do líquido. Para fazer o líquido subir 
 41 
na ponteira, volte lentamente o botão para a posição inicial. Espere alguns 
segundo até que o líquido ocupe todo o volume. Retire a ponteira do líquido. 
Se ficarem algumas gotas do lado de fora da ponteira, passe cuidadosamente 
a ponteira no tubo de onde retirou o líquido para que o mesmo fique no local 
de origem ou passe um papel no entorno sem encostar-se à abertura da 
ponteira (figura 9). 
Figura 9 – Procedimento de pipetagem 
 
fonte: http://www.ufscar.br/ 
 
 
Logo após o uso, as ponteiras são descartadas em recipiente 
apropriado. 
Para uma pipetagem correta, deve-se observar: 
• Trocar a ponteira antes de aspirar líquido, amostra ou reagente 
diferente; 
• Pressione e solte o botão de modo lento e constante; 
• NUNCA pipete líquidos onde T > 70°C ou T < 4 °C; 
• NUNCA vire a pipeta de cabeça para baixo ; 
• NUNCA deite a pipeta enquanto houver líquido na ponteira; 
• NUNCA utilize graxa ou silicone no pistão ou selos; 
 42 
• NUNCA tente ajustar o volume acima da especificação. 
 
2 Objetivos: 
- Reconhecer e diferenciar as pipetas graduadas, volumétricas e 
automáticas; 
- Manusear corretamente pipetas graduadas, volumétricas e automáticas; 
- Responder às questões propostas para a avaliação da aula prática. 
 
3 .Material: 
- Pipetas graduadas de 10mL, 5mL, 2mL in 1/10, 2mL in 1/100, 1mL in 
1/100; pipetadores azuis e verdes, pipetas automáticas de voumes 
variáveis : 10µL, 20µL, 50µL, 100µL e 500µL,1000µL ponteiras, tubos de 
ensaio, descarte; 
- Líquidos corados. 
 
4. Procedimento: 
1a. Parte: 
1- Observe atentamente todas as pipetas dispostas sobre a mesa. 
Observe as inscrições existentes. 
2- Coloque as pipetas graduadas em ordem crescente de capacidade 
total, anote esta ordem. 
3- Separe as pipetas graduadas de acordo com a divisão da escala. 
Quais são divididas em: 
• Décimos: 
• Centésimos: 
 
4- Compare as escalas de uma pipeta de 2ml in 1/10 e uma de 2ml in 
1/100. Quais as observações que podem ser feitas? 
 
 
 
 43 
 
5- Quantas unidades de graduação encontraram nas pipetas de: 
a)- 10ml in 1/10 d)- 5ml in 1/10 
b)- 2ml in 1/10 e)- 2ml in 1/100 
c)- 1ml in 1/10 f)- 1ml in 1/100 
 
6- Qual a pipeta graduada deverá ser usada para medir os seguintes 
volumes: 
0,05ml; 0,20ml; 0,65ml; 0,7ml; 1,50ml e 1,75ml. 
 
7- Observe as pipetas automáticas dispostas sobre a mesa e indique a 
capacidade de cada uma. 
 
8- Aperte uma pipeta automática e observe os dois estágios que ela 
apresenta. Para que serve o primeiro estágio? E o segundo estágio? 
 
 
 
 
9- Qual o material mais indicado para: 
a-Transferir 2,5 ml de um reagente para um tubo de ensaio: 
b-Medir 20 µl de sangue: 
 
2a. Parte: 
 Efetuar as seguintes pipetagens: 
1- Numere dois tubos de ensaio: 01 e 02. 
2- Observe a escala da pipeta de 2ml in 1/100. Aspire a solução corada 
até a indicação de 0,65 da escala graduada e despreze o líquido em 
um tubo de ensaio número 01. Quantos ml de solução foram na 
verdade desprezados no tubo de ensaio? 
3- Utilizando uma pipeta de 1ml in 1/100, meça um volume de 0,75ml e 
despreze no tubo de ensaio número 02. Em que parte da escala 
 44 
graduada a solução deverá chegar para que a pipeta contenha então 
os 0,75ml? 
4- Utilizando uma pipeta automática pipete os seguintes volumes: 5µl; 
13,5µl; 35µl; 98,3µl; 602µl;1000µl; 
 
Avaliação Final da Aula Prática 
1- Que diferenças existem entre as pipetas graduadas, volumétricas e 
automáticas? 
2- Quais foram as principais dificuldades encontradas nas técnicas de 
pipetagem apresentadas? 
3- Quais os principais cuidados a serem observados durante a utilização de 
pipetas graduadas? 
4- Quais os principais cuidados a serem observados durante a utilização de 
pipetas automáticas? 
5- Identifique as pipetas correspondentes: 
a- Mede pequenos volumes fixos da ordem de microlitros: 
b- Mede volumes fracionados; 
c- Mede apenas aquele volume que corresponde à capacidade máxima da 
pipeta: 
d- Não é medida em volume, mas em milímetros: 
e- Podem ser lavadas com água: 
f- Nunca deve ser lavada: 
g- Usada para medir 5 ml exatos: 
h- Medir 50 µl: 
 
EXERCÍCIOS 
 
1- Faça as conversões abaixo: 
a- 0,325 l = ................ ml g- 0,5 ml = ................ dl 
b- 12,37 dl = ................. ml h- 100 µl = ............... ml 
c- 500 µl = .................. ml i- 50 µl = .................dl 
d- 713,5 l = .................. dl j- 0,015 ml = ................... µl 
e- 13000 cl = ................ l k- 0,2 ml = .................. µl 
 45 
f- 250µl = ............... ml l- 250 µl = ................ l 
 
2- Um recipiente contém 400 litros de uma solução. Esta solução deverá ser 
colocada em frascos de 100 ml cada um. Quantos frascos serão necessários? 
3- Indique a pipeta graduada que deverá ser utilizada para medir: 
0,02 ml = 1,8 ml = 
0,18 ml = 6,5 ml = 
0,75 ml = 4,8 ml = 
1,25 ml = 0,05 ml = 
2,5 ml = 0,15 ml = 
0,6 ml = 0,27 ml = 
4- Indique a pipeta graduada que deverá ser utilizada para fazer os seguintes 
esquemas de medidas: 
a- 1 ml de solução para cada um de uma série de 5 tubos: 
 
b- 0,2 ml de uma solução para cada um de uma série de 5 tubos: 
 
c- 0,25 ml de uma solução para cada um de uma série de 8 tubos: 
 
5- Complete: 
a- Uma escala de 1ml divididos em décimos (1/10) significa que a menor 
medida é ................. ml. 
b- Uma escala de 1 ml divididos em centésimos (1/100) significa que a 
menor medida é ............. ml. 
 
6- Utilizando uma pipeta de 2 ml 1/100 aspirei a solução até a indicação 0,55 
ml. Quantos ml estão contidos na pipeta? 
 
7- Descreva a técnica e os cuidados necessários para a utilização das pipetas 
graduadas e automáticas: 
 46 
 
AULA 06 
AQUECIMENTO EM LABORATÓRIO 
 
 O aquecimento é um procedimento muito utilizado no laboratório de 
química. Entretanto, antes de ser executado, é necessário que se conheça a 
natureza da substância a ser aquecida para que não ocorra acidentes. 
 No laboratório de química, o aquecimento pode ser feito através de 
aquecedores elétricos (chapas, fornos, mantas elétricas, etc), bico de gás, 
vapor d’água ou banho-maria. 
 
AQUECIMENTO EM BICO DE GÁS 
 O bico de gás, também chamado de bico de Bunsen (Figura 10), é um 
dos instrumentos mais utilizados em laboratórios para fins de aquecimento. 
Com ele, podem-se alcançar temperaturas da ordem de 1500ºC. Seu uso, 
porém, restringe-se apenas ao aquecimento de sólidos e líquidos não 
inflamáveis. 
Possui como combustível normalmente o G.L.P, uma mistura do gás 
butano (C4H10) e do gás propano (C3H8) e como comburente o oxigênio do ar 
atmosférico que em proporção otimizada, permite obter uma chama de alto 
poder energético. 
 
As partes que constituem o bico de Bunsen são: 
• Zona externa: quase invisível, onde os gases expostos ao ar sofrem 
combustão completa, resultando em CO2 e H2O. Esta zona é chamada 
de zona oxidante, alcançando temperaturas entre 1540ºC e 1560ºC.• Zona intermediária: luminosa, caracterizada pela combustão incompleta, 
por deficiência de suprimento de O2, formando CO2 e fuligem (C). Esta 
zona é chamada de zona redutora, com temperaturas abaixo de 
1540ºC. 
• Zona interna: limitada por uma casca azulada, contendo os gases que 
ainda não sofreram combustão, com temperaturas em torno de 300ºC. 
 
 47 
 
Figura 10: Desenho esquemático do Bico de Bunsen 
 
 fonte: https://goo.gl/udpTZZ 
 
Abrindo-se o regulador ou registro de ar, dá-se entrada de suficiente 
quantidade de O2, dando-se na região intermediária combustão mais 
acentuada dos gases, formando, além do CO, uma quantidade maior de CO2 
e H2O. 
 
Para se aquecerem béquer, erlenmeyer, balões, etc., não se deve usar 
diretamente o bico de Bunsen. Estes aquecimentos são feitos através da tela 
de amianto, cuja função é deixar passar o calor uniformemente e não permitir 
que passe a chama. 
 Procedimento correto para acender o bico de Bunsen: 
• Fechar as válvulas de saída de gás (bancada), do bico de gás e de 
entrada de ar; 
• Abrir a válvula de saída de gás central; 
• Abrir a válvula da bancada; 
 48 
• Acender o fósforo o aproximá-lo do queimador. Abrir, devagar e com 
muito cuidado, a saída de gás do bico de gás. 
• Regular a entrada de ar no bico de gás; 
 
Procedimento correto para desligar o Bico de Bunsen: 
• Desligara a válvula de gás da bancada; 
• Deixar todo o gás restante na mangueira entrar em combustão; 
• Fechar a válvula de gás do bico de gás; 
• Fechar a entrada de ar do bico de gás. 
• Desligar a válvula de gás central. 
 
OBJETIVOS 
• Aprender a utilizar o bico de Bunsen; 
• Aprender técnicas de aquecimento em laboratório; 
• Utilizar termômetro. 
 
MATERIAL 
 Bico de Bunsen, fósforo, água destilada, tudo de ensaio, pinça de 
madeira, béquer de 250 mL, pérolas de vidro, termômetro, suporte universal, 
tela de amianto, tripé, garras para termômetro 
 
PROCEDIMENTO 
1. Manuseio de bico de Bunsen 
a) Localize as válvulas de saída de gás (central, bancada e ado abico de gás) 
e de ar; 
b) Acenda o bico de gás; 
c) Descreva como proceder para acender o bico de Bunsen: 
d) Note que a chama forma um cone bem definido e faça um esquema da 
chama indicando as 3 regiões. Identifique estas regiões. 
e) Descreva os procedimentos para desligar o bico de gás. 
 
2. Aquecimento de líquidos em tubo de ensaio 
a) Pipete 2 mL de água destilada em um tubo de ensaio; 
 49 
b) Segure o tubo próximo à boca com uma pinça de madeira (cuidado, pois a 
boca do tubo de ensaio deve ser posicionada para um local seguro); 
c) Aqueça a água com uma inclinação de 45ºC e com pequena agitação, até a 
ebulição da água; 
d) Desligue o gás. 
 
3 Aquecimento de líquidos no béquer 
a) Faça a montagem necessária para aquecimento de líquidos em béquer 
como no esquema abaixo; 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b) Coloque 100mL de água em um béquer de 250 mL; 
c) Acrescente à água algumas pérolas de ebulição ( pérolas de vidro); 
d) Faça a leitura da temperatura da água: ______ ºC; 
e) Acenda o bico de Bunsen e observe o movimento das pérolas de vidro e a 
formação de bolhas de ar; 
f) Meça a temperatura quando esta estabilizar: _______ºC; 
g) Desligue o gás da forma correta; 
 
Revisão da aula prática: 
1. Como a tela de amianto e as pérolas de vidro evitam o superaquecimento? 
2. Por que se usa a pinça de madeira e não a metálica para segurar o tubo de 
ensaio? 
3. Discuta a temperatura de fervura da água. 
 
 
 50 
AULA 07 
MANIPULAÇÃO DA BALANÇA - CUIDADOS E TÉCNICAS DE PESAGEM 
 
A balança é um dos instrumentos mais importantes do laboratório. É um 
instrumento delicado, em sua maior parte importado e, por isso, de preço 
bastante elevado. Alguns tipos de balanças geram resultados muito precisos, 
como as balanças analíticas. As balanças analíticas geralmente pesam até 
décimo de milésimo, ou seja, até a quarta casa decimal. Como inteiro é o 
grama, elas pesam até decimiligrama. Ao utilizar uma balança deve-se, antes 
de tudo, verificar qual a capacidade máxima da mesma. A balança, sendo um 
aparelho de precisão delicado, não pode suportar cargas excessivas, o que 
acarretaria estragos na mesma. A carga máxima da balança vem impressa na 
própria balança. Normalmente, a capacidade máxima das balanças analíticas 
está em torno de 100 a 200g. Na realidade, trabalha-se com massas, e não 
com pesos. O peso de um objeto é a força exercida sobre ele pela atração 
gravitacional da Terra. Esta força difere em distintos locais da Terra. A massa, 
por outro lado, é a quantidade de matéria da qual o objeto é composto, e não 
varia. O processo de pesagem varia de acordo com o tipo de balança 
empregada, mas cuidados gerais na técnica de determinação de massa são 
sempre os mesmos: 
1. Conhecer previamente o modo de funcionamento do aparelho. Em caso de 
dúvida, consultar o catálogo. 
2. Verificar se a balança está nivelada observando através de um nível em 
forma de bolha. Para nivelar a balança gira-se os pés localizados na parte 
frontal da mesma (depende da balança). 
3. Retirar poeiras ou detritos do(s) prato(s) com pincel apropriado. 
4. Verificar se as escalas da balança estão ajustadas, isto é, se as mesmas 
estão indicando zero grama. Esta operação comumente é chamada zerar a 
balança (existe dispositivo para se acertar o zero). 
5. Nunca pesar substâncias corrosivas, voláteis ou higroscópicas em frascos 
abertos. 
 51 
6. Nunca colocar material diretamente no prato. Devam ser utilizados 
recipientes adequados (cadinho, pesa-filtro, Becker, papel manteiga ou papel 
alumínio etc.) que devem estar limpos e secos. 
7. O material a ser pesado deve estar à temperatura ambiente O material 
quente cria em redor de si uma corrente ascendente de ar que o torna mais 
leve. 
8. Pesar os objetos com as janelas laterais fechadas. 
9. Não se deve pesar material cujo peso seja mais ou menos próximo da 
capacidade da balança. 
10. Conserve a balança limpa. Se durante a operação partículas cair no prato, 
retirá-las imediatamente. 
11. A balança quando não está em uso deverá estar travada e fechada 
(depende do tipo de balança).Uma balança elétrica deverá ser desligada. 
12. O(s) prato(s) deve(m) estar travados quando se coloca ou retira pesos ou 
objetos a pesar (depende do tipo de balança). 
13. Travar e destravar a balança levemente. 
 
 Medidas de massa: 
Instruções para uso: 
- Nivelar a balança através da bolha de nível. A balança deve estar 
desligada para o nivelamento; 
- Ligar a balança e observar se ela está zerada; 
- Calibrar a balança de acordo com o roteiro do manual, mas geralmente 
seleciona-se a tecla “CAL” e segue-se as instruções que irão aparecer no 
visor. 
- Pesar um béquer pequeno (50 ml). 
- Tarar a balança com béquer em seu interior; 
 - Adicione então 50 gotas de água destilada com um conta-gotas e pese o 
conjunto. Anotar o valor; 
- Tare a balança e repita essa operação mais 2 vezes. Anote os valores e 
depois compare os valores pesados. 
 
 Medidas de volume: 
1) Pese um béquer seco de 100 mL. 
 52 
2) Tarar a balança; 
3) Meça 10 mL de água destilada com uma proveta, coloque-a no béquer de 
100 mL e pese-o novamente. 
4) Repita este procedimento mais duas vezes e anote os pesos obtidos na 
tabela abaixo. 
5) Jogue fora a água destilada da primeira pesagem e tare a balança com um 
béquer de 100 mL vazio. Repita o procedimento anterior, utilizando agora 
uma pipeta volumétrica de 10 mL. Anote os pesos na tabela abaixo. 
6) Compare a média dos valores obtidos com a medida na proveta com a 
pipeta volumétrica. 
 Proveta 
graduada 
Pipeta 
volumétrica 
Massa após a 1a adição de 10 
mL/proveta 
 --- 
Massa após a 2a adição de 10 
mL/proveta 
 ----- 
Massa após a3a adição de 10 ml/proveta -------- 
Massa após a 1a adição de 10 mL/pipeta 
volumetrica 
------ 
Massa após a 2a adição de 10 mL/pipeta 
volumetrica 
-------- 
Massa após a 3a adição de 10 mL/pipeta 
volumetica 
--------- 
Media das três medidas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 53 
AULA 08 
PREPARO DE SOLUÇÕES 
 
 PROPRIEDADES DAS SOLUÇÕES 
As substâncias químicas presentes na natureza e utilizadas em nosso 
cotidiano encontram-se, geralmente, em forma de soluções. As soluções 
podem ser líquidas, sólidas ou gasosas. 
 
As soluções são misturas homogêneas de duas ou mais substâncias 
caracterizadas como misturas monofásicas, ou seja, misturas que apresentam 
uma única fase. A maioria dos procedimentos executados em laboratório 
envolve o uso de soluções. Por isso, a preparação de soluções faz parte de 
uma rotina e o conhecimento sobre a técnica empregada no preparo é 
fundamental. 
 
As soluções são classificadas quanto ao seu estado físico como sólidas, 
líquidas e gasosas. Nos laboratórios, são utilizadas quase que 
exclusivamente as soluções líquidas. Aquelas que empregam água como 
solvente são chamadas soluções aquosas; já as que empregam álcool 
(etanol) como solvente são denominadas soluções alcoólicas. 
 
A Solubilidade: é a capacidade de uma substância (soluto) ser dissolvida por 
um determinado solvente, a uma dada temperatura. 
 
Como exemplos de soluções têm-se: ar atmosférico, soro fisiológico, aço. 
Como solvente têm-se: água, nitrogênio; como soluto tem-se: carbono, cloreto 
de sódio, oxigênio. 
 
Alguns fatores influenciam na solubilidade de alguns solutos, como 
temperatura, pressão e forças intermoleculares. As forças intermoleculares 
dependem das ligações químicas presentes: substâncias formadas por 
ligações covalentes podem ser POLARES ou APOLARES. A água, por ser 
uma substância polar, é um bom solvente para o álcool, que também é polar; 
 54 
porém, a água é um solvente ruim para a gasolina, que é apolar, formando 
assim uma mistura heterogênea. 
 
As soluções líquidas mais preparadas nos laboratórios são aquelas obtidas 
pela dis- solução de solutos sólidos ou líquidos em um solvente líquido. Um 
dos primeiros passos para o preparo de soluções é fazer os cálculos 
referentes às quantidades necessárias dos reagentes (soluto e solvente) para 
o preparo. 
 
Para realizar os cálculos, primeiro precisamos selecionar os reagentes (soluto 
e solvente) envolvidos no preparo da solução. Os reagentes químicos 
utilizados no preparo de soluções são comercializados em diferentes graus de 
pureza. Existem várias classificações quanto à pureza dos reagentes, 
entretanto, uma das mais adotadas divide os compostos químicos na seguinte 
escala: 
� grau comercial, com 70 a 90% de pureza; 
� grau farmacêutico, a partir de 95% de pureza; 
� grau para análise (PA), que chega a 99,9% de pureza. 
 
Normalmente, consideramos o grau de pureza somente quando precisamos 
calcular as quantidades de reagentes necessários para o preparo de soluções 
do tipo padrão, pois o grau de exatidão nesse caso é mais rigoroso em função 
dos fins aos quais essas soluções se destinam. No preparo de soluções 
comuns, cujo grau de exatidão é me- nos necessário em virtude de sua 
utilização, normalmente não consideramos o grau de pureza do reagente, 
exceto se sua pureza for inferior ao grau comercial, como por exemplo, no 
preparo de soluções de ácido clorídrico (pureza de 37%) . 
 
CONCENTRAÇÃO EM QUANTIDADE DE MATÉRIA 
 
 
A quantidade de matéria é uma unidade fundamental do Sistema 
Internacional de Unidades (SI) que expressa a quantidade em mol de uma 
 55 
substância. Concentração em quantidade de matéria é a quantidade em mol 
do soluto por litro de solução: 
 
Concentração em quantidade de matéria = mol do soluto/ L de solução = mol/L-1 
 
Um exemplo da expressão da concentração em quantidade de matéria é a 
quantidade de sal, NaCl, na água do mar: cada 1 L contém 27 g de sal. É 
possível converter a massa de sal em quantidade de matéria: 
A massa molar do NaCl é a soma das massas do Na e do Cl: 23 + 35,5 = 58,5 
g/mol. Então se 1 mol de NaCl pesa 58,5 g, quantos mol correspondem a 27 
g? 
Basta fazer a seguinte regra de três: 
58,5 g NaCl __________ 1 mol 
27 g NaCl __________ x 
x = 0,46 mol 
 
Assim, a concentração em quantidade de matéria do sal NaCl na água do mar 
é 0,46 mol L-1. 
 
 CONCENTRAÇÃO EM MASSA POR VOLUME C (m/v) 
CONCENTRAÇÃO COMUM 
Uma das expressões de concentração de soluções mais simples é a 
concentração comum. A partir dessa expressão, relacionamos a massa de 
soluto, expressa em gramas, com o volume de solução, expresso em litros. 
A concentração em massa por volume expressa a massa do soluto em 
gramas, por litro de solução. 
 
C(m/v) = massa de soluto (g)/ volume (L) = g L-1 
 
 
A partir da utilização de subdivisões de massa e volume, obtemos outras 
unidades, como g/mL ou g/cm3, kg/L, mg/L e g/m3. 
 
 56 
A solução fisiológica constitui-se de 9,0 gramas de cloreto de sódio, NaCl em 
um litro de água. A concentração desta solução é igual a 9,0 g L-1. Em geral, 
essa concentração é expressa nos rótulos em termos percentuais. Para isso, 
deve-se calcular a massa de NaCl contida em 100 ml de solução: 
1 L = 1.000 mL 
9,0 g NaCl _______1.000 mL de solução 
 X _______100 mL de solução 
X = 0,9 g / 100 mL 
X = 0,9 % (m/v) 
 
 
CONCENTRAÇÃO EM MASSA POR MASSA C(m/m) E VOLUME POR VOLUME C(v/v) 
Esse tipo de concentração é comumente expresso em forma de composição 
percentual: 
Composição percentual (%): é a porcentagem em massa ou volume de um 
soluto por massa ou volume de solução. 
 
% (m/m) = massa de soluto (g) x 100/ massa de solução (g) 
 
 % (v/v) = volume de soluto (L) x 100/ volume de solução (L) 
 
É possível observar essa expressão da concentração em rótulos de muitos 
produtos utilizados no cotidiano. O vinagre, por exemplo, é uma solução de 
ácido acético em água a 3,0 %. Isso significa que uma garrafa de 750 g de 
vinagre contém 22,5 g de ácido acético: 
 
Ácido acético no vinagre % (m/m) = 22,5 g x 100/750g = 3,0 % 
 
PREPARO DE SOLUÇÕES 
Preparar soluções é uma das tarefas principais dentro de um laboratório. Uma 
solução mal preparada ocasiona erros em formulações e análises. Para o 
preparo de uma solução, devem ser observados: 
1) Qualidade da água 
 57 
A maioria das soluções utilizadas em laboratório é líquida e têm a água como 
solvente. É importante que a água apresente um nível de qualidade 
satisfatório e atenda às especificações preconizadas pelas farmacopéias 
(códigos onde se estabelecem, dentre outras coisas, os requisitos mínimos de 
qualidade para fármacos, insumos, drogas vegetais, medicamentos e 
produtos na área da saúde). Para os laboratórios de análises clínicas, 
deve-se utilizar uma água de grau reagente (RDC 302/2005 - ANVISA), que 
deve passar por vários processos de purificação. 
 
2) Qualidade dos reagentes 
Existem diferentes graus de pureza para um reagente químico, de acordo 
com o fim a que se destina. Quanto maior for o grau de pureza, maior será o 
custo do reagente. 
 
Grau de pureza (p): quociente entre a massa de substância pura e a massa 
total da amostra. 
 
Classificação dos reagentes de acordo com o grau de pureza: 
Grau de pureza Classificação do reagente 
Técnico ou comercial Destinados a fins industriais, não 
requerem grau de pureza elevado. 
Para análise (PA) Substâncias de grau de pureza 
analítico, destinadas a análises 
físico-químicas, com baixos teores 
de contaminantes. 
Substâncias Químicas de Referência 
(SQR) 
Materiais de referência certificados 
utilizados na avaliação da 
conformidade dos insumos 
farmacêuticos e dos medicamentos, 
como referência decontrole de 
qualidade. 
Ultrapuro Substâncias de alto grau de pureza, 
destinadas a processos analíticos 
altamente sensíveis, como análises 
cromatográficas. 
 
3) Qualidade da vidraria 
As vidrarias corretas devem ser selecionadas: para o preparo de soluções 
padrão ou de concentração em quantidade de matéria, devem ser escolhidas 
 58 
vidrarias de precisão, como a pipeta e o balão volumétricos. Já para soluções 
expressas em composição percentual não há a necessidade de vidrarias tão 
precisas. Podem ser utilizadas, então, provetas, cilindros graduados e pipetas 
graduadas. 
 
4) Qualidade na técnica de preparo da solução 
� Para soluções de soluto sólido, deve-se pesar o soluto em balança analítica, 
verificando antes de tudo se a mesma encontra-se calibrada e nivelada. 
� Antes de abrir o frasco do reagente, ler o rótulo e verificar a presença de 
símbolos de risco, obedecendo às normas de biossegurança. Deve-se utilizar 
uma espátula para retirar a porção a ser pesada ou, no caso de substâncias 
líquidas, transferir pequena porção para outro recipiente e só então pipetar o 
líquido. Nunca devemos introduzir outro tipo de objeto no frasco de reagente, 
evitando contaminações. Também é importante não manipular diretamente 
com os dedos o recipiente de pesagem a fim de evitar que a gordura dos 
dedos influencie na leitura. 
� Após a pesagem, o soluto deverá ser transferido quantitativamente, ou seja, 
totalmente, para a vidraria escolhida: um balão volumétrico ou cilindro 
graduado. É adequado utilizar um funil e um bastão de vidro para auxiliar 
nessa transferência. 
� Em seguida, deve-se homogeneizar a solução. 
� Quando a solução estiver homogenia, deve-se avolumar a solução, 
adicionando um volume de solvente até o traço de aferição da vidraria. É 
muito importante elevar ao nível dos olhos, observando a posição do menisco, 
evitando assim o erro de paralaxe. 
 
Obs: A sigla .q.s.p. aparece com frequência em soluções e formulações de 
produtos e significa: quantidade suficiente para, ou seja, para completar o 
volume final. 
 
SOLUÇÃO MOLAR (M) 
 Para fazer uma solução numa molaridade em particular você precisa saber 
qual o volume necessário e o peso molecular da substância da fórmula. 
Para calcular a molaridade: 
 59 
Molaridade = número de moles do soluto/volume em litros da solução 
 
A molaridade de uma solução da espécie A, é o número de moles dessa 
espécie contidos em 1 L de solução. Sua unidade é M, que tem dimensões 
de mol L-1. 
A molaridade exprime também o número de milimoles (mmol ou10-3 mol) de 
um soluto por mililitro (mL ou 10-3 L de solução: 
 Molaridade = solução mL Nº
soluto mmol ºN
solução L Nº
soluto mol Nº
====
 
Relembrando que o Nº de moles de uma substância está relacionado a seu 
peso em gramas através do peso molecular (PM), teremos 
 
 N° de moles = 
PM
(gramas) peso
 
ou 
 N° de milimoles = 
PM
s)(miligrama peso
 
 
Molaridade e seus submúltiplos: 
Molaridade e 
submúltiplos 
Símbolo Valor em termos da 
molaridade 
Molar M 1 
Milimolar mM 10-3 
Micromolar µM 10-6 
Nanomolar nM 10-9 
Picomolar pM 10-12 
femtomolar fM 10-15 
 
ESTERILIZAÇÃO DE SOLUÇÕES: 
1) Autoclave: a maioria dos tampões e meio para bactérias e fungos (se um 
ingrediente termolábil tiver que ser adicionado a um tampão autoclavado, 
autoclave primeiro o tampão e quando esfriar à T.A(temperatura ambiente) 
adicione o ingrediente que deve ser esterilizado por filtração).Não autoclavar: 
tampões com detergentes, solventes orgânicos, vitaminas, antibióticos, 
proteínas. 
 60 
2) Filtração: se um líquido é termolábil ou volátil, deverá se esterilizado por 
filtração, onde a solução é passada (pela gravidade, força ou vácuo) através 
de um filtro com poros cujos tamanhos sejam suficientes para excluir a 
maioria dos microrganismos (0,2 ou 0,1 µM). 
 
PREPARO DE SOLUÇÕES (PRÁTICA) 
Objetivos 
� Aprender formas de preparação de soluções no laboratório de química. 
� Observar os diversos tipos de soluções utilizadas no laboratório químico. 
PROCEDIMENTOS PARA PREPARAÇÃO DE UMA SOLUÇÃO TAMPÃO: 
1) Pesar a massa do soluto, após o cálculo da mesma, em um vidro de 
relógio, papel alumínio ou papel manteiga; 
2) Transferir a massa do soluto para um béquer. Adicionar uma pequena 
quantidade de água destilada. Solubilizar usando uma barra 
magnético/agitador de soluções. 
3) Após a solubilização, Transferir o conteúdo do béquer para um balão 
volumétrico. 
4) Com o auxílio de uma pisseta, lavar o béquer (no mínimo 2 vezes) 
utilizado na solubilização, transferindo a água para o balão volumétrico. 
5) Completar o volume do balão volumétrico utilizando pipeta de Pasteur. 
Para acertar o volume final observar o menisco. 
6) Homogeneizar a solução e transferi-la para um frasco apropriado, 
rotulando-a: identificação da solução data de preparação, concentração 
e nome do manipulador. As soluções sensíveis a luz deverão ser 
armazenadas em frasco âmbar. 
 
 
Prepare as soluções a seguir: 
� Preparo de 200mL de solução salina (NaCl 0,9%) 
• Calcular a quantidade de NaCl necessária para preparar 500 mL de 
solução salina. 
• Pesar a quantidade de NaCl calculada. 
 61 
• Colocar a quantidade de NaCl pesada em balão volumétrico de 500 mL 
e completar o volume com água destilada ou deionizada. 
• Agitar e rotular o frasco. 
 
� Preparar 100ml de uma solução 0,5M de NaOH. 
Exercícios: 
Calcule: 
1) Qual a molaridade de NaCl em uma solução preparada dissolvendo 12g de 
NaCl em q.s.p. 250 ml. 
 
2) Calcule a concentração (molL-1) de uma solução concentrada de HCl, sabendo 
que : 
Título: 37% (m/v) 
Densidade ou gravidade específica= 1,18(g/cm3) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 62 
AULA 09 
PREPARO DE SOLUÇÕES TAMPÕES 
No que diz respeito a ácidos e bases, o conceito de Brönsted-Lowry é 
adequado ao estudo de pH e tampões, em que ácidos podem ser definidos 
como compostos capazes de doar prótons hidrogênio e bases, estas capazes 
de aceitar prótons hidrogênio. Embora este conceito possa ser aplicado a 
sistemas aquosos e não aquosos, no caso de sistemas biológicos, 
considerando a presença da água, a ionização ocorre em meio aquoso. 
Como a água é o componente mais abundante nos sistemas biológicos, é de 
esperar que ela e seus íons desempenhem papel muito importante nesses 
sistemas, e isso se verifica nos seres vivos. Nesse sentido, recordaremos o 
comportamento ácido-básico da água que envolve a sua dissociação como 
um eletrólito muito fraco, pois sistemas biológicos ácidos e bases 
provenientes do metabolismo intermediário sofrem ionização ao interagir com 
a água, como doador ou aceptor de prótons hidrogênio. 
Uma solução tamponada resiste a mudanças de pH quando ácidos ou bases 
são adicionados ou quando uma diluição ocorre. A solução-tampão é uma 
solução que não muda o pH facilmente. Uma vez que cada reação 
enzimática, cada célula e cada extração têm seu pH ótimo, as soluções-
tampão têm múltiplas utilidades. Elas são usadas para a lavagem de células, 
para quebrar o DNA, para executar técnicas como eletroforese, enfim para 
qualquer atividade na qual a estrutura e/ou atividade do material biológico 
deva ser mantida. 
Quando os ácidos e as bases se ionizam até determinado limite em solução, 
dependendo do grau de ionização são classificados como fortes e fracos. 
Ácidos fortes são os que em solução diluída ionizam quase 100%. Boa parte 
dos metabólitos intracelulares e macromoléculas apresenta comportamento 
de ácidos e bases fracas, e, portanto, com capacidade de ionização parcial. 
Essa capacidade pode ser medida por uma constante de ionização 
denominada Ki. 
 63 
 
Assim, Ki representa a constante de equilíbrio da reação de ionizaçãoreversível e, considerando a concentração de água constante, podemos 
definir uma nova constante, agora denominada Ka, e Ka = Ki × [H2O]. Desse 
modo, trabalharemos com o sistema simplificado, omitindo a concentração da 
água e lembrando que H+ representa a forma simplificada do H O+ (íon 
hidrônio), como descrito a seguir. 
 
Representado em termos de concentração de H+, 
 
Aplicando logaritmo negativo(p) à expressão, 
 
Essa expressão é conhecida como equação de Henderson-Hasselbach. 
A capacidade tamponante de uma solução tampão é, qualitativamente, a 
habilidade desta solução de resistir a mudanças de pH frente a adições de um 
ácido ou de uma base. Quantitativamente, a capacidade tampão de uma 
solução é definida como a quantidade de matéria de um ácido forte ou uma 
base forte necessária para que 1,00 L de solução tampão apresente uma 
mudança de uma unidade no pH (Skoog et al., 1996). Esta habilidade em 
 64 
evitar uma mudança significativa no pH é diretamente relacionada à 
concentração total das espécies do tampão (ácidas e básicas), assim como à 
razão destas. É verificado que um tampão é mais efetivo a mudanças quando 
as concentrações das espécies ácidas e básicas são iguais. 
É importante que todos os tampões e soluções usados em biologia tenham o 
pH apropriado. O pH das soluções é medido antes da autoclavagem com uso 
de um medidor de pH. Antes de iniciar o procedimento experimental é 
necessário calibrar o pHmetro. Para isso siga os passos descritos no manual 
de instruções do aparelho. 
 
O MEDIDOR DE PH 
O medidor de pH, também denominado de pHmetro ou potenciômetro, é um 
equipamento necessário para a medição de pH. Esse equipamento é 
constituído de um eletrodo de vidro (dispositivo eletroquímico) que mede a 
concentração de H+ em uma solução. Esse eletrodo é parcialmente submergido 
na solução a qual se deseja medir o pH, produzindo então uma corrente 
elétrica proporcional à concentração de H+, que é convertida em um valor 
numérico. Esse aparelho permite converter o valor do potencial do eletrodo em 
pH. Ao ser submerso na amostra, o eletrodo gera milivolts (mV) que são 
convertidos em uma escala de pH. 
Para o funcionamento ideal do pHmetro é necessária a calibração do mesmo, a 
qual deverá ser realizada diariamente ou imediatamente antes do uso. Isso 
pode ser realizado utilizando soluções tampões fornecidas pelo fabricante 
solução pH = 7,0; solução pH = 4,0 e solução pH = 10,0), sempre iniciando com 
a solução pH= 7,0. Quando o eletrodo não está em uso, deverá ficar 
mergulhado em uma solução de KCl 3M que hidrata a membrana do eletrodo, 
prolongado a vida útil do mesmo. Alguns cuidados devem ser levadas em 
consideração: 
• O medidor de pH possui um eletrodo sensível para medir a concentração de H+ 
em uma solução. 
 65 
• O peagâmetro deve ser calibrado diariamente usando dois tampões de pH 
conhecidos. Se você está verificando o pH de várias soluções, não há 
necessidade de recalibrar entre as soluções. 
• O pH poderá afetar a solubilidade. 
• O pH é dependente da temperatura: certifique-se de que o tampão que está 
medindo está na mesma temperatura do tampão-padrão usado para calibrar o 
aparelho. 
• 
 PROCEDIMENTOS GERAIS DE AJUSTE DO MEDIDOR DE PH 
• Ligar o aparelho; 
• Retirar o eletrodo do recipiente contendo solução de KCl 3M e lavá-lo com 
água destilada. 
• Secar cuidadosamente o eletrodo com o uso de um lenço de papel. 
• Imergir o eletrodo na solução-padrão de pH 7 e calibrar o aparelho no botão 
adequado. 
• Retirar o eletrodo da solução e repetir o procedimento de ajuste, agora para a 
solução-padrão de pH 4,0, no botão adequado. 
• Lembrar de sempre colocar o aparelho em “stand by” quando eletrodo não 
estiver imerso em uma solução. 
 
PROCEDIMENTOS PARA PREPARAÇÃO DE UMA SOLUÇÃO TAMPÃO: 
a) Pesar a massa do soluto, após o cálculo da mesma, em um vidro de relógio, 
papel alumínio ou papel manteiga; 
b) Transferir a massa do soluto para um béquer. Adicionar uma pequena 
quantidade de água destilada. Solubilizar usando uma barra 
magnético/agitador de soluções. 
c) Após a solubilização, acertar o pH para o valor desejado com o auxílio de um 
pHmetro. Lembrar que ao acertar o pH a solução deverá estar sempre sob 
agitação em temperatura ambiente. Certifique-se de que a barra de agitação 
não se encoste ao eletrodo antes de ligar o agitador magnético. 
d) Espere até que as leituras se estabilizem. Utilizando uma pipeta Pasteur, 
adicione uma gota (de ácido ou base) à solução em agitação e espere até que 
o pH mude e se estabilize antes de adicionar outra gota. 
 66 
e) Transferir o conteúdo do béquer para um balão volumétrico. 
f) Com o auxílio de uma pisseta, lavar o béquer (no mínimo 2 vezes) utilizado na 
solubilização, transferindo a água para o balão volumétrico. 
g) Completar o volume do balão volumétrico utilizando pipeta de Pasteur. Para 
acertar o volume final observar o menisco. 
h) Homogeneizar a solução e transferi-la para um frasco apropriado, rotulando-a: 
identificação da solução data de preparação, concentração e nome do 
manipulador. As soluções sensíveis a luz deverão ser armazenadas em 
frasco âmbar. 
PARTE PRÁTICA: 
FUNCIONAMENTO DE UM TAMPÃO: 
1) Numerar outros 4 tubos de ensaio de 1 a 4. Colocar 4 gotas de indicador 
universal em cada tubo. 
2) Adicionar 10 mL de água destilada aos tubos 1 e 3. 
3) Adicionar 1,0 mL de tampão pH 7 e 9,0 mL de água destilada aos tubos 
2 e 4 
4) Acrescentar 2 gotas de NaOH 0,1 M aos tubos 1 e 2. Misturar sem 
inversão. Observar se há mudança de cor e comparar o pH com a 
escala existente. 
5) Utilizando uma pipeta de 1 mL soprar ar através da solução do tubo 1 
até que não se verifique mais mudança de cor na solução (até o tubo 1 
ficar com a mesma cor do tubo2). Comparar novamente a cor com a 
escala de pH. 
6) Soprar da mesma forma no tubo 2 e por um tempo mais prolongado do 
que foi soprado no tubo 1. Anotar o que foi observado. 
7) Adicionar 3 gotas de HCl 0,1 M aos tubos 3 e 4.Observe a coloração dos 
dois tubos 
8) Continuar a adição de HCl 0,1 M ao tubo 4, gota a gota. Determinar 
quantas gotas de ácido devem ser acrescentadas ao tubo 4 para que se 
obtenha a mesma cor do tubo 3. 
 
PREPARO DE SOLUÇÕES: 
1) Preparar 200 ml de uma solução de EDTA (ácido etilenodiamino tetra-acético) 
0,5M pH 8,0. 
 67 
AULA 10 
DILUIÇÃO DE SOLUÇÕES 
As soluções são misturas homogêneas formadas pelo soluto e o 
solvente. Diluir uma solução consiste em adicionar a ela uma porção de 
solvente puro. 
Diluir uma solução significa diluir sua concentração, ou seja, diluição é o 
processo que se acrescenta mais solvente a uma solução mais concentrada. 
Nesse processo ocorre a variação do volume dos solventes e da solução, 
mas a massa do soluto continua a mesma. Geralmente são preparadas e 
armazenadas soluções de concentração elevada e, a partir delas, podem-se 
obter outras mais diluídas (isto é, menos concentradas) por meio da diluição. 
O cálculo para diluir uma solução é dado pela equação: 
 
 Concentração inicial X volume inicial = Concentração final X volume final 
 
Ex: Ao diluir 100 mL de uma solução de cloreto de sódio, cuja concentração é 
igual a 15 g/L ao volume final de 150 mL, qual será a concentração final da 
solução? 
Aplicando a fórmula de diluição CiVi = CfVf, temos: 
100 x 15 = 150 x Cf 
Cf = 10 g/L 
Preparar as soluções abaixo: 
1) Preparar um litro de uma solução de um sal de concentração 0,5 g/L 
dispondo de outra solução, do mesmo sal, de concentração 2,5 g/L? 
 
2) Preparo de álcool 70% 
• Verificar o álcool disponível para preparação do álcool 70%. 
 
 
 68 
DILUIÇÕES COM MATERIAL BIOLÓGICO 
O uso mais comum da palavra diluição ocorre no sentido de que“tantas partes de um material (soluto) estão sendo diluídas em um número 
total de partes do produto final (solução)”. 
Ao se descrever uma diluição, o menor número sempre se refere ao 
número de partes da substância que está sendo diluída, enquanto que o 
maior número se refere ao número de partes que constitui a solução. 
 Considere as seguintes frases: 
• Faça uma diluição 1 para 10 de soro em salina. 
• Faça uma diluição 1 em 10 de soro em salina. 
• Faça uma diluição 1 para 10 de soro com salina. 
• Faça uma diluição 1/10 de soro com salina. 
• Faça uma diluição 1:10 de soro usando salina. 
• Faça uma diluição de 1 parte de soro e 9 partes de salina. 
• Faça uma diluição de 1 parte de soro para 9 partes de salina. 
 
Qual é a diferença entre essas frases? Nenhuma! Todas significam 
exatamente a mesma coisa. 
ENTÃO: Diluir é acrescentar solvente a uma solução mantendo-se 
inalteradas as quantidades de soluto existentes. 
D= V soluto 
 V soluto + V solvente 
 
1 parte de soro 
+ 9 partes de salina 
 
10 partes de solução final 
 
 O significado difere quando usamos a palavra razão. Os números 
passam a se referir aos materiais da razão, que podem ser escritos de 
diversas formas: 
• 1:9 
• 1 para 9 
• 1/9 
 69 
 
Não importa como a razão é escrita, a ordem dos números deve corresponder 
à ordem das substâncias às quais a razão se refere. 
Ex: Uma razão de soro para salina 1:9 é igual a uma razão salina para soro 
9:1, o que é a mesma coisa que uma diluição de 1:10 de soro com salina. 
ESSE TIPO DE INTERPRETAÇÃO É SÓ COM O USO DE MATERIAL BIOLÓGICO E NÃO 
QUÍMICO. EX: PREPARAR UMA SOLUÇÃO DE ÁCIDO SÚLFURICO E ÁCIDO NÍTRICO NÍTRICO 
1:2, SIGNIFICA UMA PARTE DO PRIMEIRO E DUAS DO SEGUNDO) 
 
TÍTULO é a concentração de uma solução determinada por titulação. É a 
menor quantidade ou concentração que produzia um efeito particular ou 
produto. O título é a recíproca da diluição. Então, em uma reação de pesquisa 
de anticorpos positiva na diluição ½ e ¼ e negativa na diluição 1/8 e 1/16, o 
título é 4. 
Ex:Dilua 2 mL de soro com 28 mL de salina. Deve-se somar 28 mL de 
salina em 2 mL de soro. Então, o volume total da solução final é 30 mL. 
2 mL de soro 
+ 28 mL de salina 
30 mL de solução final 
 
A diluição desta solução seria 2 em 30. No entanto, diluições são geralmente 
propostas como 1 para algum número. Para converter uma diluição 2:30 em 
uma diluição de 1 em algo, é só montar um problema de razão-proporção: 2 
está para 30 assim como 1 está para X. 
2/30 = 1/X 2X=30 X=15 - a diluição soro em salina é 2:30 ou 1:15 
A razão desta solução seria 2: 28. No entanto, diluições são geralmente 
propostas como 1 para algum número. Para converter uma diluição 2:28 em 
uma diluição de 1 em algo, é só montar um problema de razão-proporção: 2 
está para 28 assim como 1 está para X. 
 70 
2/28 = 1/X 2X=28 X=14 - a razão soro em salina é 2:28 ou 1:14 ou 
então, uma razão salina em soro 14:1 
Outro problema é expressar a concentração da solução diluída.Ex: Uma 
solução de NaOH 2 M é diluída 1/5 e, em seguida, 1/10. Determine a 
concentração de cada uma das 3 soluções. 
• solução 1 de NaOH: 2M 
• solução 1/5 de NaOH: 2M x 1/5 = 0,4M 
• solução 1/10 de NaOH: 2M x 1/5 x 1/10 = 0,04M 
 
OBS: Uma diluição simples corresponde à diluição de um soluto em um diluente de 
forma única e simples. 
 Exemplo: 
 Uma diluição muito utilizada no setor de hematologia é a diluição do sangue 
total para a contagem dos eritrócitos. Para realizá-la, devemos pipetar 4,0 
ml de diluente (salina por exemplo) e, em seguida, 20 µL da amostra 
(sangue total). 
 Neste caso, a diluição é calculada pela proporção de sangue total no 
volume final obtido: 
 Diluição= volume de sangue/ volume total 
 Diluição = 0,02/ 4,0 
 O valor deve ser então simplificado, obtendo-se a diluição 1/200. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 71 
AULA PRÁTICA 11 
DILUIÇÃO SERIADA DE SOLUÇÕES 
As diluições seriadas, também conhecidas como diluições sucessivas, são 
utilizadas principalmente em técnicas semiquantitativas que determinam, por 
exemplo, o título de anticorpos presentes numa amostra biológica. Consistem 
em preparar uma diluição a partir de outra, formando assim uma diluição 
seriada. 
Um exemplo é a diluição do soro positivo no exame de VDRL: 
 
 
Quando a reação de VDRL é positiva, ocorre uma aglutinação do 
sangue, formando partículas maiores e insolúveis no plasma ou soro. 
Dependendo da quantidade de anticorpos presentes no sangue testado pode-
se diluir 1, 2, 3, 4 ou mais vezes a amostra de sangue, até que a reação não 
aconteça mais. Assim, o teste pode ser positivo somente sem diluição (1/1), 
diluído em 2 (1/2), 1/4, 1/8, 1/16 etc.Como pode ser observado na figura 
acima: 
Parte Prática: 
1) Numere 6 tubos de ensaio. 
2) Distribuir 2 ml de água destilada em todos os tubos de ensaio. 
3) Ao tubo 1 adicionar 2 ml do material. 
4) Transferir 2 ml do tubo 1 para o tubo 2. 
 72 
5) Transferir 2 ml do tubo 2 para o tubo 3. 
6) Prosseguir da mesma maneira até o último tubo da série. 
7) Descarte, em local adequado , 2 mL do tubo 6. 
8) Quais serão as diluições obtidas em cada tubo de ensaio. 
 
 DILUIÇÕES SUCESSIVAS COM RAZÃO CONSTANTE IGUAL A 10 (FIGURA 
ABAIXO) 
1) Numerar 5 tubos de ensaio; 
2) Distribuir 9ml de diluente em todos os tubos de ensaio. 
3) Ao tubo 1 adicionar 1 ml do material. 
4) Transferir 1 ml do tubo 1 para o tubo 2. 
5) Transferir 1 ml do tubo 2 para o tubo 3. 
6) Prosseguir da mesma maneira até o último tubo da série. 
7) Descarte, em local adequado , 1 mL do tubo 5. 
8) Quais são as diluições em cada um dos tubos de ensaio. 
 
As diluições obtidas serão: 1:10; 1:100; 1:1000; 1:10.000; e 1:100.000. 
 
 
 73 
EXERCÍCIOS: 
 
1. Faça 250 mL de uma diluição 1:10 de soro em salina. 
2. Faça 45 mL de uma diluição 1:15 de soro em salina. 
3. Determine a quantidade de soro em 40 mL de uma diluição 1:5 de soro em 
salina. 
4. Quanto de uma diluição de 1:32 de urina com água destilada poderia ser 
feita com 2 mL de urina? 
5. Uma diluição 1/10 de uma substância é diluída 3/5, rediluída 2/15 e diluída 
mais uma vez ½. Qual é a concentração final? 
6. Uma solução que contém 70 mg/dL é diluída 1/10 e de novo 2/20. Qual é a 
concentração final? 
7. Em uma série de 8 tubos, coloque 0,9 mL de solução fisiológica no 1º tubo 
e 0,5 mL de solução fisiológica nos tubos restantes. Adicione 0,1 mL de 
soro ao 1º tubo, misture e coloque 0,5 mL dessa solução no tubo 
subseqüente e repita o processo até o último tubo. Despreze o último 0,5 
mL. Para cada tubo adicione 0,5 mL de antígeno. A partir disso, responda: 
a) Qual é a diluição de cada tubo antes de adicionar o antígeno? 
b) Qual a quantidade de soro presente nos dois primeiros tubos após a 
transferência? 
c) Qual e a diluição em cada tubo após a adição do antígeno? 
8. Quais diluições representam as misturas abaixo? 
a) 0,3 mL de soro sanguíneo com 4,2 mL de solução fisiológica. 
b) 0,5 mL de soro sanguíneo com 3 mL de solução fisiológica. 
c) 0,2 mL de soro sanguíneo com 6,2 mL de solução fisiológica. 
9. Esquematize a diluição de 5 mL de azul de metileno diluído a 1/4000. 
10. Esquematize a preparação de 50 mL de uma solução tampão fosfato a 
1/2000. O tampão foi fornecido pelo fabricante a uma diluição 1/10. 
 74 
11. Pipetou-se 500 µL se um soluto em tubo de ensaio e acrescentou-se 4,5 mL 
de solvente. Qual é a diluição? 
12. Pipetou-se 200 µL se um soluto em tubo de ensaio e acrescentou-se 9,8 mL 
de solvente. Qual é a diluição? 
13. Num laboratório de Virologia, foi diluído 200 µL de soro diluído a 1:4. 
Porém, a diluição correta seria 1:10. Como fazer essa correção? 
14. Uma soluçãoestoque de ácido oxálico 1/100 está disponível no laboratório 
de química. Como o laboratorista prepararia 6 mL de ácido oxálico 1/150? 
15. Fazer uma diluição seriada de razão 5 a partir de uma solução de azul de 
metileno em água. Usar uma bateria de 5 tubos. O volume em cada tubo 
deve ser 3 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 75 
AULA 11 
MICROSCOPIA 
 O Microscópio óptico é um instrumento usado para ampliar, com uma 
série de lentes, estruturas pequenas impossíveis de visualizar a olho nu. O 
microscópio é um aparelho essencial no estudo de microorganismos, células 
e estruturas invisíveis a olho nu. A imagem dos objetos é ampliada de forma 
que possamos observá-la nitidamente. Por assim ser, o aparelho pode ser 
usado em vários setores como, por exemplo, na hematologia para fazer o 
hemograma, na parasitologia para fazer o exame parasitológico de fezes e na 
urinálise para fazer o exame de rotina da urina. 
 É constituído por um componente mecânico que suporta e permite 
controlar um componente óptico que amplia as imagens. 
 
COMPONENTES DO MICROSCÓPIO 
 
 
 
 
 76 
COMPONENTES MECÂNICOS: 
 
A porção mecânica do microscópio se destina à sustentação, 
movimentação e condicionamento da parte ótica e é composta por: 
• Pé ou base: é o suporte do microscópio pois serve de apoio dos 
restantes componentes do microscópio. 
• Coluna ou Braço: localizado fixo à base, serve de suporte a outros 
elementos, unindo o pé às demais partes do microscópio. 
• Platina: onde se fixa a preparação a observar. Apresenta uma 
passagem por onde os raios luminosos vão passar e também parafusos 
dentados que permitem fixar e deslocar a preparação. 
• Tubo ou canhão: é a parte que sustenta as lentes oculares na 
extremidade superior. 
• Charriot: parte responsável pela movimentação da lâmina contendo o 
material a ser analisado. Fixa e movimenta a lâmina de um lado para o outro, 
para frente e para trás, permitindo uma análise da lâmina como um todo. 
• Revólver: peça giratória portadora das lentes objetivas de diferentes 
ampliações. Localiza-se abaixo do canhão. 
• Parafuso macrométrico: situado lateralmente ao aparelho, permite 
realizar maiores avanços ou recuos da platina, colocando a lâmina contendo o 
material a ser analisado mais próximo ou mais distante da objetiva em uso. 
Esse parafuso permite uma focalização grosseira do material. A sua rotação é 
responsável por movimentos verticais da platina, rápidos e de grande 
amplitude. 
• Parafuso micrométrico: a sua rotação é responsável por movimentos 
verticais da platina, lentos e de pequena amplitude, permitem aperfeiçoar a 
focagem, ou seja, obter uma focalização mais nítida. 
 
COMPONENTES ÓTICOS 
 Esses componentes visam a ampliação de imagens e estão divididos 
em: 
 77 
• Fonte de luz: permite a luminosidade necessária à visualização do 
material. A mais utilizada atualmente é a luz artificial, fornecida por uma 
lâmpada de tungstênio ou de halogênio, incluída no aparelho juntamente com 
um interruptor, que permite regular a intensidade da luz emitida. 
• Lentes Oculares: sistema de lentes que permite ampliar a imagem real 
fornecida pela objetiva, formando uma imagem virtual. As oculares mais 
utilizadas são as de ampliação 10x, mas também existem oculares de 12 e 15x. 
Estas lentes recebem esta denominação por ficarem próximas aos olhos 
durante a visualização do material contido na lâmina. 
• Lentes Objetivas: permitem ampliar a imagem do objecto 4x, 10x, 40x 
ou 100x. As objetivas de 10x, 40x e 50x são denominadas objetivas secas pois 
entre a preparação e a objetiva existe somente ar. 
A objetiva de 100x é denominada objetiva de imersão, uma vez que, 
para a utilizar, é necessário colocar uma gota de óleo de imersão entre ela e a 
preparação, a qual, por ter um índice de refração semelhante ao do vidro, 
evita o desvio do feixe luminoso para fora da objetiva. 
As lentes objetivas encontram-se acopladas ao revólver. 
 O aumento do objeto a ser examinado é dado pelo produto dos 
aumentos conferidos pelas oculares e objetivas. 
 Por exemplo, se a ocular for de 10x e a objetiva for de 100x, o aumento 
do objeto será de 1000x. 
• Condensador: conjunto de duas ou mais lentes convergentes que 
orientam e espalham regularmente a luz emitida pela fonte luminosa sobre o 
campo de visão do microscópio. Ele converge os raios luminosos emitidos pela 
fonte de luz de tal modo que forma um cone luminoso sob o objeto observado. 
O uso ou posição do condensador, em geral, obedece à seguinte regra: 
- Abaixado quando se usam as lentes objetivas de pequeno 
aumento (5 e 10x); 
- À meia altura quando se usa a lente objetiva de 40x; 
- Levantado quando a objetiva em uso for a de 100x. 
• Diafragma: está acoplado ao condensador logo abaixo da platina e 
serve para regular a intensidade da luz. É constituído por palhetas que podem 
 78 
ser aproximadas ou afastadas do centro através de uma alavanca ou parafuso, 
permitindo regular a intensidade da luz que incide no campo de visão do 
microscópio. 
 
ETAPAS DA FOCALIZAÇÃO 
Para focalizar o material contido na lâmina os dois olhos devem ser 
mantidos abertos. O ato de fechar um dos olhos enquanto se usa o 
microscópio pode ocasionar irritações e fadiga em um dos olhos. 
 O correto procedimento para a focalização e utilização do microscópio é 
o seguinte: 
1o- Colocar a lâmina contendo o material a ser examinado na platina, fixando-
a através das garras do charriot; 
2o- Ligar a lâmpada para que os raios luminosos provenientes da fonte de luz 
incidam sob o material a ser examinado; 
3o- Movimentar o charriot a fim de centralizar o material a ser examinado; 
4o- Ajustar o condensador e o diafragma de acordo com a objetiva a ser 
usada e também para obtenção de uma adequada iluminação; 
5o- Para iniciar a focalização, olhar pelo lado do aparelho e através do 
parafuso macrométrico aproximar o mais possível a objetiva de menor 
aumento do objeto; 
6o- Olhando através das oculares, e ainda utilizando o parafuso macrométrico, 
afastar lentamente a objetiva do objeto até conseguir a visualização do 
material contido na lâmina; 
7o- Conseguida a focalização grosseira, utilizar agora o parafuso micrométrico 
e melhorar a nitidez do foco; 
8o- Para observação de todo o material, movimentá-lo através do charriot; 
9o- Caso haja necessidade, passar para a objetiva de aumento imediatamente 
superior e ajustar novamente a nitidez do foco através do micrométrico. 
 Observação: Para a focalização de esfregaços corados, onde existe a 
necessidade de utilização da objetiva de imersão (100x), devemos colocar 
 79 
sobre o esfregaço uma gota de óleo a fim de unir o objeto à objetiva sem que 
esses se toquem. 
 
CUIDADOS COM O MICROSCÓPIO 
 Os seguintes cuidados são essenciais para que possamos ter os 
microscópios funcionando da melhor forma possível: 
• Evite carregar o aparelho de um lugar a outro. E quando for carregá-lo, 
utilize ambas as mãos apoiando uma delas sob a base e a outra no braço do 
microscópio; 
• Ao colocá-lo sobre a mesa, mantê-lo a alguma distância do bordo; 
• As lentes são peças muito caras. Para as limpar, deve usar a flanela ou 
gazinha macia; 
• Após a utilização, encaixar a objetiva de menor ampliação (4x) alinhada 
com a ocular; 
• Evite encostar as objetivas no material a ser examinado; 
• Limpe sempre as objetivas, principalmente quando usar o óleo, com uma 
gaze limpa e embebida em éter; 
• Manter o microscópio sempre coberto por uma capa quando não estiver 
em uso para evitar a deposição de poeira; 
• Ao movimentar qualquer dos seus parafusos, a resistência oferecida é 
uniforme durante todo o curso, não sendo permitidosressaltos ou ruídos. A 
falta de foco, o desajuste do contraste e a nitidez no transcorrer do tempo da 
análise devem ser verificados pelo microscopista e, se necessário, pelo técnico 
de manutenção; 
• Sempre que for ligar o aparelho, comece pela tomada e só então ligue a 
lâmpada. E para desligá-lo primeiramente desligue a lâmpada e depois a 
tomada; 
• Nunca deixe material (lâminas) sobre o microscópio após o uso; 
• O microscópio deve estar sempre com uma capa para evitar acúmulo de 
pó; 
Uma outra sugestão para a limpeza do microscópio consiste na 
utilização de papel filtro macio para que não risque a lente, embebido numa 
 80 
mistura de 70% etanol + 30% de éter sem inundar a lente. E para limpar o 
óleo de imersão, usar apenas éter, pois o álcool pode criar um aspecto fosco 
na lente. 
OUTRAS TÉCNICAS DE MICROSCOPIA 
Microscopia de fundo escuro: 
É uma aplicação do princípio de Tyndall. Assim os corpúsculos a 
examinar são fortemente iluminados por feixes luminosos que penetram 
lateralmente, o que é conseguido com condensadores especiais. Deste modo, 
a única luz que penetra na objetiva é a difratada pelas partículas presentes na 
preparação, pelo que passam a ser visíveis em fundo escuro. 
A microscopia de fundo escuro é útil, por exemplo, no diagnóstico da 
Sífilis primária, que permite a visualização do Treponema pallidum. 
 
Microscopia fluorescente: 
A microscopia fluorescente permite observar microorganismos capazes 
de fixar substâncias fluorescentes (fluorocromos). A luz UV, ao incidir nessas 
partículas, provoca a emissão de luz visível e observa-se os microorganismos 
a brilhar em fundo escuro. Como exemplos, a leishmaniose e a doença de 
Chagas podem ser diagnosticadas por essa técnica. 
 
Microscopia de contraste de fase: 
Permite a observação de microrganismos vivos, sem coloração, 
através do contraste devido à diferença de fase dos raios luminosos que 
atravessam o fundo relativamente à fase da luz que atravessa os 
microrganismos. Esta diferença de fase é conseguida por utilização de uma 
objetiva de fase, que consiste num disco de vidro com um escavação circular, 
de modo que a luz que atravessa a escavação tem diferença de 1/4 de fase 
em relação à que atravessa a outra porção do vidro. Assim, os objetos não 
corados podem funcionar como verdadeiras redes de difração, pois os 
pormenores da sua estrutura resultam de pequenas diferenças nos índices de 
refração dos componentes celulares, e estes originam diferenças de fase nas 
radiações que os atravessam 
 
 81 
Microscopia eletrônica: 
 A diferença básica entre o microscópio óptico e o eletrônico é que neste 
último não é utilizada a luz, mas sim feixes de elétrons. O aumento alcançado 
pode ser da ordem de 10 000 vezes e possibilita que a amostra seja varrida 
por um feixe muito fino de elétrons. 
O material a ser estudado passa por um complexo processo de 
desidratação, fixação e inclusão em resinas especiais, muito duras, que 
permitem cortes ultrafinos obtidos através das navalhas de vidro do 
instrumento conhecido como ultramicrótomo. 
Existem três tipos de microscópio eletrônico básico: 
• De transmissão: usado para a observação de cortes ultrafinos; 
• De varredura: capaz de produzir imagens de alta ampliação para a 
observação de superfícies; 
• De tunelamento: para visualização de átomos. 
 
MICROSCOPIA ÓPTICA (PARTE PRÁTICA) 
1) Focalizar e observar lâminas de esfregaços sanguíneos no microscópio 
óptico, utilizando as objetivas de 10x e 40x. 
2) Focalizar e observar lâminas de esfregaços sanguíneos com a utilização 
de óleo de imersão, no aumento de 100x. 
Registre as diferenças observada nos campos visualizados? 
3) Realizar a limpeza dos microscópios e desligá-los. Primeiramente 
diminua a intensidade da luz, desligue a lâmpada e depois desligue na 
tomada. 
 
 
 
 
 82 
AULA 12 
ESPECTROFOTOMETRIA 
Espectrofotometria, ou fotocolorimetria, é uma técnica analítica que permite de- 
terminar a concentração das soluções por meio da intensidade de luz absorvida 
ou transmitida por elas. Com soluções coloridas, em que a intensidade de cor 
produzi- da na solução é proporcional à concentração da substância que está 
sendo dosada, conseguimos quantificar a concentração de uma dada 
substância em uma solução. Isso é possível, pois diversas biomoléculas 
absorvem luz em comprimentos de onda (λ) característicos. A luz branca é um 
espectro contínuo dos comprimentos de onda de todas as cores. Se a luz 
branca atravessar uma solução contendo um composto corado, certos 
comprimentos de onda de luz são absorvidos seletivamente. 
A fotometria é usada nos laboratórios para se determinar a concentração de 
vários analitos presentes em amostras biológicas. Normalmente aplica-se uma 
reação química específica para determinado analito, para se obter um produto 
colorido e estável em solução, com a capacidade de absorver ou transmitir 
energia radiante. 
 
Amostra biológica + Reagente de cor específico = Produto da reação corado 
(contém o analito) (cromógeno estável) 
 
 A cor do produto formado cresce com o aumento da concentração do 
analito presente na amostra. 
 Para determinar a concentração de um analito em uma determinada 
amostra é necessário incidir sobre o produto da reação, uma radiação 
eletromagnética. Uma parte dessa energia será absorvida pela solução e a 
fração absorvida é proporcional ao número de partículas do analito presente 
na solução. 
 
LEI DE LAMBERT-BEER 
 83 
 Usando soluções coradas, Beer, apoiado nas observações de Lambert, 
concluiu que havia uma relação entre a intensidade de energia transmitida e 
a concentração da solução corada. Ele observou que quando a 
concentração da solução crescia, a intensidade de energia absorvida 
aumentava e a transmitida diminuía. 
- Transmitância: é a intensidade de energia transmitida em relação à 
energia incidente. É inversamente proporcional à intensidade de cor da 
solução. 
- Absorbância: é a intensidade de energia radiante absorvida por uma 
solução. É diretamente proporcional à intensidade de cor dessa solução. 
 
O espectrofotômetro, então, mede a transmitância e a absorbância de uma 
solução corada contendo uma determinada concentração do analito a ser 
dosado. Através da absorbância obtida com o aparelho, podemos calcular a 
concentração do analito. A determinação da concentração de um soluto em 
uma determinada solução por espectrofotometria envolve também a 
comparação da absorbância da solução comum com uma solução de 
referência, na qual já se conhece a concentração do soluto. Em geral, essa 
solução de referência é chamada solução-padrão. Pode-se então diluir a 
solução-padrão para obter diferentes concentrações (pontos), determinar as 
suas respectivas absorbâncias e traçar um gráfico, cujo perfil é conhecido 
como curva-padrão. 
Fórmula para calcular a concentração da amostra: 
Ca ------------- Aa ⇒ Ca = Cp x Aa 
Cp ------------ Ap Ap 
 
� Fórmula para calcular o fator de calibração (Fc): 
 Fc = Cp 
 Ap 
� Fórmula para calcular a concentração da amostra através do fator de 
calibração: 
 
 84 
 Ca = Fc x Aa 
Onde: 
- Ca = concentração da amostra; Cp = concentração do 
padrão; 
- Aa = Absorbância da amostra; Ap = Absorbância do 
padrão; 
- Fc = Fator de calibração. 
 
ESPECTROFOTÔMETRO 
 É o aparelho usado para medir a energia absorvida e/ou transmitida por 
uma determinada solução contendo o produto da reação do analito que se 
quer dosar. 
 Os componentes básicos do aparelho são: 
1- Fonte de energia elétrica: fornece a energiaelétrica para o 
funcionamento do aparelho. 
2- Fonte de energia radiante: fornece a energia radiante com vários 
comprimentos de onda necessários às medidas fotométricas. 
3- Fenda de entrada: usada para que o raio de luz provenha de um ponto 
comum e bem definido. 
4- Monocromador: utilizado para selecionar a área desejada do espectro 
para se trabalhar. 
5- Fenda de saída: utilizado para controlar a dimensão do feixe luminoso 
que vai incidir sobre a solução. 
6- Porta cubeta: recipiente onde se coloca a cubeta contendo a solução. 
7- Detector: recebe a energia radiante transmitida pela solução e a 
transforma em energia elétrica. 
8- Circuito medidor: recebe a energia elétrica emitida pelo detector e a 
apresenta ao operador em uma medida: absorbância (A) ou 
transmitância (T). 
 
 85 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UTILIZAÇÃO DE BRANCO E PADRÃO NAS DOSAGENS BIOQUÍMICAS 
Padrão: 
 Solução com concentração definida do analito, utilizado para calibrar o 
método analítico. A sua leitura de absorbância e o valor de sua concentração 
são utilizados para efetuar o cálculo da concentração do analito nas 
amostras biológicas. Pode-se utilizar um padrão único ou uma sequência de 
diversos padrões para a construção de uma curva de calibração. 
 
Branco: 
 O branco é utilizado diariamente na rotina para cada dosagem realizada. 
Usamos o branco em fotometria para estabelecer o Zero de absorbância ou 
100% de transmitância, para eliminar a absorção dos reagentes e das 
cubetas e a interferência da coloração da amostra biológica (turvação, 
icterícia e substâncias que alteram a cor da amostra). Não significa que o 
branco seja incolor. Ele contém todos os reagentes usados na metodologia 
empregada, menos a amostra biológica, na maioria dos casos. 
Abaixo se encontra um quadro com dicas para a utilização do 
espectrofotômetro: 
 86 
 
 
LEITURA NO ESPECTROFOTÔMETRO 
DOSAGEM DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE BIURETO 
O método de Biureto é uma técnica colorimétrica baseada na formação em 
meio alcalino de um complexo entre o íon cúprico (Cu3+) e as múltiplas 
ligações peptídicas das proteínas. O complexo formado apresenta coloração 
violeta púrpura estável, cujo ponto máximo de absorção ocorre no comprimento 
de onda de 545 nm (filtro verde). 
Apesar de ser rápido e utilizar reagentes de baixo custo, esse método não é 
muito sensível. Ainda assim, o método de Biureto continua sendo recomendado 
para a determinação da concentração de proteínas totais em plasma 
sanguíneo, na saliva e no leite (ZAIA; ZAIA; LICHTIG, 1998). 
 
Preparo do reativo de Biureto: 
� 1,5 g de sulfato de cobre; 
� 6,0 g de tartarato de sódio e potássio; 
� Complete com água destilada até 500 mL. Adicione 300 mL de NaOH 
10% e complete com água destilada para 1 L. 
Procedimentos: 
• Disponha os tubos de ensaio (em duplicata), conforme a tabela a 
seguir. 
 87 
 
• Pipete 2,5 mL do reativo de Biureto em todos os tubos. Lembre-se 
de que o reagente colorimétrico deve ser adicionado em todos os 
tubos e no mesmo volume em cada um deles. 
• Agite vigorosamente. 
• Deixe os tubos em banho-maria a 37 °C durante 20 minutos. 
• Selecione o comprimento de onda (545 nm) no 
espectrofotômetro. 
• Zere o aparelho com o branco. 
• Realize as leituras e anote os valores das absorbâncias na tabela 
a seguir. 
• Desenhe a curva-padrão obtida em papel milimetrado ou no 
computador (nas abcissas, as concentrações de albumina de 
cada tubo e, nas ordenadas, as absorbâncias obtidas no equi- 
pamento). 
• Calcule, utilizando o FC, a concentração da amostra utilizada. 
OBS: Para a utilização do aparelho, deve-se seguir a seguinte ordem de 
procedimentos: 
- Ligar o aparelho e esperar que ele se estabilize; 
- Selecionar o comprimento de onda desejado; 
- Limpar as cubetas com papel macio e inseri-las no compartimento, com 
o lado liso voltado para o caminho óptico. 
- Zerar a reação usando um branco (água destilada). 
 88 
- Fazer as leituras de absorbância do padrão e amostras Calcular a 
concentração das amostras. 
- Enxaguar as cubetas com água destilada e secá-las com papel 
absorvente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 89 
AULA 14 
CENTRIFUGAÇÃO 
A centrifugação é um processo usado para separar ou concentrar materiais 
suspensos em uma solução. A base teórica desta técnica é o efeito da 
gravidade sobre as partículas (incluindo macromoléculas) em suspensão. 
Duas partículas de massas diferentes irão sedimentar em ritmos diferentes 
em resposta à gravidade. A força centrífuga, medida como "g" (gravidade) ou 
RCF (do inglês Relative Centrifugal Force), é usada para aumentar esta taxa 
e é aplicada em um instrumento chamado centrífuga. 
A força centrífuga relativa (Rcf) cuja unidade é o g é gerada quando uma 
partícula ou conjunto de partículas é sujeito a um movimento circular de 
aceleração: 
 
 Rcf (g) = 1,12 x 10-5 x R x N2 
R = raio em centímetros 
N = velocidade de centrifugação em RPM 
• 1 g equivalente à aceleração da gravidade na superfície da Terra 
 
Figura XXX- Força centrífuga 
 
 
Fonte: goo.gl/iXCUkAcontent_copy 
 
 90 
Centrífugas são dispositivos utilizados em uma variedade de aplicações 
científicas, que giram em altas velocidades de rotação a uma elevada força 
centrífuga. A força centrífuga (expressa como "g" ou RCF) gerada é 
proporcional à velocidade de rotação do rotor (rotações por minuto - RPM) e 
à distância entre o centro do rotor e o tubo de centrífuga. Portanto, uma 
determinada centrífuga pode ter vários tamanhos de rotor para dar 
flexibilidade à escolha das condições de centrifugação. Cada centrífuga 
possui um gráfico ou tabela que relaciona a taxa de rotação (RPM) à força 
centrífuga ("g" ou RCF) para cada tamanho de rotor que seja compatível. 
Como as centrífugas possuem muitas formas e tamanhos, e os rotores 
podem variar, a unidade universal de centrifugação é a força centrífuga. 
 
 
 
Fonte: goo.gl/yM9OTwcontent_copy 
 
 
 91 
 
 
Fonte: goo.gl/rYVp56 
 
MATERIAIS: tubos de coleta por sistema à vácuo com EDTA (tampa roxa), 
tubos de coleta de soro (tampa amarela), garrote, álcool 70%, adaptador, 
agulhas para coleta de sistema à vácuo, centrífuga, coletor para 
perfurocortantes, tubos de ensaio, pipetas de Pasteur, pinça. 
 
MÉTODO: 
- Coletar sangue venoso por sistema a vácuo, em tubo com e sem 
anticoagulante; 
- Levar os tubos para a centrifugação; 
- Equilibrar os tubos na centrífuga, posicionando-os em sentidos opostos e 
com o mesmo volume de sangue. 
- Fechar a centrífuga e ligar o aparelho, ajustando a velocidade para 1500 
rpm e marcar 10 minutos. 
- Aguardar a parada completa do processo de centrifugação e retirar os 
tubos com o auxílio de uma pinça. 
 92 
- Fazer a comparação das diferentes fases formadas após a centrifugação. 
- Colocar os tubos em uma grade, abri-los cuidadosamente e transferir, com 
o auxílio de uma pipeta de Pasteur, o soro e o plasma para dois tubos de 
ensaio, respectivamente. 
 
QUESTÕES: 
1) Cite 03 cuidados importantes ao manusear a centrífuga. 
2) Descreva a diferença entre soro, plasma e sangue total. 
3) Quais as diferenças entre os tubos de coleta para a obtenção de soro, 
plasma e sangue total? 
4) Cite 03 exames realizados com cada amostra: soro, plasma e sangue total. 
 93 
BIBLIOGRAFIA 
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Resolução RDC nº 306, de 07 de dezembro de 2004: Dispõe sobre o 
Regulamento Técnico para o gerenciamento de resíduos de serviços de 
saúde. D.O.U. - Diário Oficial da União; Poder Executivo, de 10 de 
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14785: laboratório clínico – requisitos de segurança. Rio de Janeiro, 
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profissionais em laboratórios de saúde. volume 1 Rio de Janeiro: 
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