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REGULAÇÃO DA EXPRESSÃO GÊNICA EM PROCARIOTOS 
 
Porque Regular? Alto custo em termos de energia, pois a síntese de proteínas requer 
grandes quantidades de energia, logo não há necessidade de uma célula produzir todas as 
proteínas, quando não irá utiliza-las. Então, os procariotos desenvolveram mecanismos 
elaborados para controlar a escolha de quais proteínas são feitas em diferentes momentos, 
sob diferentes condições ambientes. A quantidade de proteínas dentro de cada célula é 
determinada pela concentração de RNAm, eficiência de tradução de RNAm e estabilidade 
da proteína produzida. 
 
Estrutura de um gene Procarioto 
 
 
 
Estrutura do gene Eucarioto 
 
 
 
Organização da Forma de Operons 
 
 
Região codificadora é transcrita 
em RNA e codifica proteína. 
ORF: Região que possui 
característica de expressão de RNA 
estável ou proteína. 
As duas regiões são ativadas ao 
mesmo tempo para economia de 
energia. Esta organização faz 
com que a célula economize 
energia e informação genética. 
É USADO EM 
PROCARIOTOS, DEVIDO 
AO PEQUENO GENOMA. 
 
 
Mecanismos de Controle Transcricionais 
 
 Em procarioto 
Regulação por fatores SIGMA (RNA polimerase de E.coli 
 
 
 
Controle de Ativadores e Repressores Resposta a um sinal externo 
 
 
A especificidade de ligação de RNA 
polimerase nos diferentes 
promotores é dada pela interação 
com diferentes espécies de fatores 
sigma. Cada sigma tem 
especificidade com um RNA 
polimerase. A transcrição só 
acontece quando o CORE se junta 
com o fator SIGMA. 
 
Indutor molecular causa dissociação da proteína regulatória do DNA e depois 
acontece a ligação quando é retirada. O repressor inativo tem a transcrição bloqueada 
e introduz o RNAm. 
 
Estrutura do Operon Lac 
Operon lac - controlador da síntese das enzimas do metabolismo de lactose ( glicose 
e 
galactose). 
 
Operons são sequências lineares de DNA que as células procariontes possuem. 
Trata-se de um controlador do anabolismo (síntese) de enzimas pelos procariotos. Nesta 
postagem vamos tratar do Operon lactose (Operon lac). 
O operon lac é composto basicamente por: 
Região Reguladora: 
· uma sequência promotora. 
· um gene operador. 
Genes estruturais: 
· lacZ (gene da β-galactosidase). 
· lacY (gene da permease). 
· lacA (gene da transacetilase). 
A região reguladora coordena a expressão dos genes estruturais. Ela localiza-se à 
montante (à 5’) do grupamento gênico que ela controla. Como a região reguladora está 
na mesma fita que os genes os referimos a ela como sítio cis-atuante, e ela liga-se às 
moléculas que controlam a transcrição do grupamento de genes. Essas moléculas são 
chamadas de trans-atuantes. Os eventos que ocorrem nos sítios reguladores determinarão 
se as sequências de genes estruturais serão ou não transcritas e se enzimas serão ou não 
produzidas (traduzidas). 
Dentro da região reguladora, como descrito acima, encontramos duas regiões: 
Sequência promotora (promotor) 
É o sítio de ligação da RNA polimerase para a formação do mRNA. Ele determina 
então, onde se inicia a transcrição. 
Gene operador 
É a região na qual se liga uma proteína repressora (expressa pelo gene repressor 
I, representado à montante ao promotor, mas que não é parte do operon lac) da expressão 
dos genes estruturais lacZ, lacY e lacA. Quando há a ligação dessa proteína repressora no 
operador, há inibição da ligação da RNA polimerase na sequência promotora. Então, a 
função da proteína repressora é justamente reprimir a ligação da RNA polimerase, e 
consequentemente, reprimir a transcrição e expressão dos genes estruturais à jusante. 
Falaremos mais dela posteriormente. É importante ressaltar que nenhum dos genes 
envolvidos no controle da expressão gênica (descritos acima) sintetizam alguma 
molécula, ou seja, codifica alguma enzima necessária para o metabolismo da lactose. 
Quem codifica essas enzimas são os chamados genes estruturais. 
Genes estruturais, em procariotos, podem haver um ou mais genes estruturais que atuam 
como modelos para as proteínas. Na operon lac da E. coli, existem três desses genes 
estruturais: lacZ, lacY e lacA. Como já mencionado, cada um desses genes é capaz de 
codificar uma proteína, sendo que o gene laca que codifica a transacetilase não participa 
do metabolismo da lactose. Os três genes estruturais do operon lac são transcritos de uma 
só vez em um único mRNA policistrônico, o qual é simultaneamente traduzido por vários 
ribossomos nas três enzimas codificadas pelo operon. 
Havíamos falado que a função da proteína repressora era inibir a expressão dos 
genes estruturais, ligando-se no operador, certo? Mas não é somente isso. Ela também 
tem a capacidade de se ligar à lactose quando a mesma estiver presente no meio. Assim, 
ao invés de reprimir, ela atua como indutora da expressão gênica. Está confuso? 
É o seguinte: a proteína repressora possui dois sítios de ligação. Um para que ocorra 
a ligação com o operador, e outro para que ocorra a ligação com a lactose. Se houver 
lactose disponível no meio, haverá a formação do completo proteína repressora+lactose 
(tratamos aqui como “complexo” já que a lactose não é metabolizada por essa proteína). 
Quando a lactose se liga na proteína repressora, há modificação alostérica 
(conformacional) no seu outro sítio de ligação ao operador. Portanto, ela fica incapaz de 
se ligar ao operador, e o mesmo não inibe a ligação da RNA polimerase ao promotor. 
Ocorre então a transcrição e consequente expressão gênica. Quando toda a lactose 
presente na célula tenha sido catabolizada, a proteína repressora se liga ao operador e 
desliga o operon. 
E se não houver lactose no meio, como a proteína repressora se comporta? 
Ocorre que não há modificação alostérica, e a proteína repressora se liga 
normalmente no operador. Assim, o operador regula o promotor, inibindo que haja a 
transcrição e tradução. Agora, vejamos a seguinte situação: a bactéria está em um 
ambiente que já contém grandes quantidades de glicose e gactose. Desta maneira, 
considerando que a glicose é a fonte de carbono preferida da E. coli, não seria interessante 
gastar energia para obter o que ela já tem, mesmo que esteja disponível no meio a lactose. 
Devemos falar então de mais um componente molecular, chamado de proteína 
ativadora de catabólito (CAP– do inglês: catabolite activation protein), envolvida na 
efetiva repressão do Operon lac. A CAP exerce controle positivo sobre o Operon lac, e é 
uma proteína auxiliar, e ajuda a RNA polimerase a se ligar no promotor. Entretanto, ela 
só se promove este auxílio se houver grandes concentrações de um constituinte celular 
denominado adenosina monofosfato cíclico (cAMP), que é formado a partir do ATP. O 
cAMP se liga à CAP causando uma modificação alostérica nesta proteína, e complexo 
CAP+cAMP pode então auxiliar à ligação da RNA polimerase ao promotor. Este 
mecanismo ocorre na ausência de glicose, pelo seguinte fato: 
Se não há glicose, consequentemente a célula está com pouco ATP. 
Bioquimicamente, a baixa do ATP provoca o aumento de AMP, e por isso há grandes 
quantidades de cAMP para que se ligue à CAP. O complexo formado então permite que 
a transcrição se inicie, porque ajuda a RNA polimerase a se ligar ao promotor. Certo? 
Mas... voltando à situação de muita glicose e galactose. Neste caso, há muita 
produção de ATP, e pouco AMP. Assim, haverá também pouco cAMP, e então não há a 
formação do complexo CAP+cAMP. Desta forma, a RNA polimerase não consegue se 
ligar ao promotor, e é aí que ocorre a diminuição da transcrição e da tradução, já que a 
célula não precisa produzir enzimas que degradama lactose e culminaria no aumento 
ainda mais de glicose. Seria um trabalho sem necessidade, e a célula compreende isso. 
 
 
 
Controle Negativo (Ausência de Lactose —> repressor lac + promotor (inibe ligação da 
RNAp) —> não tem ß-galactosidase): Na ausência da lactose, os genes do operon lac 
estão reprimidos pela ligação do repressor lac. O alivio da repressão é chamado de 
indução. Os derivados de lactose (glicose e galactose) inativam o repressor e levam a 
expressão dos genes. Os indutores de lac quando se ligam ao sitio alosférico, causam 
alteração na conformação da proteína reguladora, alterando a estrutura do domínio de 
ligação ao DNA. 
Controle Positivo (Glicose baixa /Meio rico em Lactose —> complexo cAMP + CAP + 
promotor (facilitar ligação da RNAp) —> ß-galactosidase): A alta concentração de cAMP 
é necessária para a ativação do operon lac. O cAMP ligase ao CAP, sendo assim, somente 
o complexo CAP-cAMP é capaz de estimular a transcrição e se ligar a região promotora, 
e interage com a RNAp. 
1. Alta concentração de glicose não há formação do completo CAP - cAMP,e a lactose 
não é suficiente pra induzir a ativação do operon lac. 
2. Na ausência de lactose para servir de indutor, o repressor lac é capaz de se ligar ao 
operador, independente dos níveis de cAMP e da presença de CAP, a produção de mRNA 
é reprimida. 
3. na ausência de glicose: cAMP se liga à proteína CAP e promove modificação 
alostérica. Há auxílio para a ligação da RNA polimerase ao promotor. Há aumento da 
transcrição. Ocorre a síntese das três enzimas. 
 
 
Situações 
a. presença de glicose e ausência de lactose 
b. ausência de glicose e presença de lactose 
c. presença de glicose (mantém níveis de cAMP baixo) e lactose 
d. ausência de glicose e lactose 
 
Regulação do Operon TRIP 
 
 
 
Bactérias tais como a Escherichia coli (um habitante amigável de nosso intestino) 
precisam de aminoácidos para sobreviverem—pois, assim como nós, precisam produzir 
proteínas. Um dos aminoácidos que elas precisam é o triptofano. Se o triptofano estiver 
disponível no meio, a E. coli vai usá-lo para formar proteínas. No entanto, a E. 
coli também pode produzir seu próprio triptofano usando enzimas que são codificadas 
por cinco genes. Esses cinco genes estão localizados próximos uns aos outros e são 
chamados de operon trp. O operon trp, encontrado nas bactérias E. coli é um grupo de 
genes que codifica as enzimas biossintéticas do aminoácido triptofano. O operon trp se 
expressa (torna-se "ativo") quando os níveis de triptofano estão baixos e é reprimido 
(torna-se "inativo") quando os níveis estão altos. O operon trp é regulado 
pelo repressor trp. Quando ligado ao triptofano, o repressor trp bloqueia a expressão do 
operon. A biossíntese do triptofano também é regulada pela atenuação (mecanismo 
baseado no acoplamento entre transcrição e tradução). Se o triptofano estiver presente no 
meio, então as bactérias E. coli não precisam sintetizá-lo, portanto a transcrição dos genes 
do operon trp fica "inativa". Por outro lado, quando a disponibilidade de triptofano é 
baixa, o operon é "ativado", os genes são transcritos, as enzimas biossintéticas são 
produzidas, e mais triptofano é formado. O operon trp possui cinco genes que codificam 
as enzimas necessárias para a biossíntese do triptofano, juntamente com 
um promotor (sítio de ligação da RNA polimerase) e um operador (sítio de ligação de 
uma proteína repressora). Os genes do operon trp são transcritos em um único RNAm. O 
que faz o operador? Esse segmento de DNA é reconhecido por uma proteína reguladora 
chamada de repressor trp. Quando o repressor se liga ao DNA do operador, ele impede 
que o operon seja transcrito ao se colocar fisicamente no caminho da RNA polimerase, a 
enzima da transcrição. O repressor trp nem sempre se liga ao DNA. Na verdade, ele se 
liga e bloqueia a transcrição somente quando o triptofano está presente. Neste caso o 
triptofano se liga às moléculas do repressor alterando-lhes a forma para torná-las ativas. 
Quando uma pequena molécula como o triptofano é capaz de ativar o repressor, ela é 
chamada de correpressor. 
 
Por outro lado, quando há pouco triptofano na célula, o repressor trp fica inativo (porque 
não há triptofano disponível para se ligar e ativá-lo). Não ocorre a ligação com o DNA 
nem o bloqueio da transcrição, permitindo que o operon trpseja transcrito pela RNA 
polimerase. Neste sistema, o repressor trp atua como um sensor e um interruptor. Ele 
detecta se o triptofano já está presente em níveis elevados, e se sim, alterna o operon para 
a posição "desligada", impedindo que enzimas biossintéticas sejam produzidas 
desnecessariamente. Assim como a regulação pelo repressor trp, a atenuação é um 
mecanismo para redução da expressão dos genes do operon trp quando os níveis de 
triptofano estão altos. No entanto, em vez de bloquear a iniciação da transcrição, a 
atenuação impede o término da transcrição. Quando os níveis de triptofano estão 
elevados, a atenuação faz com que a RNA polimerase pare prematuramente a transcrição 
do operon trp . Apenas um curto RNAm é fabricado, um que não codifica enzimas da 
biossíntese do triptofano. A atenuação funciona através de um mecanismo que depende 
de acoplamento transcrição-tradução (tradução de um RNAm que ainda está em processo 
de transcrição). 
 
O mecanismo pode ser complexo, mas o resultado é bastante simples. Quando o triptofano 
está abundante, o ribossomo se move rapidamente ao longo do líder, forma-se o grampo 
terminador e a transcrição do operon trp cessa. Quando o triptofano está escasso, o 
ribossomo se move lentamente ao longo do líder, forma-se o grampo não-terminador e a 
transcrição do operon trp continua. 
Em outras palavras, a lógica da atenuação é a mesma da regulação pelo repressor trp. Em 
ambos os casos, altos níveis de triptofano na célula reprimem a expressão do operon. Isso 
faz sentido, já que altos níveis de triptofano significam que a célula não precisa fazer mais 
enzimas biossintéticas para a produção adicional de triptofano. 
 
Controle do operon da Arabinase 
 
Genes truturais (araB, araA e araD) codificam enzimas que decompõem a arabinose. A 
região do iniciador contém um site de operador (araO) e um site de promotor (araI). O 
gene AraC codifica para uma proteína ativadora. 
a) Presença de Arabinose: A proteína AraC e o complexo CAP-cAMP ligam-se à região 
araI em diferentes locais. A transcrição pode ocorrer com estas proteínas no lugar. 
b) Ausência de arabinose: AraC liga-se às regiões araI e araC para formar um loop de 
DNA que previne a transcrição. AraC tem duas conformações. Um age como um ativador, 
quando ligado à arabinose, permitindo a transcrição ocorrer e o outro age como uma 
proteína repressora quando não ligado. 
Princípios básicos da regulação gênica em procariotos: 
 
1. Esses organismos necessitam ter mecanismos rápidos e eficientes de adaptação a 
mudanças no ambiente 
2. Produtos gênicos que funcionam em conjunto, normalmente tem regulação da 
expressão semelhante, ou estão organizados em operons 
3. A transcrição da maioria dos genes está em um estado “bloqueado”, pela ligação de 
proteínas inibidoras. 
4. A dissociação dessas depende de um indutor, normalmente uma molécula pequena, que 
“Sinaliza” a mudança ambiental. 
REGULACAO GENICA EM EUCARIOTOS 
1. Organização genômica 
Sinais que atuam no controle da expressão gênica 
Pontos de controle: Ativação de genes, Regulação em de nível de transcrição, 
Processamento de RNA e Tradução. 
2. Interrupção da sequência de genes 
 
3. Família de genes 
4. DNA repetitivo 
5. DNA organizado em cromossomos e Regulação temporal e espacial 
Componentesque atuam no controle de Expressão 
 
Sinal que provoca uma mudança na expressão 
(Mudança nutricional e ambiental / Hormônios) 
Diferentes níveis do controle da expressão 
(Início da transcrição / splicing alternativo / tradução) 
Hormônios Esteroides 
Formação de complexo receptor-hormônio no citoplasma da célula, que passara para o 
núcleo e reconhecera sequências específicas, ativando a transcrição. 
 
Mudança nutricional ou ambiental 
Resposta é limitada uma vez que as células estão protegidas em órgãos. Com exceção das 
células fígado que estão em contato direto com o sangue, e expostas a mudanças como 
nutrientes e substancias tóxicas. 
Fatores Transcricionais 
Tem papel importante na regulação, como a hélice-volta-hélice, que estabiliza, dedos de 
zinco, que dão especificidade e interação com o DNA, zíper de leucina, que também dão 
mais estabilidade per serem aminoácidos intercalados, e a regulação a nível basal, que 
utiliza da proteína TBP que se liga ao DNA ajudando no início da transcrição. 
A iniciação da transcrição é o ponto mais crítico do controle da expressão Gênica, por 
isso os genes eucarióticos possuem muito mais regiões regulatórias upstream da ‘open 
reading frame’ 
 
2. Genes eucariotos não se organizam em operons, mas regulação conjunta pode se obtida 
pela presença de mais sitios reguladores da iniciação de transcrição; 
3. Acesso as regiões promotoras é restrito pela estrutura da cromatina, e remodelamento 
da cromatina é necessário hetero e eucromatina. 
 
Remodelação da cromatina: 
1. Heterocromatina: tipicamente, 10% da cromatina está sempre supercondensada, essas 
regiões são transcricionalmente inativas; 
2. Eucromatina: cromatina mais “relaxada”, transcricionalmente ativa 
Cromatina é remodelada por acetilação ou movimentação dos nucleossomos; 
3. A acetilação das histonas diminui a compactação da cromatina pois diminui a interação 
do “core complex” com o DNA, com isso os sítios promotores e reguladores estão mais 
acessíveis para a ligação dos fatores de transcrição; 
4.Co-ativadores modulam a expressão gênica em adição aos fatores de transcrição. 
 
A expressão de um gene só se verifica se o polipeptídio por ele codificado for produzido 
e estiver funcional. Portanto, para que um gene presente no núcleo se expresse, devem 
ocorrer as seguintes etapas: 
 
1. Transcrição; 
A regulação transcricional é o principal nível em que a expressão dos genes pode ser 
regulada. Para a célula, regular a expressão gênica através do controle da transcrição é 
mais econômico, pois, se o gene não for transcrito, nenhum dos passos posteriores 
ocorrerá. A regulação da transcrição pode ocorrer através de dois processos distintos: 
remodelamento da cromatina e ligação de proteínas reguladoras. Regiões condensadas do 
genoma normalmente são 
transcricionalmente inativas. Portanto, para que ocorra a transcrição dos genes presentes, 
é necessário que o DNA esteja descompactado. O nível de condensação das diferentes 
regiões dos cromossomos pode ser controlado e, dessa forma, podem ser definidas as 
regiões que estarão disponíveis para a transcrição em determinado tecido ou estágio de 
desenvolvimento, do organismo. Portanto, a célula controla a disponibilidade de tais 
regiões através de mecanismos de remodelamento da cromatina. Os mecanismos através 
dos quais a célula controla os níveis de condensação do cromossomo dar-se-ão através de 
modificações na estrutura do DNA e das histonas capazes de provocar tal controle. Tais 
modificações correspondem à adição, ou remoção, de radicais à molécula de 
DNA ou às proteínas histonas a ele associadas. Dentre essas modificações, destacam-se 
os processos de metilação do DNA e metilação, acetilação e fosforilação das histonas. O 
complexo da RNA pol II (incluindo os fatores de transcrição) não é capaz de reconhecer 
e se acoplar ao promotor de um dado gene sem a ajuda das proteínas reguladoras. Estas 
proteínas interagem com o complexo da RNA polimerase, viabilizando o acoplamento 
dos “fatores de transcrição” às seqüências conservadas previamente discutidas (“caixa 
TATA” e “caixa CAAT”). Assim, apenas os genes cujos promotores estão associados a 
proteínas reguladoras são reconhecidos e transcritos. 
As seqüências reconhecidas pelas proteínas reguladoras são específicas para cada 
promotor e são chamadas sítios de ligação. Cada promotor contém sítios específicos para 
a ligação de proteínas reguladoras diferentes. Conseqüentemente, podemos concluir que 
existem muitas proteínas reguladoras diferentes em um organismo. 
O processo de regulação se verifica pelo fato de que um dado gene só será transcrito nas 
células em que a proteína reguladora, capaz de reconhecer seu promotor, estiver presente. 
Nos demais tecidos, o gene permanecerá desligado. Quando a expressão de um dado gene 
é regulada através de mecanismos que interfiram em etapas posteriores à transcrição, o 
processo é denominado regulação pós-transcricional. 
 
São descritos diferentes mecanismos de regulação pós-transcricional. 
Como nossa intenção não é esgotar este assunto, destacaremos três mecanismos 
principais: 
1. Emenda alternativa de éxons ou splicing 
2. Edição do RNAm 
3. Estabilidade do RNAm. 
A retirada de íntrons e a emenda dos éxons compõem um passo crucial do processamento 
do RNA em eucariotos. Esse processo permite a eliminação das seqüências 
correspondentes aos íntrons do transcrito primário (pré-RNAm) e a subseqüente reunião 
(emenda) dos éxons. Muitos genes de eucariotos apresentam um elevado número de 
íntrons. Teoricamente, todos eles devem ser retirados durante o processamento do pré-
RNAm. Assim, no decorrer do processo, os diversos éxons deverão ser emendados. As 
células utilizam o processamento do RNA como uma importante forma de regulação da 
expressão gênica. Tal mecanismo é denominado emenda alternativa de éxons e consiste 
em selecionar os éxons que serão emendados para compor o RNAm final. Dessa forma, 
um mesmo pré-RNAm pode dar origem a duas ou mais formas alternativas de RNAm, 
em função dos éxons utilizados na montagem de cada uma. Conseqüentemente, cada um 
desses RNAms variantes dará origem a uma diferente forma da proteína, na qual domínios 
estarão presentes ou ausentes em função dos éxons que compõem os respectivos RNAms. 
Esse fenômeno é conhecido por splicing (terminologia inglesa que significa união). 
 
 
Podemos notar que, através dos mecanismos de “emenda alternativa de éxons”, um 
mesmo gene pode dar origem a diferentes proteínas. Se o éxon que codifica para tal região 
for eliminado durante os processos de emenda, a proteína final não conterá tal região e, 
consequentemente, a atividade enzimática será abolida. 
Similarmente, determinadas proteínas são endereçadas para organelas específicas após a 
sua tradução. Se o éxon que codifica para o domínio de endereçamento celular da proteína 
estiver ausente, a proteína passará a ocupar outro compartimento celular ou ficar no 
citosol. Alguns mecanismos de “emenda alternativa” parecem ser constitutivos, como os 
RNAms variantes coexistindo em proporções constantes na mesma célula. Outros 
mecanismos são regulados em resposta a estímulos ambientais ou de desenvolvimento. O 
controle dos éxons que serão utilizados na montagem do RNAm em um dado tecido ou 
condição é realizado através de proteínas que interagem com os emendossomas ou 
spliceossomos (são os complexos compostos por diversas proteínas e pequenos RNAs 
nucleares responsáveis pela emenda alternativa de éxons). 
Portanto, se em um determinado tecido ou condição tais proteínas estiverem presentes, 
um dado conjunto de éxons pode ser selecionado. Porém, se em outro tecido ou condição 
tais proteínas estiveremausentes ou forem substituídas por outras, um novo conjunto de 
éxons pode ser emendado, dando origem à forma alternativa do RNAm. 
Regulação pós- transcricional: A regulação desses processos é realizada através da 
atividade de enzimas modificadoras que atuam sobre substratos específicos. Como 
resultado, o controle da ocorrência de tais modificações na proteína codificada por um 
dado gene pode modular sua atividade e, consequentemente, representar uma forma de 
regulação da expressão gênica. 
2. Processamento do transcrito; 
Durante o processamento, determinados transcritos podem receber a inserção, deleção ou 
modificação de nucleotídeos em sua seqüência. Tal processo é denominado edição do 
RNA. Vamos tomar como exemplo a proteína apolipoproteína (proteína que participa da 
remoção do excesso de colesterol dos tecidos). O RNAm para apolipoproteína-B do 
fígado codifica uma proteína que contém 4.563 aminoácidos. Em contrapartida, no 
intestino, a mesma proteína contém somente 2.153 aminoácidos. Portanto o processo de 
edição do RNAm resultou na tradução de uma proteína mais curta. Este é um excelente 
exemplo de regulação pós-transcricional realizada via edição de RNAm, pois permite que 
um mesmo gene codifique para proteínas diferentes em função do tecido onde se 
expressa. A regulação do processo, portanto, dependerá da presença ou ausência das 
enzimas responsáveis pela edição daquele transcrito em cada tecido. Embora o exemplo 
do RNAm para apolipoproteína-B seja bastante ilustrativo, é importante observar que a 
edição do RNA tem sido verificada para muitos outros RNAms, além de RNAts e RNArs 
de diversas espécies. 
3. Transporte para o citoplasma; 
Praticamente todos os RNAm recebem uma estrutura denominada capacete em sua 
extremidade 5’ e uma cauda poliA na extremidade 3’. Repare essas estruturas na Figura 
2 e na animação Regulação póstranscricional. Ambas estão envolvidas na estabilidade do 
RNAm. Ao chegarem no citoplasma, as moléculas de RNAm passam a estar expostas à 
ação das enzimas de degradação. O principal processo de degradação do RNAm, descrito 
em leveduras e eucariotos superiores, é iniciado pela remoção da cauda poliA e é 
denominado desadenilação. As enzimas responsáveis pelos processos de desadenilação 
são chamadas desadenilases. Em seguida ao processo de desadenilação, ocorre a remoção 
do capacete presente na extremidade 5’ do RNAm, realizada por um conjunto de proteínas 
e fatores. Após a retirada das estruturas de proteção (capacete e cauda poliA), o transcrito 
é rapidamente degradado por enzimas denominadas exonucleases. 
 
4. Tradução; 
A partir do momento em que um RNAm se encontra no citoplasma, seu processo de 
tradução também pode ser regulado. Os vários mecanismos de regulação traducional não 
são completamente elucidados, mas existem muitos exemplos documentados 
(particularmente durante o desenvolvimento embrionário) de moléculas de RNAm que 
são rotineiramente encontradas no citoplasma, mas são traduzidas apenas sob 
determinadas circunstâncias. Um bom exemplo de tal processo, pode ser verificado em 
espécies animais nas quais grande quantidade de RNAm é estocada em óvulos, porém, o 
processo de tradução só é desencadeado a partir da fertilização. Dentre os mecanismos de 
controle de tradução, a regulação pela presença de regiões codificadoras adicionais têm 
sido bem caracterizada. O processo de tradução de um polipeptídio a partir de um RNAm 
tem início no “códon de iniciação da tradução”, localizado na região próxima à 
extremidade 5’ (capacete). Isso ocorre porque a “maquinaria” responsável pela tradução 
percorre a fita de RNAm a partir da extremidade capacete (5’) em direção à extremidade 
3’, em busca do “códon de iniciação da tradução”. Entretanto, certas classes de RNAm 
contêm regiões codificadoras de pequenos peptídeos antes da região que codifica para o 
polipeptídio principal. Em vários casos, tem sido estabelecido que tais regiões afetam a 
expressão gênica no âmbito traducional, prejudicando a tradução do polipeptídio 
principal. 
5. Endereçamento; 
6. Ativação do polipeptídio formado. 
 
 
Mecanismos de Mutação e reparo 
 
Lesões Expontâneas no DNA: 
Desaminação da Adenina, Citosina e Guanina 
(Modificações tautoméricas); 
Transição - substituição de purina por purina 
ou pirimidina por pirimidina; 
Transversão - substituição de purina por 
pirimidina ou vice-versa; 
Depurinização - perda de bases púricas. 
 
 
Mecanismos de Reparo 
 
Reversão direta da lesão no DNA: 
Fotoreativação: formação de dímeros 
por UV e fotoliase. 
Reparo de bases alquiladas: O6-metilguaninametiltransferase, que retira grupamentos 
metila transferindoos para cisteína. 
 
Reparo por excisão: 
Excisão de bases 
Excisão de nucleotídeos 
Reparo de malpareamentos 
 
Reparo pós-replicação: Não remove a lesão, mas possibilita a continuidade da 
replicação. 
Dois Sistemas: 
Lesões induzidas por agentes mutagênicos 
Dímeros de Timina (exposição a luz UV); 
Alquilação (Guanina - 06 metilguanina): 
remove grupamento metil; 
Reação com carcinógenos (Adição de 
grupamentos químicos volumosos à molécula 
de DNA). 
 
Reparo por recombinação homóloga 
Reparo sujeito a erros 
 
Reparo por recombinação 
Reparo sujeito a erros: Usado em condições extremas. 
Qualquer uma das quatro bases pode ser incorporada; 
Continuidade da replicação é menos danosa do que 
Incorporação de bases; 
Mecanismo de reparo causa mutação; 
 
Reparo SOS: RecA repara o DNA por recombinação ou por indução dos genes SOS; 
RecA ligada a DNA fita simples degrada por ação proteolítica a proteína repressora dos 
genes SOS (LexA); 
Genes SOS: grupo de aproximadamente 15 genes, incluindo uvrA-D, recA, umuC e D, 
SSB, etc... envolvidos na síntese de e reparo do DNA. 
 
DNA recombinante 
 
É uma molécula de DNA formada pela ligação de duas moléculas de origens diferentes 
(Ex. DNA de planta ligado a um plasmídio). 
 
 
Uma enzima de restrição ou endonuclease de restrição é um tipo de nuclease que cliva 
uma fita dupla de DNA sempre que identificar uma seqüência específica de nucleotídios 
que seja o sítio de restrição da enzima. 
 
 
A enzima BamHI reconhece a seqüência dupla fita de forma palíndrome, de tras para frente 
e de frente para tras. 
 
Tipos de cortes enzimaticos: 
- Produção de terminais coesivos (adesivos, protuberantes); 
- Produção de terminais abruptos (ou cegos) . 
 
 
Ação da Eco RI (37°C, 1h) 
 
 
Vetores Plasmidiais 
 
Plasmídios são moléculas de DNA circular, fita dupla, extracromossômico, que ocorrem 
naturalmente em bactérias e algumas leveduras 
– pUC18; pBR322; UP310, Utilizados para clonar fragmentos de até 9kbp. 
- Codificam genes essenciais; 
- 1 a 200kb; 
- até 10 Mil copias por célula; 
- Replicação autônoma (não precisa da bactéria para se replicar); 
- Bacteriófago e cosmideos clonam mais kbs. 
 
 
Para clonagem: 
1) Replicação Autônoma; 
2) Marcador de seleção (antibiótico ou gene auxotrófico); 
3) Sitio de única clonagem; 
4) Sitio de múltipla clonagem, 
 
Para expressar: 
1) Promotor forte, um RBS e um ATG; 
2) Promotor induzível: região promotora controlada. Que através de um co-repressor 
vai produzir proteínas ou não; 
3) Sinal de secreção: quando a proteína é secretada para fora da célula durante a 
purificação por centrifugação. Sinal de secreção está no plasmídeo que depois a 
tradução da proteína direciona a proteína para fora; 
4) Fusão com proteínas carreadoras. 
 
Bacteriófagos 
 
 
 
 
 
Vírus que infecta bactéria; 
Clonam fragmentos de 9 a 25 
kb; 
Derivado do fago; 
Comídeos 
 
São híbridos entreplasmídios e bacteriófagos utilizados para clonar fragmentos de 25 a 
35 kb; 
 
 
 
Clonagem Molecular 
 
É o isolamento e a propagação em um organismo de moléculas idênticas de DNA. 
 
 
M.O. Recombinante 
 
1. Obtenção do DNA a ser clonado (extração, PCR, Digestão, Desfosforilação do carbono 
5’ do vetor pela CIP e Purificação); 
2. Preparação do vetor; 
 
 
3. Ligação do vetor com o “inserto”; 
 
 
4. Transformação da bactéria (clone recombinante não necessita deste passo); 
Íons de cálcio associadas a fluidez da membrana cobrem as cargas negativas facilitando 
a extração com moléculas de DNA na zona de adesão. 
 
 
5. Seleção dos clones recombinantes. 
Colocar em semeadura para crescer na placa, isolar colônia, e selecionar por 
MICROPREP. 
 
 
 
 
6.Atraves do LacZ 
 
 
 
 
 
Expressão em sistemas Heterólogos 
 
- Sistema procarioto: mais utilizado (E.coli); 
- Sistema Eucarioto: complexo e diversificado (quando se quer expressar antígeno 
eucarioto, mais funcional após a modificação pos-traducional). 
* se o gene que eu for utilizar não precisar de modificação pós-traducional, escolhe-se 
sistema procariótico. 
Fusão da proteína clonada com 
lacZ com indução do IPTG que 
é análogo a lactose, induzindo 
operon Lac. Há detecção da 
presença do inserto com o uso 
de um substrato cromogêneo 
para β-galactosidade (X-gal). 
Na placa há colônias brancas, no 
qual não são todos clones, 
porque não ouve a presença do 
IPTG e a Lac I estava ativa. Já 
as colônias azuis, o vetor 
produziu β-galatosidade e o 
IPTG bloqueou a Lac I, sendo 
assim um clone.