Apostila Biologia Molecular

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Curso de Ciências Biológicas 
Disciplina 2418 – Biologia Molecular 
Prof. Fernando A. Tcacenco 
 A P O S T I L A 2 0 1 4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Índices para catálogo sistemático: 
 
 
1. Biologia molecular 578.88 
2. Genética molecular 574.873 28 
3. DNA recombinante: Engenharia genética: Biotecnologia 660.65 
Tcacenco, Fernando Adami 
 
 Biologia Molecular: Apostila de Aula / Fernando Adami Tcacenco. 
Itajaí, SC: [s.n.], 2014, 218 p. (UNIVALI – Universidade do Vale do Itajaí, Curso de Ciências 
Biológicas, Disciplina 2418 – Biologia Molecular). 
 
1. Biologia Molecular 2. DNA Recombinante 3. Engenharia Genética 
I. Tcacenco, F. A. II. Título 
 
 
 
DD II SS CC II PP LL II NN AA 22 44 11 88 -- BB II OO LL OO GG II AA MM OO LL EE CC UU LL AA RR 22 00 11 44 
S U M Á R I O 
UNIDADE ZERO: VISÃO/REVISÃO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1 
UNIDADE 1: MATERIAL GENÉTICO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20 
 Guia de estudos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20 
 DNA ou proteína . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 
 Características essenciais do material genético . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 
 Os experimentos clássicos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22 
 RNA como material genético . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24 
 Os componentes das cadeias de DNA e RNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25 
 Porque o DNA é usado como material genético . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26 
 Estrutura do DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27 
 RNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30 
 Genes e a informação biológica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31 
 Genomas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32 
 Óperons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33 
 Íntrons e éxons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35 
UNIDADE 2: REPLICAÇÃO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37 
 Guia de estudos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37 
 Replicação do DNA e os experimentos de Meselson-Stahl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38 
 A origem e a bidirecionalidade . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39 
 As DNA polimerases de E. coli . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40 
 Os nove mandamentos da replicação . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40 
 Correção de erros: atividade de exonuclease . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42 
 Replicação nos eucariontes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44 
 Replicação do final dos cromossomas: telomerase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45 
UNIDADE 3: TRANSCRIÇÃO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48 
 Guia de estudos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48 
 Síntese dos RNAs e tipos de moléculas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49 
 Visão geral da transcrição em Escherichia coli . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50 
 Os dez mandamentos da transcrição . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50 
 As RNAs polimerases de procariontes e eucariontes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52 
 O RNA mensageiro . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52 
 A iniciação da transcrição de mRNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53 
 O alongamento da cadeia de mRNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57 
 A terminação da transcrição de mRNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57 
 Os processamentos dos mRNAs de eucariontes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 58 
 O RNA ribossômico e os ribossomos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62 
 O RNA transportador . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64 
UNIDADE 4: TRADUÇÃO. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68 
 Guia de estudos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68 
 O código genético: descoberta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69 
 O código genético: características . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70 
 Tradução: uma visão geral . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72 
 Os atores e os passos da tradução . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72 
 Síntese protéica: reconhecimento do códon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 76 
 Síntese protéica: translocações e finalização . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77 
 Tradução em eucariontes: particularidades . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78 
 Acoplamentotranscrição/tradução e tradução simultânea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79 
 Príons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79 
UNIDADE 5: O CONTROLE DA EXPRESSÃO GÊNICA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80 
 Guia de estudos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80 
 Controle: porque . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81 
 Estrutura e domínios comuns . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82 
 Regulação positiva e negativa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83 
 O óperon da lactose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85 
 O óperon do triptofano . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86 
 Controle envolvendo ribossomos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88 
 Resposta SOS e RNA antisentido . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89 
 Controle em eucariontes: particularidades . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 90 
 Controle da transcrição: ativadores e outras moléculas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91 
 Controle por estabilidade do DNA e por interferência por RNAi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92 
 Controle na tradução e elementos de resposta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 94 
 Controle do desenvolvimento: Drosophila . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 95 
 
UNIDADE 6: MUTAÇÕES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 97 
 Categorias de mutações . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 97 
 Mutações para a frente . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 98 
 Mutações reversas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100 
 Mutações supressoras . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100 
 Causas de mutações . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 102 
 Correção de mutações . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 103 
 Estudo de caso: fibrose cística . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 105 
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UNIDADE 7: GENOMAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107 
 Vírus: as formas mais simples de vida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107 
 Genomas procarióticos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109 
 Genomas eucarióticos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112 
 Genomas de organelas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 113 
UNIDADE 8.1: TECNOLOGIA DO DNA RECOMBINANTE . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 114 
UNIDADE 8.2: ENZIMAS DE RESTRIÇÃO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118 
 Dry-Lab 9.1: Fazendo DNA recombinante . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 122 
 Dry-Lab 9.2: Fazendo plasmídios recombinantes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 122 
UNIDADE 8.3: BIBLIOTECAS DE DNA E DE cDNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123 
 Dry-Lab 9.3: Montando bibliotecas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 125 
UNIDADE 8.4: VETORES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 126 
UNIDADE 8.5: HIBRIDIZAÇÕES - SONDAS E BLOTS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 130 
 Demo 9.4: Montando um Southern blot . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134 
UNIDADE 8.6: ANÁLISE DE EXPRESSÃO GÊNICA DIFERENCIAL . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 135 
 Dry-Lab 9.5: Fazendo diagnóstico por biochips. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 143 
UNIDADE 8.7: MARCAÇÃO DE SONDAS E CORANTES PARA DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 144 
UNIDADE 8.8: SÍNTESE QUÍMICA DE DNA IN VITRO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 146 
UNIDADE 8.9: SEQÜENCIAMENTO DE DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 147 
 Dry-Lab 9.6: Fazendo seqüenciamento por M&G . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 157 
 Dry-Lab 9.7: Fazendo seqüenciamento por didesoxi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 157 
 
UNIDADE 8.10: OS PROJETOS “OMA” & DERIVADOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158 
UNIDADE 8.11: AMPLIFICAÇÃO DE DNA – PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 165 
 Dry-Lab 9.8: Fazendo uma PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 173 
 Demo 9.9: Uso do termociclador . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 173 
UNIDADE 8.12: MARCADORES MOLECULARES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 174 
 Dry-Lab 9.10: Fazendo um RFLP em plantas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 187 
UNIDADE 8.13: ANÁLISE FORENSE DE DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 188 
UNIDADE 8.14: TRANSFORMAÇÃO GENÉTICA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 194 
 Dry-Lab 9.11: Kits de verificação de transgeníase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 201 
UNIDADE 8.15: TERAPIA ANTISENSO E VACINAS DE DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 202 
 Demo 9.12: DNA anti-senso . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 208 
UNIDADE 8.16: MUTAGÊNESE SÍTIO-DIRIGIDA/GENÉTICA REVERSA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 209 
UNIDADE 8.17: EXTRAÇÃO E VISUALIZAÇÃO DE ÁCIDOS NUCLÉICOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 210 
 Demo 9.13: Eletroforese de ácidos nucléicos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 218 
 Demo 9.14: Kits de extração de DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 218 
 
ii 
 
O DNA é talvez uma das moléculas mais populares nos dias de hoje. Se não a sua estrutura – complexa, às 
vezes - pelo menos a sua abreviatura. E isto ficou ainda mais patente depois dos famosos “testes de 
paternidade” na televisão, da clonagem da ovelha “Dolly” e da conclusão do projeto “Genoma Humano”. Nos 
meios de comunicação, a citação de DNA é cada vez mais frequente, seja associada a eventos positivos - por 
exemplo: descoberta de novos tratamentos para doenças - seja associada a eventos negativos ou, no 
mínimo, polêmicos: plantas transgênicas e desastres com identificação de vítimas por teste de DNA são dois 
exemplos comuns. 
A Biologia Molecular – disciplina que estuda o DNA em seu âmago - é eclética, no sentido de incorporar 
conhecimentos de várias áreas da ciência, como Genética Molecular, Bioquímica, e Genômica/Proteômica. 
Os avanços verificados nas últimas décadas - digamos nas últimas cinco décadas, desde a descoberta da 
estrutura do DNA em 1953 - a tornam muito dinâmica, e informações estão sendo constantemente 
adicionadas ao seu cabedal. Difícil se torna, portanto, manter-se atualizado, posto que dia-a-dia novas 
descobertas são feitas. Um dos objetivos deste material é procurar uma atualização constante, com a 
incorporação de inovações sempre que possível. 
Alguns tópicos são aparentemente mais “conservadores”, por exemplo o fluxo da informação - 
DNA/RNA/Proteína, vale dizer, Replicação/Transcrição/Tradução - já vistos por todos desde o segundo grau 
e em várias disciplinas de nosso curso, como Genética, Bioquímica e Biologia Celular. No entanto, mesmo 
nesses tópicos pesquisas têm revelado novas facetas. Por exemplo, algumas DNA polimerases de 
procariontes já são conhecidas desde 1957, mas outras (IV e V) só foram descobertas no limiar do presente 
milênio. O Controle da Expressão Gênica é um tópico estudado geralmente em conjunto com o fluxo da 
informação, mas destaca-se por ser mais “dinâmico”, no sentido de ser objeto de mais pesquisas, já que 
controlar a expressão gênica é, em última instância, controlar o nascimento, crescimento e morte de um 
organismo. 
Outros tópicos são notoriamente “inovativos”, no sentido de não serem sequer mencionados em livros-texto 
do final da década de 1990. Dentre eles incluem-se os arranjos (chips ou arrays, em inglês) de DNA e o RNA 
interferente. Este último foi relatado pela primeira vez em 1998, em artigo publicado na revista Nature (Fire 
A., Xu S.Q., Montgomery M.K., Kostas S.A., Driver S.E., Mello C.C. Potent and specific genetic interference 
by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature 1998; 391:806-811), e já em 2006 rendeu a seus 
autores o Prêmio Nobel de Medicina pela relevância para a ciência, em particular para a medicina molecular. 
A Fundação Nobel relata que esses pesquisadores “descobriram um mecanismo para controlar o fluxo de 
informação genética”, já que a interferência de RNA destrói alguns RNA mensageiros, impedindo a síntese de 
proteínas, o que equivale a “desligar” os genes que produziram aquelas mensagens. Também no rol dos 
Prêmios Nobel ligados à nossa área está o de 2007, concedido a Mario R. Capecchi, Martin J. Evans e Oliver 
Smithies, pelas suas descobertas referentes ao nocaute de genes, uma dinâmica área ligada à terapia 
gênica. Na organização da disciplina, faremos inicialmente uma abordagem geral de todos os tópicos, para 
posteriormente entrarmos em detalhes sobre cada um deles. Estrutura do DNA e Replicação serão os 
primeiros tópicos vistos em detalhes, posto que muitas técnicas e métodos requerem esses conhecimentos 
básicos. Alguns conceitos básicos da organização de genomas em vários organismos também serão 
abordados. Em seguida, entraremos na unidade denominada “Métodos e Técnicas”, que abordará temas 
como enzimas de restrição, vetores de clonagem, eletroforese, seqüenciamento de DNA, PCR, marcadores 
moleculares, DNA forense, organismos transgênicos e outros. Finalmente, serão abordados os outros 
aspectos do fluxo da informação (Transcrição - Tradução - Controle da Expressão), bem como uma visão 
simplificada sobre Mutações. 
Para mais bem situarmos o acadêmico no contexto da biologia molecular, vamos listar, nas páginas 
seguintes, algumas das conquistas de Prêmios Nobel obtidas por cientistas nas áreas afetas à nossa 
disciplina (Medicina, Fisiologia e Química). Também faremos, a partir de uma publicação científica, o perfil de 
um projeto de pesquisa envolvendo biologia molecular, para que o acadêmico possa vislumbrar campos de 
aplicação dos conhecimentos adquiridos. 
VISÃO/REVISÃO – 1 
CONTEÚDO E ORGANIZAÇÃO DA DISCIPLINA 
CONTEXTUALIZAÇÃO: SELEÇÃO DE PROMOTORES PARA TRANSFORMAÇÃO VEGETAL 
 I. CONSTRUÇÃO DA BIBLIOTECA GENÔMICA 
Extração do DNA genômico de folhas 
Digestão com enzima de restrição 
Eletroforese e seleção por tamanho (10-23kb) 
Eluição e purificação 
Construção de biblioteca genômica em vetor lambda 
II. PREPARO DE SONDA DE cDNA 
Extração de RNA de folhas 
Seleção de mRNA por colunas oligo-dT 
Síntese da primeira fita de cDNA 
Marcação do cDNA (sonda) com α32P-dCTP 
 
III. SONDAGEM DA BIBLIOTECA GENÔMICA 
Plaqueamento da biblioteca genômica 
Transferência para membrana 
Sondagem da biblioteca com cDNA marcado 
RESULTADO: SELEÇÃO DE 12 CLONES POSITIVOS 
ANÁLISE DE SOUTHERN 
Digestão de DNA genômico dos 12 clones selecionados em III com várias E.R. 
Eletroforese, transferência de Southern e sondagem com sondas de cDNA derivadas de mRNA 
RESULTADO: CLONES POSITIVOS DEVEM CONTER GENES ALTAMENTE EXPRESSOS 
E SÃO CANDIDATOS PARA O ISOLAMENTO DOS PROMOTORES 
 
CONSTRUÇÃO E SONDAGEM DE BIBLIOTECA DE cDNA DE FOLHAS 
Seleção de mRNA de folhas e síntese de cDNA 
Construção de biblioteca de cDNA 
Sondagem com fragmentos de restrição marcados (sondas de cDNA) 
 
ISOLAMENTO E SEQÜENCIAMENTO DE cDNAs POSITIVOS 
Clonagem em vetor de seqüenciamento pBluescript SK 
Seqüenciamento por didesoxi marcado com Rhodamina, usando seqüenciador automático ABI 377 
RESULTADOS: ALGUNS SEGMENTOS RELACIONADOS COM GENES DE FATORES DE 
ALONGAMENTO, TUBULINA, AQUAPORINA, E PROTEÍNA RICA EM PROLINA 
 
ANÁLISE DE NORTHERN 
Eletroforese de RNA de raízes, caules e folhas 
Transferência de northern 
Hibridização com sondas de cDNA 
RESULTADO: ALGUNS CLONES ACUMULARAM MAIS RNA MENSAGEIRO EM FOLHAS, OU EM 
CAULES, ETC... MOSTRANDO ONDE SÃO MAIS ALTAMENTE EXPRESSOS 
 
ISOLAMENTO, IDENTIFICAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE DOIS GENES 
Busca por genes completos, com extremidades 3´ e 5´, mais regiões promotoras, através do 
seqüenciamento de clones positivos, alinhamento de seqüências parciais com overlapping e 
comparação com bancos de genes conhecidos 
RESULTADOS : QUATRO CLONES GENÔMICOS ENCONTRADOS 
Características da região promotora (1,8-kb) de um vetor com 8-kb: 
Box TATAAA localizado a -172 bp do códon de iniciação ATG e mais uma seqüência 5´-CCATC 
(provavelmente um CAAT box) 37 bp acima do box TATA 
Características de um outro vetor seqüenciado (correspondente a outro gene) de vetor com 9-kb: 
Correspondência de 100% com gene conhecido do milho 
Presença de dois íntrons com os característicos GT e AG nosextremos 
Início da transcrição localizado por análise de extensão de primer e seqüenciamento, indicando que 
o sítio de início da transcrição está situado 130 bp acima do sítio de início da tradução 
Presença de box TATA 33 bp acima do sítio de início da transcrição, e CAAT box mais 40 bp acima 
 
CONSTRUÇÃO DE PLASMÍDIOS COM PROMOTORES 
Substituição do promotor CaMV 35S por promotores-teste 
Construção dos plasmídios de substituição 
 
TRANSFORMAÇÃO POR MICROBOMBARDEAMENTO 
Transformação de calos com cada um dos promotores selecionados na etapa anterior 
(tungstênio, 0,7 µm; pressão de hélio de 0,6 Mpa (90 psi) 
 
ENSAIO PARA ATIVIDADE DOS PROMOTORES 
Verificação da expressão do gene repórter GUS (azul) 
[uso do gene repórter para antocianina (vermelho) como controle] 
RESULTADOS: OS NOVOS PROMOTORES MOSTRATAM ALTOS NÍVEIS DE EXPRESSÃO, 
INDICANDO SUA UTILIDADE NA CONSTRUÇÃO DE VETORES PARA TRANSFORMAÇÃO DE 
CANA-DE-AÇÚCAR COM GENES DE INTERESSE 
 
 
CONTROLE 
Uso de sondas de RNA poliA (-) 
para eliminar clones que se 
hibridizaram a rRNA ou outro 
RNA repetitivo 
Nesta publicação, exemplificando a aplicação de técnicas moleculares para a localização de promotores eficientes para a transformação genética de cana-de-açúcar, os 
autores aplicaram técnicas como construção de bibliotecas, uso de enzimas de restrição, preparo de sondas, seqüenciamento, Southern e northern blots, comparação de 
sequências em bancos de genes, dentre outras, nos seguintes passos: (1) Inicialmente, mRNA de tecidos específicos foi usado como sonda para escrutinar uma biblioteca 
genômica fágica. (2) Após, a região codificante desses clones foi identificada por análise de Southern de clones de DNA do fago lambda digerido com enzima de restrição; 
foi utilizada a primeira fita do cDNA como sonda, e os clones correspondentes foram isolados da biblioteca de cDNA. (3) O número de cópias de cada gene foi estimado 
por análise de Southern e o nível de expressão foi confirmado por análise de northern. (4) Por último, os promotores foram caracterizados por seqüenciamento do cDNA e 
dos clones genômicos, bem como por busca no GenBank, análise de extensão de iniciadores, e análise de expressão transiente. Cinco genes em particular se sobressaíram, e 
dois deles foram subclonados: SEF1-alfa (Fator de elongação 1-alfa) e SPRP1 (Proteína rica em prolina 1). A introdução e expressão de seus promotores fundidos ao gene 
da beta-glucoronidase (GUS) resultou em altos níveis de expressão tanto em cana de açúcar quanto em trigo. Essa estratégia pode ajudar a encontrar novos promotores para 
alta expressão de transgenes em cana ou outras monocotiledôneas para as quais ainda não se tem bons promotores. (1) Inicialmente, mRNA de tecidos específicos foi usado 
como sonda para escrutinar uma biblioteca genômica fágica. (2) Após, a região codificante desses clones foi identificada por análise de Southern de clones de DNA do fago 
lambda digerido com enzima de restrição; foi utilizada a primeira fita do cDNA como sonda, e os clones correspondentes foram isolados da biblioteca de cDNA. (3) O 
número de cópias de cada gene foi estimado por análise de Southern e o nível de expressão foi confirmado por análise de Northern. (4) Por último, os promotores foram 
caracterizados por seqüenciamento do cDNA e dos clones genômicos, bem como por busca no GenBank, análise de extensão de iniciadores, e análise de expressão 
transiente. Como resultado, cinco genes em particular se sobressaíram, e dois deles foram subclonados: SEF1-alfa (Fator de elongação 1-alfa) e SPRP1 (Proteína rica em 
prolina 1). A introdução e expressão de seus promotores fundidos ao gene da beta-glucoronidase (GUS) resultou em altos níveis de expressão tanto em cana de açúcar 
quanto em trigo. Essa estratégia pode ajudar a encontrar novos promotores para alta expressão de transgenes em cana ou outras monocotiledôneas para as quais ainda não 
se tem bons promotores. A seguir, um esquema dos passos experimentais adotados: 
VISÃO/REVISÃO – 2 
PORQUE O DNA É O MATERIAL GENÉTICO “PREFERIDO”? 
COMPOSIÇÃO DO DNA/DUPLA HÉLICE 
A história do material genético remonta do século XIX (1833), quando o núcleo celular foi descrito por Brown. Alguns anos depois, em 1839, 
Shleiden e Schwan propõem a teoria celular. O famoso trabalho de herança genética realizado por Mendel foi inicialmente publicado em 1866, e três 
anos depois (1869) Miescher descobre a “nucleína” em núcleos de glóbulos brancos. Demonstrou-se posteriormente que a “nucleína” era na verdade 
composta por uma fração protéica e outra ácida, denominada de “ácido nucléico”. No entanto, somente alguns anos depois, no final do século, é que 
se passa a aceitar que o núcleo é o sítio físico onde se encontra o material genético, fato confirmado definitivamente em 1924. Na virada do século 
XIX, Albrecht Kossel descobre as bases nitrogenadas do DNA, e por volta de 1930 verifica-se que os ácidos nucléicos podem ser tanto 
ribonucléicos (RNA) quanto desoxiribonucléicos (DNA). A descoberta da estrutura tridimensional do DNA, em 1953, por Watson e Crick, foi um 
marco decisivo na história do material genético. Alguns anos depois, é descoberto o modo de atuação das enzimas de restrição, dando grande 
impulso à tecnologia do DNA recombinante e engenharia genética. 
Muitas são as características que fazem do DNA o material genético por excelência. Antes de listá-las, vamos dar uma olhada nas funções, ou 
características essenciais, que uma molécula deve possuir para que ela possa servir como material genético: 
• Estabilidade física e química de tal forma a não perder informação com o passar do tempo, mas: 
 variação por mutação, para permitir a evolução e especiação 
• Grande variedade de formas, ligadas às múltiplas funções em um organismo, e portanto: 
 habilidade de estocar grande quantidade de informação e de expressá-la nas células quando necessário 
• Habilidade de transferir a informação para células-filhas, através da: 
 replicação de sua própria estrutura 
 
O DNA, melhor do que qualquer outra molécula orgânica (RNA, proteínas, açúcares, ...) desempenha bem esse papel posto que ele apresenta: 
 
•Estabilidade: 
 O esqueleto de açúcar-fosfato é extremamente estável 
 As ligações C-C no açúcar são resistentes ao ataque químico, exceto por ácidos sob altas temperaturas 
 A ligação fosfodiéster é um pouco menos estável e pode ser hidrolizada a temperatura ambiente, sob pH 2 
Nota: no RNA, a presença do OH extra no C 2’ facilita a hidrólise, e portanto o RNA é menos estável: organismos que usam o 
RNA como material genético precisam protegê-lo com uma capa protéica 
 As bases também são bastante estáveis (exceto C, que se desamina para U, que pareia com A e não com G) 
 
•Segurança: 
 A molécula é redundante, de tal forma que uma cópia pode servir como modelo para possíveis correções de erros; a dupla hélice 
também forma um ambiente hidrofóbico, de tal forma que a água é excluída e as bases e pontes de H sofrem pouco ataque 
Uma série de experimentos, iniciados por volta de 1930 pelo médico Griffith, definiu que o DNA é o material genético na maioria dos organismos, 
mas que alguns, particularmente vírus, apresentam o RNA como material genético. 
A dupla hélice de DNA é composta por um esqueleto 
açúcar-fosfato, que guarda as quatro bases nitrogenadas 
(A, T, G, C) no seu interior, protegendo-as do ambiente. 
Devido ao modo de arranjo das duas fitas, a polaridade de 
cada um dos nucleotídeos é invertida (5´-3´ e 3´-5´). 
No RNA, o açúcar é uma ribose, enquanto que no DNA o 
açúcar é uma desoxirribose, que perdeu a hidroxila do 
carbono 2. 
O ácido fosfórico 
Ligado ao carbono 5’ do açúcar; até três se ligam: 
, , e , servindo como fonte de energia para a 
formação da cadeia de DNA 
No ácido nucléico,o carbono  forma uma ligação 
fosfodiéster, fazendo uma ponte entre dois 
açúcares adjacentes 
O 
H 
 RNA 
 
1´ 
 
 
3´ 
 
 
2´ 
 
 
4´ 
 
 
5´ 
 
O 
H 
O açúcar 
Uma pentose (5 átomos de carbono) na forma estrutural de Haworth. 
Note a numeração dos carbonos: 1´, 2´, 3´, 4´ e´5´ 
No DNA, a 2’-desoxirribose é uma estrutura padrão da ribose onde o 
2’OH foi substituído por um H; no RNA, ambas hidroxilas 
permanecem 
As bases 
Podem ser purinas (Adenina e 
Guanina), com dois anéis, ou 
pirimidinas (Citosina ou 
Timidina), com apenas um 
anel; no RNA, uma terceira 
pirimidina, Uracila, é 
encontrada 
5 `
5 `3 `
3 `
O 
 
O 
H 
O 
 
O 
 
O 
H 
O 
 
V I S Ã O / R E V I S Ã O 
Um nucleotídeo: 
Base + Açúcar + P 
VISÃO/REVISÃO – 3 
REPLICAÇÃO 
O DOGMA CENTRAL 
O “Dogma Central” de Crick, proposto em 1958, postula que a informação biológica é primeiro 
transferida ao RNA e depois à proteína. O dogma também postulava que havia apenas uma 
direção nesse processo, e que o RNA não poderia orientar a síntese de DNA. Esta afirmativa foi 
provada errada em 1970, quando Temin e Baltimore descobriram que alguns vírus transmitem a 
informação do RNA para o DNA. Pela sua descoberta, Baltimore, Temim e Renato Dulbecco 
receberam o Prêmio Nobel de Medicina de 1975. A descoberta da transcriptase reversa foi, na 
época, considerada uma heresia, já que contrariava o Dogma Central proposto por Crick. 
Independentemente dessa incorreção, a transmissão da informação na maioria dos organismos 
ainda vai de DNA para RNA para proteína. A REPLICAÇÃO é um processo que ocorre 
sempre que a célula ou o organismo se divide, independentemente da transcrição ou tradução. A 
passagem de DNA para RNA se chama TRANSCRIÇÃO, enquanto que a passagem de RNA 
para proteína se chama TRADUÇÃO. 
A replicação é um processo essencial para 
que haja a multiplicação celular, já que as 
células-filhas precisam receber a informação 
genética. Ele parte de uma cadeia dupla de 
DNA para gerar duas novas cadeias duplas 
de DNA de um modo semi-conservativo: 
cada cadeia-filha contém metade da cadeia-
mãe e metade recém-sintetizada. O processo 
é gerido pelas DNA polimerases. Além das 
DNA polimerases, várias outras enzimas 
participam do processo. Na figura ao lado, é 
apresentada uma visão geral da replicação. 
Note que, devido à polaridade inversa dos 
dois polinucleotídeos, e ao fato que a 
polimerização ocorre apenas no sentido 5´-
3´, uma das fitas deve ser “enrolada” na 
DNA polimerase. 
Os esquemas abaixo e ao lado representam 
alguns dos passos essenciais na replicação, 
tanto em procariontes quanto em 
eucariontes. 
DNA 
 
 
 
RNA 
 
 
 
Proteína 
5 ´
3 ´
3 ´
5 ´
2 – Abertura das fitas nas duas direções, formando duas forquilhas de replicação por origem (uma em procariontes, 
várias em eucariontes), e manutenção das fitas abertas evitando a re-formação das pontes 
3 – Colocação dos iniciadores, uma vez que as DNA polimerases são incapazes de iniciar a síntese; a enzima primase é 
uma RNA polimerase, e portanto o iniciador é de RNA e não DNA 
4 – Remoção da torção à frente das forquilhas, por ação de topoisomerase da DNA girase; essa torção é resultado da 
deshelicoidização da dupla hélice nas forquilhas, e impõe uma restrição física à continuidade do processo 
9 – Separação dos concatâmeros de DNA (procariontes) ou síntese dos telômeros, histonas e outras proteínas 
associadas ao DNA (eucariontes), permitindo a finalização do processo 
8 – União dos fragmentos de Okazaki, pela DNA ligase; os fragmentos são formados em ambas as fitas e em ambas as 
direções, nas assim chamadas “fita contínua” e “fita descontínua” (“fita líder” e “fita retardada”) 
7 – Remoção dos iniciadores e síntese de DNA no seu lugar, já que os mesmos são de RNA e não de DNA; a remoção 
se dá por ação de exonuclease 5´- 3´ da DNA polimerase I, no mesmo sentido da síntese do DNA 
6 – Correção de erros ocasionados pela colocação de nucleotídeos errados; a correção é constante durante a síntese, e 
se dá por ação de exonuclease 3´- 5´ das DNA polimerases 
1 – Localização da origem de replicação, uma sequência específica, com boxes ricos em As e Ts facilitando a quebra 
das pontes de hidrogênio 
5 – 
Síntese 
propria
mente 
dita 
VISÃO/REVISÃO – 4 
TRANSCRIÇÃO 
A transcrição é o processo que gera um RNA a partir de um DNA, e é o primeiro passo na passagem da informação do material genético para a 
síntese de proteínas. As principais enzimas responsáveis pelo processo são as chamadas RNA polimerases, e mais uma vez há diferenças entre as 
enzimas de procariontes e de eucariontes. São gerados três tipos principais de RNAs: mRNA, tRNA e rRNA, cada um com uma função 
especializada. 
Em termos gerais, o processo é semelhante à replicação, mas apenas um pequeno segmento de uma fita de DNA é copiado: aquele correspondente 
ao gene que está sendo transcrito. Uma outra diferença é que o produto da transcrição é uma fita simples de RNA, que se libera do DNA após 
sintetizada, sendo que o DNA volta a se enrolar ao final do processo. A figura abaixo dá uma visão geral dos eventos que ocorrem na transcrição: 
3 ´
 
5 ´
RNA polimerase, 
composta pelas 
diversas subunidades; 
a enzima completa 
ocupa cerca de 100 
pares de bases (pb) 
RNA nascente 
Híbrido DNA/RNA (cerca de 8 pb) 
“Bolha” de transcrição 
compreende cerca de 17 pares 
de bases (pb) 
 
Fita molde (serve de molde 
para a RNA polimerase) 
3 ´
5 ´
Direção da síntese do RNA e do movimento da bolha 
O DNA é novamente enrolado 
nesta extremidade, por ação de 
topoisomerase 
O DNA é 
desenrolado à frente 
da bolha, por ação 
de topoisomerase 
O CÓDIGO GENÉTICO 
O código genético pode ser definido como o conjunto 
de regras que ditam a sequência de aminoácidos de 
uma proteína a partir da sequência de nucleotídeos do 
mRNA que deu origem a essa proteína. 
Sua elucidação foi resultado de vários experimentos, e 
hoje se sabe que ele é composto por 64 códons de três 
bases, sendo que um dos códons indica o local de início 
da síntese (e também codifica para o aminoácido 
metionina) e três são específicos do término da tradução. 
Assim, existem 61 códons que codificam para 
aminoácidos; como há apenas 20 aminoácidos, então 
muitos deles são codificados por mais de um códon, 
sendo portanto o código genético denominado de 
“redundante”. 
Essa redundância permite o agrupamento dos códons em 
“famílias”; por exemplo, a valina é codificada por uma 
família de quatro membros: GUU, GUC, GUA e GUG. 
Olhando as características dessa família, percebe-se que 
todos os membros tem o mesmo sobrenome (GU), 
variando apenas no nome final: U, C, A, G. 
VISÃO/REVISÃO – 5 
A síntese é complementar a uma das fitas do DNA, e cerca de 17 pb se encontram abertos em um determinado momento. 
A bolha de transcrição se move na medida em que o RNA é sintetizado, sendo que o DNA é aberto à frente da bolha e fechado novamente após a 
transcrição. Isto faz com que o DNA seja rotacionado, conforme demonstram as setas; é importante a ação de topoisomerases neste processo. 
Parte da RNA polimerase está em contato íntimo com o DNA ainda fechado, à frente da bolha, e o restante com a fita aberta, somando cerca de 
100 pb. 
P A 
 
A cadeia 
polipeptídica já 
contém três 
resíduos de 
aminoácidos 
desligados de 
tRNAs, e mais um 
quarto, ainda ligado 
ao tRNA 
O quarto aminoácido ainda está ligado ao seu 
tRNA, mas já houve a formação da ligação 
peptídica pela enzima peptidil-transferaseUma nova ligação peptídica, entre os resíduos 4 e 
5, forma-se, presumivelmente por ocasião da 
translocação do complexo para o próximo códon 
A tradução é o último passo na conversão da informação do DNA para proteína. Ela começa com a montagem do complexo, composto pelas duas 
subunidades ribossômicas com os seus três “sítios”: A (aminoácido), P (polipeptídeo) e S (saída). Uma vez reconhecido o códon de iniciação, 
geralmente AUG, conforme visto na tabela do código genético, os tRNAs começam a chegar, em resposta à leitura dos códons pelos ribossomos. 
Após o início da síntese, a adição de cada novo aminoácido passa por três etapas, envolvendo: (i) a formação de uma ligação peptídica entre o 
novo aminoácido e a cadeia peptídica; (ii) o rompimento da ligação de alta energia que foi feita durante a aminoacilação do tRNA; e (iii) a 
translocação de todo o sistema para o próximo códon. O ciclo é repetido várias vezes, até que um códon de finalização seja encontrado. Nos 
diagramas abaixo, é demonstrada uma translocação do complexo, com a adição do novo aminoácido “5” à proteína em formação. 
P A S 
P A 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
P A S 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
O quinto aminoácido com o seu tRNA 
ocupa o sítio A e ainda não está ligado à 
cadeia 
O tRNA do 
terceiro 
aminoácido 
agora está 
livre, ao 
mesmo tempo 
em que o 
quarto passou 
para o sítio S 
e em seguida 
se liberará 
A ligação entre o quarto aminoácido e seu 
tRNA rompe-se por hidrólise 
O próximo tRNA, com 
o resíduo de 
aminoácido 6, 
aproxima-se do sítio A 
para formar pares de 
bases com o seu 
códon 
P A S 
P A 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
As duas subunidades do 
ribossomo se movem um códon 
à frente; é possível que esse 
movimento seja descoordenado, 
no sentido em que a subunidade 
maior mova-se antes, deixando 
um desalinhamento transitório 
entre os sítios A e P das duas 
subunidades; a isso, seria 
seguido o movimento da 
subunidade menor 
TRADUÇÃO 
VISÃO/REVISÃO – 6 
CONTROLE DA EXPRESSÃO GÊNICA 
MUTAÇÕES 
O que é controlar a expressão gênica? É decidir se: 
Um gene vai ser transcrito ou não, e em que nível 
Um determinado mRNA é traduzido ou não, e em que nível 
Quanto tempo um mRNA deve durar, e quantas vezes ele deve ser traduzido 
Quanto tempo a proteína deve durar 
OU: Uma combinação de um ou vários desses fatores 
 
Isto para uma determinada célula e/ou um determinado instante e/ou um determinado ambiente, e/ou .... 
 
Quem toma a decisão, e como ela é tomada? 
Primeiro, alguns genes não são regulados, ou são muito pouco 
Segundo, alguns genes precisam ser “empurrados” – induz a transcrição/tradução 
Terceiro, alguns genes precisam ser “segurados” – reprime a transcrição/tradução 
 
No fundo, são moléculas de ligação ao DNA que ativam ou desativam o processo. 
Quem são elas? Os ativadores, transativadores, repressores, fatores de transcrição, etc, ... 
 
Em que tipos de situação pode ocorrer a regulação – alguns exemplos: 
1. um substrato está disponível para ser usado, e então induz a expressão de genes para enzimas que possam utilizá-lo (ex. lactose) 
2. um substrato “melhor” está disponível para ser usado, e reprime a utilização do substrato “pior” (ex. glicose versus lactose) 
3. uma determinada molécula é produzida, atinge os níveis que são necessários na célula, e então envia um sinal dizendo: “não 
precisa mais me fazer...” (ex. um aminoácido) 
4. uma célula tenta traduzir um mRNA mas não consegue por falta de aminoácidos no meio, e então manda uma mensagem dizendo: 
“não há aminoácidos disponíveis para traduzir a mensagem, não a faça” 
5. para fazer um conjunto (ex. os ribossomos) precisam-se de 1 unidade de cada a, b e c; se fizer 1.000 de a e somente 1 de b e c, 
sobram 999 destes dois últimos, então mande um sinal dizendo: “não faça mais a”; ou melhor ainda, regule de tal forma que a 
síntese de a, b e c seja coordenada 
6. há erros ocorrendo na replicação do DNA, envie enzimas SOS para reparar os erros 
7. há muita necessidade de uma determinada proteína, então aumente o número de duplas-hélices de DNA na região contendo o gene 
para esta proteína 
8. a célula está se intoxicando com um metal pesado, e esse mesmo metal aumenta a transcrição de genes para proteínas que irão 
seqüestrá-lo do meio, detoxificando as células 
9. como fazer com que um ovo de Drosophila recém posto se transforme em uma mosca das frutas? 
 Genes maternais estabelecem gradientes; cada gene produz fatores de transcrição que irão ativar outros genes que 
produzem outros fatores que ativam outros genes que produzem outros fatores que ativam outros genes (...) que 
produzem outros fatores que fazem algo importante além de ativar outros genes... (exemplos Bicoid e Nanos controlam 
Caudal, Pumilio e Hunchback...) 
 Genes de segmentação: estabelecem os segmentos (ex. Fushi-tarazu) – mesma situação acima 
Quando ocorrem mutações: 
Erros na replicação 
Efeito de um mutágeno 
Mutações na sequência de DNA: 
Ponto – substitui a por b 
Inversão – de a-b para b-a 
Inserção – de a-b para a-x-b 
Deleção – de a-x-b para a-b 
Toda a mutação é “visível” (expressa)? Não! 
Silenciosa – terceira posição de códons redundantes 
Sentido trocado – na primeira ou segunda posições --- 
Efeito? 
Sem sentido – finaliza uma proteína por introduzir códon 
de finalização 
 
Uma mutação pode ser revertida? Sim! 
Uma segunda mutação no mesmo sítio reverte a 
primeira (hot spot) 
Uma segunda mutação em outro sítio do mesmo gene 
reverte a primeira 
Uma mutação em um outro gene restaura o fenótipo 
Quem causa mutações? Mutágenos 
5-Bromo-uracil, pareia com A ou G 
Agentes intercalantes como o brometo de etídio – 
mudança da matriz de leitura 
Luz ultra-violeta – dímeros de timina = deleções na 
replicação do DNA 
Como reparar as mutações? 
Excisão de bases, ex. remoção de U (citosina 
desaminada) do DNA, causando sítio apurínico que 
precisa ser reparado 
Mau pareamento – importância da metilação das fitas 
Excisão de segmentos 
O que é uma mutação? Em palavras simples, é a mudança na sequência de bases de um segmento de DNA, com a possível – mas não 
obrigatória... – mudança na composição dos aminoácidos de uma proteína (se a mutação ocorreu em um gene). 
Qual a diferença entre “mutações” e “recombinações”? A mutação é um evento localizado, geralmente indesejável, e de pequena extensão 
(mas às vezes grande efeito); já a recombinação é um evento de maior extensão, e envolve a troca (desejável – variação genética) entre 
material genético de gametas. 
VISÃO/REVISÃO – 7 
TECNOLOGIA DO DNA RECOMBINANTE & TÓPICOS CORRELACIONADOS 
 
 
 
 
Ácido Nucléico 
mRNA isolado ou DNA genômico 
Transformação/transfecção 
Introdução do recombinante na 
célula hospedeira 
Replicação 
Obtenção de múltiplas cópias do 
vetor recombinante 
Avaliação 
Identificação do vetor desejado 
com inserido 
Isolamento e análise 
Seqüenciamento 
Mutagênese in vitro 
Expressão de proteína 
Vetor quimérico 
Corte do DNA do doador e do 
vetor, e recombinação 
A CLONAGEM ENVOLVE SETE 
ETAPAS VITAIS 
 
Qualquer estratégia com sucesso de 
clonagem, independente de sua 
complexidade geral, emprega um ciclo 
composto de seis etapas essenciais: 
 
(1) Obtenção e preparo de DNA em 
dupla-fita ou fragmentos de cDNA 
contendo extremidades5' e 3' 
compatíveis com sítios criados no interior 
de vetores de clonagem. 
 
(2) Inserção dos fragmentos de DNA em 
um vetor de clonagem, por associação, e 
ligação do vetor com as extremidades 3' e 
5' do DNA. 
 
(3) Introdução do vetor recombinante 
recém-formado em uma célula hospedeira 
apropriada. 
 
(4) Replicação do vetor recombinante no 
interior de células hospedeiras. 
 
(5) Seleção primária dos vetores 
recombinantes através de genes 
repórteres ou de antibióticos. 
 
(6) Seleção e expansão de clones 
individuais de células portadoras dos 
recombinantes desejáveis. 
 
(7) Isolamento e análise dos inseridos de 
DNA e/ou seus produtos protéicos 
expressos. 
Seleção primária 
Identificação de vetores com 
inseridos (antibióticos, repórteres) 
OBTENÇÃO DO DNA 
O primeiro passo para se fazer DNA recombinante é a obtenção do DNA do organismo doador (aquele que será estudado) e do vetor (aquele que receberá o 
DNA clonado). O DNA poderá ser genômico, ou convertido em cDNA (DNA complementar) a partir de mRNA. Existem vários métodos de extração de 
DNA, desde os mais simples, que podem ser realizados inclusive em um ambiente doméstico, até métodos mais complexos, que demandam equipamentos 
laboratoriais mais sofisticados. A aplicação de um ou outro vai depender, dentre outros fatores, da pureza que se deseja para o DNA a ser obtido. 
Apesar das diferenças, a maioria dos protocolos seguem três passos: 
1 – Rompimento das células e das membranas, o que permite a liberação do DNA. Os agentes mais comuns para a obtenção de lise das membranas são os 
detergentes. 
2 – Separação dos restos celulares, tais como paredes e membranas. 
3 – Eliminação de contaminantes, por tratamentos enzimáticos ou químicos, eliminando proteínas, fenóis e outras macromoléculas; se desejável, RNA 
“contaminante” poderá ser eliminado de preparações de DNA. 
ELETROFORESE E VISUALIZAÇÃO DO DNA 
O DNA de diferentes tamanhos e conformações pode ser separado por 
eletroforese, que é a migração de partículas eletricamente carregadas quando 
submetidas a um campo elétrico, útil para a separação de proteínas e de ácidos 
nucléicos. No caso do DNA, que é carregado negativamente por causa do 
esqueleto contendo resíduos de P negativos, o DNA migra para o pólo 
positivo; as moléculas menores correm mais rápido. Como suporte utilizam-se 
géis de agarose, ágar ou poliacrilamida. 
Para a visualização, o corante mais comum é o 
brometo de etídio; este corante se intercala 
entre as bases dos ácidos nucléicos e floresce 
em laranja quando iluminado por luz 
ultravioleta. Porém, ele é um mutagênico 
potente (assim como a luz ultravioleta!), 
portanto todo o cuidado deve ser tomado. 
Outros corantes são menos perigosos – por 
exemplo SyberSafe e nitrato de prata. 
VISÃO/REVISÃO – 8 
A recombinação genética implica a nova combinação de genes, seja de forma natural, por exemplo 
por reprodução sexual, transfecção ou conjugação, seja artificialmente, através da tecnologia do 
DNA recombinante in vitro. Na tecnologia do DNA recombinante, as moléculas de DNA não têm 
que ser semelhantes, nem mesmo homólogas. A engenharia genética utiliza a tecnologia do DNA 
recombinante para fundir segmentos de DNA e vetores, e em seguida cloná-los em células 
hospedeiras. Isto se baseia na propriedade das endonucleases de restrição de cortar o DNA em sítios 
específicos, bem como na propriedade da DNA ligase de unir os fragmentos cortados. O 
desenvolvimento de outros métodos essenciais relacionados à química dos ácidos nucléicos teve 
importância fundamental nessa tecnologia. Dentre as várias aplicações desta tecnologia, podem ser 
citados: 
1 – Produção de proteínas recombinantes, por exemplo insulina humana, vacina contra a hepatite 
B, interferon-alfa e hormônio do crescimento humano. 
2 – Terapia gênica, para a cura de doenças genéticas. 
3 – Solução de delitos, em laboratórios de investigações criminais, para comparar sangue, cabelo e 
esperma de supostos criminosos, e na antropologia, por exemplo para analisar genes de múmias. 
4 – Projetos “genoma” de organismos, para clonar todo o DNA de um organismo, bem como 
seqüencia-lo, localizando assim genes, regiões gênicas de interesse, regiões que podem vir a servir 
como marcadores moleculares, etc... 
5 – Criação de plantas e animais transgênicos, por exemplo, a quase totalidade das lavouras de 
soja já emprega sementes modificadas para resistência a herbicida. 
6 – Estudo de estrutura de genomas e genes, para o estudo de genes localizados em genomas, a 
sua regulação e controle (o que ultimamente implica sua expressão) in vitro, através da criação de 
moléculas recombinantes. 
7 – Diagnóstico de doenças, oferecendo alternativas biotecnológicas para o diagnóstico de doenças, 
utilizando a clonagem e seqüenciamento, para a identificação de mutações ligadas a doenças, os 
testes do tipo Southern e northern, os biochips, dentre tantas outras técnicas. 
8 – Melhoramento genético assistido, permitindo avanços no melhoramento genético de plantas e 
animais através da seleção assistida por marcadores ligados a genes de interesse. 
CORTE DO DNA: ENZIMAS DE RESTRIÇÃO 
Um dos requerimentos para a tecnologia do DNA recombinante é a necessidade de se cortar o 
DNA de forma reprodutível, o que foi conseguido a partir de 1970 com a descoberta das enzimas 
de restrição. 
O que são enzimas de restrição? Enzimas que, na natureza, restringem a entrada de DNA 
estrangeiro em células bacterianas. Estas enzimas são um mecanismo natural das bactérias para se 
protegerem contra infecção por vírus, e agem através do corte do DNA invasor. 
 
 
EcoRI ↓ 
5 ´ G A A T T C 3 ´ 
 
 III II II II II III 
3 ´ C T T A A G 5 ´ 
 ↑ 
 
SmaI ↓ 
5 ´ C C C G G G 3 ´ 
 
 III III III III III III 
3 ´ G G G C C C 5 ´ 
 ↑ 
 
 
 
EcoRI ↓ 
5 ´ G A A T T C 3 ´ 
 
 III II II II II III 
3 ´ C T T A A G 5 ´ 
 ↑ 
 
SmaI ↓ 
5 ´ C C C G G G 3 ´ 
 
 III III III III III III 
3 ´ G G G C C C 5 ´ 
 ↑ 
 
Como essas enzimas funcionam? Elas geralmente têm um sítio palindrômico de reconhecimento, 
de 4 a 8 pb e, ao reconhecê-lo, promovem o corte do DNA, pela hidrólise do arcabouço açúcar-
fosfato. Dois tipos de cortes e extremidades são feitos: 
-cortes em ziguezague, produzindo extremidades coesivas 
-cortes perpendiculares, produzindo extremidades rombas (“cegas”) 
O DNA É CLONADO EM VETORES 
Vetores podem ser descritos como veículos utilizados, em biologia molecular, para 
transportar, multiplicar ou expressar segmentos de DNA em vários organismos. Os mesmos 
são classificados segundo sua finalidade, conforme os próprios nomes explicam: 
Vetores de clonagem: para multiplicar DNA para estudos de genomas, localização de genes, 
etc... Vão desde plasmídios, fagos, cosmídios, BACs, YACs, até MACs; o que varia é o 
tamanho, facilidade de manipulação, tamanho do DNA clonado, .... 
Vetores de expressão: contém um sítio de clonagem logo abaixo de um promotor, 
direcionando a produção do produto codificado pelo gene clonado. 
Vetores de transformação: contém genes que direcionam o transporte e a inserção do DNA 
estrangeiro em um cromossomo eucarioto; exemplo é o plasmídio pTi de Agrobacterium 
tumefaciens. 
 
VISÃO/REVISÃO – 9 
GENES SELETIVOS E REPÓRTERES AUXILIAM NA SELEÇÃO DOS TRANSFORMANTES 
Gene seletivo é definido como aquele que codifica para resistência a um antibiótico ou um composto tóxico, e que permite a 
seleção de sua presença em um organismo. A seleção para a eficiência da transformaçãoé feita pela adição do antibiótico ou do 
composto no meio de cultura. Os genes mais comuns conferem resistência a ampicilina, cloranfenicol, canamicina, neomicina e 
tetraciclina. 
Gene repórter é definido como aquele que, ao ser expresso em um organismo transformado, produz uma atividade 
facilmente detectável por meios histoquímicos ou visuais, atividade essa que não é normalmente expressa em organismos não 
transformados, permitindo portanto a diferenciação entre transformados e não transformados. Dois genes comumente utilizados 
são o gus (= uidA) e o lucA; para o primeiro, é produzida uma reação de cor azul facilmente detectável; já o gene luc produz 
uma luminescência detectável em plantas e bactérias transgênicas. 
UMA COLEÇÃO DE CLONES FORMA 
UMA “BIBLIOTECA” 
 
O que são bibliotecas? São coleções de fragmentos de DNA, 
utilizadas em processos tais como projetos genoma, localização de 
genes, etc... São feitas em vetores de clonagem, cada um recebendo 
um pequeno fragmento do todo; ao conjunto desses vetores com os 
fragmentos se chama biblioteca. 
Quais as fontes do DNA das bibliotecas? Pode ser o DNA 
genômico fragmentado, ou cDNA (mRNA convertido em DNA por 
ação enzimática). 
O que um e outro tipo de biblioteca contem? Bibliotecas 
genômicas: todo o DNA, seja codificante ou não; cDNA: apenas 
segmentos codificados em um determinado momento, ou 
determinado órgão, ou determinado ambiente (na verdade, uma 
combinação de todos – órgão (ou tecido), momento, ambiente, 
nível nutricional, etc...) – o que estava sendo expresso quando a 
biblioteca foi feita. 
SONDAS E HIBRIDIZAÇÃO 
A capacidade de duas cadeias complementares se hibridizarem (associarem) para formar 
um duplex estável constitui o cerne de muitos métodos de análise e manipulação do 
DNA recombinante. Esta característica dos ácidos nucléicos é explorada por métodos 
para detecção de sequências específicas, no interior de polinucleotídeos tanto do RNA 
como do DNA. 
Uma variedade de tais métodos de detecção de sequências específicas já foi 
desenvolvida. Cada um difere em seus requerimentos quanto ao tipo de molécula que 
detecta (por exemplo, RNA ou DNA) e comprimento (isto é, de oligonucleotídeos curtos 
a polinucleotídeos longos) de sondas de ácido nucléico, bem como quanto às 
estratégias empregadas de marcação/ detecção. 
Principais tipos de ensaios 
Southern: DNA, usando DNA/RNA como sonda 
Northern: RNA, usando DNA/RNA como sonda 
Western: proteínas, usando anticorpos como sonda 
Vantagens de transferências: a grande vantagem da transferência de DNA ou de RNA de 
um gel para uma membrana reside na durabilidade e versatilidade das membranas de 
nylon ou nitrocelulose, comparadas com agarose ou acrilamida. Assim, uma vez 
transferido para a membrana, o ácido nucléico pode ser fixado e testado repetidas vezes 
com sondas, o que não seria possível em géis. 
COMO SE DESENHA UMA SONDA E COMO ELA É TORNADA “VISÍVEL”? 
Sondas: como desenhar: para se desenhar uma sonda, deve-se ter alguma informação sobre a sequência desejada, o que pode vir de genes semelhantes, genes 
clonados, ou a partir do produto gênico, a proteína: 
 A partir de ácido nucléico: clonar ou selecionar o segmento desejado. 
 A partir de proteínas: escolher o segmento de menor redundância, e desenhar a sonda. 
Desenhado sondas 
de ácidos nucléicos 
a partir de proteínas 
 
Uma das situações 
possíveis é que se 
conheça a proteína, e 
se queira encontrar o 
gene que a codifica. 
Com o conhecimento 
da sequência de 
aminoácidos, várias 
sondas podem ser 
desenhadas a partir 
de regiões pouco 
degeneradas. 
 
H3N Gli Leu Pro Trp Glu Asp Met Trp Phe Val Arg 
(5´) GGU UUA CCU UGG GAA GAU AUG UGG UUU GUU AGA 
Polipeptídio 
conhecido 
 GGC UUG CCC GAG GAC UUC GUC AGG 
 GGA CUU CCA GUA CGU 
 GGG CUC CCG GUG CGC 
 CUA CGA 
Diferentes 
codons que 
codificam 
para essa 
seqüência 
 CUG CGG 
 
 GAA GAU 
 
UGG 
GAG GAC 
AUG UGG UU 
 
 
 GAA GAU UUU 
 
UGG 
GAG GAC 
AUG UGG 
UUC 
GU 
 
 
 
Sondas com 17 nucleotídeos de comprimento; 4 
possíveis sequências 
Sondas com 20 nucleotídeos de comprimento; 8 
possíveis sequências 
Sondas: porque marcar? Como o DNA e o RNA são “invisíveis”, para que eles sejam visualizados os mesmos devem receber uma marca visível. 
 
Sondas: com o que marcar? 
Marcadores radioativos: por exemplo fósforo; problemas são com tempo (demora até dias para revelar), risco (radioatividade é mutagênica) e pouca 
sensibilidade. 
 
Marcadores não-radioativos: não apresentam risco, e está é a tendência atual na maioria dos protocolos. 
• Biotina: muito usada em protocolos de captura por conjugados de avidin ou streptavidin; são adicionados na extremidade 5´; múltiplos monômeros 
podem ser adicionados em protocolos de captura com conjugados anticorpo-enzima anti-biotina. 
• Digoxigenina: adicionada na forma de um único monômero na extremidade 5´; facilmente detectável por meio de conjugado anticorpo-enzima. 
• Dinitrofenil (DNP): adiciona uma cor amarelo-brilhante, e pode ser facilmente detectado por meio de conjugados anticorpo-enzima anti-DNP. 
• Corantes fluorescentes: o grupo mais promissor; adicionados como única cópia na extremidade 5´; há vários deles, por exemplo os baseados em 
rodamina, como ROX e TAMRA, e os derivativos de fluoresceina, como JOE, FAM, HEX e TET. 
 
Onde e como marcar: para os radioativos, marcação interna (ex. translação de corte, PCR, mRNA por vetor de expressão) ou nas extremidades (terminal 
transferase); para os não radioativos, marcação é geralmente na extremidade, por ligação cruzada. 
VISÃO/REVISÃO – 10 
FISH: Fluorescent in situ hybridization 
A hibridação in situ é um método que permite identificar a posição, em um cromossomo, onde se localiza uma determinada sequência de DNA 
previamente conhecida, e se baseia no mesmo princípio do Southern blot, ou seja, complementariedade sonda-alvo. Para a sua realização, cromossomos 
em metáfase são fixados em uma superfície sólida (via de regra um slide de microscopia), desnaturados para fita-simples, e sondados com uma sonda 
marcada com um fluorocromo, o que permite a visualização da região cromossômica complementar à sonda. Quando se utiliza mais de uma sonda, cada 
qual marcada com um diferente fluoróforo, a técnica recebe a denominação de FISH multiplex. A técnica é muito potente para a detecção de mutações, 
particularmente deleções e inversões, bem como para a verificação de duplicações ou deleções de cromossomos inteiros, bem como outras formas de 
rearranjos cromossómicos. 
 
O que são “chips”? Uma 
miniaturização dos ensaios que 
envolvem transferência para 
membranas. O DNA a ser testado é 
imobilizado em uma superfície 
sólida, e testado com a sonda de 
interesse (ou vice-versa). Vão desde 
membranas de nylon de alta 
densidade (nylon macroarrays e 
microarrays) até os oligochips. 
O mRNA dos indivíduos a serem testados é extraído 
(ex.: mesma espécie, diferentes estádios de desenvolvimento) 
e convertido em cDNA utilizando fluoróforos diferentes 
A expressão gênica pode ser verificada pelo anelamento diferencial dos cDNAs a diferentes 
compartimentos do chip de DNA, após leitura com raio laser no equipamento apropriado. Isto 
indica genes que são expressos somente nas fases iniciais, genes expressos nas fases adultas, 
ou genes expressos constitutivamente 
Os dois cDNAs são vertidos sobre o microarray, que contém compartimentos onde diferentes 
DNAs conhecidos foram imobilizados 
VISÃO/REVISÃO – 11 
Fonte: 
Wikipedia 
 
Na figura ao lado, o DNA expressopor células em diferentes estádios de 
desenvolvimento de aves foi convertido em cDNA usando dNTPs com diferentes 
corantes, enquanto que sequências de DNA do organismo foram imobilizadas no vidro. 
Os cDNAs fluorescentes anelam-se às suas sequências complementares. Após lavagem 
para remoção das sequências não hibridizadas, cada ponto com florescência representa 
uma sequência expressa. Os pontos verdes representam genes expressos nos estádios 
iniciais, enquanto que os pontos vermelhos representam sequências mais abundantes 
em estádios mais avançados do desenvolvimento. 
CHIPS DE DNA REPRESENTAM A “ÚLTIMA PALAVRA” 
EM ENSAIOS DE HIBRIDIZAÇÃO PARA VERIFICAÇÃO DA 
EXPRESSÃO DIFERENCIAL DE GENES 
A TÉCNICA “SAGE” TAMBÉM É COMUMENTE EMPREGADA PARA VERIFICAR A EXPRESSÃO DIFERENCIAL 
A técnica SAGE (Serial Analysis of Gene Expression) se 
baseia na captura do mRNA, sua conversão em cDNA, e a 
criação de uma “etiqueta” (“tag”) que o identifique de forma 
única e inequívoca. O que esta por trás da técnica SAGE na 
verdade é uma estimativa da frequência de ocorrência de cada 
um dos transcritos de mRNA no momento/tecido/ambiente 
onde a coleta foi feita. 
Vamos exemplificar com dois transcritos, alfa e beta, em uma célula normal e uma célula doente. Se capturarmos os mRNAs de alfa e beta, os convertermos 
em cDNA, e estimarmos sua abundância, podemos deduzir qual dos dois genes, alfa ou beta, esta ligado à doença em questão, conforme pode ser visto nos 
dois gráficos acima, que apresentam um conjunto maior de genes (7), sendo que os genes 2, 4 e 6 são claramente super-expressos no indivíduo doente; já o 
gene 7 é muito mais expresso no indivíduo sadio. 
DNA PODE SER “FABRICADO” IN 
VITRO, SEM AUXÍLIO DE ENZIMAS 
Para a síntese de sondas, síntese de 
iniciadores para PCR, síntese de 
chips, síntese de genes, e outras 
aplicações, é possível se fazer DNA 
sem um molde; isto é feito in vitro, 
em uma abordagem completamente 
diferente da síntese enzimática. Esta 
envolve uma base sólida, geralmente 
sílica (nome proposto: in silico) e o 
uso de nucleotídeos “protegidos”: 
coloca um por vez (escolhido a gosto 
do cliente), desprotege, coloca o 
seguinte, etc... 
Outra grande diferença é no sentido 
da síntese: 3´-5´ (geralmente), ao 
invés da síntese 5´-3´ enzimática. 
 
Vantagem: grande número de sequências em pequeno espaço; por exemplo, no chips 
tem-se até 1 milhão de elementos, cada um com 10.000.000 de cópias, em apenas 
cerca de dois centímetros quadrados... 
Principal uso: para verificar expressão diferencial; também úteis para quantificar 
expressão gênica (que é uma forma de expressão diferencial ...) – projetos 
transcriptoma. 
DNA TAMBÉM PODE SER SEQÜENCIADO IN VITRO: 
PROJETOS “GENOMA” E OUTRAS APLICAÇÕES 
Abordagens: duas estratégias: corte de DNA, ou amplificação de DNA 
•Corte: método de Maxam&Gilbert; envolve uso de produtos químicos (não são enzimas de 
restrição) base-específicos (ou quase) e resolução em gel 
•Amplificação: método de Sanger&outros; envolve uso de terminadores de cadeia (di-desoxi-
nucleotídeos) e resolução em analisadores automáticos com eletroforese capilar 
Visualização: necessidade de marcação, radioativa ou por fluoróforos; o que se vê é a marca, não o DNA. 
Uso: principalmente para os projetos genoma; exemplo - genoma humano. 
Automação: o método da clivagem química foi abandonado, já que o método didesoxi conseguiu ser automatizado 
Cálculo do Manihatis (métodos tradicionais – versões iniciais): 1 pessoa: aproximadamente 2.100 nt/semana (1 dia para preparar DNA, 1 dia para 
seqüenciar, 1 dia para “ler” o gel, 2 dias para repetir/reanalisar; em média, repete a mesma sequência 5 vezes – sobreposição dos clones e repetições 
por resultados dúbios): E. coli: 42 anos; Drosófila: 1.510 anos; Humanos: 27.472 anos; Milho: 457.880 anos; Salamandra: 824.400 anos. 
Com a automação e vários laboratórios trabalhando ao mesmo tempo, hoje se pode seqüenciar praticamente todo o genoma humano em poucos 
meses... 
Acima, são vistas as etapas da análise de um gel de seqüenciamento pelo método didesoxi. No primeiro gel (1), cada uma das bases foi corrida em uma 
coluna diferente do gel. No entanto, com o advento dos marcadores coloridos, isto não é mais necessário, e se pode correr apenas uma coluna do gel 
com as quatro bases sequenciadas (2). De fato, os sequenciadores modernos possuem pentes capilares de eletroforese, que são interpretados por leitores 
laser (3), os quais gerarão os eletroforegramas coloridos, que podem ser facilmente reconvertidos na sequência de DNA que se deseja (4). 
Ao lado, são mostrados um 
sequenciador automático, e um pente 
com 16 capilares, que é capaz de 
sequenciar 16 DNAs ao mesmo 
tempo. 
 
Abaixo, uma sala de seqüenciamento 
de um grande laboratório. 
C G T T C G A 
 A T G C 
1 2 3 
4 
Fonte de laser Leitor 
Direção da 
eletroforese 
Um 2´, 3´, didesoxinucleotídeo trifosfato 
H H 
P-P-P- 
VISÃO/REVISÃO – 12 
3´------- A T T C G C A T A G -5´ 
 
Amplificação com A* Amplificação com T* Amplificação com G* Amplificação com C* 
 TA T TAAG TAAGC 
 TAA TAAGCGT TAAGCG TAAGCGTATC 
 TAAGCGTA TAAGCGTAT 
 
O Projeto Genoma Humano é um empreendimento internacional, iniciado formalmente em 1990 e projetado para durar 15 anos, com os seguintes objetivos: 
 Identificar e fazer o mapeamento dos cerca de 80 mil genes que se calculava existirem no DNA das células do corpo humano; 
 Determinar as sequências dos 3 bilhões de bases químicas que compõem o DNA humano. 
SITUAÇÃO EM 1990: 
 4.550 genes humanos haviam sido identificados; 
 cerca de 1.500 genes haviam sido associados a localizações específicas nos cromossomos; 
 apenas algumas, dentre cerca de 4.000 doenças genéticas existentes, haviam sido entendidas em um nível molecular. 
SITUAÇÃO EM 1998, 8 ANOS APÓS O INÍCIO: 
 Mapeamento genético: mais de 7.000 genes foram mapeados a cromossomos particulares. Além destes, o Banco de Dados do Projeto Genoma guarda 
informação sobre outros genes identificados, cuja localização nos cromossomos ainda não foi inequivocamente determinada. 
 Seqüenciamento: somente de 4% das bases do genoma humano foi sequenciado 
SITUAÇÃO EM FEVEREIRO DE 2001 – Versões-rascunho 
 Em fevereiro de 2001, simultaneamente ao anúncio da empresa norte-americana Celera, o PGH anunciou as primeiras transcrições quase completas do 
código genético humano. O número de genes existentes, segundo os cálculos de ambas as equipes de pesquisadores, não chega a 40 mil. Os resultados foram 
publicados em duas revistas diferentes. A revista inglesa Nature publicou o trabalho dos pesquisadores do PGH, liderados por Francis Collins, e a norte-
americana Science, o dos pesquisadores da Celera, liderados pelo empresário-cientista Craig Venter. 
AVANÇOS IMPORTANTES QUE CONTRIBUIRAM PARA O ACELERAMENTO DA GERAÇÃO DE INFORMAÇÕES: 
 Avanço 1: método da terminação de cadeia, por Sanger e colaboradores, em 1977, que foi aperfeiçoado em 1986, por Hood e colaboradores, com a inclusão 
dos terminadores fluorescentes, permitindo assim a automação do método. 
 Avanço 2: introdução dos cromossomos bacterianos artificiais (BACs), um sistema de clonagem que permite grandes insertos e que se mostrou mais estável 
do que os cosmídios ou os cromossomos artificiais de levedura (YACs). 
ESTRATÉRIAS ADOTADAS PARA O SEQÜENCIAMENTO: 
Shotgun, adotada pela Celera Genomics, baseia-se na obtenção de 
uma biblioteca completa, feita em plasmídios com uma variedade de 
tamanhos de insertos, representandoigualmente todas as partes do 
genoma. O DNA é completamente fragmentado e clonado nos 
plasmídios. 
Problemas com a versão-rascunho: A sequência do IHGSC, por exemplo, omitia cerca de 10% do genoma, era interrompida por 150.000 falhas, e não conseguia 
apresentar corretamente a ordem e a orientação de muitas sequências. Isto levou a esforços no sentido de completar uma versão final, que deveria ter no mínimo 95% das 
sequências, e ter um erro máximo de uma base em 10.000. O objetivo era ambicioso, posto que o genoma humano é repleto de sequências repetitivas e duplicações 
segmentais grandes, o que dificulta sobremaneira o seu seqüenciamento. 
Na versão final, uma sequência quase completa é apresentada, com apenas 314 falhas, a maioria associada a duplicações segmentais, cuja resolução vai requerer novas 
técnicas ainda não disponíveis. A taxa de erro é de cerca de uma base em 100.000, e a cobertura é superior a 90%. São ainda analisados os processos utilizados para o 
seqüenciamento, a acurácia do processo, e são apresentadas possíveis aplicações biológicas do projeto. 
No total, foram geradas sequências shotgun de 59.208 clones com grandes insertos, com o comprimento total de 5,84 Gb, sendo que para 45.742 delas as sequências foram 
completamente geradas, com um comprimento total de 3.67 Gb. Os clones consistiram primariamente de BACs, YACs, fosmídios e cosmídios. 
O genoma: a sequência consiste em 2.851.330.913 nucleotídeos, a maioria na região eucromática do genoma. Existem apenas 341 falhas, sendo que a maioria está em 
regiões heterocromáticas, que não eram o alvo do projeto (198 Mb de heterocromatina, contra 28 Mb de eucromatina); portanto, o genoma completo tem cerca de 3,08 Gb, 
com 2,88 Gb de eucromatina. 
A qualidade: a taxa de redundância das sequências é de cerca de 1.000 vezes, o que garante uma excelente cobertura do genoma. O controle de qualidade das sequências 
indica uma taxa de erro de 1,1 base por 100.000 bases para eventos pequenos (menos de 50 bp, com tamanho médio de 1,3 bp, particularmente SNPs) e de 0,03 bases por 
100.000 bases para eventos grandes (particularmente VNTRs). 
Análise de cDNAs: a presença de 17.458 cDNAs conhecidos, dando um total de 925 Mb, foi testada. A grande maioria (99,74%) pode ser corretamente posicionada no 
novo mapa do genoma. Apenas 0,04% dos casos apresentaram diferenças substanciais (maiores do que 2%), quase sempre para genes relacionados a processos 
imunológicos (por exemplo loci de histocompatibilidade, e loci relacionados a imunoglobulina), já sabidamente com alto polimorfismo. 
Genes de proteínas: as estimativas iniciais do número de genes, antes do projeto genoma humano, chegavam à casa dos 100.000, e mesmo a versão inicial do genoma, 
produzida em 2001, estimou cerca de 30.000 genes, o que hoje pode ser considerado como uma estimativa demasiada. Talvez o fato mais marcante do seqüenciamento seja 
que apenas uma estimativa de 22.287 genes possa ser feita, dos quais 19.438 são genes já conhecidos e confirmados, e 2.188 são genes predizíveis. Esses genes tem um 
total de 231.667 éxons (cerca de 10,4 éxons por locus), que cobrem apenas 34 Mb, ou 1,2% do genoma eucromático; outros 21 Mb (0,7%) correspondem a regiões não-
traduzidas dos genes. 
Pseudogenes: já foram identificados cerca de 20.000 pseudogenes, tanto processados quanto nativos; presume-se que esse número esteja muito aquém da realidade, já que 
os métodos disponíveis não conseguem identificar pseudogenes muito antigos ou que contém regiões não-transcritas; assim, pode-se seguramente predizer que o número 
de pseudogenes supere o número de genes. 
A VERSÃO FINAL DO GENOMA HUMANO – PROJETO PÚBLICO 
Resumo do artigo “Finishing the euchromatic sequence of the human genome”, pelo International Human Genome Sequencing Consortium, publicado na revista Nature 
n. 431, p. 931-945 (21 de outubro de 2004). 
 Sites: www.ncbi.nih.gov; www.genome.ucsc.edu; www.ensebl.org 
Shotgun hierárquico, também conhecida como BAC-based ou clone-por-clone, envolve a geração e a organização de um 
conjunto de clones com insertos grandes (100-200 kb cada), cobrindo todo o genoma, e o seqüenciamento por shotgun de 
clones escolhidos. Como a informação da sequência é local, o problema de mal-composição é eliminado. 
SHOTGUN SHOTGUN HIERÁRQUICO 
VISÃO/REVISÃO – 13 
VISÃO/REVISÃO – 14 
OS PROJETOS “OMA” DERIVADOS DO 
PROJETO GENOMA HUMANO 
Como fruto do desenvolvimento de várias técnicas de biologia molecular, particularmente nas décadas de 1970 e 1980, a comunidade científica internacional mobilizou-se 
para a aplicação dessas técnicas em prol da ciência, surgindo então várias ideias, começando pelo projeto GENOMA HUMANO, e depois derivando para vários projetos 
correlatos, tais como os projetos PROTEOMA, EXOMA, 1.000 GENOMAS, e outros. A seguir veremos alguns detalhes mais significativos de cada um deles. 
Estudos de variação genética entre indivíduos continuaram após a finalização do projeto genoma, tendo 
sido criado o International HapMap Project, para identificar grupos populacionais que apresentam 
SNPs em comum, denominados haplótipos ou “haps”, identificando assim os padrões de variação 
genética humana, e procurando definir os padrões de variantes ligadas a doenças e a respostas a 
medicamentos e a fatores ambientais. 
O Personal Genome Project (PGP) é outra iniciativa para criar uma base de dados gratuita, com dados genômicos doados por 
voluntários. O projeto foi inciado em 2005, por George Church, da Harvard Medical School. Uma das premissas do projeto é que “o 
genoma é apenas parte da história: os genes interagem com o meio ambiente para formar as características individuais...”. Os 
participantes do projeto informam seus dados de saúde, e a equipe do projeto tenta conectar esses indivíduos e essas informações com 
outros centros de pesquisa. Abaixo alguns dos resultados até o momento obtidos. 
 
1000 Genomes 
A Deep Catalog of Human Genetic Variation 
 
 
INTERNATIONAL CONSORTIUM ANNOUNCES THE 1000 
GENOMES PROJECT 
Major Sequencing Effort Will Produce Most Detailed Map Of Human Genetic 
Variation to Support Disease Studies 
 
O 1000 Genomes Project é um consórcio internacional entre a Inglaterra, a China e os 
Estados Unidos que visa criar uma visão detalhada da utilidade médica com relação às 
variações genéticas humanas, através do sequenciamento do genoma de pelo menos 1.000 
pessoas. Os participantes da primeira fase do projeto foram extraídos do Projeto 
Internacional HapMap. 
O projeto Encyclopedia of DNA Elements (ENCODE) foi criado em 2003 para mapear regiões de transcrição, de fatores 
associados a transcrição, de estrutura de cromatina e de modificações de histonas, permitindo que se associe funções bioquímicas a 
cerca de 80% do genoma, particularmente fora de regiões tipicamente associadas a genes codificantes de proteínas, o que não foi 
possível – e nem era o objetivo – no PGH. A meta é delinear todos os elementos funcionais que compõem o genoma humano. Esses 
elementos podem ser definidos como um segmento genômico que codifica um produto (por exemplo uma proteína ou um RNA não 
codificante), ou que mostra uma “assinatura bioquímica” (por exemplo, ligação a proteínas, ou uma estrutura de cromatina 
específica). 
A base de dados COSMIC (Catalogue Of Somatic Mutations In Cancer), ligada ao Wellcome Trust 
Sanger Institute, é uma base de dados de mutações somáticas ligadas ao câncer, e serve como um catálogo 
de dados de publicações científicas. Ela foi lançada em 2004, e em apenas seis anos já contava com dados de2,76 milhões de experimentos em 500.000 tumores, 150.000 mutações documentadas 
Várias iniciativas que se seguiram-se ao Projeto Genoma Humano estavam ligadas a pesquisas sobre o 
câncer. O International Cancer Genome Consortium (ICGC) foi organizado para coordenar um grande 
número de projetos de pesquisa que tem a mesma finalidade: elucidar as mudanças genéticas presentes nas 
várias formas de câncer. Uma das metas é gerar um catálogo das mutações somáticas, das expressões gênicas 
anormais e das modificações epigenéticas em 50 diferentes tipos de câncer. No momento, o ICGP está 
associado a 67 projetos no mundo inteiro, que estão estudando, ao todo, 25.000 genomas de tumores. 
Outro projeto correlato, o Cancer Genome Anatomy Project, busca determinar o perfil de expressão em células 
cancerígenas. Os dados gerados por esses projetos, bem como pelo Cancer Genome Characterization Initiative 
(CGCI), são tornados disponíveis a toda a comunidade científica ligada ao tratamento e prevenção do câncer. Este 
último projeto (assim como os outros, igualmente) incorpora métodos de caracterização incluindo exoma, 
transcriptoma e sequenciamento de última geração. 
O Cancer Genome Atlas compila dados de cerca de meio milhão de mutações ligadas ao câncer. 
Uma das metas desta iniciativa é procurar por “assinaturas” de mutações, ou seja, o tipo de mutação 
que ocorre e qual a sequência de DNA que circunda a região mutada. 
O Brasil desenvolveu algumas iniciativas na área da genômica. A Fapesp criou em 1997 a rede ONSA 
(Organization for the Nucleotide Sequencing and Analysis) – uma brincadeira para se contrapor à rede 
americana TIGR (The Institute for Genomic Research). Essa rede é um instituto virtual de genômica que 
reúne cerca de 35 laboratórios de universidades paulistas (USP, Unicamp e Unesp). 
A PARTICIPAÇÃO BRASILEIRA 
Uma das participações brasileiras no Genoma Humano se deu em pesquisas avançadas na área do câncer, através de uma 
parceria com o Ludwig Institute for Cancer Research (LICR), que está representado no Brasil pelo Centro de Oncologia 
Molecular do Hospital Sírio-Libanês. 
Foi desenvolvido o Projeto Genoma Humano do Câncer (Human Genome Cancer Project – HCGP), que sequenciou mais de 1 
milhão de fragmentos gênicos expressos (expressed sequences tags, ESTs),de diferentes tumores humanos. Atualmente, diversos 
projetos estão em desenvolvimento utilizando informações geradas no HCGP e abrangem observar a expressão diferenciada dos genes 
em diferentes tumores, caracterização completa de genes específicos, assim como o estudo funcional e estrutural dos produtos protéicos. 
 
O Brasil desenvolve ainda vários projetos de sequenciamento, tais como o Projeto Xylella fastidiosa. Esta foi 
uma das mais importantes iniciativas científicas do Brasil, e foi o primeiro fitopatógeno a ser sequenciado no 
mundo. Os trabalhos, iniciados em outubro de 1997, finalizaram em janeiro de 2000, sendo publicados na revista 
Nature. Os cientistas da rede Onsa sequenciaram os 2,7 milhões de pares de bases químicas do DNA da bactéria. 
Cada um dos 35 laboratórios recebeu uma parte do genoma. 
Também foram desenvolvidas iniciativas tais como o Genoma da Cana-de-Açúcar , Genoma do Eucalipto e 
Genoma da bactéria Xanthomonas citri. Recentemente, um consórcio de instituições iniciou o Projeto 
Genoma Onça-Pintada, que visa ao sequenciamento completo do material genético da espécie Panthera onca, 
incluindo caracterização integrada de diversos tipos de informação molecular. 
O DNA PODE SER AMPLIFICADO IN VITRO POR AÇÃO ENZIMÁTICA: A PCR 
A PCR é um método para a síntese in vitro de várias cópias de DNA (ou de RNA) a partir de uma sequência-molde. Basicamente, os mesmos passos 
seguidos para a síntese in vivo de DNA são seguidos na PCR, com a diferença que, por se ter um DNA in vitro e geralmente de tamanho menor do que 
o total do genoma, muitas das “complicações” da síntese de DNA observadas em um organismo não estão presentes na PCR. Assim, por exemplo, 
enzimas como DNA helicases e girases não são normalmente incluídas nas reações de PCR. A abertura da fita de DNA é feita por ação de calor, que 
rompe as pontes de H entre as bases. No entanto, esse mesmo calor (acima dos 90 oC!!) desativa as polimerases normais, e a automação da PCR não foi 
conseguida senão após o isolamento de uma DNA polimerase termo-estável encontrada no microrganismo Thermus aquaticus, habitante natural de 
fontes naturais de água quente. A Taq polimerase é capaz de permanecer ativa durante os processos de desnaturação por temperatura elevada 
requeridos no início de cada ciclo de amplificação. Outros microorganismos que possuem DNA polimerases termoestáveis são Pyrococus furiosus 
(Pfu), P. woesei (Pwo), Thermus brockianus (Tbr), T. flacus (Tfl), T. litoralis (Tli), T. maritima (Tma) e T. thermophilus (Tth). 
 
Dentre as aplicações, encontram-se: detecção de transgênicos – bactérias, plantas, produtos; clonagem de genes; diagnóstico de doenças; melhoramento 
genético assistido por marcadores moleculares; estudos de filogenia, identidade genética e outros das áreas forense, botânica, etc.; construção e 
marcação de moléculas de DNA, particularmente vetores; quantificação de transcritos, por exemplo carga viral para HIV. 
VISÃO/REVISÃO – 15 
 
 
 
 
 
 
 
Já que a PCR nada mais é do que uma replicação in vitro, devemos nos 
preocupar em simular o mais fidedignamente possível o que acontece na 
replicação. Para tanto, inicialmente vamos criar o ambiente onde a PCR irá 
ocorrer, através da inclusão de um tampão adequado à DNA polimerase 
no tubo onde será realizado o processo. Posteriormente, vamos incluir o 
DNA-molde a ser amplificado, lembrando que apenas segmentos curtos, 
via de regra com até 5.000 pares de bases, são amplificados na PCR. 
Também será incluída uma DNA polimerase (por exemplo, Taq), bem 
como um ou mais iniciadores sintéticos; estes são importantes por duas 
razões: a) porque as DNAs polimerases são incapazes de iniciar a síntese 
sem os mesmos; e b) porque eles é que delimitam, à direita e à esquerda, o 
segmento que será amplificado. Finalmente, são essenciais os 
desoxinucleotídeos trifostato A, T, G e C, já que eles são os blocos de 
construção do novo DNA a ser amplificado. 
 
 
"RECEITA" BÁSICA DE UMA PCR 
1. Tampão adequado, com Mg 
2. DNA molde a ser 
amplificado 
3. DNA polimerase 
termoestável 
4. Iniciador(es) 
5. Desoxinucleotídeos: A, T, 
G, C 
Diferentemente da replicação in vivo que 
ocorre a temperatura constante, de acordo 
com cada organismo, a PCR tradicional 
ocorre através de ciclos repetitivos, 
compostos por três etapas básicas: 
1. Etapa de desnaturação: as seqüências 
do gene alvo são tomadas disponíveis 
através de desnaturação por temperatura 
elevada (90-96 oC), geralmente por 1-2 
minutos. Às vezes, uma desnaturação inicial 
por 5-10 minutos é feita, para assegurar que 
todas as fitas sejam desnaturadas e para 
que a polimerase seja ativada, se a PCR é 
“hot-start”. 
2. Etapa de anelamento: as extremidades 
da seqüência gênica a ser copiada são 
definidas pelo anelamento (hibridização) de 
dois oligonucleotídeos sintéticos curtos, 
denominados iniciadores da amplificação 
("amplimers", “primers”). O anelamento 
ocorre por 30 segundos a 2 minutos, a 30-
60 oC. A temperatura é escolhida no sentido 
de assegurar hibridização específica, de 
acordo com o produto desejado. 
3. Etapa de extensão: as seqüências são 
copiadas através da adição de novas bases 
às extremidades 3' livres. Isto é usualmente 
realizado a 72°C, que representa a atividade 
ótima da DNA polimerase termoestável. O 
tempo vai de 30 segundos a 2 minutos. 
Geralmente uma “extensão final” por 5-10minutos é realizada, para finalizar cadeias 
truncadas. 
A PCR É FEITA ATRAVÉS DE CICLOS COM TRÊS ETAPAS 
Uma vez incluídos todos os componentes, os tubos ou as placas são levados ao "forno", neste caso um aparelho específico, denominado termociclador, 
dotado de sistema de aquecimento e refrigeração que permite que as temperaturas desejadas sejam rapidamente alcançadas. Neste, as três etapas de cada ciclo 
da PCR (desnaturação / anelamento / amplificação) são realizadas automaticamente. Entre 25 e 40 ciclos são realizados, cada um composto pelas três 
etapas. O crescimento das cadeias de DNA é exponencial, o que confere o alto poder de amplificação da PCR. A fórmula para o cálculo do número de cadeias 
é: (2no. de ciclos) - (no. de ciclos x 2). No início da reação, também cadeias mais longas são produzidas, mas estas crescem apenas geometricamente. 
5´ 3´ 
5´ 3´ 
5´ 
5´ 3´ 
5´ 3´ 
5´ 
5´ 3´ 
5´ 3´ 
5´ 
5´ 3´ 
5´ 3´ 
5´ 
Fita-molde de DNA, com uma 
região a ser amplificada 
ETAPA 1 
Desnaturação do DNA por alta temperatura (90 ºC a 96 oC) 
ETAPA 2 
Anelamento dos iniciadores (30 oC - 60 oC) 
ETAPA 3 
Extensão dos iniciadores (70 oC - 74 oC) 
 
DEPOIS DE MONTADA A RECEITA, A PCR VAI AO "FORNO" 
VISÃO/REVISÃO – 16 
Na PCR, uma fita-molde inicial é amplificada de forma 
exponencial, de tal maneira que ao final de alguns ciclos, 
milhões de fitas são produzidas. 
 
No entanto, no início do processo, apenas fitas com 
nenhuma ou apenas uma das extremidades definidas são 
produzidas. É apenas a partir do terceiro ciclo que as 
moléculas de tamanho desejado (as duas extremidades 
definidas) passam a ser produzidas. São estas que são 
amplificadas exponencialmente. As outras – não definidas – 
são amplificadas apenas duas a cada ciclo. Ao final do 
processo, estas últimas estão em pequena quantidade e não 
são visualizadas nos géis. 
Quando nós queremos identificar um indivíduo qualquer de uma população, nós nos baseamos em “marcadores morfológicos”, por exemplo, estatura, 
cor de cabelos e olhos, número de pétalas e sépalas, etc..., dependendo da espécie. Esses marcadores funcionam bem em muitas situações, mas têm o 
grande defeito de serem “plásticos”, ou seja, maleáveis. Dois bons exemplos: (i) se procurarmos identificar um criminoso pela cor de seus cabelos, ele 
poderá facilmente mudar a cor simplesmente pintando-os de outra cor; ou (ii) duas plantas clonadas, com um genoma idêntico, poderão apresentar vigor 
completamente diferente se estiverem crescendo uma em um solo bem adubado e a outra em um solo pobre, ou uma em um ambiente quente, e a outra em 
um ambiente frio. 
Por outro lado, se olharmos diretamente no genótipo dos indivíduos, teremos um retrato fiel, independentemente da expressão desse genótipo (ou seja, o 
fenótipo). A análise direta de certas regiões do genoma permite que se identifiquem marcadores que poderão servir como identificadores únicos desses 
indivíduos. Os marcadores são, portanto, segmentos “reconhecíveis” de DNA ligados a segmentos “não-reconhecíveis” (aqueles que queremos localizar 
ou identificar), obtidos por corte (exemplo: RFLP) ou amplificação de DNA (exemplo: PCR). 
Portanto, os marcadores de DNA podem ser classificados pelo tipo de obtenção: Corte do DNA, Amplificação do DNA, ou ambos: 
• CORTE: RFLP e Minissatélites 
• AMPLIFICAÇÃO: RAPD, Microssatélites 
• CORTE E AMPLIFICAÇÃO: AFLP, PCR-RFLP 
Vamos exemplificar os marcadores através de uma simulação de uma aplicação forense para identificação de um criminoso que deixou uma “evidência” 
na cena do crime (uma mancha de sangue – familiar para os apreciadores da série CSI...). Teremos o seguinte cenário, onde sequências “ALFA” e 
“1234” significam o sítio de corte da enzima de restrição Alfa D1 e o sítio de anelamento do iniciador de PCR Onetwothreefour, respectivamente. : 
“MARCADORES MOLECULARES” SÃO FERRAMENTAS COM AMPLA APLICAÇÃO, DESDE A SOLUÇÃO DE CRIMES 
ATÉ O MELHORAMENTO GENÉTICO DE PLANTAS E ANIMAIS... 
Evidência da cena do “crime” (mancha de sangue): 
:::::ATGCATGC1234ATGCATGC4321ATGCATGCATALFAGCATGC1234ATGCATALFAGCAT4321ATGCGCATGCATGALFACATGCATGC::::: 
:::::TACGTACG1234TACGTACG4321TACGTACGTAALFACGTACG1234TACGTAALFACGTA4321TACGCGTACGTACALFAGTACGTACG::::: 
 
DNA do suspeito 1: 
:::::ATGCATGC1234ATGCATGC9321ATGCATGCATALFAGCATGC1234ATGCATAXXAGCAT4321ATGCGCATGCATGALFACATGCATGC::::: 
:::::TACGTACG1234TACGTACG9321TACGTACGTAALFACGTACG1234TACGTAAXXACGTA4321TACGCGTACGTACALFAGTACGTACG::::: 
 
DNA do suspeito 2: 
:::::ATGCATGC1234ATGCATGC4321ATGCATGCATALFAGCATGC1234ATGCATALFAGCAT4321ATGCGCATGCATGALFACATGCATGC::::: 
:::::TACGTACG1234TACGTACG4321TACGTACGTAALFACGTACG1234TACGTAALFACGTA4321TACGCGTACGTACALFAGTACGTACG::::: 
Ao escrutinarmos essas duas sequências, imediatamente poderemos identificar semelhança entre a evidência e o DNA do suspeito 2, enquanto que o DNA 
do suspeito 1 difere de ambos. No entanto, este procedimento – o seqüenciamento completo do DNA – ainda é muito caro para aplicações rotineiras. 
Portanto, podemos recorrer a algum artifício laboratorial para, a um custo mais baixo, tentarmos solucionar o caso. Aí é que surgem os marcadores 
moleculares. Vamos inicialmente aplicar uma metodologia baseada em enzimas de restrição, clivando as três amostras com uma mesma enzima, no caso 
uma que reconheça a sequência “ALFA”. Os resultados da clivagem seriam: 
 
Sangue: 
FAGCATGC1234ATGCATAL FAGCAT4321ATGCGCATGCATGAL 
FACGTACG1234TACGTAAL FACGTA4321TACGCGTACGTACAL 
 
Suspeito 1: 
FAGCATGC1234ATGCATAXXAGCAT4321ATGCGCATGCATGAL 
FACGTACG1234TACGTAAXXACGTA4321TACGCGTACGTACAL 
 
Suspeito 2: 
FAGCATGC1234ATGCATAL FAGCAT4321ATGCGCATGCATGAL 
FACGTACG1234TACGTAAL FACGTA4321TACGCGTACGTACAL 
Se separarmos esses segmentos 
clivados em um gel de eletroforese e 
procedermos a um Southern blot com a 
sonda adequada, visualizaríamos o 
seguinte perfil genético: 
Sangue 1 2 
VISÃO/REVISÃO – 17 
Imediatamente, podemos verificar que a evidência deixada na cena do crime corresponde ao perfil do suspeito 2. Mas porque isto aconteceu? Note que 
um dos sítios de corte da enzima de restrição Alfa D1 presente no sangue do suspeito 1 sofreu uma mutação (ALFA>AXXA) de tal forma que a enzima 
não mais reconhece o sítio de corte. 
Podemos também aplicar uma metodologia baseada em PCR, amplificando segmentos de DNA da evidência e dos dois filhos, utilizando os iniciadores 
“1234”. Os resultados da amplificação seriam: 
 
Sangue: 
 
1234ATGCATGC4321 1234ATGCATALFAGCAT4321 
1234TACGTACG4321 1234TACGTAALFACGTA4321 
 
Suspeito 1: 
 
1234ATGCATGC9321 1234ATGCATAXXAGCAT4321 
1234TACGTACG9321 1234TACGTAAXXACGTA4321 
 
Suspeito 2: 
 
1234ATGCATGC4321 1234ATGCATALFAGCAT4321 
1234TACGTACG4321 1234TACGTAALFACGTA4321 
Sangue 1 2 
Se separarmos esses segmentos 
amplificados em um gel de 
eletroforese e os visualizarmos 
com um corante adequado, 
obteremos o seguinte perfil 
genético: 
Poderíamos ainda fazer um terceiro teste, baseado nas duas metodologias: amplificação + corte. 
 
Sangue: 
 
1234ATGCATGC4321 1234ATGCATALFAGCAT4321 
1234TACGTACG4321 1234TACGTAALFACGTA4321 
Suspeito 1: 
 
1234ATGCATGC9321 1234ATGCATAXXAGCAT4321 
1234TACGTACG9321 1234TACGTAAXXACGTA4321 
Suspeito 2: 
 
1234ATGCATGC4321 1234ATGCATALFAGCAT4321 
1234TACGTACG4321 1234TACGTAALFACGTA4321 
Após 
amplificação 
por PCR, os 
fragmentos são 
clivados com a 
enzima Alfa D1: 
 
Sangue: 
 
1234ATGCATGC4321 1234ATGCATAL FAGCAT4321 
1234TACGTACG4321 1234TACGTAAL FACGTA4321 
Suspeito 1: 
 
 1234ATGCATAXXAGCAT4321 
 1234TACGTAAXXACGTA4321 
Suspeito 2: 
 
1234ATGCATGC43211234ATGCATAL FAGCAT4321 
1234TACGTACG4321 1234TACGTAAL FACGTA4321 
x 
x 
Sangue 1 2 Mas qual a vantagem deste procedimento em relação aos anteriores? Note que no primeiro procedimento 
(RFLP) foi necessária uma sonda, porque havia pouco DNA no canivete para ser observado diretamente no 
gel. O segundo procedimento (PCR) permitiu a visualização direta em um gel. Este terceiro procedimento, 
denominado PCR-RFLP, aumentou o nível de polimorfismo analisado, e ainda permitiu a visualização 
direta em um gel. É, portanto, vantajoso, particularmente em algumas situações onde se procura apenas uma 
diferença específica em uma região já conhecida do DNA. 
O seguinte padrão é revelado: 
Dentre os marcadores mais comuns encontram-se: 
Na verdade, em sua definição mais ampla os marcadores moleculares incluem o fenótipo molecular gerado 
por um gene de isoenzimas (no caso, mais especificamente denominados de MARCADORES 
BIOQUÍMICOS), bem como o fenótipo molecular de uma sequência – expressa ou não – de DNA. 
Corte do DNA com enzimas de restrição 
Variação no comprimento dos fragmentos de DNA de dois ou mais indivíduos produzidos por uma enzima de restrição e visualizados através de Southern 
blotting com sonda. Exemplo típico: RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphism). Também os Minissatélites, VNTR – Variable Number of 
Tandem Repeats (Número Variável de Repetições em Cadeia), ou Regiões Hipervariáveis, uma classe especial de RFLPs caracterizados por uma série de 
repetições curtas (10 a 100 pb), com até 50 repetições por locus, arranjadas em cadeia (tandem) em plantas e animais. Os minissatélites apresentam uma 
sequência-cerne de 10 a 35 pb, utilizada para a construção de sondas. 
Amplificação do DNA por PCR 
Amplificação de seqüencias de DNA através de iniciador aleatório, e visualização direta em gel de agarose. Exemplo típico: RAPD (Random 
Amplification of Polymorphic DNA). Também se incluem os microssatélites ou STR (Short Tandem Repeat), SSR (Simple Sequence Repeats) ou RSS 
(Repetitive Single Sequence), uma série de repetições muito curtas (2-10 pb), amplificados com iniciadores para PCR que se anelam no exterior das 
sequências. 
Corte seguido de amplificação 
Variação no comprimento dos fragmentos resultantes do corte e da amplificação posterior de alguns fragmentos, após ligação de adaptadores específicos e 
visualização em gel de acrilamida. Exemplo típico: AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism). 
Amplificação seguida de corte 
Amplificação de uma sequência específica de DNA e posterior corte, dos segmentos amplificados, com uma ou mais enzimas de restrição e visualização 
em gel de agarose ou acrilamida. Exemplo típico: PCR-RFLP, também conhecida por CAPS (Cleaved Amplified Polymorphic Sequence). 
Amplificação seguida de hibridização 
Amplificação de um locus polimórfico com repetições separadas por espaçadores não repetitivos, e determinação por hibridização dos espaçadores 
amplificados a um grupo de oligonucleotídeos imobilizados em uma membrana. Exemplo típico: Spolligotyping em Mycobacterium. 
Seqüenciamento ou eletroforese à procura por SNPs (Polimorfismos de Nucleotídeos Únicos) 
Um SNP ocorre quando há uma mutação de ponto no DNA analisado. Sua visualização pode ser por seqüenciamento, ou por eletroforese em géis com 
gradiente de desnaturação (DDGE; ver abaixo), que irá revelar os dois alelos presentes para aquele lócus em particular. 
PCR-SSCP (Polimorfismo Conformacional de Fita Simples) 
É uma técnica de diferenciação de filamentos de comprimentos idênticos mas com diferenças nas sequências. As diferentes sequências, quando na forma 
de fita-simples, podem adquirir conformações secundárias diferentes. 
Polimorfismo em DGGE (Eletroforese em Gel com Gradiente de Desnaturação) ou TGGE (Gradiente de Temperatura) 
É uma técnica semelhante à SSCP, baseada no fato que as propriedades de desnaturação de uma molécula de DNA fita-dupla dependem da sequência da 
molécula, e que a mobilidade eletroforética dessa molécula depende do seu estado de desnaturação. 
Polimorfismos de inserção/deleção (ins/del) 
Um tipo de marcador bialélico, que analisa inserções e deleções de nucleotídeos. Pode ser verificado em regiões muito curtas de DNA, o que pode ser 
vantajoso quando se tem DNA muito degradado. 
Nos testes de paternidade e criminalidade comumente realizados nos dias atuais, são utilizados entre 13 e 15 
marcadores padrão. O Bureau Federal de Investigações dos Estados Unidos (FBI) é um dos organismos que 
dedicou bastante esforço no estabelecimento das bases para a utilização de marcadores moleculares na solução de 
casos forenses. Assim, foi desenvolvido um padrão de marcadores utilizados no CODIS (Combined DNA Index 
System), que é uma base de dados muito ampla para a estocagem e triagem de perfis de DNA. São utilizados 14 
ou mais marcadores. Treze desses marcadores são microssatélites, e outro é um marcador que permite determinar 
o gênero. Este último é baseado no gene da amelogenina, responsável pelo desenvolvimento de dentes nos fetos. 
Há dois alelos, diferentes para os cromossomos X e Y, e portanto a identificação do alelo presente em uma 
amostra imediatamente identifica o gênero do indivíduo. 
Os passos adotados para a análise forense de DNA incluem: 
Fonte de laser Leitor 
Dire ç ão da 
eletroforese 
Fonte de laser Leitor 
Dire ç ão da 
eletroforese 
TPOX 
D18S51 
VWA 
 
TH01 
D3S1358 
D13S317 
D16S539 
CSF1PO 
D7S820 
D8S1179 
D21S11 
AMEL(SEX) 
D5S818 
FGA 
Etapas da análise de microssatélites do sistema CODIS 
1 – Inicialmente são feitas quatro reações, cada uma utilizando 
iniciadores marcados com uma das quatro fluorescências. 
2 – Posteriormente, os produtos são corridos em um gel capilar, 
interpretado por um leitor a laser. 
3 – Ao final, são gerados os eletroferogramas para cada uma das 
fluorescências, indicando quais os alelos presentes nos 
microssatélites analisados. 
VISÃO/REVISÃO – 18 
MARCADORES MOLECULARES TÊM AMPLA APLICAÇÃO FORENSE 
PLANTAS E ANIMAIS TRANSGÊNICOS PODEM SER CRIADOS POR ENGENHARIA GENÉTICA 
Os métodos clássicos de melhoramento genético baseiam-se na troca de alelos entre indivíduos da mesma espécie ou de espécies aparentadas, onde o 
fluxo gênico é livre ou sofre pequenas restrições (uma restrição pode ser a dificuldade no desenvolvimento do embrião, após fertilização, em cujo caso 
se deve proceder ao “salvamento [rescue] de embriões). Diz-se que as plantas utilizadas nos cruzamentos pertencem ao mesmo pool gênico, seja ele 
primário ou secundário. Os métodos clássicos de melhoramento esbarram, portanto, na incompatibilidade sexual. Assim, por exemplo, não se 
consegue transferir, via sexual, alelos de um mosquito para uma abóbora, e vice-versa. No entanto, esta transferência pode ser possível por métodos 
“artificiais”, através da criação de organismos transgênicos. 
“A transgênese, como uma biotecnologia aplicável em animais e vegetais, consiste em adicionar um gene, de origem animal ou vegetal ao genoma que 
se deseja modificar. Denomina-se transgene o gene adicional. Assim, o transgene passa a integrar o genoma hospedeiro e o novo caráter dado por ele é 
transmitido à descendência, o que significa que a transgênese é germinativa”. 
“...a transgenicidade, obtida por meio da biotecnologia elimina as fronteiras entre espécies, possibilitando que qualquer ser vivo adquira novas 
características de vegetais ou de animais ou humanas e com certeza provocará inúmeras alterações na vida biológica, social, política e econômica em 
âmbito mundial, já que é fato inconteste que essa biotecnologia tem um enorme potencial de desequilíbrio de micro e macrossistemas.” 
MELHORAMENTO TRADICIONAL 
Pool gênico: plantas que se cruzamlivremente ou com auxílio de técnicas 
biológicas (ex.: salvamento de embriões) 
 
 
Cruzamento entre indivíduos escolhidos 
 
 
Seleção para características de interesse 
(geralmente vários anos) 
 
 
Lançamento da cultivar 
TRANSGENÍASE 
Identificação, isolamento e clonagem do gene de 
interesse 
 
Transformação genética (geração zero) 
 
Cruzamento entre indivíduos escolhidos 
 
Seleção para características de interesse (de um 
a vários anos, dependendo principalmente do 
parental transgênico utilizado) 
 
 
Lançamento da cultivar 
Problema é 
que o gene 
para a 
característica 
de interesse 
pode não ser 
parte do pool 
gênico da 
espécie! 
Há vários métodos de obtenção de plantas transgênicas, mas apenas dois têm aplicações comerciais: 
 
Transformação mediada por Agrobacterium tumefaciens - esta é uma bactéria do solo responsável por uma doença neoplástica, que está associada à 
presença de um plasmídio extracromossomal, o plasmídio Ti (Tumor-inducing). O plasmídio contém genes para a síntese de reguladores de 
crescimento vegetal (auxinas e citocininas) e de opinas, que são transferidos para a planta e integrados em seu genoma, causando a doença. Se o 
plasmídio for “desarmado”, isto é, tiver esses genes retirados e substituídos pelo(s) gene(s) de interesse, a bactéria continuará transferindo esse DNA, 
mas agora não mais causando a doença, mas sim introduzindo o DNA de interesse no genoma vegetal. A planta que recebeu esse material tornou-se 
transgênica. 
 
Biolística - a introdução de substâncias em células e tecidos usando microprojéteis a alta velocidade. Neste procedimento, o DNA de interesse adere à 
parede de microprojéteis constituídos de partículas de ouro ou tungstênio, os quais são acelerados a altíssima velocidade através de gás hélio. Alguns 
microprojéteis irão entrar em células vegetais sem danificá-las, e o DNA de interesse poderá, em algumas delas, entrar no núcleo e ser inserido no 
genoma tornando-a transgênica. 
VISÃO/REVISÃO – 19 
UNIDADE 1 
O material genético: descoberta, estrutura e funções 
 
OBJETIVO 
Discorrer sobre os requisitos mínimos exigidos para um composto funcionar como o material genético, demonstrar como o DNA e o RNA foram 
descobertos como sendo o material genético em diversos organismos, e comentar sobre a estrutura do material genético, como o mesmo se encontra 
organizado, e como a informação genética é transferida e utilizada. 
 
CONTEÚDO 
 O DNA e o RNA como materiais genéticos 
 A natureza química e características fundamentais do material 
genético 
 Provas experimentais de que o DNA é o material genético na 
maioria dos organismos 
 O RNA como material genético em alguns organismos 
 A estrutura do DNA 
 Os componentes do polímero do DNA e da dupla hélice 
 Genes e a informação biológica 
 Genes são segmentos de DNA 
 A organização dos genes na molécula de DNA e nos 
cromossomos 
 
 
GUIA DE ESTUDOS 
 
 Saiba quais são as características fundamentais e desejáveis do material genético. 
 Porque as proteínas foram consideradas durante muito tempo como as mais prováveis candidatas a material 
genético? 
 No estudo do “princípio transformante” feito por Griffith, qual a importância da capa protéica de bactérias? Saiba 
como a cápsula funciona no organismo. Saiba também interpretar os quatro experimentos conduzidos por ele. 
 O que acontece durante a transformação bacteriana? Saiba relacionar estes eventos com os achados de Griffith 
sobre a natureza do material genético. 
 Qual o princípio geral dos experimentos de Avery, MacLeod e McCarty? Interprete os resultados à luz do que os 
autores concluíram em seu trabalho (ver Box no texto de aula). 
 Qual o princípio geral dos experimentos de Hershey e Chase? Interprete os resultados até a 1a. geração. Porque foi 
importante deixar as bactérias crescerem por mais uma geração? 
 Como você poderia provar que o RNA também pode servir como material genético? 
 Quais são os componentes básicos da cadeia de DNA? E de RNA? Saiba explicar qual a importância das hidroxilas 
dos C2 e C3 do açúcar. 
 Saiba como diferenciar bases púricas de bases pirimídicas. 
 O que significa 5’-3’ e 3’-5’? Qual o sentido da vida? (aqui você pode até filosofar um pouco, mas não na prova...). 
Porque as cadeias de DNA crescem somente em um sentido? 
 Saiba como um número relativamente pequeno de subunidades do DNA (por exemplo 10) pode fornecer tamanha 
variabilidade genética (1.048.576 possíveis combinações). 
 Saiba quais as características do DNA que o fazem ideal para servir como material genético. 
 A proporção de bases de Chargaff auxiliou na elucidação da estrutura do DNA. Saiba descrever como. 
 Você tem alguma teoria para a extrema variabilidade entre as proporções de bases observada quando diferentes 
organismos são comparados? Relacione isto com as teorias de evolução. 
 Porque os filamentos de uma cadeia de DNA têm sentidos opostos? 
 Descreva como seria um segmento de DNA que contivesse pareamentos entre purinas apenas. E entre pirimidinas. 
 Qual a contribuição de pontes de hidrogênio para a estabilidade do DNA? Elas são mais fortes entre pares AT ou 
pares GC? Como isso influencia na hibridização e na desnaturação de cadeias de DNA? 
 É certo afirmar que a estrutura do RNA é mais simples do que a do DNA? Porque? 
 A hibridização, ou reassociação de moléculas desnaturadas de DNA segue alguns princípios. Quais são estes? 
 
 
 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 20 
Independentemente de qual a composição do material genético, para que algum composto possa desempenhar seu papel como material genético ele deve 
apresentar várias características, tais como: 
 
 Grande variedade de formas, ligadas às múltiplas funções em um organismo, E PORTANTO: 
 
• habilidade de estocar grande quantidade de informação e de expressá-la nas células quando necessário 
 
 Habilidade de transferir a informação para células-filhas, ATRAVÉS DA: 
 
• replicação de sua própria estrutura 
 
 Estabilidade física e química de tal forma a não perder informação com o passar do tempo, MAS: 
 
• variação por mutação, para permitir a evolução e especiação 
Proteínas 
20 subunidades constituintes 
Muito abundantes em células 
(até 50% do peso de células) 
 
DNA 
Apenas 4 subunidades 
Menos abundante 
Modelo errado (na época) 
 
Visão do DNA no início 
do século 
XX Modelo tetranucleotídeo incorreto para o DNA: 
Todas as moléculas eram exatamente iguais 
Modelo correto para as proteínas: 
Uma variedade de formas e composição 
DNA OU PROTEÍNA? 
CARACTERÍSTICAS ESSENCIAIS DO MATERIAL GENÉTICO 
INTRODUÇÃO: UM POUCO DE HISTÓRIA 
A história do DNA, ou melhor dizendo, do material genético, remonta do século XIX quando, em 1833, Brown descreveu o núcleo celular pela primeira vez. Alguns 
anos depois, em 1839, Shleiden e Schwan propõem a teoria celular. O famoso trabalho de herança genética realizado por Mendel foi inicialmente publicado em 1866, e 
três anos depois (1869) Miescher descobre a “nucleína” em núcleos de glóbulos brancos (Miescher, F. Über die chemische Zusam-mensetzung der Eiterzellen. Hoppe-
Seyller´s Mediz.-Chem. Untersuch., v. 4, p 441-460, 1871). Demonstrou-se posteriormente que a “nucleína” era na verdade composta por uma fração protéica e outra 
ácida, denominada de “ácido nucléico” (Altman, R. Über Nucleinsäuren. 1889. Citado em: A Century of DNA, F.H. Portugal e J. S. Cohen, 1977. MIT Press). No 
entanto, somente alguns anos depois, no final do século, é que se passa a aceitar que o núcleo é o sítio físico onde se encontra o material genético, fato confirmado 
definitivamente em 1924 (Feulgen, R;. Rossenbeck, H.Mikroskopisch-chemicher Nachweis einer Nucleinsäure vom Typus der Thymonucleinsäure und die darauf 
beruhende selective Färbung von Zellkernen in miksodkopichen Präparaten. Hoppe-Seyler´s Z. Physiol. Chem, v. 135, p. 203-248, 1924). Na virada do século XIX, 
Albrecht Kossel descobre as bases nitrogenadas do DNA, e por volta de 1930 verifica-se que os ácidos nucléicos podem ser tanto ribonucléicos (RNA) quanto 
desoxiribonucléicos (DNA). 
Conclusão: Na época, o melhor candidato a cumprir as funções de material genético eficientemente eram as 
proteínas, embora não existisse ainda uma evidência experimental sólida 
Como os estudos realizados indicavam que as bases ocorriam em proporções eqüimolares, em 1921 Phoebus Levene propôs a hipótese dos tetranucleotídeos: uma 
organização muito simples dos nucleotídeos repetia-se inúmeras vezes no DNA, mantendo uma proporção de 1:1:1:1 (Levene, P. A. On the structure of thymus nucleic 
acid and on its possible bearing on the structure of plant nucleic acid. J. Biol. Chem., v. 48, p 119-125, 1921). Houve imediata rejeição pela comunidade científica, 
posto que a estrutura dessas unidades seria muito simples para cumprir as funções requeridas pelo material genético. Essa “simplicidade” não seria apresentada pelas 
proteínas, muito mais complexas e capazes, portanto, de reter muito mais informação, sob este ponto de vista. 
À luz dessa visão, ganhou corpo a aceitação da teoria de que as proteínas encontradas no núcleo, e não o DNA, seriam as portadoras da informação genética. Em 1928 
Griffith demonstrou a transformação bacteriana, mas foi incapaz de determinar se ela era causada por proteínas ou por DNA. Essa dúvida perdurou por muitos anos, 
pelo menos até 1944, quando Avery e colaboradores realizaram experimentos demonstrando que o DNA era o material responsável pela transformação bacteriana. 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 21 
O PRINCÍPIO TRANSFORMANTE 
Em 1880, Robert Koch define a existência de “espécies” de bactérias, no sentido taxonômico, no entanto deixa a descoberto as várias “formas” dentro de cada espécie 
(por exemplo, virulentas e avirulentas). Em 1928, Frederick Griffith descobre a transformação bacteriana em Streptococcus pneumoniae. Essa bactéria apresenta várias 
cepas, algumas virulentas, outras não. Griffith propõe “a ação de uma substância que altera a bactéria de um tipo para outro”. 
Uma das características fundamentais do sistema de virulência 
dessas bactérias é a presença de uma cápsula ou capa protéica 
nas cepas virulentas. Um dos atributos importantes dessa cápsula 
protéica é que ela protege as bactérias contra fagocitose, e 
portanto cepas portadoras da cápsula protéica são virulentes, isto 
é, causam doença e morte ao animal. 
Composição: dependendo do sorotipo, polissacarídeos tais como 
ramnose, glicose, galactose, ramnose. 
Cápsulas conferem uma aparência suave (S) e brilhante às 
células, enquanto que a sua ausência dá uma aparência rugosa 
(R). 
A transformação de um tipo virulento para um avirulento ocorre naturalmente, e isto chamou a atenção de Griffith: 
pacientes que se recuperavam de pneumonia apresentavam sempre formas avirulentas na saliva. 
OS EXPERIMENTOS DE GRIFFITH (1928) 
GRIFFITH, F. The significance of pneumococcal types. J. Hyg., v. 27, p. 113-159, 1928. 
1 
2 
3 
4 
Confirmação dos experimentos de Griffith 
1931- Henry Dawson (Rockefeller Institute) confirmou as 
observações de Griffith e as extendeu um passo a mais: 
 - transformação pode ocorrer in vitro: células IIIS mortas 
por aquecimento incubadas com células IIR vivas 
geravam células IIIS vivas. 
 
1933 - Lionel Alloway refinou o sistema in vitro, através do uso de 
extratos não purificados, e chegou à mesma conclusão 
que os pesquisadores anteriores: Formas avirulentas 
foram transformadas em formas virulentas. 
Até aquele momento, no entanto, a transformação ainda era vista 
mais como um evento fisiológico do que como um evento 
genético. 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 22 
Os quatro experimentos de Griffith (1928) com 
transformação de S. pneumoniae 
1 - Camundongo injetado com bactérias IS:  
2 - Camundongo injetado com bactérias IIR:  
3 - Camundongo injetado com bactérias IS mortas por 
aquecimento:  
4 - Camundongo injetado com bactérias IS mortas por aquecimento 
() misturadas com tipo IIR vivas ():  
e mais: formas IS vivas foram recuperadas dos animais 
 
 
Formas não patogênicas foram transformadas em formas 
patogênicas 
 
Possível explicação: bactérias do tipo IIR recuperaram habilidade 
de produzir cápsula. 
Não, pois se isso fosse correto as bactérias seriam do tipo IIS, mas 
as bactérias eram do tipo IS, do mesmo tipo das bactérias mortas 
injetadas em conjunto com as IIR! 
 
Conclusão: um componente das bactérias IS mortas por 
aquecimento tinha “transformado” as células IIR em IS 
OS EXPERIMENTOS DE AVERY, MACLEOD E McCARTY (1944) 
AVERY, O.T.; MacLEOD, C.M.; McCARTY, M. Studies on the chemical nature of the substance inducing transformation of pneumococcal types: 
Induction of transformation by a desoxyribonucleic acid fraction isolated from pneumococcus type III. J. Exp. Med., v. 79, p. 137-158, 1944. 
Esses cientistas partiram praticamente do ponto onde Griffith havia parado: a transformação bacteriana. No entanto, eles foram um pouco adiante, ou melhor, bastante 
adiante, pois a intenção deles era testar qual dos componentes celulares era o responsável pela transformação bacteriana. A estratégia adotada por eles foi preparar um 
filtrado de vários litros (50 a 70) de células IIIS mortas por aquecimento, contendo o “princípio transformante”, e submeter os componentes a enzimas degradativas 
específicas, utilizando o produto da degradação para testes da capacidade transformadora. Como, além do DNA e das proteínas, as células também contém grande 
quantidade dos polissacarídeos capsulares e RNA, eles utilizaram quatro enzimas em seus experimentos: SIII, tripsina, RNAse e DNAse. Uma representação dos passos 
seguidos é apresentada a seguir: 
Conclusão: O princípio transformante deveria ser aquele que, ao ser destruído, não mais aferia ao filtrado a capacidade de transformar células: o DNA 
A conclusão do trabalho original foi transmitida pelos próprios autores de forma bastante simples: “A evidência apresentada suporta a crença de que um ácido nucléico do 
tipo desoxirribose é a unidade fundamental do princípio de transformação de Pneumococcus pneumoniae”. 
Segundo os autores, “ácidos nucléicos deste tipo devem ser considerados não somente com função estrutural importante, mas também como uma função ativa em 
determinar as atividades bioquímicas e as características específicas das células do coco”. 
Isto sugere que o princípio transformante interage com as células IIR e desencadeia uma série de reações enzimáticas que culminam com a síntese da cápsula do tipo 
IIIS. Ademais, quando a transformação ocorre, o polissacarídeo capsular é produzido em gerações sucessivas. Assim, a transformação é hereditária e o processo afeta o 
material genético. 
A partir de 
um filtrado 
de células 
virulentas 
mortas, são 
retiradas 
quatro 
alíquotas 
Cada alíquota 
é tratada com 
um produto 
específico, 
que degrada 
apenas um de 
seus 
componentes 
Enzima SIII – hidrólise de polissacarídeos 
capsulares 
Após a 
degradação, o 
filtrado é 
utilizado para 
transformar 
células não 
virulentas, 
vivas, 
simulando o 
que Griffith 
havia feito no 
passo 4 
 
Tripsina – degradação de proteínas 
RNAse – degradação de RNA 
DNAse – degradação de DNA 
√ Transforma 
√ Transforma 
√ Transforma 
Não transforma 
R
E 
S 
U 
L 
T 
A 
D 
O 
OSEXPERIMENTOS DE ALFRED HERSHEY E MARTHA CHASE (1952) 
HERSHEY, A.D.; CHASE, M. Independent functions of viral protein and nucleic acid in growth of bacteriophage. J. Gen. Phys., v. 36, p. 39-56, 1952. 
Amostras radioativas do fago T2: proteínas marcada com 35S e DNA 
marcado com 32P, extraídas de Escherichia coli cultivadas 
com nutrientes marcados (duas culturas independentes, 
uma para cada radioisótopo). 
 
 Fagos marcados, extraídos das culturas radioativas, foram usados 
para infectar culturas não-radioativas por apenas alguns 
minutos: 
 - tempo suficiente apenas para a introdução do material 
genético dos fagos nas células bacterianas 
 - não permitiu a produção de novos fagos 
 - não ocasionou a morte das bactérias 
 
 Forte agitação (liquidificador) após o tempo determinado: 
 - remoção das partículas externas dos fagos aderidas às 
bactérias 
 - retenção da substância injetada pelos fagos nas bactérias: 
os genes do fago 
 
  Centrifugação das culturas: 
 - células bacterianas, relativamente mais pesadas, coletadas 
no pellet no fundo do tubo 
 - partículas vazias do fago mantidas em suspensão 
 
Informação 1: mais de 80% do 32P estavam presentes nos pellets 
bacterianos 
 
 
 Bactérias deixadas para crescer e produzir novos fagos 
 
Informação 2: quase metade do 32P, porém menos de 1% do 35S, 
estavam presentes nestas novas partículas do fago 
 
 
Conclusão: o material genético era o DNA e não a proteína 
 
Baseados na radiomarcação e no uso de bacteriófagos. Proteínas podem ser marcadas com enxofre radioativo, que é incorporado aos aminoácidos cisteína e metionina; 
DNA não tem enxofre, mas pode incorporar fósforo radioativo, que não será incorporado às proteínas (que não contém P). Os dois radioisótopos podem ser facilmente 
diferenciados, pois emitem radiações com características diferentes. 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 23 
E O RNA? 
FRAENKEL-CONRAT, H.; SINGER, B. Virus reconstruction: II. Combination of protein and nucleic acid from different strains. Biochem. Biophys. Acta, v. 24, p. 530-548, 1957. 
Alguns organismos têm 
RNA como seu material 
genético 
 
1956 – Gierer e Schramm 
- plantas inoculadas com o 
RNA purificado do vírus do 
mosaico do fumo (TMV) 
desenvolveram lesões típicas 
- plantas inoculadas com o 
RNA purificado e tratado 
com uma ribonuclease não 
desenvolveram lesões. 
 
1957 – Fraenkel-Conrat e 
Singer 
- isolamento de proteína e 
RNA de dois diferentes 
sorotipos de TMV e 
construção de partículas 
híbridas; 
- inoculação de plantas com 
as partículas híbridas; 
- recuperação da progênie 
viral das plantas infectadas. 
 
 
Conclusão: cada progênie 
isolada era do tipo 
especificado pelo RNA, e 
não pela capa protéica. 
 
Demonstração que o RNA é o material genético no vírus do mosaico do fumo (VMF) 
 
Partículas híbridas foram construídas a partir das proteínas da capa de uma cepa e do RNA de outra cepa, e utilizadas para 
infectar folhas de fumo em dois diferentes experimentos. As progênies foram então isoladas das folhas e analisadas quanto às 
suas características, e se observou que a proteína da capa era sempre do tipo determinado pelo RNA componente, indicando que 
a capa híbrida em si não pode ser transmitida às gerações futuras. 
UM POUCO MAIS DE HISTÓRIA, PARA FINALIZAR – E INCLUÍNDO A ERA DA GENÔMICA... 
1833 – Brown 
descreve o 
núcleo celular 
1839 – Shleiden 
e Schan 
propõem a 
teroria celular 
1865 – 
Mendel 
descobre as 
leis genéticas 
1889 – Altman 
descobre as frações 
protéica e ácida da 
nucleína 
1905 – Archibald Garrot 
formula o conceito de 
erros inatos do 
metabolismo em humanos 
1869 – 
Mieschner 
descreve a 
nucleína 
1900 – o 
trabalho de 
Mendel é 
redescoberto 
1913 – Alfred 
Sturtevant faz o 
primeiro mapa 
linear 
1924 – Feulgen e 
Rosembeck propõem o 
núcleo como a sede do 
material genético 
1921 – Levene 
propõe a teoria 
(incorreta) dos 
tetranucleotídeos 
1928 – Griffith 
demonstra a 
transformação 
bacteriana 
OS PRIMEIROS CENTO E POUCOS ANOS – 1833/1943 
OS QUARENTA ANOS SEGUINTES – 1944/1983 
1944 – Avery e 
colaboradores 
demonstram ser o 
DNA o material 
genético 
1952 – Hershey e 
Chase confirmam 
o DNA como 
sendo o material 
genético 
1953 – Watson e 
Crick 
descobrem a 
estrutura da 
dupla hélice 
1957 – Fraenkel-Conrat 
e Singer descobrem que 
o RNA também pode ser 
o material genético 
1966 – Nuremberg, 
Kholana e Holley 
determinam a 
natureza do código 
genético 
1972 – Cohen e 
Boyer 
desenvolvem a 
tecnologia do DNA 
recombinante 
1977 – O 
seqüenciamento do 
DNA é desenvolvido 
independentemente por 
dois grupos 
1982 – o Banco 
de Dados 
Genéticos 
Mundial é 
estabelecido 
1983 – o primeiro 
gene humano de 
doença (Huntington) 
é mapeado 
geneticamente 
OS ÚLTIMOS VINTE E POUCOS ANOS – 1984/2004... 
1985 – a PCR 
(reação em 
cadeia da 
polimerase) é 
inventada 
1984 – primeiras 
discussões sobre 
o seqüenciamento 
do genoma 
humano 
1986 – o Consórcio 
Internacional de 
sequências de 
Nucleotídeos é 
estabelecido 
1986 – o gene da 
distrofia muscular 
é descoberto por 
clonagem 
posicional 
1986 – o primeiro 
instrumento de 
seqüenciamento 
automático é 
desenvolvido 
1987 – um mapa 
do genoma 
humano, de 
primeira geração, é 
descrito 
1988 – a 
clonagem 
baseada em 
YACs é 
desenvolvida 
1988 – o consórcio 
HUGO (Human 
Genome 
Organization) é 
estabelecido 
1989 – o conceito 
do mapeamento 
por STS 
(Sequence-tagged 
sites) é criado 
1989 – o gene da 
fibrose cística é 
descoberto por 
clonagem 
posicional 
1990 – o 
projeto 
Genoma 
Humano é 
lançado 
1990 – primeiras 
discussões 
públicas sobre 
ética e moral do 
projeto genoma 
1990 – o primeiro 
gene responsável 
por câncer 
humano (BRCA1) é 
descoberto 
1991 – os 
primeiros centros 
de estudos 
genômicos são 
estabelecidos 
1992 – um mapa 
do genoma 
humano de 
segunda geração é 
descrito 
1993 – o plano de 
estudos para os 
próximos cinco anos 
do Projeto Genoma 
Humano é lançado 
1994 – o mapa 
físico do Projeto 
Genoma 
Humano é 
produzido 
1995 – o primeiro 
genoma de bactéria 
(Haemophilus 
influenza) é 
seqüenciado 
1995 – primeira 
legislação contra a 
discriminação de 
indivíduos com base 
em seu genoma 
1996– o plano 
piloto para o 
seqüenciamento 
do genoma 
humano é lançado 
1996– o primeiro 
genoma de archae e de 
Saccharomyces 
cerevisiae são 
produzidos 
1996 – o 
primeiro mapa 
genético 
humano é 
construído 
1996– o mapeamento 
do genoma do 
camundongo, para 
fins comparativos é 
produzido 
1996– são estabelecidos os 
“Princípios de Bermudas” 
para a disponibilização 
rápida e livre de dados de 
seqüenciamento 
1997– o 
genoma de 
Escherichia 
coli é 
seqüenciado 
1997– são estabelecidos 
mais centros de 
seqüenciamento na 
França e nos Estados 
Unidos 
1998– são 
incorporados mais 
30.000 genes no 
mapa do genoma 
humano 
1998– são 
estabelecidos 
centros de 
seqüenciamento no 
Japão e na China 
1998– o 
organismo 
Caernohabditis 
elegans é 
seqüenciado 
1998– o princípio 
de SNP (single-
nucleotide 
polymorphism) é 
estabelecido 
1999– o 
seqüenciamento 
do genoma 
humano é 
implementado 
1999– a primeira 
sequência completa 
de um cromossoma 
humano (22) já é 
completada 
2000 – a 
primeira versão-
rascunho do 
genoma é 
publicada 
2000 – os genomas da 
mosca-das-frutas 
(Drosophila melanogaster) e 
da plantaArabdopsis 
thaliana são sequenciados 
2000 – são passadas legislações 
em apoio ao livre acesso a dados 
de projetos genomas e contra a 
discriminação individual com 
base em defeitosgenéticas 
2001 – as versões-
rascunho do genoma 
humano são publicadas 
por dois grupos 
independentes 
2001 – 10.000 
cDNAs 
humanos 
completos são 
seqüenciados 
2002 – a versão-
rascunho do 
genoma do rato 
é finalizada e 
publicada 
2002 – as versões-
rascunho dos genomas 
do camundongo e do 
arroz são finalizadas e 
publicadas 
2003 – a versão 
“final” do genoma 
humano é 
finalizada e 
publicada 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 24 
O ácido fosfórico 
Ligado ao carbono 5’ do açúcar; até três se 
ligam: , , e , servindo como fonte de 
energia para a formação da cadeia de DNA 
No ácido nucléico, o carbono  forma uma 
ligação fosfodiéster, fazendo uma ponte entre 
dois açúcares adjacentes 
OS COMPONENTES DAS CADEIAS DE DNA E RNA 
O 
H 
 RNA 
 
1´ 
 
 
3´ 
 
 
2´ 
 
 
4´ 
 
 
5´ 
 
O 
H 
O açúcar 
Uma pentose (5 átomos de carbono) na forma estrutural de Haworth. 
Note a numeração dos carbonos: 1´, 2´, 3´, 4´ e´5´ 
No DNA, a 2’-desoxirribose é uma estrutura padrão da ribose onde o 
2’OH foi substituído por um H; no RNA, ambas hidroxilas 
permanecem 
As bases 
Podem ser purinas (Adenina e Guanina), com dois anéis, ou 
pirimidinas (Citosina ou Timidina), com apenas um anel; no 
RNA, uma terceira pirimidina, Uracila, é encontrada 
 γ β α 
 0- 0- 0- 
 I I I 
-0 – P – 0 – P – 0 – P – 0 – 
 II II II 
 0 0 0 
Adenina Guanina 
PURINAS 
Citosina Timina Uracila 
PIRIMIDINAS 
P u l G A 
P i T U C o 
A nomenclatura das bases, dos nucleosídeos e dos nucleotídeos 
 
Base Nucleosídeo Nucleotídeo (e sua forma no DNA/RNA) 
Adenina Adenosina Ácido adenílico (2’-desoxiadenosina 5’-trifosfato) 
Guanina Guanosina Ácido guanílico (2’-desoxiguanosina 5’-trifosfato) 
Citosina Citidina Ácido citidílico (2’-desoxicitidina 5’-trifosfato) 
Timina Timidina Ácido timidílico (2’-desoxicitidina 5’-trifosfato) 
Uracila Uridina Ácido uridílico (uridina 5´-trifosfato) 
Um nucleotídeo 
Bases (A, T, G ou C) 
Pontes de H (2 ou 3) 
Esqueleto Açúcar-Fosfato 
(repetitivo) 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 25 
Ligações - Polinucleotídeo: formado pela união de vários nucleotídeos através dos grupamentos fosfato. Este é o passo essencial para a formação dos chamados 
polímeros de nucleotídeos, ou polinucleotídeos. O DNA e o RNA são polinucleotídeos. 
Ligação fosfodiéster: o grupamento -fosfato se 
liga ao C 5’ de um nucleotídeo e ao C 3’ de outro 
nucleotídeo, através de ação enzimática. A energia 
requerida provém da quebra das ligações fosfato; 
um pirofosfato inorgânico é gerado. 
Fosfodiéster significa duas uniões éster (C-O-P) 5’ 
e 3’ em cada ligação. 
POLINUCLEOTÍDEOS: LIGAÇÕES, TERMINAÇÕES E TAMANHOS 
Tamanhos e combinações 
Exemplo com 10 nucleotídeos apenas 
Raciocínio: qualquer uma das 4 bases pode estar presente em uma determinada posição, e o número de combinações possíveis é: 410 = 1.048.576 
Com isto se observa a grande variabilidade que pode ser encontrada no DNA, já que as possíveis combinações são virtualmente infinitas. 
A- ESTABILIDADE 
 O esqueleto de açúcar-fosfato é extremamente estável 
 
 As ligações C-C no açúcar são resistentes ao ataque químico, exceto por ácidos sob altas temperaturas 
 
 A ligação fosfodiéster é um pouco menos estável e pode ser hidrolizada a temperatura ambiente, sob pH 2; esta não é, no entanto, condição encontrada 
em seres vivos 
 
 Nota: no RNA, a presença do OH extra no C 2’ facilita a hidrólise, e portanto o RNA é menos estável: organismos que usam o RNA como 
material genético precisam protegê-lo com uma capa protéica 
 
 As bases também são bastante estáveis [exceto C, que se desamina para U, que pareia com A e não com G; sistema de reparo substitui Us no DNA, e 
por isso U não é utilizado no DNA (regra: sempre substitua U por C)] 
 
B- SEGURANÇA 
 A molécula é redundante, de tal forma que uma cópia pode servir como modelo para possíveis correções de erros 
 
 A dupla hélice também forma um ambiente hidrofóbico, de tal forma que a água é excluída e as bases e pontes de H sofrem pouco ataque 
PORQUE O DNA É USADO COMO MATERIAL GENÉTICO? 
1 - no nucleotídeo (Açúcar+Fosfato+Base) que está 
entrando na cadeia, a hidroxila do carbono 5` já havia 
reagido com o ácido fosfórico, formando a primeira 
ligação éster 
2 - a hidroxila do carbono 3 ´reage com o fosfato alfa do 
nucleotídeo entrante, formando a segunda ligação éster 
3 - um pirofosfato 
inorgânico é gerado 
Terminação 3´ 
Nesta ocorre o inverso – o grupamento trifosfato perdeu os 
fosfatos  e , mas o grupo OH 3’ permanece intacto 
Terminação 5´ 
 Nesta, o grupamento trifosfato do C 5’ não participa da 
ligação, mas sim o grupamento OH 3’ 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 26 
Chargaff, Visher e Zamenhof (1950): cromatografia em papel para determinar as quantidades de cada uma das bases em amostras de DNA de diferentes tecidos 
animais e vegetais. Os resultados indicam um relação matemática simples, onde o número de adeninas é sempre igual ao número de timinas, e o número de guaninas é 
sempre igual ao número de citosinas. Embora a proporção de A=T e de G=C, os conteúdos de A+T e conseqüentemente de G+C diferem entre organismos, o que pode 
indicar maneiras como os genes são estruturados ou como a ação gênica é controlada. 
Rosalind Franklin também obtivera boas fotografias de difração de raio-X do DNA, e determinara que as fibras poderiam apresentar duas formas: A e B; a ocorrência de 
uma ou de outra dependia do grau de hidratação. Seu trabalho chegou às mãos de Watson e Crick através de um dos revisores, Perutz, com sua apreciação: diâmetro de 20 
Å, mais de uma cadeia, distância entre bases de 3,4 Å, e altura de 34 Å (FRANKLIN, R.E.; GOSLING, R.G. Molecular configuration in sodium thymonucleate. Nature, v. 
171, p. 740-741, 1953.). 
A ESTRUTURA DO DNA 
A DUPLA HÉLICE DE WATSON E CRICK (1953) 
2 – As bases nitrogenadas estão no interior da hélice, e o arcabouço açúcar-
fosfato na parte externa. 
 
Espécie Reino % G+C 
Variação 
intragenômica 
Mycoplasma sualvi Bacteria 23,70 
Mycoplasma genitalium Bacteria 31,64 
Haemophilus influenzae Bacteria 37,50 
Thermogota maritima Bacteria 46,45 
Escherichia coli Bacteria 51,27 
Treponema pallidum Bacteria 52,54 
Deinococcus radiodurans Bacteria 67,24 
Corynebacterium insidiosum Bacteria 77,10 
baixa 
 
Methanococcus jannaschii Archae 31,84 
Pyrococcus horikoshii Archae 42,32 
Archaeoglobus fulgidus Archae 49,37 
Aeropyrum pernix Archae 57,49 
baixa 
 
Saccharomyces cerevisiae Eukarya 39,72 
Caenorhabditis elegans Eukarya 42,58 
Mus musculus Eukarya 52,79 
Homo sapiens Eukarya 52,53 
Alta 
(presença de 
isócoros) 
 
 Fontes; www.kazusa.or.jp.codon; ; www.msu.edu/~jhjacksn/Tools/dodefreq 
 
 
 
 
A estrutura de dupla hélice foi proposta por James Watson e Francis Crick, com base nas evidências que eles recolheram na época, com as seguintes características: 
3 – Os filamentos têm sentidos opostos: 5’-3’ e 3’-5’. Esse antiparalelismo é uma 
consequência do favorecimento topológico e bioquímico da formação de pontes 
de hidrogênio. Isto vale dizer que, se as fitas fossem paralelas, ainda poderiam se 
formar pontes de hidrogênio, mas estas não seriam favoravelmenteenergéticas. 
5 `
5 `3 `
3 `
O 
 
O 
H 
O 
 
O 
 
O 
H 
O 
 
Fonte de 
Raio X 
Filme 
Amostra 
de DNA 
Raio X 
Difração 
dos raios 
Revelação do filme 
 
Proporção das bases nas 
amostras de DNA 
Organismo 
A:T G:C 
Vaca 1,04 1,00 
Seres humanos 1,00 1,00 
Salmão 1,02 1,02 
Escherichia coli 1,00 0,99 
 Fonte: Chargaff and J. Davidson. Eds. 
 The Nucleic Acids. Academic Press, 1955 
 
Chargaff, E. Chemical 
specificity of nucleic acids 
and mechanisms of their 
enzymatic degradation. 
Experientia, v. 6, p. 201-
240, 1950. 
Em 1951, Watson viu pela primeira vez fotografias de difração de raio-X. As primeiras 
imagens analisadas por ele foram as de Astbury, produzidas em 1938. Essas primeiras 
imagens, que não eram muito boas, representavam a periodicidade de 0,34 nm, o que 
corresponde às bases dos nucleotídeos, que aparentemente estavam empilhadas (Astbury, 
W. T.; Bell, F. O. Some recent developments in the X-ray study of proteins and related 
structures. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., v. 6, p. 109-119, 1938.). Segundo 
Watson, o DNA demonstrava ter elementos estruturais regulares e analisáveis; o material 
genético não era totalmente irregular, amorfo e insondável. 
Além dessa proporcionalidade, também foram importantes dados sobre a ocorrência do 
DNA sob a forma cetônica, e não enólica, como se pensava, e o fato de os nucleotídeos 
do DNA estarem ligados por ligações 5´- 3´-fosfodiester (Brown, D. M.; Todd, A. R. 
Nucleotides. Part X: some observations on the structure and chemical behaviour of the 
nucleic acids. J. Chem. Soc., v. 24, p. 52-58, 1952). Todd recebeu o Prêmio Nobel de 
Química em 1957, por essas descobertas. 
O modelo da dupla hélice de Watson e Crick (1953) surgiu basicamente por modelagem; eles construíram um modelo em escala, baseado nas diversas evidências 
existentes, bem como nas leis da química. Em particular, duas linhas de evidência foram utilizadas: (i) As proporções de base de Chargaff e outros dados químicos; (ii) 
As análises de difração de raio X de Wilkins e Franklin. 
 
Espécie Reino % G+C 
Variação 
intragenômica 
Mycoplasma sualvi Bacteria 23,70 
Mycoplasma genitalium Bacteria 31,64 
Haemophilus influenzae Bacteria 37,50 
Thermogota maritima Bacteria 46,45 
Escherichia coli Bacteria 51,27 
Treponema pallidum Bacteria 52,54 
Deinococcus radiodurans Bacteria 67,24 
Corynebacterium insidiosum Bacteria 77,10 
baixa 
 
Methanococcus jannaschii Archae 31,84 
Pyrococcus horikoshii Archae 42,32 
Archaeoglobus fulgidus Archae 49,37 
Aeropyrum pernix Archae 57,49 
baixa 
 
Saccharomyces cerevisiae Eukarya 39,72 
Caenorhabditis elegans Eukarya 42,58 
Mus musculus Eukarya 52,79 
Homo sapiens Eukarya 52,53 
Alta 
(presença de 
isócoros) 
 
 Fontes; www.kazusa.or.jp.codon; ; www.msu.edu/~jhjacksn/Tools/dodefreq 
 
 
 
 
1 – A dupla hélice contém dois polinucleotídeos, determinação esta feita 
através da medida da densidade do DNA; um modelo errado (tripla 
hélice) foi proposto por Linus Pauling alguns meses antes; nesse modelo, 
o eixo açúcar-fosfato estava no meio da tripla hélice, com as bases 
protundidas para o exterior – isso, na concepção de Pauling, tornaria as 
bases acessíveis. Na verdade, as bases para fora, além de expô-las em 
demasia, conferiria um caráter básico ao assim chamado ácido 
nucléico.... 
4 – As bases interagem diretamente através de pontes de hidrogênio. Há também 
interações hidrofóbicas entre as bases, através de forças de Vand der Walls entre elas, 
devido ao seu “empilhamento”, e interações de cátions com o esqueleto açúcar-fosfato. 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 27 
 
 
 
6 – Há dois tipos de sulcos: um 
maior e outro menor (importantes 
nas interações DNA - proteínas). 
 
 
Os átomos C2’ e C3’ podem estar nas formas endo ou exo; as 
rotações ao redor da ligação 4, e mais as possíveis forma anti e 
sin (para purinas) e anti (para pirimidinas), contribuem para as 
diferentes conformações do DNA. 
 Forma do DNA 
 A B C Z 
Direção da hélice Direita Direita Direita Esquerda 
Pb por giro 11 10 (10,5) 9,3 12 
Distância entre pb (Å) 2,6 3,4 3,3 3,7 
Diâmetro da hélice (Å) 23 20 19 18 
Conformação do açúcar C3’ endo C2’ endo C2’ endo (pu) 
C3’ endo (pi) 
Conformação do glicosil Anti Anti Sin (pu) 
Anti (pi0 
 
A forma B é a convencional e a mais estável, para um DNA randômico sob condições fisiológicas. 
A forma A é favorecida na ausência de água. Nesta forma, o sulco maior é mais profundo, ao 
passo que o sulco menor é mais raso. A estrutura cristalina do DNA tende a ser a forma A. 
A forma Z é mais radical, já que inverte a mão de giro. Algumas sequências de nucleotídeos, por 
exemplo quando purinas se alternam com pirimidinas, particularmente G e C, tendem a adquirir 
esta conformação. Nesta forma, o sulco maior é praticamente inexistente, e o sulco menor é mais 
profundo. Não se sabe se o DNA A ocorre em células, mas a forma Z certamente ocorre e pode 
estar associada à regulação da expressão gênica. A formação do Z-DNA é desfavorável do ponto 
de vista energético e topológico. Na junção Z-B DNA, uma base fica “saltada”. Ainda perduram 
muitas dúvidas sobre a importância do Z-DNA, mas acredita-se que ele se forme como 
consequência da transcrição, para aliviar parte da torção que ocorre durante o processo, e assim 
parece que o Z-DNA está associado a regiões de transcrição ativa alta. 
A forma C ocorre sob condições extremamente severas de desidratação. 
Já o A-DNA assemelha-se ao B-DNA mas apresenta um número maior de bases por giro, 
resultando assim em uma molécula mais curta, com um sulco maior mais profundo e um sulco 
menor mais raso, e corresponde ao DNA A desidratado em meio com baixa concentração de sais. 
Outras formas incluem D, E, e P-DNA. 
5 – O pareamento obedece a uma regra importante, que tem a ver com a 
espessura da dupla hélice. Certas combinações (duas purinas ou duas 
pirimidinas) não se encaixam. 
7 – A dupla hélice gira para a direita (isto é, o “corrimão” da escada em 
espiral está à direita de quem sobe...), mas há exceções. 
8 – Existem formas alternativas da dupla hélice, por diferenças em 
conformações do açúcar, e também devido a outras condições do meio 
onde o DNA está. 
 DNA “A” DNA “B” DNA “Z” 
± 11 Å 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 28 
SULCO 
MAIOR 
SULCO 
MENOR 
The structure is an open one, and its water content is rather high. At lower water contents we would expect the bases to tilt so that the structure 
could become more compact. The novel feature of the structure is the manner in which the two chains are held together by the purine and 
pyrimidine bases. The planes of the bases are perpendicular to the fibre axis. They are joined together in pairs, a single base from one chain being 
hydrogen-bonded to a single base from the other chain, so that the two lie side by side with identical z-co-ordinates. One of the pair must be a 
purine and the other a pyrimidine for bonding to occur. The hydrogen bonds are made as follows : purine position 1 to pyrimidine position 1 ; purine 
position 6 to pyrimidine position 6. If it is assumed that the bases only occur in the structure in the most plausible tautomeric forms (that is, with the 
keto rather than the enol configurations) it is found that only specific pairs of bases can bond together. These pairs are : adenine (purine) with 
thymine (pyrimidine), and guanine (purine) with cytosine (pyrimidine). In other words, if an adenine forms one member of a pair, on either chain, 
then on these assumptionsthe other member must be thymine; similarly for guanine and cytosine. The sequence of bases on a single chain does 
not appear to be restricted in any way. However, if only specific pairs of bases can be formed, it follows that if the sequence of bases on one chain 
is given, then the sequence on the other chain is automatically determined. 
 
It has been found experimentally3,4 that the ratio of the amounts of adenine to thymine, and the ration of guanine to cytosine, are always bery close 
to unity for deoxyribose nucleic acid. It is probably impossible to build this structure with a ribose sugar in place of the deoxyribose, as the extra 
oxygen atom would make too close a van der Waals contact. The previously published X-ray data5,6 on deoxyribose nucleic acid are insufficient for 
a rigorous test of our structure. So far as we can tell, it is roughly compatible with the experimental data, but it must be regarded as unproved until 
it has been checked against more exact results. Some of these are given in the following communications. We were not aware of the details of the 
results presented there when we devised our structure, which rests mainly though not entirely on published experimental data and stereochemical 
arguments. 
 
It has not escaped our notice that the specific pairing we have postulated immediately suggests a possible copying mechanism for the genetic 
material. 
 
Full details of the structure, including the conditions assumed in building it, together with a set of co-ordinates for the atoms, will be published 
elsewhere. 
 
Acknowledgements: We are much indebted to Dr. Jerry Donohue for constant advice and criticism, especially on interatomic distances. We have also been stimulated by 
a knowledge of the general nature of the unpublished experimental results and ideas of Dr. M. H. F. Wilkins, Dr. R. E. Franklin and their co-workers at King's College, 
London. One of us (J. D. W.) has been aided by a fellowship from the National Foundation for Infantile Paralysis. 
Figure 1 
This figure is purely diagrammatic. The two ribbons symbolize the two phophate-sugar chains, and the horizonal rods the pairs of bases holding the 
chains together. The vertical line marks the fibre axis. 
CÓPIA DO PAPER ORIGINAL DE WATSON E CRICK, PUBLICADO NA REVISTA NATURE 
 
WATSON, J.D.; CRICK, F.H.C. Molecular structure of nucleic acids. Nature, v. 171, p. 737-738, 1953. 
Medical Research Council Unit for the Study of Molecular Structure of Biological Systems, Cavendish Laboratory, Cambridge. 
 
A Structure for Deoxyribose Nucleic Acid 
 
We wish to suggest a structure for the salt of deoxyribose nucleic acid (D.N.A.). This structure has novel features which are of considerable 
biological interest. A structure for nucleic acid has already been proposed by Pauling and Corey1. They kindly made their manuscript available to us 
in advance of publication. Their model consists of three intertwined chains, with the phosphates near the fibre axis, and the bases on the outside. 
In our opinion, this structure is unsatisfactory for two reasons: (1) We believe that the material which gives the X-ray diagrams is the salt, not the 
free acid. Without the acidic hydrogen atoms it is not clear what forces would hold the structure together, especially as the negatively charged 
phosphates near the axis will repel each other. (2) Some of the van der Waals distances appear to be too small. 
 
Another three-chain structure has also been suggested by Fraser (in the press). In his model the phosphates are on the outside and the bases on 
the inside, linked together by hydrogen bonds. This structure as described is rather ill-defined, and for this reason we shall not comment on it. We 
wish to put forward a radically different structure for the salt of deoxyribose nucleic acid. This structure has two helical chains each coiled round the 
same axis (see diagram). We have made the usual chemical assumptions, namely, that each chain consists of phosphate diester groups joining ß-
D-deoxyribofuranose residues with 3',5' linkages. The two chains (but not their bases) are related by a dyad perpendicular to the fibre axis. Both 
chains follow right- handed helices, but owing to the dyad the sequences of the atoms in the two chains run in opposite directions. Each chain 
loosely resembles Furberg's2 model No. 1; that is, the bases are on the inside of the helix and the phosphates on the outside. The configuration of 
the sugar and the atoms near it is close to Furberg's 'standard configuration', the sugar being roughly perpendicular to the attached base. There is 
a residue on each every 3.4 A. in the z-direction. We have assumed an angle of 36° between adjacent residues in the same chain, so that the 
structure repeats after 10 residues on each chain, that is, after 34 A. The distance of a phosphorus atom from the fibre axis is 10 A. As the 
phosphates are on the outside, cations have easy access to them. 
REFERENCES 
1- Pauling, L., and Corey, R. B., Nature, 171, 346 (1953); Proc. U. S. Nat. Acad. Sci, 39, 84 (1953). 
2- Furberg, S., Acta Chem. Scand., 6, 634 (1952). 
3- Chargaff, E., for references see Zamenhof, S., Brawerman, G., and Chargaff, E., Biochim. et Biophys. Acta, 9, 402 (1952). 
4- Wyatt, G. R., J. Gen. Physiol., 36, 201 (1952). 
5- Astbury, W. T., Symp. Soc. Exp. Biol., 1, Nucleic Acid, 66 (Camb. Univ. Press, 1947). 
6- Wilkins, M. H. F., and Randall, J. T. Biochim. et Biophys. Acta, 10, 192 (1953). 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 29 
 
 
 
RNA 
ALGUNS ASPECTOS DA QUÍMICA DE ÁCIDOS NUCLÉICOS 
Extremos de pH ou temperaturas altas causam desnaturação do DNA pela quebra das pontes de 
H entre as bases. A desnaturação é reversível (reanelamento). A tm é a temperatura no meio-
ponto da desnaturação, e depende do pH, do tamanho e da composição do DNA, mas 
basicamente quanto maior o conteúdo de G≡C, maior é a temperatura necessária para 
desnaturação. 
A hibridização de diferentes moléculas de DNA ocorre sempre que há um grau suficiente de 
similaridade entre as composições de bases das mesmas; esta particularidade do DNA forma a base 
de algumas técnicas moleculares que serão vistas mais tarde. 
Em fins de 1960 foi proposto que o RNA precedeu o DNA, com base na tripla função do RNA nas células 
(mensageiro, transportador e ribossômico). Outras descobertas mais recentes corroboraram este fato: a existência de 
ribozimas; a presença de cofatores semelhantes aos monômeros de RNA em todos os seres vivos; a flexibilidade do 
RNA; as partículas de RNA interferentes; e a derivação do DNA a partir do RNA. 
De particular importância são as ribozimas, que resolvem o dilema “o ovo ou a galinha”: ácidos nucléicos são 
essenciais à vida mas necessitam de enzimas para funcionar; se o RNA tiver a função de ácido nucléico e de enzima, 
o dilema está resolvido. Assim, o RNA é único na sua capacidade de estocar informação e de executar uma série de 
ações catalíticas. Mais e mais estão surgindo evidências disso (ver por exemplo revisão de Eiras et al. (2006) 
Viróides e virusóides: relíquias do mundo de RNA. Fitopatologia Brasileira, v. 31, n. 3, p. 229-246). 
Há três tipos principais de moléculas de RNA: mRNA, tRNA e rRNA. Uma importante diferença diz respeito à 
presença da base uracila (U) no RNA, ao invés da timidina (T). A uracila forma pares de bases com a adenosina (A). 
Outros tipos de RNA, menos abundantes, são os snRNA, snoRNA, RNA 7SL, dentre outros. 
MOLÉCULA INFORMACIONAL 
MOLÉCULAS FUNCIONAIS 
5’5’
3’3’
5’5’3’3’
8 9 10 11 12 1388 99 1010 1111 1212 1313
26
27
28
29
30
31
43
42
41
40
39
2626
2727
2828
2929
3030
3131
4343
4242
4141
4040
3939
38 32
37 33
36 3435
3838 32323737 3333
3636 34343535
4444
14
15
16
17
18
19
...
21
22232425
...
20
1414
1515
1616
1717
1818
1919
......
2121
2222232324242525
......
2020
4545
4646
4747
......
......
......
......
......
1
2
3
4
5
6
7
69
68
70
67
71
72
73
66
1
2
3
4
5
6
7
11
22
33
44
55
66
77
6969
6868
7070
6767
7171
7272
7373
6666
4848
65
4950
64
51
63
52
62 6565
49495050
6464
5151
6363
5252
6262
59 60
6158
53
54
56
55
57
5959 6060
61615858
5353
5454
5656
5555
5757
C
C
A
C
C
A
C
C
A
UNIDADE 3: TRANSCRIÇÃO - PÁG. 1
ONDE OS GENES ESTÃO LOCALIZADOS 
Os organismos modernos provavelmente evoluíram de um organismo procarionte ancestral, através de uma série de modificações. Os eucariontes anaeróbicos antigos 
deram origem aos eucariontes aeróbicos através da incorporação de bactérias endossimbióticas vermelhas, as quais vieram a se transformar em mitocôndrias. Por outro 
lado, ciano-bactérias protossintéticas tornaram-se endossimbiontes de alguns eucariontes simbióticos, gerando os precursores fotossintéticos das modernas plantas e 
algas. Portanto, além do DNA localizado nos cromossomos, os organismos superiores apresentam também DNA nas suas organelas (mitocôndrias e cloroplastos). 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 30 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Genes são segmentos de DNA 
Em sua definição mais simplista, um gene pode ser definido como um segmento da molécula de DNA separado por DNA intergênico, mas esta definição 
não dá uma idéia exata do que seja um gene. Uma definição mais apropriada pode ser encontrada em alguns livros, tais como “Molecular Cell Biology”, 
de Lodish e colaboradores: “Em termos moleculares, um gene é usualmente definido como toda a sequência de ácido nucléico que é necessária para a 
síntese de um polipeptídeo funcional. De acordo com esta definição, um gene inclui mais do que os nucleotídeos que codificam a sequência de 
aminoácidos de uma proteína, conhecida como a região codificadora. Um gene também inclui todas as sequências de DNA necessárias para a síntese de 
um transcrito de RNA particular. Em alguns genes procarióticos, as sequências de DNA que controlam a iniciação da transcrição pela RNA polimerase 
podem se encontrar a milhares de pares de bases da região codificadora”. O tamanho varia de cerca de 75 até mais de 2.300 pares de bases. Os genes 
estão organizados de maneiras diferentes nos diferentes organismos. Em geral, eucariontes apresentam mais DNA intergênico do que procariontes. Alguns 
vírus apresentam genes muito compactados, inclusive com a sobreposição de quadros de leitura. 
A sequência de nucleotídeos é a característica fundamental do gene. O filamento molde é o que atua como modelo para a síntese do RNA complementar 
(confusão com ‘codificante’ e ‘não-codificante’, e ‘sentido’ e ‘anti-sentido’). 
A informação biológica de um determinado gene é levada por apenas um polinucleotídeo, mas ambas as fitas codificam para diferentes genes. Portanto, lembrar sempre 
que A INFORMAÇÃO DE UM GENE ESTÁ EM APENAS UMA FITA, MAS AMBAS AS FITAS CODIFICAM (PARA DIFERENTES GENES...). 
GENES E A INFORMAÇÃO BIOLÓGICA 
Genes são segmentos de DNA? 
Mesmo estando correta, esta afirmativa é uma super-simplificação do conceito de 
“gene”, que pode ser definido sob várias óticas, desde a mais tradicional (um gene = 
um produto) até outros conceitos mais modernos. O debate persiste, e pode bem ser 
apreciado no artigo “Entre a cruz e a espada: a crise do conceito de gene”, publicado 
em 2007 na revista da Sociedade Brasileira de Genética, cujo sumário é apresentado 
abaixo. 
Genes sobrepostos 
Embora em geral um determinado segmento de DNA codifique apenas um gene, em alguns casos isto não é verdadeiro, formando os chamados genes sobrepostos; estes são 
comuns em fagos e outros vírus, que apresentam um genoma pequeno. Esta estratégia possibilita um maior número de proteínas com menos material genético, e isto é 
conseguido porque a matriz de leitura é diferente de um gene para outro, ou seja, um mesmo segmento é lido a partir de diferentes pontos de início (quadros de leitura). Um 
bom exemplo com os genes A e B do fago X174, aqui representados de maneira hipotética. Note que o gene B está no interior do gene A, enquanto que o gene C divide uma 
parte da região codificante com o gene A; a expressão de um ou de outro obedecerá ao controle celular ou viral. 
Segundo Johnson e Chisholm (2004), a sobreposição de genes tem sido geralmente atribuída à minimização do tamanho do genoma, e também como um mecanismo 
regulatório da expressão gênica. Originalmente descritos para genomas virais, mitocondriais e de elementos extranucleares, hoje eles tem sido encontrado mais freqüentemente 
em DNA cromossomal de procariontes e de eucariontes; de fato, cerca de um terço de todos os genes de procariontes seqüenciados até o momento são sobrepostos (Johnson, 
Z.I & Chisholm, S. W. Properties of overlapping genes are conserved across microbial genomes. Genome Research 14:2268-2272, 2004). No próprio genoma humano, já 
foram relatados inúmeros genes sobrepostos, incluindo genes “aninhados” (“nested”). 
O gene M encontra-se 
completamente aninhado no gene N: 
seu quadro de leitura inicia e 
finaliza no interior daquele. 
Os genes A, B e C apresentam uma topografia 
“convencional”, por assim dizer: não há sobreposição entre 
eles, e os mesmos estão separados por regiões intergênicas. 
Neste e nos demais genes, a seta indica a direção da 
transcrição (fita lida no sentido 3´-5´, com polimerização 
ocorrendo no sentido 5´-3´. 
Os genes K, L, M e N apresentam uma topografia menos comum. 
K e L são genes sobrepostos: ambos são codificados pela mesma fita de DNA, e 
o quadro de leitura de L inicia-se no interior do gene K (ver detalhe abaixo). 
Por outro lado, M é um gene aninhado em N: seu quadro de leitura inicia-se e 
finaliza no interior daquele. 
M 
N 
Os genes W, X, Y e Z apresentam sobreposição parcial, mas são 
codificados por fitas diferentes. 
W e X são “convergentes”, ou seja, seus quadros de leituras, na fita 
superior (W) e inferior (X) convergem entre si. 
Por outro lado, Y e Z, cujos quadros de leitura também estão em 
fitas diferentes, são “divergentes”. 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 31 
Há duas grandes categorias de DNA: 
(i) intragênico, associado com uma unidade 
gênica funcional (íntrons, éxons, promotores) 
ou genes não funcionais (por exemplo 
pseudo-genes); e 
(ii) extragênico, não envolvido com um gene 
ou associado a sequências. A quantidade de 
DNA extragênico varia (por exemplo, mais 
de 70% em humanos) e também contém 
múltiplas cópias de sequências denominadas 
DNA repetitivo. 
Dois grandes grupos de DNA ocorrem em 
cópia única: os genes funcionais de cópia 
simples e o DNA espaçador. 
O DNA repetitivo se divide em sequências 
funcionais e sequências não funcionais ou 
cuja função ainda é desconhecida. Dentre as 
sequências funcionais encontram-se as que 
formam famílias gênicas. Em muitos casos, é 
vantajoso organizar os genes em grupos, 
como ocorre com os óperons e com as 
famílias gênicas. Isto pode facilitar eventos 
como a transcrição e a tradução. 
ORGANIZAÇÃO DE GENOMAS 
Famílias: genes correlacionados não por participarem de uma mesma rota, mas por possuírem sequências similares ou idênticas. 
Famílias multigênicas simples: genes virtualmente idênticos aparecem agrupados em várias cópias (até 2.000 genes de rRNA 5S no cromossomo 1 de seres humanos); surgem 
pela necessidade de grande expressãogênica. Na mosca da fruta e outros organismos, há várias repetições dos grupos. 
Famílias multigênicas complexas: genes similares reunidos em segmentos de DNA. Um exemplo é a família dos genes da globina nos vertebrados. Em humanos, cada tipo de 
polipeptídeo alfa e beta existe como uma família com pequenas modificações. A família multigênica alfa encontra-se no cromossomo 16, e a da beta no cromossomo 11. 
Pseudogenes convencionais: genes funcionais inativos, produzidos por uma ou mais mutações capazes de introduzir um códon de parada ou de alterarem o quadro de leitura 
da sequência codificante. Os pseudogenes são particularmente encontrados em loci de famílias multigênicas; por exemplo, na família do genes alfa e beta globina, os grupos 
incluem genes funcionais e não-funcionais (pseudo-genes), denotados por psi. 
Pseudogenes processados: representam a forma em mRNA do gene, ao invés da forma de DNA original; não têm, portanto, sequências de íntrons e de promotores. O 
mecanismo de surgimento pode envolver transcriptase reversa, convertendo o mRNA processado em DNA que, então, pode ter sido inserido de volta no genoma. 
Relíquias ou restos gênicos: representam truncagens das extremidades 3’ ou 5’ de um gene ancestral, que podem ter surgido por eventos de recombinação direcional ou 
desigual. 
Sequências não-codificantes mas funcionais: os telômeros, no final dos cromossomos, apresentam sequências que não codificam para proteína mas tem uma função muito 
importante durante a replicação. 
FILAMENTOS “MOLDE” E “NÃO-MOLDE” 
PSEUDOGENES 
No funcionamento normal dos genes (painel à esquerda), o DNA é 
transcrito em RNA, que é então "processado" pela remoção dos íntrons (as 
sequências não-codificantes entre as caixas em cinza) e pela adição de uma 
cauda de poli (A). O RNA processado maduro é então traduzido em uma 
cadeia de aminoácidos para formar uma proteína. Os paralelos à direita 
ilustram os dois caminhos que geram pseudogene duplicado clássico (no 
alto) e o pseudogene processado (abaixo). No caminho superior, a 
duplicação do DNA gera duas cópias do gene inteiro (caixa no alto à 
direita), mas mutações um uma das cópias (representadas pelos "x") 
tornam-na um pseudogene. No outro caminho, uma transcrição de RNA 
processado de um gene pode tornar-se transcrita reversamente em uma 
cópia de cDNA (caixa abaixo à direita), que se insere de volta no DNA da 
célula em uma posição aleatória no genoma, frequentemente --como 
mostrado aqui-- no DNA separador entre os genes (caixas brancas na 
figura). 
Fonte: Edward E. Max, M.D., Ph.D. Erros plagiados e a genética 
molecular: mais um argumento na controvérsia evolução-criação. Site: 
http://www.str.com.br/Scientia/plagiados.htm. Acesso em 27/01/2007. 
A informação de um gene é transportada pelo filamento molde (atua como modelo para a síntese de uma molécula complementar de RNA). A informação é lida no sentido 
3’-5’, enquanto que a síntese da fita complementar de DNA ou RNA é sempre no sentido 5’-3’. Outros nomes para os filamentos incluem sentido vs. anti-sentido, e 
codificante vs. não codificante. No entanto, a nomenclatura varia de autor para autor, e geralmente leva a erros na interpretação. 
 
… T A T A A G C A T G T C T T T T A A A T G A 
… A T A T T C G T A C A G A A A A T T T A C T 
 ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ 
 A U G U C U U U U A A A U G A 
 Promotor TATAA …… Início(Met) Serina Fenilalanina Lisina Fim 
 Regiões regulatórias Gene 
 
3´ Fita não molde (sentido, não-codificante) 
 
5´ Fita molde (anti-sentido, codificante) 
 
3´ RNA mensageiro 
5` 
 
3´ 
 
5´ 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 32 
ÓPERONS 
Um óperon pode ser descrito como uma unidade de cistrons adjacentes cuja expressão está sob controle de uma região única (por exemplo, um promotor e um 
operador; ou um ativador e um promotor) e leva à síntese de um mRNA policistrônico único; os genes que compõe um óperon codificam para proteínas 
funcionalmente relacionadas, que participam de uma mesma rota metabólica. Os óperons representam um mecanismo evolucionário muito comum em procariontes, 
que permitem a máxima utilização de seus genomas limitados, bem como uma economia considerável de energia, uma vez que os genes controlados são expressos 
apenas quando necessários, e de forma coordenada, ou seja, na quantidade adequada em que cada um é necessário. Por exemplo, se para fazer uma determinada 
molécula são requeridas três enzimas na proporção 1:1:1, o mais lógico para o organismo é ligar um comando que induza à produção conjunta das enzimas; o mesmo é 
válido para enzimas envolvidas no catabolismo de produtos, por exemplo na utilização da lactose por bactérias. Este, por sinal, foi o primeiro óperon a ser descoberto e 
estudado, em 1960, por Jacques e Monod, do Instituto Pasteur, na França. 
Para elucidar o conceito de óperon e os mecanismos envolvidos na regulação dos mesmos, podemos nos valer do modelo para o óperon da síntese do triptofano, 
composto por cinco genes, cujos produtos (enzimas) convertem corismato em triptofano. O óperon é controlado por um repressor que, quando acionado pelo 
triptofano, se liga ao DNA e impede sua transcrição; assim, quando o triptofano é abundante nas células, ele não precisa ser sintetizado, mas quando ele é escasso, a 
célula precisa promover sua síntese e portanto o repressor não se liga, permitindo a transcrição e tradução do cístron. 
 
 Corismato Antranilato P-ribosil-antranilato Enol-C-fenilamino-P Indol-glicerol-P Triptofano 
1 2 3 4 5 
t r p E t r p D t r p C t r p B t r p A t r p L (Líder) TrpTrp Operador Promotor t r p R 
 ENZIMAS -> Antranilato sintase Fosfotransferase Isomerase Indol sintase Triptofano sintase 
Organização do DNA do óperon da lactose em procariontes 
Rota metabólica levando à produção de triptofano em procariontes 
Opção 1 - SEM ÓPERON: cada gene é regulado individualmente; isto representa maior dispêndio, e pode levar à produção de quantidades 
diferentes de cada um dos produtos gênicos 
Opção 2 - COM ÓPERON: há somente um controle para todos os genes; as vantagens incluem economia de energia e a produção de quantidades 
sempre equivalentes das cinco enzimas requeridas para a produção de triptofano (uma unidade de cada por evento de transcrição) 
L 
 
D 
L 
 
D 
L 
 
D 
L 
 
D 
L 
 
D 
 t r p E t r p D t r p C t r p B t r p A 
L 
 
D 
 t r p E t r p D t r p C t r p B t r p A 
Os passos marcados de 1 a 5, acima, representam as reações realizadas pelas cinco enzimas, codificadas pelos cinco genes trp (A, B, C, D, E). Já que cinco enzimas são 
necessárias para a síntese do triptofano, na proporção de 1:1:1:1:1, ou seja, uma de cada para realizar a rota completa do metabolismo, tem-se basicamente duas opções 
para dar conta do processo de transcrição desses genes: 
Na realidade, o segundo modelo prevaleceu, tendo sido favorecido em termos evolutivos. Estudos mais apurados demonstraram a estrutura do óperon do triptofano 
demonstrada abaixo; note que além dos cinco genes “estruturais”, envolvidos nas reações de síntese do triptofano, o óperon contém ainda dois genes “regulatórios”, 
envolvidos na regulação da expressão gênica do óperon, que será detalhada em um capítulo posterior. 
Conforme comentado acima, o óperon da lactose foi o primeiroa ser descrito, e é um óperon bastante bem estudado. No entanto, diferentemente do triptofano, que 
engloba genes que participam de uma via metabólica para a síntese de um produto, o óperon da lactose engloba genes envolvidos na degradação da lactose para 
utilização como fonte energética por bactérias. Esse óperon contém três genes: lacZ, para beta-galactosidase, lacY para galactosidase permease, e lacA para 
tiogalactosidase transacetilase; o óperon é traduzido como um policístron, e cada gene é precedido por sítios de ligação de ribossomos, que independentemente 
direcionam a tradução. Além desses genes, chamados “estruturais”, o óperon contém ainda um gene “regulatório”, lacI. 
Organização do DNA do óperon do triptofano em procariontes 
l a c Z Operador Promotor l a c I Promotor I l a c Y l a c A 
mRNA 
Beta-galactosidase 
Permease 
Transacetilase 
Enzimas 
Lactose fora da célula Lactose dentro da célula 
Permease Galactose 
 + 
Glucose 
Galactosidase 
Transacetilase 
O metabolismo da lactose em procariontes 
Liga 
 
Desliga 
Liga 
 
Desliga 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 33 
Sequências com função desconhecida 
DNA centromérico altamente repetitivo: contém sequências repetitivas em longos arranjos consecutivos (em tandem). Três tipos são reconhecidos: 
Satélites: encontrados no DNA flanqueando a heterocromatina ao redor do centrômero, podendo ser observados quando da centrifugação de DNA em gradiente de 
cloreto de césio. 
Minissatélites ou variable number of tandem repeats (VNTR): em humanos, 1 a 5 kb consistindo de repetições variáveis de 15 a 100 nt, e utilizados para o DNA 
fingerprinting. 
Microssatélites: compostos por repetições variáveis de 2 nt (por exemplo CA-GT) ou mononucleotídeos (AT), e também úteis como marcadores moleculares. 
Estruturas de grampo: sequências repetidas invertidas capazes de formar estruturas estáveis em grampo, com cerca de 200 pb. Apesar de terem função desconhecida, 
são extremamente comuns, com cerca de 2 milhões de repetições no genoma humano. 
sequências transpostas (transposons): DNA repetitivo que se propaga no genoma através de cópias de si mesmo, as quais podem se mover. Incluem os retro-
transposon, que podem se mover pela ação da transcriptase reversa. 
SINES (Short interspaced elements): estão espalhados pelo genoma e variam em comprimento desde 130 até 300 pb, sendo repetidos até 7.000 vezes. Uma das 
importantes sequências nos humanos é a chamada Alu (contém sítios de restrição para a enzima AluI), que compreende cerca de 5% do DNA humano, e que se 
assemelham ao gene do RNA 7SL, relacionado com a secreção de proteínas. 
LINES: geralmente encontrados como elementos truncados, acreditando-se serem propagados por eventos de retro-transposição. LINE1 representa um elemento 
repetido cerca de 60.000 vezes e com capacidade de se mover no genoma. 
Spacer DNA: tudo o que não é reconhecível em outras categorias. 
Elementos repetitivos em arroz – utilizando um organismo para exemplificar 
 
Microssatélites (1-7 pb), minissatélites (até 40 pb) e satélites (140 a 360 pb) são encontrados no genoma de arroz. Estima-se que o número de microssatélites nesse 
genoma esteja em torno de 6 a 10 mil, com a frequência das diferentes repetições decrescendo com o aumento do tamanho do motivo. 
 
sequências móveis, tais como transposons e retrotransposons, formam uma grande proporção de DNA medianamente repetitivo. Em milho, cerca de 50% do genoma 
é constituído por esses elementos. 
 
Em arroz, deve haver cerca de 1.000 retroelementos. Os retroelementos encontrados no genoma do arroz podem ser classificados em: 
-sequências móveis com repetições terminais longas (LTR – Long Terminal Repeats) 
-Retrotransposons sem LTR: LINEs (Long Interspersed Nuclear Elements) e SINEs (Short Interspersed Nuclear Elements) 
-Elementos de transposição com único LTR: MITEs (Miniature Inverted-Repeat Transposable Elements); estes perfazem cerca de 5% do genoma do arroz, 
encontrando-se prevalentemente em regiões flanqueando genes 
-Transposons das famílias Mutator, En/Spm, e Ac/Ds 
 
Os centrômeros do arroz também contém trechos com sequências repetitivas misturadas com sequências medianamente repetitivas. Pelo menos sete famílias de DNA 
repetitivo exclusivas do arroz já foram encontradas: seis medianamente repetitivas, com 50 a 300 cópias, e uma com 168 pb denominada RCS2, estimada em cerca 
de 6 mil cópias e que pode se estender por até cerca de 150 kbp ininterruptos e 550 kbp de repetições centroméricas com pequenos gaps. 
O “Dogma Central” de Crick, proposto em 1958, postula que a informação biológica é primeiro transferida ao RNA e depois à proteína. O dogma também 
postulava que havia apenas uma direção nesse processo, e que o RNA não poderia orientar a síntese de DNA. Esta afirmativa foi provada errada em 1970, 
quando Temin e Baltimore descobriram que alguns vírus transmitem a informação do RNA para o DNA. Pela sua descoberta, Baltimore, Temim e Renato 
Dulbecco receberam o Prêmio Nobel de Medicina de 1975. A descoberta da transcriptase reversa foi, na época, considerada uma heresia, já que contrariava 
o Dogma Central proposto por Crick... 
O DOGMA CENTRAL 
DNA 
 
 
 
RNA 
 
 
 
Proteína 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 34 
Em 1977 foi descoberto que as sequências codificadoras de vários genes (éxons) são interrompidas por sequências não codificantes (íntrons). Íntrons são comuns em 
eucariontes, tanto no núcleo quanto nas organelas, mas também são encontrados em arqueobactérias, eubactérias e bacteriófagos. Há exceções: por exemplo a grande 
maioria dos genes de leveduras não apresenta íntrons. À primeira vista, representam um notável dispêndio de energia para os organismos, posto que representam 
sequências bastante longas dos genes transcritos. Uma hipótese plausível, e que sugere um benefício deste tipo de arranjo, é que éxons individuais codificam para domínios 
funcionais discretos de proteínas, o que pode possibilitar que novas proteínas sejam rapidamente produzidas durante a evolução, por recombinação ou embaralhamento de 
éxons em novas combinações. Alguns genes contém vários íntrons, por exemplo, o gene para ovalbumina tem sete íntrons, e o gene da alfa-tropomiosina tem 14 íntrons 
(representados na figura abaixo, não desenhada em escala). Alguns íntrons são muito extensos; por exemplo, um dos dois únicos íntrons do gene para a subunidade beta da 
hemoglobina contém mais do que a metade dos pares de bases do gene. 
ÍNTRONS E ÉXONS 
 
 
Região regulatória Região codificante Direção da transcrição 
3´ 5´ 
 
 
GENES PROCARIOTOS 
 
 
 
Região regulatória Direção da transcrição 
3´ 5´ 
 
 
 
 
 
Exons: seqüências 
expressas, mantidas após 
o processamento 
Introns: seqüências 
intervenientes, 
eliminadas após o 
processamento 
 
 
GENES EUCARIOTOS 
 
A maioria dos genes de procariontes não contém íntrons, mas há exceções 
A maioria dos genes de eucariontes contém íntrons, mas há exceções 
 
 
 
 
 GENE A GENE B 
 
Exons do Gene A Exons do Gene B 
3´ 5´ 
 
 
 Proteína A Proteína B 
 
Recomposição de Exons 
 
 Nova Proteína C 
NOVO GENE C 
Formado pela 
recomposição de dois 
exons dos genes A e B 
 
 
 
 
Recomposição de éxons 
Um possível mecanismo evolucionário, 
através do qual novos genes são formados a 
partir da recomposição de éxons de dois 
diferentes genes ancestrais. 
Splicing alternativo – embaralhamento de éxons 
Conforme comentado anteriormente,uma das possíveis vantagens evolucionárias da existência de íntrons e éxons é a possibilidade de embaralhamento dos éxons, 
formando várias proteínas a partir de um mesmo gene. Neste exemplo, o pré-mRNA do gene da alfa-tropomiosina é alternativamente processado em diferentes tipos de 
células, gerando nove tipos de proteínas. 
Músculo estriado 
Músculo liso 
Cérebro (1) 
Cérebro (2) 
Cérebro (3) 
Fibroblasto (1) 
Fibroblasto (2) 
Fibroblasto (3) 
Fibroblasto (4) 
 
 A C E F G I J K L M 
 
 
 A B E F G I J K O 
 
 
 A C E F G I J K 
 
 
 D E F G I J K M 
 
 
 D E F G I J K N O 
 
 
 A C E F G I J K O 
 
 
 A C E F G H J K O 
 
 
 D E F G I J K O 
 
 
 A B C D E F G H I J K L M N O 
 
 
 
 A 1 B 2 C 3 D 4 E 5 F 6 G 7 H 8 I 9 J 10 K 11 L 12 M 13 N 14 O 
 
 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 35 
REVISÃO 
UNIDADE 1 - O material genético 
•Saiba quais são as características fundamentais e desejáveis do material genético (Variedade de formas, autorreplicação, estocagem de 
informação, variação por mutação mas estabilidade física, transferência de informação sem perda de fidelidade) 
•Porque as proteínas foram consideradas durante muito tempo como as mais prováveis candidatas a material genético? (Mais abundantes, maior 
número de subunidades = mais variabilidade potencial) 
•No estudo do “princípio transformante” feito por Griffith, qual a importância da capa protéica de bactérias? Saiba como a cápsula funciona no 
organismo (A cápsula elícita uma reação imune, e protege contra fagocitose) 
•Saiba interpretar os quatro experimentos conduzidos por Griffith (Bactérias IS matam, IIR não matam, IS mortas por aquecimento não matam, e a 
mistura destas com IIR – que sozinhas não matam – mata) 
•O que acontece durante a transformação bacteriana? Saiba relacionar estes eventos com os achados de Griffith sobre a natureza do material 
genético (Transformação é a “absorção” de DNA livre do ambiente e expressão deste pelas células transformadas; as células IIR foram 
transformadas pelo DNA da IS) 
•Qual o princípio geral dos experimentos de Avery, MacLeod e McCarty? Interprete os resultados à luz do que os autores concluíram em seu 
trabalho (Avery e colaboradores utilizaram-se de enzimas degradativas; aquele material que ao ser destruído não mais causasse a transformação 
seria o material genético; quem destrói esse material é a desoxirribonuclease) 
•Qual o princípio geral dos experimentos de Hershey e Chase? Interprete os resultados até a 1a. geração. Porque foi importante deixar as bactérias 
crescerem por mais uma geração? (Radiomarcação de P e S – onde são encontrados?- e uso de bacteriófagos; eles seguiram o destino do isótopo 
radioativo e verificaram que o P seguia em maior quantidade para as gerações seguintes) 
•Como você poderia provar que o RNA também pode servir como material genético? (Experimentos de Fraenkel-Conrat e Singer com partículas 
híbridas de um vírus RNA – as partículas-filhas eram do tipo codificado pelo material genético e não pela capa protéica) 
•Quais são os componentes básicos da cadeia de DNA? E de RNA? Saiba explicar qual a importância das hidroxilas dos C2 e C3 do açúcar (açúcar 
– uma pentose – o ácido fosfórico e uma das 5 bases – A T G C U; as hidroxilas servem de “ponto de reação” para a polimerização) 
•Saiba como diferenciar bases púricas de bases pirimídicas (Purinas – A G- têm dois anéis, pirimidinas – T C- apenas 1 anel) 
•O que significa 5’-3’ e 3’-5’? Qual o sentido da vida? Porque as cadeias de DNA crescem somente em um sentido? (Significa a direção em que as 
cadeias são polimerizadas, sendo 5´-3´ o sentido da vida, exatamente porque, por restrições enzimáticas, as cadeias crescem somente nesse 
sentido) 
•Saiba como um número relativamente pequeno de subunidades do DNA (por exemplo 10) pode fornecer tamanha variabilidade genética - 
1.048.576 possíveis combinações (porque estamos lidando com permutações e combinações – matemáticos, ajudem-nos...) 
•Saiba quais as características do DNA que o fazem ideal para servir como material genético (O esqueleto açúcar-P é estável, as ligações são 
resistentes a ataques, a molécula é redundante, há um ambiente hidrofóbico no interior da dupla-hélice, as bases são estáveis; o RNA, pela 
hidroxila extra, é mais reativo) 
•A proporção de bases de Chargaff auxiliou na elucidação da estrutura do DNA. Saiba descrever como (Essa proporção foi essencial para se 
postular o pareamento específico entre bases; também ajudou na teoria da dupla hélice) 
•Você tem alguma teoria para a extrema variabilidade entre as proporções de bases observada quando diferentes organismos são comparados? 
Relacione isto com as teorias de evolução (Filosofe à vontade) 
•Porque os filamentos de uma cadeia de DNA têm sentidos opostos? (Restrições físicas ao pareamento, sentido de polimerização, ...) 
•Descreva como seria um segmento de DNA que contivesse pareamentos entre purinas apenas. E entre pirimidinas (Entre purinas – dois anéis – 
ficaria muito grande; entre pirimidinas – um anel – ficaria muito pequeno) 
•Qual a contribuição de pontes de hidrogênio para a estabilidade do DNA? Elas são mais fortes entre pares AT ou pares GC? Como isso influencia 
na hibridização e na desnaturação de cadeias de DNA? (As pontes mantém as duas fitas unidas, sendo mais fortes nos pares GC; na desnaturação 
e hibridização, o que vale é a especificidade e o número de pontes formadas) 
•Saiba que a direção de giro da dupla hélice pode ser tanto para a esquerda quanto para a direita. Quais as respectivas conformações? (A, B e C 
tem giro para a direita, Z para a esquerda; a forma B é a “convencional”) 
•É certo afirmar que a estrutura do RNA é mais simples do que a do DNA? Porque? (Sim, se considerarmos que em geral o RNA é produzido como 
fita simples, mas não se considerarmos que muitas espécies – particularmente tRNAs e rRNAs - podem ter extensa hibridização interna, tornando-
as mais complexas do que o DNA) 
•A hibridização, ou reassociação de moléculas desnaturadas de DNA segue alguns princípios. Quais são estes? (A medida é dada pela temperatura 
do meio-ponto da desnaturação, que é dependente do tamanho do DNA, do pH, mas principalmente – e isto diferencia um do outro – da 
composição, ou seja, proporção de ATs e GCs) 
•É pertinente se utilizar a terminologia “filamento molde” e “filamento não-molde”? (Não, apenas segmento molde e segmento não molde; note que 
um gene é codificado por apenas uma das fitas – o segmento molde daquele gene) 
•Genes são localizados apenas nos cromossomos? (Não, há genes em plasmídios e em organelas – mitocôndrias e cloroplastos; ver teorias sobre 
evolução destas organelas) 
•O que caracteriza um óperon? (Um conjunto de genes sob um controle único; quais as vantagens disto?) 
•O que são introns e éxons? Porque eles existem, e em que organismos? (Íntrons são sequências intervenientes, presentes em eucariontes, e que 
podem servir como “fonte de variabilidade”: ver recomposição de éxons e splicing alternativo) 
•O que postula o Dogma Central. Ele está certo? (Postula que a informação genética vai de DNA para RNA para proteína; está errado, posto que 
alguns organismos revertem o ciclo DNA-RNA para RNA-DNA – retrovírus) 
1: O MATERIAL GENÉTICO – 36 
 
UNIDADE 2 
Replicação 
 
OBJETIVO 
Discorrer sobre a necessidade de replicação do material genético e sobre as estratégias utilizadas pelos diferentes organismos, com ênfase nas enzimas 
envolvidas na replicação. 
 
CONTEÚDO 
 Replicação do DNA 
 Padrão geral de replicação 
 Mecanismos de replicação em procariontes 
 Mecanismos de replicaçãoem eucariontes 
 Comparação entre replicação em procariontes e eucariontes 
 
 
GUIA DE ESTUDOS 
 
 Porque é necessário aos organismos replicar o material genético? 
 Como Watson e Crick (1953) inicialmente postularam ser a replicação do DNA? Eles estavam certos? 
 Há três modelos hipotéticos de replicação. Saiba descreve-los e diferencia-los. Há mais de um correto? 
 O experimento de Meselson-Stahl (1958) elucidou o modo de replicação. Saiba como o experimento foi conduzido, 
quais seus postulados, e como os resultados foram interpretados. Porque foi necessário conduzir uma segunda 
geração de replicação para descrever o modelo corretamente? 
 O que são forcas de replicação? Há mais de uma forca atuando simultaneamente em um evento de replicação? 
 A DNA polimerase I foi a primeira polimerase descoberta. Ela é a mais importante? Porque? Saiba dizer qual a sua 
principal função no processo de replicação. 
 Quais são as outras polimerases mais atuantes na replicação de procariontes? Descreva suas funções. 
 Saiba interpretar os diagramas de correção de erros pela DNA pol I, pela sua atividade de exonuclease 3´-5´. Qual 
a função da atividade de exonuclease 5´-3´? 
 Quais são os passos fundamentais dentro do processo de replicação em organismos procariotos? Como os 
organismos conseguem resolver o problema de polimerizar apenas no sentido 5´-3´, porém em qualquer direção – 
isto é, formando segmentos de replicação contínua e segmentos de replicação descontínua. 
 A síntese sempre se inicia com a colocação de um primer. O que são eles e porque não é possível fazer a síntese 
sem os mesmos? 
 Saiba quais são os outros convidados nessa complexa tarefa de replicação do DNA, além das DNA polimerases. O 
que ocorreria na ausência de cada um desses convidados? 
 Topoisomerases desempenham uma função importante nesse processo. Que função é essa e como ela é realizada? 
 Como os eucariontes resolvem o problema de replicar uma enorme quantidade de DNA em tempos relativamente 
curtos, quando comparados com procariontes? 
 Quais são as funções e localizações das principais enzimas participantes da replicação de organismos eucariotos? 
 A telomerase realiza uma importante função: saiba descreve-la, e saiba também qual a associação entre essa 
enzima, o envelhecimento e o câncer. 
 
2: REPLICAÇÃO– 37 
Há três modelos plausíveis para a replicação: 
Conservativo: a molécula-mãe serviria de molde, mas se manteria intacta no final do processo; 
Dispersivo: as duas moléculas resultantes seriam híbridos aleatórios da molécula-mãe e da molécula filha; e 
Semi-conservativo: cada molécula resultante no final seria um híbrido, com uma fita proveniente da molécula-mãe e a outra fita sintetizada durante a 
replicação. 
Para testar as hipóteses, um experimento utilizou o gradiente de centrifugação de cloreto de césio, no qual o material é centrifugado a velocidades 
muito altas (100.000 rpm) por 50-60 horas, de tal forma que os íons de Cl- e Cs+ formam um gradiente. As moléculas de DNA são empurradas para o 
fundo, mas se equilibram no ponto onde a sua densidade as faz boiar. Se um segmento de DNA contiver átomos “pesados” de 15N, ele poderá ser 
distinguido de segmentos que contém apenas átomos “leves” de 14N. 
Porque replicar? Na multiplicação celular, as células filhas necessitam receber a informação genética. 
O padrão geral da replicação: “Não escapou da nossa percepção que o pareamento específico que postulamos sugere imediatamente um possível 
mecanismo de cópia do material genético” (Watson e Crick, 1953), isto é, cada polinucleotídeo pode servir de molde para a síntese de seu 
complemento. 
REPLICAÇÃO DO DNA 
O EXPERIMENTO DE MATHEW MESELSON E FRANKLIN STAHL (1958) 
Neste experimento, células de E. coli cresceram em meio com isótopos pesados de 15N (15NH4Cl), os quais foram utilizados como precursores das 
bases nitrogenadas incorporadas no DNA. Em seguida, as células foram removidas do meio, lavadas e transferidas para meio contendo apenas 14N, 
onde foram deixadas para crescer por uma ou duas gerações. As amostras coletadas em cada etapa foram submetidas a gradientes de CsCl. 
Interpretação do experimento 
À vista dos três modelos teóricos, apenas o modelo semi-conservativo é compatível com os resultados do experimento: 
• uma banda intermediária na primeira geração; 
• uma banda intermediária e uma leve na segunda geração. 
Note que os resultados não seriam conclusivos se apenas uma geração em 14N tivesse sido conduzida, ou se apenas a segunda geração tivesse sido 
analisada. Ambas são essenciais para a interpretação correta do experimento. 
Resultado das 
centrifugações em 
gradiente de CsCl: 
 
Na geração “zero”, 
apenas uma banda 
pesada foi observada. 
 
 
 
 
Na primeira geração 
formou-se apenas uma 
banda de DNA de 
densidade intermediária 
entre os controles 14N e 
15N. 
 
 
 
 
Na segunda geração, 
duas bandas se 
formaram, uma 
intermediária e a outra 
com a mesma densidade 
de 14N. 
 CONSERVATIVO SEMI- DISPERSIVO 
 CONSERVATIVO 
 Resultado observado O que ocorreria em cada um dos modelos 
 
 
Geração 0 
15N 
 
Geração 1 
14N 
 
Geração 2 
14N 
 
 
 
14N 
 
14N/15N 
 
15N 
14N 
 
14N/15N 
 
15N 
14N 
 
14N/15N 
 
15N 
2: REPLICAÇÃO– 38 
MODOS DE REPLICAÇÃO: A ORIGEM E A DIRECIONALIDADE 
Sequências de origem e fim da replicação 
Em E. coli, existe uma origem de iniciação da replicação (oriC), 
composta por três sequências, com 13 pares de bases cada uma, e 
mais quatro sequências, com 9 pares de base cada. Esses segmentos 
de DNA são ricos em pares A=T, posto que nestes pares há apenas 
duas pontes de hidrogênio, facilitando assim a abertura da fita. 
 
 
 
 
 
A terminação se dá em uma de várias sequências Ter, localizadas em 
duas regiões distais à região da ori, chamadas de “armadilhas de 
terminação”, uma da esquerda e outra da direita. Quando uma 
sequência é encontrada pela polimerase – e apenas uma delas – 
forma-se um complexo envolvendo a proteína Tus (Terminus 
utilization substance), que arresta o processo de replicação; a outra 
polimerase (da outra direção da forquilha) continua então até 
encontrar esse complexo, e aí sim a replicação termina. 
O produto final é um concatâmero de duas moléculas, que devem ser 
separadas por ação de uma topoisomerase do tipo 2 (topoisomerase 
IV). 
 
Origem única ou múltiplas origens? 
Em procariontes, via de regra existe apenas uma origem de 
replicação, ao passo que eucariontes são caracterizados por 
múltiplas origens. 
 
 
 
 
Origem 
 
Pelo modelo teórico de W&C haveria uma forquilha na molécula de DNA durante a replicação. John Cairns (1963) testou a hipótese com 
E. coli em meio tritiado. Após um ciclo de replicação, foram observados anéis radioativos, que representariam uma molécula circular 
completa. Várias forquilhas, em diversos estádios de crescimento, foram observadas no segundo ciclo de replicação. Outros experimentos 
demonstraram que a replicação em E. coli ocorre simultaneamente em ambas as forquilhas. Este é o modelo chamado de replicação teta, 
pois, vista ao microscópio, simula a letra grega que tem esse nome. 
 
Nos esquemas acima, pode-se observar que, a partir de uma origem de replicação, as forquilhas se movem em ambas as direções, 
conforme demonstrado no diagrama superior. No modelo demonstrado no diagrama inferior, incorreto para a replicação na maioria dos 
organismos, as forquilhas se movem apenas em umadireção. Este segundo modelo, no entanto, ocorre nas “bolhas” de transcrição, que 
serão vistas mais tarde. Porque incorreto para a maioria dos organismos? Porque alguns vírus, bem como o Fator F de E. coli, apresentam 
uma replicação circular unidirecional. 
Consenso: 
GATCTNTTNTTT 
Consenso: 
TAATCCACA 
 
Número e tamanho de réplicons 
Organismo 
Número de 
origens 
Tamanho do 
réplicon (bp) 
Escherichia coli 1 4.200.0000 
Saccharomyces cerevisae 500 40.000 
Drosophila melanogaster 3.500 40.000 
Xenopus laevis 15.000 200.000 
Mus musculus 25.000 150.000 
Fonte: Lewis, B. L. – Genes V 
 
ori 
TerG 
TerB 
TerA 
TerE 
TerD 
TerF 
TerC 
E 
D 
2: REPLICAÇÃO– 39 
DNA polimerase I 
Em 1957, Arthur Kornberg descobre a DNA polimerase I, considerada como a única polimerase (peso molecular 103 kDa, 400 moléculas por célula – 
90% da atividade total de polimerase). No entanto, em 1969 John Cairns descobre um mutante para essa enzima, que ainda sintetizava DNA mas era 
pouco eficiente em reparar erros. Além da descoberta desse mutante, houve outros pontos de descrédito da polimerase I como a única ou principal 
enzima responsável pela replicação: (i) a síntese in vitro pela pol I era muito lenta e não poderia ser a única enzima a replicar um cromossomo do 
tamanho do encontrado em E. coli; (ii) a enzima era mais efetiva com DNA de fita simples; e (iii) a enzima podia também degradar DNA. 
A descoberta de outras polimerases 
Em 1972, a DNA polimerase III é descoberta; apresenta um alto peso molecular (830 Kda) e várias subunidades componentes, mas é uma enzima rara 
(10-20 moléculas por célula). Experimentos demonstraram ser esta a principal sintetizadora de DNA em bactérias (o papel da pol I é importante na 
fidelidade da replicação). Foi também descoberta a DNA polimerase II, envolvida no reparo de danos do DNA não inerentes à replicação mas sim 
causados por agentes externos. Em 1999 foram descobertas a DNA polimerase IV e a DNA polimerase V, também envolvidas no reparo de DNA, 
possivelmente como resposta ao sistema SOS. 
A DNA polimerase III é a principal responsável pela polimerização 
Ela funciona como um dímero, cada conjunto com dez subunidades 
Pol III: dois conjuntos de dez subunidades 
cada 
 “Core”: alongamento e correção da cadeia 
 – polimerização 
 – 3’-5’ exonuclease 
 – ainda desconhecido 
Carregamento da enzima no DNA 
, , ’, ,  
Processividade e dimerização 
 – movimentação sobre o DNA (processividade) 
 - dimerização da unidade central    
  Alfa -  Epslon -  Theta -  Gama -  Delta -  Chi -  Psi -  Beta -  Thau 
AS DNA POLIMERASES DE Escherichia coli 
5 ´
3 ´
3 ´
5 ´
OS NOVE MANDAMENTOS DA REPLICAÇÃO 
2 – Abertura das fitas nas duas direções, formando duas forquilhas de replicação por origem (uma em procariontes, 
várias em eucariontes), e manutenção das fitas abertas evitando a re-formação das pontes 
3 – Colocação dos iniciadores, uma vez que as DNA polimerases são incapazes de iniciar a síntese; a enzima primase é 
uma RNA polimerase, e portanto o iniciador é de RNA e não DNA 
4 – Remoção da torção à frente das forquilhas, por ação de topoisomerase da DNA girase; essa torção é resultado da 
deshelicoidização da dupla hélice nas forquilhas, e impõe uma restrição física à continuidade do processo 
5 – 
Síntese 
propriamente 
dita 
9 – Separação dos concatâmeros de DNA (procariontes) ou síntese dos telômeros, histonas e outras proteínas associadas 
ao DNA (eucariontes), permitindo a finalização do processo 
8 – União dos fragmentos de Okazaki, pela DNA ligase; os fragmentos são formados em ambas as fitas e em ambas as 
direções, nas assim chamadas “fita líder” e “fita retardada” 
7 – Remoção dos iniciadores e síntese de DNA no seu lugar, já que os mesmos são de RNA e não de DNA; a remoção se 
dá por ação de exonuclease 5´- 3´ da DNA polimerase I, no mesmo sentido da síntese do DNA 
6 – Correção de erros ocasionados pela colocação de nucleotídeos errados; a correção é constante durante a síntese, e se 
dá por ação de exonuclease 3´- 5´ das DNA polimerases 
1 – Localização da origem de replicação, uma sequência específica, com boxes ricos em As e Ts facilitando a quebra das 
pontes de hidrogênio 
2: REPLICAÇÃO– 40 
PROCESSOS INICIAIS DA REPLICAÇÃO 
Primosomo 
 DNA girase 
(topoisomerase) 
iniciador 
(RNA) 
Várias SSBP 
Cada subunidade do dímero é 
composta por 10 proteínas: 
   - alongamento 
  ’   - carregamento 
  - processividade 
Dímero 
DNA 
pol III 
3´ 
3´ 
5´ 
5´ 
5´ 
3´ 
Síntese na fita líder e na fita retardada 
A síntese é bidirecional, mas sempre no sentido 5’-3’. Na 
fita líder, um iniciador é colocado e a síntese é contínua. Na 
fita retardada, os fragmentos são sintetizados a intervalos, na 
medida em que a forquilha avança. A síntese vai até que a pol 
III encontre o fragmento anteriormente sintetizado, quando 
pára e dá lugar a uma molécula de pol I, que remove o 
fragmento de RNA; em seguida, outra molécula dessa mesma 
enzima vem atrás e sintetiza DNA no lugar deixado pelo 
fragmento retirado. A DNA ligase produz uma ligação 
fosfodiéster para unir os fragmentos. A DNA girase, uma 
topoisomerase, está constantemente ativa neste processo. A 
síntese em ambas as fitas segue o mesmo princípio de 
formação da ligação fosfodiéster, porém na fita retardada a 
ligação dos fragmentos de Okazaki, pela DNA ligase, é um 
processo adicional, que consome energia. 
“Priming” 
As DNA polimerases procariotas não têm capacidade 
para iniciar a polimerização: necessitam de um iniciador 
(primer) O iniciador, uma sequência de RNA com cerca 
de 30 bases, é colocado pela primase. O primossomo é 
um complexo formado pela primase mais várias 
proteínas tais como DnaB, DnaT, PriA, PriB e PriC. 
Vários iniciadores são colocados, particularmente na fita 
retardada, onde a síntese é descontínua. 
A síntese é direcionada por um dímero da DNA pol III 
O processo é integrado com a DnaB helicase e outras enzimas. O filamento retardado está 
enrolado no dímero, de tal forma que a síntese procede nos dois filamentos, no mesmo 
sentido de polimerização (5´-3´), embora em direções opostas. No filamento líder, a 
síntese é contínua: a DNA primase liga-se à DnaB, sintetiza um novo iniciador de RNA, e 
se dissocia; esse processo é repetido várias vezes no filamento descontínuo (retardado), 
sempre que um novo fragmento de Okazaki é iniciado. A união das duas subunidades da 
polimerase é apenas transitória, e de tempos em tempos as duas subunidades se separam, 
há movimentação sobre a fita, um novo enovelamento do filamento descontínuo, e o 
processo se repete. 
Deselicoidização da dupla hélice 
400.000 giros da hélice a serem 
deshelicoidizados em 20 minutos (hélice 
girando a uma velocidade de 20.000 rpm!!!): 
descrença no modelo de dupla hélice até a 
descoberta das topoisomerases, incluindo a 
DNA girase, aqui representada atuando à frente 
da forquilha de replicação. 
As fitas de DNA, 
uma vez abertas, 
são estabilizadas 
por várias 
subunidades das 
SSBP (single-
strand binding 
proteins – 
proteínas de 
ligação à fita 
simples). 
DNA 
pol I 
DNA 
ligase 
Primer 
(RNA) 
DNA helicase, 
RNA primase, e 
outras proteínas 
Para que o DNA bacteriano seja replicado, inicialmente é 
necessária sua abertura, o que ocorre na região denominada 
oriC (em Escherichia coli). Várias enzimas participam, 
conforme pode ser visto na figura ao lado. A primeira 
proteína a atuar e a DNA-A, também conhecida por proteína 
iniciadora, cuja função e identificar a origemde replicação e 
iniciar o processo de replicação. Posteriormente, a DNA-B 
entra em ação, com sua função de helicase, abrindo a dupla-
hélice pela quebra das pontes de hidrogênio. Neste processo, 
a DNA-B e auxiliada pela DNA-C; esta facilita a ligação 
daquela ao DNA. 
A REPLICAÇÃO EM SI 
2: REPLICAÇÃO– 41 
Atividade de exonuclease 3’- 5’ das DNA pol I, II e III 
Esta atividade, parte do fragmento de Klenow da DNA pol I, é 
importante na remoção de iniciadores colocados no início de cada 
segmento polimerizado. Esta enzima é a única com esta atividade em 
procariontes, e portanto é essencial no processo, já que a pol III pára 
sua atividade quando atinge um fragmento de Okazaki. Em [A], observa-
se uma cadeia cujo primeiro segmento foi já polimerizado pela DNA 
polimerase III. Esta, ao encontrar o fragmento de Okazaki, pára e cede 
lugar à polimerase I. Observe que a última A- antes do fragmento de 
Okazaki não faz ligação fosfodiéster com o RNA do iniciador. Em [B], 
observa-se que a polimerase I já iniciou sua atividade de exonuclease 5´-
3´, removendo o iniciador e substituindo por DNA. Em [C], a cadeia já 
está quase completa, mas ainda falta remover a última base e promover a 
união fosfodiéster. Em [D], a cadeia está completa e a união final foi 
realizada pela DNA ligase. 
Atividade de exonuclease 
Além da atividade de polimerização, as DNA polimerases também possuem atividade de exonuclease, ligada à correção de erros e à finalização do 
processo de replicação do DNA. A atividade pode ser no sentido 5´- 3´, ou seja, no mesmo sentido da polimerização, ou no sentido oposto, 3´- 5´, 
quando a enzima retrocede, retira um ou mais nucleotídeos, e volta a polimerizar no sentido 5´- 3´. 
CORREÇÃO DE ERROS DURANTE A REPLICAÇÃO: ATIVIDADE DE EXONUCLEASE 3´- 5´ E 5´- 3´ 
As DNA polimerases conseguem reconhecer o arranjo espacial das bases dentro da cadeia dupla de DNA. Quando uma geometria incorreta é 
percebida, a base é removida e substituída pela base correta. 
Metilação do DNA para reconhecimento das fitas 
A metilação do DNA é um processo chave no reconhecimento de qual fita deve ser corrigida. Assim que 
produzido, o DNA novo não é metilado, mas ao final do processo a Dam metilase metila a nova fita. A partir 
daí, as polimerases não conseguem mais diferenciar as duas fitas da dupla hélice. 
Durante a replicação, a 
fita molde está metilada, 
enquanto que a fita 
recém sintetizada não 
5´ 
3´ 
G T A G C C A T G 
C A T C G G T A C 
P
a
r
e
a
m
e
n
to
s c
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o
s 
C A T C G G C A G T A G C C A T G 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
REPLICAÇÃO DO DNA 
As metilações mais 
comuns em procariontes 
ocorrem em C, enquanto 
que em eucariontes 
ocorrem tanto em A 
quanto em C 
Ao final do processo, a 
nova fita também é 
metilada, e não pode 
mais ser diferenciada da 
outra 
U C G G U C A C T T 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ 
C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ * 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A 
C A C T T 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ G G U 
C A C T T 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ 
C A C T T 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ 
A T C G 
G T 
A T 
U 
A T C G 
C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A 
C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ C 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ C A T C G G 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A 
Durante a replicação, houve um erro de incorporação de base, que 
bloqueia o alongamento da cadeia 
O erro é reconhecido pela polimerase, que retrocede para 
posicionar o sítio epsilon (pol III) no par irregular 
Este é removido, e a polimerase continua sua atividade de 
polimerização 
Atividade de exonuclease 5’- 3’ da DNA polimerase I 
Fragmento de Okazaki 
A- 
C- 
G- 
A 
B 
C 
D 
X 
* 
2: REPLICAÇÃO– 42 
As topoisomerases de E. coli 
Topoisomerases constituem uma classe de enzimas que alteram o nível de enrolamento 
de moléculas de DNA fita-dupla. Sua atuação se dá por cortes transientes em uma das 
cadeias de DNA, ou em ambas as cadeias. As topoisomerases, dentre as quais se 
incluem a girase, são capazes de adicionar ou de remover giros do DNA. Sua atuação é 
essencial em processos como replicação e transcrição, nos quais a dupla hélice precisa 
ser relaxada para permitir a ação de outras enzimas envolvidas nesses processos; na 
replicação, em adição a isso, o DNA precisa ser superhelicoidizado ao final, para ser 
compactado. 
Dependendo do tipo de corte praticado, as topoisomerases bacterianas são classificadas 
como: 
Topoisomerases do tipo I: quebram somente um dos polinucleotídeos e passam o outro 
através do espaço aberto pelo corte 
- Tipo I-5’: a extremidade 5’ do polinucleotídeo forma uma ligação covalente com a 
enzima no local do corte 
- Tipo I-3’: a extremidade 3’ do polinucleotídeo é que forma uma ligação covalente 
com a enzima 
Topoisomerases do tipo II (incluindo a DNA girase): quebram ambos os nucleotídeos 
em posições adjacentes 
O mecanismo preciso da ação da topoisomerase II de E. coli (girase) demonstra que a 
extremidade 5’ do DNA clivado permanece covalentemente ligado à enzima via um 
grupamento OH da tirosina. A hidroxila 3´ na outra extremidade ataca, a seguir, o 
DNA intermediário e refaz a forma circular do mesmo, em uma reação que envolve 
hidrólise de ATP para recuperar a forma ativa da enzima (função de ATPase). 
Além das topoisomerases I e II, já foram descobertas as topoisomerases III – 
importantes na regulação da recombinação – e a IV – provavelmente regulando o 
processo de segregação dos novos cromossomos bacterianos logo após a conclusão da 
replicação, já que os mesmos formam dois círculos entrelaçados que precisam ser 
separados. 
A DNA girase corta ambas as fitas 4 bases aparte uma da outra, passa uma das 
fitas ao redor da outra, e re-sela o DNA clivado, removendo giros. 
A enzima é composta por duas subunidades. 
Bacterial Chromosomes 
A maioria das bactérias apresenta um único cromossomo circular, o que já foi demonstrado por várias técnicas. Além 
do cromossomo, os plasmídios bacterianos também são circulares. As descobertas iniciais, apontando para a 
circularidade dos cromossomos e dos plasmídos bacterianos e para a linearidade dos cromossomos eucarióticos serviu 
como base para uma clara divisão entre essas duas classes de organismos. No entanto, na medida em que as pesquisas 
foram avançando, ficou claro que essa dicotomia era incorreta ou, no mímino, uma supersimplificação dos fatos. Assim, 
já foi verificado que algumas bactérias apresentam cromossomos e também plasmídios lineares; já foi verificado 
também que muitas bactérias apresentam mais de um cromossomo, sendo que alguns podem ser circulares, outros 
lineares - isto na mesma bactéria! 
Os estudos apontando para essas evidências começaram no final da década de 1970, com a bactéria Rhodobacter 
sphaeroides, que apresenta dois cromossomos circulares. Estudos posteriores verificaram o mesmo fenômeno em 
Agrobacterium tumefaciens, Rhizobium, Brucella e Paracoccus denitrificans, para citar algumas espécies. Também se 
verificou que espécies dos gêneros Borrelia e Streptomyces podem apresentar tanto cromossomosquanto plasmídios 
lineares, o que pode ser, em algumas situações, um equilíbrio dinâmico decorrente da integração de um fato em um 
cromossomo circular. 
Quando um cromossomo bacteriano é linear, ele passa a apresentar algumas das mesmas restrições à replicação 
apresentadas pelos cromossomos lineares de eucariontes. Essas restrições são resolvidas por telômeros bacterianos, 
que podem ser de dois tipos: (i) grampo; e (ii) invertron. No primeiro caso, formam-se grampos palindrômicos no final do 
cromossomo, euquanto que no segundo caso, proteínas se ligam à extremidade 5´, protegendo o cromossomo contra 
ação de nucleases. Neste último, a replicação do final cromossômico se dá pela união da DNA polimerase com uma das 
proteínas (chamada 5´-terminal protein, ou TP), e essa união favorece a ligação de um dNTP, que serve como iniciador 
para o alongamento da cadeia. 
Outras particularidades que assemelham os processos replicativos e transcritivos bacterianos do que normalmente é 
atribuído somente a eucariontes são a presença de íntrons, e a adição de caudas de poli-A em mRNA procarioto. 
3`- OH + P - 5` 
3`- O P - 5` 
P - 5` + 
Dois fragmentos de Okazaki, um com a terminação 3´-OH e outro 
com a terminação 5´-P, precisam ser unidos para promover a 
continuidade da molécula de DNA sendo sintetizada; a DNA 
polimerase não tem essa capacidade. 
A DNA ligase obtém energia de um ATP livre, um pirofosfato 
inorgânico é gerado, e a enzima se liga à terminação 5´. Neste 
processo, foi consumida uma molécula de ATP do pool 
energético da célula. 
A energia gerada é usada para promover a ligação com a 
extremidade 3´-OH, em processo semelhante ao realizado pelas 
DNA polimerases. 
AÇÃO DA DNA LIGASE PARA A UNIÃO DE 
FRAGMENTOS DE OKAZAKI 
2: REPLICAÇÃO– 43 
Origens de replicação múltiplas 
Esta é a diferença mais óbvia entre procariontes e eucariontes, e permite a replicação do genoma em tempo hábil, até 3 minutos (caso contrário 
poderia levar vários dias!). A figura a cima representa um cromossomo de eucarionte com três origens de replicação. Durante a fase de replicação do 
DNA, as três origens são replicadas simultaneamente, e ao final são geradas duas cromátides-irmãs, que eventualmente serão separadas, formando 
dois novos cromossomos idênticos. Pela tabela, observa-se que o número de origens pode ser muito alto em alguns organismos eucariontes; no rato, 
por exemplo, pode-se ter até vinte e cinco mil origens de replicação no genoma. 
Em eucariontes, a divisão pode durar desde poucos minutos ou horas até 200 horas em algumas células. Os eucariontes têm que 
resolver o problema de replicar vários cromossomos ao mesmo tempo, bem como replicar a própria estrutura dos cromossomos. 
REPLICAÇÃO NOS EUCARIONTES 
 
Número e tamanho de réplicons 
Organismo 
Número de 
origens 
Tamanho do 
réplicon (bp) 
Escherichia coli 1 4.200.0000 
Saccharomyces cerevisae 500 40.000 
Drosophila melanogaster 3.500 40.000 
Xenopus laevis 15.000 200.000 
Mus musculus 25.000 150.000 
Fonte: Lewis, B. L. – Genes V 
 
 
PPPrrroooppprrriiieeedddaaadddeeesss dddaaasss DDDNNNAAA pppooollliiimmmeeerrraaassseeesss dddeee eeeuuucccaaarrriiiooonnnttteeesss 
Exonuclease 
Nome 
3´- 5´ 5´- 3´ 
Outras funções 
α - alfa Não 
Composta por duas subunidades, uma com atividade de primase (coloca 
primers de RNA + segmento de DNA – 30 a 40 nt), e outra com atividade 
de polimerase; participa, portanto, do início da síntese do DNA nuclear. 
Tem pouca fidelidade pela falta de atividade de exonuclease 3´-5´. 
β - beta Não Reparo e recombinação do DNA nuclear. 
γ - gama Sim Replicação do DNA de mitocôndrias e cloroplastos. 
δ - delta Sim 
É a principal responsável pela síntese dos filamentos líder e retardado, 
após ação de primase da polimerase alfa. Associa-se à PCNA 
(proliferating cell nuclear antigen), cuja estrutura é semelhante à da 
subunidade beta da polimerase III de procariontes, formando um grampo 
que aumenta em muito a processividade. Apresenta atividade de 
exonuclease 3´-5´, estando portanto envolvida em reparo do DNA. 
Participa também da síntese translesão. 
ε - épsilon Sim 
Pela sua ação de exonuclease 5´-3´, está envolvida na remoção dos 
primers. Além disso, toma o lugar da subunidade delta quando da 
necessidade de reparos. 
ζ - zeta Não Síntese de DNA translesão. 
η - eta 
Síntese de DNA translesão. Esta enzima insere duas adeninas em oposição 
a dímeros de pirimidinas (que geralmente, mas não sempre, são dímeros 
de timina); por essa razão, é uma polimerase especial, da classe das 
polimerases de síntese translesão. No entanto, como ela insere somente A, 
pode cometer erros (se o dímero de pirimidina for de citosinas). 
θ - teta Reparo do DNA. 
ι - iota Síntese de DNA translesão. 
κ - kapa Síntese de DNA translesão. 
λ - lambda Reparo do DNA. 
μ - mi Reparo do DNA. 
σ - sigma 
Reparo do DNA e coesão de cromátides irmãs; provavelmente replicação 
também. 
 
Problemas: 
 A quantidade de DNA a ser replicado é muito maior do que em uma bactéria, e além disso, o DNA está complexado com proteínas; 
 Os cromossomos não são circulares (têm extremidades) e necessitam de processos especiais na terminação; 
 A eficiência da polimerase em eucariontes é 20 vezes menor do que em procariontes: apenas cerca de 50 nucleotídeos são 
incorporados por segundo; e 
 Há necessidade de dissociação das histonas ligadas ao DNA, nos nucleossomos de cromatina, e sua síntese e reassociação após a 
síntese do DNA. 
O esquema geral é o mesmo descrito para procariontes, mas participando pelo menos treze enzimas já descobertas. Outras proteínas, 
tais como a RPA, tem função primordial na replicação em organismos superiores; a RPA é provavelmente semelhante às SSBP. 
2: REPLICAÇÃO– 44 
REPLICAÇÃO DOS FINAIS DOS CROMOSSOMOS (TELÔMEROS): 
A PARTICIPAÇÃO DA TELOMERASE 
C A T C G G C A G T A G C C A T G 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
C A T C G G C A G T A X X X X X X 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
C A T C G G C A G T A G C C A T G 
G T X X X X X X C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
C A T C G G C A G T A G C C A T G 
G T X X X X X X 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
C A T C G G C A G T A G C C A T G 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
C A T C G G C A G T A 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
X X X X X X 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
5´ 
3´ 
3´ 
5´ 
A síntese na fita líder é normal 
A DNA polimerase alfa já havia colocado um iniciador, que é 
posteriormente removido pela DNA polimerase épsilon, e 
substituído por um segmento de DNA. 
A síntese na fita retardada impõe um problema 
O iniciador é colocado na extremidade, sendo que sua 
remoção é impossível porque a DNA polimerase épsilon não 
tem o “ponto de apoio” para remover RNA e colocar DNA. O 
problema é resolvido por ação da DNA telomerase, uma 
enzima que cataliza a síntese de sequências repetitivas no 
final dos cromossomos. Esta enzima é uma transcriptase 
reversa, que contém em si um iniciador de RNA que serve 
como molde para a síntese do novo segmento de DNA, que 
será adicionado ao telômero. 
REPLICAÇÃO 
TELOMERASE 
G T A C A T C G G C A 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
3´ 
5´ 
C A A C C C 3´ 5´ 
T T G G G G 
C A A C C C 3´ 5´ 
C A A C C C 3´ 5´ 
T T G G G G 
G T A C A T C G G C A 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
3´ 
5´ T T G G G G 
T 
G T A C A T C G G C A 
G T A G C C G T C A T C G G T A C 
3´ 
5´ 
G T A 
C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
C A T C G G T A C 
3´5´ 
T T G G G G 
T T 
T C C G A G A A 5´ 
3´ 
A telomerase direciona a síntese das 
sequências TTGGGG (em humanos, 
essa sequência seria TTAGGG). 
 
 
 
 
 
Assim, são adicionadas várias 
dessas sequências na extremidade 
de cada cromossomo. 
 
 
 
Após, há a formação de uma 
estrutura em pino, de tal forma que a 
DNA polimerase épsilon pode agora 
remover o iniciador e sintetizar DNA 
em seu lugar. Note as pontes de H 
entre Gs. 
 
 
A estrutura em pino é removida por 
ação de endonucleases. 
 
 
 
Após a remoção da estrutura em 
pino e a síntese do DNA, o 
cromossomo teve seu final 
preservado, inclusive com a adição 
de um pequeno segmento. Os 
telômeros de um determinado 
organismo são todos parecidos, e 
formados por sequências repetitivas. 
Telômeros, envelhecimento e câncer 
As sequências teloméricas têm se mostrado altamente conservadas ao longo da evolução, refletindo sua importância. O encurtamento 
dos telômeros tem sido associado aos mecanismos moleculares de envelhecimento. Em muitas células, a telomerase perde a 
atividade, causando assim o encurtamento dos cromossomos e, com o tempo, a perda de capacidade de divisão. Por outro lado, 
muitas células malignas têm telomerases altamente ativas, perpetuando-se assim. Esta última peculiaridade pode ser utilizada em 
terapias anticâncer, por exemplo. 
??????????? 
C A T C G G C A 
G T A G C C G T 
3´ 
5´ 
C A T C G G T A C T T 
5´ 
3´ 
G T A T C C G A G A A 
T G G G G A A 
T T G G G G 
T T G G G G T T 
C C C C A A G 
A A C C C C A A 
T T G G G G T T 
C C C C A A 
2: REPLICAÇÃO– 45 
REVISÃO 
UNIDADE 2 - Replicação 
•Porque é necessário aos organismos replicar o material genético? (Na replicação, as células filhas precisam receber toda a informação 
genética) 
•Como Watson e Crick (1953) inicialmente postularam ser a replicação do DNA? Eles estavam certos? (Não escapou da nossa 
percepção que o pareamento específico que postulamos imediatamente sugere um possível mecanismo da cópia do material genético) 
•Há três modelos hipotéticos de replicação. Saiba descreve-los e diferenciá-los. Há mais de um correto? (Conservativo, semi-
conservativo e dispersivo) 
•O experimento de Meselson-Stahl (1958) elucidou o modo de replicação. Saiba como o experimento foi conduzido, quais seus 
postulados, e como os resultados foram interpretados. Porque foi necessário conduzir uma segunda geração de replicação para 
descrever o modelo corretamente? (O experimento utilizou 15N, que é mais pesado que o N normal, e centrifugação em gradiente de 
cloreto de césio, foram observadas as bandas que se formaram, sendo que na primeira geração não se consegue diferenciar o modelo 
semiconservativo do dispersivo) 
•O que são forquilhas de replicação? Há mais de uma forquilha atuando simultaneamente em um evento de replicação? (Forquilha: local 
aberto onde ocorre o evento (no caso, replicação); nome vem da forma; cada forquilha representa uma origem de replicação, sendo que 
eucariontes apresentam origens múltiplas e portanto múltiplas forquilhas) 
•A DNA polimerase I foi a primeira polimerase descoberta. Ela é a mais importante? Porque? Saiba dizer qual a sua principal função no 
processo de replicação. (Depende; ela é importante mas não é a enzima que faz a maior parte do trabalho; ela entra quando a pol III 
encontra um fragmento de Okazaki, usando sua função de exonuclease 5´-3´, sendo também vital na fidelidade, por sua função 3´-5´ - 
retrocede e corrige) 
•Quais são as outras polimerases mais atuantes na replicação de procariontes? Descreva suas funções. (A pol III é a principal 
polimerizadora, somente parando quando encontra um fragmento de Okazaki, quando cede lugar à pol I; a pol II corrige erros do 
sistema SOS, não inerentes à replicação; as pol IV e V , descobertas recentemente, também são importantes na correção de erros) 
•Saiba interpretar os diagramas de correção de erros pela DNA pol I, pela sua atividade de exonuclease 3´-5´. Qual a função da 
atividade de exonuclease 5´-3´? (3´-5´ retrocede e corrige; 5´- 3´ continua no mesmo sentido e faz excisão das bases do iniciador de 
RNA) 
•Quais são os passos fundamentais dentro do processo de replicação em organismos procariotos? Como os organismos conseguem 
resolver o problema de polimerizar apenas no sentido 5´-3´, porém em qualquer direção – isto é, formando segmentos de replicação 
contínua e segmentos de replicação descontínua. (Separação, colocação dos iniciadores, polimerização, remoção dos iniciadores, 
união dos fragmentos de Okazaki, deshelicoidização da hélice, correção de erros, ...; a solução para o problema passa por 
contorcionismos e malabarismos...) 
•A síntese sempre se inicia com a colocação de um iniciador. O que são eles e porque não é possível fazer a síntese sem os mesmos? 
(Um iniciador é um segmento curto de RNA; ele é essencial por uma deficiência da DNA polimerase em iniciar a síntese a partir do 
nada) 
•Saiba quais são os outros convidados nessa complexa tarefa de replicação do DNA, além das DNA polimerases. O que ocorreria na 
ausência de cada um desses convidados? (helicase, topoisomerase, ligase, primase, SSBP, DnaA, DnaB, etc...; cada um tem sua 
função vital, específica) 
•Topoisomerases desempenham uma função importante nesse processo. Que função é essa e como ela é realizada? (Função é 
deselicoidizar a dupla hélice, através de cortes e reunião de uma ou das duas fitas) 
•Como os eucariontes resolvem o problema de replicar uma enorme quantidade de DNA em tempos relativamente curtos, quando 
comparados com procariontes? (Enzimas são menos eficientes, e há mais atividades – por exemplo a “limpeza” dos cromossomos – e 
o problema é resolvido com múltiplas origens – o trabalho é feito simultaneamente em vários pontos) 
•Quais são as funções e localizações das principais enzimas participantes da replicação de organismos eucariotos? (As enzimas em 
eucariontes recebem nomes gregos, e podem estar localizadas no núcleo ou em organelas; as funções são essencialmente as 
mesmas – primase, polimerase, reparo, remoção dos iniciadores, etc... – ver quadro para mais detalhes) 
•A telomerase realiza uma importante função: saiba descrevê-la, e saiba também qual a associação entre essa enzima, o 
envelhecimento e o câncer. (Há o problema dos terminais dos cromossomos de eucariontes, não circulares; a solução passa por uma 
enzima - a telomerase - que trás em si própria o molde para um segmento que será adicionada no final dos cromossomos, evitando 
seu encurtamento; postula-se que na medida em que os organismos envelhecem, a telomerase perde eficiência e portanto há um 
encurtamento dos cromossomos; infelizmente, há também evidências que em células malignas essa eficiência é preservada – talvez 
aumentada? – causando sua perpetuação) 
2: REPLICAÇÃO– 46 
 
Primosomo: DNA 
helicase + RNA 
primase Topoisomerase 
(DNA girase) 
RNA 
primer 
Várias SSBP 
DNA 
pol I 
DNA 
ligase 
Dímero
DNA 
pol III 
Cada dímero é composto 
por 10 subunidades: 
   - alongamento 
  ’   - carregamento 
  - processividade 
Em eucariotos, o esquema geral 
é o mesmo, mas participam 
cinco enzimas: 
 - replicação descontínua 
 - replicação contínua 
 - reparo 
 - replicação na mitocôndria 
 - reparo? 
Replicação em procariontes 
Replicação em eucariontes 
Transcrição em procariontes 
Transcrição em eucariontes 
RNA pol completa (’) escaneia o 
DNA à procura dos promotores 
(-)10 e (-)35 e forma um complexo 
fechado quando sigma reconhece (-)35 
Sigma se dissocia e as 
subunidades ’ iniciam a 
polimerização do RNATFIID 
TBP 
TFIIA 
1. TBP, componente do 
TFIID, se liga a TATA, e 
TFIIA estabiliza a ligação 
2. TFIIB se liga e catalisa 
ligação da RNA poI II; TFIIF 
direciona a polimerase 
3. TFIIE, TFIIH 
(helicase), e TFIIJ? 
se juntam ao 
complexo 
RNA polimerase II: 
transcrição de 
genes de proteínas 
B F 
H 
E 
J 
2: REPLICAÇÃO– 47 
 
UNIDADE 3 
Transcrição 
 
OBJETIVO 
Discorrer sobre os mecanismos gerais de transcrição e a formação das moléculas intermediárias, com ênfase nos processamentos emvolvidos. 
 
CONTEÚDO 
 Mecanismos gerais e síntese do mRNA 
 Síntese do mRNA 
 Mecanismos de transcrição em procariontes e eucariontes 
 Modificações e processamento do mRNA 
 
 Síntese, características e processamento do rRNA e tRNA 
 Síntese do rRNA e do tRNA 
 Caracterização das moléculas de rRNA e tRNA 
 Modificações e processamento de rRNA e tRNA 
 
 
GUIA DE ESTUDOS 
 
 RNAs são importantes no processo de transcrição e tradução. Saiba quais são as principais moléculas desse ácido 
nucléico, e qual a função de cada uma. 
 Há várias propriedades fundamentais do RNA e da transcrição, das quais sete foram detalhadas em aula. Saiba o 
que cada uma significa. 
 Porque a transcrição, ao contrário da replicação, não requer um primer? 
 Compare e contraste as principais RNA polimerases de organismos procariotos e eucariotos, e saiba como elas 
atuam na transcrição 
 A transcrição em procariontes pode ser convenientemente dividida em três etapas; quais são estas e quais suas 
particularidades? Como se dá a terminação? 
 Em eucariontes, mais fatores participam da transcrição, quando este processo é comparado ao de procariontes. 
Quais são os principais fatores envolvidos? E como são divididas as tarefas para a transcrição de mRNAs, rRNAs e 
tRNAs? 
 O que são ribossomos, e como se dá a síntese e o processamento dos rRNAs? 
 A síntese dos tRNAs é mais complexa do que a de rRNAs; saiba quais os principais passos e processos envolvidos. 
 No tocante a mRNAs, há mais processos ainda, incluindo autoprocessamentos. Saiba listar os processos, e suas 
principais conseqüências para os organismos. 
 
 
3: TRANSCRIÇÃO– 48 
O fluxo da informação genética é, em qualquer organismo, um aspecto 
de extrema importância. Através dele podemos “abrir” o livro fechado, 
que é o DNA, para fazer uma “cópia de trabalho”, que é o RNA. Uma 
grande diferença entre essas duas classes de moléculas – DNA e RNA – é 
que a primeira abrange todo o repositório do genoma de um determinado 
organismo, enquanto que a segunda se refere apenas a uma parte desse 
genoma – parte essa geralmente muito pequena – que representa o que 
está sendo expresso em um determinado momento da vida do organismo. 
Assim, enquanto que o genoma pode ser visto como algo fixo, 
“imutável” (não no sentido de ser livre de mutações, mas sim no sentido 
de estar presente, com mínimas alterações, em todas as células, em todos 
os momentos, em todos os ambientes onde o organismo está), o RNA é 
algo extremamente dinâmico. 
Já vimos em detalhes a REPLICAÇÃO, processo pelo qual uma cópia 
integral do genoma do organismo é feita sempre que ocorre divisão 
celular. Vamos nos ater agora ao segundo passo no fluxo da informação 
gênica, a TRANSCRIÇÃO, processo pelo qual regiões específicas do 
DNA, os genes, são copiados para uma fita de RNA para serem 
posteriormente traduzidos em proteínas (os mRNAs) ou servirem como a 
sede dessa tradução (os rRNAs e os tRNAs). A transcrição guarda muitas 
semelhanças com a replicação, o que frequentemente nos leva a 
confundir os dois processos. 
TRANSCRIÇÃO: SÍNTESE DOS RNAs 
DNA 
 
 
RNA 
 
 
Proteína 
O fluxo da informação gênica passa de DNA para RNA para 
proteínas. As moléculas intermediárias (RNA) podem apenas conter 
informação (moléculas informacionais), ou podem exercer uma 
função física, por assim dizer (moléculas funcionais). Estas últimas 
não são traduzidas. 
Mas em sua essência eles são radicalmente diferentes, pois servem a propósitos distintos. Apenas pequenos segmentos do genoma são transcritos, e 
frequentemente, o que é transcrito em um determinado momento pode não ser transcrito em outro. O processo todo é orquestrado por um conjunto de 
proteínas – conjunto menor em procariontes, muito maior e mais complexo em eucariontes – das quais as RNAs polimerases (cujo nome completo inclui 
a terminologia DNA-dependentes) são as atrizes principais. Essas enzimas, assim como as DNA polimerases, adicionam um novo nucleotídeo a uma 
cadeia já existente, através de uma ligação fosfodiéster, sempre no sentido 5´-3´. O tipo de nucleotídeo adicionado difere daquele adicionado pelas DNA 
polimerases, já que na polimerização dos RNAs, ribonucleotídeos (e não desoxirribonucleotídeos) são usados; esses têm uma hidroxila adicional no 
segundo carbono do açúcar. 
A partir de apenas um segmento de apenas uma das fitas do DNA – o gene que está sendo transcrito – os RNAs são polimerizados sob a forma de fita-
simples. Portanto, esta é uma outra diferença fundamental entre o DNA fita-dupla e os RNAs fita-simples, embora frequentemente estes adquiram 
conformações secundárias extremamente complexas, particularmente os tRNAs e os rRNAs, advindas de pareamento intramolecular. Essas conformações 
transformam essas duas classes de RNAs em “ferramentas”, enquanto que o mRNA, que geralmente se mantém na forma linear, pode ser visto como 
efetivamente uma página aberta de um livro, pronta para leitura e interpretação. 
Para sistematizar o conteúdo deste capítulo, o mesmo será dividido nas três principais moléculas de RNA: mensageiros, ribossômicos e transportadores, e 
dentro de cada uma dessas classes, serão vistos os processos referentes a procariontes e a eucariontes, comparando-os e contrastando-os. Como sói 
acontecer, os processos em eucariontes são mais complexos e extensos, e espera-se que essas diferenças – e suas implicações – tornem-se claras ao longo 
do capítulo. 
RNAs informacionais: intermediários no processo de decodificação de 
genes em proteínas. Podem ser os mRNA de procariontes, 
ou os pré-mRNA de eucariontes. 
RNAs funcionais: agem em nível de RNA e nunca são traduzidos em 
proteínas. Duas classes estão presentes em todos os organismos – os 
tRNAs e os rRNAs – e duas outras classes aparecem apenas em 
eucariontes – os snRNAs e os scRNAs. 
Outros tipos de RNA em eucariotos 
nome função 
-------------------------------------------------------------------------------- 
snRNA processamento de mRNA e rRNA 
snoRNA processamento de rRNA 
RNA 7SL secreção de proteínas 
RNA 7SK função desconhecida 
RNA 7SM função desconhecida 
RNA Alu função desconhecida 
-------------------------------------------------------------------------------- 
PRINCIPAIS TIPOS DE MOLÉCULAS DE RNA: 
mRNA, rRNA, tRNA 
MOLÉCULA INFORMACIONAL 
MOLÉCULAS FUNCIONAIS 
INFORMAÇÃO, 
menos estável 
FUNÇÃO, 
 estável 
FUNÇÃO, 
 estável 
No fluxo da informação gênica – de DNA para proteína – três principais moléculas posicionam-se no centro do ciclo; são elas o RNA ribossômico, o 
RNA transportador e o RNA mensageiro. As duas primeiras moléculas são produtos finais da transcrição, e podem ser descritas como moléculas estáveis, 
de vida longa, e que desempenham papel como moléculas funcionais na tradução. Por outro lado, o mRNA é “apenas” um intermediário entre o DNA e a 
proteína que será produzida; essa molécula não tem função nenhuma além de ser um portador da mensagem decodificada do DNA. Em geral, sua duração 
na célula é muito curta, ou seja, o mRNA é de alto turnover. Outras várias moléculas de RNA são também produzidas, mas neste capítulo nósvamos nos 
concentrar nas três primeiras, que são as que efetivamente participam da tradução, que será vista mais adiante. Das três, o mRNA é a molécula mais 
altamente processada, particularmente em eucariontes, e também a que sofre um controle da expressão muito mais acurado; isto porque o mRNA é 
efetivamente o que determina quais as proteínas que vão ser expressas em uma determinada condição, em um determinado ambiente, em um determinado 
órgão ou tecido, etc... 
3: TRANSCRIÇÃO– 49 
PROPRIEDADES DOS RNAs E DA TRANSCRIÇÃO 
Em essência, a transcrição é o processo de construção de uma molécula de RNA a partir de um molde de DNA, processo este orquestrado por uma 
enzima, a RNA polimerase, auxiliada por uma série de outras enzimas e fatores. A transcrição obedece a certas regras. Abaixo apresentamos uma visão 
geral do processo, e após um conjunto daquelas regras (OS DEZ MANDAMENTOS DA TRANSCRIÇÃO), que norteiam o tipo de produto a ser 
produzido no processo. 
A síntese é complementar a uma das fitas do DNA, e cerca de 17 pb se encontram abertos em um determinado momento. A bolha de transcrição se 
move na medida em que o RNA é sintetizado, sendo que o DNA é aberto à frente da bolha e fechado novamente após a transcrição. Isto faz com que o 
DNA seja rotacionado, conforme demonstram as setas; é importante a ação de topoisomerases neste processo. Parte da polimerase está em contato com 
o DNA ainda fechado, à frente da bolha, e o restante com a fita aberta, somando, no total, cerca de 100 pb. O movimento da polimerase é o equivalente 
a cerca de 50 a 90 nt por segundo (DNAs polimerases: cerca de 20 para a I e de 250 a 1.000 para a III). 
UMA VISÃO GERAL DA TRANSCRIÇÃO EM Escherichia coli 
3 ´
 
5 ´
RNA polimerase, 
composta pelas 
diversas 
subunidades; a 
enzima completa 
ocupa cerca de 100 
pares de bases 
RNA nascente 
Híbrido DNA/RNA (cerca de 8 pb) 
“Bolha” de transcrição 
compreende cerca de 17 
pares de bases 
 
Fita molde (serve de molde para a 
RNA polimerase) 
3 ´
5 ´
Direção da síntese do RNA e do movimento da bolha 
O DNA é novamente 
enrolado nesta 
extremidade, por ação de 
topoisomerase 
O DNA é desenrolado à 
frente da bolha, por ação 
de topoisomerase 
1 – O RNA é produzido sob a forma de uma fita simples, o que tem duas implicações principais: 
(i) Ele pode ser mais facilmente degradado, o que é particularmente sensível para o RNA mensageiro; 
(ii) Ele pode formar estruturas secundárias e terciárias muito mais complexas que as do DNA, o que é notório para os RNAs ribossômicos e mais 
ainda para os transportadores. 
2 – O açúcar do RNA é uma ribose e não uma desoxirribose, como no DNA. Uma implicação é que o 
RNA pode ser mais reativo do que o DNA. 
3 – A composição de bases é semelhante entre o DNA precursor e o RNA, mas a base pirimídica uracila 
(U) é encontrada em lugar da timina. 
4 – Um determinado transcrito de RNA é originário de apenas uma fita do DNA, a fita-molde, mas ambas 
as fitas podem produzir diferentes transcritos. Isto pode ser demonstrado por experimentos de hibridização 
DNA-RNA. 
 B A S E 
OS DEZ MANDAMENTOS DA TRANSCRIÇÃO 
 
… T A T A A G C A T G T C T T T T A A A T G A 
… A T A T T C G T A C A G A A A A T T T A C T 
 ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ 
 A U G U C U U U U A A A U G A 
 Promotor TATAA …… Início(Met) Serina Fenilalanina Lisina Fim 
 Regiões regulatórias Gene 
 
3´ Fita não molde (sentido, não-codificante) 
 
5´ Fita molde (anti-sentido, codificante) 
 
3´ RNA mensageiro 
5` 
 
3´ 
 
5´ 
Note a semelhança de composição entre a 
fita não-molde e o RNA, mas T é 
substituída por U no RNA 
3: TRANSCRIÇÃO– 50 
Os genes 1, 3 e 4 são codificados pela fita de cima, enquanto que os genes 3 e 5 são codificados pela fita de baixo. Portanto, ambas as fitas são 
codificantes, mas cada gene é codificado por um segmento diferente; o segmento da fita de baixo correspondente ao gene 1 não codifica nada, o 
mesmo para os genes 2 e 4. Em geral, isto é verdadeiro para a maioria dos organismos, mas alguns vírus (e mesmo outros organismos) sobrepõem 
genes. Há também extensas regiões (variáveis de organismo para organismo) de DNA espaçador, não ligado a genes. Note que o molde do gene é dado 
na direção 3´-5´, já que o RNA correspondente será polimerizado no sentido 5´-3´. 
7 – O RNA é semelhante à fita não-molde. 
8 – O produto da transcrição é uma fita simples, e apenas parte do DNA se encontra aberto em um determinado momento da transcrição. 
9 – Ao contrário da replicação, onde o DNA, após abrir-se, não volta a se reanelar com a mesma fita original, na transcrição a fita de DNA é apenas 
transitoriamente aberta; ela volta a se reanelar assim que a cópia de RNA é feita. 
10 – Um gene pode ser transcrito simultaneamente por várias RNA polimerases. 
FITA DUPLA 
DE DNA 
1 2 4 
5 3 
GENES 
DNA INTERGÊNICO (ESPAÇADOR) 
3´ 
 
5´ 
5´ 
 
3´ 
5 – Como na replicação do DNA, a transcrição apresenta uma polaridade, um molde e mecanismos semelhantes de adição de nucleotídeos. Apresenta 
também as fases de iniciação, alongamento e terminação. 
6 – Ao contrário da replicação, a transcrição não requer um iniciador, já que RNAs polimerases têm a capacidade de inserir nucleotídeos sem o 
iniciador, e geralmente apenas segmentos limitados de DNA são transcritos (os genes que estão sendo expressos em um determinado momento da vida 
do organismo). 
3: TRANSCRIÇÃO– 51 
O RNA mensageiro é o intermediário entre o DNA e a proteína. Ele foi inicialmente descoberto por Sydney Brenner, François Jacob e Mathes Meselson 
(Brenner, S. et al. 1961. An unstable intermediate carrying information from genes to ribosomes for protein synthesis. Nature 190:576-581). Essa molécula 
é instável: apresenta meia vida muito curta, de poucos minutos em bactérias até 6 horas em eucariotos – o que é de extrema importância no controle da 
expressão gênica. No entanto, em alguns poucos casos ela é quase que totalmente estável, como o mRNA da globina, já que o produto é necessário a taxas 
máximas quase que o tempo todo. 
O RNA MENSAGEIRO 
CROMOSSOMO 
GENE A SER TRANSCRITO 
mRNA PRIMÁRIO 
mRNA PROCESSADO 
TRADUÇÃO 
DEGRADAÇÃO 
PROCESSAMENTO 
DAS PROTEÍNAS 
CROMOSSOMO 
GENE A SER TRANSCRITO 
mRNA 
TRADUÇÃO 
DEGRADAÇÃO 
PROCESSAMENTO 
DAS PROTEÍNAS 
Modificações e processamento do mRNA 
Em procariontes: as moléculas de mRNA que são traduzidas são cópias diretas dos genes, e não há modificações ou processamento; no entanto, há 
algumas exceções (procariontes com íntrons). 
Em eucariontes: os mRNAs sofrem intensa modificação e processamento antes da tradução, incluindo modificações químicas e remoção de íntrons. 
Onde ocorrem as modificações? Núcleo dividido em: - nucléolo: transcrição dos genes de rRNA; e - nucleoplasma: transcrição de outros genes, incluindo 
os de mRNA, formando a fração RNA heterogêneo nuclear ou hnRNA, alguns com mais de 20 kb de comprimento. 
No entanto, evidências mostram que o mRNA no citoplasma tem comprimento máximo de 2 kb; sendo derivado do hnRNA, então os eventos de 
modificação e processamento, incluindo redução nos comprimentos dos transcritos primários, devem ocorrer antes que o mRNA deixe o núcleo. 
PROCARIONTES 
EUCARIONTES 
AS RNA POLIMERASES DE PROCARIONTES E EUCARIONTES 
RNA polimerase de procariontes 
Em procariontes, uma única RNA polimerase, descoberta em 1958 e 
presente com cerca de 7.000 moléculas por célula de E. coli, é responsável 
pela síntese de todos os tipos de RNA. Essa polimerase é composta por seis 
subunidades, a saber: 
 
Subunidades da RNA polimerase de E. coli 
Nome / 
quantidade 
Massa(kD) 
Gene Função 
α (2) 37 rpoA Liga-se a seqüências regulatórias 
β (1) 151 rpoB Forma ligações fosfodiéster 
β’ (1) 155 rpoC Liga-se ao DNA molde 
σ (1) 70 rpoD Reconhece o promotor e inicia a síntese 
 
- Cerne: , , , ’ e ω ( se liga ao promotor;  liga ribonucleotídeos antes da síntese; ´ se liga ao DNA;  e ´ cooperam 
na catalização da síntese; ω ainda com função desconhecida; descoberta recentemente, e não requerida in vitro) 
-Holoenzima: o cerne mais a subunidade  (sigma), que reconhece o promotor (sigma 70 é a mais comum, mas há outras – 
importantes no controle da regulação gênica) 
RNA polimerases de eucariontes 
Em eucariontes, três diferentes polimerases, maiores do que as 
de procariontes e com mais subunidades (8 a 12), são 
responsáveis pela síntese de diferentes tipos de transcritos 
 
Além disso, as RNA polimerases em eucariontes requerem 
uma variedade de proteínas associadas (fatores de 
transcrição), que serão detalhados mais tarde. 
RNA polimerases de eucariontes 
Tipo Localização Transcritos celulares 
I Nucléolo RNAs ribossomais (rRNA) 18S, 5,8S e 28S 
II Nucleoplasma 
Precurssores de mRNA, 
e small nuclear RNAs (snRNA) 
III Nucleoplasma tRNAs e rRNA 5S 
 
α 
β 
+ Existe ainda a subunidade ω, cuja função permanece desconhecida 
α 
β β´ σ ω 
α 
2-Meio 
 
3 -Três, T 
3: TRANSCRIÇÃO– 52 
A 
C 
B 
A RNA polimerase completa 
(com a subunidade sigma) 
escaneia o DNA à procura 
dos promotores [-10] e [-35]. 
Ela não precisa efetivamente 
abrir o DNA: ela localiza os 
promotores através da fenda 
maior do DNA, procurando 
os pares de bases. 
A polimerase se liga mais 
fortemente e o DNA é aberto 
próximo à região [-10], 
formando o complexo aberto 
D 
Quando sigma localiza [-35], 
a polimerase forma um 
complexo “fechado”, fraco 
A síntese de RNA se inicia e 
sigma se dissocia do 
complexo 
A iniciação é geralmente dividida em duas subfases: a ligação, e a iniciação propriamente dita. Na ligação, forma-se inicialmente um complexo 
fechado, com o DNA ainda em fita dupla não desenrolada. Em seguida, uma região de cerca de 12-15 pb (entre –10 e +3) é desenrolada para formar o 
complexo aberto. A iniciação compreende o início da formação do RNA e a desocupação do promotor. Assim que cerca de 8-9 nt de RNA são 
sintetizados, a subunidade sigma se dissocia da polimerase, e o restante da enzima inicia o alongamento da cadeia de RNA. 
Sigma é importante nesse processo, e direciona a polimerase para diferentes promotores, dependendo da necessidade. Por exemplo, em Bacillus 
subtilis, as seguintes variantes são encontradas, as quais reconhecem sequências diferentes: 28: CCGATAT; 29: CATATT; 32: TA*TGTT*TA; 37: 
GC*ATTG*T; 43: TATAAT. 
A INICIAÇÃO DA TRANSCRIÇÃO: PROCARIONTES 
 
Seqüências de promotores para a RNA polimerase de genes de manutenção 
reconhecidos pelo fator sigma 70 
 
PROMOTOR REGIÃO –35 ESPAÇADOR REGIÃO -10 
Plac TTTACA 18 TTTGTT 
PlacUV5 TTTACA 18 TATAAT 
Ptrp TTGACA 17 TTAACT 
λ PL TTGACA 17 GATAAT 
λ PR TTGACT 17 GATAAT 
Consenso TTGACA 17 TATAAT 
Fonte: Schumann e Ferreira, 2004. Genetics and Molecular Biology 27(3): 442-453 
 As sequências são as da fita não-molde, e são apresentadas no sentido 5´-3´ 
Se a iniciação ocorresse em pontos ao acaso, haveria um enorme desperdício para a célula; ao contrário, há pontos específicos e bem definidos de 
início: os promotores, reconhecidos pela subunidade sigma (sem esta, as ligações são mais aleatórias). A ligação da polimerase na região de iniciação 
ocupa cerca de 100 pb, 70 acima do sítio de início da transcrição, e 30 abaixo (notação: -70 e +30). As regiões mais importantes são as –35 e –10 (esta 
conhecida como Pribnow boxe). Uma terceira região, elemento UP, é encontrada em alguns genes altamente expressos. A composição de bases dos 
promotores apresenta um “consenso”, ou seja, regiões que apresentam composição característica, e mais ou menos constante entre diferentes 
organismos. Por exemplo, a região –10 apresenta o consenso TATAAT, ou seja, quando vários organismos são comparados, o mais comum é encontrar 
um T na primeira posição, um A na segunda, um T na terceira, e assim por diante. O mesmo se aplica à região –35. 
Para entendermos o sentido de “consenso”, digamos que estamos 
lendo um livro e a certa altura está escrito: “Ele balançou a cateça, 
e disse não”. Obviamente que vamos pausar a leitura, pensar sobre 
o que o autor realmente quis dizer, e logo concluir que houve um 
erro de grafia, e que realmente o que deveria ter sido impresso é o 
consenso: “Ele balançou a cabeça...”. No caso dos promotores, 
diz-se que o consenso é a sequência mais comum, e também a 
mais favorável à transcrição. Como a região promotora de 
procariontes apresenta duas caixas importantes (-35 e -10), não só 
a sua composição, mas também a distância entre elas é importante 
para uma transcrição eficiente. Cada uma das caixas apresente em 
geral seis bases, o que dá uma probabilidade de ocorrência de 
(1/4)6; embora não seja muito improvável encontrarmos uma 
dessas sequências ao acaso, já que elas ocorrem a cada 4.000 pares 
de bases, aproximadamente, encontrarmos as duas caixas lado a 
lado, na distância correta, apresenta uma probabilidade muitíssimo 
menor. 
3: TRANSCRIÇÃO– 53 
Formação dos complexos de pré-iniciação e de iniciação: a polimerase II e várias outras enzimas, chamadas fatores de transcrição, se ligam ao cerne do 
promotor (TATA boxe). O boxe TATA é o principal ponto de montagem do complexo de iniciação, e corresponde ao Pribnow boxe, embora esteja 
localizado na posição [–25]. O boxe CAAT é uma outra sequência regulatória localizada próxima ao promotor. Várias outros locais, muitas vezes 
distantes do promotor, influem na taxa de iniciação. 
 
 
 -35 -10 
 
 TTGACA TATAAT 
 Região -35 Pribnow box 
 
 
 
Início da 
transcrição 
 
 
Fita 
codificante 
 
Genes 
 
 -75 -25 
 
 GGXCAATCT TATAAA 
 CAAT box TATA box 
 
 
 
 
 
OS PROMOTORES DE 
GENES PROCARIOTOS (ACIMA) E GENES EUCARIOTOS 
(ABAIXO) 
 
 
 
Fatores requeridos para a transcrição 
 pela RNA polimerase II de eucariontes 
Proteína / 
subunidades 
Mr de cada 
Subunidade 
(1.000) 
Funções 
>> Iniciação 
RNA pol II (12) 10 - 220 Cataliza a síntese de RNA 
TBP (1) 38 Reconhece o boxe TATA 
TFIIA (3) 12, 19, 35 
Estabiliza a ligação de TFIIB e TBP ao 
promotor 
TFIIB (1) 35 
Liga-se à TBP e recruta o complexo RNA 
polimerase + TFIIF 
TFIID (12) 15 - 250 
Interage com proteínas regulatórias 
positivas e negativas 
TFIIE (2) 34, 57 
Recruta TFIIH, e tem atividade de helicase 
e de ATPase 
TFIIF (2) 30, 74 
Liga-se fortemente à pol II e previne a 
ligação desta a seqüências não-específicas, 
através de ligação à TFIIB 
TFIIH (12) 35 - 89 
Abre o DNA no promotor, fosforilaa 
polimerase, e recruta o complexo de excisão 
de nucleotídeos 
>> Elongamento 
 ELL (1) 80 
 P-TEb (2) 43, 124 
 SII (TFIIS) (1) 38 
Elongin (SIII) (3) 15, 18, 110 
 
Fatores requeridos para a transcrição 
Devido à maior necessidade de controle na expressão gênica em eucariontes, além da RNA polimerase propriamente dita, vários fatores de transcrição, 
ditos “fatores basais”, são requeridos. A montagem do complexo se dá passo-a-passo, e cada passo da montagem pode representar um ponto de 
controle, particularmente no tocante à velocidade com que a transcrição ocorre. 
IMPORTANTE: 
Apesar da participação desses inúmeros fatores de transcrição e da TBP/RNA polimerase, a 
montagem completa do complexo basal não garante a eficiência da transcrição, e outros fatores 
entram em cena posteriormente. Em muitas situações, esses fatores se ligam a pontos do DNA 
muito distantes dos promotores e do gene propriamente dito, e existe a necessidade de torções 
localizadas do DNA para permitir que esses fatores protéicos atuem. Como será visto mais tarde 
no controle da regulação gênica de eucariontes, o complexo basal é essencial para a transcrição 
mas não é eficiente para promovê-la nos níveis requeridos em muitas situações, e as demais 
regiões de controle participarão efetivamente do processo. 
A INICIAÇÃO DA TRANSCRIÇÃO: EUCARIONTES 
3: TRANSCRIÇÃO– 54 
A transcrição pela RNA polimerase II de eucariontes pode ser dividida em: montagem, iniciação, alongamento e terminação. 
A montagem requer cerca de 30 polipeptídeos e começa com a ligação ao promotor da TATA Binding Protein (TBP), via de regra acompanhada do 
fator de transcrição TFIIA (maior estabilização do complexo), e também muitas vezes como parte do complexo maior chamado TFIID. TFIIB liga-se à 
TBP e recruta o complexo RNA polimerase + TFIIF; TFIIF auxilia a polimerase a encontrar o promotor. TFIIE e TFIIH se juntam em seguida, 
formando o complexo fechado de iniciação. 
O DNA é desenrolado no ponto Inr por ação de helicase da TFIIH ou também da TFIIE, criando assim o complexo aberto de iniciação. O terminal 
carboxila da subunidade maior da polimerase II é fosforilado pela outra atividade do fator TFIIH (kinase), e a polimerase, com isso, sai da região 
promotora e inicia a polimerização do transcrito de RNA, provavelmente liberando os fatores A, B, D e a TBP. 
INICIAÇÃO DA TRANSCRIÇÃO DE GENES DE PROTEÍNAS EM EUCARIONTES: 
VISÃO MAIS APROFUNDADA 
1. TBP reconhece o boxe TATA, TFIID interage 
com proteínas regulatórias positivas e negativas, 
e TFIIA estabiliza a ligação de TFIIB e TBP ao 
promotor 
2. TFIIB liga-se à TBP e 
recruta 
o complexo RNA 
polimerase + TFIIF 
4. TFIIE recruta 
TFIIH, e tem 
atividade de 
helicase e de 
ATPase 
5. TFIIH abre o DNA no promotor, fosforila 
a polimerase (ação de kinase), e recruta o 
complexo de excisão de nucleotídeos 
mRNA 
-30 
3. TFIIF liga-se fortemente à pol II e previne a ligação 
desta a sequências não-específicas, através de 
ligação à TFIIB, e RNA pol cataliza a síntese de RNA 
Complexo 
fechado 
 
Complexo 
aberto 
6. A RNA polimerase II é fosforilada, inicia-
se a transcrição, e posteriormente o 
complexo de iniciação é liberado 
7. Os fatores iniciais (TFIIE, TFIIH e outros) 
abandonam o complexo, o mRNA é 
sintetizado, e ao final, a própria RNA 
polimerase é desfosforilada, podendo ser 
novamente utilizada em outra rodada de 
transcrição 
3: TRANSCRIÇÃO– 55 
Conforme já enfatizado anteriormente, apesar da participação de inúmeros fatores de transcrição e da TBP/DNA polimerase, a montagem completa do 
complexo basal não garante a eficiência da transcrição, e outros fatores entram em cena posteriormente. Em muitas situações, esses fatores se ligam a 
pontos do DNA muito distantes dos promotores e do gene propriamente dito, e existe a necessidade de torções localizadas do DNA para permitir que 
esses fatores protéicos atuem. 
PROMOTOR 
ATIVADOR 
OPERADOR 
A
C
E
N
T
U
A
D
O
R
 
ATIVADOR 
Uma região proximal do 
gene, onde se liga a 
proteína ativadora. 
 
ATIVADORES 
As proteínas ativadoras 
estimulam a transcrição 
facilitando a montagem 
do complexo basal, no 
cerne do promotor. 
Os ativadores podem 
atuar diretamente, ou 
podem necessitar da 
intervenção de 
coativadores, que são 
adaptadores entre eles 
e as proteínas do 
complexo basal. 
PROMOTOR 
 
A região onde 
ocorre a ligação 
dos fatores do 
complexo basal de 
transcrição. 
OPERADOR 
 
Uma região 
palindrômica, 
localizada no final 
proximal de um 
óperon, que se 
constitui no sítio 
de ligação do 
repressor, 
proteína que 
controla os 
cístrons 
adjacentes. 
U.A.S 
(UPSTREAM 
ACTIVATOR 
SEQUENCE) 
Uma região com 
função 
semelhante à dos 
acentuadores, 
também localizada 
distante do gene, 
existente em 
fungos. 
INSULADOR 
Também conhecidos 
como elementos 
limítrofes, são 
sequências de DNA que 
bloqueiam ou insulam o 
efeito de acentuadores 
de um modo posição-
dependente. Assim, se 
o insulador estiver 
entre o acentuador e o 
promotor, ele bloqueia 
a ação do acentuador, 
mas se ele estiver em 
outra região, ele não 
terá efeito. 
COMPLEXO BASAL DE 
TRANSCRIÇÃO 
Inclui a proteína de ligação ao boxe TATA 
(TBP), a polimerase e vários fatores de 
transcrição discutidos anteriormente. 
A sua montagem correta é um pré-
requisito para a transcrição, mas não 
garante que a mesma venha a ocorrer e, 
mesmo se ocorrendo, que os níveis sejam 
adequados. Portanto, outros atores 
deverão entrar em cena para garantir os 
níveis adequados de trasnscrição. 
 
COATIVADORES 
Complexos protéicos coativadores: dentre 
estes, o mais bem caracterizado é o TFIID, 
que inclui TBP e mais cerca de dez ou 
mais TBP-associated factors (TAFs); 
também se encontram os fatores CTF1, 
Gal4p e SP1. 
 
MEDIADORES 
Encontrados comumente em fungos, 
ligam-se fortemente ao terminal 
carboxílico da polimerase II. 
 
TRANSATIVADORES 
A necessidade e a eficácia de transativadores varia 
grandemente entre organismos e genes. Muitos 
transativadores podem ser regulados por moléculas 
sinalizadoras, com capacidade de ativar ou desativar a 
transcrição. Em geral, os sítios de ação dos transativadores 
são distantes do início da transcrição, de tal forma que se 
presume que o DNA esteja argolado na região de ação. 
SILENCIADORES 
As proteínas silenciadoras são na verdade 
repressores, mas o seu sítio de ligação não é o 
operador, como no modelo clássico, mas sim 
sítios distantes do cerne, os chamados 
silenciadores. Por se ligarem a sítios distantes, 
necessitam de moléculas adaptadoras para 
interagirem com as proteínas do complexo basal. 
ACENTUADORES (ENHANCERS) 
Originalmente uma sequência de 72 pares de bases do vírus SV40, que aumenta a transcrição de genes adjacentes. Posteriormente sequências semelhantes 
foram descobertas em eucariontes. Os acentuadores podem agir à distância de até milhares de pares de bases, tanto a montante quanto a jusante do gene, 
com função semelhante à do ativador, onde se ligam proteínas ativadoras que agem à distância, por meio de moléculas adaptadoras, 
...Por exemplo, um acentuador que regula o gene codificante de cadeia alfa do receptor de células T está situado 69.000 pb após o promotor do gene... 
Também: o efeito dos acentuadores depende do insulador; se esta região se encontrar entre o acentuador e o promotor, ela impedirá o efeito do acentuador; 
portanto, os acentuadores são posição-dependente, e embora a maioria deles seja capazde estimular qualquer promotor em sua vizinhança, seus efeitos 
são limitados pelos insuladores. 
3: TRANSCRIÇÃO– 56 
Para adicionar precisão ao processo, é necessário um sinal específico para o término da 
transcrição, assim como ocorreu com o início. Em procariontes, há a participação dos 
finalizadores, cuja atuação é baseada em pareamentos específicos promovidos por regiões 
palindrômicas. 
Finalizadores dependentes de rô: na ausência da 
sequência final de A’s (U’s no RNA), alguns 
finalizadores precisam da intervenção da proteína 
rô, que rompe ativamente as ligações entre o DNA e 
o RNA nascente logo após a estrutura de alça. Rô é 
um hexâmero, com as seis unidades idênticas entre 
si, e utiliza a energia proveniente da hidrólise de 
ATP. A ligação de rô ao RNA se dá no sítio rut. 
Após, a enzima migra na direção 5’-3’ até atingir o 
complexo de transcrição, pausado no sítio de 
terminação. Rô tem uma atividade de RNA-DNA 
helicase. O término propriamente dito, em ambos os 
casos, culmina com a dissociação de todo o 
complexo (, , , ´ e ω), que pode agora se 
reassociar à subunidade σ e reiniciar a transcrição do 
mesmo ou de outros genes. 
 
Finalizadores palindrômicos: são dependentes de sequências palindrômicas. Há a formação de uma alça, que ocasiona a parada da RNA polimerase e 
a dissociação desta, provavelmente devido ao abalo de ligações entre o RNA e a RNA polimerase. Contribui para a dissociação um segmento rico em 
As no final do DNA, o que corresponde, no RNA, a um segmento rico em Us (A=U, somente duas pontes de H, fácil de ser separado). 
C A U C G G C A U C G U C A U A U G C C G A U G 
C 
A 
U 
C 
G 
G 
C 
A 
U 
C 
G 
U C 
A 
U 
A 
U 
G 
C 
C 
G 
A 
U 
G G A C U U U U U U U U U U 
Uma sequência palindrômica pode ser definida como 
uma região de DNA ou RNA que apresenta uma 
composição de bases que permite um pareamento 
intramolecular separado por uma região não-pareada, 
formando assim um grampo ou alça. Em alguns 
casos, a região que formou o braço direito da alça é 
seguida por várias Us, que se pareiam com As no 
DNA por apenas duas pontes de H, formando assim 
uma região frágil, facilmente desnaturada. 
sequência de Us eficiente 
Sítio rut 
Intervenção da proteína Rô, 
com sua ação de helicase 
Em eucariontes, a terminação se dá por mecanismos ainda não bem estudados e compreendidos. Após a terminação, a RNA polimerase é liberada, 
desfosforilada, e reciclada para nova polimerização. 
 
A TERMINAÇÃO 
Tanto em procariontes quanto em eucariontes, o RNA é sempre sintetizado no sentido 5’-3’, 
como o DNA. A energia para a reação provém da quebra do trifosfato, gerando um 
monofosfato, incorporado à cadeia, e um difosfato inorgânico. A cadeia cresce pela formação 
de uma ligação entre a 3’-hidroxila e o nucleosídeo trifosfato. Em eucariontes, o 
alongamento é acompanhado pela liberação dos fatores TFIIE e TFIIH já nos primeiros 60-
70 nt. TFIIF permanece associado durante o alongamento, e a ação de fatores de alongamento 
EF se faz sentir. 
1 - no nucleotídeo (Açúcar+Fosfato+Base) 
que está entrando na cadeia, a hidroxila do 
carbono 5` já havia reagido com o ácido 
fosfórico, formando a primeira ligação éster 
2 - a hidroxila do carbono 3´ reage com o 
fosfato alfa do nucleotídeo entrante, formando 
a segunda ligação éster 
3 - um pirofosfato 
inorgânico é gerado 
OH 
OH 
O ALONGAMENTO DA CADEIA DE mRNA 
3: TRANSCRIÇÃO– 57 
 GENE: Regiões de controle, íntrons, éxons 
+1 = início da região transcrita 
Produção do hnRNA e processamentos iniciais 
ÉXON 1 ÍNTRON 1 5´ 
 Pol II 
ÉXON 2 ÉXON 3 ÍNTRON 2 ÉXON 1 ÍNTRON 1 
 Pol II 
 
 Pol II 
 Pol II 
A A A A A A A A A A A A A A 
A transcrição dos mRNAs é feita pela RNA polimerase II de eucariontes. Note que íntrons e éxons 
são transcritos, bem como uma sequência inicial, que não será traduzida (5´-UTR). 
Ainda durante as fases iniciais da transcrição, uma enzima, denominada guanil-transferase, adiciona um “quepe” à extremidade 5 do 
mRNA. Esse quepe é constituído de 7-PPP-metilguanosina, obedecendo a uma ligação 5´-5´-trifosfato bastante atípica. As funções do 
quepe envolvem o splicing correto, proteção contra degradação por exonucleases, e também serve de chave para o início da 
tradução, posto que interage com a subunidade 40S via proteínas de ligação ao quepe, por exemplo fator eIF2. 
No transcorrer do processo, uma sequência (consenso: AAUAAA) é transcrita após os éxons finais na extremidade 3´; esse segmento 
ajuda a sinalizar um futuro evento de clivagem por uma endonuclease. Note que a polimerase continua a transcrição, passando 
portanto do ponto de clivagem, e formando mais uma sequência não traduzida (3´-UTR). 
A clivagem é efetuada pela endonuclease, e eventualmente a RNA polimerase dissocia-se do processo. 
Após a clivagem, a enzima poli(A)-polimerase adiciona uma cauda de As, com 150-200 resíduos de adenosina. Assim como o quepe, 
essa cauda desempenha importantes funções na longevidade e na tradução: serve como sítio de ligação para proteínas, protege 
contra degradação por exonucleases (no entanto, se a cauda estiver presente em procariontes, o que raramente acontece, ela acelera 
a degradação ao invés de proteger...), e também participa do processo de reconhecimento do mRNA para a tradução. 
O transcrito primário é gerado 
1 
CH3 
 
QUEPE 
7-Metil-Guanosina 
5´ 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 3 ÍNTRON 2 ÉXON 1 ÍNTRON 1 AAUAAA 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 3 ÍNTRON 2 ÉXON 1 ÍNTRON 1 AAUAAA 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 3 ÍNTRON 2 ÉXON 1 ÍNTRON 1 AAUAAA 
OS PROCESSAMENTOS DO mRNA EM EUCARIONTES 
Em eucariontes, uma plêiade de processamentos ocorre durante e após a tradução, para a formação do transcrito “maduro”, que será sujeito à tradução. 
Dentre esses processamentos estão a colocação do quepe e da cauda e a remoção dos íntrons. A seguir apresentaremos esses eventos, bem como suas 
implicações para a tradução. 
 
Recorte (splicing) 2 
Grupos de pesquisa liderados por Phil Sharp, Louise Chow, Rich Roberts e 
Pierre Chambom determinam que muitos genes de eucariontes (e também de 
seus vírus) são frequentemente segmentados, com regiões (mais tarde 
denominadas ‘éxons’) sendo recompostas (spliced) no mRNA (Chow, L.T. 
et al. 1977. An amazing sequence arrangement at the 5´ ends of adenovirus 2 
messenger RNA. Cell 12: 1-8; Berger, S.M. et al. 1977. Spliced sequence at 
the 5´-terminus of adenovirus 2 late mRNA. PNAS (USA) 74: 3171-3175). 
Os íntrons, se presentes, serão transcritos, e precisam ser removidos, o que se 
presume que ocorra ainda no núcleo, antes da exportação do mRNA de 
eucariontes para o citoplasma. Os mecanismos de remoção são bastante 
complexos, e o seqüenciamento de junções íntron/éxon mostrou bastante 
homologia, o que indica que há mecanismos que reconhecem essas 
sequências e promovem a excisão dos íntrons. Além das próprias junções 
que apresentam sequências conservadas, há algumas bases internas que 
também são importantes, por participarem das remoções de alguns dos tipos 
de íntrons. Aos processos de remoção de íntrons e união de éxons dá-se o 
nome de splicing (recorte; recomposição). 
3: TRANSCRIÇÃO– 58 
A A A A A A A A A A A A A A 
O transcrito primário contém íntrons e éxons; todos os íntrons deverão ser removidos, em uma ou mais etapas, e além disso os éxons 
poderão ser seletivamente removidos, no processo chamado de splicing alternativo ou embaralhamento de éxons. 
ÍNTRON 2 ÍNTRON 1 
+ 
 5´ 3´ 
5´ 3´ 
+ 
5´ 3´ 
+ 
5´ 3´ 
5´ 3´ 
Mecanismos de splicing 
Remoção catalizada por spliceosomo 
Esta é a via mais comumde remoção de íntrons de transcritos primários 
de mRNA. O mecanismo de splicing é semelhante ao observado no grupo 
II, com a formação de uma estrutura “lariat”, no entanto com a grande 
diferença que é necessária a participação de várias enzimas. 
O íntron autoprocessante – uma ribozima 
Íntrons do grupo I são encontrados nos genes de rRNA de protozoários, como a 
Tetrahymena, e nos genes mitocondriais de fungos e leveduras. Introns do tipo II são 
encontrados em alguns transcritos primários de tRNA, bem como em cloroplastos e 
mitocôndrias. 
+ 
Há basicamente dois mecanismos de remoção dos íntrons e união dos éxons. No primeiro, não há o envolvimento de nenhuma proteína, apenas de 
sequências do próprio mRNA, e estes são denominados de íntrons autoprocessantes, em uma demonstração de ação catalítica de RNA. Esta via de remoção 
é comum em genes de cloroplastos e mitocôndrias, além de alguns protozoários. No segundo mecanismo, há a participação das chamadas snurps, small 
nuclear ribonucleoproteins (snRNPs), que são complexos formados entre pequenos RNAs ricos em Us e mais ribonucleoproteínas; os snurps ativamente 
clivam os íntrons e unem os éxons. Há intenso pareamento intramolecular previamente à remoção; a molécula snRNA U1 tem uma sequência próxima à sua 
extremidade 5´ que é complementar ao sítio de corte 5´ do éxon. Esta via de remoção é a mais comum em genes de mRNA em geral. 
5´ 
UU 
5´ 3´ 
5´ 3´ 
G 
U 
5´ 3´ UA GU 
GA 
3´ 
5´ 3´ UG U A 
U 
A 
UG 
5´ 3´ U U 
5´ 3´ 
UU 
5´ 3´ U U 
GA 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 3 ÍNTRON 2 ÉXON 1 ÍNTRON 1 AAUAAA 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 3 ÉXON 1 AAUAAA A A A A A A A A A A A A A A 
Uma guanina externa é utilizada como 
cofator; a sua hidroxila faz um ataque 
nucleofilico no sítio 5´ de corte, formando 
uma ponte fosfodiester com a adenina. 
Guanina 
GU 
Um segundo ataque nucleofílico é feito, desta 
vez pela própria extremidade 3´ do primeiro éxon. 
Ao final do processo, os dois éxons são unidos, e o íntron é liberado. 
GA 
REMOÇÃO DE ÍNTRONS DO GRUPO I 
REMOÇÃO DE ÍNTRONS DO GRUPO II 
REMOÇÃO CATALIZADA POR SPLICEOSOMO 
Nestes íntrons, existe um ponto de 
ramificação interno, composto por uma 
adenina. Esta faz um ataque nucleofílico 
no sítio 5´ de corte. 
Como resultado, forma-se uma estrutura 
denominada “lariat”. 
A extremidade 3´-OH do primeiro éxon promove 
um ataque nucleofílico no ponto de corte do 
segundo éxon. 
Ao final do processo, os 
dois éxons são unidos, e 
o íntron é liberado. 
As moléculas de snRNP U1 
e U2 posicionam-se sobre o 
RNA; há gasto de energia 
nesse processo. 
Em seguida, as moléculas 
U4, U5 e U6 entram no 
processo, formando o 
spliceossomo inativo. 
Através de rearranjos 
internos, o complexo torna-
se ativo. Novamente há 
gasto de energia no 
processo. 
As moléculas U1 e U4 são 
as primeiras a deixar o 
complexo. 
Ao final do processo, 
a estrutura em lariat é 
liberada, juntamente 
com o restante das 
snRNP, e os éxons 
adjacentes são 
unidos. 
+ 
Presume-se que todas ou pelo menos a maioria das reações de processamento do hnRNA se dão no núcleo da célula, e a molécula de mRNA é então 
liberada para o citoplasma, na forma de um mRNA maduro. Nessa passagem, o mRNA é adicionado de algumas outras proteínas que o protege contra a 
degradação, formando um complexo denominado informossomo. 
3: TRANSCRIÇÃO– 59 
Splicing alternativo – embaralhamento de éxons 
Uma das possíveis vantagens evolutivas da existência de íntrons e 
éxons em eucariontes é a possibilidade de se fazer o 
“embaralhamento” de diferentes éxons, através da remoção 
seletiva de alguns deles, permitindo portanto a formação de várias 
proteínas a partir de um mesmo transcrito primário. Neste 
exemplo dramático, para o mRNA do gene da alfa-tropomiosina 
(15 éxons e 14 íntrons – não desenhados em escala), observa-se 
que até nove diferentes proteínas são formadas, a partir de um 
mesmo gene, dependendo do controle celular exercido. 
Em outras situações, não esquematizadas aqui, vias alternativas 
de processamento envolvem múltiplos sítios de corte no final 3´. 
Assim, um mesmo transcrito pode gerar mais de um produto final 
pelo corte e eliminação de um segmento de um éxon em alguns 
transcritos, enquanto que em outros o éxon inteiro é mantido. 
É também interessante atentar para a informação constante no box 
da página seguinte, referente à importância dos íntrons no 
controle da expressão gênica. 
Recomposição de éxons 
Uma outra possível vantagem evolucionária de íntrons/éxons diz respeito à recomposição de éxons, já comentada anteriormente, 
através da qual novos genes podem ser formados a partir da recomposição de éxons de dois genes ancestrais. 
 
 
 
 GENE A GENE B 
 
Exons do Gene A Exons do Gene B 
3´ 5´ 
 
 
 Proteína A Proteína B 
 
Recomposição de Exons 
 
 Nova Proteína C 
NOVO GENE C 
Formado pela 
recomposição de dois 
exons dos genes A e B 
 
 
 
 
2a 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 1 AAUAAA A A A A A A A A A A A A A A 
5´ 
ÉXON 1 ÉXON 3 AAUAAA A A A A A A A A A A A A A A 
5´ 
ÉXON 2 ÉXON 3 AAUAAA A A A A A A A A A A A A A A 
 
 A 1 B 2 C 3 D 4 E 5 F 6 G 7 H 8 I 9 J 10 K 11 L 12 M 13 N 14 O 
 
 
 
 A C E F G I J K L M 
 
 
 A B E F G I J K O 
 
 
 A C E F G I J K 
 
 
 D E F G I J K M 
 
 
 D E F G I J K N O 
 
 
 A C E F G I J K O 
 
 
 A C E F G H J K O 
 
 
 D E F G I J K O 
 
 
 A B C D E F G H I J K L M N O 
 
 
Músculo estriado 
Músculo liso 
Cérebro (1) 
Cérebro (2) 
Cérebro (3) 
Fibroblasto (1) 
Fibroblasto (2) 
Fibroblasto (3) 
Fibroblasto (4) 
Transcrito primário do gene 
Edição do pré-mRNA 3 
Nem sempre a sequência de aminoácidos de uma proteína é ditada exclusivamente pelo conteúdo do DNA do gene em questão. Muitas vezes, 
a edição do RNA mensageiro resulta na substituição, inserção ou deleção de bases. Exemplos são encontrados em genes mitocondriais de 
plantas e mesmo em genes celulares de mamíferos. O exemplo mais drástico ocorre em genes mitocondriais de Tripanosoma cruzi, onde 
mais de 60% das sequências encontradas no mRNA são fruto de edição. A edição do pré-mRNA é feita por enzimas ou por RNAs guias 
(gRNAs), que se pareiam com o mRNA. 
3: TRANSCRIÇÃO– 60 
Transcrição de Íntrons em Genes Humanos 
Estudo realizado na USP identificou que 74% de todos os genes humanos possuem transcrição dentro de seus íntrons. A descoberta, publicada na 
edição atual da revista Genome Biology, poderá ajudar a entender melhor as prováveis funções reguladoras dos genes exercida pelos RNAs não-
codificantes, que por muito tempo foram considerados “lixo genético”. Os íntrons são sequências de bases nitrogenadas presentes no DNA, mas não no 
RNA mensageiro (mRNA). Ao contrário dos éxons, com os quais se intercalam na longa cadeia do DNA, os íntrons não participam da síntese de 
proteínas e são removidos naturalmente durante a transcrição. A equipe, coordenada por Sérgio Verjovski-Almeida, professor do Instituto de Química 
da USP, encontrou mais de 55 mil RNAs intrônicos em cerca de 5 milhões de etiquetas de sequências expressas (ESTs) depositados em bancos de 
dados genômicos públicos. “Em 74% dos genes, além do RNA codificador de proteínas são transcritos também um ou mais RNAs não-codificadores a 
partir de regiões totalmente contidas nos íntrons desses genes”, disse o pesquisador à Agência FAPESP.Os cientistas desenharam e construíram um 
microarray (lâminas preparadas com um arranjo de fragmentos de DNA) contendo sondas para 7.135 desses RNAs intrônicos, além de sondas para os 
genes codificadores das proteínas correspondentes. Com isso, detectaram padrões característicos da expressão intrônica para tecidos diferentes, como 
próstata, rim e fígado. Segundo Verjovski-Almeida, o trabalho aponta para um papel importante dos RNAs não-codificadores de proteínas na regulação 
dos diversos tipos de células. “Descobrimos que os RNAs intrônicos anti-senso mais abundantes são transcritos dentro dos íntrons dos genes 
codificadores de proteínas que regulam a transcrição. Isso sugere que esses RNAs anti-senso são os reguladores dessas proteínas”, apontou. Os 
pesquisadores imaginavam que o RNA transcrito de regiões intrônicas dos genes estivessem envolvidos em diversos processos relacionados com o 
controle da expressão genética. Mas não se conhecia o complemento dos genes humanos nos quais os íntrons são transcritos, o número de unidades 
transcricionais ou os padrões de expressão nos tecidos. “Levantou-se, recentemente, a hipótese de que haveria unidades totalmente contidas nas regiões 
intrônicas. Isso foi constatado em alguns genes, em determinadas regiões do genoma. Começamos a ver, a partir desse novo trabalho, que não se trata 
de um acontecimento ocasional restrito a alguns genes. É possível até que todos os genes tenham transcrição intrônica independente da transcrição da 
mensagem”, disse Verjovski-Almeida. 
 
Diversidade das espécies 
As células têm mecanismos para identificar em seu genoma que certos genes devem ser ativados ou desativados em determinado momento. Depois de 
conhecido o genoma, seria importante descobrir onde estão os genes e, para isso, é preciso sequenciar vários tipos de células em vários momentos, para 
verificar que genes estão ligados ou desligados. “Geramos um microarray de 7 mil dos mais de 55 mil RNAs intrônicos não-codificantes que 
encontramos. Identificamos mensagens intrônicas e exônicas em tecidos do fígado, próstata e rim. Havia um conjunto de mensagem intrônicas em 
comum e uma fração menor de algumas centenas que acendem em um tecido e não nos outros, sugerindo uma relação com a regulação de funções 
específicas de cada tecido”, disse Verjovski-Almeida. Ao analisar que tipo de gene tem mais presença da transcrição intrônica, os pesquisadores 
descobriram que são justamente os genes reguladores de transcrição. “São reguladores da própria máquina de transcrição – isto é, uma espécie de 
regulação fina feita pelo RNA. Está claro que os transcritos intrônicos devem ter algum papel e podem agir eventualmente até em proteínas”, afirmou. 
Para Verjovski-Almeida, é possível que os RNAs intrônicos estejam relacionados à diversidade das espécies. “Uma indicação disso é que o número de 
genes nos organismos superiores não cresceu muito com a evolução. Uma mosca tem 25 mil genes codificantes de proteína, enquanto o homem tem 30 
mil. O que varia significativamente entre as espécies são as regiões intrônicas, por isso faz sentido conjecturar que a diversidade vem daí”, sugeriu. 
Segundo ele, seria preciso sequenciar o genoma de milhares de pessoas para avaliar essa hipótese. Com isso, seria possível também explicar a 
suscetibilidade de indivíduos a determinadas doenças. “Para muitas doenças se encontrou mutações nas regiões codificantes. Mas não há vestígios de 
mutações nessas regiões para várias doenças complexas, que podem estar nessa outra rede”, disse. 
 
Fonte: Genome mapping and expression analyses of human intronic noncoding RNAs reveal tissue-specific patterns and enrichment in genes 
related to regulation of transcription. Verjovski-Almeida S. et al. Genome Biology 2007, 8:R43. 
www.portalbiologia.com.br; acesso em 07/05/2008 
3: TRANSCRIÇÃO– 61 
Breaking News 
Regulatory affairs, By Nijsje Dorman (Published: February 5, 2009) 
Researchers have introduced a doxycycline-responsive gene silencing 
strategy that can tune expression of splicing modulators. 
New York, NY, Feb. 5—The ability to control alternative splicing would 
enable functional studies of different mRNA isoforms, and represents a 
therapeutic approach to diseases arising from splicing errors. Antisense RNA 
that masks particular splice sites or regulatory elements can alter splicing, 
but constitutive expression of these modulators limits their utility for 
functional studies and would raise safety concerns for gene therapy. 
Although regulating expression of protein-coding genes is routine, options 
for RNA-encoding cassettes are more limited. For example, because the U7 
snRNA-based expression cassette directs both transcription and 
downstream processing, regulatory elements cannot be easily swapped in 
and out. 
Writing in Gene Therapy, Marquis et al. introduce a doxycycline-responsive 
gene silencing strategy that can tune expression of splicing modulators. In 
this system, the Tet repressor is fused to the heterochromatin-inducing 
KRAB protein; in the presence of dox, the Tet repressor recruits KRAB to tet 
operator sequences, silencing nearby genes. 
Marquis et al. show that this system achieves dox-dependent control of 
splicing in cell culture models of splicing defects involved in spinal muscular 
atrophy and β-thalassemia. Extent of splicing correction was 77% in the 
first case and near-total in the second test system, and remained equally 
responsive throughout several induction/repression cycles. 
Given the availability of tTR-KRAB transgenic mice and mouse models for 
human splicing defects, the authors suggest that their system should allow 
in vivo elucidation of the pathogenesis of splicing disorders. 
Marquis et al. Doxycycline-controlled splicing modulation by regulated 
antisense U7 snRNA expression cassettes. Gene Ther. [Epub ahead of print, 
Aug 14, 2008; doi:10.1038/gt.2008.138]. 
 
Disponível em: http://biotechniques.com/default.asp?page=news&subsection=article_display&id=589 
 
Os RNAs ribossômicos participam da síntese de polipeptídeos a partir do 
mRNA, como os principal constituinte dos ribossomos (rRNA + 
proteínas). Os ribossomos são muito numerosos nas células, até 20.000 
por célula de bactéria (= 80% do RNA total e 10% das proteínas totais), e 
portanto grandes quantidades de rRNAs são produzidas; além disso, as 
moléculas são muito mais estáveis do que os mRNAs, tendo uma meia-
vida relativamente longa. 
 
Estrutura molecular do rRNA 
Para exercer sua função como arcabouço para ligação de proteínas, os 
rRNAs adquirem uma estrutura tridimensional estável proporcionada por 
pareamentos inter- e intramoleculares. 3’ 
5’ 
RNA ribossômico 
16S de E. coli 
Domínio 3’ 
secundário 
Domínio 3’ 
principal 
Domínio 
central 
Domínio 5’ 
O RNA RIBOSSÔMICO 
Síntese de rRNA 
Ribossomos são compostos por três diferentes rRNAs em procariontes e por quatro em eucariontes. Em procariontes, a transcrição se dá como um 
óperon, assegurando assim número igual de cópias de cada rRNA (16S, 23S e 5S) para montar os conjuntos sem sobra. Em eucariontes, além do 
óperon principal (18S, 28S e 5,8S), há um gene adicional, para a subunidade 5S, que é transcrito independentemente. 
 
 Transcrição pela RNA polimerase I (quase todos os rRNA) 
 
O promotor da polimerase I é o menos complexo de todos. Na organização genômica, há várias cópias do gene, espaçadas por regiões não transcritas. 
O cerne do promotor cobre o ponto de início da transcrição, entre os nucleotídeos -45 e –20, sendo suficiente para promover o início da transcrição. No 
entanto uma sequência a jusante (UCE) aumenta a atividade. Ambas são ricas em GC e tem cerca de 87% homologia. 
Dois outros fatores, UBF1 e SL1, são requeridos para a transcrição,e se ligam à polimerase antes da ligação desta ao promotor. 
UBF1 (Unspecific Binding Factor) é inespecífico, no sentido de reconhecer sequências em vários organismos. É composto por apenas um polipeptídeo. 
 
Processamento do pré-rRNA em procariontes 
Em bactérias, apenas um promotor direciona a síntese de todas as 
moléculas de rRNA. O óperon consiste ainda em moléculas de 
tRNA, variáveis dependendo do gene; as sete cópias do pré-rRNA de 
E. coli diferem no número, tipo e localização dos tRNAs incluídos no 
transcrito primário, e algumas cópias contém segmentos para outros 
tRNAs entre as subunidades 16S e 23S, bem como na extremidade 3’ 
do transcrito. 
O transcrito é processado em uma série de passos, resultando nas 
moléculas finais de 16S, 23S e 5S, além dos tRNAs presentes. 
Inicialmente, os precursores das moléculas 16S e 23S são metilados. 
Na primeira clivagem, por ação das enzimas RNase III (1), RNase P 
(2) e RNase E (3), a segunda delas uma ribozima, são produzidos os 
intermediários. Após a segunda clivagem, por ação de endonucleases, 
são produzidos os rRNAs maduros, além do tRNA presente. 
As sequências entre as subunidades finais, denominadas ITS (Internal 
Transcribed Sequences) podem servir como marcadores moleculares, 
por apresentarem alto nível de polimorfismo. 
Processamento do pré-rRNA em eucariontes 
Em eucariontes, um rRNA precursor de 45S é produzido e processado no núcleo para formar as unidades 18S, 5,8S e 28S características de 
eucariontes. O precursor é metilado em mais de 100 dos cerca de 14.000 nucleotídeos, principalmente nos grupos 2’-OH retidos nos produtos finais. O 
processamento requer RNAs encontrados no núcleo, denominados de RNAs nucleolares pequenos (snoRNA), em parte das proteínas reminiscentes dos 
spliceossomos. O 5S rRNA é produzido separadamente, por outra polimerase (RNA polimerase III, e não RNA polimerase I). 
Transcrito 
primário (30S) 
Metilação 
Clivagem 1 
1 1 2 1 1 3 3 
Intermediários 
Clivagem 2 
rRNAs maduros 
E E E E E E E 
 rRNA 16S tRNA rRNA 23S rRNA 5S 
 M M M M M M M M M M M M M M M M 
3: TRANSCRIÇÃO– 62 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ribossomo Procariontes Eucariontes 
Ribossomo completo 
coeficiente de sedimentação 
 
70 S 
 
80 S 
Subunidade maior 
Coeficiente de sedimentação 
Moléculas de RNA 
Número de polipeptídeos 
 
50 S 
23 S + 5 S 
31 
 
60 S 
28 S + 5,8 S + 5 S 
50 
Subunidade menor 
Coeficiente de sedimentação 
Moléculas de RNA 
Número de polipeptídeos 
 
30 S 
16 S 
21 
 
40 S 
18 S 
33 
 
 
Como os ribossomos são “batizados” 
Os ribossomos são referidos pelo seu peso, medido por centrifugação em gradiente de sucrose. Após centrifugação, os ribossomos mais pesados ficam 
mais no fundo. A letra “S” significa “Svedberg”, em homenagem ao pesquisador que a definiu, sendo também convenientemente aplicada para 
“Sedimentação”. A unidade S é definida como a taxa de sedimentação de uma macromolécula por unidade de força gravitacional aplicada. 
OS CONSTITUÍNTES DOS RIBOSSOMOS 
EUCARIONTES 
PROCARIONTES 
23S (2.900 bases) 
5S (120 bases) 
16S (1.540 bases) 
28S (4.800 bases) 
5S (120 bases) 
5,8S (160 bases) 
18S (1.900 bases) 
PROTEÍNAS DA 
SUBUNIDADE 
MAIOR: 31 
PROTEÍNAS DA 
SUBUNIDADE 
MENOR: 21 
PROTEÍNAS DA 
SUBUNIDADE 
MAIOR: 50 
PROTEÍNAS DA 
SUBUNIDADE 
MENOR: 33 
70S 
50S 
30S 
40S 
80S 
60S 
3: TRANSCRIÇÃO– 63 
RNA transportadores são moléculas adaptadoras pequenas, com tamanhos variando entre 74 e 95 bases, sendo o mais comum 76. Elas formam 
pareamento semelhante a um trevo, lêem as sequências de nucleotídeos do transcrito, e direcionam a síntese de um polipeptídeo. A maioria das células 
contém cerca de 30 a 40 tipos diferentes de tRNA, e não os 61 que seriam necessários, graças à oscilação entre códons e anticodons. Células eucariotas 
têm múltiplas cópias de vários dos genes para os tRNAs. Os tRNAs são derivados de precursores longos, através da ação enzimática, que remove 
nucleotídeos de ambas as extremidades. A configuração final dos tRNAs pode ser subdividida em braços ou domínios. 
3 2 1 
Anticódon 
Posição de oscilação 
Estrutura terciária 
Determinada por difração de raio X, une nucleotídeos que estão separados na estrutura secundária, resultando em uma conformação compacta. 
Muitos dos nucleotídeos envolvidos neste pareamento são conservados nos diversos tRNAs. 
Estruturas incomuns, tanto secundárias quanto terciárias, aparecem em alguns tRNAs, por exemplo na mitocôndria humana. 
5’ 
3’ 
5’ 3’ 
O RNA TRANSPORTADOR 
8 9 10 11 12 13 
26 
27 
28 
29 
30 
31 
43 
42 
41 
40 
39 
38 32 
37 33 
36 34 35 
44 
14 
15 
16 
17 
18 
19 
... 
21 
22 23 24 25 
... 
20 
45 
46 
47 
... 
... 
... 
... 
... 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
69 
68 
70 
67 
71 
72 
73 
66 
48 
65 
49 50 
64 
51 
63 
52 
62 
59 60 
61 58 
53 
54 
56 
55 
57 
C 
C 
A 
Braço do aminoácido (aceptor) 
Sempre apresenta um ramo pareado que termina com a 
sequência 5´-CCA-3´ não-pareada. 
No tRNA iniciador, existe uma base extra formando par 
com a base de número 73 
Braço D 
Contém uma base não-comum, dihidrouridina. Outra 
característica deste braço é o número variável de 
bases; às vezes, há bases extras após 17 (geralmente 
1) e após 20 (1 ou 2), mas estas, bem como a própria 
base 17, podem estar ausentes em tRNAs com braços 
D pequenos 
Braço TC 
Contém a sequência T-pseudouridina-C nas 
posições 54-55-56; a pseudouridina é uma outra 
base modificada encontrada nos tRNAs 
Braço variável 
Este é o braço com tamanho mais variável. Nos 
tRNAs da classe 1, que compreendem a maioria 
dos tRNAs, o braço contém de 3 a 5 bases; já nos 
tRNAs da classe 2, o braço pode inclusive ser o 
maior de todos, com até 21 bases, sendo que as 
bases extras são numeradas de 47:1 até 47:18. 
Braço do anticódon 
Neste, encontram-se as três bases que 
formam o anticódon: 34, 35 e 36. Note que a 
direção, nesta representação, vai da direita 
para esquerda, mantendo assim o sentido 
3´-5´ da direita para a esquerda, o que virá a 
ser antiparalelo ao mRNA, cujo sentido é 5´-
3´ da esquerda para a direita 
5’ 
3’ 
3: TRANSCRIÇÃO– 64 
Transcrição, processamento e modificações dos transcritos de tRNA 
Em E. coli, há várias unidades de transcrição, contendo de um a sete genes para diferentes tRNAs. Em eucariontes, os genes também estão agrupados e 
ocorrem em múltiplas cópias. A transcrição irá gerar o tRNA precursor, que conterá as várias cópias concatenadas. Esse transcrito é processado para 
liberar as moléculas de tRNA maduro, através da ação de enzimas que clivam as extremidades 5´ (RNase P) e 3´ (RNase D); para a ação da primeira 
enzima, também já foi demonstrado o envolvimento do próprio RNA, em mais um exemplo de ação enzimática deste ácido nucléico. 
Modificações químicas de nucleotídeos 
 
Da mesma forma que ocorre com os rRNAs, os tRNAs sofrem modificações químicas, a taxas muito maiores. Há mais de 50 tipos 
diferentes de modificações nos nucleotídeos to tRNA, embora as razões e vantagens dessas modificações sejam em muitos casos 
ainda desconhecidas. 
Metilação: adiçãode um ou mais grupos metila (CH3); exemplo guanosina para 7-metilguanosina e uridina para ribotimidina. 
Rearranjo de base: modificações internas nas posições dos átomos no anel; exemplo uridina para pseudouridina 
Saturação da dupla ligação: conversão de uma dupla ligação na base a uma ligação simples; exemplo uridina para diidrouridina. 
Desaminação: remoção de um grupo amino (NH2); exemplo guanosina para inosina. 
Substituição de enxofre: oxigênio da guanosina ou uridina substituído por enxofre; exemplo uridina para 4-tiouridina. 
Adição de grupamentos mais complexos: exemplo guanosina para queosina. 
3’ 5’ 
RNase D RNase D RNase D RNase D 
RNase P RNase P RNase P RNase P 
Além desses cortes, processamentos posteriores incluem 
modificações em algumas bases, o splicing para remover 
algumas sequências extras transcritas mas não necessárias, 
e a adição de 5´-CCA-3´. Esta sequência é essencial, pois é 
na A terminal que o aminoácido irá se ligar. Em muitos 
eucariontes, esta sequência não está presente no transcrito 
primário, já que o DNA não contém o molde; a adição se 
dá pela tRNA nucleotidil-transferase. Em procariontes, a 
sequência está geralmente presente, mas pode, em alguns 
casos, ser removida pela RNase D, e precisa ser adicionada 
por uma tRNA nucleotidil-transferase procariótica. 
A adição do 
aminoácido 
ao braço 
aceptor 
sempre se 
dará na 
última 
adenina do 
terminal 
5´-CCA-3´ 
5’ 
3’ 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
69 
68 
70 
67 
71 
72 
73 
66 
C 
C 
A 
C 
C 
3: TRANSCRIÇÃO– 65 
REVISÃO 
UNIDADE 3 - Transcrição 
•RNAs são importantes no processo de transcrição e tradução. Saiba quais são as principais moléculas desse ácido 
nucléico, e qual a função de cada uma. (Os RNAs principais são os m-, r- e t-RNA, cada um com sua função específica – 
de acordo com seu próprio nome; outros tipos são os snRNA – envolvidos no processamento do mRNA e do rRNA – 
RNA como enzima: ribozima - o snoRNA, também envolvido no processamento do rRNA, e outros tipos, envolvidos em 
secreção de proteínas e outras funções) 
•Há várias propriedades fundamentais do RNA e da transcrição, das quais seis foram detalhadas em aula. Saiba o que 
cada uma significa. (1. Fita simples = maior degradação, mas mais estruturas secundárias e terciárias; 2. a hidroxila 
extra da ribose torna o RNA mais reativo; 3. uracila é encontrada em lugar da timina; 4. um transcrito vem de uma fita de 
DNA, mas ambas as fitas produzem transcritos; 5. a polaridade e o mecanismo são os mesmos; 6. não há necessidade 
de um primer; 7. produto é uma fita, e apenas um pequeno segmento abre-se, e volta a se reanelar após o processo) 
•Porque a transcrição, ao contrário da replicação, não requer um primer? (Porque o primer do DNA é colocado por uma 
RNA polimerase – a primase; portanto, se as DNA pol não têm capacidade de partir do nada, as RNA pol têm) 
•Compare e contraste as principais RNA polimerases de organismos procariontes e eucariontes, e saiba como elas 
atuam na transcrição (em procariontes, uma enzima composta por cinco subunidades, sendo a subunidade sigma a que 
fornece especificidade; em eucariontes há mais especialização, e tem-se três enzimas, I, II e III, para diferentes tipos de 
transcritos – basicamente I para rRNAs, II para mRNAs e III para tRNAs) 
•A transcrição em procariontes pode ser convenientemente dividida em três etapas; quais são estas e quais suas 
particularidades? Como se dá a terminação? (Iniciação, alongamento e terminação; na iniciação são reconhecidos os 
promotores, a enzima se liga e a fita se abre; no alongamento ocorre o processo de polimerização 5´- 3´, como na 
replicação do DNA; na terminação, dois fenômenos podem ocorrer: formação de uma sequência palindrômica seguida 
de uma outra rica em As e Us; ou atuação, simultânea ou não, da proteína rô) 
•Em eucariontes, mais fatores participam da transcrição, quando este processo é comparado ao de procariontes. Quais 
são os principais fatores envolvidos? E como são divididas as tarefas para a transcrição de mRNAs, rRNAs e tRNAs? (A 
própria montagem do complexo já é mais extensa e demanda muito mais fatores, dentre os quais a TBP e os TF – 
fatores de transcrição – ver figuras e ta belas nas páginas 3-10 e 3-11) 
•O que são ribossomos, e como se dá a síntese e o processamento dos rRNAs? (Ribossomos são misturas de rRNA e 
de proteínas, formando uma unidade física onde se processa a síntese de proteínas; são produzidos em cadeias, como 
se fossem um óperon, e depois são metilados e clivados) 
•A síntese dos tRNAs é mais complexa do que a de rRNAs; saiba quais os principais passos e processos envolvidos. 
(Ela é mais complexa porque envolve mais passos, mas muitos são produzidos em cadeia; há necessidade de remoção 
das extremidades pelas Rnases P e D, a modificação de bases, e a adição do terminal CCA – este terminal é constante 
em todos e é onde se liga o aminoácido) 
•No tocante a mRNAs, há mais processos ainda, incluindo autoprocessamentos. Saiba listar os processos, e suas 
principais consequências para os organismos. (Os mRNAs recebem também o quepe e a cauda, e os introns, se 
presentes, são removidos; é possível que esta remoção seja seletiva – splicing alternativo ou embaralhamento de éxons. 
3: TRANSCRIÇÃO– 66 
 
Primosomo: DNA 
helicase + RNA 
primase Topoisomerase 
(DNA girase) 
RNA 
primer 
Várias SSBP 
DNA 
pol I 
DNA 
ligase 
Dímero
DNA 
pol III 
Cada dímero é composto 
por 10 subunidades: 
   - alongamento 
  ’   - carregamento 
  - processividade 
Em eucariotos, o esquema geral 
é o mesmo, mas participam 
cinco enzimas: 
 - replicação descontínua 
 - replicação contínua 
 - reparo 
 - replicação na mitocôndria 
 - reparo? 
Replicação em procariontes 
Replicação em eucariontes 
Transcrição em procariontes 
Transcrição em eucariontes 
RNA pol completa (’) escaneia o 
DNA à procura dos promotores 
(-)10 e (-)35 e forma um complexo 
fechado quando sigma reconhece (-)35 
Sigma se dissocia e as 
subunidades ’ iniciam a 
polimerização do RNA 
TFIID 
TBP 
TFIIA 
1. TBP, componente do 
TFIID, se liga a TATA, e 
TFIIA estabiliza a ligação 
2. TFIIB se liga e catalisa 
ligação da RNA poI II; TFIIF 
direciona a polimerase 
3. TFIIE, TFIIH 
(helicase), e TFIIJ? 
se juntam ao 
complexo 
RNA polimerase II: 
transcrição de 
genes de proteínas 
B F 
H 
E 
J 
3: TRANSCRIÇÃO– 67 
 
UNIDADE 4 
Tradução 
 
OBJETIVO 
Comentar sobre a descoberta do código genético, com ênfase na abordagem experimental, e discorrer sobre os mecanismos de tradução do DNA e do 
RNA em proteínas, com ênfase nas enzimas envolvidas. 
 
CONTEÚDO 
 O código genético e a tradução do mRNA em proteínas 
 Descoberta do código genético 
 Mecanismos de síntese protéica em procariontes 
Mecanismos de síntese protéica em eucariontes 
 
 
 
 
GUIA DE ESTUDOS 
 
 
 Saiba detalhar os experimentos que foram conduzidos para a elucidação do código genético. 
 O que são regiões tolerantes de um gene? Qual sua importância para a elucidação do código genético? 
 Quais as principais características do código genético? Ele é universal? 
 Porque o código é dito “degenerado”? Qual uma palavra melhor para definir essa característica do código? 
 Descreva o papel do tRNA na tradução, bem como os processos envolvidos. 
 Saiba o que são os sítios A, P e E, na tradução. 
 Qual a implicação da oscilação dos códons e anticódons? Isto é benéfico para o organismo? 
 Conheça os principais fatores envolvidos na tradução em procariontes e eucariontes. Como se dá a iniciação, oelongamento da cadeia e a finalização? 
 O acoplamento da transcrição e da tradução ocorre exclusivamente em procariontes. Porque? 
 Saiba diferenciar entre o acoplamento da transcrição e da tradução, um processo exclusivo de procariontes, da 
tradução simultânea de uma mesma mensagem por vários ribossomos, que ocorre tanto em procariontes quanto 
em eucariontes. Qual o benefício deste último evento? 
 Além da tradução, outros processos são realizados após este, antes que um polipeptídio seja liberado e esteja apto 
a ser utilizado. Conheça esses processos e suas implicações. 
 
4: TRADUÇÃO– 68 
 Tolerante 
Trecho original ELE NÃO TEM DOR NEM COR 
Uma inserção ELE NÃ OTE MDO RNE MCO R 
Duas inserções ELE NÃ OT EMD ORN EMC OR 
Três inserções ELE NÃ OT EM DOR NEM COR 
 O sentido retorna 
O código genético contém as regras que determinam a seqüência de aminoácidos do 
polinucleotídeo sintetizado a partir de um RNA mensageiro; essa seqüência é a chave para a 
estrutura e a função da proteína. Dentre os conceitos importantes para o estudo e a validação do 
código, estão: 
 
1 - Colinearidade entre gene e proteína. Chareles Yanofsky e colegas demonstraram que certas 
seqüências gênicas são colineares com as proteínas por elas codificadas; assim, mutações no DNA 
podem produzir mudanças na proteína, na posição correspondente, de acordo com o código 
genético (Yanofsky, C. et al. 1964. On the colinearity of gene structure and protein structure. PNAS 
(USA) 51:266-274). 
 
2 - Cada códon do código é uma trinca de nucleotídeos. Sydney Brenner, Francis Crick e colegas 
propuseram que o DNA é lido em códons formados por 3 bases. Eles também propuseram que um 
conjunto de RNAs, mais tarde denominados tRNAs, decodificava o DNA (Crick, F.H.C. et al. 
1961. General nature of the genetic code for proteins. Nature 192:1227-1232). São necessários pelo 
menos 20 códons, um para cada aminoácido. Por estágios, eliminaram-se códons de 1 letra (apenas 
4 códons: A, T, G, C) e de 2 letras (apenas 16 códons), sendo que o estágio seguinte, códon de 
trincas, seria aceitável (64 possíveis combinações). 
 Demonstração do códon de trincas 
A demonstração que o código genético é composto por códons de trincas foi feita em experimentos onde se utilizaram mutagênicos que causam 
adições ou deleções de pares de bases; dentre esses, encontram-se os corantes acridina, por exemplo a proflavina. A demonstração baseou-se também 
no fato que muitos genes apresentam segmentos “tolerantes”, ou seja, segmentos onde mutações podem ocorrer sem afetar o fenótipo, posto que eles 
codificam para segmentos de polipeptídeos sem função importante. Com base nesses dois fenômenos, o seguinte quadro se aplica, demonstrando que 
tanto uma quanto duas adições (ou deleções), mesmo ocorrendo em regiões tolerantes, causam efeito no fenótipo, mas três adições (ou deleções) em 
regiões tolerantes fazem com que o sentido de leitura seja retomado. Isto ocorre exatamente porque cada códon é formado por trincas. 
O CÓDIGO GENÉTICO: DESCOBERTA 
A elucidação do código genético 
Uma vez tendo sido demonstrado que o código genético era composto por códons de três letras, e sabendo-se que poderiam existir até 64 códons 
diferentes, passou-se a argumentar qual o significado de cada um dos códons, ou seja, quais códons codificavam para um determinado aminoácido. 
Nos experimentos iniciais, utilizou-se a enzima polinucleotídeo fosforilase, que pode formar moléculas curtas de mRNA in vitro (embora in vivo sua 
função seja oposta). Assim, vários grupos passaram a sintetizar cadeias curtas e a verificar, na tradução, qual ou quais os aminoácidos formados. 
Quatro experimentos foram essenciais: 
 
(a) síntese protéica in vitro com homopolímeros (1961). RNAs homopoliméricos são fáceis de sintetizar; avanços na síntese protéica in vitro (M.W. 
Niremberg & H. Matthaei (1961). The dependence of cell-free protein synthesis in E. coli upon naturally occurring or synthetic polyribossomes. 
PNAS 47:1588-1602) permitiram determinar com poli(U) que o códon UUU sintetiza fenilalanina. Os polímeros poli(A) e poli(C) sintetizavam lisina 
e prolina, respectivamente; poli(G), por razões ainda não esclarecidas – mas provavelmente porque formava pontes internas de hidrogênio, dobrando-
se – não pode ser construído na época. 
 
(b) heteropolímeros aleatórios. Uma mistura racional de nucleotídeos com a enzima polinucleotídeo fosforilase poderia gerar mRNAs cuja composição 
poderia ser estatisticamente prevista. 
Heteropolímero aleatório 5C:1A 
Probabilidade de C ser incluído: 5/6 
Probabilidade de A ser incluído: 1/6 
Trincas Probabilidade 
CCC (5/6)3 57,9% 
CCA CAC ACC (1/6)(5/6)2 11,6% 
CAA ACA AAC (1/6)2(5/6) 2,3% 
AAA (1/6)3 0,4% 
 
 
Resultados 
Prolina 69% CCC + uma de cada 
CCA ou CAC ou ACC 
Treonina 14% Uma de cada CCA ou 
CAC ou ACC mais uma 
de cada CAA ou ACA 
ou AAC 
Histidina 12% Uma de cada CCA ou 
CAC ou ACC 
Asparagina 2% 
Glutamina 2% 
Uma de cada CAA ACA 
AAC para cada 
 
Lisina 1% AAA 
 
 
 O método não é absoluto, mas permite prever a maior parte dos códons com probabilidade estatística alta. 
Note que inserções ou deleções em 
número superior a três, mas não múltiplos 
deste, causam o mesmo efeito. Por 
exemplo, quatro inserções teriam o 
mesmo efeito que uma inserção (com a 
diferença que um códon extra teria sido 
incluído na região tolerante). 
4: TRADUÇÃO– 69 
AC ACACACACACACACAC... ACA, CAC 
UGU UGUUGUUGUUGUUGU... UGU, GUU, UUG 
 
 
c) Heteropolímeros ordenados. Os resultados até então obtidos não eram 
conclusivos. Foram necessários mais dois tipos adicionais de experimentos, o 
primeiro com os heteropolímeros ordenados, obtidos pela polimerização de di- 
ou trinucleotídeos conhecidos, por exemplo: 
Ensaio de ligação tripla – exemplo para treonina 
ACU ACU ACU 
 ACU ACU 
ACU ACU 
AA não marcados, 
exceto treonina 
Trincas ACU 
Ribossomos 
Mistura os três componentes, e 
somente tRNA-Treonina se liga ao 
ribossomo e à trinca 
Imobiliza os reagentes 
em um filtro; os tRNAs 
não ligados 
atravessam 
Resultado: 
Se o filtro é radioativo, então a trinca 
ACU codifica para o aminoácido treonina 
d) Ensaio de ligação tripla (1964). Uma modificação da síntese protéica in vitro, baseada no fato de que ribossomos purificados se fixam a uma 
molécula de mRNA de apenas três nucleotídeos (um códon) e ligam o tRNA correto. Foi possível então avaliar os códons previamente determinados e 
localizar os restantes (Niremberg, MW e Leder, P. 1964. RNA codewords and protein synthesis. Science 145: 1399-1407). 
O CÓDIGO GENÉTICO: CARACTERÍSTICAS 
 O código é redundante (degenerado) 
Todos os aminoácidos, exceto a metionina e o triptofano, são codificados por mais de um códon. 
 
 O código contém códons “externos” de pontuação, mas não contém pontuação interna e nem sobreposição 
Há três códons de finalização: UAA, UGA e UAG (Brenner, S. et al. 1965. Genetic code: the ‘nonsense’ triplets for chain termination and their 
suppression. Nature 206: 994-998), e um códon mais comum de iniciação: AUG, que também codifica metionina. Portanto, a maioria dos 
polipeptídeos recém-sintetizados contém metionina, embora a mesma possa vir a ser removida posteriormente. GUG e UUG são também utilizados 
como códons de iniciação, em raras ocasiões. Não há, no entanto, “vírgulas” no código genético, de tal forma que a mensagem é lida de forma corrida. 
 
Códon 1 Códon 2 Códon 3 Códon 4 
AAA UUU GGG CCC AAA UUU GGG GGG CCC UUU GGG AAA1ª. B
ase 
2a . b
ase 
3a . b
ase 
1ª. B
ase 
2a . b
ase 
3a . b
ase 
1ª. B
ase 
2a . b
ase 
3a . b
ase 
1ª. B
ase 
2a . b
ase 
3a . b
ase 
INÍCIO HISTIDINA GLICINA FIM 
 
Unidade Polinucleotídeo Trincas 
básica reveladas 
1 
2 
Note que é importante a determinação do ponto de início da leitura. Sempre há três possíveis quadros de leitura para uma mensagem: 
A U G C A U G G C U G A 
A U G C A U G G C U G A 
A U G C A U G G C U G A 
4: TRADUÇÃO– 70 
 O código não é universal 
O sistema in vitro utilizado nos experimentos iniciais baseou-se em E. 
coli, e depois sistemas utilizando eucariontes conduziram aos mesmos 
resultados. No entanto, posteriormente verificou-se que os genes da 
mitocôndria humana utilizam um código genético levemente diferente. 
Há outros exemplos com Drosophila, Tetrahymena e Paramecium. 
 Gly 
Ser 
 
 
 
 
Lys 
 
 
 
Ala 
 
Val 
 
 
 
 
Leu 
 
 
 
 
 
 
Asp 
 
Glu 
 
 Pro 
 
Asn 
Phe 
Thr 
Gly 
Cys 
Ile 
 
 
 
 
Arg 
 
 
 
 
Met 
 
 
His 
 
 
 
 
Trp 
 
 
 
1 2 3 4 5 6 
Códons 
 
 O número de códons para cada aminoácido é relativamente proporcional à sua freqüência de uso na tradução 
Há uma boa correlação entre o número de códons para cada aminoácido e a sua abundância em polipeptídeos, conforme demonstrado no gráfico. A 
arginina é uma exceção, porque no DNA de eucariotos há uma baixa ocorrência de duplas CG, de tal forma que os 4 códons que começam com GC 
ocorrem pouco. 
Os três códons de terminação recebem nomes especiais; o primeiro a ser descoberto foi o códon UAG, 
denominado “âmbar”; os outros dois são denominados “opala” (UGA) e “ocre” (UAA) 
O códon de iniciação 
AUG em procariontes 
codifica para uma 
metionina ligada a um 
grupamento formil, 
chamada f-Met, e 
responde a um tipo 
especial de tRNA. 
GUG, e mais 
raramente UUG, 
podem também servir 
como códons de 
iniciação. AUG é 
usado em 91% dos 
casos, GUG em 8% 
dos casos, e UUG em 
apenas 1%; essa 
preferência está 
associada com a 
eficiência da tradução, 
já que AUG é o códon 
mais eficiente. As 
evidências indicam 
que esses códons 
alternativos codificam 
igualmente para f-Met 
se ocorrerem como 
códon de iniciação. 
Importância para expressão de proteínas humanas e de leveduras em bactérias: AGA e 
AGG são raramente usados em bactérias, mas são comuns em humanos e leveduras; 
a superexpressão de genes contendo esses códons pode resultar em síntese 
defeituosa das proteínas. Isto ocorre em particular se esses códons estiverem próximo 
do início do mRNA, o que pode impedir a entrada de novos ribossomos. 
 
Freqüência de uso dos códons alternativos de arginina 
em três espécies 
 
CODON E. coli S. cerevisiae H. sapiens 
CGU 38 14 8 
CGC 40 6 19 
CGA 6 7 11 
CGG 10 4 22 
AGA 4 48 20 
AGG 2 21 20 
Fonte: Schumann e Ferreira, 2004. Genetics and Molecular Biology 27(3): 442-453 
 
3 
 
 O código tem “famílias” e não é ambíguo 
As trincas do código tendem a estar arranjadas em grupos, ou famílias; as duas primeiras letras em geral são as determinantes na alocação a uma 
determinada família, mas alguns aminoácidos são codificados por diferentes famílias, e algumas famílias codificam diferentes aminoácidos. Além 
disso, um determinado códon, em um organismo, codifica somente um aminoácido. 
4 
5 
4: TRADUÇÃO– 71 
 
TRADUÇÃO: VISÃ0 GERAL 
Várias macromoléculas estão envolvidas na tradução da informação genética a partir de um RNA mensageiro. Dentre as macromoléculas estão o próprio 
mRNA, os ribossomos (com seus rRNA e suas 50-80 proteínas), os 40-60 tRNAs, as várias enzimas ativadoras de aminoácidos (aminoacil-tRNA 
sintetases), e mais umas dez proteínas solúveis envolvidas na iniciação, alongamento e terminação da cadeia protéica. Os ribossomos são constituídos de 
duas subunidades (pequena e grande), que se associam sempre que um mRNA está sendo traduzido, dissociando-se quando o processo é concluído. Eles 
são os sítios físicos onde a tradução ocorre, já que o mRNA e os tRNAs vêm aos ribossomos por ocasião da tradução. Já um mRNA pode ser definido 
como a molécula que contém a informação a ser traduzida, na forma de códons (triplets de três bases, cada um codificando para a entrada de um 
aminoácido na cadeia polipeptídica). Por outro lado, os tRNAs são as moléculas que trazem os aminoácidos ao sítio de tradução. Eles são as menores 
macromoléculas envolvidas no processo, tendo raramente mais do que 80 bases de tamanho, adquirindo, no entanto, uma complexa estrutura secundária, 
compatível com sua função na tradução. Os tRNAs contém uma região denominada anticódon, capaz de formar pares de bases com o seu códon 
complementar no mRNA. 
Cada aminoácido se liga ao seu tRNA após ativação enzimática feita pelas aminoacil-tRNAs sintetases, que são encontradas em número de pelo menos 20 
(ou seja, uma para cada aminoácido). Cada espécie de tRNA difere de outra em algumas bases, permitindo assim o reconhecimento por uma aminoacil-
tRNA sintetase trazendo o aminoácido específico para aquele tRNA. Inicialmente, o aminoácido é ativado, e posteriormente ligado ao seu tRNA, 
formando o complexo denominado aminoacil-tRNA. Posteriormente, o aminoacil-tRNA reconhece o seu códon no mRNA, pareando então o seu 
anticódon a este. Isto ocorre no sítio “A” (aminoácido) do ribossomo, sendo que posteriormente a molécula se move para o sítio “P” (polipeptídio) 
No início da síntese, quando uma mensagem nova começa a ser traduzida, o complexo de tradução (mRNA+ribossomo menor) se forma ao redor da trinca 
de iniciação (geralmente uma AUG), na região denominada Shine-Dalgarno. Imediatamente, um tRNA especial, carregando uma metionina modificada 
(formil-met), entra, o que é seguido pela chegada do ribossomo maior. O próximo tRNA entra no sítio A e, ao se translocar para o sítio P, forma uma 
ligação peptídica com aquele primeiro aminoácido, enquanto que a sua própria ligação com o aminoácido é rompida. Este ciclo (tRNA no sítio A, 
translocação, formação da ligação peptídica, quebra da ligação tRNA/aa) é repetido tantas vezes quantas houver códons com significado no mRNA. 
Quando um códon de terminação é encontrado (UAG, UGA e UAA), o complexo se dissocia. Uma nova proteína foi assim formada, enquanto que os 
outros componentes (ribossomos e tRNAs) são reutilizados em outras traduções. 
Ademais, cada um mRNA pode ser traduzido simultaneamente por vários ribossomos, distantes aproximadamente 90 nucleotídeos entre si, formando os 
chamadas polissomos. Ainda, esse fenômeno pode ocorrer, em procariontes, simultaneamente à transcrição, visto que não há compartimentalização dos 
processos (ausência de membrana nuclear) e nem processamento do mRNA. Isto não ocorre em eucariontes, já que a transcrição ocorre no núcleo e a 
tradução no citoplasma. Note, no entanto, que eucariontes também apresentam polissomos. 
À tradução em si podem se seguir várias etapas de processamentos e modificações das proteínas formadas, incluindo-se: (i) Modificações amino-terminais 
e carboxil-terminais: todos os peptídeos iniciam com uma formilmetionina (pro) ou metionina (eucariontes), os quais podem, após síntese, ser removidos 
por ação enzimática e, portanto, não ser encontrados na proteína final. Outra modificação comum envolve a acetilação do grupo amino do terminal amino; 
(ii) Perda de sequências de sinal: em muitas proteínas, os últimos 12-30 resíduos da extremidade amino desempenhampapel importante na destinação do 
polipeptídeo para os compartimentos celulares; essa seqüência sinalizadora é em geral removida quando o destino final é atingido. (iii) Modificações de 
amino ácidos: envolve fosforilação de alguns grupos hidroxila de ser, thr e tir, importante para a atividade enzimática. Grupos metil-serina são comumente 
encontrados em proteínas musculares e no citocromo c. (iv) Cadeias laterais de CH: encontradas em glicoproteínas, proteoglicanos e proteínas com 
funções extra-celulares. (v) Grupamentos isoprenil: dentre as proteínas com essas modificações encontram-se as do grupo Ras (oncogenes e proto-
oncogenes), bem como proteínas G e lamins. (vi) Grupamento prostético: por exemplo na acetil-CoA carboxilase e no grupo heme do citocromo c. 
Processamento proteolítico: muitas proteínas são sintetizadas como unidades bastante grandes, que são posteriormente cortadas proteoliticamente para 
produzir as formas ativas; exemplos incluem tripsina e quimotripsina. (vii) Cross-linking por ligações dissulfídicas: pontes formadas após o atingimento 
da conformação nativa da proteína, protegendo contra desnaturação e outros eventos. 
 
 
 
 
 
 
AS ATORES DO SISTEMA DE TRADUÇÃO 
3 
 
5 
 
3 
 5 
 
3 
 
5 
 
3 
 5 
 
Os ribossomos são constituídos por 
rRNA e proteínas associadas. Cada 
ribossomo contém um sítio para 
ligação do mRNA, e mais três sítios 
para ligação dos tRNAs: sítio “A”, para 
aminoácido, sítio “P” para 
polipeptídeo, e sítio “S”, para saída (no 
inglês, “E”, para exit); este último 
parece ser determinado quase que 
exclusivamente pela subunidade 
maior. 
P A 
P A S 
Os RNA transportadores são as moléculas adaptadoras que efetivamente funcionam 
como o sistema de transporte para trazer os aminoácidos ao sítio de síntese protéica. 
No quadro, está mostrado à esquerda um tRNA não aminoacilado, e à direita um já 
aminoacilado. Note que a representação escolhida para o tRNA leva em conta a 
polaridade 3´- 5´, inversa portanto à do mRNA, uma vez que os dois deverão formar 
pares de bases complementares (códon/anticódon). Em uma determinada célula, existirá 
uma população de tRNAs aminoacilados (independentemente da tradução), e uma 
população, geralmente menor, de espécies não aminoaciladas. O número de tRNAs 
diferentes não é 61, como era de se esperar, mas menor, entre 30 e 40, graças à 
“oscilação” entre códon e anticódon. 
5 3 
Os RNA mensageiros fornecem a mensagem (códons) para 
tradução, indicando qual a ordem de incorporação de 
aminoácidos no polipeptídeo a ser formado, bem como onde 
começar e onde terminar o processo. 
Os aminoácidos são as moléculas que efetivamente compõe as proteínas. São definidos como ácidos 
orgânicos que contém um grupo alfa-carboxil e um grupo alfa-amino, e que diferem entre si pelo grupo 
radical que substitui o carbono alfa. Em geral, são classificados pela polaridade do grupo R: não-polares 
(hidrofóbicos), polares (neutros), positivos (básicos) e negativos (ácidos). Na constituição básica das 
proteínas, 20 aminoácidos são comumente encontrados; em algumas proteínas especializadas, outros 
aminoácidos são encontrados, embora não sejam especificados pelo código genético, mas surgem por 
modificações enzimáticas dos aminoácidos parentais. 
 
 
 
 
 
 
4: TRADUÇÃO– 72 
 
OS PASSOS PARA A TRADUÇÃO 
A incorporação de qualquer aminoácido a uma cadeia polipeptídica envolve os cinco passos seguintes: 
 
1. Energização do aminoácido; 
2. Reconhecimento tRNA/aa; 
3. Aminoacilação do tRNA; 
4. Reconhecimento do códon pelo tRNA carregado; e 
5. Formação da ligação peptídica, quebra da ligação tRNA/aa, e translocação. 
 
Na sistemática de tradução, estão também envolvidos sistemas de iniciação e de finalização, que serão vistos em detalhes mais tarde. 
 
 H 
 I 
R ---- C ---- C ---- O
-
 
 I II 
 
+
NH2 O 
+ 
ENERGIZAÇÃO DO AMINOÁCIDO 
 
 H 
 I 
R ---- C ---- C ---- O
-
 
 I II 
 
+
NH2 O 
+ 
A energização do aminoácido se dá pela união do mesmo a uma ATP, gerando um 
pirofosfato inorgânico e um aminoácido ligado a uma AMP, denominado “aminoacil-AMP”. 
A energia dessa AMP será usada para ligar o aminoácido ao seu tRNA. 
1 
aminoácido 
ATP 
Aminoacil-AMP pirofosfato 
inorgânico 
ENZIMA: 
Aminoacil-tRNA 
sintetase 
C11/G24 
A73 
G20 
C34 
A3/U70 
G2/C71 
G1/C72 
RECONHECIMENTO DO RNA TRANSPORTADOR 2 
Cada tRNA tem afinidade específica por um dos 20 aa, formando 
uma ligação covalente com o mesmo, quando carregado. O 
reconhecimento se dá em bases específicas nos vários braços 
do tRNA. 
 
As posições reconhecidas variam; alguns exemplos: 
 
 
Valina: as três bases do anticódon 
 
 
Metionina: as três bases do anticódon 
 
 
Fenilalanina: as três bases do anticódon, mais G20 do braço D 
e A73 no terminal 
 
 
Isoleucina: modificação na posição C34 do anticódon 
 
 
Glutamina: o anticódon, especialmente a U central 
 
 
Serina: os pares G1-C72, G2-C71 e A3-U70 no braço acceptor, 
mais o par C11-G24 no braço D 
 
 
Alanina: o par G3-U70 na hélice acceptora 
Braço D 
Braço do anticódon 
Anticódon 
Braço pseudouridina 
Braço aceptor do aa 
5´ 
3´ 
4: TRADUÇÃO– 73 
RECONHECIMENTO CÓDON/ANTICÓDON: TEORIA DA OSCILAÇÃO 4 
Uma vez que o aminoácido correto esteja ligado ao tRNA, a molécula aminoacilada precisa reconhecer, no mRNA, o seu local de ligação, através do braço 
anticódon que contém a trinca anticódon. No entanto, códons e anticódons podem oscilar. Teoricamente, deveria haver 61 moléculas de tRNA em cada 
célula; na prática, há entre 31 e 40, dependendo do organismo. Como? A explicação está na hipótese da oscilação: há uma região de oscilação, no 
primeiro nucleotídeo do anticódon e terceiro do códon, permitindo ao anticódon a formação de pares com mais de um códon. 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 A 
2 U mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 C 
2 G mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 G 
2 U mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 U 
2 G mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 U 
2 A mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 G 
2 C mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 I 
2 U mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 I 
2 C mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
3` 
5` 
anticódon 
3 
1 
2 I 
2 A mRNA 5` 
tRNA 3` 
códon 
Pareamentos 
convencionais: se as 
bases A ou C ocuparem 
a primeira posição do 
anticódon, elas apenas 
formarão os 
pareamentos 
convencionais com U e 
G, respectivamente 
Se U ocupar a primeira 
posição do anticódon, 
ela poderá formar o 
pareamento 
convencional com A ou 
um pareamento não-
convencional com G 
 
Se G ocupar a primeira 
posição do anticódon, 
ela poderá formar um 
pareamento não-
convencional com U 
ou o pareamento 
convencional com C 
Se a base modificada Inosina, 
que se assemelha com G em 
suas propriedades, for 
encontrada na primeira 
posição do anticódon, ela 
poderá parear com U, C ou A 
A 
C 
C 
AMINOACILAÇÃO DO RNA TRANSPORTADOR 
 
 H 
 I 
R ---- C ---- C ---- O 
 I II 
 
+
NH2 O 
+ 
AMINOACILAÇÃOENZIMA: 
Aminoacil-tRNA 
sintetase 
A extremidade amino do 
aminoácido permanece 
livre 
3 
 
 H 
 I 
R ---- C ---- C ---- O
-
 
 I II 
 
+
NH2 O 
A partir do aminoacil-AMP gerado pela reação de energização do aminoácido, e uma vez feito o reconhecimento apropriado, dá-se a aminoacilação do tRNA, em 
uma reação que gerará uma AMP livre e um tRNA aminoacilado. A ligação covalente se dá por aminoacilação ou associação, quando o aminoácido se torna ligado 
à extremidade 3’ do braço aceptor do tRNA, que é sempre um A (5’-CCA-3’) 
As aminoacil-tRNA sintetases controlam a aminoacilação. Na maioria das células, há uma única sintetase para cada aminoácido, o que significa que uma 
enzima pode associar cada membro de uma série de tRNAs isoaceptores. A reação catalizada por todas é a mesma, sendo requerida energia fornecida por ATP. 
As aminoacil sintetases são capazes de reconhecer tanto o aminoácido correto, com base no seu radical, quanto o tRNA apropriado. 
+ 
3 ´
A 
C 
C 
aminoacil-AMP tRNA tRNA 
aminoacilado 
As aminoacil - tRNA sintetases 
Estas são as enzimas responsáveis pela ativação dos aminoácidos e sua ligação aos tRNAs. Elas existem em número de pelo menos 20, ou seja, uma 
para cada aminoácido – e portanto, como há até 61 espécies de tRNA, cada aminoacil tRNA sintetase reconhece mais de um tRNA, mas somente um 
aminoácido. Estas enzimas ligam o aminoácido à hidroxila 3' livre da adenosina terminal do tRNA. A ligação ocorre numa reação de duas etapas, que 
envolve a quebra de um ATP, em processos que serão vistos em detalhe mais tarde. Em suma, o aminoácido forma um complexo com a enzima, 
utilizando o ATP como fonte de energia, liberando um pirofosfato inorgânico e formando um aminoacil, que é posteriormente ligado ao tRNA. 
Quando isto acontece, forma-se o complexo aminoacil-tRNA ativado. 
É importante salientar que a entrada do aminoacil-tRNA no complexo de tradução se dá exclusivamente por virtude do reconhecimento do códon pelo 
tRNA; isto significa dizer que, se o complexo aminoacil-tRNA ligou um aminoácido errado, este aminoácido será erroneamente incorporado à cadeia 
polipeptídica crescente. Isto foi experimentalmente demonstrado em um experimento clássico onde uma cisteína já ligada ao seu tRNA específico foi 
quimicamente modificada, transformando-se em uma alanina. Este aminoacil-tRNA (agora denominado alanil-tRNAcis), incorporou a alanina em 
resposta a um códon de cisteína. 
O reconhecimento dos tRNAs pela sua aminoacil-tRNA sintetase específica é complexo. Por um lado, uma enzima específica deve reconhecer apenas 
um aminoácido (o seu aminoácido específico), mas por outro lado, ela pode ligar esse aminoácido reconhecido por ela a vários tRNAs. Conforme será 
demonstrado mais tarde, não apenas o anticódon mas várias outras posições no tRNA são importantes para esse reconhecimento. 
4: TRADUÇÃO– 74 
P A 
 
FORMAÇÃO DA LIGAÇÃO PEPTÍDICA, QUEBRA DA LIGAÇÃO tRNA/aa, E TRANSLOCAÇÃO 
A cadeia 
polipeptídica já 
contém três resíduos 
de aminoácidos 
desligados de 
tRNAs, e mais um 
quarto, ainda ligado 
ao tRNA 
O quarto aminoácido ainda está ligado ao seu tRNA, mas 
já houve a formação da ligação peptídica pela enzima 
peptidil-transferase 
Uma nova ligação peptídica entre os resíduos 4 e 5 
forma-se, presumivelmente por ocasião da 
translocação do complexo para o próximo códon 
5 
Após o início da síntese, a adição de cada novo aminoácido passa por três etapas, envolvendo: (i) a formação de uma ligação peptídica entre o novo 
aminoácido e a cadeia peptídica; (ii) o rompimento da ligação de alta energia que foi feita durante a aminoacilação do tRNA; e (iii) a translocação de todo 
o sistema para o próximo códon. Embora ainda perdurem algumas dúvidas sobre como o processo todo é orquestrado, presume-se que, estando o sítio P 
ocupado por um tRNA aminoacilado e já ligado à cadeia, e o sítio A ocupado por um novo aminoacil-tRNA, a formação da nova ligação peptídica faça 
com que a cadeia passe para o domínio do tRNA ocupando o sítio A, por alguns instantes, o que é imediatamente seguido pela liberação do tRNA 
desacilado e pelo movimento do ribossomo para o próximo códon. Por ocasião da formação da nova ligação peptídica, houve também o rompimento da 
ligação de alta energia que existia entre o tRNA e o seu correspondente aminoácido. O ciclo é repetido várias vezes, até que um códon de finalização seja 
encontrado. É também postulado que as subunidades maior e menor se movam separadamente, a subunidade maior movendo-se antes da menor. 
P A S 
P A 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
P A S 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
O quinto aminoácido com o seu tRNA ocupa o 
sítio A e ainda não está ligado à cadeia 
O tRNA do 
terceiro 
aminoácido 
agora está livre, 
ao mesmo 
tempo em que o 
quarto passou 
para o sítio S e 
em seguida se 
liberará 
A ligação entre o quarto aminoácido e seu 
tRNA rompe-se por hidrólise 
O próximo tRNA, com o 
resíduo de aminoácido 6, 
aproxima-se do sítio A 
para formar pares de 
bases com o seu códon 
P A S 
P A 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
As duas subunidades do ribossomo 
se movem um códon à frente; é 
possível que esse movimento seja 
descoordenado, no sentido em que a 
subunidade maior mova-se antes, 
deixando um desalinhamento 
transitório entre os sítios A e P das 
duas subunidades; a isso, seria 
seguido o movimento da subunidade 
menor 
Há também algumas evidências que o 
mRNA, e não o ribossomo, se 
moveria, mas isto ainda carece de 
mais investigação 
4: TRADUÇÃO– 75 
 
O INÍCIO DA SÍNTESE PROTÉICA EM PROCARIONTES: 
DETALHAMENTO DO RECONHECIMENTO DO CÓDON 
O primeiro processo que ocorre na tradução é a ligação da subunidade menor do ribossomo (30S) com a molécula de mRNA a 
ser traduzida. O sítio de ligação do ribossomo assegura que a tradução comece na posição correta, logo acima do primeiro 
códon “AUG”, que é o mais freqüentemente utilizado; outros códons de iniciação são GUG e UGG, este raramente utilizado. A 
eficiência do códon AUG é cerca de duas vezes maior do que GUG, e quatro vezes maior do que UUG. 
A seqüência de Shine-
Dalgarno, um conjunto de 
nucleotídeos situados logo 
acima do ponto de 
iniciação da tradução em 
procariontes. Descoberta 
em 1974, por John Shine e 
Larry Dalgarno, na 
Austrália. com o consenso 
UAAGGAGG ou AAGGA. A 
primeira composição 
parece ser de 3 a 6 vezes 
mais eficiente do que a 
segunda. 
AUG: códon de iniciação mais comum em procariontes (usado em 91% dos casos); GUG é usado em 
8% dos casos, e UUG em apenas 1%. O códon AUG é o mais eficiente em promover a transcrição. 
O 16S RNA forma pares de bases com a seqüência de Shine-
Dalgarno, que apresenta o consenso UAAGGAGG ou AAGGA. A 
primeira composição parece ser de 3 a 6 vezes mais eficiente do 
que a segunda. 
P A 
5 
3 
A G U 
O complexo de iniciação se forma 
quando o tRNA especial de iniciação, já 
aminoacilado, forma pares de base com 
o códon de iniciação, trazendo uma 
metionina adicionada de um grupamento 
formil (F-met), garantindo que o 
grupamento amino esteja bloqueado, 
direcionando assim a polimerização do 
polipeptídeo para o grupo carboxila. O 
tRNA específico para iniciação difere dos 
outros não somente por trazer uma 
metionina formilada mas tambémpor 
apresentar três pares GC no braço do 
anticódon, e adicionalmente por não 
estar pareado nas últimas duas bases do 
braço do aminoácido. Somente tRNAs 
com essas características são capazes 
de entrar diretamente no sítio P do 
ribossomo menor; os outros requerem o 
complexo já formado para serem 
capazes de entrar, e portanto 
ínicialmente entram no sítio A para 
então, por translocação, entrarem no síto 
P. 
P A 
5 
3 
5 3 
3 
 
5 
 
3 
 5 
 
F-met 
P A S 
Em seguida, a subunidade maior junta-se ao 
complexo já formado, dando continuidade à 
síntese. Os fatores IF-1, IF-2 e IF-3 obtém 
energia a partir da queima de GTP para 
promover as movimentações das unidades, 
bem como as próprias ligações. 
Três fatores de iniciação participam do processo: 
IF-1, IF-2 e IF-3. IF-3 é o primeiro a atuar, ligando-se 
à subunidade menor e impedindo a ligação 
prematura da subunidade maior. Em seguida, IF-1 e 
IF-2 atuam, impedindo a ligação prematura de 
tRNAs ao sítio A (IF-1) e facilitando a ligação do 
tRNA de iniciação (IF-2). Ao final da iniciação, os 
três fatores são liberados. 
O espaçamento entre a seqüência Shine-
Dalgarno e o códon varia de 5 a 13, com o 
ótimo em torno de 6-7. 
4: TRADUÇÃO– 76 
5 3 
A SÍNTESE PROTÉICA – VÁRIAS TRANSLOCAÇÕES ATÉ A FINALIZAÇÃO 
5 3 
5 3 
5 3 
5 3 
5 3 
5 3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
F-
met 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
F-
met 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
F-
met 
F-
met 
F-
met 
F-
met 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Uma vez que o códon de iniciação tenha sido encontrado e que o tRNA aminoacilado especial de iniciação, carregando a metionina com o 
grupamento formil, esteja no sítio P, um novo tRNA entra no sítio A. 
No segundo passo, há a formação de uma ligação peptídica 
entre o primeiro e o segundo aminoácido, ainda enquanto este 
último está ligado ao tRNA. A enzima responsável pela ligação 
era denominada peptidil transferase, mas há também 
indicações mais recentes de que esta função é exercida pela 
unidade 23S do próprio ribossomo, em mais um exemplo de 
ação catalítica de RNA. O local exato é hoje denominado PTC 
(peptidyl transferase center), e os últimos estudos confirmam 
a ação de peptidil transferase como uma enzima de RNA 
(ribozima). A desacilase quebra a ligação entre o tRNA e o 
aminoácido. 
A finalização da cadeia ocorre quando o sítio A penetra em 
um códon finalizador UAA, UAG ou UGA. Não há moléculas de 
tRNA com anticódons capazes de parear com os códons de 
finalização. Um fator de liberação, RF1 ou RF2, dependendo 
do códon presente (RF1: UAA, UAG; RF2: UAA, UGA), entra 
no sítio A e cliva o polipeptídeo completo a partir do tRNA 
final. Um terceiro fator de liberação, RF3, desempenha papel 
auxiliar no processo. 
O terceiro passo compreende a translocação do sítio P para o 
sítio S, por onde o tRNA descarregado deixa o complexo. Um 
novo tRNA carregado entre pelo sítio A, dando continuidade 
ao processo. O fator EF-G facilita a translocação do 
complexo. Nos procariontes, a velocidade de adição de 
aminoácidos à cadeia pode ser de até 20 por segundo; essa 
taxa parece ser dez vezes menor em eucariontes. 
 
 
Acredita-se que efetivamente a subunidade maior mova-se 
antes, posicionando o tRNA desacilado no sítio S, que é 
domínio exclusivo dessa subunidade. Em seguida, a 
subunidade menor se move, ejetando o tRNA, já que ele está 
fora do domínio P da subunidade menor. 
 
Algumas observações mais recentes podem indicar que, de 
fato, seria o mRNA que se moveria, e não o ribossomo, mas 
isto ainda carece de mais fundamentação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
F-
met 
F-
met 
Esse segundo aminoacil-tRNA está ligado ao fator EF-Tu e a 
um GTP; o GTP é hidrolisado, fornecendo assim energia para 
uma ligação peptídica. 
O processo se repete consecutivamente, enquanto houver 
códons com significado no mRNA. Os passos são sempre os 
mesmos: desacilação do tRNA, formação de ligação peptídica, 
e translocação do ribossomo. 
A ligação dos RF ao ribossomo altera a atividade da peptidil-
transferase, de tal forma que uma molécula de água, e não um 
aminoácido, seja adicionada à cadeia, formando assim o 
terminal aa-COOH do polipeptídeo. 
O ribossomo libera o polipeptídeo e posteriormente libera 
também o mRNA e se dissocia nas subunidades 30S e 50S, as 
quais podem posteriormente ser reutilizadas na síntese 
protéica. 
Alguns inibidores que bloqueiam a síntese de proteínas: 
 
Estreptomicina – Evita que o tRNA iniciador penetre no sítio P 
Quiromicina – Liga-se a EF-Tu 
Cloranfenicol – Inibe a peptidil-transferase 
Tioestreptona – Liga-se a EF-G e evita a translocação 
4: TRADUÇÃO– 77 
eIF4B – facilita o 
scaneamento do mRNA 
eIF4A, com atividade de helicase, remove 
as estruturas 
TRADUÇÃO EM EUCARIONTES - PARTICULARIDADES 
O início da tradução em eucariontes se dá essencialmente da mesma forma que em procariontes, com diferenças nos fatores que participam e pela ausência 
da seqüência de Shine-Dalgarno. Esta seqüência, em procariontes, posiciona o ribossomo no códon inicial; em eucariontes, a subunidade pequena do 
ribossomo (40S) reconhece o quepe (7-metilguanina) na extremidade 5’ e a partir daí se move até alcançar um códon iniciador, que pode ou não ser a 
primeira trinca AUG. Muitos mRNAs de eucariontes contém uma seqüência de reconhecimento ao redor da trinca AUG inicial: 5´- ACCAUGG-3´. 
Denominada seqüência Kozak, em homenagem a Marilyn Kozak, que a descobriu, parece funcionar como a seqüência Shine-Dalgarno, no sentido de 
sinalizar que a trinca inicial foi localizada. Note, no entanto, que essa seqüência não tem a mesma função de Shine-Dalgarno no sentido de formar uma 
ligação entre o ribossomo e o mRNA. 
Uma outra diferença importante é que a cauda poli-A também está envolvida na iniciação da tradução. Presume-se que as proteínas que interagem com o 
quepe também interajam com a cauda, aumentando, dessa forma, os níveis de tradução. Como as duas estruturas (quepe e cauda) estão situadas em 
posições extremas no mRNA, muitas vezes bastante distantes, é provável que o RNA se dobre durante o processo, para dar permissão física a essas 
interações. Muito pouco ainda é sabido com relação a esse processo e como ele afeta a tradução e particularmente a formação dos polissomos, já que fica 
difícil conceber como é que, fisicamente, um complexo tão volumoso possa se formar. Como alguns mRNAs eucarióticos contém sítios internos de 
entrada de ribossomos (IRES – internal ribosome entry site), é possível que os mesmos auxiliem nesse processo, em alguns casos, permitindo que, uma 
vez iniciada a primeira rodada de tradução, as traduções posteriores se iniciem a partir do IRES. 
Outras diferenças entre a tradução em procariontes e eucariontes incluem: (i) o tRNA transporta uma metionina não modificada; (ii) o início da 
tradução requer muito mais fatores; (iii) a iniciação requer energia fornecida por ATP para construir o complexo e escanear o mRNA; e (iv) a 
finalização da tradução requer a hidrólise de GTP, não necessária em E. coli. 
5´ 
 AUG (início) ............. UAA (fim) A A A A A A A A A A A A A A 
5´A A A A A A A A A A A A Proteína de ligação à 
cauda poli-A (PAB) 
A ligação entre as proteínas de 
reconhecimento do quepe e da 
cauda acentuariam a ligação da 
subunidade menor do ribossomo 
à extremidade 5´, e a partir daí a 
mesma escanearia o DNA à 
procura da seqüência de Kozak e 
do primeiro códon de iniciação 
Alguns mRNA eucarióticos 
possuem seqüências internas de 
entrada de ribossomos, o que 
poderia alterar este modelo, no 
sentido que os ribossomos 
poderiam se ligar diretamente, 
sem primeiro se ligar ao quepe 
Fatores protcos requeridos para a iniciação da tradução em procariontes
IF-1 Previne a ligação prematura dos tRNAs ao sítio A
IF-2 Facilita a ligação do fMet -tRNA à subunidade 30S do ribossomo
IF-3
Liga-se à subunidade 30S, previnindo a associação pre matura da subunidade 50S; também aumenta a 
especificidade do sítio P por fMet -tRNA
Fatores protéicos requeridos para a iniciação da tradução em eucariontes
eIF2 Facilita a ligação do Met -tRNA iniciante à subunidade 40S
eIF2B, 
eIF3
Primeiros fatores a se unirem à subunidade 40S, facilitando os passos subsequentes
eIF4A
Atividade de RNA helicase remove estruturas secuntárias no mRNA, permitindo ligação da subunidade 40S; 
parte do complexo eIF4F
eIF4B Liga-se ao mRNA, facilitando o scanning deste para a l ocalização da primeira trinca AUG
eIF4E Liga-se ao quepe 5’ do mRNA; parte do complexo eIF4F
eIF4G Liga-se a eIF4F e à proteína de ligação a poli -A (PAB); parte do complexo eIF4F
eIF5
Promove a dissociação de vários outros fatores de iniciação da subuni dade 40S, permitindo o acesso da 
subunidade 60S
eIF6 Facilita a dissociação das unidades 80S inativas nos subcomponentes 40S e 60S
Fatores protcos requeridos para a iniciação da tradução em procariontes
IF-1 Previne a ligação prematura dos tRNAs ao sítio A
IF-2 Facilita a ligação do fMet -tRNA à subunidade 30S do ribossomo
IF-3
Liga-se à subunidade 30S, previnindo a associação pre matura da subunidade 50S; também aumenta a 
especificidade do sítio P por fMet -tRNA
Fatores protéicos requeridos para a iniciação da tradução em eucariontes
eIF2 Facilita a ligação do Met -tRNA iniciante à subunidade 40S
eIF2B, 
eIF3
Primeiros fatores a se unirem à subunidade 40S, facilitando os passos subsequentes
eIF4A
Atividade de RNA helicase remove estruturas secuntárias no mRNA, permitindo ligação da subunidade 40S; 
parte do complexo eIF4F
eIF4B Liga-se ao mRNA, facilitando o scanning deste para a l ocalização da primeira trinca AUG
eIF4E Liga-se ao quepe 5’ do mRNA; parte do complexo eIF4F
eIF4G Liga-se a eIF4F e à proteína de ligação a poli -A (PAB); parte do complexo eIF4F
eIF5
Promove a dissociação de vários outros fatores de iniciação da subuni dade 40S, permitindo o acesso da 
subunidade 60S
eIF6 Facilita a dissociação das unidades 80S inativas nos subcomponentes 40S e 60S
eIF4E – proteína de 
ligação ao quepe 
eIF4G – proteína 
conectante entre eIF4E 
e poli-A PAB 
eIF4B – facilita o 
scaneamento do mRNA 
5´ 
 AUG (início) ............. UAA (fim) A A A A A A A A A A A A A A 
Nesta região, pode ocorrer a ligação de proteínas 
que interagem com outros fatores de iniciação 
da tradução já ligados ao mRNA, ou mesmo com 
a subunidade pequena do ribossomo (40S), 
previnindo a tradução 
SEQÜÊNCIAS NÃO TRADUZIDAS (UTR) NO INÍCIO E NO FINAL DO mRNA 
As seqüências não traduzidas (UTR) no início e no final do gene desempenham papel importante no controle da expressão. A seqüência 5´ 
contém o quepe e mais um segmento (UTR) que pode formar estruturas secundárias que deverão ser desfeitas antes do início do escaneamento 
do RNA. A seqüência 3´ contém, além da cauda, segmentos (UTR) que servem de ligação para proteínas implicadas na regulação gênica. 
Estruturas secundárias podem se 
formar na 5´UTR 
Quepe 5´-UTR Região do gene 3´-UTR Cauda de poli-A 
Quepe 5´-UTR Região do gene 3´-UTR Cauda de poli-A 
Subunidade 
menor 
4: TRADUÇÃO– 78 
Após algumas translocações, o início do mRNA 
encontra-se livre e pode ser novamente traduzido, 
resultando em um polissomo, um mRNA que está sendo 
traduzido por inúmeros ribossomos de uma só vez. Isto 
ocorre tanto em procariontes quanto em eucariontes. 
TRADUÇÃO SIMULTÂNEA DE UMA MESMA MENSAGEM POR VÁRIOS RIBOSSOMOS 
EM PROCARIONTES E EUCARIONTES 
ACOPLAMENTO DA TRANSCRIÇÃO E DA TRADUÇÃO EM PROCARIONTES 
O mRNA de procariontes pode ser traduzido por 
ribossomos enquanto ainda está sendo transcrito do DNA 
pela RNA polimerase. Isto é possível porque o mRNA de 
procariontes não sofre processamentos e nem precisa ser 
transportado do núcleo para o citoplasma antes de 
encontrar ribossomos livres, como ocorre em 
eucariontes. A degradacao dos mRNAs de procariontes 
tambem e retardada por este processo, ja que os 
ribossomos que se ligam ao mRNA nascente o protegem 
das RNAses. 
5´ 
3´ 
 EUCARIONTES PROCARIONTES 
3´ 
5´ 
Note que os polipeptídeos se 
tornam progressivamente maiores 
à medida em que os ribossomos 
se aproximam da extremidade 3´ 
do mRNA 
DIREÇÃO DA TRADUÇÃO 
PRÍONS: PROTEÍNAS INFECCIOSAS COM “CARA” DE MATERIAL GENÉTICO 
Stanley B. Prusiner recebeu o Prêmio Nobel de Medicina de 1997 pela suas pesquisas, iniciadas em 1972, com “Príons”, que são proteínas com capacidade 
infecciosa, causadoras de doenças. A partir de seu trabalho, os príons foram incluídos, juntamente com bactérias, vírus, fungos e parasitas, como agentes 
causativos de doenças. Os príons existem normalmente como proteínas inócuas, mas têm uma capacidade inata de converter suas estrutura em 
conformações altamente estáveis, responsáveis pela formação de partículas danosas, causativas de várias doenças do tipo demência em humanos e animais, 
incluindo a famosa “doença da vaca louca”. Desnecessário dizer que a comunidade científica mostrou-se muito cética em relação aos príons, 
particularmente porque ficou demonstrado que eles podem ser herdados e transmitidos, e no entanto não são constituídos pelo material genético 
convencional (DNA ou RNA). Em 1984, sondas já foram desenhadas para localizar o gene responsável pelos príons, que foram encontrados em todos os 
animais testados, inclusive no homem. Estudos posteriores demonstraram que os príons, após adquirirem a conformação adequada, passam a ter 
propriedades infecciosas que podem iniciar uma reação em cadeia que converte outras proteínas que, quando acumuladas em alta quantidade, podem 
causar doenças cerebrais. Um dos problemas é que o sistema imune não responde aos príons, já que eles são proteínas naturais. Dentre as doenças animais 
já atribuídas a príons encontram-se Scrapie, em ovinos, e Encefalite esponjosa em bovinos (doença da vaca louca). Em humanos, Kuru, doença de 
Gertsmann-Sträussler-Scheinker (GSS), Fatal Familial Insomnia (FFI) e Creutzfeldt-Jakob Disease (CJD) são também atribuídas a príons. 
4: TRADUÇÃO– 79 
 
UNIDADE 5 
O controle da expressão gênica 
 
OBJETIVO 
Demonstrar a necessidade do controle da expressão gênica como uma resposta a mudanças no ambiente e como parte do processo de desenvolvimento 
dos organismos, e comentar sobre os principais mecanismos envolvidos no controle da expressão gênica. 
 
CONTEÚDO 
 Controle da expressão gênica e do ciclo celular 
 Porque controlar a expressão gênica 
 Estratégias de controle da expressão gênica 
 Regulação gênica durante o desenvolvimento 
 
 
GUIA DE ESTUDOS 
 Oque é controlar a expressão gênica? É DECIDIR SE: 
o Um gene vai ser transcrito ou não, e em que nível; OU: Um determinado mRNA é traduzido ou não, e em 
que nível. 
 ISTO PARA UMA DETERMINADA CÉLULA E/OU UM DETERMINADO MOMENTO 
 Quem toma a decisão, e como ela é tomada? 
o Primeiro, alguns genes não são regulados, ou são muito pouco 
o Segundo, alguns genes precisam ser “empurrados” – induz a transcrição/tradução 
o Terceiro, alguns genes precisam ser “segurados” – reprime a transcrição/tradução 
 NO FUNDO, SÃO MOLÉCULAS DE LIGAÇÃO AO DNA/RNA QUE ATIVAM OU DESATIVAM O 
PROCESSO. QUEM SÃO ELAS? OS ATIVADORES, TRANSATIVADORES REPRESSORES, FATORES DE 
TRANSCRIÇÃO, ... (Lembrem dos “motivos” de ligação) 
 Regulação positiva e regulação negativa – ver o “modelo geral” 
 Em que tipos de situação pode ocorrer a regulação (isto é, o desdobramento do “modelo geral”)? 
o 1. um substrato está disponível para ser usado, e então induz a expressão de genes para enzimas que 
possam utilizá-lo (ex. lactose) 
o 2. um substrato “melhor” está disponível para ser usado, e reprime a utilização do substrato “pior” (ex. 
glicose versus lactose) 
o 3. uma determinada molécula é produzida, atinge os níveis que são necessários na célula, e então envia 
um sinal dizendo: “não precisa mais me fazer...” (ex. um amino-ácido) 
o 4. uma célula tenta traduzir um mRNA mas não consegue por falta de amino-ácidos no meio, e então 
manda uma mensagem dizendo: “não há amino-ácidos disponíveis para traduzir a mensagem, não a faça” 
o 5. para fazer um conjunto (ex. os ribossomos) precisam-se de 1 unidade de cada a, b e c; se fizer 1.000 
de a e somente 1 de b e c, sobram 999 destes dois últimos, então mande um sinal dizendo: “não faça mais 
a”; ou melhor ainda, regule de tal forma que a síntese de a, b e c seja coordenada 
o 6. há erros ocorrendo na replicação do DNA, envie enzimas SOS para reparar os erros 
o 7. há muita necessidade de uma determinada proteína, então aumente o número de duplas-hélices de 
DNA na região contendo o gene para esta proteína 
o 8. a célula está se intoxicando com um metal pesado, e esse mesmo metal aumenta a transcrição de genes 
para proteínas que irão seqüestrá-lo do meio, detoxificando as células 
o 9. como fazer com que este ovo de Drosophila recém posto se transforme em uma linda (linda???) mosca 
das frutas? 
 Genes maternais estabelecem gradientes; cada gene produz fatores de transcrição que irão ativar 
outros genes que produzem outros fatores que ativam outros genes que produzem outros 
fatores que ativam outros genes (...)que produzem outros fatores que fazem algo importante 
além de ativar outros genes... (exemplos Bicoid e Nanos controlam Caudal, Pumilio e 
Hunchback...) 
 Genes de segmentação: estabelecem os segmentos (ex. Fushi-tarazu) – mesma situação acima 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 80 
Porque controlar a expressão gênica 
De todos os genes de um organismo, apenas uma fração é expressa em um determinado 
momento. Alguns genes são expressos mais freqüentemente ou em maior intensidade, por 
exemplo aqueles responsáveis pelos fatores de transcrição do DNA e o gene que codifica 
para a enzima rubisco (ribulose 1,5-bisfosfato carboxilase-oxigenase) em plantas. Outros 
são expressos menos freqüentemente, por exemplo genes para enzimas que promovem o 
reparo de lesões raras do DNA. Em muitos casos, a necessidade por uma determinada 
molécula modifica-se conforme o ambiente, ou na medida em que as fontes de alimento se 
alteram. Outras importantes fontes de regulação estão relacionadas com as fases de 
desenvolvimento de um organismo multicelular, onde certas proteínas que influenciam a 
diferenciação celular podem estar presentes por apenas alguns instantes em determinados 
tecidos, e com a especialização celular, caso em que apenas algumas células expressam 
altas quantidades de determinados produtos. 
 
 
O controle da regulação gênica em qualquer organismo pode ocorrer em diferentes níveis, 
desde a taxa de acesso ao DNA e de transcrição de um determinado gene, até eventos que 
influenciam o direcionamento do produto gênico para o local onde poderá atuar, passando 
por controles pós-transcricionais tais como processamento e degradação do RNA, 
tradução, e processamento pós-tradução de proteínas. 
 
Os mecanismos mais bem estudados e de certa forma mais interessantes e intrigantes situam-se exatamente em nível de regulação da transcrição, particularmente no início do 
processo. Através deste tipo de controle, os organismos podem obter, por exemplo a sincronização da expressão de vários genes que codificam para produtos com atividades 
interdependentes, como no caso dos genes envolvidos na degradação e utilização de um determinado produto, os quais somente serão transcritos se o produto estiver presente. Neste 
caso, a regulação gênica pode ser mediada por proteínas que reagem a sinais do ambiente, detectando a presença do produto a ser utilizado. Os genes podem estar situados em 
conglomerados, de tal forma que poderão ser transcritos como um mRNA multigênico. 
Genes de manutenção, induzíveis e reprimíveis 
Genes com pouca regulação da expressão, por serem utilizados a altas taxas o tempo todo, e em todas as células, são chamados genes de manutenção (housekeeping), e sua 
regulação, ou melhor, a ausência da regulação gênica implica uma expressão constitutiva dos mesmos. Genes induzíveis são aqueles cuja transcrição é aumentada sob 
circunstâncias particulares, em um processo denominado indução; já genes reprimíveis são aqueles cuja expressão diminui em resposta a estímulo, no processo denominado 
repressão. 
CONTROLE DA EXPRESSÃO GÊNICA 
P
e
rc
e
n
ta
g
e
m
 d
a
 e
x
p
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e
m
 r
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la
ç
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 a
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 s
e
lv
a
g
e
m
 
A importância das regiões regulatórias e sua composição de bases 
Uma vez que a transcrição de um gene é mediada pela RNA polimerase ou por enzimas a esta associadas, vale ressaltar a importância das seqüências de ligação do complexo de 
transcrição ao DNA. Em muitos casos, a seqüência de nucleotídeos de uma região promotora varia consideravelmente de gene para gene, influenciando a afinidade da RNA polimerase 
e assim a freqüência de iniciação da transcrição. As diferenças nas taxas podem ser até da ordem das milhares de vezes. Experimentos com mutações pontuais indicam que há 
alterações substanciais na taxa de transcrição quando substituições de nucleotídeos nas regiões promotoras são efetuadas. Por exemplo, na tabela abaixo, observa-se que os mutantes 
PlacIq e PlacIal são mais eficientes na promoção da transcrição, quando comparados ao promotor nativo do gene, posto que as seqüências da região –35 são mais próximas do 
consenso. Note-se, na mesma tabela, que as seqüências da região –10 dos três promotores divergem bastante da seqüência de consenso TATAAT, o que causa diminuição na 
expressão, conforme demonstrado na figura. 
0
25
50
75
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
Bases na seqüência mutada: C A T G A T 
Bases na seqüência consenso: T A T A A T 
 
Seqüências de um tipo selvagem e de dois promotores alternativos 
causando aumento na expressão do gene lacI 
 
PROMOTOR REGIÃO –35 ESPAÇADOR REGIÃO -10 
PlacI GCGCAA 17 CATGAT 
PlacI
q
 GTGCAA 17 CATGAT 
PlacI
ql
 TTGACA 18 CATGAT 
Consenso TTGACA 17 TATAAT 
Fonte: Schumann e Ferreira, 2004. Genetics and Molecular Biology 27(3): 442-453 
 
 
Depressão na expressão do óperon da lactose por diferença 
na composição de bases da região -10 em comparação com a 
seqüência consenso otimizada 
O início da transcrição é regulado por proteínas que se ligam no, oupróximo ao, promotor, e pode ser afetado pelos fatores de especificidade, tais como o fator sigma de E. coli, ou 
outros fatores chamados de repressores ou ativadores da transcrição. Em E. coli, muitos dos promotores são reconhecidos pelo fator sigma-70, mas sob certas condições, por exemplo 
estresse de temperatura, outros fatores como o sigma-32 podem assumir o papel de reconhecimento. 
+ 
Seria interessante que fossem também examinados alguns aspectos referentes a interações críticas, em 
nível molecular, entre o DNA e as proteínas que se ligam a ele para ativar ou reprimir a expressão. As 
proteínas regulatórias têm uma afinidade 104 a 106 vezes maior pelas seqüências regulatórias, sejam 
promotores, operadores ou outras. Para tanto, elas devem ser capazes de reconhecer, em nível molecular, o 
DNA, particularmente setores das bases ligados a pontes de H ou a grupamentos metil. Nas proteínas 
regulatórias, os resíduos mais comumente envolvidos em reconhecimento são asparagina, glutamina, 
glicina, lisina e arginina. 
Assim, quando a RNA polimerase contém o fator sigma-32 
ao invés do sigma-70, ela será direcionada para um 
conjunto de genes com um promotor bastante diferente. 
Além desses fatores sigma, há muitos outros; por exemplo, 
em Bacilus subtilis as seguintes variantes são encontradas, 
as quais reconhecem seqüências diferentes: 
 28: CCGATAT 29: CATATT 
 32: TA*TGTT*TA 37: GC*ATTG*T 
 43: TATAAT 
CROMOSSOMO 
GENE A SER TRANSCRITO 
mRNA PRIMÁRIO 
mRNA PROCESSADO 
TRADUÇÃO 
DEGRADAÇÃO 
PROCESSAMENTO 
DAS PROTEÍNAS 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 81 
ESTRUTURA E DOMÍNIOS COMUNS EM PROTEÍNAS REGULATÓRIAS 
Motivos mais comuns nos transativadores 
 
Os transativadores tipicamente possuem um domínio para ligação ao DNA, e um ou mais para 
ativação da transcrição ou para interação com outras proteínas. Além dos motivos zipper de 
leucina e hélice-alça-hélice, três outros motivos são importantes. Eles incluem o domínio ácido de 
Gal4p, uma estrutura semelhante ao dedo de zinco, na qual seis resíduos de leucina coordenam 
dois Zn. A proteína Sp1 possui um domínio rico em glutamina, que se liga ao GC boxe. O fator 
CTF1 (CCAAT-binding transcription factor 1) possui um domínio rico em prolina. 
O DEDO DE ZINCO consiste em uma 
seqüência de cerca de 30 aminoácidos, quatro 
dos quais coordenam um íon Zn, este não 
diretamente envolvido no reconhecimento mas 
servindo como estabilizador da estrutura. A 
maioria das proteínas que contém dedo de 
zinco apresentam várias repetições desse 
motivo; cada dedo se ajusta no sulco maior do 
DNA e forma pontes de H com as bases 
reconhecidas. 
No motivo HÉLICE-GIRO-HÉLICE (H-G-H), comum em 
muitas proteínas regulatórias bacterianas, com motivos 
correlatos em proteínas eucarióticas, tem-se cerca de 20 
aminoácidos, em dois segmentos de alfa-hélice separados 
por um giro beta. Um dos dois segmentos da hélice, o de 
reconhecimento, contém muitos dos aminoácidos que 
irão interagir com o DNA, e geralmente se sobressai na 
proteína. A hélice de reconhecimento, quando ligada ao 
DNA, está posicionada próxima ou mesmo dentro do sulco 
maior. A outra hélice faz a dimerização entre as 
subunidades que compõem um dímero. 
No motivo ZIPPER DE LEUCINA, 
encontrado em fatores de 
transcrição eucarióticos, uma alfa-
hélice apresenta uma série de 
resíduos de aminoácidos 
hidrofóbicos em um lado, o qual 
forma uma área de contato entre 
dois polipeptídeos de um dímero 
(dimerização). Nessas hélices, um 
resíduo de leucina ocorre a cada 
sete aminoácidos. Uma outra série 
de aminoácidos básicos, em um 
braço, forma contato com o DNA 
(reconhecimento). 
O motivo HÉLICE-ALÇA-HÉLICE (H-A-
H), comum em proteínas eucarióticas, 
consiste em duas hélices alfa separadas 
por uma alça, e também é comum em 
proteínas que funcionam como dímeros. 
Uma das alças de cada unidade auxilia 
na dimerização, enquanto que um 
conjunto de aminoácidos altamente 
básicos da outra faz contato com o DNA 
(reconhecimento) no sulco maior. 
Os HOMEODOMÍNIOS, uma classe especial, têm 
sido encontrados freqüentemente em proteínas 
regulatórias do desenvolvimento em eucariontes. 
O domínio é altamente conservado em uma 
variedade de organismos, e consiste em três 
hélices alfa, uma delas fazendo contato com o 
DNA (reconhecimento); esse segmento 
apresenta um motivo semelhante ao de hélice-
giro-hélice, e se liga na região chamada de 
homeobox no sulco maior. 
O motivo RECEPTOR DE ESTERÓIDE, 
exclusivo de proteínas eucarióticas, tem 
duas hélices alfa, cada uma com um íon Zn 
circundado por quatro cisteínas, e 
separadas por um segmento protéico. As 
duas hélices são perpendiculares entre si, 
sendo que uma se ajusta dentro do sulco 
do DNA (reconhecimento) enquanto que a 
outra permanece externa, paralela ao DNA. 
Hélice de 
reconhecimento 
do DNA 
Hélices de 
dimerização 
Giro 
Um dímero 
Ìon zinco 
Três dedos de zinco 
Alfa hélices 
Leucinas 
Um dímero 
Um dímero 
Alfa hélices 
Hélice perpendicular 
ao DNA 
Hélices de contato com o DNA 
Um dímero 
Hélice de contato com 
o DNA 
Hélice de reconhecimento do 
sulco maior 
Duas proteínas com o motivo receptor de esteróides 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 82 
A/R simboliza o gene de produção da 
proteína regulatória, seja ela um repressor 
ou um ativador; esse gene tem regiões 
promotoras próprias, e geralmente é 
transcrito em níveis basais. As proteínas 
regulatórias apresentam plasticidade, 
podendo ser ligadas ou desligadas do DNA 
de acordo com moléculas que a elas se 
ligam, alterando sua conformação. 
O ativador é uma região do DNA que 
antecede o promotor, sendo o sítio de 
ligação de proteínas que ativam a RNA 
polimerase; geralmente muito importante 
para genes cujos promotores são “fracos”, 
ou seja, têm pouca afinidade pela RNA 
polimerase. 
O operador é geralmente uma seqüência 
curta, localizada dentro do próprio promotor, 
que é reconhecida pela proteína repressora; 
se a proteína estiver ligada ao DNA, ela 
impedirá a transcrição do gene. Em geral, 
os operadores são palíndromes que 
permitem a formação de uma estrutura 
cruciforme. 
Além das seqüências regulatórias mais comuns, os promotores, existem outras que 
controlam a expressâo gênica. Os repressores se ligam a sítios específicos do DNA, os 
operadores, causando uma regulação negativa da expressão. Resultado oposto é obtido na 
regulação positiva, através dos ativadores. Em geral uma molécula intermediária, 
denominada effector, media o controle. 
Os operadores são descritos como uma seqüência palindrômica, localizada no final proximal 
de um óperon, e que permite a formação de uma estrutura cruciforme. O operador é o sítio 
de reconhecimento para uma proteína específica, o repressor, e controla a expressão dos 
cistrons adjacentes. 
Na regulação gênica exercida nos “óperons”, que podem ser descritos como uma unidade de 
cístrons (genes) adjacentes, a expressão está sob o controle de um operador e de um 
repressor comuns, sendo produzida uma única mensagem policistrônica. 
 
 
 
 -35 -10 
 
 TTGACA TATAAT 
 Região -35 Pribnow box 
 
 
 
Início da 
transcrição 
 
 
Fita 
codificante 
 
Genes 
 
 -75 -25GGXCAATCT TATAAA 
 CAAT box TATA box 
 
 
 
 
 
OS PROMOTORES DE 
GENES PROCARIOTOS (ACIMA) E GENES EUCARIOTOS 
(ABAIXO) 
 
 
 
REGULAÇÃO POSITIVA E REGULAÇÃO NEGATIVA – SINOPSE 
REGULAÇÃO NEGATIVA 
O REPRESSOR LIGADO INIBE A TRANSCRIÇÃO 
REGULAÇÃO POSITIVA 
O ATIVADOR LIGADO FACILITA A TRANSCRIÇÃO 
O
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Operador Promotor Ativador A/R Gene 1 Gene 3 Gene 2 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 83 
REGULAÇÃO POSITIVA E REGULAÇÃO NEGATIVA – MODELO GERAL 
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. 
REGULAÇÃO NEGATIVA 
O REPRESSOR LIGADO INIBE A TRANSCRIÇÃO 
Neste modelo, é produzida uma molécula repressora que, quando “certa”, irá se ligar 
ao operador, impedindo a transcrição. Isto é o que define “regulação negativa”. A 
molécula pode já ter naturalmente uma alta afinidade pelo DNA do operador assim 
que produzida, ou pode ter que ser induzida a ter afinidade. O “sinal molecular” 
(indutor), que pode ser qualquer molécula que se ligue ao repressor, tem a 
capacidade de causar modificações conformacionais que aumentam ou diminuem a 
afinidade pelo operador. 
REGULAÇÃO POSITIVA 
O ATIVADOR LIGADO FACILITA A TRANSCRIÇÃO 
Neste modelo, é produzida uma molécula ativadora que, quando “certa”, irá se 
ligar ao ativador, promovendo a transcrição. Isto é o que define “regulação 
positiva”. A molécula pode já ter naturalmente uma alta afinidade pelo DNA 
do ativador ou pode ter que ser induzida a ter afinidade. O “sinal molecular”, 
que pode ser qualquer molécula que se ligue à proteína ativadora, tem a 
capacidade de causar modificações conformacionais que aumentam ou 
diminuem a afinidade pela seqüência ativadora. 
Sem sinal 
Com sinal 
Sem sinal 
Com sinal 
Operador Promotor R 
5´ 
x 
Operador Promotor R 
O repressor é produzido 
na forma ativa e tem alta 
afinidade pelo operador A RNA polimerase não se 
liga ao promotor porque o 
repressor está ligado 
O repressor, produzido na 
forma ativa, é agora 
inativado pelo sinal 
molecular 
O repressor não se 
liga mais ao operador 
porque foi modificado 
pelo o sinal molecular 
Abaixo estão representados alguns modelos envolvendo repressores e ativadores da transcrição. Note que o repressor ou o ativador não necessariamente fazem parte do 
conjunto gênico regulado; eles podem ser, como é comum, moléculas produzidas por outros genes. Outro ponto importante é que, apesar dos esquemas serem baseados em 
óperons, as regulações funcionam tanto para óperons quanto para genes individuais. É comum também haver, no mesmo óperon, tanto o ativador quanto o operador. 
A proteína ativadora, 
originalmente na forma 
ativa, é agora inativada 
pelo sinal molecular 
Ativador Promotor A 
Ativador Promotor A 
5´ 
A proteína ativadora é 
produzida na forma ativa 
e tem alta afinidade pelo 
DNA do ativador A RNA polimerase é 
induzida a transcrever, por 
força da proteína ativadora 
ligada ao sítio antecedente 
Sem a proteína ativadora ligada ao sítio 
ativador, a RNA polimerase não é 
induzida a transcrever 
x 
Ativador Promotor A 
5´ 
Ativador Promotor A 
A proteína ativadora é 
produzida na forma 
inativa e não tem 
afinidade pelo DNA do 
ativador 
Sem a proteína ativadora ligada ao sítio 
ativador, a RNA polimerase não é 
induzida a transcrever 
A proteína ativadora, 
produzida originalmente na 
forma inativa, é agora 
ativada pelo sinal molecular 
Com a proteína ativadora ativada 
pelo sinal e ligada ao sítio ativador, a 
RNA polimerase é induzida a 
transcrever 
x 
Operador Promotor R 
A RNA polimerase não 
se liga mais ao 
promotor porque o 
repressor foi 
modificado e agora se 
liga ao operador 
Operador Promotor R 
5´ 
O repressor é 
produzido na forma 
inativa e não tem 
afinidade pelo 
operador 
A RNA polimerase 
pode se ligar ao 
promotor porque o 
repressor não se liga 
ao operador 
O repressor, 
produzido na forma 
inativa, é agora 
ativado pelo sinal x 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 84 
O ÓPERON DA LACTOSE 
Um óperon pode ser descrito como uma unidade de cistrons adjacentes cuja expressão está sob o controle de uma região comum (por exemplo, um promotor e um operador; ou um ativador e um 
promotor; ou um ativador, um promotor e um operador) e leva à síntese de um mRNA policistrônico único; os genes que compõe um óperon codificam para proteínas funcionalmente relacionadas, 
que participam de uma mesma rota metabólica. Os óperons representam um mecanismo evolucionário muito comum em procariontes, que permitem a máxima utilização de seus genomas 
limitados, bem como uma economia considerável de energia, uma vez que os genes controlados são expressos apenas quando necessários, e de forma coordenada, ou seja, na quantidade 
adequada em que cada um é necessário. Por exemplo, se para fazer uma determinada molécula são requeridas três enzimas na proporção 1:1:1, o mais lógico para o organismo é ligar um 
comando que induza à produção conjunta das enzimas; o mesmo é válido para enzimas envolvidas no catabolismo de produtos, por exemplo na utilização da lactose por bactérias. 
Este, por sinal, foi o primeiro óperon a ser descoberto, em 1960, por Jacques e Monod, do Instituto Pasteur, na França, e é um óperon bastante bem estudado. Eles propuseram que seqüências de 
DNA fora da região codificante respondem por sinais moleculares de genes “operadores”, sinais esses que ligam/desligam genes (Jacob, F. et al. 1960. L´operon: groupe de genes a l´expression 
coordenne par un operateur. Comptes rendus de l´Académie des Sciences 245:1727-1729). 
O óperon da lactose engloba genes envolvidos na degradação da lactose para utilização como fonte energética por bactérias. Esse óperon contém três genes: lacZ, para beta-galactosidase, lacY 
para galactosidase permease, e lacA paratiogalactosidase transacetilase; o óperon é traduzido como um policístron, e cada gene é precedido por sítios de ligação de ribossomos, que 
independentemente direcionam a tradução. Além desses genes, chamados “estruturais”, o óperon contém ainda um gene “regulatório”, lacI, e uma região ativadora. 
Organização do DNA do óperon da lactose em procariontes 
mRNA 
Beta-galactosidase 
Permease 
Transacetilase 
Enzimas 
Lactose fora da célula Lactose dentro da célula 
Permease Galactose 
 + 
Glucose 
Galactosidase 
Transacetilase 
O metabolismo da lactose em procariontes 
O óperon da lactose apresenta dois tipos de regulação: negativa e positiva. Na regulação negativa, 
o gene I continuamente sintetiza o repressor, que se liga à região do operador, bloqueando a RNA 
polimerase ligada à região promotora e impedindo a transcrição dos genes estruturais adjacentes. 
Quando a lactose está presente, as poucas moléculas sintetizadas, isto é, aquelas que “escaparam” 
da repressão, transformam a lactose em alolactose, e esta se liga ao repressor modificando sua 
anatomia, de tal forma que o repressor não mais se liga ao operador, e a RNA polimerase pode 
transcrever os genes Z, Y e A, responsáveis pela utilização da lactose pela bactéria. Dentro do 
quadro esquemático apresentado, essa regulação encaixa-se no modelo de regulação negativa 
onde a molécula repressora tem alta afinidade pelo DNA assim que produzida, conforme o esquema 
ao lado. 
Regulação negativa do óperon da lactose 
x 
Sem 
sinal 
O repressor é produzido na 
forma ativa e tem alta afinidade 
pelo operador 
A RNA polimerase não 
se liga ao promotor 
porque o repressor 
está ligado 
Operador Promotor R 
Sem lactose 
Note que o “sinal”, neste caso, é a própria lactose. Como se trata de um 
óperon de degradação de um produto para utilização pela célula, é lógico 
utilizar esse produto como o sinalizador para a expressão dos genes de 
degradação do mesmo. 
Com lactose 
O repressor tem alta afinidade pelo 
operador, e se liga assim que produzido, 
impedindo a expressão dos genes lacZ, 
lacY e lacA. 
1. O repressor continua sendo 
produzido, já que o seu controle é 
independente do restante do óperon. 
2. A lactose, agora presente, funciona como um modificador do repressor, mudando sua conformação de tal forma que, 
agora, ele não consegue se ligar ao operador. Na verdade, antes de funcionar como o modificador, a lactose é 
transformada em alolactose, para então se ligar ao repressor. Essa transformação só é possível pelo mecanismo de 
“vazamento”, pelo qual alguns transcritos gênicos são constitutivamente produzidos, mesmo em baixos níveis de 
lactose, permitindo assim o funcionamento do sistema. 
Lactose 
Alolactose 
3. A alolactose 
reprime o repressor, 
4. e a RNA polimerase consegue se ligar, transcrevendo 
os três genes de degradação da lactose. 
mRNA 
Beta-galactosidase 
Permease 
Transacetilase 
Enzimas 
l a c Z Operador Promotor l a c I Promotor I l a c Y l a c A Ativador 
l a c Z Operador Promotor l a c I Promotor I l a c Y l a c A Ativador 
l a c Z Operador Promotor l a c I Promotor I l a c Y l a c A Ativador 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 85 
Na regulação positiva do lac óperon através do mecanismo de repressão catabólita, a expressão dos genes 
para utilização da lactose, arabinose e outros açúcares é estimulada na ausência da glicose, o açúcar 
“preferido” da E. coli. O efeito da glicose se dá via cAMP e uma proteína receptora do cAMP, a CRP ou CAP 
(catabolite activator protein). Neste caso, CRP funciona como o fator ativador, sendo que o sinal molecular, o 
cAMP, ativa a transcrição (mas não é capaz de anular o efeito do repressor!). Dentro do nosso esquema 
geral, este seria um fenômeno parecido com o demonstrado ao lado, com a ressalva que a proteína 
ativadora, no caso CRP, não é produzida pelo óperon. 
Quando não há glicose, CRP liga-se a um sítio próximo ao promotor do lac óperon e estimula a transcrição em até 50 
vezes, funcionando então como um elemento regulatório positivo. Isto acontece em parte porque o promotor da lactose 
é fraco, posto que diverge bastante da seqüência de consenso, e o complexo aberto não ocorre facilmente a não ser 
que CRP esteja presente. 
Regulação positiva do óperon da lactose 
Ativador Promotor A 
A proteína ativadora é produzida 
na forma inativa e não tem 
afinidade pelo DNA do ativador Sem a proteína ativadora ligada 
ao sítio ativador, a RNA 
polimerase não é induzida a 
transcrever 
Com lactose e 
com glicose 
Com lactose e 
sem glicose 
1. A proteína CAP está “desativada” 
porque os níveis de cAMP são baixos, 
mRNA 
Beta-galactosidase 
Permease 
Transacetilase 
Enzimas 
l a c Z Operador Promotor l a c I Promotor I l a c Y l a c A Ativador 
2. mas o óperon está desreprimido pela presença da lactose, portanto há 
transcrição; no entanto, os níveis de expressão são baixos, já que o 
promotor da lactose é fraco. 
2. Os níveis de cAMP são altos devido à 
ausência da glicose, e a proteína CAP 
está ativada, tendo agora afinidade pelo 
sítio ativador. 
l a c Z Operador Promotor l a c I Promotor I l a c Y l a c A Ativador 
3. Com o ativador ligado, a polimerase é induzida a uma maior expressão, e a quantidade de transcritos 
é aumentada em até 50 vezes. 
mRNA 
Beta-galactosidase 
Permease 
Transacetilase 
Enzimas 
O efeito da glicose no CRP é mediado por cAMP. CRP tem um sítio de ligação para cAMP, e se liga mais 
ativamente ao DNA quando a concentração de cAMP na célula é alta, mas na presença de glicose, a síntese de 
cAMP é inibida, ao passo que a saída de cAMP da célula é estimulada. À medida que [cAMP] decresce, também 
a ligação de CRP ao DNA decresce, e em conseqüência a expressão do lac óperon diminui. Assim, a indução 
forte do óperon requer tanto a presença da lactose (o que inativa o repressor lac) quanto uma diminuição ou a 
ausência de glicose (para causar um aumento em [cAMP] e uma maior ligação do cAMP à CRP). 
O ÓPERON DO TRIPTOFANO 
O óperon da síntese do triptofano é composto por cinco genes, cujos produtos (enzimas) convertem corismato 
em triptofano. O óperon é controlado por um repressor que, quando acionado pelo triptofano, se liga ao DNA e 
impede sua transcrição; assim, quando o triptofano é abundante nas células, ele não precisa ser sintetizado, 
mas quando ele é escasso, a célula precisa promover sua síntese e portanto o repressor não se liga, permitindo 
a transcrição e tradução do cístron. Este é um caso típico de regulação negativa, como no caso da lactose, com 
a diferença que o repressor não tem afinidade pelo DNA e precisa ser ativado; neste caso, o sinal molecular é o 
próprio triptofano, indicando que os níveis presentes na célula são suficientes. Veremos mais tarde que existe 
um outro mecanismo de controle deste óperon, chamado de atenuação da transcrição. 
 Corismato Antranilato P-ribosil-antranilato Enol-C-fenilamino-P Indol-glicerol-P Triptofano 
 ENZIMAS -> Antranilato sintase Fosfotransferase Isomerase Indol sintase Triptofano sintase 
 
1 2 3 4 5 
t r p E t r p D t r p C t r p B t r p A t r p L (Líder) TrpTrp Operador Promotor t r p R 
Rota metabólica levando à produção de triptofano em procariontes 
Organização do DNA do óperon do triptofano em procariontes 
Os cinco genes produzem um mRNA com uma vida extremamente curta, cerca de 3 min., permitindo uma regulação rápida em caso de mudanças no suprimento. Quando o triptofano é 
abundante, este se liga ao repressor, mudando sua conformação e permitindoque ele se ligue ao operador, inibindo assim a transcrição do óperon. O sitio para o operador sobrepõe-se 
ao promotor, de tal forma que a ligação do repressor pode bloquear a ligação da RNA polimerase. Diferentes concentrações do triptofano podem ocasionar diferenças na taxa de 
transcrição de até 700 vezes. 
 
Operador Promotor R 
5´ 
O repressor é produzido na 
forma inativa e não tem 
afinidade pelo operador 
A RNA polimerase pode efetuar 
a transcrição porque o repressor 
não se liga ao operador 
Sem 
sinal 
1. Na sua forma nativa, a proteína ainda 
está desativada. 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 86 
Quando a repressão é inibida, há a transcrição do DNA do óperon, que se inicia com uma proteína-líder codificada pelo gene trpL. O RNA produzido contém quatro seqüências que tem a 
particularidade de se parearem duas a duas, da seguinte forma: 1 com 2, 2 com 3 ou 3 com 4. Esses pareamentos formam grampos, e o grampo 3x4, que é seguido por um segmento 
rico em Us, é atenuador, no sentido em que abala a ligação da RNA polimerase com o DNA e com o RNA nascente. Essa seqüência-líder existe para permitir um segundo controle da 
síntese do triptofano; assim, caso ainda haja triptofano no citosol bacteriano em quantidade insuficiente para ativar o repressor mas suficiente para garantir a síntese protéica, haverá um 
encerramento precoce da síntese do mRNA dos genes da via biossintética do triptofano. Na verdade, a bactéria está mensurando a quantidade de tRNAs aminoacilados com triptofano. A 
arquitetura da seqüência líder, bem como o mecanismo em si da atenuação, são apresentados nas figuras abaixo. 
Sem triptofano O repressor não tem afinidade pelo operador, e portanto não consegue reprimir a 
transcrição; os genes para a produção de triptofano são transcritos. 
t r p E t r p D t r p C t r p B t r p A t r p L (Líder) TrpTrp Operador Promotor t r p R 
Com triptofano 
t r p E t r p D t r p C t r p B t r p A t r p L (Líder) TrpTrp Operador Promotor t r p R 
1. O repressor, que na sua forma nativa não tem afinidade pelo 
operador, agora é modificado pelo triptofano, 
2. e se liga 
ao operador, 3. impedindo a transcrição pela RNA polimerase e a expressão do óperon. 
Regulação negativa do óperon do triptofano 
Atenuação da transcrição do óperon do triptofano 
Baixa concentração de triptofano 
1. Em baixas concentrações de trp, o 
ribossomo “pára” nos dois códons 
para trp na seqüência 1 porque os trp-
tRNA carregados são raros; a síntese 
da proteína líder é lenta. 
Alta concentração de triptofano 
2. A transcrição continua, a tradução é 
lenta, e a seqüência 2 permanece livre, 
isto é, não coberta pelo ribossomo, 
enquanto a seqüência 3 é sintetizada. 
4. A seqüência 4 não se 
pareia com a 3 porque 
esta já está pareada 
com a 2. 
1. A presença do triptofano faz com que as 
concentrações de trp-tRNA carregados sejam 
altas, e a tradução, que está ocorrendo 
simultaneamente com a transcrição, procede 
rapidamente, passando pelos dois códons de 
triptofano; a proteína líder é feita rapidamente. 
2. A seqüência 2 agora é 
rapidamente coberta pelo 
ribossomo assim que 
sintetizada. 
3. Com a seqüência 2 coberta, a seqüência 3 forma pares de 
bases com a 4, criando uma alça de atenuação da transcrição. 
Essa alça é seguida por uma região rica em Us, promovendo 
assim a desestabilização da RNA polimerase e de sua união 
com o DNA que estava sendo transcrito. 
 
4. A polimerase se 
dissocia e a síntese pára 
em resposta aos mais 
altos níveis de triptofano. 
4 
1 
5. A polimerase continua a 
síntese, entrando na região 
dos genes de síntese do 
triptofano, que serão 
transcritos e traduzidos, 
para que a célula produza 
triptofano. 
1 
1 2 3 4 
AAGUUCACGUAAAAAGGGUAUCGACAAUGAAAGCAAUUUUCGUACUGAAAGGUUGGUGGCGCACUUCCUGAAACGGGCAGUGUAUUCACCAUGCGUAAAGCAAUCAGAUACCCAGCCCGCCUAAUGAGCGGGCUUUUUUUUGAACAAAAUUAGAGAAUAACATrpE... 
123456789012345678901234567890123456789012345678901234567890123456789012345678901234567890123456789012345678901234567890123456789012345678901234567890123456789012 
Dois códons (UGG) para 
trp na proteína líder 
Região rica em Us, auxiliando o 
desligamento do mRNA 
2 
3 
3. Com 2 e 3 livres, as duas se pareiam 
e formam uma alça; no entanto, esta 
alça não é de atenuação, pela sua forma, 
posição e ausência de Us. 
2 3 
2 
1 
DNA 
mRNA 
mRNA 
mRNA 
DNA 
DNA 
4 
Exemplo de regulação negativa onde a molécula 
sinalizadora (neste caso o próprio triptofano) causa a 
ligação da proteína regulatória (Trp repressor) ao DNA 
Um códon (UGA) de 
parada da tradução 
3 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 87 
Em bactérias, uma demanda maior por síntese protéica é suprida por aumento no número de ribossomos, e não aumento em sua atividade. A proporção de recursos celulares 
devotados à produção de ribossomos é tão grande em algumas situações, que a célula precisa coordenar com precisão a síntese dos rRNAs e das proteínas que, conjuntamente, irão 
formar os ribossomos. Uma forma de atingir esse objetivo é através da síntese coordenada das r-proteínas e dos rRNAs. Em bactérias, um mecanismo atua nesse sentido, exercendo 
seu efeito em nível de tradução, e não de transcrição. Os genes das proteínas ribossomoais, em número de 52, estão distribuídos em cerca de 20 óperons, alguns até com 11 genes. O 
mecanismo de controle da expressão é de feed-back: uma proteína de cada óperon funciona como um repressor da tradução do restante do mRNA do óperon. Esta proteína é capaz de 
se ligar diretamente ao seu rRNA, com o qual ela tem mais afinidade do que com o seu próprio mRNA; assim, quando os níveis daquela r-proteína excedem os níveis do rRNA, isto é, 
quando as r-proteínas estão expressas em níveis superiores aos necessários para formar os ribossomos, ela se liga ao seu mRNA e a tradução é reprimida. 
Mas como a síntese dos RNA ribossomais pode ser controlada? Um mecanismo atuante em bactérias é capaz de perceber a quantidade de aminoácidos disponíveis para a tradução, 
envolvendo um sinal molecular (guanosina tetrafosfato), que sinaliza a RNA polimerase no sentido de parar a síntese de rRNA se não há muitos aminoácidos disponíveis para 
aminoacilar os tRNAs; este mecanismo recebe o nome de “resposta estringente”. 
Resposta estringente 
P A S 
P A 
5 3 1 2 3 4 5 6 7 8 
GTP + ATP ppGpp + AMP 
1. Quando a disponibilidade de aminoácidos na célula é baixa, alguns tRNA não aminoacilados podem 
entrar no sítio A do ribossomo durante a tradução, 
2. o que ocasiona a ligação da proteína do fator 
de estringência (RelA) ao ribossomo. 
3. A proteína de estringência cataliza a formação de uma guanosina tetrafostato 
(ppGpp), um sinal molecular que age como um mensageiro secundário [da mesma 
forma que o AMP cíclico (cAMP), já visto no controle do óperon da lactose]. 
4. Por sua vez, a molécula ppGpp é capaz de se ligar à RNA 
polimerase bacteriana e impedir a síntese de muitos RNA 
ribossomais, diminuindo assim o número de ribossomos que se 
formam e, conseqüentemente, os níveis de tradução de mRNA. Ou 
seja, se não há aminoácidos disponíveis, porque montar o aparato de 
tradução? 
Síntese coordenada de rRNA e r-proteínas 
23S (2.900 bases) 
5S (120 bases) 
16S (1.540 bases) 
PROTEÍNAS DA 
SUBUNIDADE MAIOR: 
31 
PROTEÍNAS DA 
SUBUNIDADE 
MENOR: 21 
70S 
50S 
30S 
1. Neste exemplo hipotético, as proteínas S10, L3, L23, S3 e L16 são produzidas pelo 
mesmo óperon, sendo que a proteína S10 pode se ligar tanto ao rRNA (com alta 
afinidade) quanto ao seu mRNA (com afinidade mais baixa). 
L16 S3 L23 S10 Promotor L3 
mRNA 
S10 
L3 L23 
L16 
S3 
3. No entanto, se o número de rRNAs 
produzidos for baixo, as proteínas irão se 
acumular,mRNA 
4. e, estando em excesso, a proteína S10 pode se ligar ao mRNA, ao que tudo indica mais especificamente 
na seqüência Shine-Dalgarno, impedindo a tradução do mRNA daquele óperon. Assim, as proteínas não são 
traduzidas, embora o controle não atue sobre a quantidade de mRNAs disponíveis. 
DOIS EXEMPLOS DE CONTROLE ENVOLVENDO OS RIBOSSOMOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
2. Assim que produzidas, as proteínas 
imediatamente se ligam ao seu rRNA. 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 88 
O sistema SOS é um mecanismo celular para responder a danos extensivos à célula que levam à inibição da replicação. Esses danos podem ser causados por irradiação, mutação de 
bases, agentes intercalantes, ou outros mecanismos. Muitas vezes os danos são tão extensivos que causam perda da fita molde em alguns segmentos, e este sistema de reparo leva a 
muitos erros, sendo então considerado como o último recurso para garantir à célula alguma viabilidade. 
Na indução do sistema SOS estão envolvidas duas proteínas, LexA e RecA. LexA funciona como um repressor que inibe a transcrição de todos os genes SOS, tendo um sítio de ligação 
à frente de cada gene do sistema SOS. A dissociação de LexA do operador requer sua própria quebra em um sítio específico ala-gli, quebra essa induzida pela proteína RecA ativada. 
Essa ativação ocorre pela sua ligação a regiões da forquilha de replicação que ainda estão em fita simples, devido aos danos. Uma vez ativada, RecA passa a ter funções de protease, 
clivando LexA. 
 CONTROLE ENVOLVENDO MOLÉCULAS DE RNA ANTISENTIDO 
 INDUÇÃO DA RESPOSTA S.O.S. 
1. As forquilhas são duplicadas e o processo segue 
normalmente. Neste caso, todos os genes do 
sistema SOS estão reprimidos. RecA é produzida 
mas não é ativa. 
1. Muitos segmentos de fita simples se 
formam nas forquilhas, 
2. e a proteína RecA, produzida constitutivamente pela célula, liga-se a 
esses segmentose se torna ativada, adquirindo poder de protease. 
3. RecA ativada atua sobre LexA, quebrando-a e a tornando 
inativa como repressora da síntese dos genes do sistema SOS. 
Operador Promotor Gene do sistema SOS 
4. Sem o repressor LexA, as proteínas SOS são 
transcritas. Entre elas estão UvrA, UvrB, DinB, 
DinF e outras, envolvidas no reparo. 
Mesmo com o sistema ativado, muitos erros são cometidos, em parte porque a fita molde foi perdida. No entanto, isto ainda é melhor para a sobrevivência da célula. Em eucariontes, um 
sistema parecido atua, quando a DNA polimerase η (eta) substitui dímeros de pirimidina, inserindo pares AA. Como os dímeros podem ser tanto TT quanto CT, e a enzima não os 
diferencia, são inseridos erros na fita de DNA que, não sendo mais reconhecidos, se tornam regiões mutantes. Esta é uma demonstração de uma polimerase propensa a erros, e 
demonstra como o sistema SOS pode inserir vários erros na fita. 
É interessante também ressaltar que alguns bacteriófagos utilizam-se da proteína LexA como repressora de genes que os mantém no ciclo lisogênico; com a proteína inativada, eles 
entram no ciclo lítico. O repressor do fago lambda é um dos exemplos bem estudados, e explica porque o ciclo lítico deste fago é induzido por radiação ultravioleta. Isto não é uma 
resposta celular, mas sim o reconhecimento, pelo fago, que a célula está com problemas: ambos respondem ao mesmo indicador, ou seja, ativação de RecA. 
 
 
 
 
Neste tipo de regulação, a molécula regulatória não é uma proteína, como é o mais comum, mas sim um RNA antisentido, que pode ser definido como uma seqüência complementar a 
outra seqüência de ácido nucléico (DNA ou RNA) que pode formar pares de bases com esta. Em bactérias, o RNA antisentido pode inibir a tradução ligando-se a seqüências 5´ do 
mRNA, impedindo a ligação do ribossomo. 
Exemplos são os genes ompF e micF, o primeiro envolvido na produção de proteínas da membrana externa que permitem que células de E. coli se adaptem a diferentes concentrações 
de íons no meio. Em condições de alta osmolaridade no meio, o gene micF (mRNA interferente complementar) é ativado e produz o RNA antisentido que, ao se ligar ao mRNA do gene 
ompF, inibe sua tradução. Vários outros exemplos já foram detectados em bactérias e bacteriófagos. 
Promotor Gene ompF 
Promotor Gene ompF 
1. Em condições suportáveis de osmolaridade, 
o gene ompF é transcrito e a proteína 
correspondente é produzida. 
2. Já em condições de alta osmolaridade, que 
põem em risco a sobrevivência da célula, um outro 
gene, micF, é transcrito também. 
Promotor Gene micF 
3. Diferentemente do gene ompF, este não é 
traduzido, mas funciona como uma molécula de 
mRNA complementar, que forma pares de bases 
com a extremidade do mRNA do gene ompF. 
4. Ao formar pares de bases, o mRNA interferente impede a montagem do ribossomo e, 
conseqüentemente, a tradução do gene ompF, de tal forma que a proteína ompF não é mais 
produzida e a célula se adapta ao novo ambiente. 
Operador Promotor Gene do sistema SOS 
Operador Promotor Gene do sistema SOS 
Operador Promotor Gene do sistema SOS 
Condições normais 
Pressão mutativa alta 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 89 
Embora muitos mecanismos sejam semelhantes, uma das grandes diferenças entre a regulação gênica de eucariontes e procariontes foi demonstrada pela criteriosa observação de 
transcrição e tradução in vivo. Nestas circunstâncias, a expressão de genes procariotos é quase que irrestrita, e procede a um nível basal não-restritivo. Ao contrário, genes eucariotos 
na mesma situação não são expressos a não ser na presença de seqüências regulatórias promovedoras, e o nível de transcrição basal é dito restritivo. Essa diferença fundamental 
origina pelo menos quatro importantes facetas: 
1 – O acesso aos promotores em eucariontes é restrito pela estrutura de cromatina, e a ativação da transcrição requer mudanças conformacionais nessa estrutura; 
2 – Mecanismos de regulação positiva são muito mais comuns em eucariontes, e quase todos os genes requerem ativação para serem transcritos; 
3 – As células eucarióticas têm proteínas regulatórias maiores e mais complexas; e 
4 – A transcrição em eucariontes é separada da tradução, ocorrendo em compartimentos celulares distintos. 
Pela complexação do DNA com as histonas, no núcleo, formam-se os octâmeros que, em geral, reprimem a expressão dos genes eucarióticos. Como a própria expressão somente se 
dá pela associação das RNA polimerases e das proteínas regulatórias com os sítios de iniciação da transcrição, esses densos complexos impedem o acesso. Para que ocorra a 
transcrição, portanto, são necessárias modificações na cromatina, para permitir o acesso da maquinaria de transcrição. Dentre as modificações, estão a remodelação e acetilação da 
cromatina, e a demetilação do DNA. 
 
Cromatina ativa difere da cromatina inativa 
Na cromatina normal, o DNA é protegido da ação de nucleases; por exemplo, a Dnase I, in vitro, corta o DNA em fragmentos com cerca de 200 pb, refletindo a estrutura regular dos 
nucleossomos. Quando os genes são ativados, as regiões que os flanqueiam tornam-se mais sensíveis à ação das nucleases; de particular importância é a região antecedente aos 
genes, com cerca de 1.000 pares a partir do início do gene, na região 5´. Isto demonstra que, in vivo, deve estar ocorrendo um relaxamento da estrutura, para permitir o acesso das 
proteínas regulatórias. 
 
Acetilação de histonas 
A cromatina ativa tende a ser deficiente em histona H1, e as demais histonas são modificadas por acetilação, ou seja, adição de grupos acetil (CH3CO). Cada histona apresenta dois 
domínios distintos: o central, envolvido em interação histona-histona, e o terminal, rico em resíduos de lisina, e portanto altamente básico, este provavelmente interagindocom os 
fosfatos do arcabouço do DNA. As enzimas responsáveis pela acetilação são as histona-acetiltransferases (HAT). A acetilação determina menor afinidade das histonas entre si, 
provavelmente porque afeta o resíduo terminal e elimina as cargas positivas responsáveis pela interação histona-DNA. A acetilação pode também determinar maior afinidade por 
proteínas regulatórias. A deacetilação ocorre quando o gene não necessita mais ser transcrito, e é efetuada por deacetilases. 
 CONTROLE DA EXPRESSÃO EM EUCARIONTES – ALGUMAS PARTICULARIDADES 
Regulação Positiva em Eucariontes 
A RNA polimerase de eucariontes tem muito pouca afinidade por DNA, e portanto proteínas ativadoras da transcrição são requeridas, isto é, a transcrição é positivamente 
regulada. Há também que se considerar que o próprio fato de o DNA se achar tão intrincadamente complexado com histonas já denota uma dificuldade de acesso da 
maquinaria de transcrição. Isto também implica que uma regulação negativa, comum em procariontes, seria redundante em eucariontes. Além disso, a regulação positiva é 
em geral mais eficiente que a negativa. 
... se os mais de 20.000 genes do genoma humano fossem negativamente regulados, uma célula qualquer deveria, em um dado momento, produzir milhares de diferentes 
repressores (mais ainda, se houvesse mais de um sítio de ligação de repressores em cada promotor). Em contraste, na regulação positiva, os genes estão normalmente 
inativados, e somente o subconjunto de genes que uma célula necessita expressar irá requerer a ativação. 
... outra consideração diz respeito ao tamanho dos genomas, e à chance de que uma determinada seqüência regulatória ocorra ao acaso no genoma, e não apenas onde 
deveria ocorrer. Acoplado ao fato de que em geral há cerca de cinco regiões regulatórias em cada gene de eucariontes, isto implica que as associações casuísticas são 
muito raras, conferindo assim grande especificidade ao processo. 
 Estrutura da cromatina 
Metilação do DNA 
Uma outra importante modificação que ocorre na estrutura do DNA de genes transcritos é a demetilação de citosinas. Por ocasião 
da metilação, grupamentos CH3 são adicionados particularmente em citosinas adjacentes a guanosinas; as assim chamadas ilhas 
CpG são regiões ricas nessas repetições CG adjacentes, que ocorrem antecedentes ao início dos genes, nos sítios de iniciação da 
transcrição. Ao contrário da adição de grupamentos acetil nas histonas, a adição de grupamentos metil no DNA reprime a 
transcrição, e portanto a sua remoção promove a transcrição. Portanto, regiões altamente transcritas são submetiladas. A metilação 
parece também estar ligada à repressão a longo prazo, tal como no cromossomo X inativado em fêmeas de mamíferos. 
 
Remodelação da cromatina e afastamento dos nucleosomos sem acetilação 
Os complexos de remodelação da cromatina, a exemplo de SW1/SNF, podem ocasionar modificações na cromatina mesmo sem 
acetilação. Observou-se que esse complexo também cria sítios sensíveis à cromatina, e estimula a ligação de fatores de 
transcrição. 
Em regiões pouco transcritas, as histonas não estão acetiladas, 
permitindo a perfeita união tanto entre suas subunidades 
quanto entre elas e o DNA; e o DNA está altamente metilado, 
dificultando o acesso de fatores de transcrição. 
CH3 
CH3 
CH3 
CH3 
CH3 
CH3CO 
CH3CO 
CH3CO 
CH3CO CH3CO 
CH3CO 
CH3CO 
Quando a região vai ser transcrita, as histonas são 
acetiladas, o que dificulta sua associação, enquanto que o 
DNA é desmetilado, “limpando-o” para dar acesso aos 
fatores de transcrição. 
5: CONTROLE DA EXPRESSÃO– 90 
Vários pontos de controle da expressão gênica em eucariontes ocorrem no nível da transcrição. Conforme já enfatizado anteriormente, apesar da participação de inúmeros fatores de 
transcrição e da TBP/DNA polimerase, a montagem completa do complexo basal não garante a eficiência da transcrição, e outros fatores entram em cena posteriormente. Em muitas 
situações, esses fatores se ligam a pontos do DNA muito distantes dos promotores e do gene propriamente dito, e existe a necessidade de torções localizadas do DNA para permitir que 
esses fatores protéicos atuem. 
 CONTROLE DA TRANSCRIÇÃO: ativadores, coativadores, repressores, acentuadores e insuladores 
PROMOTOR 
ATIVADOR 
OPERADOR 
A
C
E
N
T
U
A
D
O
R
 
ATIVADOR 
Uma região proximal 
do gene, onde se 
liga a proteína 
ativadora. 
 
ATIVADORES 
As proteínas 
ativadoras 
estimulam a 
transcrição 
facilitando a 
montagem do 
complexo basal, no 
cerne do promotor. 
Os ativadores 
podem atuar 
diretamente, ou 
podem necessitar 
da intervenção de 
coativadores, que 
são adaptadores 
entre eles e as 
proteínas co 
complexo basal. 
PROMOTOR 
A região 
onde ocorre 
a ligação dos 
fatores do 
complexo 
basal de 
transcrição. 
OPERADOR 
Uma região 
palindrômica
localizada no 
final 
proximal de 
um óperon, 
que se 
constitui no 
sítio de 
ligação do 
repressor, 
proteína que 
controla os 
cístrons 
adjacentes. 
U.A.S 
(UPSTREAM 
ACTIVATOR 
SEQUENCE) 
Uma região 
com função 
semelhante à 
dos 
acentuadores, 
também 
localizada 
distante do 
gene, existente 
em fungos. 
INSULADOR 
Também conhecidos 
como elementos 
limítrofes, são 
seqüências de DNA 
que bloqueiam ou 
insulam o efeito de 
acentuadores de um 
modo posição-
dependente. Assim, 
se o insulador 
estiver entre o 
acentuador e o 
promotor, ele 
bloqueia a ação do 
acentuador, mas se 
ele estiver em outra 
região, ele não terá 
efeito. 
COMPLEXO BASAL DE 
TRANSCRIÇÃO 
Inclui a proteína de ligação ao boxe 
TATA (TBP), a polimerase e vários 
fatores de transcrição discutidos 
anteriormente. 
A sua montagem correta é um 
prerequisito para a transcrição, mas 
não garante que a mesma venha a 
ocorrer e, mesmo se ocorrendo, que 
os níveis sejam os adequados. 
Portanto, outros atores deverão entrar 
em cena para garantir os níveis 
adequados de transcrição. 
 
COATIVADORES 
Dentre os complexos coativadores, o 
mais bem caracterizado é o TFIID, que 
inclui TBP e mais cerca de dez ou 
mais TBP-associated factors (TAFs); 
também se encontram os fatores 
CTF1, Gal4p e SP1. 
 
MEDIADORES 
Encontrados comumente em fungos, 
ligam-se fortemente ao terminal 
carboxílico da polimerase II. 
 
TRANSATIVADORES 
A necessidade e a eficácia de transativadores varia 
grandemente entre organismos e genes. Muitos 
transativadores podem ser regulados por moléculas 
sinalizadoras, com capacidade de ativar ou desativar a 
transcrição. Em geral, os sítios de ação dos transativadores 
são distantes do início da transcrição, de tal forma que se 
presume que o DNA esteja argolado na região de ação. 
SILENCIADORES 
As proteínas silenciadoras são na verdade 
repressores, mas o seu sítio de ligação não é o 
operador, como no modelo clássico, mas sim 
sítios distantes do cerne, os chamados 
silencioadores. 
Por se ligarem a sítios distantes, necessitam de 
moléculas adaptadoras para interagirem com as 
proteínas do complexo basal. 
ACENTUADORES (ENHANCERS) 
Originalmente uma seqüência de 72 pares de bases do vírus SV40, que aumenta a transcrição de genes adjacentes. Posteriormente seqüências 
semelhantes foram descobertas em eucariontes. Os enhancers podem agir à distância de até milhares de pares de bases, tanto a montante quanto a 
jusante do gene, com função semelhante à do ativador, onde se ligam proteínas ativadoras que agem à distância, por meio de moléculas adaptadoras, 
...Por exemplo, um acentuador que regula o gene codificante de cadeia alfa