ANESTESIA EM RÉPTEIS E PEIXES_ REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

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UNIVERSIDADE DO OESTE DE SANTA CATARINA – UNOESC
CAMPUS XANXERÊ
CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA
DANIELLE CRISTINA GIUNTA;
JHENIFER ANDRIN;
LAÍS BARBOSA;
RAFAELA BARCAROL.
ANESTESIA EM RÉPTEIS E PEIXES: REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Xanxerê
2021
DANIELLE CRISTINA GIUNTA
JHENIFER ANDRIN
LAÍS BARBOSA
RAFAELA BARCAROL
ANESTESIA EM RÉPTEIS E PEIXES: REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Trabalho da disciplina de
Anestesiologia apresentado ao
Curso de Medicina Veterinária, da
Área de Ciências Agrárias, da
Universidade do Oeste de Santa
Catarina como requisito para a
obtenção de nota.
Orientador: Prof. Fellipe Dorneles
Xanxerê
2021
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO 5
2. PISCICULTURA 7
3. RÉPTEIS 12
3.1. ORDEM CROCODYLIA (jacarés e crocodilos) 13
3.2 ORDEM SQUAMATA (Serpentes, lagartos e anfisbenas) 15
3.3 ORDEM TESTUDINES (Tigre d’água, Cágado, Jabuti e Tartarugas marinhas) 17
REFERÊNCIAS 21
RESUMO
A escolha de um protocolo anestésico é baseado no estado físico e
temperamento do paciente, tipo de procedimento, expectativa de dor perioperatória,
entre outros. A anestesia geral é caracterizada pelo relaxamento muscular,
inconsciência, amnésia e analgesia. Os anestésicos são importantes tanto para os
répteis quanto para os peixes, pois são capazes de reduzir o estresse e a
mortalidade no manejo. Este trabalho tem como objetivo apresentar os protocolos
anestésicos mais utilizados para as espécies citadas acima de acordo com a
literatura. Os fármacos utilizados para analgesia na piscicultura são o carprofeno,
morfina, butorfanol, flunixino meglumina e buprenorfina, sendo aplicados em uma
única injeção no pré ou pós operatório, além de serem utilizados no tratamento de
feridas. Os anestésicos injetáveis, por exemplo, mais utilizados em cobras e
lagartos são o cloridrato de etorfina, pentobarbital sódico, tiopental sódico,
methohexital, nicotina, iodeto de decametônio, cloreto de tubocurarina, cloridrato de
procaína e alfaxalona/alfadolona.
Palavras-chave: Piscicultura; Répteis; Anestesia; Sedação; Analgesia.
1. INTRODUÇÃO
Com o aquecimento do mercado pet no mundo inteiro, cresceu de forma
significativa o número de “pets não convencionais” nas famílias, além de cães e
gatos, os animais silvestres/selvagens estão ganhando espaço, sejam eles
mamíferos, aves, répteis e peixes. Desta forma, a procura por serviços veterinários
para estes animais está cada vez mais comum em clínicas e hospitais, pois a saúde
e bem-estar deles é uma preocupação de seus tutores, já que não é comum
encontrar profissionais especializados no atendimento destes animais em todas as
regiões do país (Ribeiro, 2017; Werther, 2008).
A piscicultura é a ciência que estuda e desenvolve técnicas de cultivo e
reprodução de peixes, atualmente os peixes estão presentes em várias áreas
importantes, seja na pesca e aquicultura ou como animais de companhia e em
aquários públicos. Porém, mesmo estando em ascensão, os estudos sobre
bem-estar animal neste grupo ainda é muito reduzido (Galhardo, 2006; Braithwaite
& Huntingford, 2004).
Os répteis são animais vertebrados pertencentes à classe Reptilia, as três
ordens mais comuns são Squamata, representada por lagartos e serpentes,
Testudinata, representada por jabuti e Crocodilia, representada por crocodilianos.
Os répteis apresentam características anatomofisiológicas muito diferentes das aves
e dos mamíferos, porém, a capacidade nociceptiva, principalmente em relação à
dor, é muito semelhante com os mamíferos (Garcia, 2017; Werther, 2008).
Nestes animais, há uma grande dificuldade de avaliar a dor, já que a
mudança de comportamento não seja um parâmetro válido, pois são animais
altamente resistentes e as mudanças são extremamente sutis. Uma das diferenças
em relação aos mamíferos, é que eles são animais pecilotérmicos, ou seja, seu
metabolismo, sua atividade corporal, o desenvolvimento de doenças e a
cura/cicatrização dependem da temperatura ambiente (Garcia, 2017; Werther,
2008).
A Associação Internacional para o Estudo da Dor (International Association
for the Study of Pain – IASP) tem como conceito de que a dor é “uma experiência
sensorial e emocional desagradável associada a lesões teciduais reais ou
potenciais” e que a falta de habilidade de um indivíduo em se comunicar
verbalmente não anula a possibilidade do mesmo estar sentindo dor e precisando
de um tratamento apropriado para aliviá-la. A Sociedade Americana de Dor
(American Pain Society – APS) introduziu, em 1996, o conceito da dor como o
quinto sinal vital (Leite, 2021; Garcia, 2017).
O conceito de bem-estar animal é muito antigo, o mesmo foi definido por
Donald Broom, em 1986, como “o estado de um indivíduo em relação às suas
tentativas de se adaptar ao ambiente em que vive”, ele é baseado em princípios
norteadores, que são conhecidos como as cinco liberdades. Uma das cinco
liberdades previstas pelo bem-estar animal é que o animal esteja livre de dor e
doença, portanto, é preciso garantir aos animais um conforto independente da
espécie (Leite, 2021; Fischer, 2016).
Desta forma, precisamos buscar conhecimento teórico em relação a todas as
espécies possíveis, para que possamos oferecer um tratamento e alívio de
enfermidades da melhor maneira possível, sendo assim, o objetivo deste trabalho é
ampliar nosso conhecimento para garantir o bem-estar de nossos futuros pacientes.
2. PEIXES
A fisiologia sensorial dos peixes consiste na resposta aos sinais químicos,
hidrodinâmicos, acústicos, térmicos , estímulos elétricos e mecânicos, mudanças
físicas no fluxo de calor ou toque são reconhecidas pelos receptores da pele. Os
peixes apresentam respostas reflexas à dor, porém, sinais diante estímulos crônicos
podem não ser tão óbvios como em mamíferos. Contudo, um tópico muito debatido
na piscicultura é a capacidade dos peixes de sentirem dor, porém mesmo com essa
dúvida a maioria dos profissionais preferem administrar analgésicos (WEST;
HEARD; CAULKETT, 2007, p. 159-197).
Os fármacos utilizados para analgesia são o carprofeno, morfina, butorfanol,
flunixino meglumina e buprenorfina, sendo aplicados em uma única injeção no pré
ou pós operatório, além de serem utilizados no tratamento de feridas. Não existem
muitos estudos que indiquem a dosagem correta que deve ser utilizada e nem um
medicamento que tenha o uso aprovado em peixes, portanto não devem ser usados
em animais que vão para o consumo humano (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014,
p. 1952-1980).
A ação dos agentes anestésicos utilizados em peixes dependem de vários
fatores, como a temperatura da água, pH, compostos nitrogenados (amônia, nitrito e
nitrato), concentração do anestésico, produto utilizado e exposição a ele. Todos
esses pontos vão definir a resposta do paciente, se será eficiente ou não (CUBA;
SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Os níveis de anestesia em peixes podem ser divididos em 4 estágios, sendo
eles: estágio 1, dividido em plano 1 onde é descrito como sedação, e o animal tem
reação a estímulos e apresenta movimentação reduzida, o outro é o plano 2 que
também é considerado uma sedação porém o paciente tem a sua reação a
estímulos externos reduzida e sua taxa de ventilação ligeiramente diminuída. O
estágio 2 também se subdivide em dois planos, o plano 1 é descrito como uma
anestesia leve onde o animal tem a perda parcial de equilíbrio e faz movimentos de
giro para tentar se endireitar, o plano 2 deste estágio consiste em uma anestesia
profunda que promove a perda total do equilíbrio e a redução marcante da
ventilação. O estágio 3 é o de anestesia cirúrgica que promove a incapacidade do
animal de responder a qualquer estímulo externo e sua taxa de ventilação se torna
baixa, e por fim o estágio 4 que é descrito como colapso medular, ocorre o
cessamento da ventilação, parada cardíaca e morte (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS,
2014, p. 1952-1980).
A anestesia inalatória atinge a corrente sanguínea através das brânquias
(órgão respiratório) e pele, passando rapidamente para o sistema nervoso central.
Apóso procedimento os metabólitos são excretados principalmente pelas guelras e
por alguns órgão respiratórios acessórios, uma parte da eliminação também vai
ocorrer pelos rins e pele (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 159-197).
O anestésico ideal não deve apresentar toxicidade aos peixes, deixar pouco
resíduo, não causar problemas para os mamíferos, permitir uma boa duração de
exposição, produzir anestesia em 3 minutos (ou menos) e recuperação em menos
que 5 minutos, além de ter um custo acessível (VIDAL, Luiz Vítor Oliveira et al,
2008).
Como exemplo de anestésicos para diluição em água temos a tricaína
metano sulfato sendo ela derivada da benzocaína adicionada de um radical sulfato,
é um produto altamente solúvel porém deixa a solução ácida, portanto a água em
que o peixe será anestesiado deve ser tamponada para evitar estresse fisiológico,
pode-se utilizar bicarbonato de sódio para esse fim. A tricaína é absorvida pelo
epitélio branquial, biotransformada pelos rins e fígado e por fim eliminada também
pelo epitélio branquial, é um medicamento de difícil obtenção e alto custo (CUBA;
SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Outro anestésico utilizado por imersão é a benzocaína, sendo ela insolúvel
em água, portanto pode ser diluída em etanol, metanol ou acetona e em seguida
estocada para utilizações futuras. Um de seus benefícios é a sua utilidade em
espécies que apresentam pouca tolerância à tricaína, como por exemplo o
robalo-riscado (Morone saxatilis), outro ponto positivo deste medicamento é a baixa
toxicidade para humanos e a facilidade com que pode ser removido da água
utilizando filtragem com carvão ativado. Também não afeta o crescimento dos
peixes e nem sua capacidade reprodutiva, porém o que preocupa é sua solubilidade
em gordura, o que pode causar um retorno mais demorado em peixes mais velhos e
fêmeas em gestação (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
O eugenol é um anestésico muito difundido na piscicultura pois se trata de
um produto natural que também pode ser diluído na água, ele é o principal
componente do óleo de cravo e de vários outros óleos essenciais que apresentam
poucos riscos ao ambiente e aos animais. Esse anestésico é totalmente insolúvel
em água, portanto deve ser diluído em etanol para que possa ser utilizado tanto em
espécies marinhas quanto em peixes de água doce. O eugenol apresenta uma
indução mais rápida e mais tranquila, e uma anestesia mais consistente quando
comparado a outros anestésicos de imersão, porém a utilização elevada desse
composto pode causar uma rápida parada respiratória, por isso também é possível
aplicar seu uso para eutanásias em peixes que necessitam deste procedimento.
Existem outros anestésicos que podem ser utilizados por diluição na água como por
exemplo o halotano, isoflurano e dióxido de carbono, porém a falta de pesquisas e a
dificuldade de manter uma concentração anestésica segura em meio aquoso faz
com que eles sejam poucos utilizados (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p.
1952-1980).
Como anestésicos injetáveis temos o cloridrato de cetamina sendo aplicado
de forma intramuscular, é útil para contenção, mas seu uso isolado pode resultar em
anestesia incompleta. Quando associada com agonistas alfa-2 adrenérgicos a
cetamina pode causar leve bradicardia e depressão respiratória aparente, porém
essa combinação reduz a dose total de cetamina o que consequentemente diminui
os espasmos musculares, importante ressaltar que a utilização de agonistas alfa-2
adrenérgicos unicamente não é recomendado (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014,
p. 1952-1980).
Quando se trata do fármaco propofol o uso acaba sendo dificultado pela
forma de administração, pois a veia utilizada é a caudal ventral e somente quando o
tamanho do peixe possibilita a localização, porém pode ser realizada a aspersão
direta nas brânquias, apresentando uma rápida indução, porém causa uma
depressão respiratória significativa. A lidocaína pode ser aplicada como anestésico
de imersão, mas apresenta melhor eficiência se utilizada para anestesias locais,
porém deve-se tomar cuidado com superdosagem em peixes pequenos (CUBA;
SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Um fármaco que apresenta muitas vantagens é a alfaxalona/alfadolona, pois
estimula o coração proporcionando batimentos cardíacos regulares e fortes, além de
ter propriedades vasodilatadoras que atuam nas brânquias promovendo uma
adequada oxigenação sanguínea, pode ser utilizado por via intramuscular,
intravenosa e intracelomática. A utilização de anestésicos orais é bem limitada pois
existem as dificuldades da dosagem precisa e a incerteza na taxa e grau de
absorção, sendo eles o metomidato, diazepam e tiletamina -zolazepam (CUBA;
SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Antes de se iniciar a sedação em peixes alguns procedimentos devem ser
realizados, sendo eles, o registro dos parâmetros comportamentais (movimentação
opercular e das nadadeiras, movimentos e tônus da mandíbula) a fim de
compará-los com os detectados durante a anestesia. Não é incomum que peixes
regurgitem alimentos, porém como sua respiração (na maioria das espécies) se dá
através das brânquias não ocorre a preocupação com pneumonia por
broncoaspiração, porém essa matéria orgânica regurgitada pode obstruir os arcos
branquiais e as brânquias, causando também alteração na qualidade da água.
Jejum de 12 a 24 h deve ser realizado para evitar problemas e os parâmetros de pH
e densidade da água devem ser controlados durante todo o procedimento, se a
cirurgia for realizada fora de um aquário ou recipiente deve-se tomar cuidado com o
ressecamento da pele, olhos e nadadeiras (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p.
1952-1980).
Como a fase inicial da indução causa excitação/hiperatividade o aquário
utilizado deve conter uma tampa para evitar possíveis ferimentos, além de ser
utilizada a água do próprio local de onde veio o animal ou com as mesmas
características físico-químicas. Em casos que o animal não pode ser transferido do
local onde vive, por exemplo peixes de grande porte, deve-se aplicar uma solução
concentrada de propofol de forma tópica nas brânquias ou reduzir o volume do
tanque para administrar o anestésico de imersão, sempre levando em consideração
o custo-benefício e os animais que convivem juntamente com o paciente que
passará pelo procedimento (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Nos procedimentos de longa duração é utilizado o sistema de recirculação
anestésica, onde o peixe é posicionado em uma espuma com corte em formato de
“V”, que está localizada acima do aquário contendo o anestésico. Uma bomba
submersa com regulagem de fluxo é posicionada em seu interior, contendo uma
mangueira, que levará a solução anestésica diretamente para a parte interna da
boca do animal, passando pelas brânquias, mantendo uma anestesia estável. A
água do recipiente pode ser oxigenada utilizando uma pedra porosa. Outra forma de
manter um peixe anestesiado fora da água (usando anestesia injetável) é
reutilizando um frasco de soro com equipo, o enchendo de água do aquário ou lago
em que animal estava, conectando uma extremidade do equipo no soro e outra no
interior da boca do animal, é possível mantê-lo umedecido e oxigenado abrindo a
válvula do equipo de tempos em tempos para que a água passe pelas brânquias.
Porém mesmo utilizando anestésico intramuscular ou intravenoso o sistema de
recirculação pode ser utilizado (não adicionando anestésico na água) (CUBA;
SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Figura 1: Equipo na boca do peixe.
Fonte: CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS (2014).
Os momentos em que a sedação pode ser útil são para transportes de longa
distância (para diminuir a eliminação de excretas), para retirar ectoparasitos, para
suprir os níveis de cortisol circulantes em situações de estresse quando há
aglomeração no transporte e consequentemente baixa taxa de oxigênio, nesse
último caso se utiliza o eugenol. A combinação para uma boa sedação consiste em
resfriamentomoderado da água e doses reduzidas de anestésico de imersão
(CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Para a realização da indução primeiramente o peixe deve ser colocado em
um recipiente de plástico com cantos arredondados e não tóxico, deve ser utilizada
a própria água em que o peixe já estava localizado e é imprescindível o uso de uma
tampa. A indução deve ser realizada de forma relativamente rápida para reduzir o
estresse e evitar a fase de excitação, portanto deve-se utilizar doses mais altas para
a espécie e reduzi-las na manutenção. Caso o paciente pare de respirar deve ser
realizada a lavagem das guelras pela cavidade oral, utilizando água livre de
anestésico (com as mesmas características físico químicas do local em que o peixe
vive) com o auxílio de uma seringa ou bomba de sucção nasal pediátrica, sempre
tomando cuidado com a pressão utilizada. Se o peixe movimentar as brânquias e os
opérculos com certa frequência, pode ser feita a monitoração visual. O tempo de
indução por via intramuscular é mais longo que o de imersão, sendo que o último
ocorre entre 5 e 10 minutos (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Quando o procedimento cirúrgico é concluído, o peixe deve ser colocado em
um recipiente com água sem anestésico e bem aerada. O animal deve ser
posicionado com a boca virada para a direção do fluxo da água, também deve-se
diminuir a luz para evitar estresse. Em casos de utilização de sistemas de
recirculação, a água livre de anestésico deve passar pelas brânquias até o retorno
dos movimentos respiratórios (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
O peixe não deve ser tão manipulado no momento do retorno, pois isso pode
causar uma recuperação mais estressante, portanto ele deve ser liberado antes de
retornar totalmente o equilíbrio. A movimentação, respiração e equilíbrio devem ser
monitorados, sendo que o paciente deve apresentar aumento do ritmo respiratório,
retorno do movimento das nadadeiras e do tônus muscular (volta a nadar),
apresenta cada vez menos ataxia até a total recuperação do equilíbrio (CUBA;
SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 1952-1980).
Caso o peixe não apresente respiração espontânea é necessária a
movimentação manual para frente, mantendo a boca do animal aberta para que a
água passe pelas brânquias. A maioria dos peixes se recupera em 5 min, se passar
de 10 min é um indicativo de que foi utilizada uma dose excessiva de anestésico, ou
se trata de um animal clinicamente comprometido (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS,
2014, p. 1952-1980).
3. RÉPTEIS
A anestesia em répteis é intensamente desafiadora por apresentar uma
extensa variedade de espécies. Em segunda instância não há muita pesquisa
voltada para protocolos anestésicos nessa espécie, como a eficácia, manutenção de
analgésicos, efeitos adversos e ainda a diferença entre cada espécie. Portanto, a
anestesia é essencial para que o clínico consiga realizar exames físicos, colheita de
amostras e realização de procedimentos (SLADKY, 2012).
Os répteis são animais ectotérmicos, popularmente conhecidos como
“sangue frio”, ou seja, a temperatura do corpo irá variar conforme o clima do
ambiente. As reações enzimáticas são termo dependentes, de forma que influencia
diretamente na anestesia, tanto na distribuição, no metabolismo e na excreção de
fármacos (SLADKY, 2012).
Os répteis possuem habilidade de permanecer um tempo prolongado em
apnéia sem apresentar alterações, utilizando a respiração anaeróbica. Além disso,
eles não apresentam a separação de órgãos torácicos e abdominais, ou seja, não
possuem o diafragma, dessa forma os músculos estriados possuem grande
participação na respiração. Quando esses animais estiverem em planos anestésicos
profundos pode ocorrer a paralisação desses músculos causando uma parada
respiratória (BENNETT, 1991). Portanto, é fundamental monitorar a frequência
respiratória e mantê-la acima de 3 mpm. (MUIR et al., 2001; SEDGWICK, 2001).
Para iniciar a MPA em répteis SEDGWICK (2001) recomenda a utilização de
fármacos agonistas α2 , benzodiazepínicos ou anticolinérgicos. A anestesia
inalatória é bastante utilizada e eficaz permitindo ajustar a profundidade anestésica,
controlar permanente a ventilação e assegurar uma recuperação mais rápida, sendo
o isoflurano o agente de melhor escolha para répteis, fornecido por tubo orotraqueal
ou máscara.
Como anestésico geral o fármaco mais utilizado é o propofol, o qual
apresenta menor tempo de indução e recuperação, ou seja, de rápida ação e
depuração. Por ser um medicamento com emulsão fluida de óleo em água e pronta
para o uso, facilita na indução e manutenção da anestesia. A metabolização ocorre
no fígado e a excreção via renal. (SCHUMACHER, 1996).
3.1. ORDEM CROCODYLIA (jacarés e crocodilos)
A monitoração em crocodilianos se dá através do uso de
estetoscópio,oxímetro de pulso (porém não calcula com precisão a saturação de
oxigênios em répteis), transdutor de fluxo sanguíneo Doppler, eletrocardiografia
(ECG) e ultrassom ou gasometria. A profundidade anestésica nesses animais é
avaliada utilizando o reflexo de retirada do membro, frequências cardíacas,
respostas e reflexos de mordida e córnea (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p.
223-233).
Informações sobre utilização de analgésicos ainda nesses animais ainda é
limitada, porém alguns autores indicam opióides como a morfina e meperidina, e
meloxicam. No caso de anestésicos locais a indicação é para procedimentos
cirúrgicos menores (reparo de lacerações da pele ou remoção de abscesso), tendo
como opções de uso a lidocaína e a mepivacaína (WEST; HEARD; CAULKETT,
2007, p. 223-233).
Dentre os relaxantes musculares que podem ser utilizados temos o trietiodeto
de galamina, sendo ele um neuromuscular de ação curta que produz paralisia
muscular flácida, portanto, o animal está totalmente consciente e ciente da
estimulação auditiva, visual e tátil, podendo resultar em taquicardia e taquipnéia. É
importante a diminuição de todos os estímulos externos, cobrindo os olhos e
mantendo o máximo de silêncio possível. A excreção desse fármaco é renal e o
animal se recupera dentro de 12 a 24 horas, sendo importante que ele esteja longe
da água para permitir que se recupere totalmente e evite acidentes. Outro relaxante
muscular é o cloreto de succinilcolina que é utilizado sozinho ou em combinação
com outros fármacos, quando associado com diazepam causa uma imobilização
satisfatória em crocodilos americanos adultos. O diazepam quando administrado 20
minutos antes do cloreto de succinilcolina tem o benefício de reduzir o estresse e a
dose dessa droga. Outro fármaco que pode ser administrado após o diazepam é o
besilato de Atracúrio, que induz a perda do reflexo de endireitamento (WEST;
HEARD; CAULKETT, 2007, p. 223-233).
Dentre os opióides que são utilizados nos animais dessa ordem podemos
citar o cloridrato de etorfina que tem o tempo de recuperação de 1 a 3 horas. Os
anestésicos dissociativos que podem ser utilizados (dependendo da espécie) são a
cetamina e a tiletamina/zolazepam. Um fármaco não indicado para uso nesses
animais é o pentobarbital (barbitúrico) pois existem alternativas muito mais seguras.
Quando se trata da classe dos alfa-2 agonistas adrenérgicos, as opções que podem
ser utilizadas são a xilazina e medetomidina. Outros agentes injetáveis que podem
ser usados são a tricaína metano sulfonato e o propofol, sendo o último um
excelente agente de indução e também como infusão contínua. É importante
lembrar que cada um dos fármacos citados foram utilizados em situações
específicas, portanto é necessário avaliar o estado do paciente, o procedimento a
ser realizado e principalmente se a espécie tem alguma restrição sobre o
medicamento (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 223-233).
Quando utilizada a anestesia inalatória a intubação endotraqueal e a
respiração assistida são recomendadas, porém é importante ressaltar a existência
de espécies aquáticas, as quais conseguem manter longos períodos de apnéia,
portantoo uso de anestésicos injetáveis é necessário para realizar a intubação. A
necessidade de oxigênio desses animais quando comparada com mamíferos é
muito menor, na ventilação de pressão positiva a taxa adequada é de 2 a 4
respirações por minuto. Para crocodilianos maiores que 5 kg é recomendado o
sistema sem reinalação, com fluxo de 300 a 500 ml/kg por minuto. Já para animais
maiores um sistema circular de 1 a 2 L/minuto para manutenção. O isoflurano
fornece uma rápida indução, bom miorrelaxamento e recuperação rápida (10 à 60
minutos), já no caso do halotano o tempo de recuperação é mais prolongado, a
utilização do sevoflurano em crocodilianos ainda não é bem elucidada (WEST;
HEARD; CAULKETT, 2007, p. 223-233).
Para formular um protocolo anestésico eficiente para os crocodilianos é
importante considerar o objetivo da imobilização, a espécie, a condição médica, o
invólucro, a temperatura e o comportamento (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p.
223-233).
3.2 ORDEM SQUAMATA (Serpentes, lagartos e anfisbenas)
A sedação e anestesia feita em animais dessa ordem tem o intuito de permitir
cirurgias e outros procedimentos dolorosos e invasivos, facilitar o manuseio e
melhorar a qualidade de procedimentos diagnósticos, assim minimizando o estresse
e desconforto. Por conta das particularidades anatômicas desses animais a
recuperação de uma anestesia inalatória pode ser mais lenta do que em mamíferos
(WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 233-245).
Os fatores que devem ser levados em consideração antes de realizar uma
anestesia são: peso do animal, hidratação (em caso de anormalidade deve ser
corrigida), realização de um exame físico, exames laboratoriais e de imagem
também podem ajudar a evitar problemas futuros. A monitoração nesses animais é
muito semelhante a dos mamíferos, a temperatura deve ser aferida com um
termômetro cloacal, a frequência cardíaca pode ser monitorada utilizando
eletrocardiograma ou Doppler (em cobras pode ser inspecionada visualmente), a
frequência respiratória pode ser avaliada de forma visual ou por capnografia no caso
de animais entubados (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 233-245).
Os sinais da profundidade da anestesia em répteis são bem consistentes. O
relaxamento muscular em lagartos começa no meio do corpo e move-se para frente,
depois para trás, fazendo com que a cauda seja a última parte a ser relaxada
(WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 233-245). A temperatura corpórea tem
grande importância em todos os procedimentos anestésicos, principalmente na
determinação da dose, metabolização e distribuição do fármaco, além da
recuperação da anestesia. A temperatura ideal para espécies tropicais está em
torno de 26 a 28°C. Procedimentos rápidos e com ausência de estímulos dolorosos
(pesagem, radiografia, entre outros), pode-se induzir o reflexo vago-vagal, que
consiste em aplicar compressão constante sobre os dois olhos do lagarto, o que
proporciona uma imobilização momentânea e facilmente reversível (tratado de
animais selvagens capítulo 14).
Mesmo que os répteis passem por longos períodos de apnéia sem sofrerem
danos, é recomendado o uso de ventilação mecânica durante a anestesia profunda
ou prolongada, com o intuito de prevenir a hipoxemia, e também garantir a entrega e
remoção do anestésico inalatório. Uma ventilação de 50 a 75 ml/kg e uma
frequência de 1 a 4 respirações por minuto é adequado para a maioria das espécies
(WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 233-245).
Dentre os anestésicos inalatórios usados nesses animais podemos citar o
halotano, o qual resulta em sedação moderada a anestesia profunda. Em cobras
esse fármaco diminui significativamente a taxa de respiração e volume corrente,
levando a acidemia respiratória. O halotano ainda é usado para pesquisa fisiológica,
porém clinicamente foi substituído por isoflurano e sevoflurano (WEST; HEARD;
CAULKETT, 2007, p. 233-245).
Figura 2: Indução de isoflurano com máscara em lagarto
Fonte: WEST; HEARD; CAULKETT (2007).
O óxido nitroso pode ser usado como um suplemento anestésico utilizado
durante a indução com agentes inalatórios, o que resulta em um tempo de indução
mais curto. Os anestésicos injetáveis utilizados em cobras e lagartos são: cloridrato
de etorfina, pentobarbital sódico, tiopental sódico, methohexital, nicotina, iodeto de
decametônio, cloreto de tubocurarina, cloridrato de procaína e alfaxalona/alfadolona,
com exceção do último fármaco citado, o restante deve ser considerado obsoleto na
prática clínica, sendo portanto o propofol o agente de escolha (WEST; HEARD;
CAULKETT, 2007, p. 233-245). Outros fármacos anestésicos injetáveis utilizados na
clínica de répteis são, o diazepam, cetamina, midazolam e meperidina (WEST;
HEARD; CAULKETT, 2007, p. 159-197).
3.3 ORDEM TESTUDINES (Tigre d’água, Cágado, Jabuti e Tartarugas
marinhas)
Os quelônios apresentam uma anatomia e fisiologia únicas, o que faz
com que a anestesia nesses animais seja um desafio, tanto na escolha das
medicações quanto nas dosagens utilizadas. Os animais dessa ordem (com
exceção das tartarugas marinhas) dependem da temperatura do ambiente para que
suas funções corporais estejam adequadas, porém um animal doente não consegue
regular com eficácia sua temperatura corporal. Isso interfere na resposta ao
anestésico e no desempenho cardiopulmonar, tendo em conta que o ideal é que o
paciente seja mantido dentro da faixa de temperatura ótima de cada espécie, sendo
ela de 22 a 28°C (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269).
Para formular um protocolo adequado para os quelônios é necessário um
exame visual rigoroso, observando a condição corporal, hidratação, estado
nutricional, presença de traumas e sinais clínicos de doença infecciosa, também
dando uma atenção importante para doenças respiratórias. Para a estabilização do
paciente antes da indução pode-se utilizar a fluidoterapia, além do tratamento de
doenças subjacentes. Os exames hematológicos e bioquímicos também são
importantes para uma avaliação mais aprofundada do paciente (WEST; HEARD;
CAULKETT, 2007, p. 259-269).
Quelônios raramente regurgitam, porém o jejum pré-anestésico é
recomendado, pois alguns anestésicos estão associados a estase gastrointestinal
temporária pronunciada. A via de administração mais efetiva nesses animais é a
intravenosa, porém se o acesso não for possível, pode ser utilizada a via
intramuscular. As vias oral e subcutânea não são confiáveis, pois resultam em
processos prolongados de tempo de indução e recuperação. Esses animais
apresentam o sistema porta renal, mas a farmacocinética dos medicamentos
injetados em membros pélvicos não é afetada (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007,
p. 259-269).
Na maioria dos quelônios, o butorfanol e a buprenorfina isoladamente têm o
mínimo de efeitos sedativos, mesmo se usados em altas doses, o mesmo ocorre
com o uso de benzodiazepínicos como midazolam e diazepam. Os
benzodiazepínicos raramente são usados sozinhos e são mais comumente
associados a fármacos dissociativos (cetamina) e opióides (butorfanol e
buprenorfina) (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269).
Os sinais de dor nos testudines consistem em inquietação, aumento da taxa
respiratória, anorexia, letargia e posição corporal anormal. Para a analgesia podem
ser utilizadas técnicas balanceadas, incluindo a administração de opióides, agentes
anestésicos de ação prolongada (por exemplo bupivacaína). Em casos de dor
crônica podem ser utilizados AINES como o carprofeno, cetoprofeno e meloxicam
(WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269). Em pacientes com sinais de dor e
desconforto devem receber medicamentos analgésicos antes da anestesia
(butorfanol ou buprenorfina) (tratado de animais selvagens capítulo 16).
Os anestésicos injetáveis usados em quelônios são: cetamina,
tiletamina/zolazepam ambos usados em imobilização e indução, medetomidina
(sedação eficaz para procedimentos curtos) e propofol (indução e manutenção da
anestesia). A anestesia local não é comumente utilizada em testudines, porém
segueas mesmas indicações que em animais domésticos (WEST; HEARD;
CAULKETT, 2007, p. 259-269).
Quando se trata de anestésicos inalatórios são utilizados o sevoflurano e
isoflurano isoladamente para induzir ou manter uma anestesia. O tempo de
recuperação quando se utiliza isoflurano é curto e possui efeitos depressores
cardiopulmonares mínimos, o sevoflurano causa bom relaxamento muscular e
recuperação curta (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269).
A maioria dos quelônios (exceto animais gravemente debilitados) vão
precisar de administração de sedativos (midazolam e butorfanol) para facilitar o
manuseio e realizar o acesso venoso. Se a indução for feita com agentes inalatórios
possivelmente será mais prolongada, especialmente em quelônios aquáticos, sendo
que esses animais possuem a capacidade de realizar apnéia prolongada. Após a
indução o animal deve ser intubado para facilitar o controle das vias aéreas, um
tubo endotraqueal com cuff pode ser usado, porém deve-se tomar cuidado para não
inflar demais o manguito e causar dano a mucosa traqueal (WEST; HEARD;
CAULKETT, 2007, p. 259-269).
As técnicas de indução dependem da espécie do paciente, do procedimento
a ser realizado e também do estado de saúde do animal. É feita a recomendação do
uso de um agente anestésico sedativo inicial antes da indução, o que traz como
vantagem a diminuição da utilização de agentes indutores que seriam necessários
para diminuir a probabilidade de luta e apnéia. A quantidade de anestésicos
utilizados na indução vai depender da MPA, grau de sedação, tempo de indução e
condição clínica do paciente (CUBA; SILVA; CARTÃO-DIAS, 2014, p. 256-295).
Nos animais dessa ordem os planos anestésicos são avaliados quando a
presença ou ausência de reflexos de endireitamento, palpebral, cloacal e retração
da calda. Em plano cirúrgico os reflexos de endireitamento e palpebral estão
ausentes, já quando à ausência do reflexo corneal indica um plano profundo de
anestesia (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269).
Na monitoração desses animais o uso de Doppler é útil para a averiguação
da frequência cardíaca e ritmo. A eletrocardiografia visa detectar alterações como a
taquicardia, bradicardia e arritmias, porém não avalia o desempenho do coração, já
a medição de pressão arterial é impraticável na maioria dos quelônios, devido ao
acesso limitado em uma artéria periférica. Para obter o acesso à veia femoral ou
carótida é necessário a realização de um corte (sendo a carótida mais acessível)
(WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269).
Em plano cirúrgico os testudines vão apresentar depressão respiratória,
principalmente quando colocados em decúbito dorsal. Na maioria dos quelônios a
taxa de IPPV está entre 4 a 8 respirações por minuto. O uso de oxímetro de pulso
também se torna limitado, sendo mais útil para para detectar a dessaturação de
oxigênio arterial (WEST; HEARD; CAULKETT, 2007, p. 259-269).
O retorno desses animais deve ocorrer dentro da faixa de temperatura e
umidade ideal para cada espécie, a frequência cardíaca e respiratória devem ser
monitoradas no momento da recuperação. Caso seja necessário, é possível
fornecer oxigênio administrado via máscara facial em uma taxa de fluxo de 2 a 5
L/min. O paciente deve ser extubado quando apresentar reflexos faríngeos e estiver
respirando espontaneamente. Importante identificar se o animal apresenta sinais de
dor no pós-operatório deve-se fornecer uma analgesia adicional (WEST; HEARD;
CAULKETT, 2007, p. 259-269).
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