GUIA PRÁTICO DE CONTROLE DE INFECÇÃO HOSPITALAR

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Coordenadora: 
 Ieda Azevedo Nogueira 
 
 
 
Autores: 
Elizabeth Lougue Pinto 
Ieda Azevedo Nogueira 
Celso de Melo Bastos 
 
 
 
Colaboradores: 
 
 Superintendência de Saúde / SES - RJ 
 Departamento de Enfermagem 
 Departamento de Nutrição 
 Departamento de Farmácia 
 Departamento de Odontologia 
 Coordenação de Fiscalização Sanitária - Setor de Odontologia 
 
 
 
 
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Revisores: 
 Alexandre Adler Pereira 
 Professor de Microbiologia e Imunologia da Universidade do Estado do Rio de Janeiro 
 
 Ana Cristina N. C. Wermelinger Barandier 
 Enfermeira residente 2°°°° ano Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ 
 
 André Luiz Evangelho Lopes 
 Engenheiro – FIOCRUZ 
 
 Deborah Cristina Silva Ribeiro 
 Farmacêutica da CCIH do Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ 
 
 Eliete Lannes Moura de Oliveira 
 Enfermeira da CCIH do Hospital Municipal Cardoso Fontes / RJ 
 Enfermeira da Bios Consultoria Infecção Hospitalar e Qualidade de Assistência Ltda 
 
 Neuza Christina da Costa Schapanski 
 Mestre em Enfermagem 
 Enfermeira da CCIH do Hospital Municipal Salgado Filho e SMS / RJ 
 Professora convidada da Universidade Gama Filho 
 
 Noélia Ladislau Leite 
 Enfermeira da CCIH Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ 
 
 Oscar Jorge Berro 
 Diretor do Laboratório Central de Saúde Pública Noel Nutels / SES - RJ 
 
 Pedro Teixeira 
 Pesquisador do Departamento de Ciências Biológicas da ENSP - FIOCRUZ 
 
 Roberto Ribeiro Malveira 
 Farmacêutico do Instituto Nacional de Tecnologia 
 
 Vanderléa Poeys Cabral 
 Enfermeira residente 1°°°° ano Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ 
 
 Yvelise Migueis Pereira Nunes 
 Coordenação Geral de Unidades Hospitalares Próprias / NERJ – MS 
 
 Wilson Aguiar filho 
 Diretor do Departamento de Divulgação de Eventos e Projetos CDI /SDRH /SARH/SES – RJ 
 
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PREFÁCIO 
CONTROLE DE INFECÇÕES HOSPITALARES 
Os hospitais devem dedicar técnica (cérebro) e trabalho (mãos) para os Programas de Controle de Infeções Hospitalares mas esses 
terão um desempenho precário se não estiverem impregnados de alma e de coração. 
Não há fórmulas mágicas para garantir esses ingredientes. 
Eles vão depender fundamentalmente das pessoas – seres humanos – que desenvolvem os Programas. 
Uma verdade é óbvia: ninguém cuida de ninguém se não cuida de si mesmo ... 
Assim um forte componente dos programas de Controle tem que ser o estímulo a auto-estima e fazer as pessoas entenderem que o 
primeiro e mais importante elemento de uma atividade humana é o julgamento que cada um faz de sua própria atividade. 
A felicidade proveniente de um trabalho gratificante vem da capacidade que as pessoas possam ter de entender que o primeiro 
beneficiário de uma atividade de qualidade deve ser o próprio trabalhador. 
Sempre devemos dedicar uma especial atenção à esses elementos em nossas atividades de Controle de Infecção que se constituem, 
sem dúvida em excelente Escola de Qualidade buscando a Saúde dos Hospitais. 
Essas considerações são dedicadas a você que busca um trabalho com qualidade cada vez melhor e não esquece que o centro de 
qualquer atividade produtiva deve ser o Ser Humano, origem e destino do nosso trabalho. 
 
 Alexandre Adler 
 
 
 
 
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ÍNDICE 
 
Prefácio............................................................................................................................................................................................................ 03 
Apresentação.................................................................................................................................................................................................... 05 
Introdução ........................................................................................................................................................................................................ 06 
Uso de Anti-séptico........................................................................................................................................................................................... 07 
Uso de Soluções .............................................................................................................................................................................................. 08 
Lavagem das Mãos e Anti-sepsia.................................................................................................................................................................... 09 
Orientações para Limpeza e Desinfecção de Artigos ...................................................................................................................................... 11 
Orientações para Esterilização ......................................................................................................................................................................... 12 
Testes Realizados em Estufa e Autoclave ....................................................................................................................................................... 13 
Rotina do Teste de Bowie e Dick ....................................................................................................................................... .............................. 14 
Rotina do Teste Biológico ................................................................................................................................................................................. 15 
Desinfecção de Artigos Utilizados nas Enfermarias .......................................................................................................................................... 16 
Lixo Hospitalar ..................................................................................................................................................................................................17 
Rotinas para o Serviço de Limpeza ................................................................................................................................................................. 18 
Rotina para Limpeza e Desinfecção da Caixa D’ Água e Cisterna .................................................................................................................... 19 
Rotina para o Controle de Pragas ..................................................................................................................................................................... 20 
Precaução ....................................................................................................................................................................................................... 21 
Orientações para Coleta de Material .................................................................................................................................................................23 
Curativos...........................................................................................................................................................................................................24 
Produtos mais Utilizados em Curativos ............................................................................................................................................................. 25 
Orientações para o Uso de Catéteres ...............................................................................................................................................................26 
Prevenção de Infecção em Trato Urinário .........................................................................................................................................................27 
Prevenção de Infecção em Feridas Cirúrgicas...................................................................................................................................................28 
Prevenção de Infecção Respiratória..................................................................................................................................................................29 
Orientação para o Controle do MRSA ............................................................................................................................................................... 30 
Preparo de Nutrição Parenteral .........................................................................................................................................................................31 
Rotinas para o Serviço de Nutrição e Dietética..................................................................................................................................................32 
Orientações ao Serviço de Odontologia ............................................................................................................................................................ 33 
Rotina para Lavanderia ..................................................................................................................................................................................... 36 
Acidentes com Material Biológico.......................................................................................................................................................................37 
Bibliografia.........................................................................................................................................................................................................38 
 
 
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APRESENTAÇÃO 
 
Este guia foi elaborado para facilitar a rotina dos profissionais de saúde na realização de suas atividades e auxiliar 
as Comissões de Controle de Infecção Hospitalar, uma vez que encontramos um leque variado de informações sobre o 
assunto, que algumas vezes nos deixam confusos na hora de adotar a melhor medida. 
No que diz respeito ao Controle de Infecção Hospitalar não há necessidade de grandes investimentos e sim a 
conscientização de cada um de nós como responsável por este processo. 
Nós profissionais de saúde temos o compromisso com a vida humana e portanto a obrigação de trabalhar para a 
melhoria da qualidade da assistência que prestamos. 
Todas as contribuições para o aperfeiçoamento deste trabalho serão recebidas com satisfação e poderão ser 
enviadas no prazo de 2 meses pelo e-mail cecih@saúde.rj.gov.br ou correspondência para rua México número 128 sala 
705 Centro – Rio de Janeiro – RJ cep: 20.031-143 tel.- 240-2463 fax – 262-4560 a contar da data de publicação em 
Diário Oficial. 
 
 
 
 Ieda Azevedo Nogueira 
 Coordenadora Estadual de Controle de Infecção Hospitalar 
 
 
 
 
 
 
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INTRODUÇÃO 
As infecções hospitalares existem desde a fundação dos hospitais no século III da era cristã e tem sido objeto 
de preocupação e estudo sistematizado, desde o final dos anos 60. 
Nas unidades hospitalares encontramos uma população heterogênea de pacientes que, na sua maioria, é 
desnutrida, carente e desinformada, fatores que os predispõe, no momento de sua internação, a um maior risco de 
contrair infecção hospitalar, levando-os a permanecer maior tempo hospitalizados, o que acarreta desgaste para o 
paciente e seus familiares, para a equipe multiprofissional e grande ônus para instituição. 
Ressaltamos ainda que embora reconhecendo a necessidade de equipar adequadamente unidades de atenção 
à saúde e as dificuldades encontradas por profissionais da área que atuam neste campo, o Controle de Infecção 
Hospitalar na maioria das vezes requer medidas simples de prevenção com pequeno custo à instituição, tal como a 
freqüente lavagem das mãos, que estudos comprovam, pode reduzir em até 60% os casos de infecção hospitalar. 
Com o intuito de contribuir para a padronização de atividades relacionadas ao controle de infecção hospitalar, 
elaboramos este guia de práticas de controle de infecção hospitalar, que contem rotinas das diversas técnicas 
desempenhadas por profissionais de saúde. 
 
 
 
 
OBJETIVOS 
 
• Padronizar técnicas básicas nas unidades hospitalares; 
• Melhorar a qualidade da assistência prestada; 
• Diminuir os custos hospitalares. 
 
9 
 
USO DE ANTI-SÉPTICO 
ANTI-SÉPTICO TEMPO DE EXPOSIÇÃO VALIDADE DO ANTI-SÉPTICO EM USO 
PVP-I 
Degermante 
2 à 3 minutos 48 horas 
PVP-I Tópico 2 à 3 minutos 48 horas 
Clorhexidine 2 à 3 minutos 48 horas 
Álcool a 70% glicerinado 2 à 3 minutos 48 horas 
 
Observação: Sugerimos distribuir os anti-sépticos em almotolias de tamanho pequeno 
 e uso individualizado. 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 
 
 
 
USO DE SOLUÇÕES 
SOLUÇÃO TEMPO DE EXPOSIÇÃO VALIDADE DA 
SOLUÇÃO EM USO 
MATERIAL EPI 
Hipoclorito de Sódio 1% 30 minutos No máximo até 24 horas 
após diluição, 
preferencialmente a cada 
6 horas 
Borrachas, vidros, 
plásticos e superfícies Luvas 
Glutaraldeído 2 % 30 minutos (desinfecção) 
8/10 horas(esterilização) 
de acordo com 
recomendação do 
fabricante 
2% ativada 14 dias 
2% potencializada 28 
dias 
Materiais que não podem 
sofrer ação do calor e 
que resistam a umidade 
Máscara com filtro 
químico, óculos, luvas 
de borracha, avental 
impermeável 
Álcool 70% 30 segundos por fricção Uma semana Vidros, plásticos, metais 
e superfícies 
Não necessita 
Peróxido de hidrogênio 
6% 
30 minutos Uma semana Vidros, plásticos, 
endoscópios, materiais 
termossensíveis 
Luvas 
 
 
 
 
 
 
 
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LAVAGEM E ANTI-SEPSIA DAS MÃOS 
IMPORTÂNCIA DA LAVAGEM DAS 
MÃOS 
LAVAGEM SIMPLES DAS MÃOS ANTI-SEPSIA DAS MÃOS OBSERVAÇÃO 
A lavagem das mãos tem como 
principal objetivo a remoção da maior 
quantidade de microorganismos da flora 
transitória e de alguns microorganismos 
da flora residente, de pelos, de células 
descamativas, de suor, de sujidade e de 
oleosidade, diminuindo desta forma o 
risco de infecções, e sua eficácia 
depende da duração do procedimento e 
da utilização de técnica correta. 
A flora residente que habita as 
camadas mais profundas da pele pode 
não ser removida com a lavagem 
simples das mãos com sabões e 
detergentes, o que se faz necessário em 
áreas críticas, mas usualmente pode ser 
eliminada pela lavagem com produtos 
que contenham ingredientes 
antimicrobianos (anti-sépticos). 
Nas demais áreas basta o uso 
de água e sabão. 
Segundo STTIER et al., a 
principal via de transmissão de infecção 
hospitalar são as mãos da equipe de 
saúde, sendo portanto a adequada 
lavagem das mãos, fundamental para o 
seu controle. 
Deve ser realizada no início e no 
término dos turnos de trabalho, após uso do 
toalete, após assoar o nariz, fumar, pentear 
os cabelos antes e imediatamente após o 
contato direto com o paciente, antes do 
preparo de medicações e no caso de existir 
sujidade visível nas mãos. A lavagem é 
realizada com água e sabão por 10 a 15 
segundos, podendo ser complementada com 
fricção de álcool à 70% com 2% de glicerina. 
TÉCNICA: 
♦ Retirar anéis e relógios; 
♦ Sem encostar na pia, para não 
contaminar a roupa, abrir a torneira; 
♦ Molhar as mãos; 
♦ Colocar 3 a 5 ml de sabão líquido nas 
mãos; 
♦ Ensaboar as mãos por meio de fricção 
por aproximadamente 15 a 30 segundos, 
em ambas as faces (palma e dorso das 
mãos), nos espaçosinterdigitais, nas 
articulações, nas unhas e extremidades 
dos dedos; 
♦ Enxaguar as mãos em água corrente 
mantendo-as em nível baixo, sem 
encostá-las na pia, retirando totalmente 
a espuma e os resíduos de sabão; 
♦ Secar as mãos com papel toalha 
descartável e , com o mesmo papel 
toalha , fechar a torneira, desprezando-o 
no lixo. 
 
Deve ser realizada, em 
unidades críticas como unidades de 
terapia intensiva, de transplantes, 
hematologia, berçário de alto risco, 
após contato com material orgânico, 
antes e após a realização de exames e 
procedimentos invasivos. Utiliza-se a 
mesma técnica de lavagem das mãos, 
incluindo os antebraços, porém usando 
sabão degermante como PVPI ou 
clorhexidine, por um período de 2 a 3 
minutos conforme recomendação do 
fabricante. 
 
♦ O sabão líquido deve ser o de 
escolha. Caso o sabão em barra 
seja o único disponível, este deve 
ser enxaguado antes do uso e 
deve ser de pequeno tamanho, 
objetivando sua freqüente 
substituição e mantido em 
saboneteiras fenestradas. 
♦ Usar papel toalha não reciclado 
nas áreas-críticas e semi-críticas 
para enxugamento das mãos. 
♦ A clorhexidine só deve ser 
utilizada em caso de pacientes ou 
funcionários alérgicos ao iodo; 
♦ Não usar álcool a 70% após uso 
de clorhexidine ou PVP-I por este 
inativar a ação residual dos 
mesmos; 
♦ O uso de PVP-I é contra indicado 
em recém–natos devido absorção 
transcutânea de iodo, podendo 
acarretar o hipotireoidismo. 
 
 
 
 
 
 
 
ORIENTAÇÕES PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE ARTIGOS 
 
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LIMPEZA DESINFECÇÃO OBSERVAÇÃO 
É a remoção de material orgânico e sujidades 
dos objetos. Processo que precede a todas as outras 
ações de desinfecção e/ou esterilização. 
 
OBJETIVOS 
• Remover sujidades; 
• Remover ou reduzir a quantidade de todos 
microorganismos; 
 
SOLUÇÃO UTILIZADA 
• Detergente líquido neutro. 
PROCEDIMENTO 
• Submergir o material em água e detergente líquido; 
• Escovar o material em baixo de água corrente; 
• Enxaguar; 
• Secar o material. 
 
OBSERVAÇÃO: É INDICADO A IMERSÃO PRÉVIA DO 
MATERIAL EM SOLUÇÃO DESINCROSTANTE. 
 
 
Processo de eliminação de microorganismos na 
forma vegetativa. 
NÍVEIS DE DESINFECÇÃO: 
Alto nível – destrói todos os microorganismos exceto os 
esporos; 
Médio nível ou nível intermediário – inativa o bacilo da 
tuberculose, bactérias na forma vegetativa, exceto as 
esporuladas, a maioria dos vírus e fungos; 
Baixo nível – elimina a maioria das bactérias, alguns 
vírus e fungos, não elimina o bacilo da tuberculose e 
esporos. 
SOLUÇÕES UTILIZADAS NOS NÍVEIS DE 
DESINFECÇÃO 
Alto nível – Glutaraldeído 2% ; Peróxido de Hidrogênio 
a 6%; 
Médio nível ou intermediário – Álcool a 70%; 
hipoclorito de sódio a 1%; 
Baixo nível – Álcool a 70% , Hipoclorito de Sódio a 1%,. 
PROCEDIMENTO 
• Submergir completamente o material na solução; 
• Deixar o material na solução pelo tempo determinado 
• Após o tempo determinado, lavar o material em água 
corrente; 
• Secar o material com tecido limpo, ar comprimido, 
ou estufas próprias. 
• ÁLCOOL É CONTRA - INDICADO EM ACRÍLICO, 
BORRACHAS, TUBOS PLÁSTICOS E PODE 
DANIFICAR O CIMENTO DAS LENTES DE 
EQUIPAMENTOS; 
• A DESINFECÇÃO COM ÁLCOOL A 70% 
DEVERÁ SER FEITA POR FRICÇÃO, 
REPETINDO O PROCESSO POR 3 VEZES 
DURANTE 30 segundos; 
• NO PROCESSO DE LIMPEZA MANUAL USAR 
ESCOVAS DE CERDAS MACIAS ; 
• O RECIPIENTE QUE RECEBERÁ O MATERIAL 
DESINFETADO, DEVERÁ TAMBÉM SOFRER 
DESINFECÇÃO PRÉVIA; 
• USAR EPI NO MANUSEIO DAS SOLUÇÕES DE 
ACORDO COM AS RECOMENDAÇÕES 
CONTIDAS NESTE GUIA; 
• USAR RECIPIENTES DE PLÁSTICO COM 
TAMPA, COM IDENTIFICAÇÃO DA SOLUÇÃO 
E VALIDADE DA MESMA; 
• O MATERIAL DEVERÁ ESTAR LIMPO E SECO 
ANTES DE SER COLOCADO NA SOLUÇÃO; 
• NA PRESENÇA DE TURVAÇÃO OU 
COLORAÇÃO DIFERENTE A SOLUÇÃO DEVE 
SER TROCADA; 
• NÃO COLOCAR NOVO MATERIAL NO 
RECIPIENTE SE JÁ HOUVER ALGUM OUTRO 
PASSANDO POR ESTES PROCESSOS . 
 
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ORIENTAÇÕES PARA ESTERILIZAÇÃO 
AUTOCLAVE ESTUFA QUÍMICA OBSERVAÇÃO 
O princípio da esterilização neste 
aparelho é o contato de vapor úmido sob 
pressão com o material a ser 
esterilizado. As orientações aqui 
descritas, foram elaboradas a fim de 
facilitar o contato do vapor com o 
material a ser processado. 
MATERIAL 
O material a ser processado em 
autoclave são metais, tecidos, escovas, 
seringas de vidro, tesouras e borrachas. 
PROCEDIMENTO 
• Distribuir o material no autoclave na 
posição vertical; 
• Em caso de garrafas ou outros 
recipientes fechados, remover as 
tampas e distribuir estes no aparelho 
em posição horizontal, não 
esquecendo de esterilizar as tampas; 
• Operar o aparelho de acordo com 
instruções do fabricante; 
 
EXIGÊNCIAS 
• O material deve sair seco do 
aparelho, em caso contrário, deverá 
ser reesterilizado; 
• Não sobrecarregar o aparelho; 
• Somente marcar o tempo de 
esterilização após o aparelho atingir 
a temperatura ideal para cada tipo de 
material; 
• Não colocar material quente em 
superfície fria, para evitar 
condensação o que provoca umidade 
no material; 
 
 
Só deverá ser utilizada para 
esterilização de óleos, pós e 
metais. 
TEMPO DE EXPOSIÇÃO 
• Óleos (considerar a altura de 
0,5 cm): 160°C por 120 
minutos; 
• Pós : 100 gramas a 160°C 
por 120 minutos; 
• Metais: 160°C por 120 
minutos ou 170°C por 60 
minutos. 
EXIGÊNCIA 
• Não colocar material quente 
em superfície fria; 
• Utilizar fita termossenssível 
apropriada para o calor seco 
nas embalagens. 
 
SOLUÇÃO UTILIZADA: GLUTARALDEÍDO 
PROCEDIMENTO 
• Submergir o material limpo e seco na 
solução sem deixar bolhas; 
• Retirar o material da solução após 10 
horas de exposição com pinça ou luva 
estéril; 
• Enxaguar o material com água 
esterilizada; 
• Secar com pano ou compressa 
estéreis; 
• Guardar o material em recipiente 
estéril; 
• Identificar o material 
MATERIAL 
Todo tipo de material termossenssível. 
TEMPO DE EXPOSIÇÃO 
• O material deverá ficar imerso na 
solução de acordo com instruções do 
fabricante. 
EXIGÊNCIAS 
• Usar luva estéril, máscara de filtro 
químico, gorro e avental para 
manusear o material; 
• A solução deve permanecer em 
temperatura ambiente; 
• Na presença de turvação , coloração 
diferente ou mudança de pH, a 
solução deve ser trocada mesmo que 
esteja dentro do período de validade; 
• O material esterilizado por este 
processo deve ser utilizado 
imediatamente; 
• Observar a data de validade da 
solução após ativação; 
• Não colocar novo material no 
recipiente se já houver algum outro 
sendo esterilizado. 
• Colocar uma compressa no fundo do 
recipiente se este for metálico; 
• Não misturar aço com alumínio em um 
mesmo recipiente com a solução. 
EMPACOTAMENTO 
• Usar tecido de algodão cru ou musselina de algodão em 
dupla camada para embalar materiais pesados; 
• Usar papel grau cirúrgico ou kraft para materiais leves 
como gaze, drenos, fios etc.; 
• Instrumentos com juntas e cremalheiras devem ficar na 
posição aberta ou não travados; 
• Instrumentos constituídos de mais de uma parte ou com 
partes deslizantes, devem ser desmontados (ex: 
afastadores); 
• Não prender os instrumentos por elásticos ou outros 
meios, pois dificulta a circulação do calor; 
• Não apertar demais os pacotes e nem deixá-los muito 
frouxos; 
• Não usar tambores em inox, pois há dificuldade na 
circulação de ar; 
• As embalagens de pano devem ser lavadas para 
restaurar seu teor de umidade e assegurar sua 
capacidade de filtração, após cada esterilização; 
• A lavagem repetida reduz a eficiência do tecido como 
barreira antimicrobiana. 
IDENTIFICAÇÃO 
• Colocar o nome ou código do material acondicionado; 
• Colocar a data de esterilização; 
• Rubricar. 
ESTOCAGEM 
• O material deverá ser guardado em armários limpos e 
secos; 
• Fazer desinfecção dos armários semanalmente; 
• Guardar o material colocando os de data mais antiga na 
frente e os mais recentemente esterilizados atrás; 
• Se as condições ambientais da sala de estocagem 
forem rigorosamentecontroladas (temperatura e 
umidade), o material poderá permanecer estocado pelo 
prazo de 30 dias a contar da data de esterilização caso 
contrário, reprocessar o material em 7 dias. 
Materiais acondicionados em papel grau cirúrgico e 
selados pelo calor permanecem estéreis enquanto o 
invólucro estiver íntegro. 
 
 
 
14 
 
 
TESTES REALIZADOS EM ESTUFA E AUTOCLAVE 
Os testes biológicos são realizados nos aparelhos de estufa e autoclave, sendo procedimentos 
que, realmente garantem que o material foi efetivamente esterilizado. A fita teste apenas revela que o 
material passou por um processo de aquecimento, pois mesmo em baixas temperaturas a coloração do 
indicador térmico pode mudar, daí a importância do teste biológico. 
Este teste consiste na utilização de kits com meios de cultura semeados com cepas do Bacillus 
sthearothermophilus para autoclave e do Bacillus subtillis para estufa. A freqüência deste teste deverá ser 
semanal, no primeiro ciclo de esterilização dos aparelhos, devendo o material ser usado somente 48 
horas depois de esterilizado, tempo necessário para conhecer-se o resultado laboratorial. Existem novos 
testes no mercado que disponibilizam os resultados em 3 horas. 
Nos aparelhos de autoclave de auto vácuo recomendamos a realização diária do teste de Bowie e 
Dick, que mostra se a penetração do vapor atingiu adequadamente o material a ser processado. 
Existe ainda o Integrador Químico, que consiste em uma folha de alumínio e um produto químico 
sensível à temperatura e ao vapor durante a esterilização. O produto químico é projetado para fundir 
quando sujeito a um ambiente com vapor. É um teste que pode ser utilizado em todos os processos de 
esterilização à vapor, incluindo os processos à vácuo, gravidade e “flash”. Este teste indica se o material 
processado foi exposto as condições necessárias para esterilização, levando-se em conta as três 
variáveis críticas de esterilização: tempo, temperatura e vapor saturado. Deve ser realizado diariamente, 
sendo colocado em todos o pacotes a serem processados. 
 
 
 
 
 
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ROTINA DO TESTE DE BOWIE E DICK 
QUANDO COMO OBSERVAÇÃO 
♦ DIARIAMENTE. ♦ Colocar 2 fitas adesivas para 
autoclavação, dispostas em X em 
uma folha de papel não encerado; 
♦ Colocar a folha de papel entre duas 
pilhas de 14 toalhas de pano, 
passadas a ferro e dobradas em oito 
partes, formando um pacote de 25 a 
30 cm de altura; 
♦ Embrulhar este pacote e autoclavar 
a 134 - 137°C, durante 3 minutos . 
♦ Retirar o pacote do aparelho. 
♦ Verificar a fita indicadora, se esta 
apresentar listras negras uniformes, 
significa que o ar do pacote foi 
removido adequadamente. 
♦ Este teste deverá ser utilizado 
apenas em autoclave de auto vácuo; 
♦ Os teste deverão ser realizados no 
primeiro ciclo do dia; 
♦ Todos os testes deverão ser 
registrados na ficha ou livro de 
controle de resultados; 
♦ Caso não haja mudança de 
coloração da fita teste, contactar o 
serviço de manutenção para 
avaliação do aparelho. 
 
16 
 
ROTINA DE TESTE BIOLÓGICO 
QUANDO COMO OBSERVAÇÃO 
♦ Uma vez por semana; 
♦ Após manutenção do aparelho; 
♦ Suspeita de deficiência do 
equipamento; 
♦ Sempre que estiver incluída na carga 
prótese e ortese a ser esterilizada. 
♦ Identificar os tubetes (fundo, meio, 
frente, número do ciclo e número do 
aparelho esterilizador); 
♦ Fazer 03 embalagens e colocar os 
tubetes dentro do mesmo (um em 
cada embalagem); 
♦ Identificar as embalagens por fora, 
com a mesma identificação dos 
frascos de teste biológico; 
♦ Dispor os pacotes com os tubetes no 
aparelho de acordo com as posições 
identificadas; 
♦ Realizar o processo de esterilização; 
♦ Retirar os frascos do teste biológico 
das embalagens após o ciclo; 
♦ Deixar os tubetes em temperatura 
ambiente por 10 minutos; 
♦ Colocar os tubetes na incubadora. 
♦ Os testes deverão ser realizados 
no primeiro ciclo da semana; 
♦ Todos os testes deverão ser 
registrados na ficha ou livro de 
controle de resultados. 
 
 
 
 
 
17 
DESINFECÇÃO DE ARTIGOS UTILIZADOS NAS ENFERMARIAS 
MATERIAL SOLUÇÃO PROCEDIMENTO OBSERVAÇÃO 
Laringoscópio 
Água e sabão 
+ 
Álcool 70% 
♦ Fazer limpeza com água e sabão;. 
♦ Fazer fricção com álcool a 70%, por 30 
segundos. 
♦ Material ao ser colocado na solução 
deverá estar limpo e seco; 
♦ Não colocar novo material na 
solução se já estiver outro em 
processo de desinfecção; 
Cânula de Guedel 
Hipoclorito de sódio 1% 
♦ Lavar com água e sabão; 
♦ Secar e deixar imerso na solução, por 
30 minutos; 
♦ Embrulhar em campo ou compressa 
limpo. 
 
 
♦ Os recipientes com as soluções 
deverão passar pelo processo de 
desinfecção semanalmente. 
Nebulizador, máscara de nebulização 
Hipoclorito de sódio 1% 
♦ Lavar com água e sabão; 
♦ Secar e deixar imerso na solução, por 
30 minutos; 
♦ Enxaguar copiosamente. 
 
♦ Os recipientes com as soluções 
devem ser de plástico, caso sejam 
de metal, deverão conter uma 
compressa no fundo; 
Frasco de aspiração, borracha de 
aspiração 
 
- 
♦ Deverão ser trocados a cada 12 horas e 
entregues a central de material para 
♦ serem esterilizados. 
 
♦ A sub - cânula de traqueostomia, 
deverá passar pelo processo de 
desinfecção com álcool a 70%, após 
limpeza; 
Cânula de traqueostomia 
- 
♦ Cânula metálica esterilizar em 
autoclave; 
 Cânula plástica esterilizar em óxido de 
etileno. 
♦ O funcionário ao manusear a 
solução de glutaraldeído, deverá 
usar luva, máscara de filtro químico, 
avental e óculos. 
Circuito respirador, ambú, máscara de 
ventilação 
Glutaraldeído 2 % 
♦ Lavar com água e sabão, Secar, imergir 
na solução por 20 minutos; 
♦ Retirar com luva estéril , lavar com 
água estéril e secar com compressa 
estéril. 
 
 
Almotolia Hipoclorito de Sódio 1% 
♦ Lavar com água e sabão; 
♦ Secar; 
♦ Imergir na solução por 30 minutos; 
♦ Enxaguar e secar com compressa ou 
pano limpos; 
♦ Repor as soluções. 
 
 
 
18 
LIXO HOSPITALAR 
CLASSIFICAÇÃO GERAÇÃO DO RESÍDUO DESCARTE E 
ACONDICIONAMENTO 
COLETA E TRANSPORTE 
♦ Tipo A – resíduo infectante : material 
biológico ( cultura de 
microorganismos, meios de cultura, 
vacinas vencidas ou inutilizadas), 
sangue e hemoderivados e seus 
recipientes após o uso, resíduos 
cirúrgicos e anatomopatológicos, 
resíduos pérfuro-cortantes, animais 
contaminados e suas carcaças, 
resíduos de assistência ao paciente; 
♦ Tipo B – resíduo especial: resíduos 
farmacêuticos; resíduos químicos. 
♦ Tipo C - radioativos ( a gerência 
destes resíduos segue as 
especificações da CNEN – NE 6.05. 
♦ Tipo D - resíduo comum : resíduos 
gerados em áreas não críticas. 
OBS: no ambiente hospitalar iremos 
considerar apenas os resíduos do 
tipo A e tipo D. 
♦ COMUM - ÁREAS ADMINISTRATIVAS 
♦ INFECTANTES – ÁREAS DE 
ATENDIMENTO À PACIENTES. 
♦ COMUM – saco plástico comum de 
qualquer cor padronizada pelo 
hospital exceto branco leitoso e 
vermelho. 
♦ INFECTANTES: saco branco leitoso 
com simbologia internacional de risco 
biológico. 
♦ PÉRFURO-CORTANTES: em 
recipiente rígido, que não permita 
derrame de líquido existente em seu 
interior, a ser descartado junto ao lixo 
infectante. 
 
♦ Todo recipiente destinado ao 
acolhimento de resíduos deve 
possuir tampa de preferência com 
mecanismo de pedal para sua 
abertura. 
♦ O funcionário deverá usar EPI 
(Luva, gorro, máscara, avental e 
botas). 
♦ Coletar os resíduos da fonte 
geradora em intervalos regulares, 
de acordo com a necessidade do 
setor. 
♦ Recolher os sacos coletores dos 
pontos geradores sempre que 2/3 
de sua capacidade estejam 
completados. 
♦ Transportar os sacos em carros 
fechados, dotados de tampa 
evitando cruzamento com 
alimentos, roupa limpa e pessoas. 
♦ Na operação de retirada dos sacos 
dos coletores de lixo deve-se tomar 
todo cuidado para evitar seu 
rompimento. 
♦ Resíduos pérfuro-cortantes deverão 
ser desprezados em recipientes, 
rígidos reforçados, conforme 
normas ABNT. 
♦ Os sacos de lixo jamais deverão 
serdeixados em corredores, 
transportados abertos ou 
arrastados pelo chão. 
 
 
 
ROTINAS PARA O SERVIÇO DE LIMPEZA 
 
19 
O QUE QUANDO COM QUE COMO 
♦ Balde de lixo / Hamper ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão, ♦ Limpeza mecânica 
♦ Banheiro / Pias / Vaso sanitário ♦ Diariamente e se necessário 
♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a 
1% 
♦ Limpeza mecânica 
♦ Berços / Incubadora ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão e álcool a 70% 
♦ Limpeza mecânica, fricção por 
30 segundos 
♦ Camas / Macas / Colchões / Cadeira 
de rodas / Suporte de soro / Mesa de 
cabeceira / Mesa de refeição 
♦ Diariamente, após contaminação e 
após alta ou óbito 
♦ Água e sabão e álcool a 70% 
♦ Limpeza mecânica, fricção por 
30 segundos 
♦ Comadres / Papagaio / Cuba rim ♦ Após o uso e após alta ♦ Água e sabão e álcool a 70% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 
30 segundos 
♦ Filtro ar condicionado (parede) 
♦ Semanalmente, ou quando sujo ou 
após cirurgia contaminada 
♦ Água quente e sabão ♦ Limpeza mecânica com imersão 
♦ Geladeiras / Freezers / Câmaras 
frigoríficas 
♦ Semanalmente ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica 
♦ Lixeira / Escadinha ♦ Diariamente e após alta ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica 
♦ Luminária ♦ Mensalmente ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica 
♦ Piso ♦ Diariamente e após contaminação 
♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a 
1% 
♦ Limpeza mecânica 
♦ Telefone ♦ Diariamente ♦ Água e sabão e álcool a 70% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 
30 segundos 
♦ Janelas / Parede / Teto 
♦ Diariamente em áreas críticas e semi-
críticas e semanalmente nas áreas 
não- críticas 
♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica 
♦ Máquinas de carnes, frios, legumes 
etc 
♦ Diariamente 
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou 
amônio quaternário 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 
30 segundos 
♦ Bebedouro ♦ Diariamente ♦ Água e sabão e álcool 70% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 
30 segundos 
 
 
 
20 
 
ROTINA PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO DA CAIXA D' ÁGUA E CISTERNA 
FREQÜÊNCIA PROCEDIMENTO COLETA DE AMOSTRA PARA ANÁLISE 
♦ A CADA 3 MESES 
♦ Impedir a entrada da água; 
♦ Esvaziar a caixa d` água ou cisterna e vedar a saída de água; 
♦ Retirar completamente as sujidades do fundo da caixa, das 
paredes e da parte interna da tampa; 
♦ Lavar, esfregando o interior da caixa com vassoura nova, 
utilizando hipoclorito de sódio a 2 % ou hipoclorito de cálcio a 2 
%; 
♦ Deixar atuar por 30 minutos; 
♦ Enxaguar a caixa d’água ou cisterna com água corrente, retirar a 
vedação da saída ou entrada d'água, deixando que esta solução 
escorra pelo encanamento, favorecendo a limpeza também dos 
canos e torneiras; 
♦ Repetir a etapa anterior até que desapareça o cheiro 
característico do hipoclorito; 
♦ Manter fechada a caixa d’água ou cisterna de forma apropriada, 
impedindo possíveis contaminações, por pássaros ou roedores; 
♦ Depois de encher a caixa d'água ou cisterna, tratar conforme 
determinação do órgão competente (FEEMA OU CEDAE). 
Pontos de coleta de amostras: torneiras, mangueiras, expurgos, dutos e 
“ladrões”. 
♦ Água tratada: coletar em frascos estéreis, de volume aproximado de 200 ml, 
contendo Tiossulfato de Sódio a 1,8% , para inibir o cloro da água. 
♦ Água não Tratada: coletar em frascos estéreis, de volume aproximado de 
200 ml sem adição de Tiossulfato de Sódio . 
OBS: ROTULAR OS FRASCOS, IDENTIFICANDO OS PONTOS DE COLETA, 
DATA E RUBRICA DO RESPONSÁVEL PELA COLETA. 
PROCEDIMENTO: 
♦ Proceder lavagem das mãos; 
♦ Desinfetar a torneira com algodão embebido em álcool a 70%; 
♦ Abrir a torneira e deixar a água escoar por 02 (dois) minutos; 
♦ Colher a amostra em vidro estéril, abrir exatamente no momento de coleta, 
 tendo o cuidado para não tocar nas bordas; 
♦ Coletar a água de modo que o frasco coletor fique com o nível de água 
acima da metade (até 2/3 do volume total); 
♦ Fechar o frasco com a própria tampa e vedá-lo com fita adesiva ou 
esparadrapo, para evitar que a amostra derrame; 
♦ Cobrir a tampa com papel protetor e amarrá-la com barbante; 
♦ Identificar o frasco com data, hora, procedência, cidade, município, 
responsável pela coleta, telefone e endereço; 
TRANSPORTE: 
♦ Amostras transportadas à temperatura ambiente: o intervalo de tempo entre 
a coleta e a chegada ao laboratório não poderá ser superior a 06 (seis) 
horas; 
♦ Amostras transportadas sob refrigeração: o intervalo de tempo entre a 
coleta e a chegada ao laboratório não poderá ser superior a 24 (vinte e 
quatro) horas. A embalagem deverá conter gelo em sacos plásticos , 
acondicionados de tal forma que não molhem ou danifiquem o papel 
protetor do frasco; 
♦ Poços, cisternas,caixas d` água, mananciais, fontes, carros-pipa, 
recipientes e estruturas que acondicionem grandes volumes; 
♦ Lavar as mãos com água e sabão ; 
♦ Desinfetar um recipiente de cabo longo (conchas, panelas) com algodão 
embebido em álcool à 70%; 
♦ Introduzir na água o recipiente de coleta com a superfície de apoio voltada 
para cima; 
♦ Virar o recipiente de coleta para a posição normal somente quando o 
mesmo estiver aproximadamente 20 cm em baixo do nível d’água; 
♦ Trazer o recipiente de coleta para a superfície e transferir a amostra 
imediatamente para o frasco coletor, seguindo os procedimentos acima 
descritos. 
SUGERIMOS QUE SEJA COLOCADO SISTEMA DE FILTRAGEM NA 
ENTRADA D'ÁGUA DOS HOSPITAIS. 
 
 
21 
 
 
ROTINA PARA CONTROLE DE PRAGAS (DESRATIZAÇÃO E DESINSETIZAÇÃO) 
LOCAIS PREPARO OBSERVAÇÃO 
♦ Todas as áreas internas; 
♦ Toda a área externa; 
♦ Todas as caixas de esgoto. 
♦ Esvaziar armários, gavetas e outros 
móveis; 
♦ Afastar todos os móveis da parede, o 
suficiente para passagem de uma 
pessoa; 
♦ Proteger adequadamente com sacos 
plásticos medicamentos, material de 
trabalho, material médico-cirúrgico, 
utensílios em geral do serviço de 
nutrição e dietética; 
♦ Retirar todos os produtos alimentícios, 
inclusive latarias; 
♦ Realizar limpeza das superfícies; 
♦ Em áreas críticas, não-críticas e 
semi-críticas realizar esta rotina, a 
cada 2 meses. Em áreas de 
alimentos, realizar esta rotina a 
cada mês. Em áreas altamente 
infestadas, realizar esta rotina por 3 
semanas consecutivas; 
♦ O produto deve ser manipulado 
e/ou aplicado com uso de 
equipamento de proteção individual 
(calçados e luvas impermeáveis, 
avental de manga comprida e 
máscara com filtro químico); 
♦ A limpeza do local deverá ser feita 
com varredura úmida e, sempre que 
possível, ser retardada ao máximo, 
após o processo para que se 
obtenha um melhor efeito. 
 
 
 
 
 
 
22 
 
 
PRECAUÇÃO 
PRECAUÇÃO PADRÃO PRECAUÇÃO COM AR PRECAUÇÃO COM PERDIGOTOS 
OU GOTÍCULAS 
PRECAUÇÃO DE CONTATO 
♦ Deve ser adotada na manipulação de 
sangue, fluídos corporais, secreções, 
excreções (exceto suor), pele não 
íntegra e mucosas; 
Compreendem: 
♦ Lavagem das mãos antes e após 
contato com o paciente e antes e 
após usar luvas; 
♦ Uso de EPI - luvas não estéreis, 
avental, máscara e protetor ocular; 
♦ Uso da vacina contra hepatite B. 
♦ Indicada para pacientes portadores de 
microorganismos transmitidos por 
partículas (< 5µ) que ficam em 
suspensão no ar por longos períodos e 
que podem ser dispersadas a longas 
distâncias e inaladas por hospedeiro 
suscetível. 
Compreende: 
♦ Precaução padrão; 
♦ Quarto privativo (com banheiro e pia ), as 
portas deverão permanecer sempre 
fechadas. O ideal é utilizar no quarto 
sistema de ventilação com pressão de ar 
negativa (instalação de exaustor que 
retira ar do ambiente e lança para o 
exterior do prédio), com seis trocas de 
ar/hora; 
♦ Máscaras que retenham quantidade igual 
ou maior que 95% de partículas menores 
que 1 µ (micra). 
 
Indicada para pacientes portadores de 
microorganismos transmitidos por 
estruturas (≥5µ) que ficam em suspensão 
no ar e percorrem curtas distâncias (até1 
m). Estas podem ser geradas durante a 
tosse, fala, espirro ou durante a realização 
de procedimentos como a aspiração e 
broncoscopia.Compreende: 
♦ Precaução padrão; 
♦ Quarto privativo; 
♦ Máscaras cirúrgicas. 
♦ Indicada para pacientes 
portadores de microorganismos 
transmitido pelo contato direto ou 
indireto. É a mais importante e 
mais freqüente via de 
transmissão das infecções 
hospitalares. 
Compreende: 
♦ Precaução padrão; 
♦ Quarto privativo (com banheiro e 
pia); 
♦ Luvas e avental de mangas 
compridas. 
 
 
 
 
 
 
23 
ALGUMAS DOENÇAS E DURAÇÃO DAS MEDIDAS DE PRECAUÇÃO 
PRECAUÇÃO COM AR PRECAUÇÃO COM GOTÍCULAS OU 
PERDIGOTOS 
PRECAUÇÃO DE CONTATO 
♦ Varicela - Até secagem das lesões. Manter 
por 10 dias em pacientes imunodeprimidos; 
 
♦ Herpes disseminado - Até fase de crosta; 
 
 
♦ Tuberculose pulmonar e laríngea - Até 15 
dias após o início do tratamento; 
 
♦ Sarampo – Até 7 dias após o aparecimento 
do exantema. Pacientes imunodeprimidos, 
deverão permanecer com a precaução até o 
término da doença. 
♦ Meningite por meningococo e por 
Haemophilus / Faringite / Escarlatina- 24 
horas de terapia; 
♦ Caxumba - Até desaparecimento da 
enduração; 
♦ Rubéola - Após o sétimo dia do exantema; 
♦ Coqueluche - 5 dias; 
♦ Difteria - até 2 culturas negativas com 
intervalo de 24 horas ; 
♦ Mycoplasma - Durante a internação; 
♦ Adenovírus/ Influenza / Parainfluenza - 
Durante a internação; 
♦ Parvovírus B- 19 - Sete dias. 
 
 
 
♦ Bactérias Multirresistentes - durante 
internação ou cultura negativa para o agente; 
♦ Escabiose / Impetigo / Pediculose - 24 
após início da terapia; 
♦ Rubéola congênita - até um ano; 
♦ Hepatite A, em paciente com incontinência 
fecal e/ou urinária - Durante internação; 
♦ Varicela / Herpes Disseminado - Até fase de 
crosta; 
♦ HIV - durante internação; 
♦ Ferida drenante - Durante internação; 
♦ Clostridium difficile - Durante internação; 
♦ Febres hemorrágicas / Conjutivite viral / 
Pseudomonas / Bronquiolite / - Durante 
internação. 
 
 
 
 
 
 
24 
ORIENTAÇÕES PARA COLETA DE MATERIAL 
REGIÃO COLETA CONSERVAÇÃO OBSERVAÇÃO 
Feridas superficiais, 
cirúrgicas, abcessos e 
fistulas 
♦ Remover crostas e exudatos com gaze 
estéril; 
♦ Fazer limpeza exaustiva com jato de soro 
fisiológico a 0,9 % ; 
Colher o material nas camadas mais 
profundas. 
♦ O swab deve ser colocado em meio de 
transporte fornecido pelo laboratório. 
♦ Sempre que possível, obter cultura 
antes da administração de 
antimicrobianos. 
 
Secreção de naso e 
orofaringe 
♦ Remover as placas ou pus; 
♦ Colher material em áreas com hiperemia, 
adjacentes aos pontos de supuração sobre 
as amígdalas e faringe. 
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório ♦ Evitar sempre o pus. 
Secreção de mucosa 
ocular, ouvido e 
genitália 
♦ Remover com gaze estéril a secreção 
superficial; 
♦ Colher o material da região; 
♦ Fazer bacterioscopia. 
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório ♦ Para hemoculturas contactar 
sempre o laboratório pela 
diversidade de métodos. 
Urina 
♦ Fazer higiene da genitália com água e sabão, 
secar com compressa estéril 
♦ Desprezar o primeiro jato e o último jato sem 
interromper, colher o jato médio; 
♦ Em crianças o saco coletor deverá ser trocado 
a cada 30 minutos, fazendo-se nova 
higienização. 
♦ Encaminhar ao laboratório no prazo 
máximo de 1 hora. 
 
 
Sangue 
♦ Fazer anti-sepsia da pele com PVP-I tópico 
♦ Colher 10ml de sangue em 3 frascos para o 
paciente, sem uso de antimicrobianos e 4 para 
o paciente em uso de antimicrobianos ou 
imunodeprimidos. Em crianças, colher 5ml de 
sangue em 2 frascos. Em recém-nascidos 
colher 0,5 a 1 ml, uma única amostra. 
♦ Colher as amostras com intervalo mínimo de 20 
minutos, não excedendo o período de 24 horas. 
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório 
ou conservar em estufa a 35ºC. 
 
Líquor 
♦ Fazer degermação local com PVP-I 
degermante, retirar excesso com SF 0,9%, 
fazer antisepsia com PVP-I alcóolico, usar 
campo fenestrado , luva estéril e máscara; 
♦ Colher em tubo de ensaio estéril;. 
♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório. 
 
 
 
 
25 
CURATIVOS 
TIPO DE FERIDA O QUE USAR COMO FAZER ATENÇÃO 
Limpa ♦ Limpar com água e 
sabão. 
♦ Vide quadro de 
produtos mais 
utilizados em 
curativos. 
♦Encaminhar o paciente ao banho; 
♦Lavar o local com água e sabão; 
♦Secar com gaze estéril; 
♦Usar produto de escolha; 
♦Cobrir com gaze sem vedar; 
♦Colocar esparadrapo em volta da gaze. 
♦ As soluções das almotolias, deverão ser 
renovadas a cada 48 / 48 horas. As 
almotolias deverão passar pelo processo 
de desinfecção: lavar com água e sabão, 
esperar secar e imergir em hipoclorito de 
sódio a 1% por 30 minutos, enxaguar e 
secar com compressa limpa. Evitar 
completar o volume sem desprezar o 
resíduo; 
Cirúrgica limpa ♦ Limpar com água e 
sabão. 
♦ Vide quadro de 
produtos mais 
utilizados em 
curativos. 
⇒ Manter o curativo cirúrgico nas primeiras 24 
horas, após este prazo proceder conforme 
descrição abaixo: 
♦ Encaminhar o paciente ao banho; 
♦ Lavar o local com água e sabão; 
♦ Secar com gaze estéril; 
♦ Usar produto de escolha; 
♦ Deixar exposta, não cobrir. 
 
♦ Curativos contaminados deverão ser 
feitos após os curativos não 
contaminados; 
♦ Trocar o curativo quando estiver úmido; 
♦ Curativos com açúcar deverão ser 
trocados de 8 / 8h, até que não haja 
mais secreção. Não havendo mais 
secreção proceder troca a cada 24h; 
♦ Não conversar, durante o procedimento; 
Cirúrgica 
contaminada, 
úlceras e 
escara com 
secreções e/ou 
tecido 
necrosado 
♦ Limpar com Soro 
fisiológico. 
♦ Vide quadro de 
produtos mais 
utilizados em 
curativos. 
♦Lavar o local com soro fisiológico em jato 
(utilizar seringa de 20ml e agulha de grosso 
calibre); 
♦ Secar com gaze estéril ; 
♦ Usar produto de escolha; 
♦Cobrir com gaze estéril. 
♦ Usar EPI (luvas, máscara, avental e 
capote), em caso de contato com 
matéria orgânica; 
♦Lavar as mãos antes e depois de cada 
procedimento. 
 
 
 
PRODUTOS MAIS UTILIZADOS EM CURATIVOS 
 
26 
PRODUTO CARACTERÍSTICAS INDICAÇÕES OBSERVAÇÕES 
Alginatos 
Conseguem absorver até 20 vezes o seu peso em 
fluido; promovem ambientes úmidos; auxiliam o 
desbridamento e ajudam a proteger o tecido novo; 
fazem o desbridamento autolítico de tecido macio 
ou crosta, mas não desbridam feridas com 
excesso de tecido necrótico; propiciam a 
hemostase em feridas hemorrágicas; reduzem a 
troca de curativos. 
Úlceras de pressão de estágios II a IV; 
úlceras venosa; feridas cirúrgicas, úlceras de 
diabetes; queimaduras; escoriações, 
lacerações e escaras. 
Antes de aplicar o curativo, lavar a ferida com soro fisiológico, 
secar a pele ao redor mas não secar o leito da ferida; adequar o 
curativo ao tamanho da ferida; cobrir o alginato com o curativo 
adequado e fixar no local; não deixar por mais de 7 dias; trocar 
quando o exudato atingir o curativo secundário; o alginato pode 
ser usado em feridas infectadas, desde que seja trocado pelo 
menos uma vez ao dia, enquanto a infecção estiver presente. 
Hidrocolóide 
Apresenta-se sob as formas de placa de 
poliuretano, pasta e grânulos. Acelera a 
reepitelização e evita as possíveis lesões dos 
tecidos na troca de curativos; estimula a ação de 
enzimas desbridantes do organismo, facilita o 
desenvolvimento do tecido de granulação. 
 Placa de poliuretano - Prevenção de escara 
de decúbito; úlceras de decúbito estágios I e 
II; úlceras com estase venosa; úlceras 
arteriais e diabéticas; queimaduras; ferida 
sem infecção; abrasões e esfolados 
superficiais; 
Pastas - feridas não infectadas profundas e 
irregulares; 
Grânulos - feridas não infectadas profundas e 
altamente exsudativas. 
Lavar a ferida com soro fisiológico, antes de aplicar o curativo; a 
freqüência de troca deve ser avaliada de acordo com a evolução 
da ferida, podendo permanecer por até 7 dias. 
Papaína 
Encontrada em forma de pasta, pó e líquida, 
possuindo ação bactericida e desbridante através 
de enzima proteolítica. 
Utilizada em feridas necróticas e em 
presença de fibrina. 
Lavar a feridaantes de aplicar o curativo com soro fisiológico; ela 
é contra indicada na lesão isquêmica, por levar a dor devido a 
irritação das terminações nervosas; a forma em pó tem um 
período de ação de 20 minutos o que leva a freqüentes trocas, já 
a forma em pasta tem ação de 24 horas. 
Colagenase Possui ação desbridante e fibrinolítica. Utilizada em lesões isquêmicas e feridas necróticas. Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico. 
Carvão ativado com prata 
Possui ação bactericida, com grande grau de 
absorção de exudato, não é aderente a pele, 
preserva o tecido epitelial e elimina o odor de 
feridas infectadas. 
Feridas infectadas, devendo ser usado no 
período de 3 a 5 dias. 
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico. 
Açúcar 
Não é absorvido pela lesão; diminui edema local; 
melhora a oxigenação e irrigação dos tecidos 
perilesionais, tem ação desbridante; estimula 
formação de macrófagos; desenvolve a 
maturação do tecido de granulação. 
Feridas infectadas. 
É contra-indicado em lesões isquêmicas; é indispensável a 
limpeza, o desbridamento e boa hemostasia da lesão; deverá ser 
realizada a troca de 6 / 6 ou de 8 / 8 h, até que as feridas não 
sejam mais secretantes, aumentado-se o intervalo de troca de 12 
/ 12 ou de 24 / 24h. 
Polivinilpirrolidona-Iodo 
PVP-I 
Efetivo contra bactérias multirresistentes, reduz a 
microbiota da pele em 92 a 96% em seis 
aplicações sucessivas, encontrado sob a forma 
PVP-I aquoso, PVP-I degermante e PVP-I 
alcoólico. 
PVP-I aquoso - Feridas infectadas; 
PVP-I degermante – degermação da pele; 
PVP-I alcoólico – feridas cirúrgicas limpas. 
Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico. 
 
PVP-I deverá ser acondicionado em frasco escuro ou opaco. 
Ácidos graxos 
Estimula a formação do tecido de granulação 
através de ação quimiotática e promove a 
diferenciação epidérmica, acelerando o processo 
de cicatrização . 
Feridas infectadas ou sem infecção. Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico. 
 
27 
 
ORIENTAÇÕES PARA USO DE CATETERES 
CATETER SÍTIO DE INSERÇÃO FREQUÊNCIA DE TROCA OBSERVAÇÃO 
Venoso periférico ♦ Adulto: preferencialmente dorso da mão, evitar 
membros inferiores; 
♦ Crianças: couro cabeludo mão ou pé. 
♦ Adultos a cada 72 horas; 
♦ Crianças não há recomendações. 
♦ Proceder degermação das mãos, e 
anti-sepsia com álcool a 70% no 
sítio de inserção para utilização de 
cateter venoso periférico; 
 
Arterial periférico e 
dispositivo de 
manutenção pressórica 
(PIA) 
♦ Preferencialmente artéria radial. 
♦ Adultos: a cada 4 dias; 
♦ Crianças: não há recomendações; 
♦ Dispositivos de monitoramento: a cada 4 dias. 
♦ Proceder escovação cirúrgica das 
mãos e sítio de inserção com PVP-I 
degermante. Em recém-nascidos 
usar clorhexidine por 2 minutos. 
♦ Usar também paramentação 
cirúrgica para os demais cateteres; 
Linha média ou 
mediano 
♦ Veias antecubitais. 
♦ Não há recomendação. 
 
♦ Equipo deverá ser trocado a cada 
72 horas ou imediatamente após 
infusão de sangue e derivados ou 
de lipídeos; 
Venoso central (não-
tunelizado e tunelizado 
/ implantável) 
♦ Preferencialmente: 
♦ Veia subclávia; 
♦ Femural; 
♦ Jugular interna. 
♦ Não-tunelizado: não trocar de rotina, apenas 
com suspeita de infecção; 
 
♦ Tunelizados: não há recomendação. 
 
♦ Trocar curativos, apenas se estiver 
úmido ou desprendido; 
♦ Utilizar apenas solução salina 
heparinizada no circuito de 
monitoração pressórica; 
Venoso central 
inserido 
perifericamente 
(incluindo epicutâneo) 
♦ Adultos: veias cefálica ou basílica; 
 
♦ Recém-nascido: veias cefálica, basílica, 
temporal, femural; 
♦ Não há recomendação, trocar apenas na 
suspeita de infecção. 
♦ Não usar pomadas 
antimicrobianas no curativo; 
♦ Nutrição parenteral deverá correr 
no máximo em 24 horas. 
Arterial (Swan-Ganz) 
♦ Preferencialmente: 
♦ Veia sublcávia; 
♦ Femural; 
♦ Jugular interna. 
♦ A cada 5 dias. 
Umbilical 
♦ Veias umbilicais. ♦ Não há recomendações. 
 
 
 
28 
 
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO EM TRATO URINÁRIO 
♦ Usar técnica asséptica; 
♦ Escolher sonda de menor calibre para cada paciente; 
♦ Introduzir a sonda sem traumatizar a uretra; 
♦ Usar sistema fechado de drenagem urinária; 
♦ Trocar todo o sistema em caso de obstrução; 
♦ Fazer drenagem regular da bolsa coletora de forma asséptica; 
♦ Usar frasco coletor de urina exclusivo para cada paciente; 
♦ Não se faz necessária a troca periódica da sonda vesical de demora, exceto em pacientes com bexiga neurogênica ou 
problemas neurológicos, devendo ser utilizado cateterismo intermitente; 
♦ Observar para que não ocorra desconexão da sonda e do tubo coletor; 
♦ Não fazer irrigação; 
♦ Fazer degermação das mãos antes e após qualquer procedimento com a sonda; 
♦ Para coleta de urina de pequeno volume: limpar a parte distal do cateter com álcool a 70% por 30 segundos e aspirar com 
seringa estéril. Para grandes volumes, fazer coleta assepticamente na bolsa coletora; 
♦ Culturas de urina colhidas através de catéteres instalados por períodos maiores que 3 dias tem pouco valor, já que os 
mesmos são colonizados especialmente por Cândida, Pseudomonas e Staphylococcus. 
 
 
 
 
 
29 
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO EM FERIDAS CIRÚRGICAS 
PRÉ - OPERATÓRIO TRANSOPERATÓRIAS PÓS - OPERATÓRIO ANTIBIÓTICO PROFILÁTICO 
♦ Tratar doenças associadas 
antes da intervenção 
cirúrgica; 
♦ Internar o paciente o menor 
tempo possível antes do 
procedimento; 
♦ Fazer tricotomia apenas se 
necessário 2 horas antes do 
procedimento, por tonsura ou 
poda dos pêlos; 
♦ Encaminhar o paciente ao 
banho de aspersão. Usar 
sabão comum. 
♦ Em caso de cirurgias que 
requeiram próteses utilizar 
sabão anti-séptico no banho 
do paciente. 
♦ Realizar a cirurgia o mais rápido 
possível, dentro dos limites 
aceitáveis de segurança; 
♦ Usar gorro, máscara, capote, 
avental e propés ; 
♦ Fazer degermação das mãos com 
PVP-I degermante usando escovas 
de cerdas macias, atingindo dorso 
das mãos, espaços interdigitais, 
leitos subungueal, estendendo-se 
até antebraços e cotovelos; 
♦ Fazer degermação da pele do 
campo operatório, lavando-o com 
PVP-I degermante, enxaguar com 
solução fisiológica a 0,9% e secar 
com gaze ou compressa estéril; 
♦ Fazer anti-sepsia da pele do campo 
operatório com solução alcoólica de 
PVP-I. 
♦ A clorhexidine poderá ser usada em 
caso de alergia ao iodo. 
♦ Estimular a deambulação ; 
♦ Orientar o paciente a realizar 
exercícios respiratórios; 
♦ Retirar curativo cirúrgico após 
24 horas e não cobrir. 
 
♦ É importante que se 
conheçam os microorganismos 
que provavelmente vão 
contaminar a ferida cirúrgica e 
sua sensibilidade ao antibiótico; 
♦ Administrar o antibiótico em 
tempo apropriado, antes do 
início da cirurgia na indução 
anestésica; 
♦ Em caso de indicação de 
antibióticoprofilaxia não 
estender a profilaxia por mais 
de 48 horas; 
♦ Os benefícios da 
antibioticoprofilaxia devem ser 
maiores do que o risco. 
 
 
 
 
 
30 
PREVENÇÃO DE INFECÇÃO RESPIRATÓRIA 
MANIPULAÇÃO DE 
EQUIPAMENTOS 
CUIDADOS NA ASPIRAÇÃO PREVENÇÃO DE INFECÇÃO 
CRUZADA 
PREVENÇÃO DE 
PNEUMONIA ENDÓGENA 
♦ Lavar as mãos antes e depois 
da manipulação; 
♦ Fazer troca do circuito do 
respirador semanalmente. 
♦ Drenar e descartar qualquer 
líquido condensado e 
acumulado nos tubos de 
ventiladores mecânicos. 
 
♦ Lavar as mãos antes e depois 
do procedimento; 
♦ Usar máscara durante o 
procedimento; 
♦ Usar luva estéril; 
♦ Usar cateter estéril de uso 
único; 
♦ Usar somente líquido estéril 
de uso único para remover 
secreções de cateter de 
aspiração; 
♦ Trocar o látex de aspiração de 
um paciente para outro 
(deverão ser substituídos a 
cada 12 horas por outro 
esterilizado). 
♦ Lavar as mãos após contato 
com mucosas, secreções 
objetos contaminados, mesmo 
usando luvas; 
♦ Usar luvas para manusear 
objetos contaminados e 
secreções; 
♦ Usar capote quando se 
antecipar a possibilidadede 
sujar-se com secreções 
respiratórias de um paciente e 
trocar o capote antes de ter 
contato com outro paciente. 
♦ Interromper a nutrição 
enteral e remover 
dispositivos o mais precoce 
possível; 
♦ Manter cabeceira do leito 
elevada (30 - 45º); 
♦ Verificar rotineiramente a 
posição da sonda enteral; 
♦ Avaliar a motilidade 
intestinal; 
♦ Usar agente para profilaxia 
de úlcera de estase se 
necessário. 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 
 
ORIENTAÇÃO PARA CONTROLE DE MRSA 
PRECAUÇÕES DESCOLONIZAÇÃO OBSERVAÇÕES 
⇒⇒⇒⇒ Isolamento técnico: 
♦ A mais importante medida de controle ao 
MRSA, é a lavagem das mãos . 
♦ Staphylococcus MRSA, oferece risco 
maior de doença para o paciente 
internado. 
♦ O funcionário que for prestar cuidado ao 
paciente deverá lavar as mãos antes e 
depois de qualquer cuidado ao paciente, 
usar avental quando for realizar 
procedimentos que exijam maior proximidade 
com o paciente e luvas, que deverão ser 
desprezados em sacos plásticos. 
♦ Os artigos usados nos cuidados com o 
paciente como : bacia, pinça, etc., deverão 
ser ensacados com identificação e 
encaminhados a central de material. 
♦ Somente descolonizar pacientes que 
estejam em unidades coletivas (CTI, CTQ 
e com alto índice de manipulação). 
♦ O paciente deverá tomar banho diário 
com clorhexidine durante 5 dias 
consecutivos e usar pomada de muporicin 
em região das fossas nasais 3 vezes ao 
dia durante 5 dias. 
♦ No 5º dia, interromper descolonização e 
após 48 horas colher swab de controle, 
caso amostra seja positiva, repetir 
descolonização. 
Observação: O paciente deverá ser 
mantido em isolamento de contato até 
resultado da amostra. 
 
⇒⇒⇒⇒ Deverão ser colhidos swab de nasofaringe 
e orofaringe apenas de pacientes que 
tiverem contato com outros portadores do 
MRSA. 
 
⇒ Deverão ser colhidos swab de nasofaringe 
e orofaringe de pacientes que venham 
transferidos de outras unidades de risco 
como: CTI, CTQ, hemodiálise e ortopedia 
ou tenham estado nessas unidades nos 
últimos 30 dias, no momento da internação 
e de 7 (sete) em 7 (sete) dias durante toda 
internação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
32 
PREPARO DE NUTRIÇÃO PARENTERAL (NPT) 
ÁREA FÍSICA, INSTALAÇÃO E 
EQUIPAMENTOS 
PREPARO DAS AMPOLAS TÉCNICA DE PREPARO CONTROLE 
MICROBIOLÓGICO 
Área física e instalações deverão estar em 
conformidade com a Portaria 272, de 8 de 
abril de 1998 do MS. 
CAPELA DE FLUXO LAMINAR: 
♦ Checar seu funcionamento a cada seis 
meses, mediante testes de contagem de 
partículas, velocidade do ar e avaliação 
do filtro HEPA ; 
♦ Fazer limpeza com água e sabão 
seguida de fricção com álcool a 70% por 
30 segundos, antes e depois da 
manipulação. 
♦ Retirar os frascos e ampolas das 
embalagens externas, fora da área de 
preparo; 
♦ Anotar os números de lotes dos 
componentes e correlatos; 
♦ Inspecionar os componentes materiais, 
assegurando-se de que estes não 
possuem defeitos; 
♦ Imergir as ampolas em álcool a 70% ; 
♦ Fazer desinfecção dos frascos com álcool 
a 70% por fricção. 
♦ Ligar a câmara de fluxo laminar 60 minutos 
antes do início da preparação; 
♦ Colocar todo material necessário na sala de 
preparo, previamente descontaminado, e em 
quantidade suficiente paro o preparo diário das 
soluções; 
♦ Proceder a degermação das mãos e antebraço 
com PVP-I degermante; 
♦ Retirar agulhas, seringas e equipos de suas 
embalagens no interior da capela de fluxo 
laminar; 
♦ Usar paramentação cirúrgica ( gorro, máscara, 
capote, luva estéril e propés); 
♦ Inspecionar a solução nutritiva, identificando 
incompatibilidade e presença de partículas. 
Filtrar a solução antes do lacre se necessário; 
♦ Rotular a solução com: nome completo e 
número de registro do paciente, composição da 
NPT, data do preparo e assinatura do 
farmacêutico, nome do médico solicitante, 
horário de início, término e velocidade de 
gotejamento, data de validade da solução; 
♦ Armazenar os frascos de NPT em refrigerador a 
temperatura de 4°C, por 48 horas. 
 
♦ Realizar diariamente em 
amostras com quantidades 
representativas dos volumes 
preparados no período (√n+1) ; 
♦ As amostras para contra prova 
de cada NPT preparada, devem 
ser conservadas sob 
refrigeração (2 a 8°C), durante 7 
dias após seu prazo de validade; 
♦ Fazer novos testes 
microbiológicos quando na 
mudança da rotina de preparo 
ou quando na suspeita de 
contaminação; 
Testes requeridos: 
♦ As amostras representativas, 
deverão ser enviadas ao 
laboratório de microbiologia para 
que os testes de esterilidade 
possam ser efetuados; 
♦ Controle microbiológico 
ambiental por placa de contato. 
♦ Somente são válidas para fins 
de avaliação microbiológicas as 
NPT nas suas embalagens 
originais e invioladas ou suas 
correspondentes amostras. 
ROTINAS PARA O SERVIÇO DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA 
SANITIZAÇÃO DE 
ALIMENTOS 
LACTÁRIO NUTRIÇÃO ENTERAL BANCO DE LEITE 
♦ Usar luvas, gorro, na preparação 
♦ Usar luva, gorro, máscara e propés em todo 
e qualquer procedimento com alimentos; 
♦ Usar luva estéril, máscara para boca e 
nariz, gorro e propés; 
♦ Não usar adereços; 
 
33 
de alimentos críticos (maionese, 
cremes e molhos) e usar máscara 
para nariz e boca na manipulação 
de alimentos prontos; 
♦ Não usar adereços; 
♦ Proceder lavagem das mãos e 
antebraço; 
♦ Limpar com água e sabão todas 
as superfícies e equipamentos; 
♦ Lavar com água e sabão as 
embalagens de leite antes de 
abrir o saco ou caixa de leite; 
♦ Lavar em água corrente, 
verduras, legumes e frutas, e 
imergir em solução de hipoclorito 
de sódio à 0,02% por 15 minutos; 
♦ Não utilizar tábuas de carne e 
instrumentos de madeira, 
preferindo os de PVC que são de 
fácil limpeza; 
♦ Colher amostras diárias das 
preparações que deverão ser 
guardadas por 3 dias em 
refrigeração, para serem 
analisadas em caso de 
toxinfecção. 
♦ Não usar adereços; 
♦ Proceder lavagem das mãos e antebraços, 
com escovação das unhas com sabão 
antisséptico; 
♦ Limpar com água e sabão e fazer 
desinfecção com álcool a 70% por fricção de 
toda superfície de trabalho antes e depois de 
cada sessão de manipulação; 
♦ Usar campo estéril para forrar as bancadas 
que serão utilizados no preparo; 
♦ Fazer limpeza com água e sabão e 
desinfecção com álcool a 70% de todas as 
embalagens e insumos, antes da entrada na 
sala de manipulação; 
♦ Mamadeiras após limpeza com água e 
sabão, deverão ser esterilizadas em 
autoclave; 
♦ Bicos de mamadeiras e aros após limpeza 
com água e sabão deverão sofrer 
desinfecção com hipoclorito de sódio a 1% 
por 30 minutos, procedendo enxágüe 
abundante; 
Obs: Caso não seja possível autoclavar as 
formulações, deverão ser fervidos o leite e a 
água por 20 minutos; o leite materno deverá 
ser pasteurizado (aquecer a 62,5°C por 30 
minutos, e em seguida resfriar rapidamente à 
temperatura de 5°C). Todos os utensílios 
utilizados deverão ser submetidos a 
desinfecção com hipoclorito de sódio a 1% 
por 30 minutos. 
♦ Colher amostras das fórmulas preparadas, 
escolhidas ao acaso 1 vez por semana, para 
controle microbiológico; 
♦ Estocar em refrigerador a temperatura de 2 a 
4°C, devendo ser realizado o controle de 
temperatura e calibragem; 
♦ Usar em 24 horas. 
♦ Não usar adereços; 
♦ Proceder lavagem das mãos e antebraços, 
com sabão antisséptico; 
♦ Limpar com água e sabão e fazer 
desinfecção com álcool a 70% de toda 
superfície de trabalho antes e depois de 
cada sessão de manipulação; 
♦ Limpar com água e sabão e fazer 
desinfecção com álcool a 70% de todas as 
embalagens e insumos de nutrição enteral 
industrializada; 
♦ Usar água potável ou fervida por 20 
minutos; 
♦ Seguir as recomendações do fabricante 
quanto à conservação dos produtos 
utilizados; 
♦ Na administração intermitente - quantidade 
prescrita para cada administração; 
♦ Na administração contínua, infundir 
quantidades suficientes de acordo com as 
seguintes especificações: fórmulas 
artesanais até 4 horas; fórmulas 
reconstituídasa partir do pó até 6 horas, 
fórmulas industriais líquidas até 8 horas; 
sistema fechado até 24 horas ; 
♦ Colher aleatoriamente amostras para 
avaliação microbiológica, no início e fim de 
uma sessão de manipulação. 
Obs: O tempo de estocagem deverá ser de 
24 horas em refrigerador a temperatura de 2 
a 8°C. 
Na infusão de dieta por sonda, a mesma 
não deve ficar mais de 4 horas no ambiente, 
o recipiente que contém a dieta para 
infusão deve ser trocado a cada 4 horas. As 
preparações deverão ser acondicionadas 
em recipientes estéreis e atóxicos. 
 
 
♦ Lavar as mãos, antebraços e fazer a 
escovação das unhas com sabão 
antisséptico; 
♦ Usar luvas para o procedimento de 
ordenha; 
♦ Após limpeza com água e sabão, 
esterilizar em autoclave os frascos 
para o acondicionamento do leite ; 
♦ Fazer desinfecção com álcool a 70% 
ou hipoclorito de sódio a 1 % de todos 
os utensílios; 
♦ A coleta deve ser conduzida de 
acordo com os procedimentos 
técnicos e higiênicos sanitários 
referente a operação e a doadora 
deve ser previamente orientada sobre 
tal procedimento; 
♦ Pasteurizar o leite após a coleta , e 
acondicionar em embalagem estéril; 
♦ Colher aleatoriamente amostras para 
avaliação microbiológica após a 
pasteurização 1 vez por semana; 
♦ Estocar o leite materno, em 
refrigerador, freezer ou congelador 
exclusivo, observando os períodos 
aqui estabelecidos: no refrigerador 
48hs, congelado 6 meses, liofilizado 1 
ano; 
♦ Doadoras e seus filhos devem ter seu 
estado nutricional e de saúde, 
controlados regularmente pela equipe 
de saúde do banco de leite. 
 
34 
 
 ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA 
CUIDADOS COM EQUIPAMENTOS E UTENSÍLIOS 
O QUE QUANDO COM QUE COMO 
♦ Instrumentais não cortantes ♦ Após o uso 
♦ Água e sabão e esterilização (ver capítulo 
esterilização de material) 
♦ Limpeza mecânica e esterilizar 
♦ Instrumentais de corte ♦ Após o uso 
♦ Água e sabão e esterilização (ver capítulo 
esterilização de material) 
♦ Limpeza mecânica e esterilizar 
♦ Óculos de proteção ♦ Após o uso ♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e expor por 30 
minutos na solução. 
♦ Refletor e Rx ♦ Após o uso 
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou 
hipoclorito sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 
segundos com álcool a 70% ou expor 
por 30 minutos em hipoclorito sódio a 
1%. 
♦ Pontas (alta rotação, micro motor, seringa 
tríplice, ultra som e fotopolimerizador), 
placa de vidro e saca broca 
♦ Após o uso 
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou 
hipoclorito sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 
segundos com álcool a 70% ou expor 
por 30 minutos em hipoclorito sódio a 
1%. 
♦ Cuspideira 
♦ Após o uso de cada paciente 
♦ Obs.: Fazer limpeza semanal com 
desencrostante 
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou 
hipoclorito sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 
segundos com álcool a 70% ou expor 
por 30 minutos em hipoclorito sódio a 
1%. 
♦ Bancadas ♦ Diariamente e sempre que necessário 
♦ Água e sabão, álcool a 70% ou 
hipoclorito sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 
segundos com álcool a 70% ou expor 
por 30 minutos em hipoclorito sódio a 
1%. 
♦ Cadeira ♦ Diariamente e após contaminação 
♦ Água e sabão, álcool a 70% ou 
hipoclorito sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 
segundos com álcool a 70% ou expor 
por 30 minutos em hipoclorito sódio a 
1%. 
♦ Equipo ♦ Diariamente e após contaminação 
♦ Água e sabão e álcool a 70% ou 
hipoclorito sódio a 1% 
♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 
segundos com álcool a 70% ou expor 
por 30 minutos em hipoclorito sódio a 
1%. 
♦ Mocho ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica 
OBS: Realizar proteção da alça do refletor, botões de comando da cadeira, cabeça da unidade de RX, e pontas acima 
 descritas com folhas de PVC tipo rolopac ou magipac devendo ser trocada a cada paciente; 
 A Limpeza prévia é fundamental para uma boa esterilização, sugerindo-se dessa forma a utilização de escovação do 
 instrumental com escova de cerdas duras, retirando-se totalmente resíduos de dentina, cimento, sangue e materiais 
 oleosos. 
 
35 
 
ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA 
OBSERVAÇÕES GERAIS: 
 
• Álcool é contra indicado para utilização em borrachas, tubos plásticos e acrílicos por ressecá-los; 
• Ao usar a caneta de alta rotação ou outras pontas refrigeradas, desprezar na cuspideira por 60 segundos o primeiro 
jato do dia, antes do uso e por 30 segundos entre cada paciente a fim de expelir detritos sólidos ou líquidos 
residuais. Embora muitos equipos possuam válvula anti-retrátil em suas linhas de água, que previnem a volta do 
fluido para a alta rotação, este procedimento é indicado pois existe a possibilidade de falhas dessas válvulas; 
• Revisar mensalmente a caneta de alta rotação; 
• As brocas podem ser esterilizadas em estufa ou em glutaraldeído (ver capítulo de esterilização de material). Após 
este período lavar com água destilada; 
• A limpeza prévia é fundamental para uma boa esterilização, sugerindo-se dessa forma a utilização de escovação 
do instrumental com escova de cerdas duras, retirando-se totalmente resíduos de dentina, cimento, sangue e 
materiais oleosos; 
• Utilizar sugadores descartáveis; 
• As agulhas devem ser descartáveis, devendo ser desprezadas em recipientes de paredes rígidas, colocada próximo 
ao local onde estão sendo utilizados os instrumentos; 
• Os moldes e moldeiras devem ser descontaminados com agente químico antes de serem encaminhados ao 
laboratório; 
• Na utilização de isolamento absoluto os diques de borracha, devem ser descartáveis; 
• Não tocar em objetos ou corpos estranhos ao trabalho clínico, que não estejam recobertas com filme de PVC, como 
torneiras, puxadores de gavetas, telefone e etc; 
• Material de biopsia deve ser colocado em solução de Formaldeído a 10% devendo-se ter o cuidado de não 
contaminar o frasco externamente, o que deverá ser devidamente identificado e colocado em saco plástico para 
transporte ao laboratório de patologia; 
• Os EPI, como luvas, gorro e máscara, deverão ser descartáveis e trocados a cada paciente (ver medidas de 
precaução padrão). 
 
36 
ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA 
CUIDADOS NA UTILIZAÇÃO DE MERCÚRIO: 
• Acondicionar o mercúrio em recipientes hermeticamente fechados e inquebráveis; 
• Executar todas as operações que envolvem mercúrio sobre superfícies impermeáveis e que possuam rebordos nas 
extremidades, de forma a confinar e facilitar a recuperação do mercúrio ou amalgama derramados ou 
desperdiçados; 
• Preferencialmente usar amálgama em cápsula; 
• Não tocar o amálgama com as mãos durante sua utilização; 
• Restos de amalgama e mercúrio devem ser guardados em frasco hermeticamente fechado contendo água até jogá-
lo no lixo. Cabe ressaltar que apesar de ser metal pesado, ainda não existe legislação brasileira para este descarte 
e nenhuma forma de coleta seletiva deste lixo; 
• Frascos com mercúrio e amalgamadores devem ficar distantes de fonte de calor, tais como: estufa, autoclave e ar 
condicionado; 
• Para remoção de restauração de amálgama usar refrigeração e suctor de saliva a fim de evitar deglutição de 
material; 
• Executar análises mercuriais uma vez por ano em todas as pessoas que trabalhem no consultório; 
• Dosar periodicamente o nível de vapor de mercúrio no ambiente de trabalho, lembrando que o nível máximo 
permitido é de 0,05 mg/m3 de ar. 
 
ROTINA PARA LAVANDERIA 
COLETA RECEPÇÃO E SEPARAÇÃO LAVAGEM DISTRIBUIÇÃO DE ROUPA LIMPA 
♦ Usar EPI durante coleta (luva de 
PVC cano longo, máscara 
respiratória, gorro, avental e 
botas); 
♦ Jamais colocar roupa suja no 
chão; 
♦ Coletar a roupa suja em 
horários que atendam as 
necessidades das unidades de 
internação; 
♦ Substituir os sacos do hamper 
sempre que 2/3 de sua 
capacidade estejam 
completados; 
♦ Identificar a origem da roupa; 
♦ Retirar osaco do hamper e 
colocar em carro de coleta de 
roupa suja exclusivo para esta 
finalidade. 
 
OBSERVAÇÃO: 
1 - A contagem de roupa suja só 
deverá ser feita na lavanderia em 
área destinada a recepção da 
mesma. 
 
1 - O carro de roupa suja 
deverá ser de material rígido, 
com tampa, lavável, não sendo 
permitido sua utilização para 
outro fim; 
 
 3 - Deverá ser feita a limpeza 
com água e sabão e desinfecção 
do carro de roupa suja com 
hipoclorito de sódio a 1%. 
♦ Retirar a roupa do carro de coleta; 
♦ Pesar os sacos de roupa; 
♦ Separar roupa de sujidade leve de 
sujidade pesada; 
♦ Pesar os lotes de roupa 
separadamente; 
♦ Levar os lotes da roupa e material 
necessário ao processo de 
lavagem até a lavadora. 
 
 
OBS: Neste processo o funcionário 
deverá estar usando gorro, 
máscara, avental, luvas e botas. 
♦ Roupa com sujidade 
leve 
 Seqüência da 
operação: 
� Lavagem: 
� Alvejamento / desinfecção; 
� 1° enxágüe; 
� 2° enxágüe; 
� Acidulação; 
� Amaciamento / desinfecção. 
 
♦ Após lavagem: 
� Fazer desinfecção da área 
de separação e lavagem 
após término das atividades; 
� Separar as roupas com 
manchas (ver tipos de 
manchas); 
� Colocar as roupas na 
centrífuga, distribuindo-as 
uniformemente pelo tambor; 
� Separar a roupa para ser 
colocada na secadora ou 
calandra; 
� Retirar a roupa da secadora 
ou calandra; 
� Dobrar a roupa; 
� Encaminhar a roupa a 
rouparia para descanso de 
no mínimo 24 horas. 
 
 
♦ Roupa com sujidade 
pesada seqüência 
da operação: 
� Umectação 
� 1° enxágüe; 
� 2° enxágüe; 
� Pré-lavagem; 
� Alvejamento /desinfecção; 
� Lavagem; 
� 1° enxágüe; 
� 2° enxágüe; 
� Acidulação; 
� Amaciamento/desinfecção. 
 
 
OBS: Somente colocar na 
secadora roupas como 
colchas pesadas, tecidos 
felpudos, roupa de vestir, 
cobertores, peças pequenas 
como máscara, bota, gorro 
compressas e outros. 
 
♦ Distribuição de roupa limpa: 
� Distribuir as roupas em horários que 
atendam as necessidades da unidade 
de internação; 
� Entregar 2 mudas de roupa para cada 
leito; 
� Fazer relação da roupa em estoque na 
unidade de internação; 
� Afixar esta relação na prateleira da 
unidade de internação. 
 
 
 
LAVANDERIA – TIPOS DE MANCHAS 
 
 
38 
♦ Óleo ou gordura – Remover com amido, talco ou giz em pó. Pode se retirada com detergente sintético, solventes inflamáveis(querosene, gasolina) e outros não-
inflamáveis (tetracloreto de bório, percloroetileno etc); 
♦ Carvão e outros pigmentos coloridos – Removidos com detergente sintético; 
♦ Ferrugem – Usar acidulantes ou removedores de ferrugem. Usa-se também ácido acético ou limão e sal em água corrente; 
♦ Sais de prata, argirol e soluções fotográficas – Remover com solução de iodo a 3% e em seguida usar solução de tiosulfato de sódio, lavar e enxaguar o tecido 
após o procedimento; 
♦ Permanganato de potássio – Remover com solução de 1% de ácido oxálico; 
♦ Tinta nankim ou tinta de marcar – De difícil remoção, em geral usa-se gordura e ácido oleico alternadamente, em várias aplicações, enxaguando a gordura com 
solvente para limpeza a seco; 
♦ Esmalte – Remover com acetona ou álcool (pode alterar a cor do tecido); 
♦ Tinta esferográfica – Removida com ácido acético; 
♦ Café – Removida com gelo; 
♦ Graxa de sapato – Retirada com removedor solvente, como varsol, benzina ou gasolina; 
♦ Mofo – Em tecidos brancos usar cloro, perborato de sódio ou água oxigenada. Também pode ser removida com álcool; 
♦ Sangue – Removida através da pré-lavagem com água fria; 
♦ Violeta de genciana – Utilizar solução de 7 g de biossulfito de sódio por litro de água ou uma solução de 3g de soda cáustica por litro de água. 
Observações: 
� Na utilização de qualquer removedor é aconselhável que se faça uma prova em um pedaço de tecido; 
� uso de solventes, bem como a maioria dos removedores de manchas, requer precauções por serem inflamáveis, corrosivos ou tóxicos e 
podem danificar os tecidos. Estes devem ser mantidos em frascos ou embalagens bem fechadas. 
 
 
 
 
 
 
39 
ACIDENTE COM MATERIAL BIOLÓGICO - PROFILAXIA PÓS EXPOSIÇÃO 
AVALIAÇÃO DO RISCO DO ACIDENTE USO DE ANTI-RETROVIRAIS USO DE GAMAGLOBULINAS E VACINAÇÃO 
PARA HEPATITE B 
♦ Alto risco - Grande volume de sangue (acidente 
profundo com agulha de grande calibre que estava 
previamente em veia ou artéria do paciente) e 
sangue contendo concentração título de HIV 
(doença viral aguda ou estágio terminal) ; 
♦ Risco aumentado - Grande volume de sangue ou 
sangue contendo alta concentração de HIV; 
♦ Sem risco aumentado - quando nenhum dos 
critérios acima estão presentes; 
♦ Qualquer exposição a vírus concentrado ( como 
cultura laboratorial) deve ser tratada como 
exposição percutânea de alto risco; 
♦ A sorologia para HIV deverá ser realizada no 
momento do acidente, 6 e 12 semanas após o 
mesmo. 
 
♦ Exposição percutânea com alto risco - recomenda-
se, AZT + 3 TC + Indinavir; 
♦ Exposição percutânea com risco aumentado - 
recomenda-se AZT + 3 TC; 
♦ Exposição percutânea sem risco aumentado - 
oferecer AZT + 3 TC; 
♦ Exposição de membrana e mucosa - oferecer AZT 
+ 3 TC; 
♦ Pele - oferecer AZT + 3TC. 
OBS: Outros fluídos que não seja sangue, não oferecer 
os medicamentos. A profilaxia pós exposição deverá ser 
iniciada preferencialmente 1 ou 2 horas após o acidente. 
Esquema de tratamento: 
♦ AZT - 200mg 3 vezes ao dia; 
♦ 3TC - 150mg 2 vezes ao dia; 
♦ Indinavir - 800mg 3 vezes ao dia. 
A profilaxia pós exposição deverá ser administrada 
por um período de 4 semanas. 
Quando houver necessidade da profilaxia pós 
exposição, o funcionário acidentado deverá realizar 
os exames de transaminases, hemograma completo, 
uréia e creatinina, devendo ser acompanhado por 
um clínico. 
 
♦ Em profissional de saúde não vacinado, iniciar o 
esquema de vacinação em 3 doses com intervalos de 2 
meses entre uma dose e outra. Fazer dose única de 
imunoglobulina hiperimune, de 0,06ml/kg, por via 
intramuscular, em região de músculo deltóide ( a 
aplicação em glúteo tem menor eficácia por ter menor 
freqüência de detecção do anti-HBs), em caso da fonte 
ser comprovadamente sorologicamente positiva para 
HBV. 
♦ Em profissional de saúde vacinado com ou sem esquema 
completo de vacinação, realizar exame anti-HBs para 
avaliação de imunidade. Caso o profissional não 
apresente níveis satisfatórios (≥ 10 mUI/ml), administrar 
uma dose de imonoglobulina hiperimune e uma dose de 
vacina. 
♦ A profilaxia precoce da imunoglobulina hiperimune (HBIG) 
tem maior eficácia se aplicada dentro de 24 a 48 horas 
após o acidente. Não há benefício comprovado na 
utilização da HBIG após 1 semana do acidente. 
♦ A gravidez e a lactação não são contra-indicações para 
utilização de vacinas. 
♦ Realizar sorologia para hepatite C do profissional 
acidentado no momento do acidente e paciente-fonte. 
Acompanhar o profissional acidentado caso investigação 
sorológica do paciente-fonte seja positiva acompanhar o 
profissional de saúde com realização de sorologia 6 
meses após o acidente realização de sorologia (anti-
HCV). 
 
 
 
 
 
 
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BIBLIOGRAFIA 
 
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2. BRASIL, MINISTÉRIO DA SAÚDE. Manual de lanvaderia hospitalar. Brasília, Centro de Documentação, 1986. 
3. BRASIL, MINISTÉRIO DA SAÚDE. Manual de rotina para banco de leite. Brasília, INAN/PNIAM, 1994. 
4. BRASIL, MINISTÉRIO DA SAÚDE. Guia prático para farmácia hospitalar. Brasília, Coordenação de infecção Hospitalar, 1994. 
5. BRASIL, MINISTÉRIO DA SAÚDE. Processamento de artigos e superfícies em estabelecimentos de saúde. 2 ed. Brasília, Coordenação de Controle de Infecção 
Hospitalar, 1994. 
6. BRASIL, MINISTÉRIO DA SAÚDE. Consenso sobre o uso racional de antimicrobianos. Brasília, Coordenação de Controle de Infecção Hospitalar, 1998. 
7. BRASIL, MINISTÉRIO DA SAÚDE. Portaria n° 272/SNVS de 8 de abril de 1998. Diário Oficial da União da república federativa