Caracterização Molecular de Genótipos de Antúrio

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO ESPÍRITO SANTO 
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS 
DEPARTAMENTO DE PRODUÇÃO VEGETAL 
 
 
 
 
 
JOSÉ DIAS DE SOUZA NETO 
 
 
 
 
CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR (FINGERPRINT) DE GENÓTIPOS 
DE ANTÚRIO COM MARCADORES ISSR 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ALEGRE, E.S 
2012 
 
 
 
JOSÉ DIAS DE SOUZA NETO 
 
 
 
 
 
 
 
 
CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR (FINGERPRINT) DE GENÓTIPOS 
DE ANTÚRIO COM MARCADORES ISSR 
 
 
 
 
Trabalho de Conclusão de Curso 
apresentado ao Departamento de 
Produção Vegetal do Centro de 
Ciências Agrárias da Universidade 
Federal do Espírito Santo, como 
requisito parcial para obtenção do 
título de Engenheiro Agrônomo. 
Orientadora: Profª. Drª. Taís 
Cristina Bastos Soares 
 
 
 
 
 
 
 
 
ALEGRE, E.S 
2012
 
ii 
 
JOSÉ DIAS DE SOUZA NETO 
 
 
 
CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR (FINGERPRINT) DE 
GENÓTIPOS DE ANTÚRIO COM MARCADORES ISSR 
 
 
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao Departamento de Produção 
Vegetal do Centro de Ciências Agrárias da Universidade Federal do Espírito 
Santo, como requisito parcial para obtenção do título de Engenheiro Agrônomo. 
Orientadora: Profª. Drª. Taís Cristina Bastos Soares. 
 
Aprovado em 09 de Novembro de 2012. 
 
 
 
COMISSÃO EXAMINADORA 
 
 
_______________________________________________________________ 
Profª. Drª. Taís Cristina Bastos Soares 
Universidade Federal do Espírito Santo – UFES 
 
_______________________________________________________________ 
Prof. Dr. Ruimário Inácio Coelho 
Universidade Federal do Espírito Santo – UFES 
 
_______________________________________________________________ 
Drª. Maristela Aparecida Dias 
Instituto Capixaba de Pesquisa, Assistência Técnica e Extensão Rural –Incaper 
 
 
iii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Para um bom mestre não há má ferramenta.” (Dito popular) 
 
iv 
 
 AGRADECIMENTOS 
 
À Deus pelo auxílio e companheirismo durante todo esse tempo de vida. 
Que possamos estar sempre juntos durante minha caminhada. 
 Aos meus pais, Cecília, Ildefonso e Maria Rosária, que me ensinaram a 
caminhar sempre e ser uma melhor pessoa cada dia. 
Aos meus colegas de laboratórios que, graças ao bom senhor Deus, são 
tantos que não conseguirei os citar em apenas uma página. E amigos em 
especial a Maiara, Khétrin e Priscila, que foram pacientes comigo e que 
ensinaram não só lições de faculdade, mas também de vida. Espero sempre 
merecer a amizades de vocês. 
Ao Centro de Ciências Agrária da Universidade Federal do Espírito 
Santo, pela oportunidade de realizar o curso de Agronomia e por fornecer 
estrutura física e intelectual para meu desenvolvimento. 
Agradeço a minha orientadora Profª. Drª. Taís Cristina Bastos Soares 
que me orientou durante esses longos anos de faculdade, sendo paciente em 
meus erros e ensinando-me a possuir um olhar crítico aos problemas. Também 
por ser um ótimo exemplo de profissional e de pessoa justa, humana e amável. 
Também agradeço a Profª. Drª. Andreia Barcelos Passos Lima pela 
paciência em meus erros na cultura de tecidos e por tantas orientações em 
meus momentos de dúvida. 
Agradeço também a Neni, responsável pelo meu crescimento e por 
tantas outras dádivas que recebi. Obrigado por me incentivar a cursar uma 
faculdade. 
Por fim, agradeço a todos que direta ou indiretamente contribuíram para 
a condução deste trabalho e também àqueles que estiveram presente durante 
a minha graduação. 
 
 
 
 
 
 
 
v 
 
RESUMO 
 
 O Anthurium andraeanum é umas das flores de maior valor unitário, sendo a 
segunda de maior comercialização no mercado externo. É uma flor que 
apresenta grande diversidade em padrões de formas e cores, o que permite a 
abrangência de um amplo mercado, se fazendo necessário o conhecimento 
mais aprofundado dessa importante espécie, visando a seleção de caracteres 
que atendam as exigências do mercado consumidor. Devido a uma carência de 
informação a respeito das características moleculares desta espécie e quanto 
aos vários obstáculos a serem superados para a produção de plantas 
homogêneas e que atendam a exigência do mercado nacional e internacional, 
este projeto teve como objetivo caracterizar molecularmente genótipos de 
antúrios. Foram utilizados 17 marcadores moleculares do tipo ISSR para 
análise de fingerprint em 35 variedades de Anthurium andraeanum. Esses 
marcadores, associados à análise genética através do programa Genes, 
permitiram a alocação dos genótipos em 15 grupos que apresentaram grande 
diversidade entre si, abrindo um novo caminho para um programa de melhoria 
da espécie. 
 
Palavras chave: Antúrio, diversidade genética, fingerprint, ISSR. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vi 
 
SUMÁRIO 
 
 
LISTA DE TABELAS ................................................................................................... vii 
LISTA DE FIGURAS .................................................................................................. viii 
1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................ 1 
1.1 Objetivos ............................................................................................................... 2 
1.1.1 Objetivo geral: .............................................................................................. 2 
1.1.2 Objetivos específicos .................................................................................. 2 
2 REVISÃO DE LITERATURA .................................................................................... 2 
2.1 Origem e distribuição .......................................................................................... 2 
2.2 Anthurium andraeanum ...................................................................................... 4 
2.3 Importância Econômica da Espécie ................................................................. 6 
2.4 Variabilidade ........................................................................................................ 8 
2.5 Sistemática ........................................................................................................... 9 
2.6 Marcadores Genéticos ..................................................................................... 10 
2.7 Biodiversidade e importância da diversidade genética ............................... 12 
3 Metodologia .............................................................................................................. 14 
3.1 Material Genético .............................................................................................. 14 
3.2 Extração do DNA ............................................................................................... 14 
3.3 Análise de ISSR ................................................................................................ 15 
3.4 Avaliação de distâncias genéticas e análise de agrupamento .................. 16 
4 Resultados ................................................................................................................. 16 
5 Discussão .................................................................................................................. 27 
6 Conclusões ................................................................................................................ 28 
7 Referências Bibliográficas....................................................................................... 29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vii 
 
LISTA DE TABELAS 
 
 
Tabela 1: Principais variedades de Anthurium andraeanum segundo Silva 
(2008). ............................................................................................................................. 5 
Tabela 2: Polimorfismo e número de bandas apresentado pelos primers ISSR 
utilizados para análise. ............................................................................................... 17 
Tabela 3: Tabela de valores de dissimilaridade dos 35 genótipos de A 
andraeanum, obtidos por meio da análise do complemento do coeficiente de 
coincidências simples por meio do programa Genes.. .......................................... 20 
Tabela 4: Grupos formados pelo corte do dendograma e dos genótipos de A. 
andraeanum correspondentes a cada grupo. ......................................................... 26 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
viii 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
 
Figura 1: Distribuição do gênero Anthurium sp no mundo...................................... 4 
Figura 2: Regiões de Hot spots ao longo do mundo.............................................. 13 
Figura 3: Padrão de polimorfismo apresentado pelo Primer UBC841. ............... 18 
Figura 4: Gráfico da distribuição dos valores do somatório da dissimilaridade 
entre os 35 genotipos de A. andaeanum avaliados. .............................................. 18 
Figura 5: Distribuição de Frequência da dissimilaridade a partir de marcadores 
ISSR entre os 35 genótipos de antúrio nas dez classes. ...................................... 19 
Figura 6: Gráfico de distribuição das médias de dissimilaridade entre os 
exemplares de A andraeanum analisados .............................................................. 19 
Figura 7: Dendograma obtido pela análise de primers ISSR pelo complemento 
do índice de coincidências simples, com agrupamento pelo método de Ligação 
Média Entre Grupos (UPGMA). ................................................................................. 26 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
1 INTRODUÇÃO 
Dentre as espécies tropicais importantes para floricultura brasileira 
destaca-se o antúrio (Anthurium andraeanum Lind.), uma monocotiledônea 
originária da Colômbia, pertencente à família Araceae (COLLETTE et al., 
2004), compreendendo no gênero cerca de 1500 espécies tropicais muito 
importantes para a ornamentação (DUFOUR e GUERIN, 2003). Contudo, 
menos que um décimo dessas espécies encontram-se em cultivo. Por ser uma 
planta de fecundação cruzada, o antúrio é normalmente propagado via 
semente e, em consequência, suas progênies são muito heterogêneas, 
necessitando-se, portanto, utilizar métodos de propagação vegetativa para o 
desenvolvimento comercial da cultura, visto que estes métodos permitem a 
conservação das características da planta-mãe (TOMBOLATO, 2002). 
Devido à complexidade de sua sistemática e peculiaridades morfológicas 
de suas folhagens e inflorescências, as plantas da família Araceae têm 
despertado o interesse de muitos botânicos. Entretanto, sua morfologia 
bastante diferenciada dos demais grupos vegetais resulta em uma 
nomenclatura própria, dificultando sua compreensão (TEMPONI, et al, 2005). A 
dificuldade do posicionamento taxonômico de algumas espécies do gênero 
Anthurium deve-se, principalmente, à plasticidade morfológica deste. Essas 
espécies são muito semelhantes, com diferenças morfológicas e vegetativas 
sutis, dando margem a uma taxonomia confusa dentro do grupo (CORRRÊA, et 
al, 2007). Deste modo, com a escassez de dados morfológicos vegetativos e 
reprodutivos para a delimitação taxonômica do gênero, fazem-se necessários 
estudos mais detalhados e confiáveis onde os marcadores moleculares, por 
exemplo, podem auxiliar distinguindo-as a partir das proximidades genômicas. 
Diante do exposto, este projeto teve como objetivo caracterizar, 
molecularmente, genótipos de antúrios, utilizando marcadores moleculares 
ISSR. 
 
 
 
 
 
2 
 
1.1 Objetivos 
1.1.1 Objetivo geral: 
 Caracterização de genótipos de antúrio por meio de marcadores 
moleculares. 
 
1.1.2 Objetivos específicos 
 Caracterizar molecularmente (fingerprint) genótipos de antúrio, 
utilizando marcadores moleculares ISSR. 
 Selecionar genótipos que apresentem características de interesse 
comercial. 
 Capacitar tecnicamente o estudante na área de Biologia Molecular 
com o emprego de técnicas reconhecidas nas análises de diversidade 
genética. 
 Consolidar uma nova linha de pesquisa no Centro de Ciências 
Agrárias da UFES, utilizando técnicas de Biologia Molecular. 
 
2 REVISÃO DE LITERATURA 
2.1 Origem e distribuição 
As Araceas compreendem um grupo de monocotiledôneas herbáceas 
com 117 gêneros e espécies de hábitos variados, sendo 34 gêneros endêmicos 
das Américas, onde Anthurium e Philodendron são os mais representativos 
(CATE-ARACEAE, 2009; GOVAERTS et al. 2011 apud PONTES e ALVES, 
2011). Divididas em nove subfamílias: Gymnostachydoideae, Pothoideae, 
Monsteroideae, Calloideae, Lasioideae, Philodendroideae, Colocasioideae, 
Aroideae e Pistioideae (BOGNER e NICOLSON, 1991) a família apresenta 
cerca de 4.000 espécies distribuídas pela América Tropical e do Norte, África 
Tropical Continental e do Sul, Eurásia Temperada, Arquipélago Malaio, 
Madagascar e Seychelles (MAYO et al., 1997). No Brasil, foram reconhecidas 
aproximadamente 460 espécies (COELHO et al. 2010) que estão distribuídas 
 
3 
 
por quase todos os estados. Essas plantas são utilizadas na ornamentação, 
medicina e conservação de ambientes. 
Muitas espécies de aráceas possuem valor econômico, em usos 
comestíveis, fibrosos, medicinais, ornamentais (RIBEIRO et al. 1999), bem 
como pesticidas e corantes naturais (ACEBEY et al, 2010). Dessas, 1.100 
espécies pertencem ao gênero Anthurium Schott, considerado o maior desta 
família, espalhando-se por uma área constituída essencialmente pela América 
Tropical, incluindo países como Argentina, Uruguai, Índias Ocidentais e 
também o Brasil, onde 126 espécies foram descritas (COELHO E TEMPONI, 
2012), como pode ser visto na figura 1( MAYO et al. 1997; COELHO e 
CATHARINO, 2005; BARGUIL et al. 2008, COELHO, 2009). O gênero 
apresenta grande diversidade entre seus representantes, como pode ser 
verificado por Temponi (2006), com 16 a 19 secções, e com distribuição 
bastante diversificada em matas úmidas tropicais de baixas e médias 
elevações, em florestas nebulares, em áreas brejosas, sobre afloramentos 
rochosos, áreas arenosas abertas e em regiões semi-áridas. As espécies 
podem ser hemiepífitas trepadeiras, terrestres, epífitas, litófitas (crescem sobre 
as rochas), sendo raramente helófitas ou reófitas (margens ou ilhas rochosas 
de rios) (SAKAI, 2004; COELHO et al. 2009). Estudos evolutivos sobre a 
família Araceae e, em especial, sobre o gênero Anthurium, postulam que essa 
espécie possa ser um anfidiploide, com um número cromossômico básico 
secundário x = 15, o qual foi encontrado na maioria das contagens e que se 
originou através de hibridações e duplicações, a partir de espécies com 
números básicos x = 7 e x = 8 (SHEFFER e CROAT, 1983; PETERSEN, 1989; 
GRAYUM, 1990; COTIAS-DE-OLIVEIRA et al. 1999). Já, Bogner e Petersen 
(2007) propõem os números básicos x = 10, 12, 14 e 15 para o gênero 
Anthurium, em consequência das espécies diploides, tetraploides e 
hexaploides encontradas. 
Dentre todas as espécies deste gênero, o Anthurium andraeanum é o demaior importância comercial, com utilização como flor de corte e também como 
planta de vaso (CASTRO e TOMBOLATO, 2002). 
 
 
4 
 
 
Figura 1: Distribuição do gênero Anthurium sp no mundo. 
Fonte: Royal Botanic Gardens, Kew 2008. World Checklist of Selected Plant 
Families. Acesso em 18 jul 2012. 
 
2.2 Anthurium andraeanum 
O Anthurium andraeanum é uma arácea nativa das florestas tropicais da 
América Central e Sul (GANTAIT et al., 2008), sendo um diploide, com 
complemento cromossômico 2n = 2x = 30 (SHEFFER e CROAT, 1983). Foi 
descoberto pelo botânico e viveirista francês M. André, nas florestas tropicais 
da Venezuela e Colômbia no ano de 1876 (POLACK, 2006). A flor é constituída 
de uma bráctea, folha modificada, e uma espádice onde estão dispostas as 
verdadeiras flores. Suas flores são andróginas, ou seja, possuem tanto os 
órgãos reprodutores masculinos quanto femininos e apresentam o fenômeno 
da protoginia, impedindo a autofecundação e favorecendo o cruzamento 
(TOMBOLATO et al., 2004).Sendo assim, o estigma somente pode ser 
polinizado por grãos de pólen oriundos de outra flor da mesma planta ou de 
outra planta. Quando a espata que envolve a espádice acaba de desenrolar, 
nota-se que a superfície fica recoberta por inúmeras gotículas incolores, 
parecendo orvalho. Essas gotículas indicam o ponto exato de maior 
receptividade dos estigmas para os grãos do pólen (POLACK, 2006 apud O 
DIRIGENTE RURAL, 1967). A planta é uma espécie alógama, e por esse 
 
5 
 
motivo sua variabilidade é grande. Silva (2008) demonstra essa variabilidade 
de acordo com padrões morfológicos florais que a espécie possui (Tabela 1). 
Essa variabilidade é vista como algo inconveniente para o cultivo comercial, 
sendo dificultando essa padronização ou homogeneidade das flores 
produzidas. Com isto, a propagação vegetativa é preferida à seminífera, pois 
além de evitar essa variabilidade, apresenta as vantagens de necessitar de 
menor tempo para produção de um grande número de plantas. Com uso de 
novas técnicas in vitro, a propagação vegetativa tem se tornado mais vantajosa 
pois requere: menor espaço, maior número de plantas, possui homogeneidade 
genética entre as mudas e uma certificação de sanidade da planta gerada 
(TORRES et al., 1998). A propagação in vitro de Anthurium andreanum foi 
primeiramente realizada por Pierik et al. (1974). Atualmente, a produção in vitro 
é realizada utilizando gemas axilares (KUNISAKI,1980), gemas adventícias 
(CEN et al., 1993), organogênese de folhas (PIERIK et al.,1974; FINNIE e VAN 
STADEN, 1986; KUEHNLE e SUGII, 1991) e através de embriões somáticos 
provindos de explantes foliares (KUEHNLE et al., 1992). Em conjunto com a 
propagação in vitro, agentes mutagênicos têm sido utilizados para modificação 
e criação de novos cultivares de antúrio por meio de alterações cromossômicas 
(PUCHOOA e SOOKUN, 2003). 
 
Tabela 1: Principais variedades de Anthurium andraeanum segundo Silva 
(2008). 
Variedade Característica 
Var. album possui espata branca, espádice branco; 
Var. amoenum 
possui espata róseo-carmim, espádice branco 
e amarelo-claro; 
Var. closoniae 
possui espata grande (20 cm de comprimento 
x 10 cm de largura) de colorido variado, ápice 
branco; 
Var. gameri possui espata vermelho brilhante; 
Var. grandiflorum 
possui espata de colorido variado, com 
comprimento maior que 20 cm e cerca de 15 
cm de largura; 
Var. laurenciae possui espata vermelha e larga; 
 
6 
 
Var. lucens possui espata vermelho sangue, muito longa; 
Var. giganteum 
possui espata vermelho salmão, espádice 
não muito proeminente, recurvado, branco-
amarelado; 
Var. rhodoclorum 
possui plantas vigorosas, espata rosa-clara, 
espádice branco com amarelo; 
Var. roseum possui espata cor-de-rosa brilhante; 
Var. rubrum possui espata vermelho-escura; 
Var. salmoneum possui espata de coloração salmão; 
Var. sanguineum possui espata vermelho-sangue 
 
2.3 Importância Econômica da Espécie 
Por ser a segunda flor tropical mais comercializada no mundo, perdendo 
somente para as orquídeas, (LAWS e GALINSKY, 1996; CASTRO et al.,2004; 
CEAGESP, 2010;), o antúrio vem sofrendo processo de melhoramento visando 
características agronômicas e fitossanitárias, ocorrendo dessa forma perda 
genética, o que vem a preocupar não só em questão patológica, mas também 
em relação à diversidade de caracteres do material. Andrade et al.(2009) 
avaliaram a diversidade genética de 12 populações de duas espécies de 
Anthurium, verificando grande diversidade em uma delas. Souza Neto et 
al.(2010) verificaram grande variabilidade em A. andraeanum utilizando 
primers RAPD. Jeshima Khan e Pankajaksan (2010) também verificaram 
variabilidade em materiais de A. andraeanum. Sheffer e Croat, (1983); 
Ranamukhaarachchi et al. (2001) e Nowbuth et al. (2005), no entanto, 
verificaram elevados valores de similaridades entre as cultivares estudadas. 
Isso se deve ao nível do estudo, já que estes trabalharam com material 
melhorado de empresas, enquanto que plantas derivadas de propagação via 
semente apresentam materiais com grande heterose (PIERIK et al., 1974; 
GEIER, 1990; GEORGE apud SANTOS et al.,2005). 
Atualmente, o gênero engloba muitos tipos, formas, padrões de 
coloração, tamanhos de plantas e flores. Comercialmente, a principal espécie 
do gênero é o Anthurium andraeanum Lindl. utilizada como flor de corte e 
 
7 
 
também como planta de vaso (CASTRO e TOMBOLATO, 2002). No período 
de julho de 2012, o Anthurium apresentou crescimento de 49,8%,comparado 
com o mesmo período em 2011(IBRAFLOR, 2012), mostrando assim sua 
significância no ramo da horticultura. Tanto a flor quanto as folhagens podem 
ser comercializados. Sendo assim, as espécies desse gênero são classificadas 
quanto sua finalidade comercial, podendo ser destinadas para corte, tanto flor 
quanto folhas, e também na forma de planta em vaso. Como principais 
importadores da produção brasileira, têm-se a Comunidade Européia, Estados 
Unidos e Japão (SILVA, 2008). Os valores praticados no mercado são de US$ 
0,30 a US$ 0,60 por inflorescência no nível de produtor (SEBRAE, 2008). O 
negócio torna-se compensador também pela fenologia que a planta apresenta. 
O antúrio floresce o ano todo, A sequência folha, flor, folha, flor é mantida 
durante toda a vida da planta, dependendo das condições ambientais, 
nutricionais e o intervalo de tempo entre elas. As flores emergem da base de 
cada nova folha. (HIGAKI et al., 1984; TOMBOLATO et al., 2002). Os maiores 
produtores internacionais são Estados Unidos (Havaí como flor de corte e 
Flórida como planta em vaso) e Holanda (LAWS e GALINSKY, 1996). 
Segundo Laws e Galinsky (1996) e Caldari Junior (2004), a Holanda é o maior 
pólo de produção e também de comercialização de antúrio, com 
aproximadamente 30 milhões de hastes produzidas anualmente. No Brasil, os 
principais produtores estão localizados nas regiões de Holambra, Atibaia e Vale 
do Ribeira, São Paulo (POLACK, 2006). Alguns outros Estados brasileiros 
mostram início de atividade de maior expressão, podendo ser citados os 
Estados de Pernambuco, Ceará e Bahia, que além do mercado interno 
objetivam a exportação (CALDARI JUNIOR, 2004). Essa flor tem passado por 
processos de melhoramento que visem características agronômicas 
desejáveis, como: elevada qualidade da folha; haste floral ereta, firme e 
medindo 60 cm; espata com brilho, aberta, de textura firme, coloração uniforme 
e contrastante com a cor da espádice e de nervuras acentuadas; espádice 
ligeiramente arqueada e medindo cerca de dois terços do comprimento da 
espata, de pequeno diâmetro, cônica e com a porçãoterminal afilada; maior 
durabilidade pós-colheita; produtividade nunca em número inferior a cinco 
haste por ano por planta e também serem resistentes ou tolerantes às 
 
8 
 
principais doenças (VAN HERK et al, 1998; (CASTRO e TOMBOLATO, 2002; 
TOMBOLATO et al., 2004). 
2.4 Variabilidade 
A variabilidade do grupo das aráceas também é demonstrada pela 
morfofisiologia não só das flores, mas também dos demais órgãos das plantas 
desse grupo. Conforme Hotta (1971), a família Araceae, é considerada um 
grupo natural com grandes variações morfoanatômicas entre seus membros, 
reunindo características derivadas e primitivas, conferindo interesse ao estudo 
morfoanatômico desta família de monocotiledôneas. São frequentes, na 
literatura, informações sobre a diversidade estrutural dos órgãos vegetativos e 
reprodutivos, bem como no hábitat. Em plantas desenvolvidas de Araceae têm 
sido registrada uma grande diversidade de tipos de caules. Dahlgren et al. 
(1985) menciona, para a família, caules subterrâneos na forma de tubérculos 
ou rizomas, caules aéreos que podem ser eretos, escandentes ou 
procumbentes e em plantas flutuantes podem ser estolões. Para o gênero 
Anthurium, Reitz (1957) descreve a ocorrência de caules eretos ("assurgente, 
adradicante") ou escandentes, raramente rastejantes ou arborescentes. 
Diversos autores (REITZ, 1957; ARBER, 1961; CRONQUIST, 1981) têm 
referido que o desenvolvimento do caule de Araceae é simpodial, sendo 
raramente monopodial. Dahlgren et al. (1985) esclarecem que, em plantas 
jovens de Araceae, o crescimento geralmente é monopodial, alterando para 
simpodial com o desenvolvimento da primeira inflorescência, o que foi 
constatado por Gomes (1990), para A. scandens. As folhas de Araceae, 
geralmente, estão dispostas em espiral, ao longo do caule, mais raramente 
dispostas em roseta e, algumas vezes, poucas ou solitárias (REITZ 1957). A 
lâmina foliar apresenta morfologia variada em tamanho e forma, desde inteira, 
ovada, cordada, sagitada, hastada, trífida ou trissecta, pedatífida, pinatífida, 
pedatisecta a dracontióide (RIBEIRO et al. 1999), variando de coriácea até 
herbácea ou pergaminosa (REITZ 1957). 
 
 
 
 
9 
 
2.5 Sistemática 
Devido à complexidade de sua sistemática e peculiaridades morfológicas 
de suas folhagens e inflorescências, as plantas da família Araceae têm 
despertado o interesse de muitos botânicos. Entretanto, sua morfologia 
bastante diferenciada dos demais grupos vegetais resulta em uma 
nomenclatura própria, dificultando sua compreensão (TEMPONI, et al., 2005). 
A dificuldade do posicionamento taxonômico de algumas espécies do gênero 
Anthurium deve-se, principalmente, à plasticidade morfológica deste. Essas 
espécies são muito semelhantes, com diferenças morfológicas e vegetativas 
sutis, dando margem a uma taxonomia confusa dentro do grupo (CORRÊA, et 
al., 2007). De acordo com Judd et al. (1999), a família pode ser dividida em 
subfamílias com base na variação de hábitat, organização e morfologia das 
folhas, morfologia floral, estrutura do pólen, anatomia e número de 
cromossomos. Dahlgren et al. (1985) e Keating (2002) enfatizam a importância 
das características anatômicas das folhas (lâmina, nervuras e pecíolo) para a 
análise filogenética com as espécies de Araceae. Também Temponi (2006), 
que, em seu trabalho, avaliou 77 espécies do gênero Anthurium quanto aos 
caracteres anatômicos foliares de forma a servirem de informativos para 
análises cladísticas, obtendo nove caracteres informativos para a secção 
Urospadix. Não só a família Araceae, mas todas as monocotiledôneas variam 
muito quanto às características morfológicas externas, sendo de grande 
importância a diferenciação que ocorre nas plântulas, durante os estádios de 
desenvolvimento, nos quais pode ser evidenciada a derivação estrutural 
(TILLICH, 1998). No entanto, por serem influenciados pelo ambiente, pelo 
pequeno número de marcadores e por seus fenótipos dependerem do 
desenvolvimento da planta, caracteres morfológicos acabam por serem 
limitados ao uso de diversidade e agrupamento de indivíduos (FERREIRA e 
GRATTAPLAGIA, 1998). Com base nisto, marcadores genéticos surgem de 
modo a reforçar e/ou auxiliar na distinção entre indivíduos trabalhados 
(BORÉM e MIRANDA, 2005). 
 
 
 
10 
 
2.6 Marcadores Genéticos 
Os marcadores genéticos são quaisquer características, processos 
bioquímicos ou fragmentos de DNA que permitam a distinção de indivíduos que 
apresentam constituição genética diferente. Há quatro tipos de marcadores 
genéticos utilizados em plantas: morfológico, citológico, molecular e bioquímico 
(BORÉM e MIRANDA, 2005). Contudo, a grande limitação da maioria dos 
marcadores é a falta de especificidade. O marcador ideal seria uma substância 
de ocorrência exclusiva em determinado tipo celular (ELIAS e SOUZA, 1998). 
Dentro desse contexto, são utilizados métodos bioquímicos, como 
ELISA(Enzyme-Linked Immunosorbent Assay), eletroforese de compostos 
enzimáticos e com base em DNA, onde se verifica a proximidade de um 
indivíduo com outro pela similaridade do perfil formado. Os procedimentos 
empregados em análises de marcadores bioquímicos se baseiam na utilização 
de enzimas, compostos ou metabólitos secundários específicos para um grupo 
de células, órgãos ou organismos, (VIEIRA e AGOSTINI-COSTA, 2007) de 
forma a agrupar semelhantes quanto àquela característica ou grupo de 
compostos. Dentro desses grupos de marcadores, os moleculares são mais 
fidedignos e com alta reprodutibilidade. 
Marcadores moleculares são pontos de referência nos cromossomos, 
definidos como todo e qualquer fenótipo molecular proveniente de um gene 
expresso (isoenzimas) ou de um segmento de DNA, que pode ser regiões 
expressas ou não do genoma (FERREIRA e GRATTAPLAGIA, 1998). O 
desenvolvimento dos marcadores isoenzimáticos, deu início à tecnologia dos 
marcadores moleculares, levando ao crescimento do número de marcadores, 
disponibilizando a técnica para todas as espécies de plantas. Entretanto, as 
isoenzimas apresentam limitações como cobertura parcial do genoma, baixo 
nível de polimorfismo, atividade isoenzimática diferenciada de acordo com 
estágio de desenvolvimento da planta, da influência das condições ambientais 
e tecidos vegetais utilizados (BORÉM e CAIXETA, 2005). 
Com o surgimento da técnica de síntese de DNA in vitro, a Reação em 
Cadeia de Polimerase - PCR (Polymerase Chain Reaction), uma nova classe 
de marcadores moleculares foi desenvolvida. As técnicas denominadas AFLP 
(Amplified Fragment Length Polymorphism), RAPD (Random Amplification of 
 
11 
 
Polymorphic DNA), SCAR (Sequence Characterized Amplified Regions), SNPs 
(Single Nucleotide Polymorphism), SSR (Simple Sequence Repeats), CAPS 
(Cleaved Amplified Polymorphic) e ISSR (Inter Simple Sequence Repeat) são 
exemplos de marcadores moleculares baseados em PCR que construíram 
novas possibilidades de detecção de polimorfismo na molécula de DNA 
(BORÉM e MIRANDA, 2005; FERREIRA et al., 2007). 
Os marcadores moleculares são utilizados no monitoramento da 
variabilidade genética, identificação de indivíduos ou famílias divergentes, 
construção de mapas genéticos, identificação de locos relacionados aos 
caracteres quantitativos (DALE e CHAPARRO, 1997). Têm gerado informações 
valiosas sobre variabilidade genética de espécies cultivadas e nativas para 
estudos de populações, taxonomia, conservação de germoplasma 
(CARVALHO e TORRES, 2002) sistema de cruzamento (CIAMPI e 
GRATTAPAGLIA, 2001), identificação de indivíduos e de espécies crípticas e a 
formulação de hipóteses filogenéticas (SOLÉ-CAVA, 2001). 
Atualmente, os marcadorestêm ampla aplicação para estudos 
referentes à genética da conservação, e espera-se que estes sejam cada vez 
mais utilizados para este fim, pois com o avanço rápido da ciência, será 
possível obter informações com baixo custo para o pesquisador. Para estudo 
de genética de populações de plantas, atualmente, os marcadores mais 
utilizados são RAPD, Isoenzimas e SRR. A superioridade dos marcadores SSR 
para estudos populacionais é indiscutível, porém, devido ao custo e facilidade, 
os outros marcadores ainda são comumente utilizados (GOMES e MOURA, 
2010). 
Marcadores moleculares geram uma grande quantidade de caracteres 
adicionais, que, combinadas com características fenotípicas, favorecem um 
quadro mais completo para o agrupamento de genótipos e o planejamento de 
cruzamentos (FERREIRA e GRATTAPAGLIA, 1998). Há diversas classes de 
marcadores moleculares: RAPD, ISSR, SSR, SCAR, AFLP, RFLP, SNP, e 
outros. Cada classe apresenta suas características e propriedades que os 
tornam úteis para determinada análise. Dentro destas classes, O ISSR 
apresenta vantagens como não requerer informações prévias de sequências de 
DNA da espécie-alvo, produzir fragmentos com grande reprodutibilidade, 
quando comparados a outros marcadores com base em PCR não-específico 
 
12 
 
como RAPD (WOLFE e LISTON, 1998).O ISSR (Inter Simple Sequence 
Repeat) é um marcador molecular associado ao uso de sequências 
microssatélites, que são sequências simples repetidas, organizadas em 
tandem, contendo de 1 a 3 bases, abundantemente distribuídas ao longo de 
todo o genoma de eucariotos (WANG et al., 1994; RATNAPARKHE et al., 
1998; LIU e WENDEL, 2001; REDDY et al., 2002). Eles representam umas das 
mais recentes classes de marcadores moleculares descritos por Zietkiewicz et 
al. (1994). Marcadores ISSR são usados desde avaliação de divergência 
genética em plantas (BATISTA, et al.,2008), pragas de cultura comercial 
(SOUZA, et al., 2008) e animais (CASTRO, 2009). Em culturas autógamas, 
onde se necessita de grandes quantidades de cruzamentos para geração de 
grande variabilidade, os marcadores moleculares são uma ótima ferramenta, 
pois permitem seleção dos genitores mais divergentes (BERED et al., 1997). 
 
2.7 Biodiversidade e importância da diversidade genética 
 
A biodiversidade é produto da evolução biológica na qual são geradas 
diferentes formas devido ao acúmulo de variações hereditárias, inicialmente 
polimórficas dentro de espécies que, posteriormente, se fixam em unidades 
taxonômicas, como as espécies (SANTOS et al.,2009 ). 
Segundo o ecólogo inglês Norman Myers, a biodiversidade não está 
distribuída de forma uniforme no planeta, então seria necessário identificar as 
áreas (regiões) da Terra onde os mais altos níveis de biodiversidade se 
concentram, e para as quais seriam mais urgentes as ações de conservação. 
Essas áreas foram denominadas, em 1988, como Hot spots (SANTOS, 2010) 
(Figura 2). 
 
 
13 
 
 
Figura 2: Regiões de Hot spots ao longo do mundo. 
Fonte: http://www.berkeley.edu/news/media/releases/2009/02/05_atlanticforest.shtml 
 
A diversidade genética é uma medida de biodiversidade que mede 
a variação genética dentro de cada espécie , tanto 
entre populações geograficamente separadas como entre os indivíduos de uma 
dada população (PRIMACK, 2006 apud WIKIPÉDIA, 2012), estando 
relacionada à valores de dissimilaridade entre indivíduos, sendo um dos 
principais responsáveis pelo sucesso de um programa de melhoramento. Não 
somente, a aquisição de informações sobre a diversidade genética de um 
organismo se torna essencial para o seu manejo (MILLAR E WESTFALL, 1992; 
SAVOLAINEN e KAERKKAEINEN, 1992, citados por KANASHIO et al., 1997) , 
mas também para o entendimento das relações entre a ecologia e genética 
de indivíduos e populações, possibilitando o estabelecer diretrizes para sua 
conservação e utilização de recursos genéticos (LEE, 2000). A diversidade 
genética é gerada, fundamentalmente, por mutação na sequência nucleotídica 
durante a replicação do DNA, e que vem sendo passadas durante todo 
processo evolutivo. Quando esta variação ocorre entre indivíduos da mesma 
espécie, chamamos de polimorfismos ou diversidade intraespecífica. Quando 
ocorre entre espécies de um mesmo táxon, dizemos que se deu uma 
substituição de caráter, (SANTOS et al., 2009). 
 
14 
 
3 Metodologia 
3.1 Material Genético 
Neste experimento foram utilizados 35 genótipos de antúrios 
pertencentes ao Horto Nuvem Azul localizado no município de Venda Nova do 
Imigrante, ES e ao sítio Santo Antônio da localidade do distrito de Piaçu do 
município de Muniz Freire, ES. Estes antúrios foram cultivados em vasos 
contendo latossolo vermelho incrementado com pedaços de cascas de coco e 
folhas de árvores que auxiliaram na drenagem do excedente de água, em casa 
de vegetação do CCA-UFES em condições de clima ameno e com 
luminosidade baixa e indireta. 
 
3.2 Extração do DNA 
As folhas de cada planta foram coletadas e a extração de DNA foi feita 
de acordo com o protocolo de Doyle e Doyle (1990), com algumas 
modificações propostas por Abdelnoor et al. (1995). 
Cerca de 200 a 300 mg de folhas foram triturados na presença de N2 
líquido, sendo o pó resultante transferido para microtubos identificados. Após a 
adição de 700 μL de tampão de extração constituído de 2% v/v de CTAB, 1,4 
mol/L de NaCl2, 20 mMol/L de EDTA, 100 mmol/L de Tris-HCl a pH 8, 0; 2% 
p/v de Polivinilpirrolidona sólido e 0,2% v/v de β-mercaptoetanol, levou-se ao 
vórtex por aproximadamente 20 segundos e encubou os tubos em banho-maria 
a 65º C por aproximadamente por 40 minutos. Posteriormente, as amostras 
foram centrifugadas por cinco minutos a 14000 RPM em centrífuga Heittich 
Zentrifugen MIKRO 200 e o sobrenadante, transferido para novos tubos. Ao 
sobrenadante foi adicionado igual volume da mistura de clorofórmio:álcool 
isoamílico (24:1). Os tubos foram suavemente invertidos e centrifugados por 
cinco minutos a 14000 rpm. A fase superior foi transferida para outros tubos e 
adicionou-se isopropanol gelado ao sobrenadante (na proporção de 1:1 de 
isopropanol:sobrenadante). Agitou-se suavemente os tubos algumas vezes e 
estes foram incubados a - 20º C por uma noite. 
 
15 
 
Após esta etapa, os tubos foram levados a centrifuga por 10 minutos a 
14000 rpm, removeu-se o sobrenadante e lavou-se o precipitado duas vezes 
com etanol 70% e uma vez com etanol 95%, após seco a temperatura 
ambiente. Este precipitado foi ressuspenso em 0,200 ml de TE (10 mmol/L de 
Tris-HCl, 1 mmol/L de EDTA a pH 8,0), contendo RNAse na concentração final 
de 40 μg/mL e incubado em banho-maria à 37ºC por uma hora e meia. 
A concentração do DNA foi estimada através da comparação das 
bandas produzidas pelo marcador de peso molecular nas concentrações de 25, 
50 e 100 ng/μL e pelas amostras de DNA, visualizadas em gel de agarose a 
0,8%. Realizou-se a diluição, quando necessário, da amostra de DNA para 10 
ng/μL. 
 
3.3 Análise de ISSR 
As reações de amplificação dos primers ISSR foram feitas em um 
volume total de 25 μL, contendo MgCl2 (2,4 mM), Tris/KCl pH 8,3 (0,25 mM), 
dNTP (0,25 mM de cada nucleotídeo), 0,2 μM do primer, uma unidade de Taq-
polimerase e 30 ng de DNA. As amplificações foram realizadas em 
termociclador programado (Thechne TC 412). 
O programa utilizado para a amplificação dos fragmentos consistiu das 
seguintes etapas: uma desnaturação a 94º C (15 minutos), seguido de 35 
ciclos de: 94ºC por 30 segundos, 52º C por 30 segundo e 72 º C por um 
minuto, ao final dos 35 ciclos, uma extensão final a 72º C por 7 minutos. Para 
os primers UBC 819, 845e 827, foi utilizado outro programa: 94º C (4 
minutos), seguido de 35 ciclos de 94ºC por 1 minuto, 52º C por 1 minuto e 72ºC 
por 2 minutos, ao final dos 35 ciclos, uma extensão final a 72º C por 7 minutos. 
Os produtos das reações foram separados por eletroforese em gel de 
agarose 2,5% imersos em tampão SB 1X, a 110 volts durante 4 horas, 
utilizando para distinção e estimação da massa molecular dos fragmentos um 
marcador de 100 pares de base (Fermentas®). 
 
 
 
 
16 
 
3.4 Avaliação de distâncias genéticas e análise de agrupamento 
Estudos de diversidade genética destinados a identificação de genitores 
têm sido feitos a partir de informações de caracteres quantitativos ou de 
marcadores moleculares. O registro de dados moleculares foi feito a partir das 
bandas polimórficas detectadas entre os cultivares. Foi gerada uma matriz de 
valores binários, onde a codificação (0) significará ausência e (1) presença da 
banda. As estimativas de dissimilaridade genética (Dij) foram feitas de acordo 
com o complemento aritmético do coeficiente de coincidências simples 
(SNEATH, SOKAL, 1973): 
 
 
 
em que: 
Sij = coeficiente de similaridade; 
a = número de encontros 1,1; 
b = número de encontros 1,0; 
c = número de encontros 0,1; 
d = número de encontros 0,0. 
Os valores de dissimilaridade genética foram organizados em matrizes, 
que foram empregadas na análise de agrupamento pelo método de Ligação 
Média Entre Grupos (UPGMA). As análises de divergência genética e de 
agrupamento foram realizadas com o auxílio do programa Genes (CRUZ, 
2001). 
 O presente projeto foi desenvolvido em parceria entre os Laboratórios de 
Biotecnologia e Bioquímica do Centro de Ciências Agrárias da UFES, sediado 
em Alegre/ES. 
4 Resultados 
Foram obtidos 261 fragmentos a partir dos 17 primers ISSR (Tabela 2). 
Destes fragmentos 4 (1,53%) foram monomórficas e 257 (98,47%) 
apresentaram padrão polimórfico. O padrão de bandas amplificadas teve 
mínimo de 200pb e com máximo acima de 1000pb. A figura 3 apresenta o 
padrão de polimorfismo apresentado pelo Primer UBC841. 
Dij =1- Sij =1 - a + d = b + c 
 a+b+c+d a+b+c+d 
 
17 
 
 
Tabela 2: Polimorfismo e número de bandas apresentado pelos primers ISSR 
utilizados para análise. 
 
Identificação 
do Primer 
Números 
de 
bandas 
Número de 
bandas 
polimórficas 
Teor 
de CG 
(%) 
Tamanho de 
bandas 
amplificadas 
(pb) 
Sequência 
(5’→3’) 
UBC841 24 24 52.8 Acima de 200 (GA)8YC 
UBC843 13 12 47.2 Acima de 400 (CT)8RA 
UBC854 15 14 52.8 Acima de 400 (TC)8RG 
UBC855 13 13 47.2 Acima de 500 (AC)8YT 
UBC857 16 16 52.8 Acima de 300 (AC)8YG 
UBC859 14 14 52.8 Acima de 400 (TG)8RG 
UBC880 11 10 60.0 Acima de 400 (GGAGA)3 
UBC808 11 11 52.9 Acima de 500 (AG)8C 
UBC827 21 21 52.9 Acima de 300 (AC)8G 
UBC810 18 18 47.1 Acima de 400 (GA)8T 
UBC834 18 17 47.2 Acima de 300 (AG)8YT 
UBC890 18 18 50.0 Acima de 300 VHV(GT)7 
UBC849 09 09 47.2 Acima de 500 (GT)8YA 
UBC862 06 06 66.7 Acima de 500 (AGC)6 
UBC864 14 14 33.3 Acima de 400 (ATG)6 
UBC819 19 19 47.1 Acima de 600 (GT)8A 
UBC845 21 21 52.8 Acima de 300 (CT)8RG 
Total 261 257 
 
 
 
 
18 
 
 
Figura 3: Padrão de polimorfismo apresentado pelo Primer UBC841. 
Legenda: M- marcador de massa molecular, e os números de 1 a 23 
representam diferentes genótipos de A. andreanum. 
 
Foram obtidos, através dos dados gerados pelo programa Genes, os 
gráficos do somatório de dissimilaridade (Figura 4) e a distribuição de 
frequência da dissimilaridade (Figura 5). As médias de dissimilaridade (Figura 
6) foram obtidas por meio das funções do Microsoft Excel. 
 
 
Figura 4: Gráfico da distribuição dos valores do somatório da dissimilaridade 
entre os 35 genotipos de A. andaeanum avaliados. 
 
 
19 
 
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,
0 
a 
0,
09
0,
1 
a 
0,
19
0,
2 
a 
0,
29
0,
3 
a 
0,
39
0,
4 
a 
0,
49
0,
5 
a 
0,
59
0,
6 
a 
0,
69
0,
7 
a 
0,
69
0,
8 
a 
0,
89
0,
9 
a 
1
Dissimilaridade (Classes)
Fr
eq
uê
nc
ia 
(%
)
 
Figura 5: Distribuição de Frequência da dissimilaridade a partir de marcadores 
ISSR entre os 35 genótipos de antúrio nas dez classes. 
 
 
Figura 6: Gráfico de distribuição das médias de dissimilaridade entre os 
exemplares de A andraeanum analisados 
 
Através do programa Genes também obteve-se valores de 
dissimilaridade dos 35 genótipos de Anthurium andraeanum, obtidos por meio 
da análise do complemento do coeficiente de coincidências simples (Tabela 3). 
 
20 
 
Tabela 3: Tabela de valores de dissimilaridade dos 35 genótipos de A andraeanum, obtidos por meio da análise do complemento 
do coeficiente de coincidências simples por meio do programa Genes. Em laranja, os valores de dissimilaridade entre os 
indivíduos, média e somatório da dissimilaridade dos 35 genótipos com base no dendograma (Figura 1), e em roxo os de maior 
dissimilaridade com base nesta tabela. Células em cinza indicam cruzamentos de baixo valor de dissimilaridade e em azul, os de 
maior valor de dissimilaridade com base neste estudo. 
 
I 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 
1 0 
2 0,18293 0 
3 0,69663 0,69892 0 
4 0,6381 0,61947 0,75 0 
5 0,67273 0,6748 0,71429 0,61404 0 
6 0,73529 0,74775 0,70886 0,69903 0,54545 0 
7 0,68817 0,71028 0,69412 0,64646 0,59292 0,65169 0 
8 0,74038 0,76522 0,71084 0,76786 0,66942 0,59302 0,60825 0 
9 0,74699 0,76667 0,63793 0,7619 0,75281 0,66176 0,76923 0,70667 0 
10 0,5102 0,53211 0,7234 0,62609 0,64167 0,67308 0,63 0,74336 0,6988 0 
11 0,77465 0,79221 0,73684 0,80769 0,79787 0,75806 0,77465 0,82192 0,68182 0,8 0 
12 0,65873 0,69014 0,66949 0,63158 0,61224 0,71094 0,68702 0,75172 0,76415 0,66187 0,79798 0 
13 0,71429 0,736 0,72 0,67826 0,64122 0,64078 0,625 0,68644 0,75 0,71901 0,7931 0,62857 0 
 
21 
 
14 0,67742 0,70504 0,71429 0,71852 0,57746 0,69672 0,65891 0,70073 0,77228 0,65909 0,81818 0,58861 0,63121 
15 0,75893 0,76033 0,79612 0,76068 0,7197 0,69697 0,73214 0,73043 0,75 0,68142 0,80519 0,68276 0,74419 
16 0,74242 0,75714 0,75862 0,68217 0,67832 0,71429 0,75188 0,74627 0,69149 0,70149 0,85294 0,59868 0,68085 
17 0,76667 0,76699 0,76623 0,7732 0,75229 0,76087 0,71765 0,76344 0,75714 0,68478 0,85938 0,73729 0,77778 
18 0,73394 0,74576 0,70238 0,70796 0,66957 0,63043 0,69072 0,72549 0,68493 0,68421 0,80263 0,70149 0,68182 
19 0,82609 0,84158 0,825 0,80645 0,76786 0,7125 0,73864 0,78261 0,76119 0,80208 0,87692 0,79339 0,68 
20 0,76042 0,8 0,76404 0,77778 0,72807 0,74444 0,72043 0,78302 0,77778 0,68817 0,89333 0,66935 0,68182 
21 0,73394 0,7395 0,8 0,72414 0,75 0,73267 0,75676 0,75221 0,78049 0,68966 0,86076 0,66187 0,72131 
22 0,82456 0,80992 0,82222 0,76786 0,80153 0,80583 0,77778 0,79279 0,76923 0,78632 0,89189 0,76552 0,77419 
23 0,76623 0,74359 0,74545 0,67143 0,7027 0,80882 0,63934 0,76389 0,70909 0,73684 0,80435 0,72826 0,71053 
24 0,86585 0,84524 0,80769 0,81481 0,82143 0,84058 0,85915 0,82857 0,77358 0,85057 0,85366 0,83333 0,84091 
25 0,81818 0,81633 0,74286 0,8 0,7 0,7 0,66667 0,80435 0,72973 0,82143 0,78788 0,77049 0,66667 
26 0,8 0,78947 0,76744 0,85185 0,72414 0,7451 0,7234 0,75439 0,75 0,77778 0,86486 0,82432 0,67857 
27 0,80851 0,83871 0,65625 0,83871 0,79412 0,80769 0,79245 0,8 0,7381 0,79104 0,86111 0,77778 0,80952 
28 0,80952 0,76923 0,70588 0,76563 0,76 0,73684 0,72581 0,68116 0,75472 0,83099 0,88462 0,7284 0,69118 
29 0,82716 0,8 0,72131 0,79747 0,75 0,73611 0,774650,75 0,70492 0,81481 0,82353 0,76842 0,75 
30 0,83333 0,82716 0,81667 0,80519 0,76471 0,74286 0,76119 0,71014 0,76786 0,84337 0,77083 0,78889 0,76543 
31 0,70909 0,74194 0,6383 0,73684 0,71642 0,75862 0,77193 0,72131 0,6383 0,78462 0,73171 0,72603 0,64286 
32 0,76712 0,75362 0,66667 0,75 0,80822 0,71154 0,78846 0,77586 0,65116 0,77465 0,66667 0,8046 0,8 
33 0,76136 0,75556 0,76119 0,72414 0,73626 0,7013 0,73611 0,73171 0,68966 0,73034 0,71429 0,72642 0,67442 
 
22 
 
 
Continuação da tabela. 
34 0,79487 0,81609 0,81034 0,82022 0,77778 0,73529 0,75362 0,73913 0,67391 0,82222 0,82692 0,76699 0,75 
35 0,64706 0,66667 0,72973 0,61905 0,65957 0,61538 0,74359 0,69231 0,64286 0,69565 0,7 0,69231 0,66667 
 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
8 
9 
10 
11 
12 
13 
14 0 
15 0,68531 0 
 
23 
 
16 0,5906 0,62016 0 
17 0,73684 0,575 0,75229 0 
18 0,68 0,70755 0,61538 0,7766 0 
19 0,75424 0,75532 0,77391 0,72368 0,68675 0 
20 0,68033 0,69307 0,74194 0,60526 0,73913 0,64103 0 
21 0,63636 0,57143 0,65891 0,60976 0,67925 0,72414 0,6875 0 
22 0,78621 0,73684 0,74242 0,60976 0,80734 0,78889 0,65263 0,65686 0 
23 0,71111 0,76923 0,68182 0,74138 0,72857 0,76471 0,77778 0,76 0,68571 0 
24 0,8172 0,74286 0,81443 0,66038 0,81579 0,76364 0,69492 0,71831 0,68254 0,66667 0 
25 0,65957 0,78261 0,71429 0,75 0,73469 0,64706 0,66667 0,63636 0,77778 0,65517 0,7 0 
26 0,75362 0,70588 0,79104 0,66 0,64583 0,67308 0,64 0,73585 0,76271 0,70732 0,68571 0,5 0 
27 0,79104 0,76786 0,77419 0,74468 0,75862 0,70732 0,78261 0,77049 0,81132 0,71053 0,74286 0,65625 0,56 
28 0,69333 0,73239 0,68056 0,76786 0,72131 0,74138 0,73529 0,64063 0,71212 0,72 0,71739 0,70732 0,63415 
29 0,71591 0,77333 0,76923 0,78082 0,72603 0,72727 0,74286 0,71429 0,77632 0,77193 0,71429 0,63889 0,64444 
30 0,75904 0,77941 0,76471 0,75758 0,82278 0,81667 0,78261 0,81081 0,77465 0,77551 0,81132 0,76744 0,69048 
31 0,72727 0,72727 0,56897 0,74545 0,72881 0,80769 0,78333 0,8 0,77419 0,6 0,70732 0,7 0,63889 
32 0,80233 0,73846 0,82418 0,81132 0,71875 0,76471 0,78571 0,76471 0,85075 0,80769 0,76316 0,7 0,78125 
33 0,72917 0,6962 0,73958 0,78205 0,72289 0,77273 0,74359 0,75 0,78824 0,72 0,71698 0,72917 0,65116 
34 0,77778 0,82278 0,74194 0,78261 0,7561 0,81818 0,71642 0,81707 0,76 0,75 0,83019 0,67568 0,61111 
35 0,65306 0,64103 0,68889 0,68293 0,70213 0,76316 0,74419 0,71111 0,71429 0,59259 0,59259 0,66667 0,52381 
 
24 
 
Continuação da tabela. 
 
 27 28 29 30 31 32 33 34 35 MDG SVD 
1 0,708336 24,79176 
2 0,714468 25,00637 
3 0,713714 24,98 
4 0,712988 24,95458 
5 0,688275 24,08961 
6 0,693159 24,26056 
7 0,695973 24,35907 
8 0,716997 25,09491 
9 0,704776 24,66715 
10 0,703175 24,61112 
11 0,77967 27,28844 
12 0,697132 24,39963 
13 0,690074 24,1526 
14 0,687394 24,05878 
15 0,704081 24,64285 
16 0,697314 24,406 
17 0,71257 24,93996 
 
25 
 
Fim da tabela 
 
MDG: Média de dissimilaridade entre genótipos; SVD: Somatório dos valores de dissimilaridade. 
18 0,698161 24,43563 
19 0,737996 25,82987 
20 0,709301 24,82552 
21 0,701633 24,55715 
22 0,744035 26,04121 
23 0,703664 24,62824 
24 0,748398 26,19392 
25 0,694006 24,29021 
26 0,687076 24,04765 
27 0 0,71896 25,1636 
28 0,68182 0 0,696666 24,3833 
29 0,60526 0,58824 0 0,700544 24,51903 
30 0,76596 0,5625 0,60784 0 0,725028 25,37597 
31 0,67857 0,73333 0,65306 0,58696 0 0,676971 23,69399 
32 0,53846 0,77273 0,69767 0,8 0,74194 0 0,729461 25,53112 
33 0,65217 0,66102 0,60714 0,58929 0,64583 0,62222 0 0,686269 24,01942 
34 0,68293 0,68889 0,64583 0,54167 0,61538 0,81818 0,68966 0 0,720035 25,20121 
35 0,66667 0,64706 0,6 0,61111 0,41176 0,70833 0,56757 0,57143 0 0,635178 22,23123 
 
26 
 
A amplificação dos 17 primers ISSR permitiram a distinção dos 
genótipos e formação de 15 grupos (Figura 7). Determinou-se o ponto de corte 
do dendograma com o valor de DGM (Diversidade Genética Média). 
 
 
Figura 7: Dendograma obtido pela análise de primers ISSR pelo complemento 
do índice de coincidências simples, com agrupamento pelo método de Ligação 
Média Entre Grupos (UPGMA). 
 
Tabela 4: Grupos formados pelo corte do dendograma e dos genótipos de A. 
andraeanum correspondentes a cada grupo. 
Grupo Indivíduos Grupo Indivíduos 
G1 33, 35. G09 19, 28. 
G02 7, 22, 6. G10 27, 32, 17. 
G03 10, 14. G11 31, 34. 
G04 1, 5. G12 13, 25. 
G05 11, 24, 12. G13 4. 
G06 2, 9. G14 3, 20. 
G07 23, 30, 21, 29. G15 15, 26, 16. 
G08 8, 18. 
 
100,0 
100,0 
4,2 
39,6 
100,0 
11,5 
5,1 
16,6 
13,4 
37,4 
9,1 
100,0 
100,0 
7,8 
 100,0 0
 100,0 
100,0 
11,0 
5,3 
100,0 
8,1 
13,4 
100,0 
100,0 
100,0 
15,1 
 
100,0 
11,6 
2,5 
5,8 
7,2 26,0 
13,1 
100,0 
25,8 
69,6 
 
27 
 
5 Discussão 
A grande porcentagem de padrões polimórficos em relação aos 
monomórficos apresentados nesse trabalho supera em muito os valores por 
descritos em algumas literaturas (WITONO et al.,2008; DOMYATI et al.,2011; 
ZHOU et al., 2008). Witono et al.(2008), utilizaram dez primers ISSR para 
análise do polimorfismo de Alocasia odora e A. cucullata, tendo uma taxa de 
polimorfismo de 72,60% para esses primers com 73 bandas amplificadas. 
Dentre esses dez, os primers: UBC808, UBC834, UBC843 e UBC845 
obtiveram 37,74% de polimorfismo com caráter polimórfico de 75,52%. No 
presente estudo, os mesmos primers apresentaram 23,74% de polimorfismo 
com caráter de 96,69%. Embora para esses primers os valores de polimorfismo 
tenham sido pequenos, primers como os UBC841 (Figura 3), UBC845, UBC827 
e UBC819 foram os que apresentaram maiores números de bandas com 
caráter polimórfico, igual a 100%, e respondendo com um valor de 33,07% do 
total de polimorfismo. Este resultado indica que embora seja a mesma família, 
os gêneros Alocasia e Anthurium apresentam grande distinção entre si, e são 
possuidoras de grande diversidade, o que aumenta a probabilidade de 
obtenção de materiais com novas características. A figura 7 mostra as 
diferentes classes formadas a partir da análise dos dados obtidos pelas 
amplificações. 
Domyati et al.(2011), para estudo feito com a utilização de marcadores 
moleculares, dentre eles o ISSR, para análise da diversidade genética de 
plantas medicinais no Sinai obteve um valor de 67% de bandas polimórficas 
das 914 amplificadas. Este valor acaba por ser muito baixo em relação ao 
obtido nesse estudo. 
Pela separação de fragmentos de DNA dos genótipos, se percebeu que 
a maior quantidade gerada pelos 17 primers se encontrava entre 500 a 
1000pares de base. Contudo, houve bandas com peso superiores a 1000 pares 
de base e inferiores a 500, com mínimo de 200pb. George et al. (2006), 
obtiveram fragmentos amplificados de especiarias com peso variando entre 
150 a 2000 pares de base. Valores próximos também foram encontrados por 
Abd El-Hady et al. (2010), que obtiveram bandas com peso entre 255 a 2838 
pares de bases. 
 
28 
 
Pela tabela de dissimilaridade (Tabela 3), e pelos gráficos de média e de 
somatório de dissimilaridade (Figura 6 e 4), percebe-seque os indivíduos 24 e 
11, sublinhados de cor roxa, se apresentam como sendo os de maiores valores 
de dissimilaridade e podendo ser indicados como genitores para produção de 
híbridos que proporcionam maior incremento de caracteres diferenciados. 
Pela análise da tabela 3 é possível a distinção dos cruzamentos de 
maior porcentagem de diversidade, sublinhados de azul, e os cruzamentos de 
menor probabilidade de gerar indivíduos contrastantes aos pais, ou seja, de 
menor valor de dissimilaridade, sublinhados em cinza. Através do somatório 
dos valores de dissimilaridade dos indivíduos e de sua média, foi possível a 
distinção dos que apresentavam elevados valores de dissimilaridade dos que 
apresentavam baixos valores. Percebe-se que, embora o indivíduo quatro não 
tenha apresentado elevado valor de dissimilaridade, ele foi o único indivíduo a 
constituir um grupo (Tabela 3 e 4). 
 
 
6 Conclusões 
Com o presente trabalho, concluímos que os marcadores ISSR são 
informativos para avaliar a diversidade presente nos genótipos de Anthurium 
andraeanum permitindo a distinção entre eles. Também se verificou que os 
indivíduos 11 e 24 de antúrio a elevado, em comparação aos demais 
analisados, o que indica serem boas escolhas para realização de cruzamentos 
com os demais indivíduos gerarão progênies com padrões divergentes ao dos 
pais, possibilitando uma gama de novos produtos e desse modo novos 
mercados consumidores. Também se verificou que cruzamentos do indivíduo 
11 com o 19, 22 e o 28, apresentaram elevados valores de dissimilaridade, 
demostrando serem bons parentais para uma progênie segregante. Enquanto 
que cruzamentos entre os indivíduos 35 x 31; e 2 x 1, são desvantajosos pois 
não apresentarão progênie tão segregante quanto os demais, já que seus 
valores de dissimilaridade são muito baixos. Contudo, para uma sólida 
afirmativa, análises dos caracteres morfológicos e agronômicos deverão ser 
realizadas, permitindo uma melhor seleção de cruzamentos controlados para 
obtenção de plantas com padrões exigidos pelo consumidor. 
 
29 
 
 
 
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