Bioprospecção de linhagens fúngicas cavernícolas produtoras de enzimas celulolíticas

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1. IDENTIFICAÇÃO: 
Centro de Ciências Biológicas e da Saúde, Departamento de Ecologia e Biologia 
Evolutiva; 
Orientadora: profª. Drª. Mirna Helena Regali Seleghim; 
Co-orientadora: Drª Carla Andréa Leite; 
Aluna: Carolina Targon Tiberio; 
“Bioprospecção de linhagens fúngicas cavernícolas produtoras de enzimas 
celulolíticas”; 
EDITAL 001/2019 – CoPICT/ProPq; 
Período de Vigência: 01/09/2019 a 30/09/2020 
2. RESUMO DO PLANO INICIAL: 
O presente projeto pretendeu, durante o período de um ano, 12 meses, isolar, e avaliar 
espécies originárias da amostra de sedimento retirada da Gruta do Catão em São 
Desidério – BA, que demonstraram potencial de degradação de material 
lignocelulolítico. O material lignocelulolítico é matéria prima na fabricação de 
biocombustíveis. Especificamente o Etanol 2G (segunda geração). Sendo assim, os 
objetivos iniciais deste projeto, se resumem em; 
2.1 Objetivos gerais 
 Avaliar a produção de enzimas celulolíticas por linhagens de fungos 
filamentosos isoladas do sedimento da zona afótica da caverna da 
Angélica, situada no Parque Estadual de Terra Ronca (PETeR), GO. 
 Contribuir para ampliação do conhecimento sobre fungos isolados de 
caverna por meio da identificação morfológica das linhagens fúngicas 
isoladas. 
2.2 Objetivos específicos 
 Isolar fungos provenientes da amostra de sedimentos da zona afótica da 
caverna da Angélica, situada no Parque Estadual de Terra Ronca 
(PETeR), GO. 
 Avaliar a capacidade de degradação de celulose das linhagens de 
fungos isoladas utilizando a metodologia de cultivo em meio de cultura 
sólido contendo carboximetilcelulose (CMC) como única fonte de 
carbono. 
 Avaliar a produção e a atividade enzimática de endoglucanase, β-
glucosidade e celulase total pelos fungos isolados utilizando a 
metodologia de cultivo submerso. 
 
3. INTRODUÇÃO: 
Ambientes extemos são caracterizados por alta salinidade, alta radiação, limitação de 
nutrientes, altas ou baixas temperaturas, variações da pressão atmosférica e 
variações de pH. Esses ambientes podem ser explorados para descobrir espécies de 
microrganismos que produzem enzimas com potencial para serem utilizadas em 
processos biocatalíticos, ou seja, processos enzimáticos que não resultam em 
resíduos tóxicos, sendo, portanto, considerados “ambientalmente amigáveis”. 
(LITTLECHILD, 2015). 
Os microrganismos de habitats extremos desenvolvem estratégias de sobrevivência 
únicas em condições adversas, dentre as quais estão a produção de enzimas e 
pequenas moléculas orgânicas com atividades biológicas específicas. Por esse 
motivo, nos últimos anos tem aumentado gradativamente o número de artigos 
relatando a descoberta de novas linhagens microbianas oriundas de ambientes 
extremos, assim como o isolamento de novas moléculas produzidas por elas 
(SAXENA et al., 2016). 
As cavernas são consideradas ambientes extremos por possuírem disponibilidade 
limitada de matéria orgânica, níveis variáveis de luz e umidade, limitado acesso à 
superfície, baixas ou altas temperaturas e condições adversas de fluxo de ar e pressão 
(GHOSH et al. 2017). 
Os ambientes cavernícolas são, geralmente, considerados oligotróficos pela sua 
pouca luminosidade, criando nichos ecológicos totalmente diferenciados (PAULA, 
2014). Dentre os microrganismos que habitam o interior de uma caverna, os fungos 
são considerados aqueles com maior potencial de adaptabilidade por possuírem 
elevada taxa de produção de esporos (Wang et al., 2010). 
Diferentemente das plantas que utilizam a luz como fonte de energia, os fungos 
utilizam a luz como fonte de informação para exercer suas atividades metabólicas, 
estimulação da expressão gênica e regulação de atividade enzimática (Tisch & 
Schmoll, 2010). Assim, em um ambiente cavernícola, a escassez de luminosidade 
torna-se uma barreira para a propagação de muitas espécies de fungos, mas, ao 
mesmo tempo, pode conceder novos nichos ecológicos a serem explorados (PAULA, 
2014). 
O ambiente cavernícola, em potencial a zona afótica, abriga micro-ambientes 
diversificados. A principal função dos fungos nesses ambientes é a decomposição de 
material orgânico lignocelulolítico e da matéria orgânica particulada, presentes nos 
rios subterrâneos e no solo da superfície, carreado pela água de percolação (Culver 
& Pipan, 2009). Dessa forma, os fungos que habitam as cavernas são candidatos 
potenciais para o isolamento de enzimas capazes de degradar o material 
lignocelulósico. Entretanto, estudos que envolvem a prospecção de enzimas 
celulolíticas produzidas por fungos filamentosos isolados de caverna são escassos, 
culminando em um grande potencial de material biológico a ser estudado (PAULA, 
2016). 
Atualmente, há um crescente interesse na produção de biocombustíveis de segunda 
geração como alternativa aos combustíveis fósseis, em especial, o bioetanol 
celulósico (MACRAE, 2018). A celulose representa a maior fonte de carbono do solo, 
sendo o polímero mais abundante no mundo e que pode ser hidrolisado em glicose 
através de complexos enzimáticos (PAULA, 2014). A aplicação do material 
lignocelulósico como matéria prima para o fornecimento de biocombustíveis tem se 
mostrado promissora, pois a sua utilização reduz impactos ambientais quando 
comparada aos combustíveis fósseis. (NANDA; MOHAMMAD; REDDY, 2014). 
O etanol de segunda geração (etanol 2G) é obtido a partir da biomassa lignocelulósica, 
resíduo comum das atividades agroindustriais dos setores sucroalcooleiro, de 
alimentos e florestal (MACRAE 2018). A produção desse tipo de etanol é uma fonte 
alternativa para o aumento da produção do biocombustível, sem a necessidade de 
expansão das fronteiras agrícolas (CHANDEL et al., 2014). 
Apesar das vantagens, a produção dos biocombustíveis esbarra em um obstáculo 
desfavorável a sua comercialização (KLEIN-MARCUSCHAMER et al., 2012). A 
eficiente degradação enzimática da celulose em glicose requer um pré tratamento da 
biomassa vegetal, afim de favorecer o acesso da celulase à celulose, dificultada pela 
lignina e cristalinidade da parede vegetal (MARQUES, 2017.). 
A produção do etanol 2G requer um passo a passo delicado e bem definido para que 
se obtenha o subproduto desejado a partir da hidrólise do material lignocelulósico. 
São essencialmente quatro etapas até a obtenção do produto final: 1) Pré tratamento 
do material; 2) Hidrólise da celulose e da hemicelulose em açúcares simples; 3) 
Fermentação desses açúcares em bioprodutos, mediante ação de leveduras ou 
bactérias; 4) Purificação do produto final (Guaragain et al., 2014; Dimarogona et al., 
2013). A Figura 1 exemplifica o processo de produção do etanol de segunda geração. 
 
 
FIGURA 1 – Fluxograma da produção do etanol de segunda geração 
Fonte: MACRAE, 2018; adaptado de Pereira Jr. (1991). 
 
Após escolhido um pré tratamento da matéria lignocelulósica, em destaque o bagaço 
de cana-de açúcar, pela importância econômica da planta no Brasil (MARQUES, 
2017), a etapa seguinte visa a hidrólise enzimática da celulose. Mediante este 
processo, vários grupos enzimáticos são capazes de realizar a tarefa, como celulases, 
hemicelulases, ligninases e pectinases (MACRAE, 2018). Os principais grupos de 
enzimas responsáveis pela hidrólise da fração celulósica são as endoglucanases, 
exoglucanases, e β-glucosidades, além de proteínas acessórias que atuam em 
sinergismo (MARQUES, 2017; MACRAE, 2018). Já a fração hemicelulósica requer 
um grupo mais complexo, com enzimas que atuam na cadeia principal e aquelas que 
removem os grupos laterais (MACRAE, 2018). 
Recentemente dois artigos foram publicados pelo nosso grupo de pesquisa 
demonstrando a alta atividade celulolítica de fungos filamentosos isolados da Gruta 
do Catão, São Desidério – BA (Paula et al., 2016; Paula et al., 2018). Nesses trabalhos 
todas as linhagens testadas durante a fermentação submersa apresentaram atividade 
endoglucanase,β-glucosidase e celulase total. Entretanto, duas linhagens se 
destacaram por apresentar maior atividade de endoglucanase e celulase total, quando 
comparadas à linhagem padrão Aspergillus niger 3T5B8 utilizada pela Embrapa. 
Um trabalho de Doutorado financiado pelo Auxílio Regular à Pesquisa, Processo 
Fapesp 2015/24763-9, sob a orientação da Profa. Dra. Mirna Helena Regali Seleghim 
do Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva da Universidade Federal de São 
Carlos- UFSCar, avaliou a biodiversidade microbiana, incluindo fungos, nos 
sedimentos das cavernas Angélica, São Bernardo e Terra Ronca, situadas no Parque 
Estadual de Terra Ronca (PETeR), localizado nos municípios de São Domingos e 
Guarani de Goiás, Goiás, Brasil. As amostras foram coletadas ao longo de um 
gradiente trófico (superfície > entrada da caverna > subterrâneo) e a biodiversidade 
de fungos foi verificada pelo sequenciamento do gene ITS. O sequenciamento da 
amostra de sedimentos da zona afótica da caverna da Angélica, cujo o solo é irrigado 
pelo carreamento de rios subterrâneos (PAULA, 2014), mostrou que 15,20% das 
linhagens de fungos pertencem a um ou mais filo(s) “não-identificado” e 84,80% 
pertencem a 7 diferentes filos, sendo o filo Ascomycota o mais abundante (Figura 2). 
Esses resultados mostram o alto potencial dessa amostra na descoberta de novas 
espécies de fungos e também na bioprospecção de novas enzimas. 
 
FIGURA 2 – Gráfico de porcentagem dos filos de fungos obtidos por sequenciamento do gene ITS. 
Fonte: PAULA, 2018. Arquivo de sequenciamento do gene ITS, amostra coletada da zona afótica da caverna 
Angélica, Parque Estadual de Terra Ronca, GO. 
 
Diante do exposto, o objetivo deste projeto é o isolamento e cultivo de linhagens de 
fungos obtidas do sedimento da zona afótica da caverna da Angélica, situada no 
Parque Estadual de Terra Ronca (PETeR), Goiás, e posterior exploração do potencial 
de degradação da matéria lignocelulósica por essas linhagens. 
 
4. METODOLOGIA 
4.1 Isolamento 
Para o isolamento dos fungos foi utilizado o método de diluição seriada da suspensão 
da amostra de substrato da caverna e inoculação em meios de cultura específicos. 
O preparo da suspensão foi da seguinte forma: para cada 5,0 g de substrato, foram 
adicionados 50 mL de solução salina 0,85% como diluente e, em seguida, a mistura 
foi agitada a 150 rpm por 30 minutos a 25ºC para dispersão das células agrupadas. 
Foram realizadas diluições seriadas da suspensão do substrato (até 1/100.000), onde 
0,1ml de cada diluição foi inoculada, utilizando a técnica de espalhamento em 
superfície, em diferentes Meios de Culturas sólidos: Ágar Rosa-Bengala com 
Cloranfenicol (ARBC), por se tratar de um meio seletivo para o isolamento de fungos 
em amostras de solo (SMITH & DAWSON, 1944); Ágar Sabouraud diluído 10% 
(acrescido do corante rosa Bengala 0,05 g.L-1), para aumentar a porcentagem de 
microrganismos cultiváveis (LAMBAIS et al., 2005), e Ágar Malte 3% (acrescido do 
corante rosa Bengala 0,05 g.L-1) (PAULA, 2014). As placas foram então incubadas 
em BOD a 25ºC, por sete dias. No sétimo dia as colônias crescidas foram repicadas 
para outra placa contendo Ágar Sabouraud ou Ágar Malte 3% até que se obteve 
colônias puras. O repique das colônias foi feito utilizando a técnica de estriamento ou 
picada, de forma asséptica e em fluxo laminar limpo com álcool 70⁰ e esterilizado 
com ação de luz ultravioleta. Todas as linhagens puras foram preservadas em 
refrigerador utilizando a técnica descrita por Castellani (1939). 
 
4.2 Caracterização e Identificação das linhagens 
Quanto à caracterização, cada linhagem pura foi inoculada por picada no centro de 
uma placa de Petri contendo Ágar Sabouraud e incubadas em BOD por 7 a 15 dias. 
Para a descrição das características Macroscópicas foram considerados: 
• Velocidade de crescimento: lento (acima de 10 dias), moderado (entre 7-10 dias) ou 
rápido (entre 3-4 dias); 
• Tamanho da colônia; 
• Morfologia da colônia: lisa, rugosa, presença de hifas aéreas; 
• Esporulação da colônia: pulverulento ou rala; 
• Cor da colônia (verso e reverso da placa); 
• Presença de cromogênese; 
• Formação de exudato. 
O exame microscópico das linhagens foi realizado por técnicas de cultivo em lâmina 
ou cultivo em lamínula e incubação em BOD a 25⁰ C por 7 – 15 dias. Após o 
crescimento, as lâminas e/ou lamínulas foram observadas utilizando um microscópio 
óptico. 
 
4.3 Avaliação e Quantificação das atividades enzimáticas 
Para avaliar o potencial celulolítico das linhagens, as colônias puras foram inoculadas 
por picada no centro da Placa de Petri contendo um meio de cultura sintético com 
carboximetilcelulose (CMC) como única fonte de carbono (CMC 10,0 g.L-1, 
FeSO4.7H2O 10,0 mgL-1, KCl 0,5 g.L-1, K2HPO4 1,0 g.L-1, MgSO4 0,5 g.L-1, NaNO3 
3,0 g.L-1, ágar 20,0 g.L-1, pH 5,6). As linhagens, então, foram incubadas em BOD por 
7 a 15 dias a 25ºC. Os halos de degradação foram revelados adicionando 10 ml de 
solução corante vermelho congo (2,5 g.L-1) em tampão Tris-HCl 0,1M, pH 8,0 em 
cada placa de Petri por 30 minutos. Posteriormente a exposição ao corante vermelho 
congo, as colônias foram lavadas com 5,0 ml de solução de NaCl 0,5 M em tampão 
Tris-HCl 0,1M, pH 8,0. Os halos de degradação foram observados pelo não-tingimento 
do ágar. Todos os halos foram medidos utilizando um paquímetro. O Índice Enzimático 
(Ie), foi estimado pela razão entre o diâmetro do halo e o diâmetro da colônia. 
As linhagens fúngicas que apresentaram formação de halo de degradação em meio 
sintético com carboximetilcelulose foram testadas quanto à produção de enzimas 
celulolíticas em cultivo submerso. Para isso, foi utilizado o meio semi-sintético 
adaptado de Mandels (1969) como base para os experimentos. Esse meio de cultura 
contém: Ureia 0,3 g.L−1, KH2PO4 2,0 g L−1, (NH4)2SO4 1,4 g.L−1, CaCl2.2H2O 0,4 
g.L−1, MgSO4.7H2O 0,3 g.L−1, extrato de levedura 0,6 g.L−1, FeSO4.7H2O 5,0 
mg.L−1, MnSO4.4H2O 1,6 mg.L−1, ZnSO4.7H2O 1,4 mg.L−1, COCl2.6H2O 2,0 
mg.L−1, pH 5,6. 
Para a obtenção do pré-inóculo, uma suspensão de 106 esporos.mL-1 de cada 
linhagem selecionada foi inoculada em Erlenmeyers de 125 mL volume total contendo 
50 mL do meio líquido descrito acima, acrescido de Glicose 10 g.L-1. Os frascos foram 
agitados (130 rpm) a 28°C por três dias. 
Para o experimento, foi utilizado Erlenmeyers de 1000 mL de volume total contendo 
700 mL de meio Mandels acrescido de Avicel 10 g.L-1 e adição 10% (v/v) do pré-
inóculo. Os frascos foram incubados em um agitador 28ºC e 130 rpm por 7 dias. 
Diariamente uma alíquota de 7 mL do cultivo foi retirada de forma estéril e centrifugado 
à 3000 rpm, por 20 min. O sobrenadante foi utilizado como extrato bruto enzimático 
para as análises de expressão das celulases e determinação do teor protéico. O 
conteúdo protéico extracelular total dos extratos brutos foi determinado segundo 
Bradford (1976). Em um microtubo foi adicionado 800 μL de amostra, 800 μL de água 
destilada e 400 μL de reagente Bio Rad (à base do corante Coomassie blue G-250). 
Em seguida os tubos foram agitados e deixados em repouso durante 5 min. a 
temperatura ambiente. Após o tempo reacional, as absorbâncias das soluções foram 
determinadas em espectrofotômetro, utilizando-se comprimento de onda (λ) de 595 
nm. O branco reacional continha 800 μL de água, ao invés de amostra. Cada análise 
foi realizada em quadruplicata. A curva padrão que correlaciona valores de 
absorbância ao conteúdo protéico de soluções foi obtida utilizando-se albumina bovina 
sérica como padrão em concentrações na faixa de 5 a 50 mg.L-1. Cada concentração 
padrão foi submetida às mesmas etapas que as amostras dos extratos enzimáticos, 
para sua quantificação. O corante Coomassie blue G250 liga-se fortemente a resíduos 
de arginina, que possui um lado de sua molécula carregada positivamente e liga-se 
mais fracamentea resíduos básicos (histidina e lisina) e aromáticos (tirosina, 
triptofano e fenilalanina) (Mikkelsen & Cortón, 2004). A atividade da β-glucosidase foi 
determinada segundo Voltatodio (2012), utilizando como substrato celobiose 2% 
preparada em tampão citrato 0,05 mol L-1 (pH, 5,0). A reação com 50 μL de substrato 
mais 50 μL da amostra ocorreu a 50°C por 15 minutos. A reação foi interrompida em 
banho fervente (10 minutos). Em seguida foi adicionado 1 mL de reagente GOD 
(glucose-oxidase-peroxidase – Kit Glicose Bio Liquid, Laborclin) e incubado a 37°C 
por 15 minutos. Neste passo também foi preparada uma amostra de glicose padrão 
(10 mg L-1), componente do kit. A concentração de glicose foi determinada em 
espectrofotômetro, utilizando comprimento de onda (λ) de 505 nm. Para determinar a 
atividade enzimática em papel de filtro (Fpase ou celulase total), foi utilizado, como 
substrato, discos de papel filtro (Whatman® 1) com diâmetro de 7 mm. Em cada tubo 
de reação foi adicionado um disco, acrescido de 50 μL da amostra e 50 μL de solução 
tampão citrato 0,05 mol L-1 (pH 5,0). A reação foi incubada por 60 minutos a 50°C. Em 
seguida, foi adicionado 300 μL de DNS e seguiu com a incubação por mais 15 minutos 
a 95°C. Os açúcares redutores foram quantificados em 540 nm de comprimento de 
onda (λ) utilizando um espectrofotômetro. Os valores de absorbância foram então 
convertidos em quantidades equivalentes de glicose, mediante curva padrão 
previamente estabelecida com a amostra de glicose padrão (10 mg L-1) do kit Glicose 
Bio Liquid, Laborclin. Uma unidade de atividade enzimática (IU) foi definida como a 
quantidade de enzima necessária para produzir 1 mmol de glicose mL-1 min-1 nas 
condições do ensaio (IU = μmol mL-1 min-1). As atividades enzimáticas foram 
expressas em atividade específica em relação ao conteúdo de proteínas nos extratos 
enzimáticos. 
4.4 Forma de análise dos resultados. 
Os dados dos testes de atividade enzimática em placa foram submetidos ao modelo 
estatístico de Variância simples (One way ANOVA). Os dados de quantificação das 
enzimas celulolíticas foram analisados pela regressão linear analítica utilizando o 
programa estatístico R. Os dados gerados serviram de base para análises 
quantitativas e descritivas dos padrões de degradação de celulose obtidos das 
linhagens. 
 
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO; 
 Isolamento 
Na primeira etapa de isolamento foram obtidas 45 linhagens de fungos (Figuras 4 a 
9), das quais, 34 obtiveram resultado positivo para o teste de degradação de celulose 
em placa de Petri com ágar CMC corada com vermelho congo (Figuras 10 a 14). A 
Figura 3 mostra o diâmetro de uma colônia e o diâmetro do halo de degradação. 
 
FIGURA 3 – Crescimento de uma colônia e formação de halo de degradação em meio CMC corada com 
corante vermelho congo. 
Fonte: O autor. 
 
Nos testes de crescimento em ágar carboximetilcelulose com posterior coloração com 
vermelho congo, realizados em duplicata, o diâmetro das colônias e seus halos foram 
medidos. Dessa maneira, a Tabela 1, apresenta o Índice Enzimático (Ie), expresso 
pela razão entre o diâmetro do halo e o diâmetro da colônia. 
 
Tabela 1 – Índice enzimático (Ie) das colônias isoladas 
Nº Diâmetro da colônia Diâmetro do halo Índice enzimática (Ie) 
1 8,50 ±0,71 4,50 ±6,36 0,50 ±0,71 
2 6,00 ±0,85 6,75 ±0,78 1,13 ±0,03 
3 5,05 ±1,06 3,20 ±4,53 0,55 ±0,78 
4 1,00 ±0,28 3,48 ±1,94 3,33 ±1,00 
5 9,00 ±0,00 - - 
6 6,55 ±0,21 7,30 ±0,57 1,11 ±0,05 
8 1,95 ±1,06 3,85 ±1,93 2,58 ±2,24 
9 5,90 ±0,85 7,20 ±071 1,22 ±0,06 
10 4,05 ±0,21 7,45 ±0,64 1,84 ±0,06 
11 5,55 ±0,07 2,80 ±3,96 0,50 ±0,71 
12 7,10 ±0,42 8,10 ±0,99 1,14 ±0,07 
14 7,95 ±1,48 3,85 ±5,44 0,56 ±0,79 
15 2,55 ±0,64 2,65 ±0,49 1,05 ±0,07 
16 2,70 ±0,42 1,95 ±2,76 0,65 ±0,92 
17 4,15 ±0,49 7,10 ±0,85 1,71 ±0,00 
18 4,50 ±6,36 - - 
19 5,05 ±1,48 3,05 ± 4,31 0,50 ±0,71 
20 4,25 ±0,35 3,83 ±5,41 0,85 ±1,20 
21 3,20 ±0,57 6,25 ±0,35 1,97 ±0,24 
22 4,45 ±0,21 7,35 ±0,35 1,65 ±0,00 
24 3,65 ±0,21 7,35 ±1,06 2,01 ±0,17 
25 3,10 ±0,99 5,70 ±2,26 1,81 ±0,15 
26 2,55 ±0,21 6,10 ±0,28 2,40 ±0,09 
27 3,45 ±0,64 6,90 ±0,85 2,01 ±0,13 
28 6,05 ±0,35 7,05 ±0,07 1,17 ±0,08 
29 branco 7,45 ±2,19 2,95 ±4,17 0,50 ±0,71 
29 verde 3,95 ±2,76 6,45 ±0,78 2,25 ±1,77 
30 4,80 ±0,85 5,95 ±0,92 1,24 ±0,03 
32 4,63 ±0,88 6,80 ±0,71 1,48 ±0,13 
34 cima 4,15 ±0,78 5,30 ±0,71 1,28 ±0,07 
34 baixo 4,50 ±0,71 5,60 ±0,57 1,25 ±0,07 
35 5,70 ±0,28 6,58 ±1,03 1,15 ±0,12 
36 5,35 ±0,07 6,70 ±0,42 1,25 ±0,06 
37 5,03 ±0,32 7,28 ±0,04 1,45 ±0,08 
38 4,45 ±1,06 6,25 ±1,63 1,40 ±0,03 
39 4,98 ±0,60 7,05 ±0,64 1,42 ±0,04 
40 5,40 ±0,28 6,25 ±0,49 1,16 ±0,15 
41 5,45 ±0,64 6,75 ±1,63 1,23 ±0,15 
42 3,65 ±5,16 3,90 ±5,52 - 
43 4,75 ±0,07 2,45 ±3,46 0,52 ±0,74 
44 0,35 ±0,49 1,00 ±1,41 - 
45 9,00 ±0,00 9,00 ±0,00 1,00 ±0,00 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
As linhagens representadas pelos números 7, 13, 23, 31, 33 foram retiradas da 
pesquisa por se tratarem de actinomicetos e não fungos. Posteriormente, verificou-se 
que a linhagem n° 08 também se tratava de um actinomiceto, porém, os experimentos 
seguiram normalmente, para verificar a potencialidade do filo na produção e 
degradação da celulose. 
Como padrão para comparar o crescimento em ágar CMC de nossas linhagens, foram 
utilizadas três linhagens isoladas durante o mestrado do aluno Caio César Pires de 
Paula. Essas linhagens SDC 1.2 (Aspergillus sp6), SDC 2.8 (Aspergillus sp8) e SDC 
2.7 (Penicilium) foram escolhidas pelos altos valores de atividade endoglucanase, β-
glucosidase e celulase total que apresentaram durante seu trabalho. A Tabela 2 
mostra o Índice enzimático dessas três linhagens. Para comparar a produção de 
enzimas totais, atividade da β-glucosidase e Fpase total utilizamos a linhagem SDC 
2.8 (Aspergillus sp8). 
 
FIGURA 4 – Colônias 1 a 45 em placas de Petri com Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor. 
 
Tabela 2– Índice enzimático (Ie) dos fungos Aspergillus sp6, Aspergillus sp8 e 
Penicillium. 
Nº Diâmetro 
da colônia 
Diâmetro do 
halo 
Índice enzimático (Ie) 
Aspergillus sp6 5,95±0,08 7,18±0,04 1,21±0,01 
Aspergillus sp8 3,68±0,04 6,50±0,14 1,77±0,02 
Penicillium 3,62±0,03 7,73±0,11 2,13±0,01 
Fonte: Dados obtidos pelo autor 
 
FIGURA 5 – Colônias 1 a 11, em meio de cultura Sabouraud Dextrose Ágar. 
Fonte: O autor. 
 
FIGURA 6 – Colônias 12 a 21 em meio de cultura Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor. 
 
FIGURA 7 – Colônias 22 a 34 em meio de cultura Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor 
 
FIGURA 8 – Colônias 35 a 43 em meio de cultura Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor 
 
FIGURA 9 – Colônias 44 a 45 em meio de cultura Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor 
 
FIGURA 10 – Colônias 1 a 11 após coloração com corante vermelho congo em placa de Petri. 
Fonte: O autor. 
 
FIGURA 11 – Colônias 12 a 21 após coloração com corante vermelho congo em placa de Petri. 
Fonte: O autor. 
 
FIGURA 12 – Colônias 22 a 34 após coloração com corante vermelho congo em placa de Petri. 
Fonte: O autor. 
FIGURA 13 – Colônias 35 a 43 após coloração com corante vermelho congo em placa de Petri. 
Fonte: O autor. 
 
FIGURA 14 – Colônias 44 e 45 após coloração com corante vermelho congo em placa de Petri. 
Fonte: O autor. 
 Caracterização das linhagens 04 e 08, utilizadas nos testes enzimáticos 
de β-glucosidase e celulase total. 
FIGURA 15 – Imagem da linhagem 04 em meio de cultura Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor. 
 
Características macroscópicas da linhagem 04: 
 Velocidade de crescimento: moderado (entre 7-10 dias); 
 Morfologia da colônia: cotonosa (centro) feltrada (bordos); 
 Esporulação da colônia: rala; 
 Cor da colônia (verso e reverso da placa): branca (centro) translúcido (bordos); 
 Presença de cromogênese: não; 
 Formação de exudato: não; 
 
FIGURA 16 – Imagem de microscopia óptica da linhagem 04 utilizando o corante azul de algodão 
(lactofenol)Fonte: O autor. 
 
Características microscópicas da linhagem 04: 
 Aspecto da hifa: cenocítica; 
 Forma dos esporos: esféricos; 
 Presença de estrutura de reprodução: conidióforo. 
 
FIGURA 17 – Colônia 08 em placa de Petri meio de cultura Sabouraud Dextrose Àgar. 
Fonte: O autor 
 
 
Características macroscópicas da linhagem 08: 
 Morfologia da colônia: cremosa; 
 Esporulação da colônia: rala; 
 Cor da colônia (verso e reverso da placa): marrom claro; 
 Presença de cromogênese: não; 
 Formação de exudato: não. 
FIGURA 18 – Imagem de microscopia óptica da linhagem 08 utilizando o corante azul de algodão 
(lactofenol) 
Fonte: O autor 
Características microscópicas da linhagem 08: 
 Aspecto da hifa: cenocítica; 
 Forma dos esporos: sem presença de esporos; 
 Presença de estrutura de reprodução: sem presença de conidióforo. 
 
 Avaliação e Quantificação das atividades enzimáticas das linhagens 04 e 
08: 
As análises quantitativas e qualitativas das enzimas produzidas pelas linhagens 04 e 
08, que obtiveram os melhores resultados de crescimento da colônia em relação ao 
tamanho do halo de degradação, são mostradas nesse item. As tabelas “Biomassa” 
4, 4.1 e 4.2 foram utilizadas para correlacionar os valores da biomassa total com o 
teor proteico bruto mostrado nas tabelas 3, 3.1 e 3.2 “Enzimas totais” durante os 7 
dias de coleta da alíquota diária. Para a pesagem da biomassa foi utilizado formas de 
alumínio com aproximadamente 5cm de diâmetro e uma estufa de esterilização a 72ºC 
para a secagem da água presente. Foi pesada a massa da forma antes e depois da 
secagem e subsequentemente subtraído o valor da biomassa seca para obtenção do 
seu valor líquido. Para fins comparativos, o fungo de número SDC 2.8 (Aspergillus 
sp8) isolado pelo aluno Caio César Pires de Paula, em seu trabalho de mestrado, 
também foi submetido às mesmas análises. 
 
Tabela 3 – Enzimas totais fungo SDC 2.8 (Aspergillus sp8) 
Aspergillus sp 8 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 Enzimas mg.L-1 
Dia 1 0,077 0,090 0,075 45,847±0,008 
Dia 2 0,069 0,077 0,075 41,799±0,004 
Dia 3 0,069 0,068 0,068 38,714±0,001 
Dia 4 0,076 0,069 0,069 40,449±0,004 
Dia 5 0,973 0,066 0,069 212,789±0,523 
Dia 6 0,082 0,078 0,080 45,462±0,002 
Dia 7 0,086 0,081 0,108 52,209±0,014 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
 
 
Tabela 3.1 – Enzimas totais linhagem 04 
Linhagem 04 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 Enzimas mg.L-1 
Dia 1 0,049 0,007 0,089 27,148± 0,041 
Dia 2 0,025 0,035 0,041 18,666±0,008 
Dia 3 0,029 0,065 0,063 29,461±0,020 
Dia 4 0,053 0,051 0,086 35,823±0,020 
Dia 5 0,075 0,076 0,165 60,112±0,052 
Dia 6 0,099 0,116 0,090 57,992±0,013 
Dia 7 0,063 0,099 0,112 52,016±0,025 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
 Tabela 3.2 - Enzimas totais linhagem 08 
Linhagem 08 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 Enzimas mg.L-1 
Dia 1 0,085 0,094 50,955±0,006 
Dia 2 0,121 0,125 0,103 66,474±0,012 
Dia 3 0,100 0,103 0,114 60,305±0,007 
Dia 4 0,123 0,124 0,152 76,113±0,016 
Dia 5 0,120 0,014 0,012 27,341±0,062 
Dia 6 0,138 0,123 0,135 75,534±0,008 
Dia 7 0,128 0,128 0,160 79,390±0,018 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 4 – Biomassa fungo SDC 2.8 (Aspergillus sp8) 
Aspergillus sp8 Peso da forma Forma +biomassa Total biomassa (g) 
Dia 1 0,9653 1,0216 0,0563 
Dia 2 0,9680 1,0042 0,0362 
Dia 3 0,9784 0,9926 0,0142 
Dia 4 0,9683 0,9841 0,0158 
Dia 5 0,9743 0,9941 0,0198 
Dia 6 0,9680 0,9945 0,0265 
Dia 7 0,9690 0,9899 0,0209 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 4.1 – Biomassa linhagem 04 
Linhagem 04 Peso da forma Forma+biomassa Total biomassa (g) 
Dia 1 0,9713 1,0587 0,0874 
Dia 2 0,9697 1,0171 0,0474 
Dia 3 0,9786 1,0649 0,0863 
Dia 4 0,9684 1,0556 0,0872 
Dia 5 0,9733 1,0550 0,0817 
Dia 6 0,9781 1,0393 0,0612 
Dia 7 0,9700 1,0600 0,0900 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 4.2 – Biomassa linhagem 08 
Linhagem 08 Peso da forma Forma+biomassa Total biomassa (g) 
Dia 1 0,9778 0,9778 0,0953 
Dia 2 0,9698 0,9698 0,0806 
Dia 3 0,9767 0,9767 0,0718 
Dia 4 0,9629 0,9629 0,0907 
Dia 5 0,9652 0,9652 0,0694 
Dia 6 0,9773 0,9773 0,0687 
Dia 7 0,9620 0,9620 0,0830 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
 
O gráfico na figura 19 apresenta os dados das tabelas 3, 3.1 e 3.2. A figura 20 
descreve a curva de crescimento dos fungos SDC 2.8 (Aspergillus sp8), linhagem 04 
e linhagem 08 
 
FIGURA 19 – Gráfico dos valores de enzimas totais dos fungos SDC 2.8 (Aspergillus sp8), linhagem 04 e 
linhagem 08. 
 Fonte: Dados das tabelas 4, 4.1 e 4.2. 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
Dia 1 Dia 2 Dia 3 Dia 4 Dia 5 Dia 6 Dia 7
Enzimas totais em mg.L-1
SDC 2.8 (Aspergillus sp8) Linhagem 04 Linhagem 08
 
FIGURA 20 – Curva de crescimento dos fungos SDC 2.8 (Aspergillus sp8), linhagem 04 e linhagem 08. 
Fonte: Dados das tabelas 5, 5.1 e 5.2. 
A conversão dos valores de absorbância em quantidade de enzimas (mg.L-1) foi obtida 
através de curva padrão de Albumina previamente estabelecida, demonstrada na 
figura 21. 
 
FIGURA 21 – Curva padrão de proteínas totais utilizando a albumina sérica. 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Percebe-se no gráfico “Enzimas totais” (fig. 19) que a produção de enzimas totais do 
fungo 04 é gradual, aumentando conforme os dias, chegando ao seu ápice no 7º dia 
de cultivo, enquanto a sua biomassa permanece estável em torno de 0.08 g.L-1. 
0
0,02
0,04
0,06
0,08
0,1
0,12
dia 0 dia 1 dia 2 dia 3 dia 4 dia 5 dia 6 dia 7
Biomassa (g.L-1)
SDC 2.8 (Aspergillus sp8) Linhagem 04 Linhagem 08
y = 578,32x - 0,8041
R² = 0,9982
0
10
20
30
40
50
0 0,02 0,04 0,06 0,08 0,1
C
o
n
ce
n
tr
aç
ão
Absorvância
Proteínas Totais
A linhagem 08 possui um alto valor de enzimas totais inicial. A produção iniciou com 
50 mg.L-1 logo no primeiro dia de cultivo aumentando ao longo do tempo, chegando 
a 80 mg.L-1 no último dia de cultivo. Assim como o fungo 04, a sua biomassa manteve-
se em torno de 0.08 g.L-1. Esses dados demonstram que a linhagem 08 produz uma 
quantidade de enzimas totais por mg.L-1 superior as outras duas linhagens. 
O fungo 2.8 possui praticamente a mesma produção de enzimas totais ao longo do 
cultivo. Desde o 1 dia até o 7 dia, a produção é de aproximadamente 50 mg.L, 
aumentando para 52,20 no 7º dia, enquanto a sua biomassa é mais baixa que a dos 
outros dois fungos. Este dado pode ser explicado pelo seu crescimento em 
fermentação submersa, que se deu em forma de bastão contínuo, gerando poucas 
colônias isoladas, dificultando a homogeneidade da biomassa crescida no frasco e a 
coleta de alíquota diária para pesagem. 
Dessa forma, valores de biomassa do fungo 2.8 colhidos durante os sete dias de 
coleta ficaram abaixo dos valores dos fungos 04 e 08. Esta diferença é invertida ao 
final do 7º dia quando o valor da biomassa total (1,8531g /L) do fungo SDC 2.8 
(Aspergillus sp8) é recolhida de todo o frasco e ultrapassa os valores de biomassa 
total das linhagens 04 (1,3469/L) e 08 (1,1740/L), que cresceram em colônias isoladas 
e homogeneamente, possibilitando a retirada e pesagem da alíquota diária. 
A quantificação das atividades da β-glucosidase foi determinada segundo Voltatodio 
(2012). As tabelas 5, 5.1 e 5.2 correlacionam os valores das atividades enzimáticas 
em triplicata das 3 linhagens trabalhadas. Os valores obtidos para as concentrações 
normais das amostras do fungo SDC 2.8 (Aspergillus sp8) e da linhagem 08 
excederam o limite de leitura do espectrofotômetro, sendo assim, foi preciso a diluição 
do sobrenadante em 4 vezes nos dias 1º ao 5º e 2 vezes do dia 6º ao 7º obtendo 
valores correspondentes. A figura 22 “Gráfico comparativo da média de atividade da 
enzima β-glucosidase” apresenta os dados das tabelas listadas acima na figura 
representativa de um gráfico. 
 
 
 
Tabela 5 – Atividade da enzima β-glucosidase do fungo SDC 2.8 (Aspergillus 
sp8) 
(Aspergillus sp8) Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 IU/L. 
Dia 1 (diluído 4x) 0,141 0,1110,109 0,297±0,018 
Dia 2 (diluído 4x) 0,008 0 0,046 0,227±0,025 
Dia 3 (diluído 4x) 0,076 0,076 0,102 0,141±0,015 
Dia 4 (diluído 4x) 0,025 0,038 0,116 0,121±0,049 
Dia 5 (diluído 4x) 0,03 0,034 0,043 0,145±0,007 
Dia 6 (diluído 2x) 0,082 0,095 0,02 0,545±0,040 
Dia 7 (diluído 2x) 0,075 0,102 0,043 0,432±0,030 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 5.1 – Atividade da enzima β-glucosidase da linhagem 04 
Fungo 04 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 IU/L 
Dia 1 0,015 0 0 0,001±0,009 
Dia 2 0,092 0,086 0,094 0,019±0,004 
Dia 3 0,104 0,032 0,14 0,053±0,055 
Dia 4 0,023 0 0,07 0,005±0,036 
Dia 5 0,035 0,01 0,011 0,002±0,014 
Dia 6 0,042 0 -0,049 0,149±0,046 
Dia 7 0,053 0,02 0,036 0,151±0,017 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 5.2 – Atividade da enzima β-glucosidase da linhagem 08 
Fungo 08 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 IU/L 
Dia 1 ((diluído 4x) 0,09 0,03 -0,033 0,281±0,062 
Dia 2 (diluído 4x) 0,033 0,038 0,023 0,102±0,008 
Dia 3 (diluído 4x) 0,113 0,067 0,075 0,908±0,025 
Dia 4 (diluído 4x) 0,032 0,03 0 0,631±0,018 
Dia 5 (diluído 4x) 0,003 0 0,057 0,068±0,032 
Dia 6 (diluído 2x) 0,015 0,021 0,032 0,394±0,009 
Dia 7 (diluído 2x) 0,041 0,031 0,037 0,303±0,005 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
 
 
 
FIGURA 22 – Gráfico comparativo da média de atividade da enzima β-glucosidase. 
Fonte: Dados das tabelas 6, 6.1 e 6.2. 
A presença da enzima β-glucosidade em todas as linhagens testadas foi verificada em 
todos os dias de cultivo. A diluição do sobrenadante do fungo SDC 2.8 (Aspergillus 
sp8) e da linhagem 08 demonstra uma alta atividade da enzima nessas espécies. Altos 
valores de produção e atividade de β-glucosidase são relatados para o gênero 
Penicillium (Krogh et al., 2004; Jorgensen et al., 2005). Apesar disso, é possível notar 
que os maiores níveis de produção estão no primeiro dia, seguido de uma queda até 
o 4º dia de crescimento, e, novamente, uma grande produção dessa enzima a partir 
do dia 5 nas linhagens SDC 2.8 (Aspergillus sp8) e 04. A linhagem 08 teve a reação 
oposta, decaindo a produção dessa enzima nos últimos dias. A β-glucosidase faz 
parte do grupo de enzimas responsáveis pela hidrólise da fração celulósica da 
celulose. Ao comparar as atividades dessa enzima com outros trabalhos, percebe-se 
que a linhagem 08 possui valores iguais ou superiores a linhagens já identificadas, 
destacando-se como uma boa produtora de enzimas celulolíticas. O complexo de 
celulases de muitos fungos é limitado pela baixa produção de β-glucosidase, pela 
inibição da hidrólise por glicose e, na maioria das vezes, a βglucosidase é inibida pelo 
seu próprio substrato, a celobiose (Schimid & Wandrey,1987). Considerando isto, uma 
β-glucosidase que é insensível ou até mesmo tolerante a glicose e celobiose, é 
altamente desejada para a conversão de biomassa celulósica em glicose. A linhagem 
04 apresentou baixas atividades dessa enzima até o 6º dia de crescimento, o que 
demonstra que a sua produção só ocorre na fase estacionária de cultivo. 
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
dia1 dia2 dia3 dia4 dia5 dia6 dia7
β-glucosidase (IU/L)
SDC 2.8 (Aspergillus sp8) Linhagem 04 Linhagem 08
Para a quantificação enzimática da Fpase (ou celulase total), foi utilizado, como 
substrato, discos de papel filtro (Whatman® 1). As Tabelas 6, 6.1 e 6.2 mostram os 
valores de celulase total das linhagens SDC 2.8 (Aspergillus sp8), linhagem 04 e 
linhagem 08 em triplicada. A figura 23 “Gráfico comparativo dos valores de celulase 
totais IU/L” apresenta os dados das tabelas listadas em um gráfico. 
Tabela 6 – Celulase total fungo SDC 2.8 (Aspergillus sp8) 
SDC 2.8 (Aspergillus sp8) Amostra 01 Amostra 02 Amostra 03 IU/L 
Dia 1 0,617 1,015 0,598 0,074±0,235 
Dia 2 0,432 0,581 0,414 0,057±0,092 
Dia 3 0,171 0,185 0,179 0,061±0,007 
Dia 4 0,172 0,177 0,172 0,030±0,003 
Dia 5 0,26 0,308 0,621 0,036±0,196 
Dia 6 0,26 0,254 0,256 0,136±0,003 
Dia 7 0,244 0,218 0,248 0,108±0,016 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 6.1 – Celulase total da linhagem 04 
Fungo 04 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 IU/L 
Dia 1 0,321 0,321 0,209 0,000±0,065 
Dia 2 0,463 0,267 0,420 0,005±0,103 
Dia 3 0,218 0,216 0,259 0,013±0,024 
Dia 4 0,216 0,183 0,199 0,001±0,017 
Dia 5 0,325 0,39 0,402 0,000±0,041 
Dia 6 0,379 0,373 0,278 0,037±0,057 
Dia 7 0,310 0,340 0,295 0,038±0,023 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
Tabela 6.2 – Celulase total da linhagem 08 
Fungo 08 Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 IU/L 
Dia 1 0,635 0,669 0,757 0,070±0,063 
Dia 2 0,480 0,521 0,559 0,026±0,040 
Dia 3 0,105 0,103 0,152 0,227±0,028 
Dia 4 0,099 0,058 0,103 0,158±0,025 
Dia 5 0,322 0,279 0,307 0,017±0,022 
Dia 6 0,311 0,304 0,287 0,098±0,012 
Dia 7 0,240 0,270 0,191 0,076±0,040 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
 
FIGURA 23 – Gráfico comparativo dos valores de celulase totais IU/L. 
Fonte: Dados das tabelas 7, 7.1 e 7.2. 
Os valores para quantificação de celulase total expressam a produção total das 
enzimas com atividade celulósica (endoglucanase – EC; β-glucosidase BG e celulase 
total em papel filtro – FP). Em ambas as linhagens SDC 2.8 (Aspergillus sp8) e 
linhagem 08 a produção de enzimas com atividades celulolíticas no primeiro dia foi 
alta, seguido de uma queda na taxa enzimática e aumento da produção entre os dias 
4 e 5 finalizando com ligeira queda nos dias 6 e 7. Novamente, a linhagem 04 
apresentou baixa atividade Fpásica total até o 6º dia de crescimento em fermentação 
submersa. 
A curva padrão da glicose feita com a amostra de glicose padrão do kit Glicose Bio 
Liquid da Laborclin (Figura 24) foi utilizada para a quantificação das enzimas β-
glucosidase e celulase total. 
 
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
dia1 dia2 dia3 dia4 dia5 dia6 dia7
celulase total (Ul/L)
SDC 2.8 (Aspergillus sp8) Linhagem 04 Linhagem 08
 
FIGURA 24 – Curva padrão da glicose, feita com a amostra de glicose padrão do kit Glicose Bio Liquid da 
Laborclin. 
Fonte: Dados obtidos pelo autor. 
 
6. CONCLUSÕES: 
Diante dos resultados expostos acima, grande parte das linhagens obtidas da amostra 
edáfica da zona afótica da gruta do catão em São Desidério-BA demonstraram, em 
algum grau, atividade celulolítica. A linhagem 08 se destacou em todos os testes de 
quantificação enzimática, ultrapassando, em alguns momentos, os resultados da SDC 
2.8 (Aspergillus sp.8), cujo alto potencial enzimático foi demonstrado no mestrado do 
aluno Caio César Pires de Paula, levando a indicar o potencial de linhagens fúngicas 
cavernícolas para a produção de enzimas celulolíticas. 
A linhagem 04, apesar de apresentar crescimento significativo em fermentação 
submersa e produção enzimática total, não apresentou resultados expressivos de 
atividade celulolítica como as linhagens 2.8 e 08. A produção de enzimas celulolíticas 
em relação a produção de biomassa ficou abaixo do esperado. 
Após a verificação da linhagem 08 como pertencente ao filo das actinobactérias, 
concluiu-se que ecossistemas cavernícolas, e outros ambientes com características 
semelhantes, possuem grande potencial de desenvolvimento e isolamento de 
espécies microbiológicas com atividade celulolítica. Dessa forma, há um profundo 
interesse em continuar e desenvolver novas pesquisas semelhantes a esta, além de 
fortalecer a proteção e preservação ambiental desses ambientes devido ao potencial 
desse tipo de micro-habitat. 
y = 0,7555x - 0,0011
R² = 0,9918
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4
C
o
n
ce
n
tr
aç
ão
 g
lic
o
se
 g
.l-
1
Absorbância
Curva padrão glicose (Kit Glicose Bio Liquid, Laborclin)
Ademais, os fungos cavernícolas, assim como actinomicetos cavernícolas, possuem 
um grande potencial, ainda não amplamente explorado, em relação ao processo de 
degradação celulósica. Devido a isso, podem se tornar grandes aliados da indústria 
de etanol de segunda geração e do meio ambiente, pois, o aumento da produção de 
etanol 2G pode garantirum maior aproveitamento da cana de açúcar, aumentando a 
produção do biocombustível sem a necessidade de expansão agrícola. 
Todos os testes enzimáticos com as linhagens isoladas da caverna da Angélica 
mostraram-se positivos, o que reforça a necessidade de continuar pesquisas que 
tenham foco em bioprospecção de novas linhagens em ambientes extremos, assim 
como pesquisas que envolvam utilização dessas enzimas em indústrias. 
 
7. ITENS QUE NÃO PUDERAM SER CONCLUÍDOS DEVIDO À PANDEMIA 
1. A quantificação das atividades enzimáticas e a determinação da atividade de 
endoglucanase (CMCase) pelo método modificado segundo Ghose (1987). 
2. Descrever todas as linhagens de fungos isoladas, observando as características 
macroscópicas e microscópicas das colônias. 
3. Identificar as linhagens de fungos utilizando chaves de identificação. 
Todos esses itens dependiam de equipamentos de laboratório e não puderam ser 
realizados, já que a UFSCar suspendeu as atividades presenciais, em medida de 
proteção à COVID-19 (Portaria GR nº 4380 e resolução nº 319/2020 da UFSCar). 
 
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS; 
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8. PRODUÇÃO TÉCNICO-CIENTÍFICA: 
Devido a pandemia do novo coronavírus COVID-19, este trabalho não pode ser 
apresentado em seminários, encontros científicos, congressos ou outros eventos de 
cunho técnico-científico. 
 
9. AUTO-AVALIAÇÃO ASSINADA: 
A participação no programa de Iniciação científica me proporcionou uma experiência 
na dinâmica de trabalho em laboratório de microbiologia ambiental e pesquisa. Ao 
exercer atividades extracurriculares neste laboratório, a relação com o ambiente de 
trabalho, pesquisa e estudos tornou-se muito mais aprimorada, de forma a qual pude 
aperfeiçoar técnicas ao mesmo tempo em que compreendia a busca de bibliografia 
em pesquisas científicas. Ao receber auxilio orientacional da Prof. Dra. Mirna Helena 
Regali Seleghim e da Dra. Carla Andréa Leite, todos os obstáculos que se impuseram 
durantea realização da pesquisa foram superados com êxito. 
 
______________________________ 
Aluna: Carolina Targon Tiberio 
10.AVALIAÇÃO DO(A) ORIENTADOR(A) ASSINADA: A aluna demonstrou grande 
maturidade no envolvimento com esse trabalho de pesquisa. Foi assídua e 
comprometida em seu trabalho e se engajou também em paralelo, à outras atividades 
durante o período da pandemia relacionadas à área de pesquisa. Foi monitora em 
minha disciplina de Microbiologia no ENPE. Sua atuação e conhecimento auxiliou 
muito no bom desempenho da disciplina. 
 
____________________________________________ 
Profa. Dra Mirna Helena Regali Seleghim 
 
Stamp
 
11.DESTINO DO(A) ALUNO(A): O(A) orientador(a) deve informar sobre o destino 
do(a) aluno(a): se concluiu a graduação, se ingressou na pós-graduação (indicar o 
nome do Programa/Universidade). 
A aluna segue cursando a graduação na Universidade Federal de São Carlos – 
UFSCar, Campus São Carlos.