CADERNO DE LABORATÓRIO DE BIOQUIMICA EXP

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Versão: 2020-1 
Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Caderno de Laboratório 
 
 
 
 
BIOQUIMICA 
Experimental 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2020 
Versão: 2020-1 
Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
 
Apresentação 
 
 
 
 
As atividades práticas experimentais propostas para a Componente Curricular 
Bioquimica Experimental visam proporcionar ao aluno do Curso de Licenciatura em 
Química a oportunidade para trabalhar com autonomia e segurança em um laboratório de 
Química, com a devida orientação por parte do professor. Procurar-se-á, para isto, não 
apenas desenvolver a habilidade no manuseio de reagentes, materiais, equipamentos e toda a 
aparelhagem própria para o desenvolvimento da atividade experimental, mas, também criar 
condições para uma avaliação critica dos experimentos realizados, pautados e 
fundamentados nas teorias descritas nos livros textos. 
 
 
 
Prof. Me. Pedro Henrique Fauro 
Bioquimica Experimental 
IFAP/campus Macapá 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMARIO 
 
1. INFORMAÇÕES GERAIS 
 
1.1. Ementa da componente Curricular. 
1.2. Critérios de Avaliação. 
1.3. Modelo de relatório. 
2. AULA 1: pH E TAMPONAMENTO 
2.1. Capacidade de tamponamento da saliva 
2.2. Neutralização da glicina 
2.3. Ponto isoelétrico da caseína. 
3. AULA 2AMINOÁCIDOS, PEPTIDEOS E PROTEÍNAS 
3.1. Identificação dos grupamentos quimicos das proteínas 
3.2. identificação colorimétrica: teste de heller 
3.3. identificação colorimetrica: reação xantoproteica 
4. AULA 3: ENZIMAS 
4.1. Efeito da concentração do substrato na velocidade de reação da enzima 
sacarase 
5. AULA 4: OBSERVAÇÃO DA MOLÉCULA DE DNA 
5.1. Extração do DNA de frutas. 
6. AULA 5: EXRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE LIPIDEOS 
6.1. Extração do colesterol da gema do ovo 
6.2. Determinação do indice de acidez 
6.3. Determinação do indice de saponificação 
7. AULA 6: REAÇÕES COM CARBOIDRATOS 
7.1. Reação colorimetrica de Benedict 
7.2. Reação colorimetrica de Seliwanoff 
7.3. Reação da glicofita 
 
 
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1. INFORMAÇÕES GERAIS 
 
1.1. EMENTA DA COMPONENTE CURRICULAR. 
1. Identificação do Componente Curricular 
Código Nome CH 
8° Bioquímica Experimental 40 
2. Ementa 
Analises de proteínas e lipídios. Caracterização de carboidratos. Cromatografia e eletroforese 
aplicadas à bioquímica. 
3. Competências 
• Desenvolver adequadamente as técnicas necessárias para se trabalhar com bioquímica. 
• Compreender a alteração de solubilidade de proteínas. 
• Entender a ação de agentes desnaturantes. 
• Executar a separação cromatográfica (cromatografia de exclusão molecular) de 
substâncias de pesos moleculares diferentes. 
• Entender o efeito de alguns fatores que interferem na atividade enzimática. 
• Compreender a composição bioquímica das substâncias. 
4. Habilidades 
• Dosar colorimetricamente proteínas 
• Verificar a existência de ácidos graxos livres em óleos e gorduras e pesquisar a quantidade 
deles existentes nas substâncias. 
• Avaliar criticamente a conseqüência da presença de ácidos graxos livres nos produtos 
• Reconhecer os carboidratos através da pesquisa das funções orgânicas presentes em suas 
moléculas e das características por elas proporcionadas. 
• Obter informações sobre o tamanho e grau de ramificação da molécula de carboidrato 
através da reação com o iodo. 
• Conhecer e identificar o poder redutor de alguns açúcares. 
• Desenvolver a capacidade investigativa do aluno e promover a incorporação de novos 
conceitos a partir da pesquisa de uma amostra desconhecida, com base em reações 
coloridas de aminoácidos e proteínas. 
• Reconhecer as proteínas como moléculas eletricamente carregadas e analisar a influência 
do pH sobre a distribuição dessas cargas. 
• Reconhecer os grupamentos responsáveis pela solubilidade das proteínas em água 
• Identificar os agentes que podem alterar essa solubilidade 
• Reconhecer a ação de fatores externos, como a temperatura e substâncias químicas, sobre 
a atividade enzimática. 
5. Bases Científicas e Tecnológicas 
 
UNIDADE I – Proteína 
• Caracterização de aminoácidos e 
proteínas (reações coradas). 
• Determinação do ponto isoelétrico da 
caseína. 
• Propriedades gerais das proteínas. 
• Determinação quantitativa (Analise 
Kjeldahl). 
• Dosagem. 
• Purificação (cromatografia de troca 
iônica). 
 
UNIDADE II – Lipídios 
• Determinação de ácidos graxos (AG) 
livres e Índice de acidez 
 
UNIDADE III – Carboidratos: 
• Caracterização de carboidratos (teste de 
Molisch). 
• Curva de glicose. Diferenciação de 
aldose e cetose: reação de Seliwanoff. 
• Pesquisa de polissacarídeos. 
 
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• Fracionamento. Caracterização da 
enzima (pH ótimo). 
• Determinação da atividade 
enzimática. 
• Fatores que afetam a atividade 
enzimática. 
• Pesquisa de açúcares redutores (prova de 
Benedict) 
 
UNIDADE IV – Cromatografia e eletroforese 
aplicadas à bioquímica 
6. Referências 
Referência Básica: 
CISTERNAS, Jose Raul; MONTE, Osmar; MONTOR, Wagner. Fundamentos Teóricos e 
Práticas Em Bioquímica. Atheneu, 2011 
CISTERNAS, Jose Raul. Fundamentos de Bioquímica Experimental. Atheneu, 2001. 
CONN, E. E. & STUMPF, P. K. Introdução à Bioquímica. 5a Edição Editora Edgard Blücher, 
São Paulo, 1995. 
 
Referência Complementar: 
CAMPBELL, M.K. Bioquímica. 3ª Edição Ed. Artmed 2006. 
LEHNINGER, A.. L. Bioquímica. 4a Edição. Editora Edgard Blücher, São Paulo, 2006. 
MASTROENI, Marco Fabio; GERN, Regina Maria Miranda. Bioquímica - Práticas Adaptadas. 
Atheneu, 2008. 
SANTOS, Paula Cilene Pereira dos. Manual Prático de Bioquímica. Sulina, 2008 
STRYER, L. Bioquímica. 5a Edição Editora Guanabara Koogan Rio de Janeiro, 2002 
MIRANDA, L. F. Apostila de Laboratório de Bioquímica, São Paulo 2004. 
7. Observações Complementares 
Pré – requisito: Bioquímica II 
Teórica ou Pratica - Teórica 
 
 
 
1.2 CONDIÇÕES DE AVALIAÇÃO 
 
De acordo com a Resolução que trata da avaliação das componentes curriculares, deve-se 
adotar pelo menos 2 instrumentos avaliativos para o componente curricular, sendo assim, utilizar-se-
á , os seguintes instrumentos: 
 
b) O Relatório, e 
c) Avaliação individual escrita. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1.3 – MODELO DE RELATÓRIO. 
 Capa: deve conter, as seguintes informações: 
 
- Créditos à Instituição; 
- Número e título do respectivo experimento; 
- Nome completo e número de matrícula do(s) aluno(s); 
- Turma e professor; e 
- Data de execução. 
 Resumo : Esse item deve ser elaborado de forma clara e sucinta para proporcionar ao leitor 
as informações contidas no documento. Não deve ultrapassar 100 palavras. 
 Introdução: Revisão bibliográfica referente ao tema e indicar os objetivos do 
experimento, destacando a sua importância para o trabalho experimental em Química. 
 Materiais e procedimento experimental: Listar o principais reagentes, vidrarias e 
equipamentos utilizados e uma breve descrição de cada procedimento experimental 
realizado. 
 Resultados e discussão: Apresentar os resultados em tabelas, observações e os 
cálculos realizados com os dados obtidos no experimento. Discutir os resultados 
obtidos. 
 Conclusões: Apresentar (não explicar os resultados, pois a discussão já ocorreu no 
item anterior) as principais conclusões evidenciadas pelo experimento. 
 Referências: Apresentar apenas as referências que efetivamente foram consultadas 
para a confecção do relatório. Você poderá indicar, artigos científicos e/ou sites da 
internet relacionados ao assunto trabalhado e relatado 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2. AULA 1: 
 
 
PH E TAMPONAMENTO 
 
 INTRODUÇÃO 
 
As reações bioquimicas em plantas e animais são sensíveis a variação de pH porque são 
afetados críticos, ou, mais frequantemente, porque as velocidades das reações são alteradas por uma 
mudança de pH no meio reacional. Netretanto, essas variações de pH normalmente não ocorrem em 
organismos sadios, por serem seus fluidos internos tamponados. 
Um tampão ou uma solução tampão é uma soluçao que sofre apenas uma pequena variação 
de pH quando adicionados àquela íons H+ ou OH-. É uma solução que contém um ácido e sua base 
conjugada, em concentrações aproximadamente iguais. 
 
2.1 CAPACIDADE DE TAMPONAMENTO DA SALIVA 
 
A saliva é o liquido que umedece a cavidade bucal sendo secretada por todas as glandulas 
salivares da mucosa bucal. O aumento da secreção glandular é induzido por estímulos psíquicos, 
mecanicos, fisicos, quimicos, fisico-quimico e biológicos. Entre as funções da saliva está a proteção 
da mucosa bucal e dentes, digestão incial dos polissacarideos, regulação do pH do meio bucal dentre 
outros. 
 A capacidade de tamponamento da saliva é a propriedade da saliva de manter o seu pH 
constante, graças aos seus tampões, mucinato/mucina, HCO3-/H2CO3 e HPO4--/H2PO4. 
 
Reagentes: 
 Saliva 
 suco de limão 
 Leite 
 Refrigerante de cola 
 Iogurte 
 Papel Indicador de pH 
 placa de petri. 
 
Procedimentos: 
a) Coletar a saliva em quatro placas de Petri; 
b) Mergulhar, na saliva coletada, a ponta de uma tira de papel indicador de pH e verificar o pH; 
c) Medir o pH dos alimentos; 
d) Colocar uma gota de cada alimento em cada placa de Petri e medir o pH; 
e) Repetir o item ‘d’ adicionando uma gota de cada vez até observar uma variação significativa 
de pH; 
f) Compara e interpretar os valores encontrados. 
 
Apresentação de resultados: 
I. Quais os tres principais pares de Glandulas? 
II. O que acontece, em termos de concentração e pH, quando ocorre 
 
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2.2 NEUTRALIZAÇÃO DA GLICINA 
 
Aminoácidos como a glicina funcionam como bons tampões, tanto em meio ácido quanto em 
meio básico. Ácido, por possuir o grupamento carboxila(-COOH) contituída por hidrogênio 
ionizável, e básico , por possuir o grupamento amino (NH2), aceptor de H+. 
Quando a glicina está em solução de HCl 0,1moL=1(pH=1,0), a adição de NaOH promove a 
elevação gradativa do pH da solução. AO adicionar lentamente a base, ions H+ do meio são 
neutralizados pelas Hidroxilias proveniente da base. Em consequancia, diminui a coincentração de 
H+, o que é comprovado pelo aumento do pH. Quando este se aproxima de 2,0, os grupos carboxila 
ionizam-se e a base neutraliza os íons H+ desse grupo e não do meio. Assim o pH não se eleva, esse 
fenomeno é denominado efeito tampão do grupo carboxila do aminoácido. 
A medida que adiciona-se mais NaOH, o pH da solução aumenta, a concentração dos grupos 
carboxila não ionizados diminui, e a base volta a neutraliza os ions H+ do meio diminuindo sua 
concentração, evidenciado pelo aumento de pH até 9,6, quando os grupos amino começam a sofrer 
ionização passando a base adicionada a neutralizar os íons h+ proveninetes desse grupo, mantendo o 
pH constante. Esse fenomeno é denominado efeito tampão do grupo amino. Após o pH ultrpassar 9,6 
a concentração de NH3 diminui e a base volta a neutralizar H+ do meio. 
. 
 
Reagentes e materiais: 
 Solução de glicina 0,05 mol/L em HCl 0,1molL-1 
 Solução NaOH 0,1 molL-1 
 Papel Indicador Universal 
 Erlenmeyer 100mL 
 Pipeta 10mL e pipetador 
 
Procedimentos: 
a) Pipetar 10 mL de solução de glicina no erlenmeyer 
b) Medir o pH inicial da solução de glicina com o papel indicador; 
c) Adicionar 0,5 da Solução NaOH 0,1 molL-1; 
d) Agitar e medir o valor do pH; 
e) Repetir os itens ¨c¨ e ¨d¨ até atingir o pH 12. 
 
Apresentação dos resultados 
 Consttruir o gráfico pH xvolume de NaOH(mL). 
 Indicar no gráfico a zona de tamponamento. 
 
2.3 PONTO ISOELÉTRICO DA CASEÍNA 
 
A caseína é uma proteína do leite que apresenta o ponto isoelétrico no pH 4,7. Em meio acido 
a molécula tende a aumenta o numero de cargas positivas (H+) e, em meio alcalino, tende a aumentar 
o número de cargas negativas(OH-). Em pH acido, a solubilidade das proteínas é maxima porque as 
moléculas carregadas positivamente e negativamente repelem-se, aumentado a interação com o 
solvente. Existe um pH intermediário, que varia de proteína para proteína, em que há um equilibrio 
entre as cargas negativas e positivas. Este valor de pH corresponde ao ponto isoelétrico da 
proteína(pI). 
Nesse pH, a proteína apresenta uma solubilidade mínima uma vez que sua carga liquida é 
nula. Consequantemente, fica diminuida a repulsão entre as moléculas. Além disso, ocorre a 
interação eletrostatica entre as moleculas protéicas, formando-se grumos que tendem a precipitar. 
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Reagentes e materiais: 
 Acido acético 0,1 molL-1 
 Acido acético 1,0 molL-1 
 Solução de casaína a 0,5% em acetato de sódio 0,1 molL-1. 
 Tubo de ensaio 
 Suporte p/ tubo de ensaio 
 Papel indicado de pH que diferenciam décimos de unidade de pH. 
 Pipeta e pipetador. 
 
Procedimentos 
 
a) Prepararsete tubos de acordo com o Quadro Abaixo: 
 
 
 Tubo 
1 
Tubo 2 Tubo 3 Tubo 4 Tubo 5 Tubo 6 Tubo 7 
Agua destiladad 4,4 mL 4,3 mL 4,0 mL 3,5 mL 2,5 mL 0,5 mL 3,9 mL 
Acido acético 0,1 molL-1 0,1 mL 0,2 mL 0,5 mL 1,0 mL 2,0 mL 4,0 mL _ 
Acido acético 1,0 molL-1 _ _ _ _ _ _ 0,6 mL 
 
b) Agitar bem cada tubo; 
c) Pipetar em cada tubo 0,5 mL de solução de caseína; 
d) Agitar os tubos imediatamente; 
e) Notar a turbidez após a agitação(15minutos); 
f) Verificar o pH com papel indicador. 
 
Apresentação dos resultados 
 Observar e anotar os resultados do nivel de turbidez em cada tubo. 
 Explicar a influencia do pH na solubilidade de proteínas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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3. AULA 2: 
 
AMINOÁCIDOS, PEPTIDEOS E PROTEÍNAS. 
 
 INTRODUÇÃO 
 
Aminoácidos são compostos organicos que contém um grupamento carboxila e um 
grupamento amino ligados a um mesmo carbono, denominado carbono alfa, ao qual também estão 
ligados um hidrogenio e um radical, chamado cadeia lateral. 
O grupamento amino de um aminoácido pode reagir com o grupamento carboxila de outro 
formando a chamada ligação peptidica, dando origem a peptideos ou proteínas. 
A diferençao entres peptideos e proteínas é a quantidade de residuos de aminoácidos; os 
peptideos possuem um numero pequeno de residuos, de forma que sua estrutura tridimensional não 
se dobra de forma estável. As proteínas são macromoléculas formadas por grnade numero de 
aminoácidos, o que permit a formação de uma estrutura tridimensional estável, composta de varios 
niveis estruturais. 
 
3.1 IDENTIFICAÇÃO DOS GRUPAMENTOS QUIMICOS DAS PROTEÍNAS. 
 
A identificação de peptideos e proteínas pode ser feita atraves de testes que acusam a 
presença de carbono, hidrogenio,oxigenio,nitrogenio ou enxofre na molécula protéica. 
Considerando que a proteína sempre contém nitrogenio, uma reação positiva para esse 
elemento indica a possibilidade da amostra em estudo ser uma proteína ou peptídeo. A formação de 
vapores de amonia, que mudam a coloração do papel tornassol vermelho para azul, indica a presença 
de nitrogenio e hidrogenio. A deposição de vapor de agua nas paredes do tubo indica a presença de 
hidrogenio e oxigenio.Para identificação de enxofre , ultiliza-se papel de filtro embebido em acetato 
de chumbo,que se torna preto pela formação de sulfeto de chumbo.O carbono pode ser identificado 
pela carbonização de uma proteína. 
 
Reagentes e materiais: 
 Solução aquosa de albumina (clara de ovo) na proporção de 1 clara para 500ml de 
agua. 
 Solução de acetado de chumbo 10% 
 Papel tornassol vermelho 
 Pepel filtro 
 Tubo de ensaio 
 Pipeta 
 
 
Procedimentos 
a) Pipetar em um tubo de ensaio 1ml da solução aquosa de albumina; 
b) Suspender na parte superior do tubo de ensaio uma tira de papel tornassol vermelho 
umedecido em agua destilada ; 
c) Aqueçer o tubo; 
d) Observar e anotar os resultados; 
e) Substituir o papel tornassol por papel de filtro umedecido em solução de acetato de 
chumbo; 
f) Continuar o aquecimento; 
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g) Observar e anotar os resultados. 
 
Apresentação dos resutados 
 
 Qual é a função química que corresponde à ligação peptídica? 
 O que é o carbono-α da ligação peptidoca, porque recebe este nome ? 
 
 
 
3.2 IDENTIFICAÇÃO COLORIMÉTRICA: TESTE DE HELLER. 
 
Essa reação serve para identificar a presença de proteínas pela acidificação da amostra com 
ácido nítrico concentrado formando um anel branco que representa a presença de albumina 
precipitada. 
 
Reagentes e materiais: 
 Solução aquosa de albumina (clara de ovo) na proporção de 1 clara para 500ml de 
agua. 
 Ácido nítrico concentrado. 
 Pipeta 
 Tubo de ensaio 
 
Procedimentos: 
 Pipetar 2mL de solução de albumina em tubo de ensaio; 
 Verter, cuidadosamente, pelas paredes do tubo, 1 mL de ácido nítrico concentrado; 
 Não agitar o tubi de ensaio 
 Observar e anotar o resultado obtido 
 
 
3.3 IDENTIFICAÇÃO COLORIMÉTRICA: REAÇÃO XANTOPROTEICA. 
 
Esse teste identifica a presença de aminoácidos com cadeia lateral aromática. As proteínas 
que apresentam aminoacidos aromáticos en sua estrutura reagem com o ácido nítric sofrendo 
precipitação, e após aquecimento desenvolvem coloração amarela. A posterior alcalinização 
promove o aparecimento de uma coloração laranja. A coloração amarela obtida nessa reação é 
consequençia da nitração dos anéis arométicos. Já a coloração laranja, observada em meio 
alcalino, ocorre porque os nitro-compostos formados pela açãi da base transformaman-se em 
sais de cor laranja. 
 
 
Reagentes e materiais: 
 Solução aquosa de albumina (clara de ovo) na proporção de 1 clara para 500ml de 
agua. 
 Ácido nítrico concentrado. 
 Solução de NaOH 2,5 molL-1 
 Pipeta 
 Tubo de ensaio 
 
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Procedimentos: 
 Pipetar 2mL de solução de albumina em tubo de ensaio; 
 Verter, cuidadosamente, pelas paredes do tubo, 1 mL de ácido nítrico concentrado; 
 Observar a formação de precipitado branco; 
 Aquecer em banho maria fervente por 1 minuto; 
 Observra o que ocorre com a cor do precipitado e anotar; 
 Resfriar o tubo em agua corrente; 
 Pipetar 1mL ou mais de solução de NaOH 2,5 molL-1 ; 
 Observar e anotar os resultados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4. AULA 3: 
 
ENZIMAS 
 
 INTRODUÇÃO 
 
Catalizadores são substancias que aceleram a velocidade das reações quimicas, tais como as 
enzimas, que são catalizadores biológicos, tais como as enzimas de uma reação quimica em até 𝟏𝟎𝟏𝟐 
vezes. 
A maior parte das enzimas tem estrutura protéica e sua capacidade catalítica pode ser modulada 
pelos seguintes fatores: concentração do substrato, concentração da enzima, temperatura e pH. 
 
4.1 EFEITO DA CONCENTRAÇÃO DO SUBSTRATO NA VELOCIDADE DE 
REAÇÃO DA ENZIMA SACARASE. 
 
A velocidade da reação catalizada pela sacarase é diretamente proporcional ao aumento da 
concentração de sacarose na reação. A atividade da enzima será determinada pela formação da 
glicose proveniente da hidrólise da sacarose. A glicose, ao reagir com o ácido 3,5 dinitrosalicílico, 
forma um composto corado que é medido em espectrofotômetro no comprimento de onda de 
540nm. 
Com esse teste, pode-se determinar o Km para enzima sacarase, que é a concentração de 
substrato em que a reação enzimática atinge a metade da velocidade máxima. 
 
Reagente e materiais: 
 Tampãp acetato de sódio pH 4,7 
 Solução de sacarose 0,01 molL-1 
 Solução de sacarose 0,02 molL-1 
 Solução de sacarose 0,03 molL-1 
 Solução de sacarose 0,04 molL-1 
 Solução de sacarose 0,05 molL-1 
 Sacarase 0,5% ( a fresco) 
 Ácido -3,5- dinitrosalicílico ( manipular em capela) 
 Tubos de ensaio 
 Pipeta 
 Espectrofotômetro. 
 Banho maria 
 
Procedimento experimental: 
a) Numerar seis tubos de ensaio e colocar em cada um deles: 
 T1- 1,4 mL de Tampão 
 T2- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,01 molL-1 
 T3- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,02 molL-1 
 T4- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,03 molL-1 
 T5- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,04 molL-1 
 T6- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,05 molL-1 
b) Colocar 0,5 mL de sacarase em todos os tubos de ensaio; 
c) Agitar todos os tubos; 
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d) Incubar durante 5 minutos à temperatura ambiente; 
e) Adicionar 1,0 mL de ácido 3,5 dinitrosalicílico em cada tubo; 
f) Aquecer em banho maria fervente, durante 5 minutos: 
g) Resfriar os tubos em agua corrente; 
h) Adicionar 7,5 mL de agua destilada nos tubos; 
i) Misturar; 
j) Ler no espectrofotômetro a 540 nm, usando como branco o Tubo 1. 
 
 
Apresentação de resultados 
 
Tubo Concentração de substrato Absorbância 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
 
 Contruir um gráfico demonstrando o efeito da concentração do substrato na atividade 
enzimática para determinação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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5. AULA 4: 
 
 OBSERVAÇÃO DA MOLÉCULA DE DNA 
 
 INTRODUÇÃO 
 
A história de cada um de nós começa com a fusão de dois gametas, o óvulo materno e o 
espermatozóide paterno, que irão reunir em uma nova célula suas informações genéticas, criando um 
indivíduo com características próprias. No núcleo desta primeira célula, está o DNA, o ácido 
desoxirribonucleico. Esta molécula, que herdamos de nossos pais, é tão grande que se encontra 
enrolada e compactada no interior do núcleo, na forma denominada cromossomo. Nossa espécie 
possui 23 pares de cromossomos. 
Nos cromossomos está gravada a nossa identidade, que pode ser lida através das sequências 
de bases do DNA, como um código, o código genético. Quando a primeira célula iniciar seu 
processo de divisão celular, a informação contida no código genético, herdada de cada um nossos 
pais, será transmitida para todas as novas células formadas. Isto significa que o DNA existente no 
núcleo de cada uma dessas novas células é sempre igual. 
 
 
 
5.1 -Extração do DNA de frutas. 
 
É possivel extrair o DNA de diversos alimentos, como a banana, o morango e o kiwi, frutas 
cuja as células vegetais são de fácil acesso, uma vez que as paredes celulares das células vegetais 
são compostas por polissacarídeos. Uma solução denominada solução de lise é ultilizada para 
quebrar as menbranas celulares e nucleares, separando as moléculas de DNA contidas no nucleo das 
células, que posteriormente são precipitadas pela adição de alcool no meio reacional. 
 
Reagentes e materiais: 
 solução extratora de DNA 
 Cloreto de sódio(NaCl) 
 Saco plástico (tipo zip loc) 
 Morango ou bananaou kiwi 
 Tubos de ensaio 
 Bastão de vidro 
 Álcool etílico gelado 
 Béquer 
 Conta-gotas 
 papel de filtro 
 Funil 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Procedimentos experimentais: 
 
1. Preparo da solução extratora de DNA: 
a) Adiciona em um béquer 6 ml de detergente sem cor; 
b) Adicione ao mesmo béquer 4 colheres de café de NaCl; 
c) Complete com agua até cerca de 60 mL. 
 
2. Extração do DNA: 
 
a) Colocar a fruta, previamente lavada em saco plástico zip loc e esmagar com o 
punho até ficar um extrato homogêneo; 
b) Adicionar a solução extratora ao conteúdo do saco, misturar tudo apertando 
com as mãos até total homogeneização; 
c) Filtrar o macerado, descartar o sólido; 
d) Encher a menos da metade, um tubo de ensaio com o filtrado; 
e) Derramar devagar o álcool no tubo de ensaio, afim de formar duas fases, a 
superior, alcoólica e a inferior, a aquosa. O volume adicionado do álcool deve 
ser aproximadamente o mesmo volume do filtrado; 
f) Agitar com o bastão 
g) Observar e anotar o que acontece. 
 
 
Apresentação de resultados: 
 
 Explique por que, após a adição de álcool, o DNA se separa do restante da solução 
 Por que o material precisa ser macerado para isolar o DNA? 
 Qual o papel do detergente presente na solução de lise no processo de extração do DNA? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Versão: 2020-1 
Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
6. AULA 5: 
 
 EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE LIPÍDIOS. 
 
 INTRODUÇÃO 
 
Lipídios são um grupo de moléculas com caracteristicas estruturais bastante diversas que tem 
como caracteristicas comum a hidrofobicidade. Dentre eles, podemos citar os ácidos 
graxos(carboxilicos), os triacilgliceróis( ésteres de acidos carboxilicos com glicerol), os fosfolipideos 
e os esteróides. 
Dentre as principais funções dos lipídios, podemos citar o armazenamento de energia, 
isolamento térmico, participação na estrutura de menbanas biológicas e formação de hormônios. 
 
 
6.1 -EXTRAÇÃO DO COLESTEROL DA GEMA DO OVO. 
 
São dois os tipos de métodos mais usados para a determinação do colesterol , o primeiro, em 
que se aproveita o fato do colesterol ser precipitável com digitonina, o que só se dá com o 
colesterol livre e não com os ésteres, e depois a sua valoração gravímétríca ou colorimétrtca. 
O segundo método consiste na extração do colesterol por meio de solventes orgânicos com ou 
sem saponíficação prévia, utilizando-se para a determinação métodos colorimétricos. 
Os métodos que usam a digítonina dão bons resultados mas devido ao elevado preço do 
reativo não são muito usados na rotina. No segundo grupo de métodos, quando usamos para a 
determinação a reação colorímétrica obtem-se ótimos resultados. 
 
Reagentes e materiais: 
 Gema de ovo 
 Anidrido acético 
 Acetona 
 Clorofórmio 
 Acido sulfúrico 
 Bequer 
 Bastão de vidro 
 
Procedimento experimental: 
a) Em um béquer adicionar a gema do ovo; 
b) Adicionar 8ml de acetona no béquer com a gema e misturar até a homogeneização 
completa; 
c) Filtrar a solução; 
d) Repetir o procedimento ¨b¨ e ¨c¨ para extrair o máximo de lipidios da gema de ovo; 
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Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
 
e) Descartar o sólido 
f) Aquecer a solução até que a acetona contida na solução evapore; 
g) Após o resfriamento, adicionar 2mL de clorofórmio para dissolver o lipidio; 
h) Adicionar 2mL de anidrido acético; 
i) Adicionar 4 gotas de acido sulfúrico e agitar; 
j) Observar e anotar o que acontece. 
 
 
Apesentação de resultados: 
 Qual a função do clorofórmio na reação? 
 Qual a função do anidrido acético na reação? 
 
 
6.2 -DETERMINAÇÃO DO INDICE DE ACIDEZ. 
 
Os ácidos graxos participam da constituição dos mono, di e triglicerídios, principais 
constituintes dos óleos e gorduras. Os ácidos graxos são ácidos carboxílicos que apresentam 
uma característica que os diferenciam dos demais constituintes desse grupo: cadeias longas e 
insaturadas. 
Uma grande quantidade de ácidos graxos livres indica que o produto está em acelerado grau 
de deterioração. A principal conseqüência disso é que o produto torna-se mais ácido. Um 
elevado índice de acidez indica, portanto, que o óleo ou gordura está sofrendo quebras em sua 
cadeia, liberando seus constituintes principais, os ácidos graxos, e é por esse motivo que o 
cálculo desse índice é de extrema importância na avaliação do estado de deterioração do óleo 
ou gordura que consumimos. 
 
Reagentes e materiais: 
 Oleo (de soja ou qualquer outro) 
 Solução indicadora fenolftaleína 1% 
 Solução NaOH 0,1 molL-1 
 Erlenmeyer 
 Bureta 
 Suporte para bureta 
 
Procedimento experimental: 
a) Adicionar 2 gramas do oleo no erlenmeyer; 
b) Adicionar 25mL de alcool isopropílico; 
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Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
c) Adicionar 2 gotas de indicador fenolftaleína; 
d) Titular com solução NaOH até o aparecimento de coloração rosa que permança por 30 
segundos. 
 
Apresentação dos resultados: 
 
Calcular o indiçe de acidez expresso como acido oleico, de acordo com a fórmula: 
 
6.3 -DETERMINAÇÃO DO INDICE DE SAPONIFICAÇÃO. 
 
Por meio da determinação do índice de saponificação é possível saber a quantidade de álcali 
necessária para saponificar uma quantidade definida de amostra. Este método é aplicável a todos os 
óleos e gorduras e expressa a massa (mg) de hidróxido de potássio necessária para saponificar um 
grama de amostra. 
Esta determinação é importante para avaliar a proporção de óleos ou gorduras compostos por 
ácidos graxos de baixo peso molecular. Quanto menor o peso molecular do ácido graxo, maior será o 
índice de saponificação 
Reagentes e materiais: 
 Oleo ( de soja ou qualquer 
outro) 
 Solução indicadora 
fenolftaleína 1% 
 Solução alcólica de KOH 4% 
 Solução HCl 0,5 molL-1 
 Bureta 
 Suporte para bureta 
 Aparelhagem p/ refluxo (balão volumetrico, coluna de destilação tipo serpentina, 
manta aquecedora) 
 
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Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
Procedimento experimental: 
a) Pesar 1g de amostra no balão volumetrico; 
b) Adicionar 25 mL de solução de KOH 4%; 
c) Levar ao refluxo por cerca de 40 minutos; 
d) Após retirar do refluxo adicionar solução indicador e titular com HCl até o desaparecimento 
da coloração rosada. 
e) Realizar o branco adicionando 25mL de solução alcoolica de KOH no balão, levando ao 
refluxo pelo mesmo tempo anterior, adicionando indicador e titulando com HCl até o 
desaparecimento da cor violeta. 
 
Apresentação dos resultados: 
 Calcular o indice de saponificação: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Versão: 2020-1 
Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
 
 
7. AULA 6: 
 
REAÇÕES COM CARBOIDRATOS 
 
 INTRODUÇÃO 
 
Os carboidratos, também chamados glicideos ou açucares, são polihidroxiálcoois contendo 
um grupamento cetona ou aldeído. Estes podem ser classificados como monossacarídios, 
dissacarídios ou polissacarídios. 
Dentre os monossacarídios mais importantes, podemos citar a glicose, a frutose e a galactose. 
Como exemplo de dissacarídios temos a maltose, a lactose e a sacarose. Dentre os polissacarídios 
mais importantes encontra-se o amido, o glicogênio e a celulose. 
 
 
7.1 -REAÇÃO COLORIMÉTRICA DE BENEDICT. 
 
Esse reativo é ultilizado para detectar a presença de glicídios redutores, isto é, que tem 
hidroxila heterosídica livre. Os glicídios que possuem hidroxila heterosídica livre formam enedióid, 
em meio alcalino e, em presença de um aceptor de elétrons como o íon cúprico, a reação se completa 
pela formaçãode um precipitado vermelho-tijolo contendo óxido cuproso. 
As cores amarela, verde e vermelho refletem quantidades crescentes de glicidios redutores 
testados e são, aparentemente, provocadas pela variação de tamanho das partículas de óxido 
cuproso(Cu2O) formadas. 
 
Reagentes e materiais: 
 Reativo de Benedict( sulfato de cobre ІІ carbonato de sódio, citrato de sódio cristalizado) 
 Refrigerante dietético (solução A) 
 Refrigerante normal (solução B) 
 Agua destilada (solução C) 
 solução de sacarose 10% (solução D) 
 tubos de ensaios 
 pipetas 
 
Procedimento experimental: 
 
1. Preparando o reativo de Benedict 
a) Dissolver 85 g de citrato de sódio e 50g de carbonato de sódio anidro em cerca 
de 350 mL de agua quente 
 
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Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
 
b) Dissolver a parte, em 50 mL de agua quente, 0,5 g de sulfato de cobre 
cristalizado. 
c) Transferir lentamente, com agitação constante, a solução cúprica para a 
primeira. Completar o volume a 500ml com agua, filtrar se necessário. 
 
 
2. Reação colorimétrica de benedict: 
a) Marcar quantro tubos de ensaio e colocar em cada um deles: 
 
 Tubo 1: 2mL de solução A + 1mL do reativo de Benedict 
 Tubo 2: 2mL de solução B + 1mL do reativo de Benedict 
 Tubo 3: 2mL de solução C + 1mL do reativo de Benedict 
 Tubo 4: 2mL de solução D + 1mL do reativo de Benedict 
b) Agitar os tubos; 
c) Colocar os tubos de ensaio em banho-maria fervente durante 3 minutos; 
d) Observar e anotar os resultados obtidos. 
 
 
 
7.2 -REAÇÃO COLORIMÉTRICA DE SELIWANOFF 
 
Esse reativo é ultilizado para detectar a presença de cetoses. A solução de resorcina em ácido 
cloridrico reage com a cetose a quente formando um precipitado vermelho. Essa coloração é 
desenvolvida devido o meio ácido e ao aquecimento, que provocam hidrólise da sacarose 
liberando frutose, a qual produzirá coloração vermelha. 
 
Reagentes e materiais: 
 Reativo de Seliwanoff( solução de resorcina 0,05g em 50mL de agua destilada e 50mL de 
ácido cloridrico concentrado) 
 Refrigerante dietético (solução A) 
 Refrigerante normal (solução B) 
 Agua destilada (solução C) 
 solução de sacarose 10% (solução D) 
 tubos de ensaios 
 pipetas 
 
Procedimento experimental: 
 
a) Marcar quantro tubos de ensaio e colocar em cada um deles: 
 
 Tubo 1: 2mL de solução A + 1mL do reativo de Benedict 
 Tubo 2: 2mL de solução B + 1mL do reativo de Benedict 
 Tubo 3: 2mL de solução C + 1mL do reativo de Benedict 
 Tubo 4: 2mL de solução D + 1mL do reativo de Benedict 
b) Agitar os tubos; 
 
Versão: 2020-1 
Responsável: Prof. Me. Pedro Henrique . 
 
 
 
 
 
 
c) Colocar os tubos de ensaio em banho-maria fervente durante 3 minutos; 
d) Observar e anotar os resultados obtidos. 
 
 
7.2 -REAÇÃO DE GLICOFITA 
 
A glicófita é usada para a determinação semiquantitativa de glicose. Por ser uma reação 
enzimatica, é altamente especifica para a glicose. A glicófita é uma tira de papel-filtro com uma 
área reagente impregnada de um sistema enzimático contendo glicose oxidadase, peroxidase e 
um sistema indicador cromógeno (orto-toluidina). O teste baseia-se na oxidação enzimática da 
glicose formando ácido glicônico e peróxido de hidrogenio que vai ativar o sistema cromógeno. 
A coloração produzida e correspendente a quantidade de glicose presente na solução testada. 
 
Reagentes e materiais: 
 Glicofita( disponivel comercialmente) 
 Refrigerante dietético (solução A) 
 Refrigerante normal (solução B) 
 Agua destilada (solução C) 
 solução de sacarose 10% (solução D) 
 tubos de ensaios 
 pipetas 
 vidro de relógio 
 
Procedimento experimental: 
 
a) colocar 4 pedaços de glicofica e 4 vidros de relogio; 
b) colocar uma gota das soluções A,B, C e D sobre cada uma das tiras de 
glicofita; 
c) Observar e comparar com o padrão fornecido; 
d) Anotar os resultados. 
 
 
 
	2020
	2. AULA 1:
	PH E TAMPONAMENTO
	INTRODUÇÃO
	As reações bioquimicas em plantas e animais são sensíveis a variação de pH porque são afetados críticos, ou, mais frequantemente, porque as velocidades das reações são alteradas por uma mudança de pH no meio reacional. Netretanto, essas variações de p...
	Um tampão ou uma solução tampão é uma soluçao que sofre apenas uma pequena variação de pH quando adicionados àquela íons H+ ou OH-. É uma solução que contém um ácido e sua base conjugada, em concentrações aproximadamente iguais.
	2.1 CAPACIDADE DE TAMPONAMENTO DA SALIVA
	A saliva é o liquido que umedece a cavidade bucal sendo secretada por todas as glandulas salivares da mucosa bucal. O aumento da secreção glandular é induzido por estímulos psíquicos, mecanicos, fisicos, quimicos, fisico-quimico e biológicos. Entre as...
	A capacidade de tamponamento da saliva é a propriedade da saliva de manter o seu pH constante, graças aos seus tampões, mucinato/mucina, HCO3-/H2CO3 e HPO4--/H2PO4.
	Reagentes:
	 Saliva
	 suco de limão
	 Leite
	 Refrigerante de cola
	 Iogurte
	 Papel Indicador de pH
	 placa de petri.
	Procedimentos:
	a) Coletar a saliva em quatro placas de Petri;
	b) Mergulhar, na saliva coletada, a ponta de uma tira de papel indicador de pH e verificar o pH;
	c) Medir o pH dos alimentos;
	d) Colocar uma gota de cada alimento em cada placa de Petri e medir o pH;
	e) Repetir o item ‘d’ adicionando uma gota de cada vez até observar uma variação significativa de pH;
	f) Compara e interpretar os valores encontrados.
	Apresentação de resultados:
	I. Quais os tres principais pares de Glandulas?
	II. O que acontece, em termos de concentração e pH, quando ocorre
	2.2 NEUTRALIZAÇÃO DA GLICINA
	Aminoácidos como a glicina funcionam como bons tampões, tanto em meio ácido quanto em meio básico. Ácido, por possuir o grupamento carboxila(-COOH) contituída por hidrogênio ionizável, e básico , por possuir o grupamento amino (NH2), aceptor de H+.
	Quando a glicina está em solução de HCl 0,1moL=1(pH=1,0), a adição de NaOH promove a elevação gradativa do pH da solução. AO adicionar lentamente a base, ions H+ do meio são neutralizados pelas Hidroxilias proveniente da base. Em consequancia, diminu...
	A medida que adiciona-se mais NaOH, o pH da solução aumenta, a concentração dos grupos carboxila não ionizados diminui, e a base volta a neutraliza os ions H+ do meio diminuindo sua concentração, evidenciado pelo aumento de pH até 9,6, quando os grupo...
	.
	Reagentes e materiais:
	 Solução de glicina 0,05 mol/L em HCl 0,1molL-1
	 Solução NaOH 0,1 molL-1
	 Papel Indicador Universal
	 Erlenmeyer 100mL
	 Pipeta 10mL e pipetador
	Procedimentos: (1)
	a) Pipetar 10 mL de solução de glicina no erlenmeyer
	b) Medir o pH inicial da solução de glicina com o papel indicador;
	c) Adicionar 0,5 da Solução NaOH 0,1 molL-1;
	d) Agitar e medir o valor do pH;
	e) Repetir os itens ¨c¨ e ¨d¨ até atingir o pH 12.
	Apresentação dos resultados
	 Consttruir o gráfico pH xvolume de NaOH(mL).
	 Indicar no gráfico a zona de tamponamento.
	2.3 PONTO ISOELÉTRICO DA CASEÍNA
	A caseína é uma proteína do leite que apresenta o ponto isoelétrico no pH 4,7. Em meio acido a molécula tende a aumenta o numero de cargas positivas (H+) e, em meio alcalino, tende a aumentar o número de cargas negativas(OH-). Em pH acido, a solubilid...
	Nesse pH, a proteína apresenta uma solubilidade mínima uma vez que sua carga liquida é nula. Consequantemente, fica diminuida a repulsão entre as moléculas. Além disso, ocorre a interação eletrostatica entre as moleculas protéicas, formando-se grumos ...
	Reagentes e materiais:
	 Acido acético 0,1 molL-1
	 Acido acético 1,0 molL-1
	 Solução de casaína a 0,5% em acetato de sódio 0,1 molL-1.
	 Tubo de ensaio
	 Suporte p/ tubo de ensaio
	 Papel indicado de pH que diferenciam décimos de unidade de pH.
	 Pipeta e pipetador.
	Procedimentos
	a) Prepararsete tubos de acordo com o Quadro Abaixo:
	b) Agitar bem cada tubo;
	c) Pipetar em cada tubo 0,5 mL de solução de caseína;
	d) Agitar os tubos imediatamente;e) Notar a turbidez após a agitação(15minutos);
	f) Verificar o pH com papel indicador.
	Apresentação dos resultados (1)
	 Observar e anotar os resultados do nivel de turbidez em cada tubo.
	 Explicar a influencia do pH na solubilidade de proteínas.
	3. AULA 2:
	AMINOÁCIDOS, PEPTIDEOS E PROTEÍNAS.
	INTRODUÇÃO (1)
	Aminoácidos são compostos organicos que contém um grupamento carboxila e um grupamento amino ligados a um mesmo carbono, denominado carbono alfa, ao qual também estão ligados um hidrogenio e um radical, chamado cadeia lateral.
	O grupamento amino de um aminoácido pode reagir com o grupamento carboxila de outro formando a chamada ligação peptidica, dando origem a peptideos ou proteínas.
	A diferençao entres peptideos e proteínas é a quantidade de residuos de aminoácidos; os peptideos possuem um numero pequeno de residuos, de forma que sua estrutura tridimensional não se dobra de forma estável. As proteínas são macromoléculas formadas ...
	3.1 IDENTIFICAÇÃO DOS GRUPAMENTOS QUIMICOS DAS PROTEÍNAS.
	A identificação de peptideos e proteínas pode ser feita atraves de testes que acusam a presença de carbono, hidrogenio,oxigenio,nitrogenio ou enxofre na molécula protéica.
	Considerando que a proteína sempre contém nitrogenio, uma reação positiva para esse elemento indica a possibilidade da amostra em estudo ser uma proteína ou peptídeo. A formação de vapores de amonia, que mudam a coloração do papel tornassol vermelho p...
	Reagentes e materiais: (1)
	 Solução aquosa de albumina (clara de ovo) na proporção de 1 clara para 500ml de agua.
	 Solução de acetado de chumbo 10%
	 Papel tornassol vermelho
	 Pepel filtro
	 Tubo de ensaio (1)
	 Pipeta
	Procedimentos (1)
	a) Pipetar em um tubo de ensaio 1ml da solução aquosa de albumina;
	b) Suspender na parte superior do tubo de ensaio uma tira de papel tornassol vermelho umedecido em agua destilada ;
	c) Aqueçer o tubo;
	d) Observar e anotar os resultados;
	e) Substituir o papel tornassol por papel de filtro umedecido em solução de acetato de chumbo;
	f) Continuar o aquecimento;
	g) Observar e anotar os resultados.
	Apresentação dos resutados
	 Qual é a função química que corresponde à ligação peptídica?
	 O que é o carbono-α da ligação peptidoca, porque recebe este nome ?
	3.2 IDENTIFICAÇÃO COLORIMÉTRICA: TESTE DE HELLER.
	Essa reação serve para identificar a presença de proteínas pela acidificação da amostra com ácido nítrico concentrado formando um anel branco que representa a presença de albumina precipitada.
	Reagentes e materiais: (1)
	 Solução aquosa de albumina (clara de ovo) na proporção de 1 clara para 500ml de agua. (1)
	 Ácido nítrico concentrado.
	 Pipeta (1)
	 Tubo de ensaio (2)
	Procedimentos: (2)
	 Pipetar 2mL de solução de albumina em tubo de ensaio;
	 Verter, cuidadosamente, pelas paredes do tubo, 1 mL de ácido nítrico concentrado;
	 Não agitar o tubi de ensaio
	 Observar e anotar o resultado obtido
	3.3 IDENTIFICAÇÃO COLORIMÉTRICA: REAÇÃO XANTOPROTEICA.
	Esse teste identifica a presença de aminoácidos com cadeia lateral aromática. As proteínas que apresentam aminoacidos aromáticos en sua estrutura reagem com o ácido nítric sofrendo precipitação, e após aquecimento desenvolvem coloração amarela. A post...
	Reagentes e materiais: (2)
	 Solução aquosa de albumina (clara de ovo) na proporção de 1 clara para 500ml de agua. (2)
	 Ácido nítrico concentrado. (1)
	 Solução de NaOH 2,5 molL-1
	 Pipeta (2)
	 Tubo de ensaio (3)
	Procedimentos: (3)
	 Pipetar 2mL de solução de albumina em tubo de ensaio; (1)
	 Verter, cuidadosamente, pelas paredes do tubo, 1 mL de ácido nítrico concentrado; (1)
	 Observar a formação de precipitado branco;
	 Aquecer em banho maria fervente por 1 minuto;
	 Observra o que ocorre com a cor do precipitado e anotar;
	 Resfriar o tubo em agua corrente;
	 Pipetar 1mL ou mais de solução de NaOH 2,5 molL-1 ;
	 Observar e anotar os resultados.
	4. AULA 3:
	ENZIMAS
	INTRODUÇÃO (2)
	Catalizadores são substancias que aceleram a velocidade das reações quimicas, tais como as enzimas, que são catalizadores biológicos, tais como as enzimas de uma reação quimica em até ,𝟏𝟎-𝟏𝟐. vezes.
	A maior parte das enzimas tem estrutura protéica e sua capacidade catalítica pode ser modulada pelos seguintes fatores: concentração do substrato, concentração da enzima, temperatura e pH.
	4.1 EFEITO DA CONCENTRAÇÃO DO SUBSTRATO NA VELOCIDADE DE REAÇÃO DA ENZIMA SACARASE.
	A velocidade da reação catalizada pela sacarase é diretamente proporcional ao aumento da concentração de sacarose na reação. A atividade da enzima será determinada pela formação da glicose proveniente da hidrólise da sacarose. A glicose, ao reagir com...
	Com esse teste, pode-se determinar o Km para enzima sacarase, que é a concentração de substrato em que a reação enzimática atinge a metade da velocidade máxima.
	Reagente e materiais:
	 Tampãp acetato de sódio pH 4,7
	 Solução de sacarose 0,01 molL-1
	 Solução de sacarose 0,02 molL-1
	 Solução de sacarose 0,03 molL-1
	 Solução de sacarose 0,04 molL-1
	 Solução de sacarose 0,05 molL-1
	 Sacarase 0,5% ( a fresco)
	 Ácido -3,5- dinitrosalicílico ( manipular em capela)
	 Tubos de ensaio
	 Pipeta (3)
	 Espectrofotômetro.
	 Banho maria
	Procedimento experimental:
	a) Numerar seis tubos de ensaio e colocar em cada um deles:
	 T1- 1,4 mL de Tampão
	 T2- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,01 molL-1
	 T3- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,02 molL-1
	 T4- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,03 molL-1
	 T5- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,04 molL-1
	 T6- 0,9 mL de Tampão + 0,5 mL de solução de scarose 0,05 molL-1
	b) Colocar 0,5 mL de sacarase em todos os tubos de ensaio;
	c) Agitar todos os tubos;
	d) Incubar durante 5 minutos à temperatura ambiente;
	e) Adicionar 1,0 mL de ácido 3,5 dinitrosalicílico em cada tubo;
	f) Aquecer em banho maria fervente, durante 5 minutos:
	g) Resfriar os tubos em agua corrente;
	h) Adicionar 7,5 mL de agua destilada nos tubos;
	i) Misturar;
	j) Ler no espectrofotômetro a 540 nm, usando como branco o Tubo 1.
	Apresentação de resultados
	 Contruir um gráfico demonstrando o efeito da concentração do substrato na atividade enzimática para determinação.
	5. AULA 4:
	INTRODUÇÃO (3)
	A história de cada um de nós começa com a fusão de dois gametas, o óvulo materno e o espermatozóide paterno, que irão reunir em uma nova célula suas informações genéticas, criando um indivíduo com características próprias. No núcleo desta primeira cél...
	Nos cromossomos está gravada a nossa identidade, que pode ser lida através das sequências de bases do DNA, como um código, o código genético. Quando a primeira célula iniciar seu processo de divisão celular, a informação contida no código genético, he...
	5.1 -Extração do DNA de frutas.
	É possivel extrair o DNA de diversos alimentos, como a banana, o morango e o kiwi, frutas cuja as células vegetais são de fácil acesso, uma vez que as paredes celulares das células vegetais são compostas por polissacarídeos. Uma solução denominada so...
	Reagentes e materiais: (3)
	Procedimentos experimentais:
	1. Preparo da solução extratora de DNA:
	a) Adiciona em um béquer 6 ml de detergente sem cor;
	b) Adicione ao mesmo béquer 4 colheres de café de NaCl;
	c) Complete com agua até cerca de 60 mL.
	2. Extração do DNA:
	6. AULA 5:
	INTRODUÇÃO (4)
	Lipídios são um grupo de moléculas com caracteristicas estruturais bastante diversas que tem como caracteristicas comum a hidrofobicidade. Dentre eles, podemos citar os ácidos graxos(carboxilicos), os triacilgliceróis( ésteres de acidos carboxilicos c...
	Dentre as principais funções dos lipídios, podemos citar o armazenamento de energia, isolamento térmico, participação na estrutura de menbanas biológicas e formação de hormônios.
	6.1 -EXTRAÇÃO DO COLESTEROL DA GEMA DO OVO.
	São dois os tipos de métodos mais usados para a determinação do colesterol , o primeiro, em que se aproveita o fato do colesterol ser precipitável com digitonina, oque só se dá com o colesterol livre e não com os ésteres, e depois a sua valoração gra...
	O segundo método consiste na extração do colesterol por meio de solventes orgânicos com ou sem saponíficação prévia, utilizando-se para a determinação métodos colorimétricos.
	Os métodos que usam a digítonina dão bons resultados mas devido ao elevado preço do reativo não são muito usados na rotina. No segundo grupo de métodos, quando usamos para a determinação a reação colorímétrica obtem-se ótimos resultados.
	Reagentes e materiais: (4)
	 Gema de ovo
	 Anidrido acético
	 Acetona
	 Clorofórmio
	 Acido sulfúrico
	 Bequer
	 Bastão de vidro
	Procedimento experimental: (1)
	a) Em um béquer adicionar a gema do ovo;
	b) Adicionar 8ml de acetona no béquer com a gema e misturar até a homogeneização completa;
	c) Filtrar a solução;
	d) Repetir o procedimento ¨b¨ e ¨c¨ para extrair o máximo de lipidios da gema de ovo;
	e) Descartar o sólido
	f) Aquecer a solução até que a acetona contida na solução evapore;
	g) Após o resfriamento, adicionar 2mL de clorofórmio para dissolver o lipidio;
	h) Adicionar 2mL de anidrido acético;
	i) Adicionar 4 gotas de acido sulfúrico e agitar;
	j) Observar e anotar o que acontece.
	Apesentação de resultados:
	 Qual a função do clorofórmio na reação?
	 Qual a função do anidrido acético na reação?
	6.2 -DETERMINAÇÃO DO INDICE DE ACIDEZ.
	Os ácidos graxos participam da constituição dos mono, di e triglicerídios, principais constituintes dos óleos e gorduras. Os ácidos graxos são ácidos carboxílicos que apresentam uma característica que os diferenciam dos demais constituintes desse gru...
	Uma grande quantidade de ácidos graxos livres indica que o produto está em acelerado grau de deterioração. A principal conseqüência disso é que o produto torna-se mais ácido. Um elevado índice de acidez indica, portanto, que o óleo ou gordura está sof...
	Reagentes e materiais: (5)
	 Oleo (de soja ou qualquer outro)
	 Solução indicadora fenolftaleína 1%
	 Solução NaOH 0,1 molL-1
	 Erlenmeyer
	 Bureta
	 Suporte para bureta
	Procedimento experimental: (2)
	a) Adicionar 2 gramas do oleo no erlenmeyer;
	b) Adicionar 25mL de alcool isopropílico;
	c) Adicionar 2 gotas de indicador fenolftaleína;
	d) Titular com solução NaOH até o aparecimento de coloração rosa que permança por 30 segundos.
	Apresentação dos resultados:
	Calcular o indiçe de acidez expresso como acido oleico, de acordo com a fórmula:
	6.3 -DETERMINAÇÃO DO INDICE DE SAPONIFICAÇÃO.
	Por meio da determinação do índice de saponificação é possível saber a quantidade de álcali necessária para saponificar uma quantidade definida de amostra. Este método é aplicável a todos os óleos e gorduras e expressa a massa (mg) de hidróxido de pot...
	Esta determinação é importante para avaliar a proporção de óleos ou gorduras compostos por ácidos graxos de baixo peso molecular. Quanto menor o peso molecular do ácido graxo, maior será o índice de saponificação
	Reagentes e materiais: (6)
	 Oleo ( de soja ou qualquer outro)
	 Solução indicadora fenolftaleína 1% (1)
	 Solução alcólica de KOH 4%
	 Solução HCl 0,5 molL-1
	 Bureta (1)
	 Suporte para bureta (1)
	 Aparelhagem p/ refluxo (balão volumetrico, coluna de destilação tipo serpentina, manta aquecedora)
	Procedimento experimental: (3)
	a) Pesar 1g de amostra no balão volumetrico;
	b) Adicionar 25 mL de solução de KOH 4%;
	c) Levar ao refluxo por cerca de 40 minutos;
	d) Após retirar do refluxo adicionar solução indicador e titular com HCl até o desaparecimento da coloração rosada.
	e) Realizar o branco adicionando 25mL de solução alcoolica de KOH no balão, levando ao refluxo pelo mesmo tempo anterior, adicionando indicador e titulando com HCl até o desaparecimento da cor violeta.
	Apresentação dos resultados: (1)
	 Calcular o indice de saponificação:
	
	7. AULA 6:
	INTRODUÇÃO (5)
	Os carboidratos, também chamados glicideos ou açucares, são polihidroxiálcoois contendo um grupamento cetona ou aldeído. Estes podem ser classificados como monossacarídios, dissacarídios ou polissacarídios.
	Dentre os monossacarídios mais importantes, podemos citar a glicose, a frutose e a galactose. Como exemplo de dissacarídios temos a maltose, a lactose e a sacarose. Dentre os polissacarídios mais importantes encontra-se o amido, o glicogênio e a celul...
	7.1 -REAÇÃO COLORIMÉTRICA DE BENEDICT.
	Esse reativo é ultilizado para detectar a presença de glicídios redutores, isto é, que tem hidroxila heterosídica livre. Os glicídios que possuem hidroxila heterosídica livre formam enedióid, em meio alcalino e, em presença de um aceptor de elétrons c...
	As cores amarela, verde e vermelho refletem quantidades crescentes de glicidios redutores testados e são, aparentemente, provocadas pela variação de tamanho das partículas de óxido cuproso(Cu2O) formadas.
	Reagentes e materiais: (7)
	 Reativo de Benedict( sulfato de cobre ІІ carbonato de sódio, citrato de sódio cristalizado)
	 Refrigerante dietético (solução A)
	 Refrigerante normal (solução B)
	 Agua destilada (solução C)
	 solução de sacarose 10% (solução D)
	 tubos de ensaios
	 pipetas
	Procedimento experimental: (4)
	1. Preparando o reativo de Benedict
	a) Dissolver 85 g de citrato de sódio e 50g de carbonato de sódio anidro em cerca de 350 mL de agua quente
	b) Dissolver a parte, em 50 mL de agua quente, 0,5 g de sulfato de cobre cristalizado.
	c) Transferir lentamente, com agitação constante, a solução cúprica para a primeira. Completar o volume a 500ml com agua, filtrar se necessário.
	2. Reação colorimétrica de benedict:
	a) Marcar quantro tubos de ensaio e colocar em cada um deles:
	 Tubo 1: 2mL de solução A + 1mL do reativo de Benedict
	 Tubo 2: 2mL de solução B + 1mL do reativo de Benedict
	 Tubo 3: 2mL de solução C + 1mL do reativo de Benedict
	 Tubo 4: 2mL de solução D + 1mL do reativo de Benedict
	b) Agitar os tubos;
	c) Colocar os tubos de ensaio em banho-maria fervente durante 3 minutos;
	d) Observar e anotar os resultados obtidos.
	7.2 -REAÇÃO COLORIMÉTRICA DE SELIWANOFF
	Esse reativo é ultilizado para detectar a presença de cetoses. A solução de resorcina em ácido cloridrico reage com a cetose a quente formando um precipitado vermelho. Essa coloração é desenvolvida devido o meio ácido e ao aquecimento, que provocam hi...
	Reagentes e materiais: (8)
	 Reativo de Seliwanoff( solução de resorcina 0,05g em 50mL de agua destilada e 50mL de ácido cloridrico concentrado)
	 Refrigerante dietético (solução A) (1)
	 Refrigerante normal (solução B) (1)
	 Agua destilada (solução C) (1)
	 solução de sacarose 10% (solução D) (1)
	 tubos de ensaios (1)
	 pipetas (1)
	Procedimento experimental: (5)
	a) Marcar quantro tubos de ensaio e colocar em cada um deles:
	 Tubo 1: 2mL de solução A + 1mL do reativo de Benedict (1)
	 Tubo 2: 2mL de solução B + 1mL do reativo de Benedict (1)
	 Tubo 3: 2mL de solução C + 1mL do reativo de Benedict (1)
	 Tubo 4: 2mL de solução D + 1mL do reativo de Benedict (1)
	b) Agitar os tubos; (1)
	c) Colocar os tubos de ensaio em banho-maria fervente durante 3 minutos; (1)
	d) Observar e anotar os resultados obtidos. (1)
	7.2 -REAÇÃO DE GLICOFITA
	A glicófita é usada para a determinação semiquantitativa de glicose. Por ser uma reação enzimatica, é altamente especifica para a glicose. A glicófita é uma tira de papel-filtro com uma área reagente impregnada de um sistema enzimático contendo glicos...
	Reagentes e materiais: (9)
	 Glicofita( disponivel comercialmente)
	 Refrigerante dietético (solução A) (2)
	 Refrigerante normal (solução B) (2)
	 Agua destilada (solução C) (2)
	 solução de sacarose 10% (solução D) (2)
	 tubos de ensaios (2)
	 pipetas (2)
	 vidro de relógio
	Procedimento experimental: (6)
	a) colocar 4 pedaços de glicofica e 4 vidros de relogio;
	b) colocar uma gota das soluções A,B, C e D sobre cada uma das tiras de glicofita;
	c) Observar e comparar com o padrão fornecido;
	d) Anotar os resultados.