MANUAL DE COLETA DE MATERIAL BIOLOGICO 2016 2017

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II 
 
ÍNDICE REMISSIVO 
1. Causas pré-analíticas de variações dos resultados de exames laboratoriais.......................... 04 
1.1. Variação cronobiológica............................................................................................................ 04 
1.2. Gênero ...................................................................................................................................... 04 
1.3. Idade ......................................................................................................................................... 04 
1.4. Posição ..................................................................................................................................... 04 
1.5. Atividade física ......................................................................................................................... 05 
1.6. Jejum ........................................................................................................................................ 05 
1.7. Dieta ......................................................................................................................................... 07 
1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso ........................................................................................ 07 
1.9. Aplicação do torniquete ........................................................................................................... 07 
1.10. Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos .................................................................... 08 
1.11. Infusão de fármacos ............................................................................................................. 08 
1.12. Gel separador ....................................................................................................................... 08 
1.13. Hemólise ............................................................................................................................... 08 
1.14. Lipemia ................................................................................................................................. 10 
2. Procedimentos básicos para minimizar ocorrências de erros .................................................. 10 
2.1. Para um paciente adulto e consciente ..................................................................................... 10 
2.2. Para pacientes internados ........................................................................................................ 10 
2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de 
comunicação ............................................................................................................................ 11 
3. Procedimento para higienização das mãos e antissepsia ......................................................... 11 
3.1. Higienização das mãos ............................................................................................................ 11 
3.2. Colocando as luvas .................................................................................................................. 12 
3.3. Antissepsia do local da punção ................................................................................................ 12 
4. Procedimento de coleta de sangue venoso ................................................................................ 12 
4.1. Locais de escolha para venopunção ........................................................................................ 12 
4.2. Posição do paciente ................................................................................................................. 15 
4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo ........................................................................................... 15 
4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha ..................................................................... 18 
4.5. Agrupamento de exames para coleta ....................................................................................... 23 
4.6. Recomendações da sequência e homogeneização de tubos a vácuo, na coleta de sangue 
venoso de acordo com CLSI .................................................................................................... 26 
4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria ................................................................................ 28 
4.8. Coleta de sangue em queimados ............................................................................................. 28 
5. Gasometria ...................................................................................................................................... 28 
6. Hemocultura ................................................................................................................................... 29 
6.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas .................................. 29 
6.2. Passo a passo para coleta de hemocultura ............................................................................. 30 
7. Teste de Tolerância Oral à Glicose e outras Provas Funcionais ............................................... 31 
7.1. Passo a passo da coleta do Teste de Tolerância Oral à Glicose ............................................. 32 
7.2. Passo a passo da coleta de Provas Funcionais ....................................................................... 33 
8. Testes de Coagulação ................................................................................................................... 34 
8.1. Comentários sobre a coleta ...................................................................................................... 34 
9. Fezes ............................................................................................................................................... 34 
9.1. Protoparasitológico ................................................................................................................... 34 
9.2. Cultura para aeróbio e fungos .................................................................................................. 36 
9.3. Pesquisa de sangue oculto ...................................................................................................... 36 
9.4. Pesquisa de Clostridium difficile, Cryptosporidium sp, Isospora beli e Microsporidium spp..... 37 
10. Material genital ............................................................................................................................... 38 
10.1. Secreção vaginal .................................................................................................................. 38 
10.2. Secreção endocervical .......................................................................................................... 38 
10.3. Secreção uretral .................................................................................................................... 39 
10.4. Esperma ................................................................................................................................ 41 
III 
 
10.5. Swab retal ............................................................................................................................. 41 
11. Trato urinário .................................................................................................................................. 41 
11.1. Orientações necessárias ...................................................................................................... 41 
11.2. Procedimento ........................................................................................................................ 41 
12. Trato respiratório inferior .............................................................................................................. 43 
12.1. Escarro ..................................................................................................................................43 
12.2. Aspirado traqueal .................................................................................................................. 43 
12.3. Lavado bronco-alveolar (LBA) .............................................................................................. 44 
13. Trato respiratório superior ............................................................................................................ 44 
13.1. Orofaringe ............................................................................................................................. 44 
13.2. Swab nasal ........................................................................................................................... 45 
14. Ocular .............................................................................................................................................. 45 
14.1. Cílios para pesquisa de Demodex ........................................................................................ 45 
14.2. Secreção ocular para cultura de bactérias aeróbias, fungos e citologia ............................... 46 
14.3. Material de conjuntiva e pálpebra para cultura de bactérias aeróbias, anaeróbias e fungos 46 
14.4. Material de conjuntiva para Gram e citologia ........................................................................ 47 
14.5. Material de conjuntiva para pesquisa de Chlamydia spp por imunofluorescência................ 48 
14.6. Córnea para cultura de bactérias aeróbias, anaeróbias, fungos e lâmina para microscopia 48 
14.7. Material de câmara anterior e câmara vítrea para cultura de bactérias aeróbias, 
anaeróbias, fungos e lâmina para microscopia .................................................................... 49 
15. Secreção de pele, escara, fístula, abscesso e exsudatos .......................................................... 50 
15.1. Orientações necessárias ...................................................................................................... 50 
15.2. Procedimento ........................................................................................................................ 50 
16. Conduto auditivo externo e médio ............................................................................................... 51 
16.1. Orientações necessárias ...................................................................................................... 51 
16.2. Procedimento ........................................................................................................................ 52 
17. Ponta de cateter intravascular ...................................................................................................... 52 
17.1. Procedimento ........................................................................................................................ 52 
18. Fluídos orgânicos (líquidos: pleural, peritoneal, pericárdico, biliar, sinovial e outros) ......... 53 
18.1. Procedimento ........................................................................................................................ 53 
19. Líquor .............................................................................................................................................. 53 
19.1. Procedimento ........................................................................................................................ 53 
20. Micológico direto e cultura para fungos de unhas e lesões superficiais (pele, pêlo, cabelo 
e couro cabeludo) .......................................................................................................................... 54 
20.1. Orientação geral para todas as coletas................................................................................. 54 
20.2. Lesões superficiais ............................................................................................................... 54 
20.3. Amostras de pêlo, cabelo e couro cabeludo ......................................................................... 54 
20.4. Coleta de unha ...................................................................................................................... 55 
21. Transporte ....................................................................................................................................... 58 
22. Siglas e abreviaturas ..................................................................................................................... 58 
23. Referências bibliográficas ............................................................................................................. 58 
4 
 
A fase pré-analítica é responsável por 70% dos erros ocorridos no laboratório, ela engloba a 
indicação do exame, redação da solicitação, leitura e interpretação da solicitação, transmissão de 
eventuais instruções de preparo do paciente, avaliação do atendimento às instruções previamente 
transmitidas e procedimentos de coleta, acondicionamento, transporte e preservação da amostra 
biológica até o momento da efetiva realização do exame. 
 
1. Causas pré-analíticas de variações dos resultados de exames laboratoriais: 
 
Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é reduzir as dúvidas que a 
história clínica e o exame físico fazem surgir no raciocínio médico. Para que o laboratório 
clínico possa atender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do 
paciente, a coleta, o transporte e a manipulação dos materiais a serem examinados obedeçam a 
determinadas regras. 
Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer, 
controlar e, se possível, evitar algumas variáveis, classicamente referidas como condições pré-
analíticas, que podem interferir no desempenho da fase analítica e, consequentemente, na 
exatidão e precisão dos resultados dos exames, vitais para a conduta médica e, em última 
instância, para o bem-estar do paciente. 
 
1.1. Variação cronobiológica: 
Corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determinado parâmetro em função do 
tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal, anual, etc. Variação circadiana 
acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do cortisol no soro, onde as coletas 
realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que os obtidos nas amostras 
coletadas pela manhã. Classicamente, a melhor condição para coleta de sangue para realização 
de exames de rotina é o período da manhã, embora não exista contraindicação formal de coleta 
no período da tarde, salvo aqueles parâmetros que sofrem modificações significativas no decorrer 
do dia (exemplo: cortisol, TSH, etc.). 
 
1.2. Gênero: 
Além das diferenças hormonais específicas e características de cada sexo, alguns outros 
parâmetros sanguíneos e urinários se apresentam em concentrações significativamente distintas 
entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da massa muscular, entre 
outros fatores. Em geral, os intervalos de referência para estes parâmetros são específicos para 
cada gênero. 
 
1.3. Idade: 
Alguns parâmetros bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade do indivíduo. 
Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional dos órgãos e 
sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até os intervalos de 
referência devem considerar essas diferenças. 
 
1.4. Posição: 
Mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de alguns 
componentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina para a posição ereta, por 
exemplo, ocorre um afluxo de água e substâncias filtráveis do espaço intravascular para o 
intersticial. Substâncias não filtráveis, tais como as proteínas de alto peso molecular e os 
elementos celulares terão sua concentração relativamente elevada até que o equilíbriohídrico se 
restabeleça. 
 
5 
 
1.5. Atividade física: 
O esforço físico pode causar aumento da atividade sérica de algumas enzimas, como a 
creatinoquinase, a aldolase e a aspartato amino transferase, pelo aumento da liberação celular. 
Esse aumento pode persistir por 12 a 24 horas após a realização de um exercício. Alterações 
significativas no grau de atividade física, como ocorrem, por exemplo, nos primeiros dias de uma 
internação hospitalar ou de imobilização, causam variações importantes na concentração de 
alguns parâmetros sanguíneos. Após uma coleta de sangue o intervalo de tempo recomendado 
para iniciar a prática de um exercício físico ou retornar as atividades habituais, é importante 
ressaltar que cada caso deve ser avaliado individualmente, ficando a decisão final para o próprio 
paciente, ou a critério e orientação médica. A ingestão de alimentos é necessária para encerrar o 
estado de jejum, antes da prática esportiva, sob o risco de hipoglicemia durante esta atividade. 
 
1.6. Jejum: 
Habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames 
laboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode interferir 
em algumas metodologias. Nas populações pediátricas e de idosos, o tempo de jejum deve 
guardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas de sangue após 
períodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de jejum habitual para a 
coleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 horas, para a maioria dos 
exames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na primeira infância ou lactentes, pode 
ser de 1 ou 2 horas apenas. 
 
1.6.1. Relação de exames e tempo de jejum necessário: 
Exame Tempo de Jejum Exame Tempo de Jejum 
17- Alfa Hidroxi Progesterona 4 horas Antígeno Prostático Livre (PSA livre) 4 horas 
Ácido Fólico 4 horas Anti Jo-1 4 horas 
Ácido Úrico 4 horas Anti LKM 1 4 horas 
Ácido Valpróico 4 horas Anti RNP 4 horas 
Adenosina Deaminase 4 horas Anti SCL-70 4 horas 
Alanina Amino Transferase (TGP) 4 horas Anti SM 4 horas 
 Anti SSB (La) 4 horas 
Albumina 4 horas Antitrombina 4 horas 
Aldolase 4 horas Aspartato Amino Transferase (TGO) 4 horas 
Aldosterona 4 horas Anticorpo Antirreceptor TSH (TRAB) 4 horas 
Alfa-1 Antitripsina 4 horas Beta-2 Microglobulina 4 horas 
Alfa-1 Glicoproteína Ácida 4 horas Bicarbonato 4 horas 
Alfa Fetoproteína 4 horas Bilirrubina Total e Frações 4 horas 
Amicacina 4 horas Biomarcadores de Pré-eclâmpsia 4 horas 
Amilase 4 horas Brucelose 4 horas 
Amônia 4 horas C3 4 horas 
Androstenediona 4 horas C4 4 horas 
Anticardiolipina 4 horas CA 125 4 horas 
Anticorpos Anti-GAD 4 horas CA 15-3 4 horas 
Anticorpos Antimitocôndria 4 horas CA 19-9 4 horas 
Anticorpos Antimúsculo liso (ASMA) 4 horas CA 72.4 4 horas 
Anticorpos Antipeptídeo Citrulinado Cíclico 4 horas Cálcio Total e Ionizado 4 horas 
Anticorpos Antiperoxidase (Anti-TPO) 4 horas Carbamazepina 4 horas 
Anticorpos Anti-SSA (RO) 4 horas Ceruloplasmina 4 horas 
Anticorpos Antitiroglobulina 4 horas Chagas 4 horas 
Anticorpos subclasses de IgG 4 horas Ciclosporina 4 horas 
Anti DNA Nativo (dupla hélice) 4 horas Citomegalovírus - Avidez, IgG, IgM 4 horas 
Anti ENA 4 horas Cloro 4 horas 
Antiestreptolisina O (ASLO) 4 horas Cobre 4 horas 
Antigenemia para Citomegalovírus 4 horas Colesterol Total 8 horas 
Antígeno Carcino Embrionário (CEA) 4 horas Colesterol Total e Frações 12 horas 
Antígeno Prostático Específico Total (PSA) 4 horas Cortisol 4 horas 
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Exame Tempo de Jejum Exame Tempo de Jejum 
Cortisol (Após estímulo com DDAVP) 8 horas Hemoglobina Glicada Não necessário 
Creatinina 4 horas Hemograma Não necessário 
Creatinoquinase 4 horas Hepatite A - IgM, Total 4 horas 
Creatinoquinase lsoenzima MB 
4 horas 
 Hepatite B - Anti-HBe, Anti-HBs, Anti-
HBc IgM, Anti-HBc Total, HBeAG, 
HBsAG 
4 horas 
Crioglobulina 4 horas Hepatite C 4 horas 
Cromogranina A Não necessário Herpes - IgG, IgM 4 horas 
Curva de fragilidade osmótica 4 horas HIV 1 e 2 4 horas 
Dehidroepiandrosterona 4 horas HIV – Teste Rápido Não necessário 
Detecção de Galactomanana Não necessário Hormônio Adrenocorticotrófico (ACTH) 8 horas 
Detecção de Infecções Bacterianas 4 horas Hormônio do Crescimento (GH) 8 horas 
Detecção do Chikungunya Vírus Não necessário Hormônio Folículo Estimulante (FHS) 4 horas 
Detecção do DNA do Adenovírus Não necessário Hormônio Luteinizante (LH) 4 horas 
Detecção do DNA do Citomegalovírus Não necessário 
Detecção do DNA do Parvovírus Humano 4 horas Hormônio Tireoestimulante (TSH) 4 horas 
Detecção do DNA do Vírus da Hepatite B Não necessário IGF - 1 e BP3 4 horas 
Detecção do DNA e Tipagem do Herpes 
Vírus I e II Não necessário 
 Imunofixação 4 horas 
Detecção do RNA do Vírus da Hepatite C Não necessário Imunoglobulina A, E, G, e M 4 horas 
Detecção do Zika Vírus Não necessário Influenza A/H1N1 Não necessário 
Digitoxina 4 horas Influenza Sazonal Não necessário 
Digoxina 4 horas Insulina 8 horas 
Dímero-D 4 horas Lactato Não necessário 
Eletroforese de Hemoglobinas 4 horas Lactato Desidrogenase 4 horas 
Eletroforese de Proteínas 4 horas Leishmaniose Humana 4 horas 
Eritrograma Não necessário Leptospirose 4 horas 
Eritropoietina 4 horas Leucograma Não necessário 
Esquistossomose 4 horas Lipase 4 horas 
Estradiol 4 horas Lítio 4 horas 
Fator Anti Núcleo (FAN) 4 horas Magnésio 4 horas 
Fator de Von Willebrand 4 horas Metotrexato 4 horas 
Fator Reumatóide 4 horas Mononucleose 4 horas 
Fatores V, VII, VII e IX 4 horas NT-Pró BNP 4 horas 
Fenitoína 4 horas Paratormônio (PTH) 8 horas 
Fenobarbital 4 horas Parvovírus Humano - IgG, IgM 4 horas 
Ferritina 4 horas Peptídeo C 8 horas 
Ferro 4 horas Perfil Metabólico Não necessário 
Fibrinogênio 4 horas Pesquisa de Esferócitos Não necessário 
Fosfatase Ácida Total e Prostática 4 horas Pesquisa de Hematozoários Não necessário 
Fosfatase Alcalina 4 horas Plaquetas Não necessário 
Fósforo 4 horas Potássio 4 horas 
Gama Glutamil Transferase 4 horas Procalcitonina (PCT) 4 horas 
Gasometria Arterial e Venosa Não necessário Progesterona 4 horas 
Gastrina 12 horas Prolactina 4 horas 
Genotipagem do vírus Hepatite B 4 horas Proteína C da Coagulação 4 horas 
Genotipagem do vírus Hepatite C 4 horas Proteína C Reativa – Ultra Sensível 4 horas 
Gentamicina 4 horas Proteína Total e Frações 4 horas 
Glicose 8 horas Quantificação do DNA BKV 4 horas 
Glicose 6 Fosfato Desidrogenase Não necessário Quantificação do DNA do Citomegalovírus 4 horas 
Glicose Pós Prandial Não necessário Quantificação do DNA do Vírus da Hepatite B 4 horas 
Globulina ligante de hormônios sexuais 
(SHBG) 4 horas 
 Quantificação do DNA do Vírus Epstein-
Barr 4 horas 
Gonadotrofina Coriônica Humana - Fração 
Beta 4 horas 
 Quantificação do RNA do HIV 4 horas 
Hematócrito Não necessário Quantificação do RNA do Vírus da Hepatite C 4 horas 
Hemocultura Não necessário Renina 4 horas 
Hemoglobina Não necessário Reticulócitos Não necessário 
7 
 
 
Exame Tempo de Jejum Exame Tempo de Jejum 
Rubéola - Avidez, IgG, IgM 4 horas Tempo de Sangramento Não necessário 
S-100 4 horas Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada Não necessário 
Sarampo - IgG, IgM 4 horas Teofilina 4 horas 
Sódio 4 horas Teste de Tolerância Oral a Glicose (75g) 8 horas 
Sorologia para Bartonela 4 horas Testosterona Livre e Total 4 horas 
Sorologia para Brucelose 4 horas Tiroglobulina 4 horas 
Sorologia para Caxumba 4 horas Titulação do Inibidor do Fator VIII e IX Não necessário 
Sorologia para Chagas 4 horas Tobramicina 4 horas 
Sorologia para Chlamydia 4 horas Toxocara canis 4 horas 
Sorologia para Dengue 4 horas Toxoplasmose - Avidez, IgG, IgM 4 horas 
Sorologia para Hantavírus 4 horas Transferrina 4 horas 
Sorologiapara HIV Triglicérides 12 horas 
Sorologia para HTLV I e II 4 horas Troponina T Não necessário 
Sorologia para Mycoplasma pneumoniae 4 horas Uréia 4 horas 
Sorologia para Paracoccidioidomicose 4 horas Vancomicina 4 horas 
Sorologia para Parvovírus 4 horas Varicella Zoster 4 horas 
Sorologia para Sífilis 4 horas Velocidade de Hemossedimentação Não necessário 
Sulfato de Dehidroepiandrosterona 4 horas Vitamina B12 4 horas 
T3 Livre e Total 4 horas Vitamina D Total, D3 4 horas 
T4 Livre e Total 4 horas Widal Não necessário 
Tempo de Pró-trombina Não necessário Zinco 4 horas 
 
1.7. Dieta: 
A dieta a que o indivíduo está submetido, mesmo respeitado o período regulamentar de jejum, 
pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das características 
orgânicas do próprio paciente. Alterações bruscas na dieta, como ocorrem, em geral, nos 
primeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que alguns parâmetros 
retornem aos níveis basais. A ingestão de café não é permitida antes da coleta, a cafeína pode 
induzir a liberação de epinefrina, que estimula a neoglicogênese, com consequente elevação da 
glicose no sangue. Além disto, pode elevar a atividade de renina plasmática e a concentração de 
catecolaminas. 
 
1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso: 
Este é um item amplo e inclui tanto a administração de substâncias com finalidades terapêuticas 
como as utilizadas para fins recreacionais. Ambos podem causar variações nos resultados de 
exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fisiológico in vivo ou por interferência analítica, in 
vitro. Pela frequência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o consumo esporádico de etanol pode 
causar alterações significativas e quase imediatas na concentração plasmática de glicose, de 
ácido láctico e de triglicérides, por exemplo. O uso crônico é responsável pela elevação da 
atividade da gama glutamil transferase, entre outras alterações. O tabagismo é causa de elevação 
na concentração de hemoglobina, no número de leucócitos e de hemácias e no volume 
corpuscular médio; redução na concentração de HDL-colesterol e elevação de outras substâncias 
como adrenalina, aldosterona, antígeno carcinoembriônico e cortisol. O fumo não é permitido 
antes da coleta. 
 
1.9. Aplicação do torniquete: 
Ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorre aumento da pressão 
intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de moléculas pequenas para o 
espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torniquete permanecer por 
mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, tais como glicólise anaeróbica, 
elevem a concentração de lactato, com redução do pH. 
8 
 
 
1.10. Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos: 
Como outras causas de variações dos resultados dos exames laboratoriais, devem ser lembrados 
alguns procedimentos diagnósticos (administração de contrastes para exames radiológicos ou 
tomográficos, a realização de toque retal, de eletroneuromiografia) e alguns procedimentos 
terapêuticos, como: hemodiálise, diálise peritoneal, cirurgias, transfusão sanguínea e infusão de 
fármacos. 
 
1.11. Infusão de fármacos: 
É importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre em local distante da 
instalação do cateter. Mesmo realizando a coleta em outro local, se possível, deve-se aguardar 
pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta. 
 
EXEMPLOS DE INTERFERÊNCIAS LABORATORIAIS GERADAS POR ALGUNS FÁRMACOS 
MECANISMO FÁRMACO PARÂMETRO EFEITO 
Indução enzimática Fenitoína Gama-GT Eleva 
Inibição enzimática Alopurinol Ácido úrico Reduz 
Inibição enzimática Ciclofosfamida Colinesterase Reduz 
Competição Novobiocina Bilirrubina indireta Eleva 
Aumento do transportador Anticoncepcional oral Ceruloplasmina cobre Eleva 
Reação cruzada Espironolactona Digoxina Elevação aparente 
Reação química Cefalotina Creatinina Elevação aparente 
Hemoglobina atípica Salicilato Hemoglobina Glicada Elevação aparente 
Metabolismo 4-OH-propanolol Bilirrubina Elevação aparente 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
1.12. Gel separador: 
Algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelatinosa com a 
finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro, após a 
centrifugação. Este gel é um polímero com densidade específica de 1,040 contendo um 
acelerador da coagulação e pode, eventualmente, liberar partículas que interferem com eletrodos 
seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no volume da amostra 
e interferir em determinadas dosagens. Considerando que a composição deste gel varia entre os 
diferentes fornecedores, é recomendável consultar o fabricante sobre a existência de estudos bem 
conduzidos demonstrando ou excluindo possíveis limitações e interferências. 
 
1.13. Hemólise: 
Hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de intensidade 
significativa causa aumento na atividade plasmática de algumas enzimas, como aldolase, 
aspartato amino transferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e nas dosagens de 
potássio, magnésio e fosfato e pode ser responsável por resultados falsamente reduzidos de 
insulina, dentre outros. Hemólise tem sido definida como a liberação dos constituintes 
intracelulares para o plasma ou soro, quando ocorre a ruptura das células do sangue. Estes 
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componentes podem interferir nos resultados das dosagens de alguns analitos, é geralmente 
reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou 
sedimentação, causada pela hemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse 
modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada 
(invisíveis a olho nu). 
No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores interferentes podem 
também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que pode ocorrer, por exemplo, 
quando o sangue é armazenado em baixa temperatura, mas não em temperatura de 
congelamento. 
 
Diferentes graus de Hemólise 
 
 
 
 
 
 
 
 +++ ++ + 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
1.13.1. Boas práticas pré-coleta para prevenção da hemólise: 
• Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar; 
• Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente quando a veia do 
paciente for fina, ou em casos especiais; 
• Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose; 
• Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfurar 
a veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Este 
procedimento visa prevenir o choque direto do sangue na parede do tubo, que pode 
hemolisar a amostra, e também evita o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente; 
• Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue alteram a proporção correta de 
sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados incorretos; 
• Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar de fluir para 
dentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a devida proporção 
sangue/anticoagulante. Observar que, tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), 
têm menor quantidade de vácuo, portanto o sangue flui lentamente para dentro deste tubo; 
• Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa para 
evitar a formação de espuma; 
• Não puxar o êmbolo da seringa com muita força; 
• Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue deslizando 
cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação do bico 
da seringa com o anticoagulanteou ativador de coágulo contido no tubo; 
• Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para transferência do sangue 
da seringa para o tubo, porque pode ocorrer à criação de uma pressão positiva, o que 
provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe 
de equipamentos na área analítica. 
 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
10 
 
1.13.2. Boas práticas pós-coleta para prevenção da hemólise: 
• Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja item 6.4), não 
chacoalhar o tubo; 
• Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analítico a ser dosado 
necessitar desta conservação; 
• Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local, instruções de 
uso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico a ser analisado; 
• Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo para outro; 
• O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou mesmo 
exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação. 
 
1.14. Lipemia: 
Também pode interferir na realização de exames que usam metodologias colorimétricas ou 
turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides pode ocorrer apenas no período 
pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes portadores de algumas dislipidemias e faz com 
que o aspecto do soro ou do plasma se altere de límpido para algum grau variado de turbidez, 
podendo chegar a ser leitoso. Uma vez que amostras normais colhidas dentro das especificações 
de jejum apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevância clínica e deve ser 
avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença de hipertrigliceridemia, ou 
do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDL- colesterol), ou de ambos. 
 
Diferentes graus de Lipemia 
 
 
 +++ ++ + 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
2. Procedimentos básicos para minimizar ocorrências de erros: 
 
O flebotomista deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado na 
requisição de exames. Para isto, recomendam-se: 
 
2.1. Para um paciente adulto e consciente: 
Perguntar o nome completo e solicitar o documento de identidade, comparar as informações do 
documento com as constantes na requisição de exames. 
 
2.2. Para pacientes internados: 
O flebotomista deve verificar SEMPRE a identificação do paciente, comparando com as etiquetas 
previamente impressas e quando possível perguntar o nome completo. O número do leito nunca 
deve ser utilizado como critério de identificação. Qualquer dúvida checar com a enfermagem antes 
de efetuar a coleta. 
 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
 
2.3. Para pacientes muito jovens, 
comunicação: 
O flebotomista deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem. 
Pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergênci
seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência. É indispensável que a 
identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo. O material colhido deve ser 
identificado na presença do paciente.
Recomenda-se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como 
enviada ao laboratório”, e que o laudo contenha esta informação.
É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta, especialmente 
no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. O paciente não deve suspender os 
medicamentos antes da coleta de sangue, exceto quando 
monitorizarão de drogas terapêuticas é importante o laboratório anotar o horário da última dose e 
registrar esta informação no laudo. 
A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum.
 
3. Procedimento para higienização das m
 
Para a Antissepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do 
paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de baixa 
causticidade e hipoalergênica na pele e mucosa. O álcool etílico possui efeito antisséptico na 
concentração de 70%, sendo o mais usado
antisséptica, e diminui a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra bac
Gram-positivas e Gram-negativas, 
vírus, além de ter menor custo. 
 
3.1. Higienização das mãos: 
As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim 
contaminação cruzada. Esta higienização pode ser feita 
 
• ÁGUA E SABÃO 
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar 
 
ovens, inconscientes ou com algum tipo de 
se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem. 
socorro ou em salas de emergência podem ser identificados pelo 
seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência. É indispensável que a 
identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo. O material colhido deve ser 
identificado na presença do paciente. 
se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como 
, e que o laudo contenha esta informação. 
É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta, especialmente 
no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. O paciente não deve suspender os 
medicamentos antes da coleta de sangue, exceto quando autorizada pelo médico do paciente
de drogas terapêuticas é importante o laboratório anotar o horário da última dose e 
registrar esta informação no laudo. 
A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum.
igienização das mãos e antissepsia: 
da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do 
paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de baixa 
na pele e mucosa. O álcool etílico possui efeito antisséptico na 
concentração de 70%, sendo o mais usado, pois, nesta composição, preserva sua ação 
antisséptica, e diminui a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra bac
negativas, boa atividade contra Mycobacterium tuberculosis
As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim 
ada. Esta higienização pode ser feita de duas maneiras: 
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo
11 
ipo de dificuldade de 
se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem. 
a podem ser identificados pelo 
seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência. É indispensável que a 
identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo. O material colhido deve ser 
se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como “amostra 
É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta, especialmente 
no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. O paciente não deve suspender os 
médico do paciente. Na 
de drogas terapêuticas é importante o laboratório anotar o horário da última dose e 
A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum. 
da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do 
paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de baixa 
na pele e mucosa. O álcool etílico possuiefeito antisséptico na 
, nesta composição, preserva sua ação 
antisséptica, e diminui a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra bactérias 
Mycobacterium tuberculosis, fungos e 
As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim 
 
Hospital São Paulo 
 
 
• ÁLCOOL GEL 
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar 
 
3.2. Colocando as luvas: 
As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à 
pele para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção.
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1
 
3.3. Antissepsia do local da punção:
• Recomenda-se usar um algodão embebido com solução de clorexedina alcoólica ou álcool 
etílico 70%, comercialmente preparado
• Limpar o local com um movimento circular do centro 
• Permitir a secagem da área por 01 minuto, para evitar hemólise da amostra, e também a 
sensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado
• Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local
• Não tocar novamente na região após
 
4. Procedimento de coleta de sangue v
 
As recomendações adotadas a seguir baseiam
 
4.1. Locais de escolha para venopunção:
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem 
que podem ser escolhidos para a venopunç
veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim 
aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo
As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à 
pele para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção. 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1
unção: 
se usar um algodão embebido com solução de clorexedina alcoólica ou álcool 
etílico 70%, comercialmente preparado; 
Limpar o local com um movimento circular do centro para a periferia; 
Permitir a secagem da área por 01 minuto, para evitar hemólise da amostra, e também a 
sensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado; 
Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local; 
Não tocar novamente na região após a Antissepsia. 
Procedimento de coleta de sangue venoso: 
mendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas do CLSI. 
enopunção: 
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem 
que podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas figuras
veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x 
vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
ompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim 
12 
 
Hospital São Paulo 
As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
se usar um algodão embebido com solução de clorexedina alcoólica ou álcool 
 
Permitir a secagem da área por 01 minuto, para evitar hemólise da amostra, e também a 
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem diversos locais 
ão, apontados abaixo nas figuras. Embora qualquer 
veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias 
ompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x 
13 
 
basílica mediana e cefálica são as mais frequentemente utilizadas. A veia basílica mediana 
costuma ser a melhor opção, pois a cefálica é mais propensa à formação de hematomas. 
 
Veia do membro superior 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, porém a 
veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada. 
 
Veia do dorso da mão 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
4.1.1. Áreas a evitar: 
• Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie; 
• Locais com cicatrizes de queimadura; 
• Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia, cateterismo ou qualquer 
outro procedimento cirúrgico; 
• Áreas com hematomas; 
• Fístulas arteriovenosas; 
• Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, podem parecer um cordão e 
têm paredes endurecidas. 
 
4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia: 
• Pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos suaves de abrir e fechar a mão; 
• Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo); 
• Fixação das veias com os dedos nos casos de flacidez; 
• Equipamentos ou dispositivos que facilitam a visualização de veias ainda não são de uso 
rotineiro e são pouco difundidos. 
 
4.1.3. Uso adequado do torniquete: 
É importante que se utilize adequadamente o torniquete, evitando-se situações que induzam ao 
erro diagnóstico (como hemólise, que pode elevar o nível de potássio, hemoconcentração, 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
14 
 
alterações na dosagem de cálcio, por exemplo), bem como complicações de coleta (hematomas, 
parestesia). 
Portanto, recomenda-se: 
 
Aplicação do torniquete 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
• Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo a partir da altura do ombro; 
• Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da área de 
punção; 
• Não aplicar o procedimento de “bater na veia com dois dedos”, no momento de seleção 
venosa. Este tipo de procedimento provoca hemólise capilar e, portanto, altera o resultado 
de certos analitos; 
• Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, utilizá-lo apenas por um breve 
momento, pedindo ao paciente para abrir e fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, 
afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente; 
• O torniquete não é recomendado para alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar 
alteração do resultado; 
• Aplicar o torniquete cerca de 8 cm acima do local da punção para evitar a contaminação do 
local. 
 
Posicionamento correto do torniquete 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
• Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto, já que poderia levar à 
hemoconcentração e falsos resultados em certos analitos; 
• Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia; 
• Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser interrompido. 
O pulso deve permanecer palpável; 
• Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação; 
• Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao paciente se 
ele tem alergia a este componente. Caso o paciente seja alérgico ao látex, não se deve 
usar este material parao garroteamento. 
 
 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
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15 
 
4.2. Posição do paciente: 
A posição do paciente pode também acarretar erros em resultados. O desconforto do paciente, 
agregado à ansiedade pode levar à liberação indevida de alguns analitos na corrente sanguínea. 
Algumas recomendações que permitem facilitar a coleta de sangue e promovem um perfeito 
atendimento ao paciente, neste momento, são indicadas e comentadas a seguir: 
 
4.2.1. Procedimento com paciente sentado: 
Pedir ao paciente que se sente confortavelmente numa cadeira própria para coleta de sangue. 
Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e evite quedas, caso o paciente venha a 
perder a consciência. Cadeiras sem braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem 
protegem pacientes nestes casos. 
Recomenda-se que a posição do braço do paciente no descanso da cadeira, seja inclinada 
levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. 
O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o cotovelo não deve estar dobrado. Uma 
leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão do braço. 
 
4.2.2. Procedimento para paciente acomodado em leito: 
Solicitar ao paciente que se coloque em posição confortável. 
Caso esteja em posição supina e seja necessário um apoio adicional, coloque um travesseiro 
debaixo do braço do qual será coletada a amostra. Posicione o braço do paciente inclinando 
levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. Caso esteja 
em posição semissentado, o posicionamento do braço para coleta torna-se relativamente mais 
fácil. 
 
4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo: 
A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada pelas normas 
CLSI atualmente, é usada mundialmente e em boa parte dos laboratórios brasileiros, pois 
proporciona ao usuário inúmeras vantagens: 
• Facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a vácuo 
tem, em seu interior, quantidade de vácuo calibrado proporcional ao volume de sangue em 
sua etiqueta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir para dentro do 
tubo, o flebotomista terá a certeza de que o volume de sangue correto foi colhido. A 
quantidade de anticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume de sangue a ser 
coletado, proporcionando, ao final da coleta, uma amostra de qualidade para ser 
processada ou analisada; 
• O conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, 
rapidamente, colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo médico; 
• Pacientes com acessos venosos difíceis, crianças, pacientes em terapia medicamentosa, 
quimioterápicos etc. também são beneficiados, pois existem produtos que facilitam tais 
coletas (escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo em diversos calibres de agulha e 
tubos para coleta de sangue a vácuo com menor volume de aspiração). Outro ponto 
relevante a ser observado é o avanço da tecnologia em equipamentos para diagnóstico e 
kits com maior especificidade e sensibilidade, que hoje requerem um menor volume de 
amostra do paciente; 
• Garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial em um 
laboratório; 
• Segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é um 
sistema fechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue flui 
16 
 
diretamente para o tubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao flebotomista maior 
segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue. 
 
Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo: 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas; 
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e 
etiquetas; 
3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico 
(tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do 
paciente; 
4. Informá-lo sobre o procedimento; 
5. Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente; 
6. Rosquear a agulha no adaptador do sistema a vácuo; 
 
 
 
 
 
 
 
 
7. Higienizar as mãos (ver item 3.1); 
8. Calçar as luvas (ver item 3.2); 
9. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
10. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e 
feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos para 
usá-lo novamente; 
11. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3); 
12. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3); 
13. Retirar a proteção que recobre a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser 
necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, 
poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
17 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
14. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima. 
Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do 
local onde foi feita a Antissepsia); 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
15. Inserir o primeiro tubo a vácuo (ver item 4.6); 
16. Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do paciente e 
pedir para que abra a mão; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
17. Realizar a troca dos tubos sucessivamente (ver item 4.6); 
18. Homogeneizar imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o suavemente de 5 
a 10 vezes (ver item 5); 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
19. Após a retirada do último tubo, remover a agulha e fazer a compressão no local da punção, 
com algodão ou gaze seca; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
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excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário 
excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário 
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A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário 
excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário 
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18 
 
20. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de 
hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, orientá-lo 
adequadamente para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
21. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente 
para materiais pérfuro cortantes; 
22. Fazer curativo oclusivo no local da punção; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
23. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no 
mesmo lado da punção por, no mínimo 1 hora, e não mantenha manga dobrada, que pode 
funcionar como torniquete; 
24. Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, se for 
necessário; 
25. Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de se 
locomover sozinho; entregar o comprovante de coleta com data provável do resultado e 
liberá-lo; 
26. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para 
processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em 
gelo, por exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório. 
 
4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha: 
A coleta de sangue com seringa e agulha é usada há muitos anos e enraizou-se em algumas 
áreas de saúde, pois o mesmo produto é usado para infundir medicamentos. É a técnica mais 
antiga desenvolvida para coleta de sangue venoso. Embora não seja mais o procedimento 
recomendado pelas normas CLSI, ainda hoje, em algumas regiões do mundo, este procedimento 
é bastante utilizado em laboratórios clínicos e hospitais. 
A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma vez que 
seringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o funcionamento de uma 
instituição de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém, poderá trazer impacto em maior 
escala na qualidade da amostra obtida, bem como nos riscos de acidente com materiais perfuro 
cortantes. 
Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do sangue 
para os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a proporção correta de 
sangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida pela ocorrência de hemólise, 
formação de micro coágulos e fibrina, que provocam resultados incompatíveis com o real estado 
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excluir a imagem e inseri-la novamente.
19 
 
do paciente. Além disso, causa um aumento de custo em todo o processo, pois uma amostra 
comprometida leva o laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situações 
incômodas, como descritas a seguir: 
• Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação do paciente e para os 
profissionais do laboratório; 
• Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório; 
• Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos (entupimento da 
probe); 
• Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para o 
setor; 
• Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório. 
 
Procedimento de coleta de sangue com seringa e agulha estéreis: 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas; 
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação de pedido médico e 
etiquetas; 
3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico 
(tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do 
paciente; 
4. Informá-lo sobre o procedimento; 
5. Higienizar as mãos (ver item 3.1); 
6. Calçar as luvas (ver item 3.2); 
7. Abrir a seringa na frente do paciente; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
8. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
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9. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e 
feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos para 
usá-lo novamente; 
10. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3); 
11. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3); 
12. Retirar a proteção da agulha hipodérmica; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
13. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima, 
se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local 
onde foi feita a Antissepsia); 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
14. Desgarrotear o braço do paciente assim que o sangue começar a fluir dentro da seringa; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
15. Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida na 
etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar aomáximo a exigência da proporção 
sangue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o 
processo de coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção; 
16. Retirar a agulha da veia do paciente; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
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21 
 
17. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de 
hematomas e sangrentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, oriente-o para 
que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
18. Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfuro cortantes; 
19. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente 
adequado, sem a utilização das mãos (de acordo com a normatização nacional – não 
desconectar a agulha - não reencapar); 
20. Abrir a tampa do 1° tubo, conforme sequência de tubos na coleta de sangue (ver item 4.6), 
deixar que o sangue escorra pela sua parede devagar para evitar hemólise (ver item 1.13); 
NOTA: respeitar o volume indicado em cada tubo (seguir ao máximo a exigência da 
proporção sangue/aditivo). 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
21. Fechar o tubo e homogeneizar (ver item 5), invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de 
acordo com o tubo utilizado. O CLSI recomenda que o processo de homogeneização do 
sangue ao anticoagulante citrato ocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a 
finalização da coleta; 
22. Abrir a tampa do 2º tubo (ver item 4.6), e assim sucessivamente até o último tubo, de 
acordo com o pedido médico do paciente. Não se esquecer de fazer o processo tubo a 
tubo, para evitar a troca de tampa dos tubos (causando erro de diagnóstico). A sequência 
a ser preconizada na transferência do sangue para os tubos, ao utilizar seringa e agulha, 
deve ser aquela recomendada pelo CLSI. Este procedimento visa prevenir riscos 
descontaminação das amostras. (ver item 4.6); 
23. Ao final, descartar a seringa em descartador apropriado para materiais contaminantes; 
24. Fazer curativo oclusivo no local da punção; 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
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22 
 
25. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no 
mesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que pode 
funcionar como torniquete; 
26. Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for 
necessário; 
27. Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se 
locomover sozinho, entregar o comprovante de coleta com a provável data do resultado, e 
liberá-lo; 
28. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para 
processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em 
gelo, por exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
23 
 
4.5. Agrupamento de exames para coleta: 
TUBO EXAMES 
Tubo Citrato 
Dímero D 
Fator de Von Willebrand 
Fator V 
Fator VII 
Fator VIII 
Fator IX 
Fibrinogênio 
Tempo de Protrombina (TP) 
Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada (TTPa) 
Titulação do Inibidor do Fator VIII 
Titulação do Inibidor do Fator IX 
Tubo Citrato 
Antitrombina 
Proteína C da Coagulação 
Proteína S livre 
 
 
 
 
 
Tubo Gel SST 
Ácido Fólico 
Ácido Úrico 
Adenosina Deaminase (ADA) 
Alanina Amino Transferase (ALT/TGP) 
Albumina 
Alfa-1 Glicoproteína Ácida 
Alfa Fetoproteína 
Amilase 
Anticorpos Antitiroglobulina (ATG) 
Anticorpos Anti Antígeno de Superfície (Anti-HBs) 
Anticorpo Contra Antígeno E (Anti-HBe) 
Anticorpos Totais Contra Antígeno Central (Anti-HBc) 
Anticorpos Totais Contra Antígeno Central (Anti-HBc 
IgM) 
Antígeno Carcinoembrionário (CEA) 
Antígeno de superfície (HBsAg) 
Antígeno E (HBeAg) 
Antígeno Prostático Específico Total (PSA Total) 
Antígeno Prostático Específico Livre (PSA Livre) 
Aspartato Amino Transferase (AST/TGO) 
Beta-2 Microglobulina 
Bilirrubina Total e Frações 
Biomarcadores da Pré-Eclâmpsia 
C3 
C4 
CA 125 
CA 15.3 
CA 19.9 
CA 72.4 
Cálcio Ionizado 
Cálcio Total 
Calcitonina 
Citomegalovírus (CMV) 
Cloro (Cl) 
Colesterol Total 
Colesterol Total e Frações 
Cortisol 
Creatinina 
Creatinoquinase (CK) 
Creatinoquinase Isoenzima MB (CKMB) 
CTX - Beta Cross Laps 
Estradiol 
Ferritina 
Ferro (Fe) 
Fosfatase Alcalina 
Fósforo 
Gama Glutamil Transferase (GGT) 
Gonadotrofina Coriônica Humana - Fração beta 
(Beta-HCG) 
Hepatite A (Anti-HAV Total) 
Hepatite A (Anti-HAV IgM) 
Hepatite C (Anti-HCV) 
Hormônio do Crescimento (GH) 
Hormônio Folículo Estimulante (FSH) 
Hormônio Luteinizante (LH) 
Hormônio Tireoestimulante (TSH) 
Imunoglobulina A (IgA) 
Imunoglobulina G (IgG) 
Imunoglobulina M (IgM) 
Insulina 
Lactato Desidrogenase (LDH) 
Lipase 
Magnésio (Mg) 
Metotrexato 
NT-PróBNP 
Peptídeo C 
Potássio (K) 
Procalcitonina 
Progesterona 
Prolactina (PRL) 
Proteína C Reativa - Ultra Sensível (PCR) 
Proteína Total (PT) 
Proteína Total e Frações (PTF) 
Rubéola 
S-100 
Sódio (Na) 
SHBG - Globulina ligante de Hormônios Sexuais 
Sulfato de Dehidroepiandrosterona (DHEA’S) 
T3 Livre 
T3 Total 
T4 Livre 
T4 Total 
Testosterona Livre 
Testosterona Total 
Tiroglobulina 
Toxoplasmose 
TRAB - Anticorpos Anti-receptorde TSH 
Transferrina 
Triglicérides (TG) 
Troponina T - Alta sensibilidade 
Uréia 
Vancomicina 
Vitamina B12 
Vitamina D Total 
 
 
 
Ácido Valpróico 
Aldolase 
Alfa-1 Antitripsina (AAT) 
Fosfatase Ácida Prostática 
Fosfatase Ácida Total 
Gentamicina 
24 
 
Tubo Gel SST 
Amicacina 
Androstenediona 
Carbamazepina 
Dehidropiandrosterona 
Digoxina 
Fenitoína 
Fenobarbital 
Herpes IgG e IgM 
Imunoglobulina E (IgE) 
Lítio 
Teofilina 
Tobramicina 
Vitamina A 
Zinco 
Tubo Gel SST 
Detecção de Beta-D-Glucana 
Tubo Gel SST 
Eletroforese de Proteínas 
Imunofixação. 
Tubo Gel SST 
Paratormônio (PTH) 
Tubo Gel SST 
Brucelose 
Detecção de Chikungunya Vírus 
Detecção de Infecções Bacterianas 
Detecção do DNA do Parvovírus Humano 
Detecção do DNA do Toxoplasma gondii 
Detecção do Zika Vírus 
Esquistossomose 
Genotipagem do Vírus da Hepatite B e Resistência aos 
Antivirais 
Influenza A/H1N1 
Influenza Sazonal 
Leishmaniose Humana 
Quantificação do RNA do vírus da Hepatite C 
Sarampo 
Sorologia para Bartonela 
Sorologia para Clamídia 
Sorologia para Hantavírus 
Sorologia para Micoplasma pneumoniae 
Sorologia para Paracoccidioidomicose 
Sorologia para Parvovírus Humano 
Widal 
Tubo Gel SST 
Toxocara canis IgG 
Sorologia para Dengue 
Leptospirose 
Tubo Gel SST 
Chagas 
Sorologia para Sífilis 
Tubo Gel SST 
Sorologia para HIV 
Tubo Gel SST 
HIV – Teste Rápido. 
Tubo Gel SST 
Aldosterona 
17-Alfa Hidroxi Progesterona (17-OH-Progesterona) 
Anticardiolipina 
Anticorpos Antimitocôndria (AMA) 
Anticorpos Anti-GAD 
Anticorpos Anti Músculo Liso (ASMA) 
Anticorpos Antipeptídeo Citrulinado Cíclico 
Anticorpos Antiperoxidase 
Anticorpos Anti-SSA (RO) 
Anticorpos subclasses de IgG 
Anti DNA Nativo (Dupla Hélice) 
Anti ENA 
Antiestreptolisina O (ASLO) 
Anti Jo-1 
Citomegalovírus - Avidez de IgG 
Cobre 
Crioglobulinas 
Cromogranina A 
Digitoxina 
Eritropoietina 
Fator Anti Núcleo (FAN) 
Fator Reumatóide (FR) 
Gastrina 
IGF-1 
IGF-BP3 
Mononucleose 
Quantificação do DNA do vírus Epstein-Barr 
Sorologia para HTLV I e II 
25 
 
 
 
 
 
Anti-LKM-1 
Anti RNP 
Anti Scl-70 
Sorologia para Varicela Zoster 
Toxoplasmose - Avidez de IgG (soro) 
Vitamina D3 
Vitamina D 25OH 
Tubo Gel SST 
Ceruloplasmina 
Detecção de DNA do vírus Hepatite B 
Detecção do DNA e Tipagem Herpes vírus I e II 
Detecção do RNA do Vírus Hepatite C 
Quantificação do DNA do Citomegalovírus (soro) 
Quantificação do DNA do Vírus Hepatite B 
Quantificação do RNA do HIV 
Rubéola - Avidez de IgG (soro) 
Sorologia para Caxumba 
 
Seringa com 
Heparina Lítica 
 
Bicarbonato 
Gasometria arterial e venosa 
Perfil metabólico arterial e venoso 
pH 
Tubo EDTA 
Antigenemia para Citomegalovírus 
Pesquisa de Hematozoários 
Tubo EDTA 
Eletroforese de Hemoglobinas 
Hemoglobina Glicada – HbA1C. 
Tubo EDTA 
Curva de Fragilidade Osmótica 
Eritrograma 
Hematócrito (Ht) 
Hemoglobina (Hb) 
Hemograma 
Leucograma 
Pesquisa de Esferócitos 
Plaquetas 
Reticulócitos 
Velocidade de Hemossedimentação (VHS) 
Tubo EDTA 
Ciclosporina 
Detecção do DNA do Adenovírus 
Detecção do DNA do Herpes Vírus Humano tipo 6 
Genotipagem do vírus da Hepatite C 
Glicose 6 Fosfato Desidrogenase 
Homocisteína 
Quantificação do DNA do BKV 
Quantificação do DNA do Citomegalovírus 
Vitamina B6 
Tubo EDTA 
Renina - TUBO GELADO 
Hormônio Adrenocorticotrófico (ACTH) - TUBO GELADO 
 
 
 
 
Tubo EDTA 
Análise de Quimerismo Pós Transplante 
Quantificação de células CD34 (sangue - EDTA e Medula Óssea) 
 
Tubo Fluoreto 
Curva Glicêmica 
Glicemia de Jejum 
Glicose Pós-prandial 
Lactato 
Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) 
Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) - Gestante e Triagem Diabetes Gestacional 
Tubo Heparina 
de Sódio 
Amônia 
26 
 
4.6. Recomendações da sequência e homogeneização dos tubos a vácuo, na coleta de 
sangue venoso de acordo com o CLSI: 
Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, durante 
a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pelo CLSI uma 
ordem de coleta. 
Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando: 
• Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador 
de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga 
de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a 
rolha do tubo; 
 
 
 
 
 
 
Contaminação da agulha de coleta 
Múltipla no momento da coleta 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
• Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ou 
ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do tubo; 
 
 
 
 
Contaminação do bico da seringa no 
momento da transferência do sangue para o 
tubo 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 
 
 
Em dezembro de 2003, a ordem de coleta do CLSI foi reformulada contemplando também a coleta 
em tubos plásticos. 
Isto ocorreu porque os tubos plásticos para soro (tampa vermelha ou amarela com gel separador) 
contêm ativador de coágulo em seu interior, o que pode alterar os resultados dos testes de 
coagulação. 
Devido a este componente estes tubos devem ser colhidos depois do tubo para coagulação 
(tampa azul), como veremos abaixo. 
No caso de coleta com tubos de vidro, tubos para soro (tampa vermelha) podem ser colhidos 
normalmente, antes dos tubos para coagulação (tampa azul), pois não possuem ativador de 
coágulo. 
Em casos de usar somente tubos plásticos, e o paciente necessitar testes específicos de 
coagulação, coletar primeiro um tubo de vidro para soro (tampa vermelha) ou um tubo de descarte 
sem nenhum aditivo (que não serão utilizados para análise), para evitar a contaminação destes 
testes específicos pela tromboplastina tecidual. 
O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado para 
descartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de coagulação 
tromboplastina tecidual, que interfere em testes específicos de coagulação. 
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário 
excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou 
talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x 
vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.
A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário 
excluir a imagem e inseri-la novamente.
27 
 
Nos casos em que a coleta for feita com escalpe, e o primeiro tubo a ser colhido for o tubo de 
citrato ou um tubo de menor volume de aspiração, deve-se primeiro colher um tubo de descarte. O 
tubo de descarte deve ser usado para preencher o espaço morto do tubo vinílico do escalpe com 
sangue, assegurando a manutenção da proporção sangue/anticoagulante no tubo e também o 
volume exato de sangue que foi colhido dentro do tubo. 
 
4.6.1. Sequência de coleta de sangue e homogeneização de tubos plásticos: 
 
 
 
Fonte: Vide Referência Bibliográfica 10 
 
28 
 
Nota: O número de inversões pode variar de um fabricante para outro, consulte o fornecedor de 
tubos sobre recomendações