RELATÓRIO: Produção Primária - Oxigênio dissolvido e Clorofila

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C. CURRICULAR: ECOLOGIA DE ECOSSISTEMAS E PAISAGENS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA: PRODUÇÃO PRIMÁRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Campina Grande-PB, 
Outubro de 2019 
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SUMÁRIO 
1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................................ 2 
2. MATERIAS E MÉTODOS ..................................................................................................... 3 
2.1 Experimento I- Clorofila e Feofitina .................................................................................. 3 
2.2 Experimento II- Oxigênio Dissolvido ................................................................................ 6 
3. RESULTADOS E DISCUSSÕES ........................................................................................... 9 
3.1 Experimento I- Clorofila e Feofitina .................................................................................. 9 
3.2 Experimento II- Oxigênio Dissolvido .............................................................................. 10 
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................................... 14 
5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 15 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1. INTRODUÇÃO 
Os ecossistemas são considerados uma unidade hierárquica na ecologia. Esses 
sistemas abrangem todas as comunidades bióticas com os meios físicos e químicos que a 
circundam, as relações que ocorrem entre todos os organismos podem ser observadas por 
cadeias tróficas, de modo que essas relações alimentares podem contemplar funcionalmente 
a dinâmica do ecossistema através do fluxo de energia que é passado de um nível para outro 
(BEAGLON, 2007; RICKLEFS, 2011). 
Dessa maneira, o fluxo energético nos ecossistemas é regido por leis da 
termodinâmica que denotam como a eficiência de transferência de energia é realizado entre 
cada nível, desde os produtores até os consumidores mais altos na cadeia alimentar. A base 
das cadeias é representada pelos organismos produtores, ou seja, organismos autótrofos 
como as algas e plantas, esses apresentam maior quantidade de energia pois conseguem 
realizar reações químicas que transformam o CO² inorgânico em C orgânico através da 
fotossíntese (BEAGLON, 2007; RICKLEFS, 2011). 
Diante disso, a produtividade desses organismos representa de forma primária como 
a energia transformada da base vai estar disponível para aos outros níveis, já que essa mesma 
energia sendo repassando para outros organismos heterótrofos, apresentam uma 
ineficiência na passagem, resultado da dissipação em calor e atividades de excreção 
(BEAGLON, 2007; RICKLEFS, 2011). 
As taxas de eficiência no balanço energético nos ecossistemas podem revelar 
informações importantes para estudos de conservação e sondagem das condições químicas, 
físicas e biológicas para o entendimento dos equilíbrios e desequilíbrios na dinâmica dos 
diferentes tipos de ambientes na biosfera (BEAGLON, 2007; RICKLEFS, 2011). 
Nessa perspectiva, algumas medidas são importantes para medir os níveis de 
produção primária, sendo a primeira a Produção Primária Bruta (PPB), definido como a 
energia total assimilada pelos produtores nas reações fotossintéticas durante a estação de 
crescimento. Já a Produção Primária Líquida (PPL) diz respeito a energia total disponível 
para os níveis tróficos seguintes, descontando os processos respiratórios e excretórios, em 
que a energia pode ser dissipada em forma de calor. Essas taxas são influenciadas por fatores 
físicos e químicos, como a Luz, temperatura, nutrientes, disponibilidade de água no solo, 
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profundidade do solo, bem como a eficiência fotossintética dos produtores (BEAGLON, 
2007; RICKLEFS, 2011). 
Portanto, tendo em vista a importância da Produção Primária nos ecossistemas, o 
presente relatório retrata dois procedimentos teórico-metodológicos sobre experimentos 
práticos realizados para a mediação das taxas de produtividade primária em ecossistemas 
aquáticos. As avaliações sobre fatores que interferem na produção primária como a 
exposição a luz e temperatura, revelam dados importantes que poderão servir para estudos 
de conservação desses ambientes, visando o entendimento dos processos ecológicos tanto 
na dinâmica como o equilíbrio nos referidos ecossistemas. 
2. MATERIAS E MÉTODOS 
Os experimentos forram realizados no Laboratório de Ecologia aquática (LEAq) e 
o LAPECA – Laboratório de Pesquisa em Ciências Ambientais localizado no CCT na 
Universidade Estadual da Paraíba Campus I, localizado na cidade de Campina Grande – PB, 
durante os dias 08 e 09 de outubro de 2019. 
2.1 Experimento I- Clorofila-a e Feofitina 
 A determinação de Clorofila-a e Feofitina ocorrem em duas partes. Primeiramente 
ocorre a filtração da amostra de água coletado no reservatório para a extração dos pigmentos 
e após isso, a maceração do conteúdo presente no filtro. Essas etapas são realizadas no escuro 
parcial para evitar que os pigmentos reajam com a luz. A metodologia utilizada foi de 
Jerpersen e Christoffersen (1987) e determinada pelo método espectrofotométrico de 
Lorezen (1967). 
• Materiais utilizados para a filtragem das amostras: 
Porta filtro para filtração sob pressão; bomba a vácuo (Figura 01); frascos kitossato 
com capacidade de 2L; tubos de látex de 1cm de diâmetro e 2m de comprimento ligando a 
bomba de vácuo ao frasco de kitossato; filtros de fibra de vidro de 47mm de diâmetro, com 
porosidade entre 0,45 a 1,0 µm; pinça de ponta chata; pissetes contendo água destilada; 
proveta graduada; bequera de vidro; freezer -20ºC a 30ºC; formulário para registro da 
amostra. 
 
 
4 
 
Figura 01. Bomba de vácuo 
 
Fonte: Google imagens 
 
• Materiais utilizados na extração: 
 Tubos de plástico com tampa rosqueável; suporte para tubos; acetona 90%; bastão 
de vidro para macerar; pipeta; picetes contendo acetona para a lavagem do bastão de 
macerar; refrigerador; papel alumínio. 
• Materiais e equipamentos para a leitura em espectofotômetro: 
 Centrifuga de mesa com suporte para tubos de 15 mL; cubetas espectrofotométricas 
de quartzo de 1cm de caminho óptico; padrão de referência (água destilada, ou alguma 
substância livre de clorofila); espectrofotômetro com largura de banda espectral de 0,5 a 2 
nm. 
• Filtragem de amostra: 
 250 ml da amostra coletada no reservatório foi filtrada por uma bomba de vácuo com 
um filtro de fibra de vidro de 47mm de diâmetro, o qual ficou retido a amostra a ser analisada 
de Clorofila-a e Feofitina. Após a filtragem, o filtro de vidro foi retirado da bomba de vácuo 
com auxílio de uma pinça de aço inoxidável e embrulhada no papel alumínio, a qual foi 
enrolada nele para que não houvesse contato com o meio externo. 
• Maceração da amostra: 
 Após a amostra será macerada para dissolver o conteúdo de clorofila na acetona. Com 
o auxílio da pipeta foi adicionado 5 ml de acetona ao tubo de plástico, logo depois o filtro 
contendo o conteúdo filtrado e posteriormente congelado foi colocado dentro do tubo e 
macerado com auxílio do bastão de vidro. Após a completa maceração do filtro adiciona 
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mais 5 mL de acetona ao tubo de vidro e tampa, os tubos de vidro são enrolados com papel 
alumínio para evitar exposição a luz e levado a geladeira para descansar por 24 horas. 
• Leitura do material: 
 Após 24 horas na geladeira as amostras foram preparadas para a leitura. As amostras 
foram colocadas na centrifuga por 20 minutos para sedimentar todo resto de filtro e ficar 
suspenso apenas o liquido contendo os pigmentos. Após sair da centrifuga parte do material 
foi colocado na cubeta de quartzo e levado ao aparelho espectrofotométricojunto com a 
substância padrão. No aparelho espectofotométrico (Figura 02) foi colocado duas 
intensidades para a leitura: a primeira foi feita para a Clorofila-a com intensidade de 665ac; 
a segunda responsável pela Feofitina com intensidade de 750ac. 
Figura 02. Espectofotômetro 
 
Fonte: Google imagens 
 
As concentrações de clorofila a e feofitina a podem ser obtidas a partir das seguintes 
equações: 
Clorofila a (µg/L) = 26,73 x (D664c - D665c) x [v / (V x L)] 
Feofitina a (µg/L) = 26,73 x [(1,7 x D665c) – D664c] x [v / (V x L)] 
Onde: 
V= Volume (em litros) da amostra filtrada 
v = volume em mL da acetona 90% 
L= caminho óptico em cm da cubeta espectofotométrica 
D664c= Densidade óptica a 664nm, corrigida 
D665c= Densidade óptica a 665nm, corrigida 
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2.2 Experimento II- Oxigênio Dissolvido 
Uma das amostras de água (ambiente) necessária para realizar o experimento, foi 
coletada no açude de Bodocongóno, no bairro de Bodongongó em Campina Grande- PB. As 
concentrações de oxigênio dissolvido foram determinadas de acordo com o método proposto 
por Winkler (1888) e modificado por Pomeroy & Kirchman (1945) e Golterman et al., 
(modificado) 1978. O procedimento no campo consistia em: encher um reservatório de água, 
para depois ser levado ao Laboratório de Ecologia aquática- LEAq (Figura 03). 
 
Figura 03- Coleta de água contendo microrganismos, realizada no açude de Bodocongó. 
 
 Inicialmente, no LEAq encheu alguns frascos DBO com a água coletada e outros 
com água de cultivo, e foram submetidos a três condições: temperatura ideal (25°C), 
temperatura baixa (11 °C) e temperatura ambiente (28 °C a 30°C). Em cada condição 
utilizou-se três fracos, o primeiro frasco controle e colocou-se o fixador, um segundo frasco 
totalmente vedado (escuro) e o terceiro frasco transparente contendo ou a água coletada ou 
água do cultivo (Figura 04). 
Os fracos forma enchidos de maneira que o fluxo de água seja através de um tubo 
de borracha, alcançando o fundo do frasco, evitando a entrada de bolhas de ar, retirando o 
excesso de líquido (Figura 05). Colocou 1mL de Sulfato manganoso e 1mL de Azida sódica, 
para cada fraco (Figura 06). Recolocar a tampa firmemente evitando a formação de bolhas 
de ar, sempre misturando bem. Forma- se um precipitado de hidróxido manganoso, que é 
oxidado a Hidróxido Oxidomangônico, na presença de O2 na atmosfera. 
Os quatro frascos que foram colocados ao ar livre, estavam mergulhados em uma 
bacia em uma temperatura inicial de 28 °C e outra bacia com agua com gelo com uma 
temperatura inicial de 11 °C, e ao longo do experimento foi-se repondo o gelo para manter 
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a temperatura constante, sob as mesmas incidências luminosas e em temperaturas diferentes 
(Figura 07). Da mesma forma foi feito com a mesma luz em temperatura ideal (incubadora), 
para que assim possa se determinar o oxigênio dissolvido, a produção primaria através da 
quantidade de oxigênio que elas produzem ou consomem. A cada 2 moléculas de oxigênio 
(O) produzido tem um Carbono retirado do meio, por meio através da fotossíntese. Então se 
faz uma relação por meio do carbono (C) se sabe o oxigênio (O). Após isso fixou o oxigênio 
para determinar os valores para realização dos cálculos, por meio das fórmulas aplicadas 
para o cálculo do oxigênio dissolvido na Tabela 01 seguinte: 
Tabela 01. Fórmula Oxigênio Dissolvido. 
 
 
 
 
Posteriormente utilizamos os valores obtidos do cálculo do oxigênio dissolvido para 
realizar os cálculos de Produção Primária Bruta (PPB), Produção Primária Líquida (PPL) e 
Respiração do ecossistema aquático. As fórmulas utilizadas estão descritas na Tabela 02 
abaixo: 
Tabela 02. Fórmula Produção Primária Bruta (PPB), Produção Primária Líquida (PPL) e a 
Respiração (R). 
 
O experimento começou as 9:00 horas e foi até as 11:00 horas, (duração de duas 
horas). Outros fracos foram incubados a uma temperatura ideal de 25 °C. 
Volume Corrigido Vc = (Vf – 2) . 100 / Vf 
Oxigênio Dissolvido OD = Voltit. N. 8 . 1000 / Vc 
Legenda: Vc = volume corrigido; Vf = volume do frasco; Vtit = 
volume gasto de tiosulfato de sódio; N = normalidade do tiossulfato. 
PPB PPB (mg C m-3 h-1) = [(O2 FC) + (O2 FE)] (1000) (0.375)/ 
(PQ)(t) 
PPL PPL (mg C m-3 h-1) = [(O2 FC) - (O2 
FI)](1000)(0.375)/(PQ)(t) 
Respiração R (mg C m-3 h-1) = [(O2 FI) - (O2 FE)](1000)(0.375) (RQ)/(t) 
Legenda: PPB - Produção Primária Bruta; PPL - Produção Primária Líquida; R - 
Respiração 
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Figura 07- Frascos colocados na mesma exposição solar e diferentes temperaturas. A- 
Temperatura inicial: 28 °C e B- temperatura inicial: 11 °C. 
 
Figura 04- Conjunto de frascos, A- 
Frasco controle; B- frasco transparente 
contendo ou a água coletada ou do 
cultivo; e C- frasco escuro. 
 
Figura 05- Água do ambiente e água do 
cultivo sendo colocados nos frascos DOB. 
 
A 
B 
C 
B A 
Figura 06- Reagentes sendo colocados nos frascos por meio de uma pipeta barométrica. 
 
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Depois da duração de 2 horas, no LAPECA – Laboratório de Pesquisa em Ciências 
Ambientais localizado no CCT na UEPB, foram feito as análises do oxigênio dissolvido nas 
concentrações. Foi colocado 100 ml de água de todas as amostras, onde foi colocado no 
erlermmeyer foi utilizando uma bureta para fazer titulação com tiossulfato de sódio a 0,0125 
N, até obter uma concentração de cor amarelada, foi sendo homogeneizado e titulado ao 
mesmo tempo, depois foi adicionado gotas de amido nesse momento a concentração fixa 
roxa (Figura 08), depois volta-se para a titulação do tiossulfato de sódio até que a substância 
fique incolor (ponto de viragem). No final foi visto quantas ml foram necessárias de 
tiossulfato de sódio para colocar na fórmula e calcular o oxigênio dissolvido. Todas as 
amostras seguiram esses passos. 
 
Figura 08- Tituração feita com tiossulfato de sódio a 0,0125 N, até obter uma concentração de cor 
amarelada, e depois foi adicionado gotas de amido (concentração fixa roxa). 
 
 
3. RESULTADOS E DISCUSSÕES 
 3.1 Experimento I- Clorofila e Feofitina 
Pode-se observar na Tabela 03, os índices de Clorofila-a e Feofitina variou entre os 
reservatórios analisados. A amostra analisada representada pelo reservatório Rio Tinto 
correspondeu a 0,959 µg/L e a amostra referente ao reservatório Paraíso foi de 7,673 µg/L. 
O valor normal aceitável para ambientes aquáticos de água doce é abaixo de 10µg/L, 
entretanto, quando o valor se aproxima dos 10 µg/L é necessário uma vistoria no reservatório 
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em questão. As concentrações de clorofila-a é o principal pigmento para estimar a biomassa 
fitoplanctônica ou a produção primária de um ecossistema aquático (GONZALES- 
RODRIGUEZ et al., 2017). 
Tabela 03- Índices de Clorofila-a e Feofitina no Rio Tinto e Paraíso. 
 
Não ácido Ácido 
 
Local Vol. Extrato 
(ml) Acetona 
Vol Filtrado 
(Litro) 
665s/ac 750s/ac 665ac 750ac Clorofila Feofitina 
Rio Tinto 10 0,25 0,002 0 0,001 0 0,95923 1,09885 
Paraíso 10 0,25 0,025 0,009 0,023 0,009 7,67386 2,1977 
 
 Além de organismos eucariotos, alguns organismos procariotos, como as 
cianobactérias, também possuem clorofila-a para a produção de energia. Por fim, muitas 
cianobactérias podem colocar em risco a qualidade da água, pois são potenciais produtores 
de toxinas, além de suas florações conferir cheiro e odor característicos na água (BRASIL 
et al., 2016). 
Um dos principais desencadeadores de florações de cianobactéria é a eutrofização 
artificial, que é o enriquecimento dos ecossistemas aquáticos com nutrientes, principalmente 
fósforo e nitrogênio (DALU; WASSERMAN, 2018). Esse processo muda as características 
dos ambientes lacustres de oligo/mesotrófico para eutrófico a hipereutrófico, beneficiando 
as cianobactérias e, consequentemente, prejudicando outros organismos fitoplanctônicos 
(BRASIL, 2016). Diante disso, podemos notara importância da clorofila-a no auxílio da 
quantificação da biomassa cianobacterial. Além de, junto com os dados de nutrientes, a 
clorofila-a pode estimar o índice de estado trófico do reservatório (CARLSON, 1977). No 
qual, segue as seguintes classificações: oligotrófico IET <44, mesotrófico 44 < IET > 54 e 
eutrófico IET > 54 (TOLEDO JR et al., 1983). 
3.2 Experimento II- Oxigênio Dissolvido 
A partir dos experimentos utilizando a água de dois locais diferentes, sendo um do 
açude de Bodocongó e outro água do cultivo do Laboratório de Ecologia aquática –LEAq 
(UEPB), realizamos um levantamento de dados em relação ao oxigênio dissolvido presentes 
nesses ecossistemas. É importante destacar que o método para inferir a quantidade de 
oxigênio dissolvido na água é muito utilizado para caracterizar ecossistemas aquáticos, já 
que as principais fontes são a fotossíntese e atmosfera, assim tentar entender como a 
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solubilidade do O2 está presente na água pode auxiliar na compreensão de hipóteses que 
revelem se os processos ecológicos encontram-se equilibrados no ecossistema (DE ASSIS 
ESTEVES, 1998). 
Os presentes experimentos demonstram a dinâmica do oxigênio dissolvido levando 
em conta tanto a temperatura como os locais onde a água foi coletada. Assim, nas Tabelas 
04, 05, 06, 07, são mostrados os dados referentes ao oxigênio dissolvido na água bruta 
retirada de Bodocongó nas temperaturas 11°C e 25°C e na água do cultivo com as mesmas 
temperaturas. 
Inicialmente, referente a água do cultivo (Tabelas 04 e 05), nota-se que o Oxigênio 
dissolvido apresentou maiores resultados na temperatura de 25°C nos 3 frascos: inicial, claro 
e escuro, quando comparados a mesma água submetida a uma temperatura menor referente 
a 11°C. Dessa forma, entende-se que a temperatura foi um fator decisivo para as taxas 
fotossintéticas, pois na água havia uma quantidade de nutrientes que poderiam servir de 
recursos para os organismos autotróficos (FIORUCCI & BENEDETTI FILHO, 2005). 
Nesse sentido, a temperatura poderia ter influenciado diretamente nas taxas 
metabólicas desses organismos, tendo em vista que na temperatura de 11ºC está com pouco 
oxigênio dissolvido, isso se dá porque biologicamente esses organismos precisam de uma 
temperatura ótima para se desenvolver que varia entre de 20 a 35ºC (FIORUCCI & 
BENEDETTI FILHO, 2005). As Tabelas 04 e 05 abaixo demonstram os dados de oxigênio 
dissolvido. 
Tabela 04. Água do Cultivo - Temperatura ambiente 25° C 
Frasco Inicial 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
295,1 7 99,32 56,38 0,1 
Frasco claro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
291,3 10,8 99,93 86,46 0,1 
Frasco escuro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
293,4 8,6 99,31 69,27 0,1 
PPB PPL R 
24.329,70 4.700 -2.014,06 
Legenda: VF-Volume do Frasco; VC – Volume Corrigido; OD – 
Oxigênio Dissolvido; PPB - Produção Primária Bruta; PPL - 
Produção Primária Líquida; R - Respiração. 
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Em seguida, analisamos o oxigênio dissolvido na água bruta do açude de 
Bodoncogó demonstrados nas Tabelas 06 e 07. Os dados demonstram que na referida água, 
houve concentrações mínimas de oxigênio já que o açude é considerado hipertrófico, no qual 
ocorre um grande enriquecimento de nutrientes, propiciando altas taxas de decomposição de 
matéria orgânica, de modo que o oxigênio é altamente consumido pelos organismos, embora 
esteja continue ocorrendo a fotossíntese, as taxas de decomposição superam a produtividade 
(FIORUCCI & BENEDETTI FILHO, 2005). 
Em relação as taxas de oxigênio dissolvido na água em ambas as temperaturas, 
notou-se que não houve grandes variações, tanto na temperatura de 11°C como na de 25°C, 
reforçando mais uma vez as altas taxas de decomposição no ambiente (FIORUCCI & 
BENEDETTI FILHO, 2005). 
Portanto, é imprescindível observar que as taxas de oxigênio dissolvido no açude 
de Bodocongó revelam as condições ambientais de um ecossistema aquático que não está 
equilibrado, já que pode ocorrer um Boom de algas e outros organismos autotróficos na água, 
o que pode desbalancear as relações tróficas presentes no ambiente. São necessários, mais 
estudos para requerimento de dados que possam caracterizar melhor o ambiente e trabalhar 
questões de conservação com relação aos ecossistemas aquáticos. Os dados referentes a água 
bruta de Bodoncogó podem ser observados nas Tabelas 06 e 07 abaixo: 
 
Tabela 05. Água do Cultivo - Temperatura ambiente 11° C 
 
Frasco Inicial 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
300,6 7,25 99,33 7,29 0,0125 
Frasco claro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
300,1 8,05 99,33 8,1 0,0125 
Frasco escuro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
293,4 8,2 99,31 8,25 0,0125 
PPB PPL R 
2.554,68 133 -180 
Legenda: VF-Volume do Frasco; VC – Volume Corrigido: 
OD – Oxigênio Dissolvido; PPB - Produção Primária Bruta; PPL 
- Produção Primária Líquida; R - Respiração. 
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A energia total fixada por meio da fotossíntese pelos produtores primários é a 
produção primária bruta (PPB), e a produção primária líquida (PPL) é a produção bruta 
menos as perdas por respiração (FALKOWSKI e RAVEN, 2007). Conforme os dados 
apresentados, a produção bruta e liquida foi muito maior na água de cultivo do que na água 
de Bodocongó em ambas temperaturas, pois apresentou melhores resultados. Sendo quem a 
11°C a produção primaria liquida e bruta diminui bastante tanto em Bodocongó quanto na 
água de cultivo, conforme mostra as Tabelas 04, 05, 06 e 07. 
Tabela 06. Água Bruta de Bodocongó - Temperatura ambiente 25° C 
Frasco Inicial 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
295,8 2,4 99,32 0,48 0.0025 
Frasco claro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
308 2,65 99,35 0,53 0.0025 
Frasco escuro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
250 4,95 99,2 0,99 0.0025 
PPB PPL R 
237,5 7,812 -95,625 
Legenda: VF-Volume do Frasco; VC – Volume Corrigido; OD – 
Oxigênio Dissolvido; PPB - Produção Primária Bruta; PPL - 
Produção Primária Líquida; R - Respiração. 
Tabela 07. Água Bruta de Bodocongó - Temperatura 11 °C 
 
Frasco Inicial 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
295,8 2,7 99,32 0,54 0.0025 
Frasco claro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
308 1,9 99,35 0,38 0.0025 
Frasco escuro 
VF Tiossulfato VC OD Normalidade 
250 4,9 99,2 0,98 0.0025 
PPB PPL R 
212,5 -25 -82,5 
Legenda: VF-Volume do Frasco; VC – Volume Corrigido; OD – 
Oxigênio Dissolvido; PPB - Produção Primária Bruta; PPL - 
Produção Primária Líquida; R - Respiração. 
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Em ecossistemas aquáticos é difícil mensurar a produção líquida porque tem que se 
levar em contribuição a respiração dos organismos autotróficos para as perdas pela 
respiração total. As perdas pela respiração incluem a contribuição dos heterotróficos e, na 
verdade, refletem a respiração total da comunidade. Outras considerações importantes, para 
as perdas de oxigênio podem ser o consumo pela decomposição de matéria orgânica 
(oxidação), perdas para a atmosfera, respiração de organismos aquáticos e oxidação de íons 
metálicos. (GONZALEZ- RODRIGUEZ et al, 2017). 
 
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
Com estes experimentos foi possível analisar como os fatores de exposição a luz e 
temperatura influenciam na produção primária em ambientes aquáticos, e existem dois 
fatores que devem ser levados em conta para medir a solubilidade do O2 na água a pressão e 
a temperatura. Dessa forma, a elevação da temperatura e diminuição da pressão, ocorre 
redução e solubilidade do oxigênio na água. A partir do estudo prático foi possível observar 
que a 25°C a água de cultivo apresentou as melhores taxas de produtividade primária em 
ecossistemas aquáticos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
BEGON, M.; Townsend, C.R. & Harper, J.L. Ecologia: de indivíduos a ecossistemas. 4 
ed. Artmed: Porto Alegre, 2007. 
BRASIL, Jandeson et al. Drought-induced water-level reduction favorscyanobacteria 
blooms in tropical shallow lakes. Hydrobiologia, v. 770, n. 1, p. 145-164, 2016. 
CARLSON, R. E. Atrophic state index for lakes. Limnology and Oceonography, v.22 
(2), p.361-369. 1977. 
DALU, Tatenda; WASSERMAN, Ryan J. Cyanobacteria dynamics in a small tropical 
reservoir: understanding spatio-temporal variability and influence of environmental 
variables. Science of the total environment, v. 643, p. 835-841, 2018. 
DE ASSIS ESTEVES, Francisco. Fundamentos de limnologia. Interciência, 1998. 
FALKOWSKI, P.G., Raven, J.A. 2007. Aquatic Photosynthesis. 2. ed. New Jersey: 
Princeton University Press. 
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