Dissertação_Fernanda Garcia Dragan

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INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA – INPA 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA DE ÁGUA DOCE E PESCA 
INTERIOR – PPG BADPI 
 
 
 
 
 
 
Respostas fisiológicas e metabólicas do tambaqui (Colossoma 
macropomum, Cuvier 1818) às alterações climáticas previstas pelos 
diferentes cenários do IPCC para o ano de 2100 
 
 
Fernanda Garcia Dragan 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manaus, Amazonas 
02/2015 
ii 
 
FERNANDA GARCIA DRAGAN 
 
 
 
 
 
Respostas fisiológicas e metabólicas do tambaqui (Colossoma 
macropomum, Cuvier 1818) às alterações climáticas previstas pelos 
diferentes cenários do IPCC para o ano de 2100 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manaus, Amazonas 
02/2015 
Orientadora: Dra. Vera Maria Fonseca de Almeida e Val 
Financiamento: Bolsa - CAPES 
 INCT-ADAPTA FAPEAM (3159/08) – CNPq (573976/2008-2) 
Dissertação apresentada ao Instituto 
Nacional de Pesquisas da Amazônia 
como parte dos requisitos para 
obtenção do título de Mestre em 
Biologia de Água Doce e Pesca 
Interior. 
iii 
 
 
 
D759 Dragan, Fernanda Garcia 
 Respostas fisiológicas e metabólicas do tambaqui (Colossoma 
macropomum, Cuvier 1818) às alterações climáticas previstas pelos 
diferentes cenários do IPCC para o ano de 2100 / Fernanda Garcia 
Dragan. --- Manaus : [s.n], 2014. 
 xiv, 81 f. : il. color. 
 
 Dissertação (Mestrado) --- INPA, Manaus, 2014. 
 Orientador : Vera Maria Fonseca de Almeida e Val. 
 Área de concentração: Biologia de Água Doce e Pesca Interior. 
 
 1. Colossoma macropomum. 2. Tambaqui. 3. LDH. I. Título. 
 
 CDD 597.5 
iv 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
À minha família, pelo apoio incondicional 
e por todo o amor, mesmo a distância. 
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Agradecimentos 
Agradeço aos meus pais por terem estimulado minha mente inquieta, por me 
permitirem sonhar e por sempre estarem do meu lado. 
À minha irmã por ser uma das pessoas mais importantes da minha vida, me 
apoiando incondicionalmente, mesmo quando não faz ideia do que eu estou falando. 
Ao amor que descobri durante esta jornada e que me manteve forte, mesmo quando 
achava que não tinha mais força. 
À querida Dra. Vera, por ter me dado a oportunidade de mostrar do que sou capaz. 
Nunca vou esquecer o carinho com o qual me recebeu e nem o estímulo que me 
deu para que eu me tornasse melhor do que era quando comecei. 
Ao Dr. Adalberto por me abrir a porta para uma área inusitada e apaixonante. 
Agradeço a confiança que depositou em mim. 
À MSc. Nazaré, pela amizade, carinho e broncas. Sem sua ajuda muito deste 
trabalho não seria possível! 
À Alzira pela incrível parceria que permitiu a realização do experimento. Agradeço 
também pelo apoio, dicas e assistências ao longo desse processo de crescimento. 
Ao Derek pela disponibilidade e paciência em me ajudar nas análises de LDH. 
À Leka por abraçar o microcosmos, pelo apoio com as análises diárias ao longo do 
experimento e pela amizade. 
À Luciana, pelo apoio e ajuda na fase final dessa etapa. 
À Susana pela amizade e apoio desde o inicio dessa minha jornada. 
Aos amigos Jéssica, Denise, Rodrigo e Marcos por estarem junto a mim durante os 
experimentos no microcosmo. 
Ao “Portuga” pela ajuda no experimento do polígono. 
À toda a equipe do LEEM pelo apoio, amizade e ensinamentos. 
vi 
 
Às secretárias do LEEM, Claudinha e D. Rai pelo carinho e atenção. 
Às secretárias do PPG-BADPI, em especial a Carminha, por ser uma pessoa tão 
especial. 
À Capes pela concessão da bolsa. 
Aos meus amigos pelo carinho, apoio e compreensão ao longo do percurso. 
À toda a minha família por estar perto, mesmo estando longe. 
À Sophia, meu pinguinho de gente que veio pra tornar minha vida mais especial. 
E, por fim, agradeço aos membros da banca avaliadora que gentilmente dispuseram 
do seu precioso tempo para leitura e presença neste momento tão esperado. 
Obrigada! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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"Aqui, no entanto, nós não olhamos para 
trás por muito tempo. Nós continuamos 
seguindo em frente, abrindo novas portas 
e fazendo coisas novas. Porque somos 
curiosos... e a curiosidade continua nos 
conduzindo por novos caminhos. 
 
Siga em frente." 
Walt Disney 
 
viii 
 
RESUMO 
O tambaqui (Colossoma macropomum) é uma espécie que possui diversas 
adaptações que lhe permitem sobreviver às diversidades impostas pelos ambientes 
amazônicos. Em contrapartida, ainda são necessários estudos para compreender os 
impactos que as mudanças climáticas terão sobre esta espécie. Existe uma relação 
direta entre temperatura e a distribuição da espécie em seu ambiente. O tambaqui 
foi aclimatado em quatro temperaturas distintas (25º, 28º, 31º e 34ºC) por 14 dias, 
seguido de uma alteração linear de temperatura até atingir o valor subletal. Os 
resultados permitiram a obtenção do polígono de tolerância térmica da espécie, cuja 
área total é de 266,71ºC2. O tambaqui apresenta baixa plasticidade térmica quando 
comparado às espécies de clima temperado. No experimento envolvendo exposição 
por 30 dias aos cenários climáticos previstos pelo IPCC para 2100, o tambaqui 
apresentou alterações significativas (p<0,05), após 30 dias de exposição no 
hematócrito em relação ao tempo zero nos cenários intermediário e extremo. A 
atividade da LDH de músculo apresentou aumento significativo (p<0,05) nos animais 
expostos por 30 dias nos cenários brando, intermediário e extremo em relação aos 
respectivos tempos zero. A razão LDH1/LDH10 indicou inibição para o músculo 
cardíaco e esquelético. Nas análises de cinética enzimática da LDH, o Km do 
coração do tambaqui não apresentou alterações significativas ao longo do 
experimento, reafirmando sua termoestabilidade. Em contrapartida, o Km da LDH do 
músculo do tambaqui apresentou aumento significativo após 30 dias de exposição 
em relação ao tempo zero. O presente estudo verificou que o aumento de 
temperatura concomitante ao aumento de CO2 provocam estresse metabólico no 
tambaqui. 
ix 
 
 
 
ABSTRACT 
Tambaqui (Colossoma macropomum) is a well adapted fish, since it survives 
natural environmental adversities of Amazon ambient. However, we still need to 
understand the possible effects of climate changes over this species. There is a 
straight relationship between temperature and this species distribution in it’s natural 
habitat. Several fish were acclimated in four distinct temperatures (25º, 28º, 31º e 
34ºC) during 14 days, following by a linear increase or decrease in temperature, until 
reaching the sublethal temperatures. The temperature tolerance polygon was 
determined with a total area of 266,71ºC2. Results show that tambaqui has lower 
thermal plasticity in comparison with temperate species. The experiment’s related to 
30 days exposure to IPCC climate change scenarios for 2100, resulted in 
hematological changes for tambaqui after 30 days. Hematocrit showed to be 
significantly different (p<0,05) after 30 days, suggesting that the exposure to the 
different scenarios caused stress in these fish. Muscle LDH activity showed to be 
significantly different (p<0,05) after 30 days of exposure to light, medium and 
extreme scenarios, in comparison to initial time. LDH ratio indicates inhibition of LDH 
in muscle and heart tissue. LDH kinetic results in heart muscle LDH resulted in no 
significant differences during the experiment, reassuring its thermostability. On the 
other hand, the Km of skeletal muscle LDH showed, for animals exposed after 30 
days to the scenarios, to be variable (p<0,05). The present study concludes that high 
temperatureswith high CO2 concentrations induce metabolic stress on tambaqui. 
 
x 
 
 
 
 
 
Sumário 
Lista de Tabelas .......................................................................................... xii 
Lista de Figuras .......................................................................................... xii 
Lista de Abreviações e Siglas ..................................................................... xiii 
INTRODUÇÃO GERAL .............................................................................. 1 
1.1O tambaqui e as mudanças climáticas .................................................. 1 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .......................................................... 3 
Capítulo I- Tolerância térmica do tambaqui (Colossoma macropomum, 
Cuvier, 1818) em diferentes temperaturas de aclimatação ................... 
6 
INTRODUÇÃO ............................................................................................ 7 
1.1 A Temperatura como fator limitante .................................................... 7 
1.2 O polígono de tolerância térmica ........................................................... 9 
2 OBJETIVOS ............................................................................................ 10 
2.1 Objetivo geral ........................................................................................ 10 
2.2 Objetivos específicos ............................................................................ 10 
3 MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................ 11 
3.1 Obtenção dos animais .......................................................................... 11 
3.2 Delineamento experimental .................................................................. 11 
3.3 Determinação do polígono de tolerância térmica ................................. 12 
3.4 Acompanhamento da qualidade da água ............................................. 12 
3.5 Análise estatística ................................................................................. 13 
4 RESULTADOS ........................................................................................ 13 
5 DISCUSSÃO ............................................................................................ 15 
xi 
 
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS.................................................................... 18 
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................... 18 
Capítulo II- Efeito de diferentes cenários climáticos sobre a LDH do 
tambaqui (Colossoma macropomum, Cuvier 1818) ................................. 23 
INTRODUÇÃO ............................................................................................ 24 
1.1 Efeito da temperatura e CO2 sobre os peixes ....................................... 24 
1.2 Lactato Desidrogenase (LDH) ............................................................... 25 
1.3 Efeito da temperatura e CO2 sobre o sangue dos peixes ..................... 27 
2 OBJETIVOS ............................................................................................ 28 
2.1 Objetivo geral ....................................................................................... 28 
2.2 Objetivos específicos ............................................................................ 29 
3 MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................ 29 
3.1 Obtenção dos animais e aclimatação ................................................... 29 
3.2 Delineamento Experimental .................................................................. 29 
3.2.1 Cenários climáticos em microcosmos ................................................ 29 
3.2.2 Exposição aos cenários climáticos em microcosmos ........................ 30 
3.3 Acompanhamento da qualidade da água ............................................. 31 
3.4 Obtenção das amostras ........................................................................ 31 
3.5 Análise dos Parâmetros sanguíneos .................................................... 32 
3.6 Atividade e cinética da LDH .................................................................. 32 
3.7 Análise Estatística ................................................................................. 33 
4 RESULTADOS ........................................................................................ 34 
4.1 Microcosmos ......................................................................................... 34 
4.2 Parâmetros sanguíneos ........................................................................ 36 
4.3 Atividade da LDH .................................................................................. 38 
4.4 Cinética Enzimática da LDH .................................................................. 41 
5 DISCUSSÃO ............................................................................................ 47 
xii 
 
5.1 Parâmetros físico-químicos da água .................................................... 47 
5.2 Estresse do tambaqui exposto aos cenários ........................................ 47 
5.3 Efeito dos cenários climáticos na atividade da LDH ............................. 49 
5.4 Taxa de inibição da LDH ....................................................................... 51 
5.5 Cinética da LDH vs cenários climáticos ............................................... 52 
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS .................................................................. 54 
7. CONSIDERAÇÕES FINAIS GERAL ..................................................... 54 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .......................................................... 54 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xiii 
 
 
 
 
 
Lista de Tabelas 
Capítulo I- Tolerância térmica do tambaqui (Colossoma macropomum, 
Cuvier, 1818) em diferentes temperaturas de aclimatação 
Tabela 1. Características físico-químicas da água e dos juvenis de 
tambaqui (C. macropomum) durante os experimentos de tolerância 
térmica ........................................................................................................ 12 
Tabela 2. CTmáximas e CTmínimas para cada temperatura de 
aclimatação ................................................................................................. 12 
Capítulo II- Efeito de diferentes cenários climáticos sobre a LDH do 
tambaqui (Colossoma macropomum, Cuvier, 1818) 
Tabela 1. Parâmetros físico-químicos da água utilizada no experimento 
com tambaqui em microcosmos ................................................................. 35 
Tabela 2. Razão enzimática da LDH do coração de tambaqui................... 39 
Tabela 3. Razão enzimática da LDH do músculo esquelético de 
tambaqui...................................................................................................... 40 
 
 
 
 
Lista de Figuras 
Capítulo I- Tolerância térmica do tambaqui (Colossoma macropomum, 
Cuvier, 1818) em diferentes temperaturas de aclimatação 
Figura 1. Temperaturas máxima e mínima para o tambaqui submetido em 
diferentes temperaturas de aclimatação................................................ 13 
Capítulo II- Efeito de diferentes cenários climáticos sobre a LDH do 
tambaqui (Colossoma macropomum, Cuvier, 1818) 
xiv 
 
Figura 1. Representação das condições de cada cenário simulados pelos 
microcosmos ..................................................................................... 29 
Figura 2. Valores diários da concentração de CO2 no ar nos diferentes 
cenários ao longo do período experimental em microcosmos.................... 34 
 
Figura 3. Valores diários da temperatura do ar nos diferentes cenários ao 
longo do período experimental em microcosmos................................... 34 
Figura 4. Valores de temperatura e concentração de CO2 do ar no período 
de 24 horas nos cenários climáticos...............................................35 
Figura 5. Glicose dos indivíduos de tambaqui expostos por 30 dias em 
microcosmos................................................................................................ 36 
Figura 6. Hematócrito dos indivíduos de tambaqui expostos por 30 dias 
em microcosmos.......................................................................................... 37 
Figura 7. Atividade da LDH presente no coração de tambaqui................... 38 
Figura 8. Atividade da LDH presente no músculo esquelético de tambaqui 
...................................................................................................... 39 
Figura 9. Perfil de saturação da LDH do coração de tambaqui a 
concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
controle......................................................................................................... 41 
Figura 10. Perfil de saturação da LDH do coração de tambaqui a 
concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
brando........................................................................................................... 41 
Figura 11. Perfil de saturação da LDH do coração de tambaqui a 
concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
Intermediário.................................................................................................. 
 
42 
Figura 12. Perfil de saturação da LDH do coração de tambaqui a 
concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
extremo.......................................................................................................... 42 
Figura 13. Perfil de saturação da LDH do músculo esquelético de 
tambaqui a concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
controle.......................................................................................................... 43 
Figura 14. Perfil de saturação da LDH do músculo esquelético de 
tambaqui a concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
brando............................................................................................................ 44 
xv 
 
Figura 15. Perfil de saturação da LDH do músculo esquelético de 
tambaqui a concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
intermediário................................................................................................... 44 
 
 
Figura 16. Perfil de saturação da LDH do músculo esquelético de 
tambaqui a concentrações de piruvato dos animais expostos ao cenário 
extremo........................................................................................................... 45 
Figura 17. Cinética enzimática da LDH de coração dos indivíduos de 
tambaqui expostos por 30 dias em microcosmos........................................ 46 
Figura 18. Cinética enzimática da LDH de músculo dos indivíduos de 
tambaqui expostos por 30 dias em microcosmos........................................ 47 
 
 
 
Lista de Abreviações e Siglas 
ATP Adenosina trifosfato 
A1B Cenário intermediário 
A2 Cenário extremo 
B1 Cenário brando 
Cm Centímetro 
CHCM Concentração de hemoglobina corpuscular média 
CO2 Dióxido de carbono 
CTM Metodologia de Temperatura Crítica (do inglês: Critical Thermal 
Meodology) 
Ctmáx Temperatura crítica máxima 
Ctmin Temperatura crítica mínima 
ºC Graus Celsius 
ºC2 Graus celsius elevado ao quadrado 
xvi 
 
EPA Do inglês: Uniterd Stantes Environmental Protection Agency 
G Gramas 
H+ Hidrogênio 
HCO3- Íons bicarbonato 
HIF-1 Do inglês: hypoxia inducible fator 1 
Ht Hematócrito 
[Hb] Concentração de hemoglobina 
HCM Hemoglobina corpuscular média 
IPCC Painel Intergovernamental sobre Mudanças Climáticas (do inglês: 
Intergovernamental Painel on Climate Change) 
Km Constante de Michaelis-Menten 
L Litro 
LDH Lactato desidrogenase 
mg/L Miligrama por litro 
mL Mililitro 
mM Milimolar 
mm3 Milímetro cúbico 
g Micrograma 
L Microlitro 
Na2CO3 Carbonato de sódio 
NADH Nicotiamida adenina dinucleotídeo oxidada 
NASA Administração Nacional da Aeronáutica e do Espaço (do inglês: 
National Aeronautics and Space Administrations) 
Nm Nanômetro 
NSIDC Do inglês: National Snow and Ice Data Center 
O2 Oxigênio 
pCO2 Pressão parcial do CO2 no sangue 
xvii 
 
pH Potencial hidrogeniônico 
Ppm Partes por milhão 
PVC Policroreto de vinila 
RBC Do inglês: Red blood cell 
Rpm Rotações por minuto 
[S] Concentração de substrato 
SEM Erro padrão da média 
TL50 Temperatura letal 50 por centro 
VCM Volume corpuscular médio 
Vmax Velocidade máxima da enzima 
V0 Velocidade inicial da enzima 
1 
 
INTRODUÇÃO 
1.1 O tambaqui e as mudanças climáticas 
O termo “mudança climática” refere-se comumente a todos os tipos de 
alterações climáticas que durem por décadas ou mais, incluindo mudanças na 
temperatura, na precipitação, concentração de dióxido de carbono (CO2) ou padrão 
de vento, entre outros (NASA, 2012a). Tais mudanças podem ser causadas por 
processos naturais do sistema climático, por mudanças na atividade solar, por 
mudanças nos elementos orbitais do planeta e por atividades antropogênicas (EPA, 
2012; NSIDC, 2012). Para melhor compreensão, o enfoque da presente dissertação 
será com relação ao aumento da temperatura e da concentração de dióxido de 
carbono de acordo com alguns cenários preconizados pelo quarto relatório do IPCC 
(Painel Intergovernamental sobre Mudanças Climáticas) para o ano de 2100. 
Estudos paleoclimáticos buscam entender o funcionamento dos ciclos 
climáticos e Petit et al. (1999) acreditam, inclusive, ser plausível afirmar que os 
gases do efeito estufa (dióxido de carbono, óxido nitroso, metano, 
clorofluorocarbonetos e vapor d’água) têm a capacidade de influenciar em até 3°C a 
temperatura média do planeta. Em meio a estes fatos, a preocupação atual com 
relação aos eventos climáticos está relacionada com a influência que o ser humano 
pode ter sobre eles (Henderson-Sellers & McGuffie, 2012). 
Um marco importante com relação às atividades antrópicas, por consequência 
das emissões de CO2, ocorreu na década de 1950, quando o nível de CO2 
atmosférico ultrapassou os valores máximos registrados nos últimos 400 mil anos, 
apresentando, desde então, um aumento contínuo, sendo este acompanhado por 
um aumento de temperatura (NASA, 2012b). Conforme tais alterações foram 
ocorrendo, cientistas de diversos países sentiram a necessidade de estudar suas 
consequências. Foi criado então, em 1988, o IPCC (Intergovernmental Panel on 
Climate Change) cujo objetivo é consolidar e reunir informações climáticas globais, 
não apenas com a condição atual do planeta, mas também com previsões climáticas 
baseadas nas condições atuais, e disponibilizá-las em relatórios detalhados (IPCC, 
2013). 
2 
 
Embora as consequências destas mudanças ainda sejam desconhecidas, 
algumas se tornam cada vez mais evidentes, como a diminuição da área da calota 
polar ártica, que vem sendo registrada desde 1979; a diminuição da massa do gelo 
antártico e o consequente aumento do nível dos oceanos (NASA, 2012b). Estudos 
sobre as possíveis consequências na Amazônia indicam que suas florestas podem 
estar em um limiar, com capacidade de transformar completamente seus ambientes 
(Henderson-Sellers & McGuffie, 2012). Os modelos climáticos para a região da 
Amazônia precisam de aprimoramento para uma maior precisão das previsões, 
entretanto especulações têm sido apresentadas em duas vertentes opostas: a 
savanização da floresta pela diminuição do regime de chuvas, e o aumento de 
tempestades devido à uma maior intensidade no regime de chuva. Ambas as 
previsões propiciam impactos aos ambientes terrestre e aquático (Manzi, 2008). 
O tambaqui (Colossoma macropomum) ocorre naturalmente tanto na bacia do 
Rio Amazonas quanto na bacia do Rio Orinoco, estando presente no Brasil, Bolívia, 
Peru, Venezuela e Colômbia. Possui adaptações para viver em águas claras, pretas 
e brancas, embora sejamais abundante em rios de água branca (Araújo-Lima & 
Goulding, 1998). Ele é um peixe pertencente à ordem Characiformes da família 
Serrasalmidae (Mirande, 2010). É uma espécie de corpo alto e comprimido que 
possui uma nadadeira adiposa raiada (Ferreira et al., 1998) característica deste 
grupo. É onívora e apresenta dentes molariformes que lhe permite alimentar-se de 
frutos e sementes, tendo como alternativa o zooplancton (Ferreira et al., 1998; 
Santos et al., 2006). Pelo fato do tambaqui ser um dos peixes mais apreciados da 
culinária local e apresentar um alto valor comercial, sua criação em cativeiro vem se 
tornando cada vez mais intensa (Ferreira et al., 1998; Val & Honczaryk, 1995; 
Golding & Carvalho, 1982; Santos et al., 2006). Apesar disso, devido à sua sobre-
pesca, a espécie integra a lista do IBAMA, desde 2003, de espécies protegidas 
durante o período de defeso conforme Instrução Normativa Nº35/2005 (MMA, 2012). 
Os diferentes tipos de água da Amazônia possuem características distintas 
com relação ao pH, condutividade, carbono orgânico dissolvido (COD), entre outros 
(Sioli, 1985) e, sendo assim, o tambaqui necessita ter uma ampla faixa de tolerância 
para ser capaz de habitar todos esses ambientes. 
3 
 
Essa espécie possui diversas adaptações que lhe permitem sobreviver às 
diversidades impostas pelos ambientes amazônicos. Conforme a concentração de 
oxigênio dissolvido diminui, o tambaqui aumenta a taxa de ventilação branquial com 
o objetivo de otimizar a captação de oxigênio (Araújo-Lima & Goulding, 1998) e os 
níveis de lactato aumentam rapidamente (Almeida-Val et al., 1993). Quando o nível 
de oxigênio fica inferior a 0.5 mg/L, o lábio inferior expande-se com a formação de 
um edema, permitindo que o indivíduo capte a camada superficial da água, onde se 
encontra uma concentração maior de oxigênio, regredindo o lábio quando o 
ambiente volta a normóxia (Val et al., 1998). Estudos com a espécie indicam que o 
aumento da temperatura proporciona um aumento na taxa de crescimento relativo 
do tambaqui (Araújo-Lima & Goulding, 1998) e provoca uma diminuição na excreção 
de amônia (Ismiño-Orbe et al., 2003). Já a exposição do tambaqui a uma 
temperatura elevada, juntamente à uma alta concentração de CO2, induz a 
expressão da HSP70 (Heat Shock Protein) (Sakuragui et al., 2012), sendo esta a 
proteína mais comum com relação à resposta ao estresse térmico (Hochachka & 
Somero, 2002). Em experimento com aumento de temperatura em conjunto com o 
aumento do CO2, o tambaqui apresentou anormalidades nucleares eritrocíticas 
significativas (Souza-Netto, 2012). 
Embora a espécie apresente diversas adaptações para as variações 
ambientais, os resultados apresentados na literatura científica para a exposição a 
alterações de temperatura concomitante a alterações na concentração de CO2, 
mostram um impacto negativo sobre a espécie. Em contrapartida, ainda são 
necessários estudos complementares para compreender os impactos que as 
mudanças climáticas terão sobre o tambaqui. 
 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Almeida-Val, V. M. F.; Val, A. L.; Hochachka, P.W. 1993. Hypoxia tolerance in 
amazon fishes: status of an under-explored biological “goldmine”. IN: 
Hochachka, P. W.; Lutz, P. L.; Sick, T.; Rosenthal, M.; Thillart, G. V. den. 
4 
 
(Eds.). Surviving hypoxia: mechanisms of control and adaptation. Boca Raton, 
CRC Press, p. 435-445. 
Araújo-Lima, C. A. R. M.; Goulding, M. 1988. Os frutos do tambaqui. Editora 
Sociedade Civil Mamirauá. Tefé, 186p. 
Ferreira, E. J. G.; Zuanon, J. A. S.; Santos, G. M. 1998. Peixes Comerciais do Médio 
Amazonas. 1ª ed. Editora IBAMA, Brasília, 211p. 
Goulding, M.; Carvalho, M. L. 1982. Life history and management of the tambaqui 
(Colossoma macropomum, Characidae): an important amazonian food fish. 
Revista Brasileira de Zoologia, 1: 107–133. 
Hochachka, P. W.; Somero, G. N. 2002. Biochemical Adaptation. Oxford University 
Press, New York, 466 p. 
Ismiño-Orbe, R. A.; Araújo-Lima, C. A. R. M.; Gomes, L. C. 2003. Excreção de 
amônia por tambaqui (Colossoma macropomum) de acordo com variações na 
temperatura da água e massa do peixe. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 
38(10): 1243-1247. 
Mirande, J. 2010. Phylogeny of the family Characidae (Teleostei: Characiformes): 
from characters to taxonomy. Neotropical Ichthyology, 8(3): 385-568. 
MMA (Ministério do Meio Ambiente), 2012. (www.ibama.gov.br). Acesso em: 
20/10/2013. 
Sakuragui, M. M.; Caterina, F. E. G.; Vasquez, K. L.; Fagundes, D. B.; Nozawa, S. 
R.; Val, A. L.; Almeida-Val, V. M. F. 2012. Heat shock expression in 
Colossoma macropomum exposed to increased temperature and CO2. 
ADAPTA Short Note, 1: 34-36. 
Santos, G. M.; Ferreira, E. J. G.; Zuanon, J. A. S. 2006. Peixes comerciais de 
Manaus. Editora IBAMA, Manaus, 146 p. 
Sioli, H. 1985. Amazônia fundamentos da ecologia da maior região de florestas 
tropicais. Editora Vozes, 72p. 
5 
 
Souza-Netto, J. G. 2012. Respostas fisiológicas de Colossoma macropomum (Cuvier 
1818) ao aumento de temperatura e CO2. Dissertação de mestrado para o 
Programa de Pós-Graduação em Biologia de Água Doce e Pesca Interior. 
Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia. Manaus, Amazonas. 59p. 
Val, A. L.; Honczaryk, A. 1995. Criando Peixes na Amazônia. Editora INPA, Manaus, 
149 p. 
Val, A. L; Paula-Silva, M. N.; Almeida-Val, V. M. F. 1998. Hypoxia adaptation in fish 
of the Amazon: a never-ending task. South African Journal of Surgery, 33(2): 
107-114. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
 
 
 
 
 
 
 
Capítulo I- Tolerância térmica do tambaqui (Colossoma 
macropomum, Cuvier, 1818) em diferentes temperaturas de 
aclimatação 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
INTRODUÇÃO 
1.1 A Temperatura como fator limitante 
Os limites de tolerância encontram-se relacionados com os valores mínimo e 
máximo de fatores que influenciam o sucesso de um organismo ou de um grupo. 
Esses fatores não são obrigatoriamente físicos e há possibilidade de adaptação dos 
organismos, embora esta seja dificultada conforme as condições se aproximem dos 
extremos (Odum, 2010). Um fator letal é aquele que impõe uma condição na qual o 
animal morre em consequência de falhas no seu metabolismo promovidas pelo fator 
em questão. Já um fator limitante, implica na restrição ou privação de um recurso, 
impondo um custo energético adicional para sua regulação (Wootton, 1990). 
Estudos fisiológicos colaboram na estimativa dos efeitos que as mudanças 
climáticas vão ter, por determinarem quais espécies vivem perto do seu limite 
máximo de temperatura (Somero, 2009). 
Os peixes, em sua maioria, possuem sua temperatura corporal semelhante à 
do ambiente em que se encontram. Fato que ocorre por conta da passagem do 
sangue pelas lamelas, sendo resfriado pela água que envolve as brânquias 
(Schmidt-Nielsen, 2010). O calor específico elevado da água torna o processo de 
modificação da temperatura da mesma lento, permitindo que os peixes migrem para 
regiões com temperaturas mais favoráveis (Wootton, 1990). No entanto, no caso de 
permanência no ambiente alterado, os peixes podem sofrer de estresse térmico que, 
como todo fator estressante, desencadeia no animal respostas como aumento de 
catecolaminas, alterações na glicose, íons e parâmetros hematológicos, podendo 
inclusive influenciar no crescimento, capacidade de natação, entre outros (Barton, 
2002). O efeito do clima pode influenciar negativamente os peixes, podendo 
inclusive prejudicar o desempenho reprodutivo (Pörtner & Peck, 2010) 
Os peixes possuem a capacidade de sobreviver dentro de uma faixa de 
temperatura limitada pelos valores incipientes de temperatura letal superior e inferior 
(Wootton, 1990). Consequentemente, existe uma relação direta da temperatura em 
relação à distribuição da espécie conforme a temperatura do ambiente (Brett, 1969). 
Caudill et al. (2013) ressaltam a importância de se estudaros regimes térmicos com 
o intuito de compreender o deslocamento dos peixes. De forma geral, é mais rápida 
8 
 
a aclimatação a temperaturas mais elevadas que a temperaturas mais baixas 
(Schmidt-Nielsen, 2010). No entanto, os limites superiores tendem a se tornarem 
críticos com uma maior facilidade que os inferiores (Odum, 2010). Portanto, muitas 
das espécies adaptadas a regiões tropicais são mais vulneráveis ao aumento da 
temperatura do que espécies adaptadas a regiões temperadas (Somero, 2005). 
Em experimentos que visam averiguar o limite térmico de uma espécie, o 
tempo de exposição influencia diretamente o resultado final (Terblanche et al., 
2011). Os organismos, em geral, possuem distinção entre a faixa de tolerância ao 
longo do seu desenvolvimento (Wilson & Nagler, 2006). Comumente, a faixa de 
tolerância é mais estreita no início do desenvolvimento e durante o período 
reprodutivo (Moyes & Schulte, 2010; Odum, 2010). Estudos com o aumento da 
temperatura demonstram em Acanthochromis polyacanthus a diminuição da 
atividade da enzima colinesterase (Botté et al., 2013) e do seu sucesso reprodutivo 
(Donelson et al., 2010), assim como um aumento na bioacumulação de mercúrio em 
Lepomis macrochirus (Cember & Curtis, 1978). Em revisão bibliográfica Gale et al. 
(2013) verificaram que o aumento da temperatura representa um aumento da 
mortalidade de peixes em condição de captura em 70% dos artigos analisados. A 
temperatura também influência as larvas de peixes, podendo influenciar no 
crescimento como no caso de indivíduos de Amphiprion melanopus (Green & Fisher, 
2004); na taxa de sobrevivência como no estudo com Amphiprion clarkii (Le et al., 
2011); e inclusive na tolerância a salinidade, como demonstrado em indivíduos de 
Lophiosilurus alexandri (Martins et al., 2014). A variação da temperatura de acordo 
com a latitude colabora para a determinação da distribuição das espécies nos 
ambientes aquáticos marinhos e de água doce (Hochachka & Somero, 2002). 
A tolerância térmica dos peixes varia entre as espécies e encontra-se 
intimamente ligada às variações de temperatura pelas quais as espécies estão 
submetidas em seu habitat natural (Hochachka & Somero, 2002). As consequências 
provocadas por modificações na temperatura da água por meio de mudanças 
climáticas advindas de atividades antrópicas podem ser diferentes entre as 
espécies, podendo inclusive ocorrer espécies não afeadas (Elliott, 1991). Um 
exemplo desta condição são os resultados obtidos por Fé (2014) ao expor duas 
espécies de peixes ornamentais, Paracheirodon axeroldi e Paracheirodon simulans, 
9 
 
ao aumento de temperatura e CO2. Ao fim do experimento, os indivíduos de P. 
axeroldi apresentaram alta taxa de mortalidade enquanto os indivíduos de P. 
simulans não foram afetados. Desta forma, a resposta que os organismos 
ectotermos vão ter às mudanças que o aumento da temperatura corporal provocará 
no seu metabolismo será vital para o entendimento dos efeitos das mudanças 
climáticas (Somero, 2005). 
1.2 O polígono de tolerância térmica 
O polígono de tolerância térmica pode ser determinado através da CTM 
(Critical Thermal Metodology), que permite caracterizar a tolerância térmica dos 
peixes. A aplicação desta técnica envolve a aclimatação de uma dada espécie a 
diferentes temperaturas, seguida de uma alteração linear de temperatura até um 
valor subletal (Beitinger et al., 2000). Uma característica favorável quanto a este 
método é a capacidade de estimar temperaturas letais sem necessariamente matar 
o animal (Ford & Beitinger, 2005). Ao determinarmos as temperaturas de 
aclimatação é necessário cautela, pois é preciso levar em consideração a faixa de 
temperatura na qual a espécie apresenta seu ciclo de vida (Hernández & Buckle, 
2002). 
A conformação do polígono permite especulações quanto ao papel da 
aclimatação na tolerância térmica das espécies (Beitinger & Bennett, 2000) além de 
servir como ferramenta para a comparação entre espécies (Elliott, 1991). Sua área, 
expressa em ºC2, reflete o quão euritérmica é a espécie (Ford & Beitinger, 2005). 
Existem diversas variações metodológicas para a determinação de um polígono de 
tolerância térmica. A taxa de variação da temperatura deve ser determinada com 
cuidado. É necessário assegurar-se que a taxa de variação da temperatura não será 
lenta o suficiente para o animal se aclimatar e nem rápida o suficiente para provocar 
choque térmico no animal. Quanto maior a taxa de variação, maior será a diferença 
da temperatura final para a temperatura incipiente letal (Becker & Genoway, 1979). 
Comumente, é considerada a apresentação de perda de equilíbrio como fim do 
experimento (Bennett & Beitinger, 1997) por representar a perda da capacidade de 
escapar de uma condição que levará o animal à morte (Beitinger et al., 2000). 
10 
 
 A finalidade em se estabelecer diferentes temperaturas de aclimatação está 
na variação encontrada tanto nas CTmáximas (Temperatura Crítica Máxima) quanto 
nas CTmínimas (Temperatura Crítica Mínima). Quanto maior a temperatura de 
aclimatação, maior será o valor de ambas, sendo o oposto verdadeiro (Currie et al., 
1998). No entanto, os limites mínimos e máximos de temperatura da conformação 
geral de um polígono de tolerância térmica contem platôs. Após atingir o platô, 
mesmo que a temperatura de aclimatação continue sendo alterada em direção ao 
extremo, a temperatura máxima, ou mínima se mantém constante (Beitinger & 
Bennett, 2000). Experimentos realizados com fatores ambientais permitem a 
compreensão do papel de tais fatores nas espécies com relação ao seu 
desenvolvimento e ao metabolismo (Brett, 1969). 
O presente estudo teve por finalidade ampliar a compreensão da tolerância do 
tambaqui (Colossoma macropomum) à temperatura. Diante das constantes 
alterações climáticas registradas, o aprofundamento de estudos na área permitirá 
estimar as possíveis consequências para a espécie. Por ser uma espécie de alto 
valor comercial, o impacto não afeta apenas a biodiversidade, mas também a 
economia da região. 
 
2. OBJETIVOS 
2.1 Objetivo geral 
Avaliar a tolerância térmica do tambaqui (Colossoma macropomum) quando 
aclimatado a diferentes temperaturas. 
 
2.2 Objetivos Específicos 
Determinar os limites inferior e superior de temperatura do tambaqui (Colossoma 
macropomum); 
Definir o polígono de tolerância térmica do tambaqui (Colossoma macropomum). 
 
11 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
3.1 Obtenção dos animais 
Juvenis de Colossoma macropomum com comprimento médio de 6,45 ± 0,1 
cm e peso médio de 8,25 ± 0,4g foram adquiridos na Fazenda Tajá (Km 101- 
BR174) e transportados para o Laboratório de Ecofisiologia e Evolução Molecular 
(LEEM/CBio/INPA). No laboratório, os animais foram aclimatados à temperatura 
aproximada de 26ºC e alimentados ad libitum com ração comercial, uma vez ao dia 
por duas semanas. A alimentação foi suspensa 24 horas antes do início dos 
experimentos. 
3.2 Delineamento experimental 
 Foram montados 2 tanques para o grupo de resfriamento e 2 tanques para o 
grupo de aquecimento. Em cada tanque foram colocados 8 aquários de 2 L cada. As 
paredes dos aquários contiam furos que permitiam a entrada e saída da água 
proveniente do tanque. Para impedir que os indivíduos de tambaqui se 
machucassem nos furos, ou que eles pudessem ver uns aos outros, a parede 
interna de aquário estava revestida por uma tela azul. O excesso de água dos 
tanques era drenado por um ladrão que direcionava a água ou para o reservatório 
central de aquecimento ou para o reservatório central de resfriamento, dependendo 
de a qual grupo pertencesse o tanque. Uma bomba de água em cada reservatório 
central enviava a água de volta para os tanques, permitindo que o sistema tivesse 
circulação constante. 
 Para resfriar a água foi utilizado um sistema de serpentina de alumínio 
atrelado a um motor de geladeira, controlado por umtermostato digital (TIK- 17). 
Para aquecer a água foi utilizado um mergulhão comercial (110v) controlado por 
termostato digital (TIK-17). 
 Os animais foram transferidos para o sistema do polígono com a água em 
temperatura ambiente. A temperatura foi modificada 1 ºC por hora até atingir 25 ºC. 
Tanto os animais do grupo de resfriamento quanto os animais do grupo de 
aquecimento permaneceram 14 dias a 25 ºC para o período de aclimatação, durante 
12 
 
o qual ocorreu privação alimentar. Foi feita a troca parcial da água há cada 3 dias e 
sempre antes do experimento ser iniciado. 
 Passado o período de aclimatação, foi dado início ao experimento. A 
mudança de temperatura foi realizada sempre na razão de 1ºC por hora até que 
50% dos indivíduos de cada grupo apresentasse perda de equilíbrio (modificado de 
Hernándes & Buckle, 1998). A perda de equilíbrio foi representada pela perda da 
capacidade do indivíduo em manter-se no eixo vertical, mesmo com estímulo. Ao 
final do experimento, todos os animais foram medidos e pesados utilizando-se um 
ictiômetro e uma balança analítica Marte BL3200H. 
 Esse procedimento foi repetido mais 3 vezes tendo como temperaturas de 
aclimatação 28 ºC, 31ºC e 34 ºC. As temperaturas de aclimatação foram 
determinadas conforme a faixa de temperatura na qual a espécie se encontra na 
natureza, conforme descrito por Araújo-Lima & Golding (1998). 
O manuseio e eutanásia dos animais obedecem as normas das diretrizes 
brasileiras para ética no uso de animais de laboratório, publicadas pelo CONCEA 
(Conselho Nacional de Controle de Experimentação Animal) (CONCEA, 2013 a; b). 
O experimento realizado no presente trabalho foi aprovado pelo CEUA do INPA e 
tem por numero de protocolo 023/2012. 
3.3 Determinação do polígono de tolerância térmica 
As médias obtidas com os valores finais dos grupos de aquecimento e 
resfriamento foram utilizadas para delimitar as margens do polígono. Para cada 
temperatura de aclimatação foi obtida uma temperatura máxima e outra mínima. As 
faixas de temperatura obtidas para as 4 temperaturas de aclimatação possuíam uma 
região em comum que foi usada para calcular a zona de tolerância intrínseca. Já as 
regiões das faixas que não eram comuns as quatro, foram utilizadas para os 
cálculos das zonas de tolerância adquiridas superior e inferior. Sendo assim, a figura 
geométrica gerada foi subdividida em três áreas distintas: zona de tolerância 
intrínseca; zona de tolerância adquirida superior e zona de tolerância adquirida 
inferior (Bennet & Beitinger, 1997). 
3.4 Acompanhamento de parâmetros da água 
13 
 
No decorrer do experimento foram realizadas medidas de pH, com auxílio de 
um pHmetro PG 1800 e de oxigênio dissolvido utilizando-se um oxímetro YSI-85. As 
medidas tiveram por objetivo garantir que os animais não estivessem sob hipóxia ou 
hiperóxia, uma vez que a alteração da temperatura influencia inversamente a 
solubilidade do oxigênio na água. 
3.5 Análise estatística 
 As análises dos resultados obtidos para as CTmáximas e CTmínimas foram 
realizadas utilizando-se a análise de variância com um fator (One way ANOVA) 
sendo temperaturas de aclimatação versus temperatura final, seguido do pós-teste 
de Dunn (Zar, 1984). O nível de significância admitido foi 95% (p < 0,05). O gráfico 
do polígono, assim como as análises de variância, foram obtidos utilizando-se o 
pacote estatístico SigmaPlot 11.0. 
 
4. RESULTADOS 
Durante o experimento foram realizadas análises do pH e oxigênio de cada 
grupo. Embora tanto os grupos de resfriamento quanto os de aquecimento tenham 
sido aerados da mesma forma, foi verificado uma diferença significativa entre eles. 
No entanto, não foi observada diferença quanto a peso e comprimento dos 
indivíduos e nem quanto ao pH dos tratamento. Os valores de qualidade de água 
medidos durante o experimento, assim como o peso e o comprimento dos animais 
utilizados estão expostos na tabela 1. 
 
 
 
 
 
Os juvenis de tambaqui apresentaram uma CTmáxima de 43,48ºC ± 0,21 
enquanto a CTmínima foi 12ºC ± 0 (Tabela 2). No caso das temperaturas máximas, 
Tabela 1. Características físico-químicas da água e dos juvenis de tambaqui (C. macropomum) 
durante os experimentos de tolerância térmica, divididos entre os experimentos de resfriamento e 
aquecimento. Os valores estão apresentados como média ± erro padrão da média. 
 Peso (g) Comprimento (cm) pH Oxigênio (mg/L) 
Resfriamento 8,19 ± 0,35 6,49 ± 0,09 6,64 ± 0,27 8,42 ± 0,45* 
Aquecimento 8,32 ± 0,49 6,42 ± 0,1 5,71 ± 0,41 5,59 ± 0,23* 
(*) Indica diferença estatística significativa (p<0,05) entre os grupos de resfriamento em relação 
ao de aquecimento. 
14 
 
em nenhum dos grupos foi possível obter uma TL50, a mortalidade foi de 100% dos 
indivíduos sem que apresentassem perda de equilíbrio. Em contrapartida, nos 
grupos nos quais foi realizado o procedimento de resfriamento, foi possível 
estabelecer uma TL50. 
 
 
 
 
 
O polígono foi delimitado utilizando-se os valores máximos e mínimos obtidos 
em cada temperatura de aclimatação, cuja área foi expressa em ºC2. A figura 
geométrica formada foi dividida em zona de tolerância intrínseca com uma área de 
227,52ºC2, zona de tolerância adquirida superior com uma área de 20,04ºC2 e zona 
de tolerância adquirida inferior com uma área de 19,15ºC2, totalizando uma área de 
266,71ºC2, conforme observado na figura 1. O gráfico permite a constatação de que 
foi estabelecido um platô na parte superior do polígono, referente as CTMáximas. No 
entanto o mesmo não ocorre na parte inferior 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 2. CTmáximas e CTmínimas para cada temperatura de aclimatação. Os 
valores estão apresentados como média ± erro padrão da média. 
 25 ºC 28 ºC 31 ºC 34 ºC 
Resfriamento 13,33 ± 1,85 12 13 ± 0,28 15,22 ± 0,27 
Aquecimento 40,5 ± 0,84 43,48 ± 0,21 43,2 42,5 
 
Temperatura de aclimatação (
o
C)
24 26 28 30 32 34 36
T
e
m
p
e
ra
tu
ra
 (
o
C
)
0
10
20
30
40
50
Resfriamento 
Aquecimento 
Área= 19,15 
o
C
2
 
Área= 227,52 
o
C
2
 
Área Total= 266,71 
o
C
2
Área= 20,04 
o
C
2
 
 
15 
 
 
 
Figura 1. Temperaturas máxima e mínima para o tambaqui submetido em diferentes temperaturas de 
aclimatação. As linhas pontilhadas internas delimitam as três zonas do polígono: zona de tolerância 
intrínseca; zona de tolerância adquirida superior e zona de tolerância adquirida inferior. 
 
5. DISCUSSÃO 
A aclimatação é um mecanismo importante para que os organismos se 
adaptem a mudanças no ambiente (Donelson & Munday, 2012). Experimentos que 
testam limites térmicos são de extrema importância para a obtenção de um melhor 
entendimento da fisiologia do peixe (Eme & Bennett, 2009) além da sua ecologia 
(Odum, 2010). O polígono térmico disponibiliza um resumo das exigências térmicas 
de uma espécie (Elliott, 1991). 
 Durante a obtenção do polígono térmico de uma determinada espécie, é 
importante observar que a faixa de temperatura a ser testada deve estar de acordo 
com a variação de temperatura na qual a mesma está submetida em seu ambiente 
natural (Hernández & Buckle, 2002). Muitos dos experimentos com espécies de 
clima temperado têm as temperaturas de aclimatação variando entre a faixa de 10ºC 
a 40ºC. No entanto, o tambaqui vive em uma faixa que varia de 25º a 34ºC (Araújo-
Lima & Goulding, 1998; Gomes et al., 2010), e esta foi a faixa utilizada para 
estabelecer as temperaturas de aclimatação do presente estudo. 
 Embora, no presente estudo, tenha existido uma diferença estatística 
significativa na concentração de oxigênio entre os animais expostos ao aquecimento 
em relação aos expostos ao resfriamento, os valores permaneceram dentro do 
padrão de qualidade de água para peixes (Wetzel, 1993; Arana, 1997). Durante os 
testes com as temperaturas de aclimatação foi observado que nas temperaturas 
extremas (25º C e 34º C) os indivíduos não aceitavam a ração oferecida ou comiampouco. Para a alimentação não se tornar um fator que diferenciasse os tratamentos, 
optamos por suspender a de todos os grupos. Dessa forma todos passariam pelo 
mesmo tipo de estresse. A privação alimentar durante os 14 dias de aclimatação, 
tendo por base o estudo de Ituassu et al. (2004) sobre crescimento compensatório 
em tambaqui, encontra-se na margem de tolerância da espécie, apresentada no 
16 
 
estudo. Ituassu et al. (2004) comprovaram que a espécie tem a capacidade de 
permanecer 28 dias sob privação alimentar. 
O presente estudo foi realizado com uma espécie de clima tropical e que, por 
tanto, sofre pouca variação de temperatura ao longo do ano. Sunday et al. (2011) 
observou que as faixas de tolerância quanto ao aumento de temperatura são 
maiores para espécies de ambientes com variações climáticas mais pronunciadas. 
Este fato justifica a faixa de temperatura obtida para o tambaqui ser menor que a 
obtida para Cyprinodon variegatus por Bennett & Beitinger (1997). No entanto, 
Donelson & Munday (2012) verificaram que a capacidade de Acanthochromis 
polyacanthus de se adaptar a diferentes temperaturas de aclimatação não esta 
diretamente relacionada com as experiências térmicas pérvias dos indivíduos. Já em 
estudo com exemplares de Salmo salar L. foi verificado que a tolerância térmica 
variou entre as diferentes linhagens utilizadas (Anttila et al., 2013). 
A variação da área do polígono entre as espécies está relacionada com a 
aclimatização ao ambiente preferencial de cada espécie (Hernández & Buckle, 
2002). No presente estudo a área do polígono obtida foi de 266,71ºC2, um valor que 
representa 19,32% do valor apresentado na revisão realizada por Beitinger & 
Bennett (2000) para C. variegatus, cuja área é de 1380ºC2, uma das maiores já 
documentadas e 56,98% do valor apresentado no mesmo estudo para 
Oncornynchus keta, cuja área é de 468ºC2, o menor valor mostrado na revisão. Já, 
em comparação com espécies da região amazônica, a área total do polígono do 
tambaqui é 18,22% maior que a de P. axelrodi e 11,61% maior que a de P. simulans 
(Campos et al., in prep.). Demonstrando que o tambaqui apresenta menor 
plasticidade térmica que peixes subtropicais e de clima temperado, mas é uma 
espécie mais euritérmica que as duas espécies amazônicas de peixes ornamentais 
e, assim, possui maior tolerância térmica que ambas. 
Ao observar a conformação do polígono e os valores máximos obtidos no 
presente estudo, é possível verificar a presença de um platô na zona de tolerância 
adquirida superior. O platô é um indicador de que a temperatura, no caso do 
presente estudo a máxima, já foi atingida e, sendo assim, a aclimatação em 
temperaturas superiores a 34 ºC não vão apresentar novos valores para as 
CTMáximas (Beitinger & Bennett, 2000). No entanto, não foi observado platô nas 
17 
 
temperaturas mínimas, indicando que talvez seja possível aclimatar a espécie em 
temperaturas mais baixas. 
A CTmáxima encontrada para o tambaqui no presente estudo se assemelha 
aos valores de CTmáxima encontrados para Carassius auratus por Ford & Beitinger 
(2005). No entanto, quando comparamos os valores mínimos encontrados para o 
tambaqui a 24ºC, sua menor temperatura de aclimatação, com os valores mínimos 
para C. auratus aclimatado a 25ºC temos uma diferença de aproximadamente 8ºC, 
demonstrando uma maior plasticidade térmica do C. auratus em relação ao 
tambaqui. Em experimento com larvas de Rhamdia quelen, a tolerância de animais 
aclimatados a 21oC e a 26oC foi semelhante, com temperatura máxima de 29,25oC 
(Chippari-Gomes et al., 2000). 
Currie et al. (1998) sugerem que mudanças na temperatura de aclimatação 
possuem maior influência na tolerância a baixas temperaturas que na tolerância a 
altas temperaturas. Provavelmente em função da aclimatação à diminuição da 
temperatura ser mais demorada que ao aumento da temperatura (Schmidt-Nielsen, 
2010). Também é preciso considerar que o efeito da temperatura no crescimento e 
desenvolvimento de espécies tropicais nem sempre é melhor que o de espécies 
temperadas ou sub-tropicais (Le et al., 2011). O conhecimento acerca da 
sensibilidade térmica, assim como os limites térmicos são de grande valor para o 
entendimento das adaptações das espécies ao ambiente atual e para colaborar em 
previsões dos efeitos que as mudanças climáticas vão ter sobre as mesmas 
(Pidcock, 2010). 
É necessário levar em consideração que os resultados obtidos no presente 
estudo são para juvenis de tambaqui e, como comprovado por Wilson & Nagler 
(2006), a tolerância à temperatura pode alterar-se ao longo do período de vida do 
indivíduo. Outro ponto a ser levado em consideração é o fato de diferentes 
populações não necessariamente terem a mesma capacidade de aclimatação 
térmica (Seebacher et al., 2012). Sendo assim, animais de pisciculturas diferentes 
podem ter variação quanto à plasticidade térmica. 
 O tambaqui já é uma espécie amplamente cultivada em pisciculturas, não 
apenas da região Norte, como também Nordeste, Centro-Oeste e Sudeste (Pezzato 
18 
 
& Scorvo-Filho, 2000; Ostrensky et al., 2008). Consequentemente, estudos acerca 
de sua tolerância térmica podem ser de grande interesse para os piscicultores de 
regiões com temperaturas mais frias. 
 
 
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
- O tambaqui apresenta baixa plasticidade térmica quando comparado às espécies 
de clima temperado. 
- O tambaqui possui uma plasticidade térmica maior quando comparado a espécies 
da região. 
 
 
7. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
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Capítulo II- Efeito de diferentes cenários climáticos sobre a LDH do 
tambaqui (Colossoma macropomum, Cuvier 1818) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
1.1 Efeito da temperatura e CO2 sobre os peixes 
As mudanças climáticas podem provocar diversas alterações no bioma, bem 
como a relação entre as espécies e a estabilidade de uma comunidade (Parmesan & 
Yohe, 2003). A gravidade das consequências geradas pelas mudanças climáticas 
nas relações entre espécies irá depender de diversos fatores, tais como o nível de 
especialização das espécies envolvidas, do efeito direto das mudanças climáticas 
nas espécies e do potencial para a composição de novas comunidades, entre outros 
(Gilman et al., 2010). 
Essas alterações ocorrem devido à inserção de agentes físicos estressores 
no ambiente como a elevação da temperatura e da concentração de CO2 dissolvido 
para níveis inadequados (Val et al., 2004). O alto calor específico da água garante 
que a mesma tenha variações graduais ao longo do dia, promovendo uma 
estabilidade térmica maior que a do ar para o ecossistema aquático (Esteves, 1998). 
No entanto, por serem ectotermos, os peixes tem sua temperatura corpórea, salvo 
exceções, acompanhando a temperatura da água, de modo que qualquer mudança 
gradual na água pode provocar mudanças na temperatura do animal (Helfman et al., 
2009). Isso significa que as taxas dos processos biológicos realizados por eles são 
influenciadas por uma faixa normal de temperatura, onde situações de temperaturas 
extremas podem levar a distúrbios graves ou letais (Crawford, 2002). 
As respostas apresentadas pelos organismos, em função dos agentes 
estressores, podem ser consideradas de baixa ou alta relevância ecológica. 
Determinados fatores estressores podem ser característicos de um habitat, impondo 
a necessidade de adaptações nas espécies (Val et al., 2004; Araújo-Lima & Gomes,2005). Alguns ajustes garantem, em curto prazo, a sobrevivência do animal ao fator 
estressante; no entanto, se o estresse for de longo prazo, as medidas 
25 
 
compensatórias tornam-se disfuncionais, influenciando negativamente o indivíduo, a 
espécie e sua comunidade (Val et al., 2006). 
Com o aumento da temperatura da água, mudanças fisiológicas ocorrem 
devido a alterações no metabolismo dos animais por promover modificações nas 
taxas de atividade enzimática (Schmidt-Nielsen, 2010). Os peixes, assim como 
outros organismos, tem uma tolerância térmica que varia de acordo com o habitat 
em que vive. A faixa de tolerância térmica de uma determinada espécie pode se 
alterar em determinadas fases da vida do indivíduo, tornando-se mais estreita 
(Odum, 2010). 
Assim como a temperatura, o CO2 possui grande influência sobre os 
organismos aquáticos (Ishimatsu et al., 2004). A dissolução do CO2 na água 
salgada, além de aumentar a concentração de H+ no oceano, promovendo sua 
acidificação, também altera o equilíbrio de carbonato (Ishinatsu & Dissanayake, 
2010). Em águas continentais ocorre o mesmo processo, no qual o pH dos corpos 
de água varia conforme a concentração de CO2 e carbonato (Fivelstad et al., 1999). 
Estudos em ambientes marinhos demonstraram que muitas espécies não são 
afetadas por altos níveis de CO2, no entanto são prejudicadas ao incluir o aumento 
da temperatura (Pörtner et al., 2004). 
Quando ao aumento de temperatura, questionava-se se as espécies tropicais 
de peixes teriam a capacidade de sobreviver ao aquecimento das águas, pois vivem 
em regiões mais estáveis termicamente que as espécies em regiões temperadas. No 
entanto, Donelson et al. (2011) comprovaram a capacidade de aclimatação que as 
espécies tropicais marinhas tem, mediante o aumento de temperatura. Segundo 
Baldisserotto (2009), o aumento da temperatura da água pode estimular o 
crescimento de peixes de água doce mas, após atingir um determinado limite, a 
temperatura elevada poderá levar os animais à morte. Outra constante ecológica 
que pode ser afetada em função do aumento da temperatura é a interação predador-
presa, levando a uma alteração nos padrões de alimentação e reprodução das 
espécies (Lampert & Sommer, 2007). 
26 
 
As especulações quanto ao efeito e impacto das mudanças climáticas sobre 
as espécies são possíveis conforme são realizados experimentos baseados na 
fisiologia e ecologia de cada uma (Kodas et al., 2011) 
1.2 Lactato Desidrogenase (LDH) 
As enzimas são moléculas proteicas cuja função é promover a redução da 
energia de ativação de reações de transformação de um substrato em produto 
(Nelson & Cox, 2008). Com isso, o aumento da temperatura corporal pode levar a 
um deslocamento do equilíbrio de reações enzimáticas, gerando um distúrbio na 
estabilidade da membrana plasmática e influenciando o funcionamento dos órgãos 
(Hochachka & Somero, 2002). 
A quebra da molécula de glicose tem como resultado a produção de ATP. Ao 
todo existem três vias possíveis para o final da glicólise, a via aeróbica (via do ácido 
cítrico), e duas vias anaeróbicas (via da fermentação do ácido lático com ação da 
enzima lactato desidrogenase (LDH) e da fermentação alcoólica com a ação da 
enzima álcool desidrogenase) (Nelson & Cox, 2008). Em todas as vias o piruvato é o 
substrato chave do metabolismo (Zakhartsev et al., 2004). 
A LDH é um tetrâmero formado por duas cadeias polipeptídicas distintas, 
codificadas por dois genes na maioria dos vertebrados (Nelson & Cox, 2008). Esta 
enzima apresenta cinco isoformas distintas (isoenzimas) (LDH-1; LDH-2; LDH-3; 
LDH-4 e LDH-5) distribuídas no miocárdio, eritrócitos, cérebro, músculo esquelético, 
fígado e outros órgãos e tecidos, regulando suas atividades conforme o tecido onde 
se encontram (Motta, 2011). Em sua maioria, as espécies de peixes dispõem de 
duas ou mais isoenzimas de LDH, onde a combinação dos genes A e B permitem a 
formação de A4, A3B1, A2B2, A1B3 e B4 (Markert & Faulhaber, 1965), sendo a 
isoforma A4 predominante em tecidos anaeróbicos como músculo esquelético branco 
e a B4 predominante em tecidos aeróbicos como o coração e fígado (Somero, 1973). 
Essa variação de isoformas em cada tecido é uma mudança adaptativa às restrições 
fisiológicas e ambientais. Espécies de peixes que comumente tem acesso a 
ambientes em hipóxia e, portanto, dependem frequentemente do sistema 
anaeróbico, apresentam, muitas vezes, mudanças na predominância de uma das 
isoformas da LDH em seus tecidos (Almeida-Val et al., 1993). 
27 
 
 Já foram vastamente explorados os efeitos que variações do ambiente podem 
ter tanto na expressão das isoformas da LDH, quanto sua atividade e parâmetros 
cinéticos. Muitos dos estudos que avaliam os efeitos de mudanças ambientais tem 
como foco o efeito da temperatura sobre a atividade da LDH (Moyes & Schulte, 
2010). 
A atividade catalítica de uma enzima normalmente é interrompida quando 
esta é desnaturada (Nelson & Cox, 2008; Angilletta-Junior, 2011) e já foi 
comprovado que o calor tem a capacidade de inativar diferencialmente as 
isoenzimas da LDH (Ferreira et al., 1991), uma vez que as proteínas possuem uma 
faixa de tolerância térmica dentro da qual sua estrutura se mantém íntegra (Argos et 
al., 1979). 
 Um ponto chave deste estudo é o entendimento do mecanismo de reação da 
catálise das enzimas, conhecido por cinética enzimática, onde podemos utilizar a 
constante de Michaelis-Menten (Km). A equação de Michaelis-Menten permite 
calcular os limites máximos das reações catalisadas enzimaticamente (Vmax), bem 
como a concentração na qual a enzima apresenta metade da velocidade máxima 
(Nelson & Cox, 2008). Esta constante, denominada Km, identifica a relação da 
enzima com seu substrato. Quanto maior o Km, menor a afinidade da enzima pelo 
substrato e vice-versa (Moyes & Schulte, 2010). O Km mínimo da LDH tende a 
ocorrer na temperatura ambiente em que a espécie está aclimatizada (Hochachka & 
Somero, 1968). 
1.3 Efeito da temperatura e CO2 sobre o sangue dos peixes 
Os organismos aquáticos encontram dificuldades em realizar a regulação 
ácido-base do sangue devido à alta quantidade de partículas em suspensão 
presentes na água. A regulação iônica realizada nas brânquias é diretamente 
influenciada pelas características iônicas da água, e mudanças na composição da 
mesma podem provocar o desbalanceamento da regulação osmótica e de ácido-
base, podendo, inclusive, interferir nas trocas gasosas (Heisler, 1993). 
Outros fatores que podem influenciar na regulação ácido-base são alterações 
na temperatura, oxigênio e na concentração de CO2 da água (Evans et al., 2005). A 
atividade muscular e a hipóxia extremas contribuem para alterar o controle ácido-
28 
 
base do sangue dos peixes, devido à produção de ácido lático pelo metabolismo 
anaeróbico em função da liberação de íons H+ (Harper & Glass, 1965). A hipóxia 
ambiental ocorre com frequência em alguns ambientes amazônicos (Val et al., 1998) 
e é um dos fatores mais comuns responsáveis pela anóxia nos tecidos (Harper & 
Glass, 1965). 
O aumento do CO2 no sangue pode levar à acidose sanguínea devido ao 
acúmulo de H+ liberado na conversão de HCO3
- (íons bicarbonato) em CO2 (Perry & 
McDonald, 1993). O pH sanguíneo é inversamente proporcional ao CO2 sanguíneo, 
enquanto o fluxo sanguíneo é proporcional à concentração de pCO2 (Harper & 
Glass, 1965). Sendo assim, em eventos de hipercapnia o pH torna-se ácido 
rapidamente, mas recupera-se com o aumento da concentração de bicarbonato 
(Heisler, 1993). Outro fator importante é a influência que o pH e o CO2 exercem 
sobre a afinidade do O2 pela hemoglobina denominado efeito Root (Jensen, 2004; 
Schmidt-Nielsen, 2010). 
Com relação às mudanças térmicas variações na temperatura corpórea 
podem interferir nas funções fisiológicas (Somero, 2010). Uma das consequências 
do aumento da temperatura da água é o aumentono débito cardíaco (Farrell, 1993). 
Temperaturas elevadas enfraquecem as ligações do oxigênio com a hemoglobina, 
consequentemente o oxigênio é liberado mais facilmente (Schmidt-Nielsen, 2010). 
Por outro lado, o aumento da temperatura na água diminui a dissolução de oxigênio, 
tornando-o menos disponível aos peixes. 
Dados hematológicos costumam proporcionar diversas informações 
relevantes sobre o indivíduo estudado, como exemplo podemos afirmar que 
alterações na concentração de hemoglobina podem ser indicadoras de estresse 
ambiental (Cazenave et al., 2005) e baixos valores de hematócrito podem indicar 
uma dificuldade na excreção de CO2 (Perry& McDonald, 1993). 
Considerando o exposto, o presente trabalho visa o estudo do efeito dos 
diferentes cenários climáticos preconizados pelo IPCC para 2100, sobre o 
metabolismo do tambaqui (Colossoma macropomum). 
 
29 
 
2. OBJETIVOS 
2.1 Objetivo Geral 
Avaliar a influência dos cenários climáticos sobre os parâmetros metabólicos, 
fisiológicos e enzimáticos do tambaqui. 
 
 
 
2.2 Objetivos Específicos 
Avaliar a influência de tais cenários sobre parâmetros fisiológicos do tambaqui, em 
particular, glicose sanguínea e hematócrito; 
Avaliar a influência de tais cenários sobre os parâmetros cinéticos da enzima LDH 
do tambaqui. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
3.1 Obtenção dos animais e aclimatação 
Os exemplares de tambaqui foram obtidos na Fazenda Tajá (Km 101- BR174) 
e transportados ao Laboratório de Ecofisiologia e Evolução Molecular (LEEM) no 
Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), onde foram aclimatados em 
tanque de 2000 L de água do poço artesiano do INPA com circulação e aeração 
constante, mantendo alimentação diária ad libitum por duas semanas. 
3.2 Delineamento Experimental 
3.2.1 Cenários climáticos em microcosmos 
Os microcosmos são ambientes criados para a simulação de cenários 
climáticos descritos no Quarto Relatório do IPCC (2007). Sua estrutura constitui-se 
em quatro salas climatizadas cujas temperaturas, umidades relativas do ar, 
luminosidades e concentrações de dióxido de carbono são controladas 24 horas por 
30 
 
dia. A sala 1 é considerada o cenário controle, onde as variáveis seguem, em tempo 
real, as condições encontradas na parte externa do laboratório, sendo elas 
temperatura, umidade do ar e concentração de dióxido de carbono (CO2). A sala 2 é 
o ambiente que reflete o cenário brando (B1) com um aumento de 1,5 °C na 
temperatura do ar e um aumento de 200 ppm de CO2; a sala 3 reflete o cenário 
intermediário (A1B) com um aumento de 2,5 °C na temperatura do ar e um aumento 
de 400 ppm de CO2; a sala 4 reflete o cenário extremo (A2) com um aumento de 4,5 
°C na temperatura do ar e um aumento de 850 ppm de CO2. As salas 2, 3 e 4 tem 
seus parâmetros variando sempre com relação à sala 1. As quatro salas 
apresentam, em tempo real, a umidade relativa do ar encontrada na parte externa do 
laboratório. As salas possuem um timer que controla automaticamente as luzes, 
estabelecendo um regime de 12 horas com luz e 12 horas sem luz, conforme as 
características ambientais da região onde estão localizados os microcosmos. As 
salas possuem um sistema interno que capta os valores reais dos três parâmetros 
controlados a cada 2 minutos e os armazena em um computador exclusivo para esta 
finalidade. 
3.2.2 Exposição aos cenários climáticos em microcosmos 
Os peixes foram colocados em tanques de plástico com capacidade para 
80 L. Dentro do tanque foi colocada uma estrutura feita com cano de PVC de 2,5 
polegadas com furos ao longo da base e três torres, dentro das quais foram 
colocadas mangueiras de aeração. Cada um dos quatro grupos amostrais foram 
divididos em seis tanques com capacidade para 80 L e os tanques foram numerados 
de 1 a 6. Em cada caixa foram colocados 19 juvenis de tambaqui. 
Foram montadas 6 baterias de 4 tanques de 80 L cada, com um intervalo de 3 
dias entre as baterias. Todas foram montadas no mesmo horário e sob as mesmas 
condições. Após montar uma bateria, esta permaneceu por 5 dias no galpão de 
experimentos do LEEM, sendo transferidos em seguida para os cenários climáticos 
onde os 4 tanques da bateria foram distribuídos entre os 4 cenários. Ao final da 
montagem das 6 baterias, cada cenário passou a conter 6 tanques, cada um 
pertencendo a uma bateria diferente. (Figura 1.) 
 
31 
 
 
 
 
 
 
 
 
As coletas foram realizadas por bateria, retirando de cada tanque 2 peixes por 
coleta, totalizando 8 peixes por coleta. Foram retirados peixes nos tempos zero, 5, 
15 e 30 dias, sendo que o tempo zero foi coletado 48 horas após a entrada dos 
peixes nos cenários. 
Durante o experimento os animais foram alimentados com ração comercial 
com 45% de proteína bruta uma vez ao dia, pela manhã, inclusive nos dias de 
coleta. Foi realizada a troca parcial da água dos tanques a cada dois dias. Quando a 
troca coincidiu com dias de coleta, a mesma foi realizada após a coleta dos animais. 
3.3 Acompanhamento da qualidade da água 
Foi realizado o acompanhamento das características físico-químicas da água 
ao longo de toda a fase experimental. Para a determinação dos níveis de CO2 foi 
utilizado ensaio colorimétrico por meio de titulação em seringa (Boyd & Tucker, 
1992) no qual foi avaliada a reação do carbonato de sódio (Na2CO3) tendo como 
indicador a fenolftaleína. O pH da água foi medido com pHmetro PG 1800 e oxigênio 
e temperatura utilizando oxímetro YSI-85. 
3.4 Obtenção das amostras 
Cada animal foi medido e pesado conforme procedimento padrão do 
laboratório. Em seguida, foi realizada a coleta do sangue, para então ser realizada a 
secção medular para amostragem dos outros tecidos. As amostras de sangue total 
foram coletadas por meio de punção da veia caudal com seringas previamente 
heparinizadas. O sangue coletado foi colocado em microtubos estéries de 1,5 mL 
 Figura 1. Representação das condições de cada cenário simulado pelos 
microcosmos. 
32 
 
mantidos no gelo enquanto eram retiradas as alíquotas para as análises 
hematológicas. Foram retirados coração e músculo branco para a realização das 
análises enzimáticas. Os tecidos foram prontamente congelados em nitrogênio 
líquido e armazenados em frezzer -80ºC até a realização das análises. 
O manuseio e eutanásia dos animais obedecem as normas das diretrizes 
brasileiras para ética no uso de animais de laboratório, publicadas pelo CONCEA 
(Conselho Nacional de Controle de Experimentação Animal) (CONCEA, 2013 a; b). 
O experimento realizado no presente trabalho foi aprovado pelo CEUA do INPA e 
tem por numero de protocolo 023/2012. 
 
 
3.5 Análise dos Parâmetros sanguíneos 
Com o sangue total coletado foram realizadas, conforme protocolos já 
utilizados no laboratório, as seguintes análises: 
a) Glicose, por meio do dosador comercial portátil Accu-check Advantage Blood 
Glucose meter (Roche Diagnostics GmbH, D-68305, Mannheim, Alemanha) 
utilizando sangue total. O resultado é apresentado em mg/dl. 
b) Hematócrito (Ht), que foi determinado utilizando a técnica de microhematócrito, 
usando tubos capilares com sangue total em uma centrífuga FANEM 211N, Brasil, a 
12000 rpm por 10 minutos. A leitura da taxa de sedimentação dos eritrócitos foi 
realizada em cartão padronizado. O resultado é apresentado em porcentagem. 
3.6 Atividade e Cinética da LDH 
A cinética da LDH foi realizada com os tecidos muscular e cardíaco. Para 
estas análises foi utilizado o tampão de homogeneização contendo 150 mM de 
imidazol; 1 mM de EDTA e 1% de triton X-100, pH 7,4. Foram utilizados 0,003 g de 
músculo branco e 0,0015 g de coração. Os tecidos foram homogeneizados 
manualmente com pistilo em microtubo imerso em gelo fundente e centrifugados 
durante 15 minutos a 15.300 g em uma centrifuga Eppendorf 5430R a 4 ºC para 
retirar o material particulado. A diluição para a preparação do homogeneizado foi 
33 
 
previamente testada