apostila completa_métodos_lixiviados

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Universidade Federal de Minha Gerais 
Departamento de Engenharia Sanitária e Ambiental 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Apostila De Metodologias Para Caracterização Físico-química De Lixiviados De 
Aterros Sanitários: parâmetros coletivos não específicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Belo Horizonte, agosto de 2012. 
 
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Universidade Federal de Minha Gerais 
Departamento de Engenharia Sanitária e Ambiental 
 
 
 
 
 
 
Apostila De Metodologias Para Caracterização Físico-química De Lixiviados De 
Aterros Sanitários: parâmetros coletivos não específicos. 
 
 
 
 
 
 Apostila confeccionada pelo corpo técnico do 
projeto TRATALIX para ministração do treinamento de metodologias para caracterização físico-
química de lixiviados de aterros sanitários: parâmetros coletivos não específicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Belo Horizonte, agosto de 2012. 
 
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EQUIPE RESPONSÁVEL 
 
Drª. Liséte Celina Lange – Coordenadora Geral 
Drª. Miriam Cristina Santo Amaral – Pesquisadora 
Larissa Marques Diniz – Bolsista DTI 
Cintia Yoko Kobayashi – Bolsista EXP 
Eghon Pereira Rocha – Bolsista IC 
Marco Antônio Herculano dos Santos – Bolsista IC 
 
 
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SUMÁRIO 
BIODEGRADABILIDADE AERÓBIA - MÉTODO DE ZAHN-WELLENS 08 
I – Introdução 08 
II – Amostragem e estocagem da amostra 08 
III – Equipamentos e materiais 08 
IV – Reagentes e soluções 09 
V – Procedimentos 09 
V.I – Preparo de soluções 09 
V.II – Inóculo 10 
V. III – Preparação dos reatores 10 
VI – Cálculos 11 
VII – Figuras 11 
VIII – Referências Bibliográficas 12 
CARBOIDRATOS - MÉTODO DE DUBOIS 13 
I – Introdução 13 
II – Amostragem e estocagem da amostra 13 
III – Equipamentos e materiais 14 
IV – Reagentes e soluções 14 
V – Procedimentos 15 
V.I – Preparo de soluções 15 
V.II – Curva de Calibração 15 
V. III – Determinação do teor de carboidratos em amostras de lixiviado 16 
VI – Cálculos 16 
VII – Referências Bibliográficas 17 
DISTRIBUIÇÃO DE MASSA MOLAR (DMM) 19 
I – Introdução 19 
 
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II – Amostragem e estocagem da amostra 20 
III – Equipamentos e materiais 20 
IV – Reagentes 21 
V – Procedimentos 21 
V. I – Preparo de soluções 21 
V. II – Determinação de DMM 21 
VI – Cálculos 22 
VII – Referências Bibliográficas 23 
DQO INERTE - MÉTODO DE GERMILI 25 
I – Introdução 25 
II – Amostragem e estocagem da amostra 25 
III – Equipamentos e materiais 25 
IV – Reagentes 26 
V – Procedimentos 26 
V.I – Preparo de soluções 26 
V.II – Inóculo 27 
V. III – Preparação dos reatores 27 
VI – Cálculos 28 
VII – Figuras 29 
VIII – Referências Bibliográficas 30 
LIPÍDIOS - MÉTODO DE POSTMA ADAPTADO 31 
I – Introdução 31 
II – Amostragem e estocagem da amostra 31 
III – Equipamentos e materiais 32 
IV – Reagentes 32 
V – Procedimentos 32 
 
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V. I – Preparo de soluções 32 
V.II – Curva de Calibração 32 
V. III – Determinação do teor de lipídios em amostras de lixiviado 34 
VI – Cálculos 34 
VII – Referências Bibliográficas 35 
PROTEÍNAS - MÉTODO DE LOWRY 36 
I – Introdução 36 
II – Amostragem e estocagem da amostra 38 
III – Equipamentos e materiais 38 
IV – Reagentes 38 
V – Procedimentos 39 
V.I – Preparo de soluções 39 
V.II – Curva de Calibração 39 
V. III – Determinação do teor de proteínas em amostras de lixiviado 41 
VI – Cálculos: 41 
VII – Referências Bibliográficas 42 
SUBSTÂNCIAS HÚMICAS - MÉTODO DE LOWRY MODIFICADO 43 
I – Introdução 43 
II – Amostragem e estocagem da amostra 45 
III – Equipamentos e materiais 46 
IV – Reagentes 46 
V – Procedimentos 46 
V. I – Preparo de soluções 46 
V. II – Curva de calibração 47 
V. III – Determinação do teor de SH em amostras de lixiviado 48 
VI – Cálculos: 49 
 
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ANEXO 1 – SÓLIDOS TOTAIS, FIXOS E VOLÁTEIS 51 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VII – Referências Bibliográficas 50 
I – Introdução 51 
II – Amostragem e estocagem da amostra 51 
III – Equipamentos e materiais 51 
IV - Procedimentos 52 
IV.I – Preparo da cápsula de porcelana 52 
IV.II – Análise da amostra 52 
V- Cálculos 52 
VI – Referências Bibliográficas 53 
 
ANEXO 2 – SÓLIDOS SUSPENSOS, FIXOS E VOLÁTEIS 54 
I – Introdução 54 
II – Amostragem e estocagem da amostra 54 
III – Equipamentos e materiais 54 
IV - Procedimentos 55 
IV.I – Preparo do filtro 55 
IV.II – Escolha do filtro e tamanho da amostra 55 
IV.III – Análise da amostra 55 
V- Cálculos 57 
VI – Referências Bibliográficas 58 
 
 
 
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 I – Introdução 
Biodegradabilidade é uma característica de um composto ou efluente o qual é capaz de ser 
degradado pela atividade microbiológica. Desta forma, a sua quantificação se faz necessária para 
que, assim, sejam evitados problemas futuros na operação do tratamento do efluente, tais comobaixa 
eficiência do processo e altos custos de manutenção. 
 O método consiste na determinação da biodegradabilidade inerente do efluente quando este é 
exposto a altas concentrações microbianas na presença de oxigênio, além de estar sob condições 
estabelecidas tais como inóculo aclimatado, meio mineral apropriado para a atividade biológica, 
entre outras. Assim, a determinação desta biodegradabilidade aeróbia é dada por meio indireto da 
quantificação do decaimento da DBO, DQO ou COT do substrato. 
Os compostos biodegradáveis podem ser classificados quanto ao seu estado físico no efluente 
e quando à sua facilidade de degradação. Compostos rapidamente biodegradáveis são aqueles 
formados basicamente por moléculas simples e solúveis e utilizados diretamente pelas bactérias. Já 
os compostos lentamente biodegradáveis são aqueles formados por moléculas complexas geralmente 
na forma particulada e que demandam o processo de hidrólise. Além destes, têm-se os materiais 
recalcitrantes, os quais são materiais que tendem a permanecer no efluente, sendo resistentes à 
atividade biológica. Entretanto, certas condições podem ser alteradas visando o aumento da 
biodegradabilidade do efluente, tais como ajustes de pH e temperatura, além de agitação, entre 
outras. 
 
 II – Amostragem e estocagem da amostra 
 As amostras devem ser filtradas por membranas de 0,45 µm e sua estocagem pode ser 
realizada em frascos de plástico. Caso não seja possível a análise da amostra no dia de coleta, deve-
se estocar sob refrigeração de 2-4°C por, no máximo, 48 horas ou a -18°C por longos períodos. 
Entretanto, a estocagem por longos períodos não é aconselhável. 
 
III – Equipamentos e materiais 
 Erlenmeyers de borosilicato com capacidade para 2 L; 
 Aeradores e difusores de ar 
 Filtros de 0,45 µm; 
 Mangueiras de 4 mm e; 
 Materiais comuns de laboratório, incluindo, necessariamente, uma centrífuga. 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
 
BIODEGRADABILIDADE AERÓBIA 
MÉTODO DE ZAHN-WELLENS 
 
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 IV – Reagentes e soluções 
 Hidrogenofostato de potássio, KH2PO4; 
 Fosfato de potássio dibásico, K2HPO4; 
 Fosfato de sódio dibásico dihidratado, Na2HPO4.2H2O; 
 Cloreto de amônio, NH4Cl; 
 Cloreto de cálcio anidro, CaCl2, ou cloreto de cálcio dihidratado, CaCl2.2H2O; 
 Sulfato de magnésio heptahidratado, MgSO4.7H2O; 
 Cloreto de ferro (III) hexahidratado, FeCl3.6H2O; 
 Hidróxido de sódio, NaOH; 
 Ácido sulfúrico, H2SO4. 
 
 V – Procedimentos 
V.I – Preparo de soluções 
 Soluções para o preparo do meio mineral 
 
(a) Hidrogenofosfato de potássio, KH2PO4.....................................8,5g 
Fosfato de potássio dibásico, K2HPO4 ............................................21,75g 
Fosfato de sódio dibásico dihidratado, Na2HPO4.2H2O ..................33,4g 
Cloreto de amônio, NH4Cl ...............................................................0,5g 
 
Dissolver em água e completar para 1 L. 
O pH desta solução deve estar em 7.4. 
 
(b) Cloreto de cálcio anidro, CaCl2 .............................................. 27,5g 
 ou cloreto de cálcio dihidratado, CaCl2.2H2O ...............................36,4g 
Dissolver em água e completar para 1 L. 
(c) Sulfato de magnésio heptahidratado, MgSO4.7H2O .................22,5g 
Dissolver em água e completar para 1 L. 
(d) Cloreto de ferro (III) hexahidratado, FeCl3.6H2O .....................0,25g 
Dissolver em água e completar para 1 L. 
 
Observações: sempre utilizar água destilada e deionizada e para que se evite o preparo 
dessas soluções imediatamente antes do uso, adicione uma gota de HCl concentrado ou 0,4g 
 
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de ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA). Caso seja visualizada a formação de 
precipitado, preparar uma nova solução. 
 
 Preparação do meio mineral 
 Adicionar 10 mL da solução (a) e 1mL das soluções (b), (c) e (d) a 800mL de água destilada e 
deionizada e completar o volume para 1L. 
 
 V.II – Inóculo 
Utilizar lodo ativado da Estação de Tratamento de Esgoto (ETE) até, no máximo, 6h após a 
coleta do mesmo. É necessário que o lodo seja lavado duas ou três vezes com água corrente, 
deixando-o, em seguida, em repouso para decantação. Após isso, deve-se retirar o sobrenadante e 
centrifugar o decantado. 
 
 V. III – Preparação dos reatores 
 Antes de se iniciar a preparação dos reatores, faz-se necessário conhecer os valores 
das substâncias a serem testadas (tais como DQO ou OD); 
 Introduza nos reatores 500 mL de meio mineral e uma quantidade apropriada de 
efluente e lodo ativado que atinjam, respectivamente, valores entre 100 a 1000 mg.L
-1
 de 
DQO e 0,2-1,0g de STV (sólidos voláteis) por litro. As proporções entre inóculo e DQO a 
serem seguidas devem estar entre 2,5:1 e 4:1. Normalmente, utiliza-se uma concentração 
de DQO igual a 1000 mg.L
-1
 e uma concentração de STV do lodo ativado igual a 2,5g.L
-1
 
ou 4,0g.L
-1
. 
Obs.: O volume adicionado de lixiviado é variável, pois cada lixiviado possui uma 
concentração de DQO, devendo-se alcançar uma concentração de 1000 mg.L
-1
 de DQO. 
 Um volume total igual a 2 L é satisfatório, entretanto este pode variar de 1 a 5 L 
dependendo da quantidade de amostras que serem coletadas; 
 Para a realização da análise de STV para o lodo centrifugado, meça uma determinada 
massa (por exemplo, 1,0 g) e realize a análise (ver Anexo 1); 
 Prepare um branco contendo apenas lodo ativado (que atinja 0,2-1,0g de STV por 
litro) e o meio mineral, nas mesmas condições dos testes com efluente; 
 Executar o teste até um período de 28 dias e em locais protegidos da luz a 20-25ºC. 
Caso não seja possível proteger o recipiente da luz, envolva-o com papel alumínio; 
 Utilizar aeradores e difusores de bolhas, tal como representado na Figura 1, e, se 
necessário, agitar o recipiente sempre que possível para que o lodo não se concentre em 
apenas uma região; 
 Checar o pH em intervalos regulares, por exemplo nos dias de coleta, mantendo-o 
entre 6,5 e 8 utilizando NaOH (40g.L) e H2SO4 (50g.L
-1 
) e; 
 As coletas devem seguir os passos abaixo e amostras analisadas quanto à DQO: 
(a) Uma amostra 3h ± 30min após a adição do efluente a ser testado para a avaliação de 
qualquer adsorção proporcionada pelo lodo ativado; 
 
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(b) Em outras 4 ocasiões, no mínimo, no período de 28 dias ; 
(c) Nos 27° e 28° dias do teste. 
 
 VI – Cálculos 
 Para se calcular a degradação em um determinado tempo t, deve-se utilizar a equação 
abaixo: 
1001 x
CC
CC
D
BAA
Bt
t 







 , 
em que: 
tD = degradação percentual no tempo t; 
AC = concentração (em mg.L
-1
) de DQO do teste com efluente após 3h ± 30min de 
incubação; 
tC = concentração (em mg.L
-1
) de DQO do teste com efluente no tempo t; 
BAC = concentração (em mg.L
-1
) de DQO do branco após 3h ± 30min de incubação e; 
BC = concentração (em mg.L
-1
) de DQO do branco no tempo t. 
 Os dados devem ser dispostos graficamente, tal como representado na Figura 2. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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VII – Figuras 
 
Figura 1 - Aparato utilizado para o teste. 
 
 
 
Figura 2 - Exemplo de uma curva do teste de biodegradabilidade. 
 
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 VIII – Referências Bibliográficas 
AMARAL, M. C. S. Caracterização de lixiviados de aterros sanitários empregando 
parâmetros coletivos e identificação de compostos orgânicos. 2007. 231 f. Dissertação 
(Mestrado em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de Engenharia, 
Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2007. 
 
MORAVIA, W. G. Avaliação do tratamento de lixiviado de aterro sanitário através de 
processo oxidativo avançado conjugado com sistema de separação por membranas. 2009. 
265 f. Tese (Doutorado em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de 
Engenharia, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2009. 
 
COELHO, D. A. Degradação dos antiinflamatórios diclofenaco, ibuprofeno e naproxeno por 
ozonização. Tese (Doutorado em Engenharia Química) – COPPE, Universidade Federal do 
Rio de Janeiro, Rio de Janeiro. 2008. 
 
OECD. Guideline for Testing of Chemicals, 302 B. Adopted by the Council on 17
th
 July 
1992. Zahn-Wellens/EMPA Test. 
 
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 I – Introdução 
 Carboidratos, também conhecidos como hidratos de carbono, glicídios, glucídios, glúcidos, 
glúcides, sacarídeos ou açúcares, são as biomoléculas mais abundantes na natureza, constituídas 
principalmente por carbono, hidrogênio e oxigênio, podendo apresentar nitrogênio, fósforo ou 
enxofre na sua composição. 
Dentre as diversas funções atribuídas aos carboidratos, a principal é a energética. Também 
atuam como elementos estruturais e de proteção na parede celular das bactérias, fungos e vegetais, 
bem como em tecidos conjuntivos e envoltório celular de animais. Alguns, como a ribose e a 
desoxirribose, fazem parte da estrutura de nucleotídeos e dos ácidos nucleicos. 
A composição físico-química do lixiviado é extremamente variável dependendo de fatores 
que vão desde as condições pluviométricas locais, tempo de disposição, das características dos 
resíduos dispostos, tipo de solo, operação do aterro, dentre outras. Este pode conter altas 
concentrações de sólidos suspensos, metais pesados e compostos orgânicos originados da degradação 
de substâncias que são metabolizadas como carboidratos, proteínas e gorduras. 
A presença de carboidratos no lixiviado de aterro sanitário se deve às características dos 
resíduos depositados. Por serem elementos estruturais de bactérias, fungos e vegetais, a 
biodegradação de resíduos tais como carnes e demais resíduos orgânicos contribuem para a 
disponibilização de carboidratos no lixiviado. 
A concentração de carboidratos no lixiviado é relativamente baixa, uma vez que este compõe 
a parte final do processo de decomposição da matéria orgânica no aterro sanitário e, o carboidrato, 
por ser um derivado de açúcares, é um substrato de fácil degradação bacteriológica. 
O método colorimétrico proposto por Dubois, em 1956, para a determinação de açúcares e 
substâncias relacionadas é o que melhor traduz a quantificação destes em qualquer substrato. 
Açúcares simples, oligossacarídeos, polissacarídeos e seus derivados, incluindo os metil-
éteres com livres ou potencialmente livres grupos redutores, adquirem a coloração laranja amarelada 
quando tratados com fenol e ácido sulfúrico concentrado. A reação é sensível e a cor adquirida é 
estável. Através do uso dessa reação fenol – ácido sulfúrico, o método foi desenvolvido para 
determinar submicro quantidades de açúcares e substâncias relacionadas (dentre elas os carboidratos 
que são o objetivo principal deste tópico). Em conjunto com a cromatografia, este método é 
largamente utilizado para a determinação de polissacarídeos e seus derivados metilados. 
 
 II – Amostragem e estocagem da amostra 
 Coletar amostra representativa em frasco de vidro ou plástico quimicamente resistente. A 
amostragem deve ser realizada diretamente no dreno da célula de aterramento ou no tanque de 
acúmulo de lixiviado. No segundo caso, fazer homogeneização do líquido antes da coleta. 
 Usar luvas de polietileno, óculos de segurança e máscara de proteção contra vapores 
orgânicos quando aplicável. 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
 
CARBOIDRATOS 
MÉTODO DE DUBOIS 
http://pt.wikipedia.org/wiki/Biomol%C3%A9cula
http://pt.wikipedia.org/wiki/Carbono
http://pt.wikipedia.org/wiki/Hidrog%C3%AAnio
http://pt.wikipedia.org/wiki/Oxig%C3%AAnio
http://pt.wikipedia.org/wiki/Nitrog%C3%AAnio
http://pt.wikipedia.org/wiki/F%C3%B3sforo
http://pt.wikipedia.org/wiki/Enxofre
http://pt.wikipedia.org/wiki/Energia
http://pt.wikipedia.org/wiki/Parede_celular
http://pt.wikipedia.org/wiki/Bact%C3%A9ria
http://pt.wikipedia.org/wiki/Fungo
http://pt.wikipedia.org/wiki/Vegetais
http://pt.wikipedia.org/wiki/Tecido_conjuntivo
http://pt.wikipedia.org/wiki/Animalia
http://pt.wikipedia.org/wiki/Ribose
http://pt.wikipedia.org/wiki/Desoxirribose
http://pt.wikipedia.org/wiki/Nucleot%C3%ADdeo
http://pt.wikipedia.org/wiki/%C3%81cidos_nucleicos
 
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 Preencher aproximadamente um quarto do volume do frasco para coleta com 
o lixiviado. 
 Tampar e agitar de forma que o líquido tenha contato com todas as partes do frasco 
(ambiente). 
 Descartar o lixiviado usado para ambiente destinando-o à rede de tratamento. 
 Encher o frasco com o lixiviado. 
 Manter a temperatura abaixo de 0ºC (congelada). Nestas condições a amostra pode ser 
preservada por tempo indeterminado. 
 
 III – Equipamentos e materiais 
 Tubos de ensaio e suporte; 
 Béqueres de 250, 100 e 50 mL; 
 Balões volumétricos de 50 mL; 
 Balão volumétrico de 1 L; 
 Vidro de relógio pequeno; 
 Bastão de vidro; 
 Espátula; 
 Pipetadores automáticos de 1,0 e 5,0 mL e ponteiras; 
 Balões volumétricos de 100 mL e 1000 mL; 
 Espectrofotômetro UV/visível e cubetas; 
 Balança semi-analítica; 
 Capela de exaustão; 
 Banho-maria; 
 Termômetro. 
 
 IV – Reagentes e soluções 
 Glicose anidra (Dextrose) P.A.; 
 Fenol; 
 Ácido sulfúrico P.A.; 
 
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 V – Procedimentos 
 V.I – Preparo de soluções 
 Fenol 5% m/v: Medir 5,00 g de Fenol, utilizando uma balança semi - analítica, com o 
auxílio do vidro de relógio e uma espátula. Transferir quantitativamente para um béquer 
de 100 mL, adicionar aproximadamente 50 mL de água deionizada e homogeneizar com o 
auxílio de um bastão de vidro, até total dissolução. Transferir a solução já homogeneizada 
para um balão volumétrico de 100 mL, completar o volume e homogeneizar novamente. 
Todo este procedimento deve ser realizado em capela de exaustão. 
 Solução de glicose 1 g.L-1: Pesar aproximadamente 1,0 g de glicose em balança semi- 
analítica. Solubilizar em béquer de 250 mL, transferir para balão volumétrico de 1L e 
completar o volume. 
 Soluções de glicose 0, 10, 25, 50, 75, 100, 250, 500 e 750 mg.L-1: Diluir a solução de 
glicose 1 g.L
-1
 para as concentrações citadas. Utilizando balões volumétricos de 50 mL, 
realizar as diluições conforme a tabela abaixo: 
 
Concentração da 
solução padrão (mg/L) 
Volume de solução 
(mL) 
Volume de água (mL) 
0 ------------------ 50 
10 0,5 49,50 
25 1,25 48,75 
50 2,50 47,50 
75 3,75 46,25 
100 5,00 45,00 
250 12,50 37,50 
500 25,00 25,00 
750 37,50 12,50 
1000 50,00 ----------------- 
 
V.II – Curva de Calibração 
 Todo este procedimento deve ser realizado em capela de exaustão. 
 Retirar 0,5 mL de cada solução padrão e transferirpara tubos de ensaio. Adicionar 0,5 mL 
da solução de Fenol 5% m/v, utilizando pipeta graduada. Adicionar 2,5 mL de Ácido 
 
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sulfúrico concentrado diretamente à superfície do líquido contido no tubo, 
de forma a obter uma boa mistura. Homogeneizar bem, e proceder em triplicata. 
 Deixar os tubos em repouso por 10 minutos à temperatura ambiente. 
 Levar ao banho-maria à temperatura de 25 a 30°C por 15 minutos. 
 Homogeneizar vigorosamente os tubos de ensaio deixando novamente em repouso à 
temperatura ambiente por mais 30 minutos. 
 Fazer a leitura das absorbâncias no espectrofotômetro a 488 nm. 
 Com os valores de absorbância, obtidos em triplicata no espectrofotômetro, obter a média 
das absorbâncias para cada concentração. 
 Gerar um gráfico de dispersão X Y (Abs x Concentração), a partir das médias de 
absorbância calculadas e as concentrações relativas. 
 Realizar a regressão linear dos pontos e obter a equação da reta y = a.x + b, onde y 
representa a concentração em mg.L
-1
, e x representa a absorbância. 
 O valor de R² deve estar o mais próximo possível de 1. 
 
 
 V. III – Determinação do teor de carboidratos em amostras de lixiviado 
 Todo o procedimento deve ser realizado em capela de exaustão. 
 Adicionar 0,5 mL da amostra e 0,5 mL da solução de Fenol 5% m/V a um tubo de ensaio, 
utilizando o pipetador automático de 1,0 mL; 
 Adicionar 2,5 mL de Ácido sulfúrico concentrado diretamente à superfície do líquido 
contido no tubo, de forma a obter uma boa mistura. Homogeneizar bem, e proceder em 
triplicata; 
 Deixar os tubos em repouso por 10 minutos à temperatura ambiente; 
 Homogeneizar novamente; 
 Levar ao banho-maria à temperatura de 25 a 30°C por 15 minutos; 
 Homogeneizar vigorosamente os tubos de ensaio deixando novamente em repouso à 
temperatura ambiente por mais 30 minutos; 
 Fazer a leitura das absorbâncias no espectrofotômetro a 488 nm. 
 
 VI – Cálculos 
 Os cálculos são feitos através da curva de calibração Absorbância x concentração de 
glicose (mg.L
-1
), a partir da qual são obtidas as concentrações relativas às absorbâncias encontradas. 
 
 
 
 
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VII – Referências Bibliográficas 
DUBOIS, M.; GILLES, K. A.; HAMILTON, J. K.; REBERS, P. A.; SMITH, F. Colorimetric 
Method for Determination of Sugars and Related Substances. Division of Biochemistry, University 
of Minnesota, St. Paul, Minn. 1956. 
 
 
 
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I – Introdução 
 A caracterização de efluentes biológicos, em geral, pode ser realizada a três níveis: 
determinação de parâmetros coletivos específicos e não específicos; identificação individual dos 
compostos; e a identificação de classes de compostos. Os parâmetros coletivos específicos (ou 
convencionais) são métodos padronizados na literatura, usualmente empregados na caracterização de 
efluentes. Já os parâmetros coletivos não específicos, tais como DQO inerte, biodegradabilidade 
aeróbia, distribuição de massa molar e substâncias húmicas, são métodos de caracterização 
encontrados na literatura, porém ainda não padronizados, e que fornecem informações direcionadas a 
uma determinada propriedade do efluente. 
 A caracterização empregando parâmetros coletivos não específicos fornece informações 
práticas na compreensão dos fenômenos que ocorrem em praticamente todas as etapas do tratamento. 
Possibilita o aperfeiçoamento das tecnologias, a definição de procedimentos operacionais mais 
eficientes, o aprimoramento dos modelos matemáticos e, consequentemente, a concepção de 
fluxogramas de estações de tratamento de lixiviados mais coerentes para a remoção de carga 
orgânica. 
 O conhecimento das distribuições de massa molar dos compostos e o estudo das 
transformações nelas ocorridas durante o tratamento possibilitam o delineamento dos mecanismos de 
remoção de matéria orgânica e, em consequência, o aperfeiçoamento das tecnologias de tratamento 
de efluentes. 
 Ao longo das etapas do tratamento biológico e/ou físico-químico dos lixiviados, a 
distribuição de tamanho dos compostos presentes é modificada, afetando a tratabilidade do efluente. 
Essa alteração é devida a fatores dinâmicos do processo como a síntese de novas células, floculação, 
quebra enzimática de macromoléculas e oxidação bioquímica. Também esta associada a fatores 
operacionais como tempo de detenção hidráulica, configuração do reator e tipo de substrato. 
A determinação da distribuição de massa molar através de ultrafiltração é uma técnica de que 
permite avaliar a distribuição de matéria orgânica em função da massa molar dos compostos 
presentes na amostra. O papel fundamental da membrana é atuar como barreira seletiva, que permite 
a passagem de certos componentes da mistura ao passo que retém outros. A seletividade da 
membrana no processo de ultrafiltração está relacionada, principalmente, às dimensões das 
moléculas ou partículas presentes no efluente e ao diâmetro de corte da membrana. 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
 
DISTRIBUIÇÃO DE MASSA MOLAR 
(DMM) 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 20 
Nessa técnica, um gás pressurizado é diretamente aplicado à célula de 
ultrafiltração. Solutos de tamanho superior aos poros da membrana são retidos na célula, enquanto o 
solvente e os solutos inferiores à massa molar de corte passam através da célula, compondo o 
filtrado. As frações retidas são submetidas á análises de DQO, lipídios, substâncias húmicas, 
proteínas e carboidratos, fornecendo a distribuição de massa molar da amostra. 
 
II – Amostragem e estocagem da amostra 
 Coletar amostra representativa em frasco de vidro ou plástico quimicamente resistente. A 
amostragem deve ser realizada diretamente no dreno da célula de aterramento ou no tanque de 
acúmulo de lixiviado. No segundo caso, fazer homogeneização do líquido antes da coleta. 
 Usar luvas de polietileno, óculos de segurança e máscara de proteção contra vapores 
orgânicos quando aplicável. 
 Preencher aproximadamente um quarto do volume do frasco para coleta com o lixiviado. 
 Tampar e agitar de forma que o líquido tenha contato com todas as partes do frasco 
(ambiente). 
 Descartar o lixiviado usado para ambiente destinando-o à rede de tratamento. 
 Encher o frasco com o lixiviado. 
 Manter a temperatura abaixo de 0ºC (congelada). Nestas condições a amostra pode ser 
preservada por tempo indeterminado. 
 
III – Equipamentos e materiais 
 Célula de ultrafiltração; 
 Membranas de ultrafiltração de 1, 5, 10 e 100 kDa (o diâmetro de corte das membranas 
dependerá da finalidade da quantificação); 
 Agitador magnético; 
 Kitassato; 
 Filtro de vidro AP40; 
 Nitrogênio (N2); 
 Balança analítica; 
 Béquer de 250 mL (polietileno); 
 Bastão de vidro; 
 Balão volumétrico de 1000 mL; 
 Bomba de vácuo; 
 Proveta 100 mL. 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 21 
IV – Reagentes 
 Hidróxido de sódio 0,1 N; 
 Azida Sódica. 
 
V – Procedimentos 
 V. I – Preparo de soluções 
 Solução de NaOH 0,1 N: Pesar 4,0 g de Hidróxido de sódio e transferir para béquer de 
250 mL (polietileno). Solubilizar e transferir para balão volumétrico de 1 litro. Aferir e 
homogeneizar. Transferir para frasco de polietileno. 
 
V. II – Determinação de DMM 
 Lavar as membranas com água destilada, com três banhos de uma hora cada. A cada 
banho a água destiladadeverá ser trocada. 
 Filtrar previamente um volume de 40 mL da amostra do lixiviado bruto, utilizando filtros 
de fibra de vidro AP40. 
 Preparar a célula de ultrafiltração: Posicionar a membrana sobre o suporte, com a 
superfície brilhante para cima. Colocar o anel de vedação inferior sobre a membrana, 
empurrando-o com cuidado para baixo, de forma que a superfície da membrana fique 
uniformemente em contato com o fundo do suporte. Sempre manusear a membrana pelas 
bordas, evitando arranhá-las ou contaminá-las. 
 Encaixar o suporte da membrana no corpo cilíndrico da célula. 
 Rosquear a base firmemente no fundo do corpo cilíndrico. 
 
Figura 1: Foto da célula de ultrafiltração 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 22 
 Carregar a célula de ultrafiltração com os 40 mL do lixiviado filtrado e 
completar para 200 mL com água destilada. Homogeneizar a amostra por um minuto 
através do agitador magnético. Pressurizar a célula. Durante toda a etapa de filtração, o 
agitador magnético deverá estar ligado. 
 Para evitar que a tampa seja expelida pela pressão, jorrando o conteúdo durante a 
pressurização, nunca operar a célula sem usar o suporte de retenção. 
 Quando o volume retido chegar a 20 mL, acrescentar mais 100 mL de água destilada e 
continuar a ultrafiltração até que o volume retido seja novamente de 20 mL. 
Despressurizar a célula e manter agitação por 10 minutos visando à recuperação de 
prováveis compostos adsorvidos na membrana. 
 Após isso, interrompe-se o processo e armazena-se o retido para posterior análise (DQO, 
lipídeos, carboidratos, substâncias húmicas e proteínas). 
 A membrana deve ser lavada com 30 mL de Hidróxido de Sódio 0,1 N durante 30 
minutos. Para isto a membrana deve estar despressurizada e sob a ação do agitador 
magnético. 
 Para aumentar a vida útil da membrana, adicionar uma pitada de azida sódica (NaN3)e 
armazenar a membrana com água destilada na geladeira. Deve-se tomar um extremo 
cuidado com a manutenção da umidade da membrana, não deixando a água secar. 
 
Para cada membrana existe uma pressão ideal de atuação. 
Membrana Pressão 
1 kDa 30 psi 
5 kDa 30 psi 
10 kDa 30 psi 
100 kDa 5 psi 
 
O gás utilizado para a ultrafiltração é o nitrogênio gasoso (N2) por ser um gás inerte. 
 
 
 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 23 
 
 
 
Figura 2: Esquema do processo de ultrafiltração: 
 
(a) ultrafiltração da amostra 
(b) Interrupção quando o volume retido chegar a 20 mL 
(c) Adição de 100 mL de água destilada 
(d) Interrupção quando o volume retido chegar a 20 mL 
 
VI – Cálculos 
 As frações retidas foram analisadas quanto à concentração de lipídeos, carboidratos, 
proteínas, substâncias húmicas e DQO de acordo com os cálculos relacionados na tabela abaixo: 
 
Em que: 
MM = massa molar; 
C = concentração de lipídeos, carboidratos, proteínas, substâncias húmicas ou DQO (mg/L); 
v = volume do retido (L); 
V = volume da amostra bruta carregada na célula de ultrafiltração (L). 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 24 
VII – Referências Bibliográficas 
AMARAL, M. C. S. Caracterização de lixiviados de aterros sanitários empregando parâmetros 
coletivos e identificação de compostos orgânicos. 2007. 231 f. Dissertação (Mestrado em 
Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de Engenharia, Universidade Federal 
de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2007. 
MORAVIA, W. G. Avaliação do tratamento de lixiviado de aterro sanitário através de processo 
oxidativo avançado conjugado com sistema de separação por membranas. 2009. 265 f. Tese 
(Doutorado em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de Engenharia, 
Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2009. 
BARKER D. J.; MANNUCCHI G. A.; SALVI S. M. L. e STUCKEY D. C. Characterization of 
soluble residual chemical oxygen demand (COD) in anaerobic wastewater treatment effluents. 
Water Research, v.33, n.11, p.2499-2510, 1999 
CHERYAN, M. Ultrafiltration handbook. Pennsylvania (USA): Technomic Publishing Company 
Inc. Lancaster PA, 375p., 1986. 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 25 
 
 
 I – Introdução 
Lixiviado de aterro sanitário é um dos problemas ambientais mais significativos na 
disposição de resíduos sólidos urbanos. Devido à falta de caracterização deste efluente, uma das 
maneiras mais utilizadas no passado para o tratamento do mesmo se baseia na utilização de fontes 
biológicas. Entretanto, os principais poluentes tais como metais pesados, macro nutrientes 
inorgânicos, produtos orgânicos xenobióticos e materiais orgânicos dissolvidos, nos quais se pode 
enfatizar a presença de altas concentrações de materiais refratários, tornaram este método 
insuficiente para atingir padrões de tratamento. 
A caracterização de lixiviados de aterros sanitários se mostrou algo fundamental para a 
escolha do tipo de tratamento mais adequado às condições do efluente em questão. Logo, um dos 
principais parâmetros que se tem como base é a demanda química de oxigênio, DQO. Entretanto, 
este parâmetro pode mascarar certos resultados pelo fato de não diferenciar materiais biodegradáveis 
de materiais inertes, materiais estes que não são oxidados mesmo se aumentar a retenção hidráulica. 
Desta forma, somente a determinação da DQO do efluente e de outros parâmetros 
convencionais é insuficiente para a caracterização do mesmo e, por conseguinte, a quantificação da 
DQO inerte do lixiviado é de fundamental importância para a escolha do tratamento mais adequado 
para o devido efluente. 
 
 II – Amostragem e estocagem da amostra 
A amostragem deve ser realizada diretamente do reator com o efluente. 
Primeiramente, agita-se o reator com a finalidade de homogeneizar o líquido. Após isto, 
realizar ambiente no frasco de coleta e, em seguida, coletar uma amostra representativa em frasco de 
vidro ou plástico e filtrá-la utilizando filtros de seringa de 0,45µm. 
Caso a realização da análise de DQO seja realizada 6 horas após a coleta, é desnecessário o 
resfriamento. Do contrário, manter a amostra à temperatura igual ou inferior a 4ºC. 
 
III – Equipamentos e materiais 
 Erlenmeyers de borosilicato com capacidade para 2 L; 
 Aeradores e difusores de ar 
 Filtros de seringa de 0,45 µm; 
 Mangueiras de 4 mm e; 
 Materiais comuns de laboratório. 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
DQO INERTE 
MÉTODO DE GERMILI 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 26 
 IV – Reagentes 
 Hidrogenofostato de potássio, KH2PO4; 
 Fosfato de potássio dibásico, K2HPO4; 
 Cloreto de amônio, NH4Cl; 
 Sulfeto de sódio nonohidratado, Na2S.9H2O; 
 Cloreto de magnésio, MgCl2; 
 Cloreto de cálcio anidro, CaCl2; 
 Sulfato de magnésio heptahidratado, MgSO4.7H2O; 
 Cloreto de ferro (III) anidro, FeCl3; 
 Cloreto de zinco, ZnCl2; 
 Cloreto de cobre dihidratado, CuCl2.2H2O; 
 Cloreto de manganês tetrahidratado, MnCl2.4H2O; 
 Molibdato de amônio tetrahidratado, (NH4)6Mo7O24.4H2O; 
 Cloreto de níquel hexahidratado, NiCl2.6H2O; 
 Cloreto de alumínio, AlCl3; 
 Cloreto de cálcio hexahidratado, CaCl2.6H2O; 
 Ácido bórico, H3BO4; 
 Ácido clorídrico concentrado, HCl; 
 Hidróxido de sódio, NaOH 0,1N; 
 Ácido sulfúrico, H2SO4 0,1N. 
 Glicose P.A. d + Glicose anidra c6h12o6 
 
 V – Procedimentos 
 V.I – Preparo de soluções 
 Soluções concentrada de macronutrientes: 
 
Hidrogenofosfato de potássio, KH2PO4........................................ .... 1,5 g 
Fosfato de potássio dibásico, K2HPO4 ........................................ ..... 6,5 g 
Cloretode amônio, NH4Cl ............................................................. ..... 5,0 g 
Sulfeto de sódio nonohidratado, Na2S.9H2O ............................... ..... 0,5 g 
Cloreto de cálcio anidro, CaCl2 ....................................................... ..... 1,0 g 
Cloreto de magnésio, MgCl2 ........................................................ ..... 1,0 g 
Dissolver em água destilada e deionizada e completar para 1 litro. 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 27 
 Solução concentrada de micronutrientes: 
 
Cloreto de ferro (III), FeCl3 ........................................................... 2,0 g 
Cloreto de zinco, ZnCl2 ................................................................ 0,05 g 
Cloreto de cobre dihidratado, CuCl2.2H2O .................................... 0,03 g 
Cloreto de manganês tetrahidratado, MnCl2.4H2O ................... 0,5 g 
Molibdato de amônio tetrahidratado, (NH4)6Mo7O24.4H2O ....... 0,05 g 
Cloreto de níquel hexahidratado, NiCl2.6H2O ............................ 0,05 g 
Cloreto de alumínio, AlCl3 ............................................................. 0,05 g 
Cloreto de cálcio hexahidratado, CaCl2.6H2O ................... .......... 2,0 g 
Ácido bórico, H3BO4 ..................................................................... 0,01g 
Ácido clorídrico concentrado, HCl ................................................. 1 mL 
Dissolver em água destilada e deionizada e completar para 1 litro. 
 
 Solução de nutrientes: 
Adicionar 2 mL da solução de micronutrientes a 200 mL da solução de macronutrientes e 
completar o volume para balão volumétrico de 1 litro.. 
 
 V.II – Inóculo 
Utilizar lodo ativado da Estação de Tratamento de Esgoto (ETE) até, no máximo, 6h após a 
coleta do mesmo deixando-o, em seguida, em repouso para decantação por cerca de 30 minutos e 
posterior retirada do sobrenadante. Lavar o lodo duas ou três vezes com água corrente. 
 
 V. III – Preparação dos reatores 
 Antes de se iniciar a preparação dos reatores, faz-se necessário conhecer o valor de DQO 
do efluente a ser testado; 
 Utilizar Erlenmeyers de 2 L para a montagem dos reatores; 
 Realizar a análise de sólidos suspensos voláteis (SSV) para o lodo decantado (ver Anexo 
2). Um volume de 2 mL é suficiente para a análise; 
 Introduza 1 litro de lixiviado com a concentração de DQO conhecida em um reator e 1 
litro de solução de glicose com valor de DQO próxima ao valor do lixiviado em outro 
reator; 
 Acrescentar, em cada reator, volume de inóculo correspondente para se atingir uma 
concentração de 100 mg.L
-1
 de SSV (C1 x V1 = C2 x V2 => SSV x V1 = 100mg/L x 
1000mL) e 100 mL de solução de nutrientes; 
 Acoplar o aerador e o difusor de bolhas, tal como representado na Figura 1; 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 28 
 Checar o pH em intervalos regulares, por exemplo, nos dias de coleta, 
mantendo-o entre 6,5 e 8 utilizando NaOH (40 g.L
-1
) e H2SO4 (50 g.L
-1
); 
 Executar o teste até um período de 28 dias em locais protegidos da luz a 20-25ºC e; 
 As coletas devem seguir os passos abaixo: 
 
(d) Uma amostra no dia de montagem dos reatores; 
(e) Uma amostra nos dois dias seguintes à montagem e; 
(f) Amostras de 2 em 2 dias ou em intervalos frequentes; 
 
Obs.: na etapa (c), aconselha-se que as coletas sejam realizadas as segundas, quartas e sextas-
feiras, não sendo necessário coletas aos sábados e/ou domingos. 
 
 VI – Cálculos 
 Para se calcular a depleção de DQO e, consequentemente, a fração inerte remanescente, 
deve-se utilizar a equação abaixo: 
 
DQOinerte = DQOlixiviado - DQOglicose 
 
 Assumir que a fração de DQO inerte da glicose é nula. Com isso, a diferença entre as 
DQOs finais do efluente e da glicose, em que a atividade biológica foi encerrada, revela a 
quantidade de DQO inerte do efluente e; 
Os dados devem ser dispostos graficamente, tal como representado na Figura 2 e os 
mesmos devem ser registrados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 29 
 VII – Figuras 
 
Figura 1 - Aparato utilizado para o teste. 
 
 
Figura 2 - Exemplo de uma curva do teste de DQO inerte. 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 30 
 VIII – Referências Bibliográficas 
AMARAL, M. C. S. Caracterização de lixiviados de aterros sanitários empregando 
parâmetros coletivos e identificação de compostos orgânicos. 2007. 231 f. Dissertação 
(Mestrado em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de Engenharia, 
Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2007. 
 
GERMILI, E., ORHON, D., ARTAN, N. (1991). Assessment of the initial inert soluble COD 
in industrial wastewaters. Water Science and Technology. v. 23, pp. 1077-1086. 
 
MORAVIA, W. G. Avaliação do tratamento de lixiviado de aterro sanitário através de 
processo oxidativo avançado conjugado com sistema de separação por membranas. 2009. 
265 f. Tese (Doutorado em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de 
Engenharia, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2009. 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 31 
 
 
I – Introdução 
Os lipídios constituem um grupo heterogêneo de compostos orgânicos que apresentam, em 
comum, baixa solubilidade em água e grande solubilidade em solventes orgânicos. Incluem ácidos 
graxos, triglicerídeos (óleos e gorduras), fosfolipídios, esteroides e ceras. As ceras revestem o 
exoesqueleto dos artrópodes e a pele, pelos e penas de vertebrados. Os vegetais também possuem 
cera recobrindo frutos e folhas como mecanismo de proteção, dificultando a perda de água. 
Constituem, portanto células vegetais e animais. São utilizados na fabricação de alimentos (como 
exemplo, óleos, margarinas e manteigas) e também em alguns produtos manufaturados tais como 
sabão, resinas, cosméticos e lubrificantes. 
A presença desses no lixiviado de aterro sanitário está relacionada à deposição de resíduos 
contendo essas biomoléculas em sua constituição. Sua persistência no percolado é devido a sua baixa 
biodegradabilidade. 
A análise de lipídeos empregando o método adaptado de Postma & Stroes (1968) consiste na 
adição de ácido sulfúrico concentrado, ácido fosfórico concentrado e vanilina. A presença de lipídeos 
resulta em uma coloração rosa. A absorbância é lida a 537 nm em espectrofotômetro. 
 
II – Amostragem e estocagem da amostra 
Coletar amostra representativa em frasco de vidro ou plástico quimicamente resistente. A 
amostragem deve ser realizada diretamente no dreno da célula de aterramento ou no tanque de 
acúmulo de lixiviado. No segundo caso, fazer homogeneização do líquido antes da coleta. 
Usar luvas de polietileno, óculos de segurança e máscara de proteção contra vapores orgânicos 
quando aplicável. 
Preencher aproximadamente um quarto do volume do frasco para coleta com o lixiviado. 
 Tampar e agitar de forma que o líquido tenha contato com todas as partes do frasco (ambiente). 
Descartar o lixiviado usado para ambiente destinando-o à rede de tratamento. 
Encher o frasco com o lixiviado. 
Manter a temperatura abaixo de 0ºC (congelada). Nestas condições a amostra pode ser 
preservada por tempo indeterminado. 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
 
LIPÍDIOS 
MÉTODO DE POSTMA ADAPTADO 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 32 
III – Equipamentos e materiais 
 Tubos de ensaio; 
 Pipetas graduadas de 0,5 e 5 mL; 
 Espectrofotômetro UV / Visível; 
 Estufa; 
 Pipetaautomática; 
 Balão volumétrico de 1000 mL; 
 Béqueres de 100 mL e 250 mL; 
 Banho-maria. 
 
IV – Reagentes 
 Ácido fosfórico concentrado p.a; 
 Ácido sulfúrico concentrado p.a; 
 Vanilina. 
 
V – Procedimentos 
 V. I – Preparo de soluções 
 Solução de vanilina (Serve para a promoção da cor ao reagir com o ácido sulfúrico): 
pesar 6 g de vanilina e transferir para béquer de 100 mL. Solubilizar em água. Transferir 
para balão de volumétrico de 1 litro. Aferir com água destilada ou deionizada e 
homogeneizar. 
 
V.II – Curva de Calibração 
 A concentração de lipídios é determinada através da construção de uma curva padrão 
contendo a solução padrão de lipídios (óleo de soja). 
 Preparar a solução padrão de lipídios conforme a seguir: 
 Adicionar 1,0 mL de óleo de soja em um tubo de ensaio. 
 Adicionar 4,0 mL de ácido sulfúrico concentrado e 1,0 mL de água. Transferir esses 
volumes para o tubo de ensaio com extrema cautela afim de não deixar os elementos na 
parede do tubo. 
 Homogeneizar (manual) cuidadosamente até que desapareçam os prováveis resíduos e 
globos gerados. 
 Deixar o tubo de ensaio em repouso por 5 minutos. 
 Diluir a solução resultante (15,68 g.L-1) para preparar as soluções listadas na tabela 1: 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 33 
Tabela 1 – Curva de calibração de lipídeos 
 
Concentração da solução 
padrão (g.L
-1
) 
Volume de solução 
(mL) 
Volume de água 
(mL) 
15,68 2 0 
7,84 1,00 1,00 
3,92 0,50 1,00 
1,96 0,50 2,00 
0,98 0,25 2,00 
 
 Homogeneizar cuidadosamente as diferentes concentrações 
 Retirar alíquota de 100 L de cada solução padrão e transferir para os tubos de ensaio. 
Adicionar 2,0 mL de ácido sulfúrico concentrado ao resíduo sólido. Aquecer por 10 
minutos em banho-maria à 100ºC. 
 Medir 0,1 mL dessa solução formada e transferir para um tubo de ensaio. Fazer duplicata. 
 Adicionar 2,0 mL de ácido fosfórico e 0,5 mL de solução de vanilina. 
 Agitar (com vórtex) os tubos e deixar em repouso por 15 minutos em banho de água a 
37,0ºC. 
 Fazer a leitura das absorbâncias com comprimento de onda ajustado para 537nm logo 
após o preparo das soluções (máximo 10 min). 
 Lembrar-se de converter a concentração de g.L-1 para mg.L-1, para facilitar o cálculo. 
 Construir a curva de Absorbância x Concentração de lipídios (mg.L-1), através da leitura 
das absorbâncias, como no exemplo a seguir: 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 34 
V. III – Determinação do teor de lipídios em amostras de lixiviado 
 Pipetar 2,0 mL da amostra e transferir para um tubo de ensaio. Levar à estufa a 100 ºC até 
a secagem da amostra. O branco não é feito nesta etapa 
 No tubo com a amostra seca, adicionar 0,1 mL de água destilada e 2,0 mL de ácido 
sulfúrico concentrado ao resíduo sólido. Aquecer por 10 minutos em banho-maria à 
100ºC. 
 Fazer um branco utilizando 0,1 mL de água destilada e 2,0 mL de ácido sulfúrico 
concentrado. 
 Medir 0,1 mL dessa solução formada e transferir para um tubo de ensaio. Fazer duplicata. 
 Adicionar 2,0 mL de ácido fosfórico e 0,5 mL de solução de vanilina. 
 Agitar os tubos e deixar em repouso por 15 minutos em banho de água à 37,0ºC. 
 Fazer a leitura das absorbâncias com comprimento de onda ajustado para 537nm logo 
após o preparo das soluções (máximo 10 min). 
 Lembrar que as amostras foram concentradas 20X (dividir o resultado por 20) no 
momento do cálculo da concentração. 
 
VI – Cálculos 
Os cálculos são feitos através da curva de calibração, a partir da qual são obtidas as 
concentrações relativas às absorbâncias encontradas. 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 35 
VII – Referências Bibliográficas 
AMARAL, M. C. S. Caracterização de lixiviados de aterros sanitários empregando parâmetros 
coletivos e identificação de compostos orgânicos. 2007. 231 f. Dissertação (Mestrado em 
Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de Engenharia, Universidade Federal 
de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2007. 
 
MORAVIA, W. G. Avaliação do tratamento de lixiviado de aterro sanitário através de processo 
oxidativo avançado conjugado com sistema de separação por membranas. 2009. 265 f. Tese 
(Doutorado em Saneamento, Meio Ambiente e Recursos Hídricos) – Escola de Engenharia, 
Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 2009. 
 
POSTMA, T., STROES, J.A.P. (1968) Lipid screening in clinical chemistry .Clin. Chim.Acta, 
v.22, p.569-578. 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 36 
 
 
 I – Introdução 
 Os lixiviados de aterro sanitário são basicamente constituídos por uma mistura de substâncias 
orgânicas e inorgânicas, compostos em solução e em estado coloidal e diversas espécies de 
microrganismos (ANDRADE, 2002). 
 As proteínas compõem uma fração considerável da matéria orgânica depositada em aterros 
sanitários, principalmente em resíduo doméstico. Logo, estão presentes nos lixiviados em 
concentrações variáveis, dependendo da fase de decomposição na qual o aterro se encontra. Durante 
a decomposição no aterro, as proteínas são biodegradadas e geram compostos amoniacais e ácidos 
graxos voláteis. Em caso de morte bacteriana, podem ser excretadas substâncias poliméricas 
extracelulares (SPE) contendo proteínas, polissacarídeos, lipídeos (PAIVA, 2004). Portanto, a 
quantificação de proteínas em lixiviado de aterro é muito importante para a escolha do método mais 
adequado para o tratamento do mesmo. 
 Para a determinação do teor de proteínas presentes em lixiviado, este ensaio emprega o 
método de Lowry et al., (1951). 
 O princípio do método baseia-se numa mistura contendo molibdato, tungstato e ácido 
fosfórico (reagente Folin-Ciocalteau), que sofre uma redução ao reagir com proteínas, em meio 
alcalino e na presença do catalisador cobre (II), produzindo um composto azul escuro, com 
absorbância máxima em 750 nm. 
 Primeiramente, os íons cobre (II) interagem com as proteínas em meio alcalino e na presença 
de tartarato de sódio, resultando na formação de um complexo tetradentado de cobre, de coloração 
azul claro, com absorbância máxima no comprimento de onda 550 nm (Figura 1). Ocorre a perda de 
1 próton por cada grupo amino substituído (reação do Biureto). 
 
Figura 1: Representação da formação de complexo cobre-proteína (reação do Biureto) 
 
 A presença de tartarato de sódio é necessária devido ao efeito quelato dos íons tartarato, 
responsáveis por estabilizar o cobre em solução. 
 
 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
 
PROTEÍNAS 
MÉTODO DE LOWRY 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 37 
 De acordo com Chou e Goldstein (1960) e Legler et al., (1985), a redução do 
reagente Folin pelo complexo cobre-proteína ocorre através da retirada de dois elétrons de cada 
unidade tetrapeptídica das proteínas ou diretamente das cadeias laterais de alguns aminoácidos 
(tirosina, triptofano, cisteína, asparagina e histidina), que contribuem com quatro elétrons, facilitada 
pela formação do complexo entre o cobre (II) e as proteínas (ZAIA et al., 1998). Isto ocorre porque a 
complexação com cobre (II) provoca o desdobramento da estrutura tridimensional da proteína, 
aumentando a reatividade dos resíduos fenólicos dos aminoácidos constituintes (AGUSTÍ, 2010). 
 
 
Figura 2: Constituinte ativo do reagente Folin-Ciocalteau 
Fonte: MIWA, 2003 
 
 
Figura 3: Reação esquemática entre o complexo cobre-proteína e reagente Folin 
Fonte: Thermo Fisher Scientific, 2009A redução do regente Folin deve ocorrer em meio alcalino, pH aproximadamente 10. 
Entretanto, o reagente Folin é estável por pouco tempo neste pH, sofrendo dissociação e gerando 
ácido fosfórico no meio. A adição de solução de hidróxido de sódio em quantidade suficiente é 
necessária para neutralizar o excesso de ácido fosfórico liberado, enquanto a adição de carbonato de 
sódio é responsável por criar um tampão carbonato/ácido fosfórico, e assim manter o pH em torno de 
10 (LOWRY, 1951). 
 A absorbância do composto azul obtido após a redução do reagente Folin pode ser medida a 
750 nm (elevada sensibilidade para baixas concentrações de proteína) ou próximo a 500 nm (baixa 
sensibilidade para elevadas concentrações de proteína) (FIGUEIREDO, 2009 e LOWRY, 1951). 
 A principal vantagem do método de Lowry é a sua alta sensibilidade para proteínas e, por 
isto, tem sido utilizado para a determinação da concentração de proteínas totais em diversos meios 
(ZAIA et al., 1998). O emprego de temperatura ambiente durante toda a análise seria outra vantagem 
do método. 
 Dentre as desvantagens do método, estão o longo tempo de análise e a absortividade 
específica variável com o tipo de proteína. 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 38 
 II – Amostragem e estocagem da amostra 
 Coletar amostra representativa em frasco de vidro ou plástico quimicamente resistente. A 
amostragem deve ser realizada diretamente no dreno da célula de aterramento ou no tanque de 
acúmulo de lixiviado. No segundo caso, fazer homogeneização do líquido antes da coleta. 
 Usar luvas de polietileno, óculos de segurança e máscara de proteção contra vapores 
orgânicos quando aplicável. 
 Preencher aproximadamente um quarto do volume do frasco para coleta com o lixiviado. 
 Tampar e agitar de forma que o líquido tenha contato com todas as partes do frasco 
(ambiente). 
 Descartar o lixiviado usado para ambiente destinando-o à rede de tratamento. 
 Encher o frasco com o lixiviado. 
 Manter a temperatura abaixo de 0ºC (congelada). Nestas condições a amostra pode ser 
preservada por tempo indeterminado. 
 
 
 III – Equipamentos e materiais 
 Vidros de relógio (para pesagem de BSA); 
 Balões de 250 mL; 100 mL; 50 mL; 10 mL; 
 Tubos de ensaio; 
 Béqueres de 250 mL e 100 mL; 
 Pipetas automáticas e ponteiras de 1 mL, 5 mL e 10 mL; 
 Espectrofotômetro UV/visível e cubetas. 
 
 
 IV – Reagentes 
 Proteína albumina bovina BSA; 
 Carbonato de sódio; 
 Hidróxido de sódio; 
 Sulfato de cobre pentahidratado; 
 Tartarato de sódio e potássio; 
 Reagente Folin-Ciocalteau. 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 39 
 V – Procedimentos 
 V.I – Preparo de soluções 
 Solução A: Pesar 20g de carbonato de sódio e 4g de hidróxido de sódio. Transferir para 
béquer de 100 mL. Solubilizar com água destilada ou deionizada e transferir para balão 
volumétrico de 1000 mL. Completar o volume e homogeneizar a solução. 
 Solução B: Pesar 2,0g de sulfato de cobre pentahidratado. Transferir para béquer de 100 
mL. Solubilizar com água destilada ou deionizada e transferir para balão volumétrico de 
100 mL. Completar o volume e homogeneizar a solução. 
 Solução C: Pesar 2,0g de tartarato de sódio e potássio. Transferir para béquer de 100 mL. 
Solubilizar com água destilada ou deionizada e transferir para balão volumétrico de 100 
mL de água. Completar o volume e homogeneizar a solução. 
 Solução “D com cobre”: Medir, com uso de micropipeta automática, 1 mL da solução B e 
1 mL da solução C. Transferir diretamente para um balão volumétrico de 100 mL. 
Completar o volume com 98 mL da solução A e homogeneizar. 
 Solução Folin 1N: Diluir o reagente Folin-ciocalteau na proporção 1:2 com água 
deionizada. 
 
 V.II – Curva de Calibração 
 A concentração de proteínas é determinada através da construção de uma curva padrão de 
Absorbância x Concentração de proteína soro albumina bovina (BSA), variando-se a concentração 
de BSA em 0, 10, 25, 50, 75, 100, 250, 500, 750 e 1000 mg.L
-1
. 
 
 Preparar o padrão de 1000 mg.L-1 de BSA. 
 A partir desse padrão, efetuar as diluições necessárias para a preparação dos outros 
padrões 0, 10, 25, 50, 75, 100, 250, 500, 750 mg.L
-1 
BSA. 
 Transferir, com o uso de pipeta automática, 0,5 mL de cada padrão para um tubo de 
ensaio. Proceder em triplicata. 
 Adicionar 5 mL de solução “D com cobre” em cada tubo de ensaio. Homogeneizar bem. 
 Deixar os tubos em repouso por 10 minutos à temperatura ambiente. Acrescentar 0,5 ml 
da solução de Folin na proporção 1:2. 
 Homogeneizar bem os tubos e, em seguida, deixá-los em repouso por 30 minutos à 
temperatura ambiente. 
 Fazer a leitura das absorbâncias no espectrofotômetro no comprimento de onda 550 nm. 
 Construir três curvas de Absorbância x Concentração de proteína BSA (mg.L-1), 
selecionando intervalos de concentração de proteína, como no exemplo a seguir: 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 41 
 V. III – Determinação do teor de proteínas em amostras de lixiviado 
 Adicionar, com uso de pipeta automática, 0,5 mL de amostra no tubo de ensaio. Proceder 
em duplicata. 
 Adicionar 5 mL de solução “D com cobre” em cada tubo de ensaio. Homogeneizar bem. 
 Deixar os tubos em repouso por 10 minutos à temperatura ambiente. Acrescentar 0,5 ml 
da solução de Folin na proporção 1:2. 
 Homogeneizar bem os tubos e, em seguida, deixá-los em repouso por 30 minutos à 
temperatura ambiente. 
 Fazer a leitura das absorbâncias no espectrofotômetro no comprimento de onda 550 nm. 
A concentração de proteínas é determinada com base na curva padrão para a proteína 
BSA. 
 
 VI – Cálculos: 
 Solução “D com Cu”: 
 Balão 250 mL (2,5 mL solução B + 2,5 mL solução C + completar com solução A) 
 Balão 100 mL (1,0 mL solução B + 1,0 mL solução C + completar com solução A) 
 
 Branco: 0,5 mL água + 5,0 mL solução “D com Cu” + 0,5 mL solução Folin 1:2 
 
 Proteínas: 0,5 mL de lixiviado + 5,0 mL solução “D com Cu” + 0,5 mL solução Folin 1:2 
 
 Os cálculos para a obtenção do teor de proteínas presentes na amostra de lixiviado são feitos através 
da curva de calibração Absorbância x concentração de proteína (mg.L
-1
), a partir da qual são obtidas 
as concentrações relativas às absorbâncias encontradas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 42 
 VII – Referências Bibliográficas 
ANDRADE, S.M.A. Caracterização físico-química e tratabilidade por coagulação-floculação dos 
líquidos percolados gerados no aterro sanitário de Uberlândia. 182 p, MG, 2002. 
 
CHOU, S.; GOLDSTEIN, A. Chromogenic groupings in the Lowry protein determination. 
Biochemical Journal, v. 75, p. 109, 1960. 
 
FIGUEIREDO, P. Introdução à química alimentar. 2009. 
 
LEGLER, G.; MÜLLER-PLATZ, C. M.; MENTGESs-HETTKAMP, M.; PFLIEGER, G.; JÜLICH, 
E. Analytical Biochemistry, v. 150, p. 278, 1985. 
 
LOWRY, O.H.; ROSENBROUGH, N.J.; FARR, R.L.; RANDALL, R.J. Protein measurement 
with the Folin phenol reagent. Journal of Biological Chemistry, v.193, p.265-275, 1951. 
 
MORAVIA, W. G. Avaliação do tratamento de lixiviado de aterro sanitário através de processo 
oxidativo avançado conjugado com sistema de separação por membranas. Belo Horizonte, 2010. 
 
MIWA, A. C. P. Comparação e avaliação dos métodos colorimétricos utilizadospara determinação 
de proteínas em lagoas de estabilização. São Carlos, 2003. 
 
PAIVA, M. M. Bactérias redutoras de sulfato: estudo de substâncias poliméricas extracelulares e 
enzimas nos processos de adesão a substratos metálicos e de biocorrosão. Rio de Janeiro, 2004. 
 
Thermo Fisher Scientific, 2009. 
 
ZAIA, D. A. M.; ZAIA, C. T. B. V.; LICHTIG, J. Química Nova, v. 21, n.6, São Paulo, 1999.
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 43 
 
 I – Introdução 
 As substâncias húmicas podem ser definidas como uma série de polímeros amorfos de 
coloração amarela-marrom a preta, de massa molar relativamente alta, formados por reações de 
oxidação e subsequente polimerização da matéria orgânica, durante o processo de decomposição de 
resíduos vegetais e animais presentes no ambiente. Apresentam-se como uma mistura heterogênea de 
moléculas polidispersas com elevadas massas molares e grupos funcionais distintos contendo 
oxigênio na forma de carboxilas, hidroxilas fenólicas e carbonilas (STEVENSON, 1994 apud 
MORAVIA, 2010; BRUM, 2005). 
 A classificação das substâncias húmicas é meramente operacional e baseia-se nas 
propriedades de solubilidade em soluções extratoras aquosas em diversos valores de pH. Os termos 
ácidos húmicos (AH), ácidos fúlvicos (AF) e huminas (HU) referem-se às principais frações até hoje 
usadas para descrever componentes húmicos. A fração AH, de coloração escura, é aquela solúvel em 
meio alcalino e insolúvel em meio ácido (pH < 2); a fração AF, de coloração mais clara, é aquela 
que, após solubilização em álcali, se mantém solúvel a qualquer valor de pH e a fração HU é 
insolúvel em qualquer condição de pH (MORAVIA, 2010). 
 Estruturalmente, as três frações húmicas são similares, mas diferem em massa molar e 
conteúdo de grupos funcionais. Os ácidos fúlvicos possuem a menor massa molar, menos carbono e 
nitrogênio e tem o mais alto conteúdo de grupos funcionais possuidores de oxigênio (CO2H, OH, 
C=O) por unidade de peso que as outras duas frações húmicas (Figura 1). A estrutura química e 
propriedades da fração humina parecem ser similares àquelas dos ácidos húmicos (MORAVIA, 
2010). A insolubilidade da humina pode ser resultado de sua adsorção ou ligação à constituintes 
inorgânicos do solo. 
 
 
 
Figura 1: Caracterização dos ácidos húmicos e fúlvicos. 
Fonte: Adaptado de SCHNITZER e KHAN (1978) apud MORAVIA (2010) 
 
 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO 
 
SUBSTÂNCIAS HÚMICAS 
MÉTODO DE LOWRY MODIFICADO 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 44 
 
 
Figura 2: Estruturas hipotéticas bidimensionais propostas para a) ácidos fúlvicos e b) ácidos 
húmicos 
Fonte: Adaptado de SCHULTEN e SCHNITZER (1997) apud MORAVIA (2010) 
 
 No caso de lixiviado de aterro sanitário, diversos autores (ZOUBOULIS et al., 2004; KANG 
et al., 2002; EL FADEL e KHOURY, 2000) afirmam que a recalcitrância pode ser associada com a 
presença de compostos de elevada massa molar com estruturas muito complexas, como é o caso das 
substâncias húmicas (MORAVIA, 2010). Segundo Kang et al., 2002, com o aumento da idade do 
aterro, aumentam também a quantidade de componentes aromáticos e o tamanho molecular das 
substâncias húmicas, o que sugere que em aterros mais antigos, o grau de humificação é maior. 
 A resistência à degradação microbiana dos materiais húmicos parece também ser em grande 
parte devido à formação de complexos metálicos e/ou argilo-orgânicos estáveis (SCHNITZER e 
KHAN, 1978 apud MORAVIA, 2010). 
 A recalcitrância da matéria orgânica e a cor adquirida nos lixiviados de aterro sanitário 
tornam a quantificação de substâncias húmicas uma importante etapa de caracterização, para a 
escolha do método mais adequado de tratamento dos lixiviados. 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 45 
 Neste ensaio, a determinação da concentração de substâncias húmicas em 
amostra de lixiviado, baseia-se no método de Lowry para proteínas modificado (FROLUND et al., 
1995). Assim como as proteínas, as substâncias húmicas reagem com o reagente Folin reduzindo-o, 
devido aos grupos fenólicos presentes. Porém a adição de CuSO4 não interfere na cor final, ao 
contrário do que ocorre com as proteínas. Frolund et al., (1995) observaram uma redução de 
absorbância em torno de 20% para a curva padrão construída para a proteína soro albumina bovina 
(BSA) quando medido sem a adição de CuSO4; e não observaram redução de absorbância para a 
curva construída para as substâncias húmicas quando empregado ácido húmico comercial como 
padrão. O método empregado, portanto, para a quantificação de substâncias húmicas, consiste na 
execução do método de Lowry com e sem a adição de CuSO4, em que a interferência da cor no 
ensaio sem a adição de CuSO4 é atribuída principalmente às substâncias húmicas. 
 A especiação das substâncias húmicas em húmicas e fúlvicas baseia-se em sua distribuição de 
massa molar, através de ultrafiltração sequencial com membranas. O papel fundamental da 
membrana é atuar como barreira seletiva. De acordo com Cheryan (1986), a seletividade da 
membrana no processo de ultrafiltração está relacionada, principalmente, às dimensões das 
moléculas ou partículas presentes no efluente e ao diâmetro de corte da membrana - massa molar do 
menor componente retido pela membrana. Com base nas massas molares das espécies de substâncias 
húmicas propostas por McBride (1994), a quantificação das espécies é feita em alíquotas separadas 
do efluente fracionadas em massas molares entre 5, 10 e 100 kDa (MORAVIA, 2010). 
 
 
 
Figura 3: Características de massa molar para espécies de substâncias húmicas. 
Fonte: MC BRIDE (1994) 
 
II – Amostragem e estocagem da amostra 
 Coletar amostra representativa em frasco de vidro ou plástico quimicamente resistente. A 
amostragem deve ser realizada diretamente no dreno da célula de aterramento ou no tanque de 
acúmulo de lixiviado. No segundo caso, fazer homogeneização do líquido antes da coleta. 
 Usar luvas de polietileno, óculos de segurança e máscara de proteção contra vapores orgânicos 
quando aplicável. 
 Preencher aproximadamente um quarto do volume do frasco para coleta com o lixiviado. 
 Tampar e agitar de forma que o líquido tenha contato com todas as partes do frasco 
(ambiente). 
 Descartar o lixiviado usado para ambiente destinando-o à rede de tratamento. 
 Encher o frasco com o lixiviado. 
 Manter a temperatura abaixo de 0ºC (congelada). Nestas condições a amostra pode ser 
preservada por tempo indeterminado. 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 46 
 III – Equipamentos e materiais 
 Vidros de relógio (para pesagem de BSA e ácido húmico comercial); 
 Balões de 250 mL; 100 mL; 50 mL; 10 mL; 
 Tubos de ensaio e suportes para tubos; 
 Béqueres de 250 mL e 100 mL; 
 Pipetadores automáticos e ponteiras de 0,1 mL, 1 mL, 5 mL e 10 mL; 
 Espectrofotômetro e cubetas. 
 
 IV – Reagentes 
 Proteína albumina bovina BSA; 
 Ácido húmico comercial/técnico Sigma- Aldrich (armazenar em geladeira); 
 Carbonato de sódio; 
 Hidróxido de sódio; 
 Sulfato de cobre pentahidratado; 
 Tartarato de sódio e potássio; 
 Reagente Folin-Ciocalteau. 
 
 
 V – Procedimentos 
 V. I – Preparo de soluções 
 Solução A: Pesar 20g de carbonato de sódio e 4g de hidróxido de sódio. Transferir para 
béquer de 100 mL. Solubilizar com água destilada ou deionizada e transferir para balão 
volumétrico de 1000 mL. Completar o volume e homogeneizar a solução. 
 Solução B: Pesar2,0g de sulfato de cobre pentahidratado. Transferir para béquer de 100 
mL. Solubilizar com água destilada ou deionizada e transferir para balão volumétrico de 
100 mL. Completar o volume e homogeneizar a solução. 
 Solução C: Pesar 2,0g de tartarato de sódio e potássio. Transferir para béquer de 100 mL. 
Solubilizar com água destilada ou deionizada e transferir para balão volumétrico de 100 
mL de água. Completar o volume e homogeneizar a solução. 
 Solução “D com cobre”: Medir, com uso de micropipeta automática, 1 mL da solução B e 
1 mL da solução C. Transferir diretamente para um balão volumétrico de 100 mL. 
Completar o volume com 98 mL da solução A e homogeneizar. 
 Solução “D sem cobre”: Medir, com uso de micropipeta automática, 1 mL da solução C. 
Transferir diretamente para um balão volumétrico de 100 mL. Completar o volume com 
99 mL da solução A e homogeneizar. 
 Solução Folin 1N: Diluir o reagente Folin-ciocalteau na proporção 1:2 com água 
deionizada. 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 47 
 V. II – Curva de calibração 
 A concentração de substâncias húmicas em função da absorbância é determinada através da 
construção das curvas padrão para a proteína BSA e substâncias húmicas, variando-se a 
concentração de proteína BSA em 0, 20, 40, 70, 100 e 120 mg.L
-1
 empregando padrões previamente 
preparados de ácido húmico comercial 0, 17, 52 e 101 mg.L
-1
 como água de diluição. 
Posteriormente, são realizadas as leituras de absorbâncias de cada padrão preparado, com e sem a 
adição de CuSO4. 
 
 Preparo dos padrões de ácido húmico comercial 17, 52 e 101 mg.L-1 : Medir as massas de 
ácido húmico comercial em vidro de relógio. Transferir para um béquer de 250 mL e 
dissolver em água deionizada. Transferir quantitativamente para balão volumétrico de 1 L 
e completar o volume com água deionizada. 
 Preparar quatro padrões de proteína BSA 120 mg.L-1, empregando como água de diluição 
os padrões 0 (água deionizada), 17, 52 e 101 mg.L
-1
 de ácido húmico comercial. A partir 
de cada padrão BSA 120 mg.L
-1 
preparado, efetuar as diluições para 0, 20, 40, 70, 100 
mg.L
-1
 de BSA. 
 Transferir, com o uso de pipeta automática, 0,5 mL de cada padrão para um tubo de 
ensaio destinado a ensaio com cobre, e para tubo destinado a ensaio sem cobre. Proceder 
em duplicata. 
 Adicionar 5 mL de solução “D com cobre” em cada tubo de ensaio para os ensaios com 
cobre. Adicionar 5 mL de solução “D sem cobre” em cada tubo de ensaio para os ensaios 
comparativos sem cobre. Homogeneizar bem. 
 Deixar os tubos em repouso por 10 minutos à temperatura ambiente. Acrescentar 0,5 ml 
da solução de Folin 1:2. 
 Homogeneizar bem os tubos e, em seguida, deixá-los em repouso por 30 minutos à 
temperatura ambiente. 
 Fazer a leitura das absorbâncias no espectrofotômetro nos comprimento de onda 550 nm e 
750 nm. 
 Calcular o fator de redução F da absorbância dissociada de proteínas nos ensaios 
comparativos sem cobre, na ausência de substâncias húmicas (0 mg.L
-1
 de ácido húmico), 
a λ = 550 nm e λ = 750 nm. (Ver item VI – Cálculos). 
 Calcular a absorbância dissociada de substâncias húmicas para cada padrão de proteína e 
ácido húmico. Calcular a absorbância média de SH para cada concentração de ácido 
húmico. (Ver item VI – Cálculos). 
 Criar uma curva de Absorbância de SH x Concentração de SH (mg.L-1), a partir da qual 
são obtidas as concentrações relativas às absorbâncias encontradas para cada caso (λ = 
550 nm e λ = 750 nm), como os exemplos a seguir: 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 48 
 
 
 V. III – Determinação do teor de SH em amostras de lixiviado 
 Diluir 0,5 mL da amostra de lixiviado em 10 vezes, diretamente nos tubos de ensaio, 
adicionando, com uso de pipeta automática, 0,05 mL de amostra e 0,45 mL de água 
deionizada. Proceder em duplicata. (Diluição adaptada para as amostras de lixiviado 
caracterizadas pelo DESA. Verificar a diluição necessária para cada amostra de 
lixiviado). 
 Adicionar 5 mL de solução “D com cobre” em cada tubo de ensaio para os ensaios com 
cobre. Adicionar 5 mL de solução “D sem cobre” em cada tubo de ensaio para os ensaios 
comparativos sem cobre. Homogeneizar bem. 
 Deixar os tubos em repouso por 10 minutos à temperatura ambiente. Acrescentar 0,5 ml 
da solução de Folin 1:2. 
 Homogeneizar bem os tubos e, em seguida, deixá-los em repouso por 30 minutos à 
temperatura ambiente. 
 Fazer a leitura das absorbâncias no espectrofotômetro nos comprimento de onda 550 nm e 
750 nm. 
 Determinar a absorbância dissociada de substâncias húmicas para λ = 550 nm e λ = 750 
nm, com base nas curvas padrão construídas (Ver item VI – Cálculos). 
 Determinar a concentração de sh presente na amostra de lixiviado, com base na equação 
da reta de linearização da curva de padrões construída. 
 Adotar λ = 550 nm para [SH] > 25 mg.L-1 e λ = 750 nm para [SH] = 5 a 25 mg.L-1 (e não 
fazer a média dos resultados). 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 49 
 VI – Cálculos: 
 A absorbância medida para cada padrão de proteína e substâncias húmicas pode ser 
representada pelas equações 1 e 2, na presença e ausência de CuSO4, respectivamente. 
 
 Ac/Cu = Aproteínas + Asubstâncias húmicas (1) 
 As/Cu = F. Aproteínas + Asubstâncias húmicas (2) 
 Sendo que: 
 Ac/Cu = absorbância com a adição CuSO4; 
 As/Cu = absorbância sem a adição CuSO4; 
 Aproteínas = absorbância dissociada para proteínas; 
 Asubstâncias húmicas = absorbância dissociada para substâncias húmicas; 
 F = Fator de redução de absorbância na ausência de CuSO4. 
 
 Para [substâncias húmicas] = 0 → Asubstâncias húmicas = 0 
 Assim: 
 Ac/Cu = Aproteínas 
 As/Cu = F.Aproteínas 
 As/Cu = F. Ac/Cu → F = As/Cu / Ac/Cu (3) 
 Através da manipulação das equações 1 e 2, temos: 
 Aproteínas = 1/ (1 – F determinado) · (Ac/Cu – As/Cu) (4) 
 Ash = 1/ (1 – F determinado) · As/Cu – (-1 · (1-(1/ (1 – F determinado))) · Ac/Cu (5) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA SANITÁRIA E AMBIENTAL Página 50 
 VII – Referências Bibliográficas 
BRUM, M. C. Remoção de ácido húmico da água por precipitação e flotação com a utilização de 
surfatantes catiônicos. Rio de Janeiro, 2005. 
 
CHERYAN, M. Ultrafiltration handbook. Pennsylvania (USA): Technomic Publishing Company 
Inc. Lancaster PA, 375p., 1986. 
 
EL FADEL, M.; KHOURY, R. Modeling Settlement in MSW Landfills: a critical review. 
Environmental Science and Technology, v.30, n.3, p.327-361, 2000. 
 
FOLIN, O.; CIOCALTEU. V., Journal of Biological Chemistry, p. 73-627, 1927. 
 
FROLUND, B.; GRIEBE, T.; NIELSEN, P.H. Enzymatic activity in the activated-sludge floc matrix. 
Applied Microbiology and Biotechnology, v.43, n.4, p.755-61, 1995. 
 
KANG, K.H.; SHIN, H.S.; PARK, H. Characterization of humic substances present in landfill 
leachates with different landfill ages and its implications. Water Research, v.36, n.16, p.4023- 
4032, 2002. 
 
MCBRIDE, M.B. Environmental chemistry of soils. New York: Oxford University Press, 
406p., 1994. 
 
MORAVIA, W. G. Avaliação do tratamento de lixiviado de aterro sanitário através de processo 
oxidativo avançado conjugado com sistema de separação por membranas. Belo Horizonte, 2010. 
 
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