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UFLA – Universidade Federal de Lavras DBI – Departamento de Biologia MICROBIOLOGIA GERAL (GBI 111 e 132) PRÁTICAS DE LABORATÓRIO Nome:.........................................................................Matrícula..................Turma.......... Autores em ordem alfabética: Drª. Cristina F. Silva e Batista Dr. Dirceu de Sousa Melo Dr. Eustáquio Souza Dias Drª. Patrícia Gomes Cardoso Drª. Rosane Freitas Schwan Dr. Victor Satler Pylro Dr. Whasley Ferreira Duarte MICROBIOLOGIA GERAL (GBI 111 e 132) PRÁTICAS DE LABORATÓRIO Universidade Federal de Lavras Departamento de Biologia Lavras – Minas Gerais REGRAS DO LABORATÓRIO o l ô n i a s d e R h o d o t o r u l a s p . ; P e n i c INSTRUÇÕES DE COMPORTAMENTO NO LABORATÓRIO 1 No caso de acidentes, comunicar imediatamente ao professor. 2 Limpar e desinfetar as bancadas e capelas no início e no final das aulas. 3 Ser cuidadoso com materiais que possam causar ferimentos na pele, como seringas, pipetas Pasteur, lâminas de aço e vidros em geral. 4 Descartar o material utilizado nos locais apropriados. 5 Todo material utilizado deve ser devidamente identificado. 6 A alça de platina e agulha utilizadas na manipulação dos microrganismos devem ser esterilizadas no bico de Bunsen antes e depois de utilizadas. Colocá-las sempre na posição vertical no suporte e não sobre a bancada. 7 Nunca pipetar com a boca. 8 Não sair com nenhum material das aulas. 9 Não devolva o reagente ao frasco original, principalmente em se tratando de substância P.A. Nunca retire do frasco mais do que necessário. Nunca use uma mesma espátula para reagentes diferentes! 10 Cuidado com as espátulas usadas, descarte em local apropriado. 11 Cuidado com qualquer material quente, especialmente substâncias químicas. Espere que resfriem para o manuseio seguro, usando luvas adequadas ou garras especiais. 12 Leia o roteiro de aula prática antes de iniciar qualquer procedimento. Anote os resultados experimentais, discussões e conclusões. Faça todos os exercícios da apostila, pois, esta será conferida no final de cada aula. 13 Antes de deixar o laboratório em cada aula, ordenar todo o material usado, fechar a água, o gás e desligar o interruptor e a tomada do microscópio. Mantenha o laboratório organizado e limpo. Atenção especial com as bancadas, sua segurança pode estar em jogo. Estas normas têm como metas: ✓ A segurança de cada um e de todos; ✓ O bom funcionamento do laboratório; ✓ A eficiência e eficácia na condução das práticas. ÍNDICE Nº prática Tema aula prática Página 1 Introdução ao Laboratório de Microbiologia e observação de microrganismos no ambiente 1 2 Meios de cultura: utilização, preparo e esterilização 8 3 Observação microscópica de protistas e algas 16 4 Isolamento de fungos filamentosos e morfologia de micélios e leveduras 27 5 Esporos fúngicos assexuados e sexuados 35 6 Isolamento e enumeração de microrganismos 55 7 Obtenção de culturas puras: estrias simples e compostas 60 8 Preparações microscópicas fixadas: coloração de Gram e Antibiograma 63 9 Metabolismo microbiano: fermentação alcoólica 73 10 Alterações genotípicas e fenotípicas em microrganismos 76 Práticas Extras 11 Métodos de esterilização e controle de crescimentos de microrganismos 79 12 Seleção de microrganismo para aplicação biotecnológica 87 13 Análise microbiológica de água 90 Anexo I. Protocolos para preparo de corantes, reagentes e meios 96 1 Prática 1 – Introdução ao Laboratório de Microbiologia e observação de microrganismos no ambiente Estima-se que nosso planeta hospede uma ordem de 1030 células microbianas – número esse, maior do que o de estrelas no universo observável – distribuídas em aproximadamente 1 trilhão de espécies (1012). Apesar da sua importância clínica, sabe-se que menos de 1 % dessa diversidade microbiana tem reconhecido potencial patogênico em humanos, e hoje, passa-se a entender que essa enorme diversidade tem papel fundamental para a manutenção do nosso estado saudável e na estabilidade de todos os ecossistemas. Durante as aulas práticas do curso de Microbiologia Geral utilizaremos técnicas microbiológicas clássicas de isolamento, conservação e caracterização de microrganismos que são aplicadas em diversas pesquisas, na indústria bioquímica, de alimentos, na agricultura, na biotecnologia, entre outras áreas. Esses microrganismos apresentam distribuição ampla, podendo ser encontrados em quaisquer ambientes, superfícies ou mesmo em suspensão. Um laboratório de microbiologia apresenta alguns equipamentos e vidrarias comuns a outros laboratórios, como os de química ou de análises clínicas. No entanto, algumas vidrarias são exclusivas para uso na área de microbiologia. Basicamente, um laboratório deve possuir autoclave, microscópio, câmara de segurança biológica (câmara de fluxo laminar), estufas de secagem e bacteriológica, BOD, refrigeradores e balanças analíticas. Nesta primeira aula, conheceremos as normas básicas, materiais e equipamentos rotineiramente utilizados em um Laboratório de Microbiologia. Também, teremos a oportunidade de verificar a presença de microrganismos no ambiente, justificando as normas propostas. Objetivos 1- Reconhecer materiais, equipamentos e normas do Laboratório de Microbiologia. 2- Averiguar a presença de microrganismos no ambiente. 2 Abaixo, a descrição dos principais EQUIPAMENTOS: Autoclave - câmara de vapor com parede dupla, equipada com dispositivos que permitem o enchimento da câmara com vapor saturado e sua manutenção em determinadas temperatura e pressão por quaisquer períodos de tempo. A autoclave é um equipamento indispensável ao laboratório de microbiologia na esterilização de meios de cultura, água, suspensões e descarte de material contaminado. Estufas de Esterilização (Fornos de Pasteur) - esteriliza a seco toda vidraria convenientemente acondicionada, a temperatura de 170 a 200o C por 1-2 horas. Refrigerador - utilizado na conservação de culturas de microrganismos sob baixa temperatura, diminuindo o metabolismo. Estufa bacteriológica - favorece o crescimento de microrganismos pela incubação na temperatura adequada. Câmara de Segurança Biológica (câmara de fluxo laminar) - câmara asséptica, dotada de exaustor, lâmpada fluorescente e luz ultra violeta (germicida), sendo utilizada para diversos tipos de operações que requerem assepsia, tais como verter meio em placas de Petri, isolar e repicar microrganismos. Microscópio óptico - utilizado em observação de imagem ampliada até mil vezes por meio de dois conjuntos de lentes: as objetivas, que ficam próximas do objeto e ampliam a imagem real; e as oculares, próximas do olho do observador, que ampliam a imagem novamente. É constituído por duas partes – uma parte mecânica e uma parte óptica. Cada parte engloba uma série de componentes constituintes do microscópio. A parte mecânica serve para dar estabilidade e suportar a parte óptica. É constituída por base ou pé, parafusos macro e micrométricos, haste ou braço, mesa ou platina, charriot, presilha, tambor ou revólver das objetivas e canhão. A parte óptica é constituída por fonte de iluminação, lente condensadora ou condensador, botão do condensador, diafragma e pelas lentes oculares e objetivas – o conjunto de lentes que permitem a ampliação do objeto. A ampliação dada ao microscópio é igual ao produto da ampliação da objetiva pela ampliação da ocular. Visto que esses componentes são de alta precisão e alto custo,o microscópio requer cuidados especiais de transporte, utilização e manutenção. 3 Balança analítica: usada para se obter massas de sólidos e líquidos com alta exatidão. Bico de Bunsen: é um bico de gás, alimentado por um tubo de borracha, fixado em uma base metálica com entrada de ar, cuja chama é utilizada para técnicas de flambagem e esterilização de materiais contaminados. 4 Os principais MATERIAIS e VIDRARIAS são: Erlenmeyer (1), proveta (2), béquer (3), placas de Petri (4), tubos de ensaio (cultura) (5), lâminas e lamínulas (6), alça de Drigaslky (7), pipeta de transferência (8), câmara de Neubauer (9) alça de inoculação (ou de platina) (10), pipetas automáticas (11), pisseta (12). 1) 2) 3) 4) 5) 6) 7) 8) 9) 10) 11) 12) 5 Procedimentos - Averiguação da presença de microrganismos no ambiente: 1- Exponha a placa de Petri, contendo o meio de cultura estéril, a uma condição de inoculação de sua preferência, por exemplo, exposição à pele, ao ar, cabelo, etc. Incubar à 25 ℃, por uma semana (até a próxima aula). Mantenha uma placa estéril como Controle. - Verificação da utilidade do Bico de Bunsen 1- Abrir uma placa de Petri, contendo o meio de cultura estéril, próximo à chama do Bico de Bunsen, por 60 segundos e posteriormente, incubar à 25 ℃, por uma semana (até a próxima aula). Mantenha uma placa estéril como Controle. LEMBRE-SE DE IDENTIFICAR O MATERIAL: as placas devem ser identificadas na borda da placa, com número da turma, bancada, data e condição de incubação. 6 Resultados Após o período de incubação, anotar a presença ou ausência de microrganismos nas diversas condições, identificando os diferentes morfotipos encontrados. - Averiguação da presença de microrganismos no ambiente: Número de morfotipos: __________________ Observação:____________________________________________________________ - Verificação da eficácia do Bico de Bunsen: Número de morfotipos: __________________ Observação:____________________________________________________________ 7 Exercícios 1- Qual é a utilidade do Bico de Bunsen no Laboratório de Microbiologia? 2- Explique a finalidade e o princípio do funcionamento da autoclave. 3- Diferencie colônias de bactérias e fungos filamentosos. Dê as principais características da morfologia das colônias. 4- Com base nos resultados, o que aconteceu com os Controles? Explique os resultados dos Ensaios. 8 Prática 2 – Meios de cultura: utilização, preparo e esterilização Todos os organismos vivos necessitam de uma variedade de elementos químicos que são essenciais para a síntese e funcionamento normal dos componentes celulares. Estes elementos estão presentes na natureza na forma de compostos orgânicos ou inorgânicos. O meio de cultura, também denominado meio de cultivo, consiste em um material nutritivo, preparado em laboratório, que se destina ao cultivo artificial dos microrganismos, devendo, portanto, fornecer os nutrientes indispensáveis ao seu crescimento. As exigências nutricionais dos microrganismos, em relação aos elementos requeridos, são bastante semelhantes àquelas exigidas pelas plantas ou animais, ou seja, necessitam de carbono, nitrogênio, hidrogênio, oxigênio, enxofre, fósforo, cálcio, potássio, magnésio, além dos micronutrientes e vitaminas. A diferença básica entre os microrganismos e as plantas e animais é quanto à fonte de cada elemento. As plantas os utilizam predominantemente na forma inorgânica e os animais, na forma orgânica. Os microrganismos podem utilizá-los tanto na forma orgânica, inorgânica ou até mesmo gasosa. Entre os microrganismos, os que são capazes de se desenvolver em meios inteiramente inorgânicos (minerais) são chamados de autotróficos, enquanto que outros microrganismos que exigem compostos orgânicos como fonte de carbono e de energia são chamados de heterotróficos. Dependendo da finalidade a que se destinam, os meios de cultura podem ser líquidos, sólidos ou semi-sólidos. Os meios líquidos podem ser usados em estudos de crescimento, de fermentação e na produção de biomassa, enquanto que os meios sólidos são úteis para contagem e isolamento de microrganismos. Por fim, os meios semissólidos são utilizados para fins muito específicos, como, por exemplo, para a detecção de placas de lise em culturas bacterianas infectadas por vírus. Os meios sólidos e semi-sólidos são acrescidos de agente solidificante, o ágar, normalmente na concentração de 1,5% para os meios sólidos e 0,75% para os meios semi-sólidos. O ágar consiste de uma mistura de dois polissacarídeos: agarose e agaropectina. A agarose é formada por unidades repetitivas de agarobiose (dissacarídeo formado por D-galactose, 3,6-anidro-L- galactopiranose e ácido D-glucurônico, extraído de algas vermelhas (Gelidium corneum- alga marinha japonesa) a 80 oC, com H2SO4 diluído. O ágar tem a propriedade de fundir em temperatura de 80 a 100 oC e solidificar-se em temperaturas abaixo de 45 oC. Além disso, com respeito à sua composição, existem os meios de cultivo naturais, como infusão de batata, sangue e leite, nos quais a composição química exata não é 9 conhecida. Existem, também, os meios sintéticos, contendo componentes químicos puros, orgânicos e/ou inorgânicos, bem como aqueles que podem ser obtidos pela combinação de reagentes puros com extratos naturais. A seguir, serão descritos os diferentes tipos de meios de cultura, os quais são classificados em função da composição química e/ou função. 1. Meios de cultura complexos ou indefinidos: são meios de cultura nos quais os componentes possuem todos os nutrientes requeridos pelos microrganismos, mas a quantidade exata não é especificada. Esses meios de cultura são preparados com base em produtos naturais, como: Extrato de carne - solução aquosa de carne bovina concentrada em pasta. Peptona - proteínas que foram parcialmente degradadas por enzimas, como hidrolisado de caseína do leite, hidrolisado de proteínas da soja, carne, gelatina e outras fontes de proteínas. Extrato de levedura, sangue, soro, leite, extrato de solo e fluido de rúmen - todos esses materiais são complexos e contêm açúcares, aminoácidos, vitaminas e sais. 2. Meios quimicamente definidos: são os meios nos quais a composição exata de cada nutriente ou elemento químico é conhecido (Ex: Tabela 1). Adicionar ou retirar um determinado elemento do meio permite conhecer se aquele constituinte em particular é essencial para o crescimento de determinado microrganismo (fator de crescimento). Tabela 1- Meio de cultura quimicamente definido para o crescimento de bactérias heterotróficas. Ingrediente Função Quantidade Glicose Fonte de carbono e energia 10 g NH4H2PO4 Fonte de nitrogênio, tampão e íons essenciais 5 g K2HPO4 Tampão e íons essenciais 1 g NaCl Íons essenciais 5 g Água destilada Solvente 1000 mL 10 3. Meios Especiais: são meios formulados com objetivos específicos, utilizados principalmente nos trabalhos de isolamento e identificação de microrganismos. Podem ser: 3.1. Meios seletivos: são designados para o aumento do crescimento de um determinado microrganismo ou grupo de microrganismos em detrimento de outros. Alguns meios seletivos possuem corantes na sua composição (ex. verde brilhante), feniletanol e antibióticos, que inibem determinados grupos de microrganismos. Para o isolamento de bactérias, pode-se utilizar meio apropriado para o crescimento de bactérias e contendo também antibiótico contra fungos e vice-versa. Para o isolamento de fungos, pode-se utilizar também meio cuja composição seja desfavorável para bactérias, em funçãode pH e concentração de açúcares, como é o caso do meio Sabouraud para o crescimento de fungos (Tabela 2). Tabela2- Composição química do meio Sabouraud. Ingrediente Função Quant. Peptona Fonte de carbono, nitrogênio e elementos 10 g Glicose Fonte de carbono e energia - Alta concentração inibe crescimento de bactérias 40 g Ágar Agente gelatinizante - ‘solidificante’ 15 g Água destilada Solvente 1000 mL pH Baixo pH inibe bactérias, mas permite crescimento de fungos 4,5 3.2. Meios Diferenciais: são utilizados para diferenciar microrganismos entre vários tipos em uma mesma placa. Muito utilizados para determinar qualidade de água e de alimentos em geral. Existem meios que são diferenciais/seletivos, porque, além de permitir a diferenciação entre diferentes grupos ou espécies, permitem a contagem de um grupo em detrimento de outro. Estes podem distinguir entre grupos de organismos morfologicamente e bioquimicamente relacionados, pois incorporam componentes químicos que, seguindo inoculação e incubação, produzem mudança característica na aparência do crescimento da colônia bacteriana e/ou no meio de cultura ao redor das 11 colônias, o que permite a diferenciação. Os meios de cultura a seguir são representativos desses dois tipos I. Ágar Sal Manitol: Este meio de cultura contém alta concentração de sal, 7,5 % NaCl, que é inibitório ao crescimento da maioria das bactérias, mas não para estafilococos. O meio de cultura também realiza função diferencial: contém o carboidrato manitol, que alguns estafilococos são capazes de fermentar e vermelho de fenol (phenolred), que é um indicador de pH para detectar ácido produzido pela fermentação do manitol. Colônias de estafilococos exibem um halo amarelo ao redor da colônia; estafilococos que não fermentam manitol não produzirão mudança na coloração. II. Ágar Sangue: O sangue que é incorporado neste meio de cultura é um ingrediente de enriquecimento para o cultivo de organismos exigentes como o Streptococcus spp. O sangue também permite a demonstração de propriedades hemolíticas de alguns microrganismos, particularmente estafilococos. III. Ágar MacConkey: A ação inibitória do cristal violeta no crescimento de organismos Gram-positivos permite o isolamento de bactérias Gram-negativas. A incorporação de lactose, sais biliares, e o indicador de pH vermelho neutro, permite a diferenciação de bactérias entéricas devido à habilidade de fermentar lactose. Neste meio de cultivo, enterobactérias são separadas em dois grupos: a- Coliformes: produzem ácido como resultado da fermentação da lactose. A bactéria exibe coloração vermelha na superfície da colônia. Escherichia coli produz maiores quantidades de ácido, em função da fermentação da lactose, do que outras espécies de coliformes. Quando isso ocorre, o meio de cultura que cerca o crescimento também se torna vermelho, por causa da ação do ácido que precipita sais biliares, seguindo-se então, a absorção do vermelho neutro. b- Bacilos da disenteria, tifoide e paratifoide: não são fermentadores de lactose, e, portando, não produzem ácido. As colônias aparecem sem cor e frequentemente transparentes. IV. Ágar EMB (Eosyn Methylene Blue Agar, Levine): a presença de lactose e os corantes eosina e azul de metileno permitem diferenciação entre fermentadores e não fermentadores de lactose. As colônias de E. coli apresentam coloração azul-preta com brilho metálico esverdeado causado pela grande quantidade de ácido. Outra bactéria coliforme, como a Enterobacter aerogenes, produz colônias espessas, mucoides e rosas neste meio de cultura. Bactérias entéricas que não fermentam lactose produzem colônias 12 sem cor, que, devido à sua transparência, parecem adquirir a coloração roxa do meio de cultura. Esse meio de cultura é também parcialmente inibitório ao crescimento de organismos Gram-positivos e, portanto, o crescimento de gram-negativos é mais abundante. V. Ágar PEA (Phenyl ethyl alcohol agar): Esse meio de cultura é usado para o isolamento da maioria de cocos Gram-positivos. O álcool fenil etílico inibe parcialmente bactérias Gram-negativas, as quais podem formar colônias visíveis, cujos tamanho e número são muito menores que em outros meios de cultura. 3.3. Meios de Enriquecimento: Meios convencionais enriquecidos com um ou mais componentes químicos que favoreçam uma determinada população de microrganismo numa população mista. Por exemplo, a adição de lactose no meio favorece o crescimento de bactérias que produzem β-galactosidase, aumentando o seu crescimento exponencialmente. Além dos meios de enriquecimento, podem-se utilizar outras técnicas de enriquecimento em função de diferentes condições físicas ou físico-químicas, como pH, temperatura, atmosfera, etc. Além dos requerimentos nutricionais, fatores físicos interferem no crescimento microbiano, como temperatura, presença de oxigênio, de luz, salinidade e o pH. Cada espécie bacteriana cresce sob faixas de temperatura características: psicrófilos (15-20 oC), mesófilos (25-40 oC) e termófilos (45-60 oC). Quanto à presença de oxigênio livre, existem bactérias aeróbias, anaeróbias, anaeróbias facultativas e microaerófilas. Para a maioria das bactérias, o pH ótimo de crescimento varia entre 6,5 e 7,5. Esterilização de meios de cultura A utilização de meios de cultura estéreis é uma condição essencial para se trabalhar com microbiologia. Nesta aula prática teremos oportunidade de preparar meios de cultura líquido e sólido e esterilizá-los por calor úmido em autoclave, um dos métodos de esterilização de meios de cultura mais comuns no laboratório de microbiologia. ✓ A utilização de calor úmido é um dos métodos mais eficazes de destruição de microrganismos. A morte das células microbianas por ação do calor úmido resulta da desnaturação das proteínas e da desestabilização da membrana citoplasmática. A autoclave torna-se uma câmara com vapor de água saturado à 13 pressão de 1 atm acima da pressão atmosférica, atingindo uma temperatura de 121 ºC. No laboratório de microbiologia é usual sujeitar o material a ser esterilizado a 121ºC durante 15 minutos, de modo a assegurar a morte de todas as formas de vida bacterianas, incluindo dos endósporos bacterianos, que são mais resistentes ao calor do que as células vegetativas. Contudo, o tempo necessário para se esterilizar convenientemente os materiais a esta temperatura depende da natureza do material a esterilizar e/ou do seu volume. O calor úmido sob pressão é utilizado na esterilização de meios de cultura que não contenham componentes termolábeis, bem como na esterilização de materiais de laboratório utilizados nos estudos de microbiologia. Objetivos 1- Preparar os meios de cultura: caldo nutriente e ágar nutriente ou outro sugerido pelo professor; 2- Executar esterilização em autoclave (calor úmido) dos meios de cultura; 3- Observação de placas com diferentes meios e culturas crescidas. Materiais Reagentes: Na2HPO4, NaCl, extrato de carne, peptona, água destilada. Equipamentos e utensílios: espátulas, vidrarias (pipetas, provetas, béqueres, bastão de vidro, frascos Erlenmeyer), tampões de algodão, autoclave. Procedimento Preparo de meios de cultura: caldo/ágar nutriente. 1- Pesar isoladamente nos béqueres os componentes do meio de cultura para o volume final de 100mL de caldo nutriente; 2- Dissolva cada componente em béquer, adicionando um pequeno volume de água destilada e agitando com bastão de vidro; 3- Transfira cada componente dissolvido para um frasco Erlenmeyer, misturando os componentes; 4- Complete o volume com água destilada para 100mL, fazendo uso de uma proveta; 5- Para preparar o ágar nutriente adicione a um frasco Erlenmeyer contendo 50 mL do Caldo Nutriente, 0.75 g de ágar (1,5 %). 14 Importante! 1º) O ágar nãodissolve a temperatura ambiente e precisa ser fundido a 80-100 %; 2º) Nunca ocupar mais que 1/3 do volume do frasco; 3º) os meios precisam ser esterilizados antes do uso. Tabela 3- Composição do meio de cultura Ágar Nutriente Composição Quantidade Na2HPO4 0,2 g NaCl 0,3 g Extrato de Carne 0,3 g Peptona 0,5 g Ágar 1,5 g Água destilada 100 mL Tabela 4- Composição do meio de cultivo BDA Composição Quantidade Caldo de Batata 50 mL Dextrose 2 g Ágar 1,5 g Água destilada 100 mL 15 Exercícios 1- Cite as funções dos componentes dos meios de cultura Ágar Nutriente que você preparou. 2- Defina a diferença entre microrganismos autotróficos e heterotróficos. Dos grupos de microrganismos estudados, classifique-os se são autotróficos ou heterotróficos. 3- Por que, algumas vezes, a esterilização de meios de cultura por calor sob pressão, em autoclave, não é adequada? Qual seria a alternativa sugerida nesses casos? 16 Prática 3 – Observação microscópica de protistas e algas Os protistas compreendem os microrganismos eucariotos fototróficos e não fototróficos, caracterizando-se pela possível capacidade de locomoção por cílios e flagelos. As algas, por sua vez, possuem uma parede celular rígida, composta principalmente por celulose, realizam fotossíntese e algumas também possuem flagelo. As algas e os protistas são facilmente visualizados em preparações a fresco e muitos deles podem ser visualizados utilizando-se as objetivas de menor aumento (4 e 10 X). O protista Paramecium, por exemplo, apresenta 200 μm de comprimento. Os Oomicetos se assemelham morfologicamente aos fungos, porém são filogeneticamente distintos desse grupo, apresentando várias características bioquímicas e moleculares diferentes, sendo classificados como Protistas. Microrganismos aquáticos apresentam esporos flagelados, hifas não septadas e reprodução assexuada por zoósporos. Na reprodução sexuada, ocorre a formação de um esporo de parede espessa chamado oósporo. Ao contrário dos fungos, a parede celular dos Oomicetos apresenta pequena quantidade (< 1%) ou ausência de quitina. Em vez disso, observa-se a presença de celulose e uma alta proporção de outras β-glucanas, contendo também o aminoácido hidroxiprolina. Estes organismos atuam na natureza como decompositores de matéria orgânica e parasitas de plantas e animais. Nesta aula serão preparadas lâminas a fresco de amostras contendo algas e protistas. Será observada a dimensão dos microrganismos, a diversidade das células microbianas quanto ao tamanho e à forma, assim como a ocorrência ou não de motilidade. Também, serão visualizadas lâminas permanentes de Oomicetos (Estramenópilos). Objetivos 1- Manusear adequadamente em microscópio óptico; 2- Distinguir, morfologicamente protistas e algas (ATENÇÃO: células clorofiladas podem ser cianobactérias ou protistas clorofilados); 3- Preparar lâminas a fresco; 4- Observar lâminas permanentes de Oomicetos. 17 Materiais Microrganismos: Amostras de água estagnada, suspensão de solo ou amostras de líquido ruminal. Lâminas permanentes de Oomicetos. Meios e Soluções: Solução de azul de metileno. Equipamentos e utensílios: Microscópio ótico, lâminas, lamínulas e pipetas Pasteur, alça de platina. Procedimento 1- Protistas e algas- Colocar uma gota da suspensão utilizando uma pipeta Pasteur em uma lâmina. 2- Encostando uma das bordas da lamínula na gota, deixe-a descer suavemente para evitar a formação de bolhas de ar entre a lâmina e a lamínula. 3- Manuseie corretamente o microscópio ótico. Atenção: Se você tem dúvida quanto à utilização do equipamento, pergunte ao professor como usá-lo. Não levante a platina do microscópio (movimentando o macrométrico) com a objetiva de maior aumento encaixada! 4- Procure campos onde os organismos exibam motilidade, utilizando os parafusos do “charriot”. 5- Terminada a observação, desligue a luz; gire o revólver para encaixar a objetiva de menor aumento, passando pela objetiva de 10X; abaixe a platina e retire a lâmina. 6- Após a observação, descarte a lâmina e a lamínula nas bandejas com detergente e desinfetante. 18 Resultados Observe as diferenças entre os microrganismos focalizados e desenhe-os, considerando tamanho, forma, motilidade e coloração. Use as representações dos campos abaixo. NAS PÁGINAS SEGUINTES EXISTEM EXEMPLOS DA MORFOLOGIA DE PROTISTAS E ALGAS. Oomicetos 19 Exercícios 1- Cite características de protistas e algas que os distinguem. 2- Quais são as vantagens e as desvantagens da observação de lâminas em preparações a fresco? 3- Por que os Oomicetos eram classificados, anteriormente, como fungos? 20 MORFOLOGIA DE PROTISTAS (24) Didinium(18) Carchesium(12) Loxodes(6) Amoeba (23) Euplotes(17) Vorticella(11) Lionotus(5) Trichamoeba (22) Hypotrichidium(16) Stentor(10) Lacymaria(4) Protospongia (21) Onychodromos(15) Condylostoma(9) Paramecium(3) Codosiga (20) Stylonychia(14) Coleps(8) Diffugia(2) Cercomonas (19) Zoothamnium(13) Blepharisma(7) Mayorella(1) Heteronema (24) Didinium(18) Carchesium(12) Loxodes(6) Amoeba (23) Euplotes(17) Vorticella(11) Lionotus(5) Trichamoeba (22) Hypotrichidium(16) Stentor(10) Lacymaria(4) Protospongia (21) Onychodromos(15) Condylostoma(9) Paramecium(3) Codosiga (20) Stylonychia(14) Coleps(8) Diffugia(2) Cercomonas (19) Zoothamnium(13) Blepharisma(7) Mayorella(1) Heteronema 21 MORFOLOGIA DE ALGAS FLAGELADAS (20) Volvox (100X)(15) Eudorina (175X)(10) Chlorogonium (1000X)(5) Lepocinclis (350X) (19) Gonium (350X)(14) Pandorina (350X)(9) Carteria (1500X)(4) Phacus (350X) (18) Ceratium (175X)(13) Synura (350X)(8) Chlamydomonas (1000X)(3) Phacus (1000X) (17) Peridinium (350X)(12) Chrysococcus (3000X)(7) Phacotus (1500X)(2) Euglena (700X) (16) Dinobyron (1000X)(11) Pyrobotrys (1000X)(6) Trachelomonas (1000X)(1) Euglena (700X) (20) Volvox (100X)(15) Eudorina (175X)(10) Chlorogonium (1000X)(5) Lepocinclis (350X) (19) Gonium (350X)(14) Pandorina (350X)(9) Carteria (1500X)(4) Phacus (350X) (18) Ceratium (175X)(13) Synura (350X)(8) Chlamydomonas (1000X)(3) Phacus (1000X) (17) Peridinium (350X)(12) Chrysococcus (3000X)(7) Phacotus (1500X)(2) Euglena (700X) (16) Dinobyron (1000X)(11) Pyrobotrys (1000X)(6) Trachelomonas (1000X)(1) Euglena (700X) 22 MORFOLOGIA DE ALGAS FILAMENTOSAS (12) Desmidium (175X)(6) Tribonema (300X) (17) Draparnaldia (100X)(11) Ulothrix (175X)(5) Vaucheria (100X) (16) Stigeoclonium (300X)(10) Ulothrix (175X)(4) Oedogonium (350X) (15) Zygnema (175X)(9) Microspora(3) Bulbochaete (100X) (14) Spirogyra (175X)(8) Batrachospermum (2X)(2) Cladophora (100X) (13) Mougeotia (175X)(7) Chara (3X)(1) Rhizoclonium (175X) (12) Desmidium (175X)(6) Tribonema (300X) (17) Draparnaldia (100X)(11) Ulothrix (175X)(5) Vaucheria (100X) (16) Stigeoclonium (300X)(10) Ulothrix (175X)(4) Oedogonium (350X) (15) Zygnema (175X)(9) Microspora(3) Bulbochaete (100X) (14) Spirogyra (175X)(8) Batrachospermum (2X)(2) Cladophora (100X) (13) Mougeotia (175X)(7) Chara (3X)(1) Rhizoclonium (175X) 23 MORFOLOGIA DE ALGAS NÃO FILAMENTOSAS E NÃO FLAGELADAS 24 MORFOLOGIA DE DIATOMÁCEAS (23) Meridion (750X)(17) Fragillaria (750X)(11) Tabellaria (1000X)(5) Gomphonema (2000X) (18) Fragillaria (750X)(12) Synedra (350X)(6) Cocconeis(750X) (22) Stephanodiscus (750X)(16) Stauroneis (350X)(10) Tabellaria (175X)(4) Cymbella (1000X) (21) Navicula (750X)(15) Surirella (350X)(9) Cyclotella (1000X)(3) Cymbella (175X) (20) Asterionella (750X)(14) Melosira (750X)(8) Pinnularia (175X)(2) Gomphonema (175X) (19) Asterionella (175X)(13) Synedra (175X)(7) Nitschia (1500X)(1) Diatoma (1000X) (23) Meridion (750X)(17) Fragillaria (750X)(11) Tabellaria (1000X)(5) Gomphonema (2000X) (18) Fragillaria (750X)(12) Synedra (350X)(6) Cocconeis (750X) (22) Stephanodiscus (750X)(16) Stauroneis (350X)(10) Tabellaria (175X)(4) Cymbella (1000X) (21) Navicula (750X)(15) Surirella (350X)(9) Cyclotella (1000X)(3) Cymbella (175X) (20) Asterionella (750X)(14) Melosira (750X)(8) Pinnularia (175X)(2) Gomphonema (175X) (19) Asterionella (175X)(13) Synedra (175X)(7) Nitschia (1500X)(1) Diatoma (1000X) 25 MORFOLOGIA DE CIANOBACTÉRIAS Obs: CIANOBACTÉRIAS SÃO PROCARIOTOS. (17) Agmenellum (175X)(11) Lyngbya (700X)(5) Cylindrospermum (175X) (18) Calothrix (350X)(12) Tolypothrix (350X)(6) Arthrospira (700X) (22) Anacystis (700X)(16) Agmenellum (700X)(10) Aphanizomenon (175X)(4) Nodularia (350X) (21) Anacystis (175X)(15) Gomphosphaeria (350X)(9) Oscillatoria (175X)(3) Anabaena (175X) (20) Anacystis (700X)(14) Gomphosphaeria (1000X)(8) Phormidium (350X)(2) Anabaena (350X) (19) Rivularia (175X)(13) Entophysalis (1000X)(7) Microcoleus (350X)(1) Anabaena (350X) (17) Agmenellum (175X)(11) Lyngbya (700X)(5) Cylindrospermum (175X) (18) Calothrix (350X)(12) Tolypothrix (350X)(6) Arthrospira (700X) (22) Anacystis (700X)(16) Agmenellum (700X)(10) Aphanizomenon (175X)(4) Nodularia (350X) (21) Anacystis (175X)(15) Gomphosphaeria (350X)(9) Oscillatoria (175X)(3) Anabaena (175X) (20) Anacystis (700X)(14) Gomphosphaeria (1000X)(8) Phormidium (350X)(2) Anabaena (350X) (19) Rivularia (175X)(13) Entophysalis (1000X)(7) Microcoleus (350X)(1) Anabaena (350X) 26 STRAMINIPILA – FILO OOMYCOTA Características gerais → “Hifas” não septadas → Reprodução assexuada: Zoósporos → Reprodução sexuada: Oósporos 27 Prática 4 – Isolamento de fungos filamentosos e morfologia de micélios e leveduras Parte 1: Isolamento de fungos filamentosos: saprófitas e fitopatogênicos Os fungos filamentosos encontram-se amplamente distribuídos na natureza, proliferando como saprófitas, parasitas ou como simbiontes. São heterotróficos, multicelulares, geralmente aeróbios e apresentam reprodução assexuada e sexuada. Como saprófitas, degradam a matéria orgânica, transformando-a em formas químicas simples que retornam ao solo. Se por um lado, os fungos saprófitas são úteis na reciclagem da matéria orgânica, por outro, podem causar a deterioração de alimentos, tecidos vegetais e ambientes. Como parasitas, causam doenças em vegetais e animais, inclusive no homem. Os fungos podem atuar ainda em associações simbióticas de grande importância, como as associações com outros organismos, tais como as algas, formando os liquens, ou com raízes das plantas, formando as micorrizas. Antes de estudarmos o efeito do ataque de fungos em materiais diversos, é geralmente necessário isolá-los, tanto para sua identificação como para determinar seus requerimentos nutricionais e seus produtos metabólicos. Os métodos usados para o isolamento de fungos e seu cultivo dependem muito do seu habitat natural. Geralmente, empregam-se meios sólidos acidificados, com pH em torno de 4 a 5, com o objetivo de inibir o crescimento de bactérias. Para o isolamento de fungos saprófitas do solo ou de alimentos, pode-se utilizar os métodos de diluição ou estrias em superfície de meio sólido. Para isolamento de fungos parasitas de vegetais, os métodos variam de acordo com o fungo e com o tipo de lesão. Na maioria das vezes, a inoculação é feita transferindo-se fragmentos do tecido atacado para meio de cultura próprio, como, por exemplo, o BDA (batata-dextrose-ágar) ou então, utilizando o substrato natural (sementes, cascas de frutas, tecidos vegetais, etc). As placas são incubadas e o isolamento é feito com base em placas que apresentarem um número pequeno de colônias dispersas. Nessa aula será realizado o isolamento de fungos filamentosos a partir de material vegetal e corpos de frutificação de fungos filamentosos (cogumelos) Objetivos 1- Treinar em técnicas para o isolamento de fungos filamentosos; 2- Reconhecer os diferentes modos de vida dos fungos na natureza 28 Materiais Amostras: Frutas e vegetais em decomposição, folhas com fungos fitopatogênicos. Meios e Soluções: Tubos com solução salina esterilizada, meio BDA (Batata Dextrose Ágar), álcool 70 %, Hipoclorito 0,5 %. Equipamentos e utensílios: incubadora, pinça, tubos de ensaio, Placas de Petri estéreis e placas com BDA, alça de platina, alça de Drigalsky, pipetas, pipetadores, papel de filtro e estilete Procedimento Isolamento de fungos filamentosos saprófitas Isolamento de fungo saprófita a partir de material vegetal em decomposição. 1- Recolher com alça de platina esporos ou micélio de alimentos em decomposição. 2- Diluir a amostra em solução salina esterilizada. 3- Transferir 0,1 ml da suspensão para superfície do meio BDA. 4- Espalhar o inóculo com alça de Drigalsky. 5- Identificar as placas colocando o nome da amostra, turma e bancada. 6- Incubar a 25 oC por 7 dias ou até a formação visível de colônias. Isolamento de fungos fitopatogênicos 1- Escolher material em que as lesões sejam recentes, para evitar que microrganismos saprófitas dificultem o isolamento do patógeno; 2- Lavar o material em água corrente e secar o mesmo em papel absorvente. Cortar o material vegetal em quadrados de aproximadamente 0,5 cm, tendo o cuidado de incluir também as partes saudáveis do tecido; 3- Submergir os fragmentos em álcool 70 % por 30 segundos, para quebrar a tensão superficial e iniciar a descontaminação da superfície do material vegetal; 4- Com uma pinça ou estilete flambado, transferir os quadrados para solução de hipoclorito de sódio 1 % por 30 segundos; 5- Transferir os fragmentos para água destilada estéril para remover o excesso de hipoclorito; 6- Em seguida, remover o excesso de água dos fragmentos em papel absorvente estéril (em placa de Petri); 7- Transferir os fragmentos (4) com uma pinça flambada (com álcool) para a placa de Petri com BDA. Incubar a temperatura ambiente por 7 dias. 29 Resultados Avalie o crescimento dos fungos nos meios utilizados, e esquematize as colônias fúngicas encontradas de cada isolado obtido. 30 Exercícios 1- Porque no isolamento de fungos fitopatogênicos utiliza-se uma amostra contendo parte da lesão e parte saudável? 2- Como saber se realmente aquele fungo isolado é realmente o causador da doença na planta? 3- Discuta as diferenças quanto ao modo de vida dos fungos. 31 Parte 2: Morfologia de fungos filamentosos e leveduras Os fungos são organismos heterotróficos, geralmente aeróbios, de ampla distribuição no ambiente e que podem se apresentar na forma de fungos filamentosos e/ou leveduras. Os fungos filamentosos são caracterizados por distinta estrutura filamentosa, multinucleada, conhecida como micélio (podendo apresentar-se cotonoso, ou seja, com aspecto de algodão). O micélio é formado por um conjunto de filamentos ramificados que se irradiam sobre ou dentro do substrato utilizado como alimento. Cada um desses filamentos recebe o nome de hifa. A hifa é constituída por uma parede tubular delgada e transparente, contendo no seu interior o protoplasma. As hifas podem ser cenocíticas, ou seja, o protoplasma é contínuo,ou septada, quando o protoplasma é interrompido por paredes transversais denominadas septos. As leveduras são fungos unicelulares classificadas como ascomicetos ou basidiomicetos, que se reproduzem vegetativamente por brotamento ou fissão, não produzindo corpo de frutificação. O termo levedura sempre foi associado à história do processo fermentativo. O significado da palavra levedura provém do latim “levere” e significa suspender, referindo-se à produção de gás carbônico durante a fermentação, levantando a superfície líquida como uma espuma. As leveduras podem ser classificadas em anamórficas ou mitóticas (reproduzem- se assexuadamente por brotamento ou fissão) e teleomórficas ou meióticas (reproduzem- se sexuadamente). Representam um grupo muito heterogêneo de fungos unicelulares, que diferem amplamente nas características morfológicas e fisiológicas. Em leveduras, a reprodução assexuada é a forma primária de aumento do número de indivíduos na população. Há dois modos básicos de reprodução assexuada em leveduras conforme a espécie: fissão ou brotamento. No primeiro caso (por exemplo, em Schizosaccharomyces pombe) ocorre mitose nuclear, seguida de simples divisão celular equitativa. No segundo (por exemplo, em Saccharomyces cerevisiae), paralelamente à mitose nuclear, forma-se na superfície da célula-mãe uma pequena projeção - o broto - que, à medida que cresce, engloba material citoplasmático e um dos núcleos resultantes da mitose. Posteriormente, o broto libera-se da célula-mãe da qual é geneticamente idêntico. Na reprodução sexuada, duas células haplóides de tipos sexuais diferentes podem se fundir formando uma célula com dois núcleos que, eventualmente, se fundem, formando um núcleo diplóide. Esse 32 sofre meiose originando quatro núcleos haplóides e, então, quatro novas células se formarão, cada uma com um dos quatro núcleos haplóides. A biologia e a biodiversidade de fungos são importantes para a caracterização e preservação de espécies, principalmente aquelas com potencial para aplicação biotecnológica. As preparações microscópicas para a observação de fungos são de grande importância para sua identificação, uma vez que características morfológicas dos micélios e células (esta aula), juntamente com características dos esporos (próxima aula) são rotineiramente utilizadas para tal fim. Objetivos 1- Observar morfologia de fungos filamentosos (micélios) e de colônias de leveduras 2- Diferenciar leveduras de brotamento e fissão e conhecer as estruturas de formação de ascos e pseudomicélio. Materiais Microrganismos: Lâminas de fungos filamentosos, isolados de leveduras que apresentem reprodução assexuada e sexuada. Meios e soluções: azul de metileno, água destilada Equipamentos e utensílios: Microscópio ótico, lâminas, alça de repicagem, bico de Bunsen, bandejas e suportes para lâminas. Procedimento Lâminas de fungos filamentosos 1- Manuseie corretamente o microscópio ótico (se você tem dúvida quanto à utilização do equipamento, pergunte ao professor como usá-lo). Focalize a lâmina de fungo filamentoso, sequencialmente, com as objetivas de 4X, 10X e 40X; 2- Observe a organização das hifas e a presença ou ausência de septo; 3- Terminada a observação, desligue a luz; gire o revólver para encaixar a objetiva de menor aumento, passando pela objetiva de 10X; abaixe a platina e retire a lâmina; Lâminas de leveduras 1- Limpe bem uma lâmina com papel; 2- Esterilize a alça de repicagem, aquecendo-a ao rubro no bico de Bunsen; 33 3- Quando a levedura estiver em meio líquido, transfira assepticamente com a alça de repicagem uma gota da cultura de leveduras para o centro da lâmina. Se a cultura estiver em meio sólido, prepare uma suspensão de células da seguinte maneira: Coloque uma gota de água destilada ou azul de metileno sobre a lâmina e colete o material assepticamente, raspando, levemente a superfície do ágar com a alça de repicagem (com cuidado para não retirar pedaços do meio de cultura, pois o crescimento do microrganismo ocorre somente na superfície); 4- Manuseie corretamente o microscópio ótico (se você tem dúvida quanto à utilização do equipamento, pergunte ao professor como usá-lo). Focalize o material, sequencialmente, com as objetivas de 4X, 10X e 40X; 5- Terminada a observação, desligue a luz; gire o revólver para encaixar a objetiva de menor aumento, passando pela objetiva de 10X; abaixe a platina e retire a lâmina; 6- Após a observação, descarte a lâmina e a lamínula nas bandejas com detergente e desinfetante, colocadas na bancada lateral. 34 Resultados Desenhe as hifas fúngicas (fungos filamentosos), cenocíticas ou septadas, observadas no microscópio. Desenhe as estruturas vegetativas e reprodutivas das leveduras observadas no microscópio. Observações Morfologia da Colônia Morfologia das células Tipo de reprodução 35 Prática 5 – Esporos fúngicos assexuados e sexuados A reprodução sexuada em fungos pode ocorrer de várias maneiras. Os esporos sexuados são formados pela fusão de duas células (gametas), pelo processo denominado plasmogamia, que reúne dois núcleos em um único citoplasma. A etapa seguinte é a fusão desses dois núcleos, no processo denominado cariogamia, com a formação de um núcleo diplóide. A terceira etapa, meiose ou divisão redutora separa o núcleo diplóide em núcleos haplóides, que são posteriormente delimitados por uma membrana e parede celular, dando origem aos esporos haplóides. Como regra geral, os esporos sexuados são produzidos menos frequentemente e em menor número do que os esporos assexuados. Há quatro tipos de esporos sexuados de fungos: Zigósporos, Oósporos, Ascósporos e Basidiósporos. Quando estes são formados dentro de estruturas em forma de saco, conhecidas como ascos, os esporos recebem a denominação de ascósporos, e os fungos são incluídos na divisão Ascomycota. Tais esporos são frequentemente encerrados em um corpo de frutificação, denominado ascocarpo. Os tipos básicos de ascocarpo são: Cleistotécio, Peritécio, Apotécio, Ascostroma. Os esporos sexuados dos fungos pertencentes à divisão Basidiomycota se desenvolvem em estruturas em forma de clava, os basídios. Esses esporos são denominados basidiósporos e geralmente ocorrem em número de quatro por basídio. Quando maduros, os basidiósporos localizam-se na parte externa dos basídios, sobre os esterigmas. Em muitas espécies, os basídios e seus basidiósporos se organizam em corpos de frutificação altamente complexos, denominados basidiocarpos, conhecidos popularmente por cogumelos, orelhas-de-pau e bufos. As preparações microscópicas para observação de fungos são de extrema importância, uma vez que a sua identificação depende, em grande parte, da observação de características morfológicas, como o tipo de micélio e de esporos sexuados e assexuados. A classificação dos fungos filamentosos baseia-se, principalmente, no tipo de micélio vegetativo que o fungo apresenta, isto é, cenocítico ou apocítico, e na presença de estruturas de reprodução sexuada e assexuada. A seguir são dadas algumas características das divisões que serão abordadas nesta aula prática. 36 Reino Fungi - Filos Chytridiomycota - Essa divisão apresenta cerca de 1.000 espécies e são considerados os fungos mais basais. A parede celular é composta de quitina e glucanas (polímeros de glicose). Somente os quitrídios, apresentam zoósporos flagelados e móveis. Comuns em solos úmidos e no rúmen de animais. Esse filo, juntamente com a Zygomycota, tem sido um dos principais alvos de novas propostas de classificação. Zygomycota - Os fungos pertencentes a esse filo caracterizam-se por produzir esporos assexuados endógenos, formados em estruturas chamadas de esporângios. A hifa que sustentao esporângio é denominada esporangióforo. Ex: Mucor, Rhizopus Glomeromycota - São fungos de extrema importância econômica, uma vez que apresentam associação simbiótica obrigatória com plantas, por meio de estruturas conhecidas como arbúsculos, sendo, por isso, conhecidos como fungos micorrízicos arbusculares. Ex: Glomus. Ascomycota - Apresentam micélio com hifas septadas e a característica que os distingue dos outros fungos é a presença de estrutura chamada asco, que se apresenta na forma de saco, contendo número definido de ascósporos (normalmente oito), resultantes dos processos de plasmogamia, cariogamia e meiose. Em geral, os ascomicetos produzem seus ascos e ascósporos em corpos de frutificação, denominados ascocarpos. Alguns fungos classificados anteriormente como deuteromicetos foram re-classificados e atualmente pertencem ao filo Ascomycota. Além dos fungos filamentosos, encontram-se nesse grupo muitas espécies de fungos leveduriformes. Ex: A levedura Sacharomyces cerevisiae, Aspergillus, Penicillium. Basidiomycota - São popularmente conhecidos como cogumelos, bufos, orelhas-de-pau, ferrugens, carvões, etc. Os basidiomicetos diferem dos outros fungos por produzirem seus esporos sexuais (basidiósporos) em estruturas denominadas basídios. Os basidiósporos também são resultantes de plasmogamia, cariogamia e meiose. O seu corpo de frutificação é denominado basidiocarpo. Nesse grupo também estão algumas espécies de fungos classificados anteriormente como deuteromicetos que foram re-classificados na divisão Basidiomycota. Ex: Pleurotus, Agaricus e algumas leveduras. 37 Objetivos Observar as estruturas mais importantes para a identificação de alguns fungos, com ênfase nas estruturas que caracterizam cada divisão, como tipo de esporo e estrutura onde os esporos são formados. Atente para o tipo de hifa, cenocítica ou septada (como visto na aula passada), pois também é uma característica importante para a classificação. Materiais Amostras: Lâminas prontas (permanentes) de fungos filamentosos e/ou suas estruturas reprodutivas. Meios e Soluções: lactofenol ou azul de metileno. Equipamentos e utensílios: microscópios. Procedimento Visualizar lâminas permanentes de fungos filamentosos, da seguinte maneira: 1- Manuseie corretamente o microscópio ótico (se você tem dúvida quanto à utilização do equipamento, pergunte ao professor como usá-lo). Focalize a lâmina de fungo filamentoso, sequencialmente, com as objetivas de 4X, 10X e 40X; 2- Observe a organização das hifas e a presença ou ausência de septo (quando possível); 3- Observe as estruturas reprodutivas; 4- Terminada a observação, desligue a luz; gire o revólver para encaixar a objetiva de menor aumento, passando pela objetiva de 10X e abaixe a platina. 38 Resultados Desenhe as estruturas observadas nas lâminas de fungos filamentosos. Filo Zygomycota Filo Glomeromycota 39 Filo Ascomycota - Reprodução sexuada Filo Ascomycota - Reprodução assexuada 40 Filo Basidiomycota - Reprodução sexuada 41 Exercícios 1- Descreva as etapas da reprodução sexuada em fungos. 2- O que são corpos de frutificação? 3- Complete o quadro abaixo dando as principais características dos filos do reino Fungi. Filo Micélio Tipo de esporo Exemplo de Gênero Importância Chytridiomycota Zygomycota Glomeromycota Ascomycota Basidiomycota 42 REINO FUNGI CARACTERÍSTICAS GERAIS DE FUNGOS Micélio: conjunto ou emaranhado de hifas Crescimento radial: formação de colônia fúngica Hifas: filamento tubular microscópico Tipos de hifas: -Hifas septadas -Hifas não septadas Esporo: unidade reprodutiva. Tamanho, forma e cores variadas 43 Filo Zigomycota Características gerais → Hifas não septadas → Reprodução assexuada: esporangiósporos ou aplanósporos → Reprodução sexuada: zigósporo Ex: Rhizopusstolonifer Zigósporo 44 Filo Glomeromycota Fungos endomicorrízicos Estruturas: arbúsculos, vesículas e esporos Micorriza: associação simbiótica entre fungos filamentosos e raízes de plantas Segmento de raiz colonizado por Glomusmosseae. Raiz clarificada com KOH e corada com azul de tripan para destacar o tecido fúngico. Esporos: Gigaspora margarita (esporos claros/médios), Dentiscutata heterogama (esporos marrons/menores) e Gigaspora gigantea (esporos amarelos/maiores). Azigósporo de Scutellospora gregaria Hifa de sustentação Azigósporo de Acaulospora morrowae 45 Filo Ascomycota Características gerais → Hifas septadas → Reprodução sexuada: ascósporo → Reprodução assexuada: conídios → Corpos de frutificação: Peritécio, Apotécio, Cleistotécio e Ascostroma Peritecio Cleistotécio p o t é c i o t i p o t a ç a Peritécio Cleistotécio Apotécio tipo taça Apotécio tipo Morel (Morchella) 46 Alternaria Conidióforos pigmentados, normalmente curtos ou alongados, produzindo em cadeia simples ou ramificada de conídios. A forma do conídio é variável, grosseiramente elíptica a ovalada. Causa a pinta preta do tomateiro e da batata. Aspergillus Conidióforos longos terminando em projeção tipo clava, lembrando baquetas. Da projeção irradiam-se fiálides, dispostas em camada simples ou dupla, das quais se projetam cadeias de conídios esféricos. Massa de conídios pode apresentar coloração variada. São saprófitas comuns em produtos armazenados. Alguns podem produzir toxinas 47 Cladosporium Conidióforos escuros ramificando-se vigorosamente no topo ou acima da porção mediana. Forma variável: oval, cilíndrica ou irregular. Causa queima em curcubitáceas. Colletotrichum Acérvulos circulares, conidióforo simples. Conídios hialinos, ovais, a oblongos ou falcados. Massa de conídios com coloração rósea. Podem estar presentes no acérvulo setas longas, septadas e pigmentadas. Causa antracnose em vários hospedeiros Curvularia Conídios escuros geralmente com três septos transversais, curvos em ângulo. Os segmentos internos são normalmente maiores e mais pigmentados que os dois extremos. Causa mancha de folha de milho 48 Fusarium Conidióforos hialinos de forma variável simples ou ramificados, neste caso curtos e irregulares ou terminando em tufos de fiálides. Conidióforos isolados ou reunidos em esporodóquio. Macroconídio com vários septos transversais, levemente curvos, lembrando uma canoa. Microconídios sem septos e hialinos. As diferentes espécies causam diferentes doenças em plantas. Nigrospora Conidióforos curtos, com septos e inter-septos mais ou menos dilatados, normalmente pigmentados. Conídio esférico e negro localizando-se em uma vesícula situada no ápice do conidióforo. Penicillium Conidióforos longos, ramificando-se na parte terminal. Conídios esféricos e catenulados produzidos em fiálides dispostas em número variável na ramificação terminal do conidióforo (conjunto lembra uma vassoura). Massa de conídios com coloração esverdeada. Causa podridão em frutos cítricos. Pestalotiopsis 49 Conídios com 4 septostransversais, apresentando três secções intermediárias pigmentadas e as duas das extremidades, hialinas 50 Filo Basidiomycota Características gerais → Hifas septadas → Reprodução sexuada: basidiósporo → Reprodução assexuada: conídios Basidiósporos 51 Agaricus bisporus (Champignon) Lentinula edodes (Shiitake) Pleurotus ostreatus (Shimeji) Pleurotus pulmonarius (Hiratake marrom) Boletus edulis (cogumelo silvestre comestível) Rubroboletus satanas (cogumelo silvestre venenoso) 52 MORFOLOGIA DE COLÔNIAS DE LEVEDURAS Características macroscópicas Saccharomyces kluyveri Candida albicans Kluyveromyces lactis Torulaspora delbrueckii Arxulaadeninivorans Pichia Pichia Saccharomyces cerevisiae 53 Características microscópicas Reprodução Assexuada: Brotamento Reprodução assexuada: fissão Formação de pseudomicélio: e p r o d u ç ã o s e x u a d a : a s c ó s p o 54 Fotomicrografias de células de leveduras (parte inferior): a) células elipsóides de Kluyveromyces marxianus (microscopia eletrônica de varredura – MEV); b) Ascósporos de Saccharomyces cerevisiae (microscópio ótico, MO, 400x); c) células globosas de S. cerevisiae (MEV); d) células globosas de S. cerevisiae em brotamento unipolar (MO, 400x); e) células globosas de S. cerevisiae em brotamento multipolar (MO 400); f) células cilíndricas de Schizosaccharomyces pombe em fissão (contraste de fase, 100 x). Dias & Schwan, 2010. (Dias & Schwan, 2010) 55 Prática 6 – Isolamento e enumeração de microrganismos Nos ambientes naturais os microrganismos se encontram, quase sempre, sob forma de populações mistas. Assim sendo, para que seja possível estudar as características das espécies que compõem estas misturas, é necessário fazer seu isolamento em cultura pura. Uma porção representativa da amostra é transferida, com assepsia, para meio de cultura sólido (ágar) em placas de Petri. Células microbianas contidas na amostra, suficientemente separadas, são imobilizadas no gel de ágar contendo nutrientes e se multiplicam, formando um agregado de células idênticas denominado de colônia. Cultura pura é aquela em que todos os indivíduos se originaram a partir de uma única célula e são mantidas geneticamente idênticas. Quando uma cultura é formada por células de uma mesma espécie, porém, não necessariamente geneticamente idênticas, diz-se que essa cultura é axênica. Na prática, é muito difícil manter uma cultura pura, por causa das mutações que ocorrem numa população elevada de bactérias. Por isso, normalmente uma cultura inicialmente pura será, ao final do tempo de crescimento, uma cultura axênica. Apesar disso, é comum nos referirmos a essas culturas como sendo puras, pelo fato de terem sido obtidas a partir de uma única célula. Os estudos microbiológicos e suas aplicações são efetuados com a população dos microrganismos e não com uma única célula, sendo somente válidos se realizados com culturas puras. Dentre as técnicas conhecidas para isolamento de microrganismos em cultura pura, as mais comumente utilizadas são a técnica de esgotamento e a técnica das diluições em placas. O isolamento em meio de cultura com ágar baseia-se no princípio de que, quando se espalha uma quantidade suficientemente pequena de material, pode-se obter células individuais que crescem em colônias completamente separadas umas das outras. As técnicas utilizadas são: i- de esgotamento do inóculo (estrias); ii- técnica de semeadura por espalhamento (alça de Drigalsky – “Spread Plate”) e, iii- técnica de semeadura em profundidade (“pour-plate”). Normalmente, numa população microbiana mista, a concentração de microrganismos é bastante elevada, sendo necessário fazer diluições sucessivas quando se deseja fazer a contagem em placas e determinar a população viável na amostra. Para isso, realizam-se quantas diluições forem necessárias para que cresça na placa de Petri um número final de colônias entre 30 e 300, o que facilitará a contagem e a estimativa da população microbiana presente. Nesse caso, também, o espalhamento não deve ser feito por meio de estrias, mas aplicando-se uma pequena alíquota conhecida (normalmente 0,1 mL) sobre a superfície do meio sólido e espalhando-se com alça de 56 Drigalsky (“Spread Plate”). Outra opção é a utilização da técnica “Pour Plate”, na qual aplica-se primeiro a alíquota (normalmente 1 mL) e, depois verte-se o meio liquefeito e resfriado a 50 oC, fazendo-se movimentos rotatórios até que a suspensão de células fique bem distribuída no meio de cultura. O resultado será expresso como UFC (Unidades Formadoras de Colônias) por mililitro da amostra. Nesta aula prática será realizado o procedimento de isolamento e enumeração de microrganismos, por meio do método de diluição em placas. Objetivos 1- Realizar diluições seriadas de culturas microbianas ou amostras de solo, para plaqueamento e contagem de colônias, expresso em UFC/mL ou g (Unidades Formadoras de Colônias por mililitro ou grama) da suspensão ou amostra de solo original; 2- Executar rotina de plaqueamento. Materiais Meios e culturas: Ágar nutriente fundido, culturas de bactéria ou amostras de solo, Equipamentos e utensílios: Placas de Petri estéreis, bico de Bunsen e alças de repicagem, pipetas para inoculação, tubos de ensaio com 9 mL de solução salina estéril, agitador do tipo vortex para homogeneizar as diluições. Procedimento Contagem de microrganismos pelo método das diluições em placas 1- A partir da suspensão de cultura bacteriana ou obtida de amostras de solo, realizar diluições sucessivas, de 10-1 até 10-6, da seguinte maneira: transferir 1 mL da suspensão original para tubo contendo 9 mL de solução salina estéril. Homogeneizar. Essa é a diluição 10-1. A partir desse tubo repetir o procedimento para obter os tubos com as diluições 10-2, 10-3, e assim sucessivamente até 10-6; 2- A partir da diluição 10-4, proceder a inoculação de 0,1 mL em placa de Petri contendo meio Ágar Nutriente, em triplicata; 3- Espalhar o inóculo com o auxílio de uma alça de Drigalsky; 4- Incubar as placas a temperatura ambiente durante 24-48 horas. No caso de se desejar o isolamento de microrganismos que cresçam em temperaturas específicas, será necessário fazer a incubação em estufas ou incubadoras que permitam o controle da temperatura. 57 Esquema do procedimento: Fonte: Adaptado de Microbiologia de Brock Michael T. Madigan ... [et al.], 2016. ISBN 978-85-8271-298-6 58 Resultados Faça a contagem das colônias obtidas em cada placa, esquematizando os resultados nos círculos abaixo, e calcule a população total da amostra expressando a contagem em UFC/mL ou (g): Grupo Diluição Número de colônias População total na amostra 1 2 3 4 5 6 A ESTIMATIVA DA POPULAÇÃO É DADA PELA FÓRMULA: 𝐔𝐅𝐂/ 𝐦𝐋 𝐨𝐮 𝐠 = 𝐌é𝐝𝐢𝐚 𝐝𝐨 𝐧ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐜𝐨𝐥ô𝐧𝐢𝐚𝐬 𝐩𝐨𝐫 𝐩𝐥𝐚𝐜𝐚 𝐱 𝐅𝐚𝐭𝐨𝐫 𝐝𝐞 𝐝𝐢𝐥𝐮𝐢çã𝐨 𝐕𝐨𝐥𝐮𝐦𝐞 𝐝𝐚 𝐚𝐥𝐢𝐪𝐮𝐨𝐭𝐚 Note que: Diluição = alíquota/volume final. Exemplo: alíquota de 1 mL adicionada a um tubo contendo 9 mL. Neste caso, o volume final será de 10 mL, portanto, adiluição será 1/10 = 10-1. Fator de diluição = 1/volume da alíquota. Exemplo: alíquota de 0,1 mL, o fator de diluição será 1/0,1 = 10. Se a alíquota for de 1 mL, como ocorre, por exemplo na técnica do derramamento, o resultado será 1 e, portanto, nada mudará no resultado final. 59 Exercícios 1- Por que os meios sólidos são preferidos para o isolamento dos microrganismos? 2- Por que, ao realizarmos contagem em placas, consideramos somente aquelas onde tenham sido formadas entre 30 e 300 colônias? 3- Qual é a finalidade das diluições seriadas, efetuadas durante o procedimento de enumeração de microrganismos? 4- Em uma amostra de água contendo 108 cels/mL, qual seria a diluição necessária de modo que a estimativa de contagem na placa final seja de 100 colônias? 5- Com base no esquema abaixo, responda: a) Qual a diluição em cada etapa (A-F)? b) Qual a diluição total em cada uma das etapas (A-F) 60 Prática 7 – Obtenção de culturas puras: estrias simples e compostas Dentre as técnicas conhecidas para isolamento de microrganismos em cultura pura, as mais comumente utilizadas são a técnica do esgotamento e a técnica das diluições em placas. O isolamento em meio de cultura com ágar baseia-se no princípio de que quando se espalha uma quantidade suficientemente pequena de material, pode-se obter células individuais que crescem em colônias completamente separadas umas das outras. As técnicas utilizadas são a de esgotamento do inóculo (estrias) e a técnica semeadura por espalhamento (“Spread Plate”) e semeadura em profundidade (“Pour Plate”). Nesta aula prática, será realizado o procedimento para obtenção de cultura pura pelo método do esgotamento do inóculo em superfície de ágar, utilizando estrias simples ou compostas. Objetivo: Realizar a técnica de isolamento/purificação por estrias simples e compostas de isolados obtidos na aula anterior. Meios de cultivo e culturas: Ágar Nutriente liquefeito; cultura de bactérias em placa e meio líquido. Equipamentos e utensílios: Placas de Petri com Ágar Nutriente, bico de Bunsen e alças de repicagem. Procedimento: 1- Esterilize a alça de repicagem e espere esfriar atrás da chama; 2- Transfira assepticamente a suspensão bacteriana contida na alça de repicagem para a superfície do meio de cultura; 3- Espalhe conforme uma das técnicas: estria simples ou estria composta; 4- Flambe novamente a alça, deixe-a esfriar no suporte; 5- Incube as placas em posição invertida, a temperatura ambiente, por 24 horas. Observe o crescimento de colônias isoladas. 61 62 Resultados Esquematize o crescimento obtido na superfície da placa estriada. Exercício 1 - Indique uma colônia que você selecionaria para o isolamento. Se você não obteve uma colônia isolada, sugira as possíveis razões para essa falha e o que faria para corrigi-la. 63 Prática 8 – Preparações microscópicas fixadas (coloração de Gram) e Antibiograma Parte 1: Coloração diferencial de Gram Preparações microscópicas fixadas e coradas são úteis para visualizar os microrganismos e diferenciá-los em grupos, para fins de diagnóstico ou de estudos de suas propriedades. Existem várias técnicas de preparação, desde as mais simples, como as preparações a fresco sem coloração, até as que exigem maiores cuidados na montagem, como é o caso das preparações fixadas e coradas. Nas preparações a fresco, em geral, são utilizados corantes que não comprometem a vitalidade das células (não tóxicos). O uso de compostos orgânicos coloridos ou corantes facilita a observação de células de microrganismos. Existem corantes que se ligam a elementos químicos específicos da célula microbiana, corantes que fluorescem, que mudam de cor na presença de reações químicas e corantes que facilitam a visualização. Em geral, os microbiologistas usam preparações coradas para mostrar as diferentes estruturas de microrganismos, para identificar suas estruturas internas e para ajudar a identificar microrganismos similares. Corante é geralmente um sal, em que um dos íons é um cromóforo. Se o cromóforo é positivo, o corante é básico ou catiônico, como por exemplo, o azul de metileno, o cristal violeta e a fucsina. Se o cromóforo é negativo, o corante é ácido ou aniônico, como por exemplo, o ácido pícrico. Corantes básicos são ideais para corar bactérias, porque os ácidos nucléicos e alguns componentes da parede celular apresentam carga negativa e atraem os cromóforos catiônicos. Nas técnicas de coloração simples, células microbianas são inicialmente espalhadas sobre a lâmina, formando um esfregaço; em seguida, são fixadas pelo calor e coradas com um único corante. Essa técnica é útil para visualizar a forma (cocos, bacilo ou espirilo) e o arranjo de células bacterianas. Algumas estruturas internas das células também podem ser visualizadas, como grânulos metacromáticos (polifosfato) e de glicogênio. A técnica de coloração diferencial requer o uso de, pelo menos, três reagentes químicos, aplicados sequencialmente sobre o esfregaço fixado. O primeiro reagente é um corante que confere cor a todas as células; o segundo reagente é um descolorante, que pode ou não remover completamente o primeiro corante da célula ou de algumas de suas estruturas. As estruturas descoloradas podem adquirir a cor de um segundo corante, denominado de corante de contraste. Assim, grupos de células ou suas estruturas podem 64 ser diferenciados, com base no corante que é retido. Técnicas de coloração diferencial permitem não só a visualização de estruturas como flagelo, cápsula, esporo e núcleo, mas também a separação de microrganismos em grupos. A técnica diferencial mais importante em bacteriologia é a coloração de Gram, que separa as bactérias em dois grandes grupos, Gram-positivo e Gram-negativo, sendo importante para o diagnóstico e classificação das bactérias. A coloração de Gram envolve a aplicação de quatro soluções, conforme descrito a seguir. Cristal violeta (CV), primeiro corante que cora as células de roxo escuro. Lugol ou solução de Iodo (I), é a segunda solução, um mordente que aumenta a interação entre a célula bacteriana e o primeiro corante, formando um complexo insolúvel, Cristal violeta-Iodo (CV-I). Álcool, a terceira solução, é um descolorante. As bactérias Gram positivas, quando lavadas com descolorante, retêm o complexo CV-I e as bactérias Gram negativas perdem o complexo CV-I, ficando incolores. A ação do álcool com removedor do complexo CV- I da célula depende da concentração de lipídeos e da espessura da parede celular bacteriana. O último reagente é o corante de contraste, Safranina ou Fucsina, diferente da cor do cristal-violeta, corando as bactérias Gram-negativas de rosa-avermelhado, mas não altera a cor roxo-escura (azulada) das bactérias Gram-positivas. Objetivos 1- Realizar a técnica de coloração diferencial de Gram e porterior visualização em microscópico; 2- Diferenciar bactérias de acordo com sua a forma e arranjo predominante, além da resposta a coloração de Gram. Materiais Microrganismos: Cultura de bactérias em meio líquido ou sólido. Meios e Soluções: Fucsina ou safranina, cristal violeta, água destilada. Equipamentos e utensílios: Microscópio ótico, lâminas, alça de repicagem, bico de Bunsen, bandejas e suportes para lâminas. 65 Procedimento 1- Limpe bem uma lâmina com papel toalha ou higiênico. Nunca passe sobre a chama. Deixe-a sobre um papel na bancada. 2- Esterilize a alça de repicagem, aquecendo-a ao rubro no bico de Bunsen e espere esfriar; 3- Quando a bactéria estiver em meio líquido, transfira assepticamente com a alça de repicagem uma gota da cultura de bactérias para o centro da lâmina.Se a cultura estiver em meio sólido, prepare uma suspensão de células da seguinte maneira: Coloque uma gota de água destilada sobre a lâmina e colete o material assepticamente, raspando, levemente a superfície do ágar com a alça de repicagem (com cuidado para não retirar pedaços do meio de cultura, pois o crescimento do microrganismo ocorre somente na superfície); 4- Prepare o esfregaço, espalhando a suspensão com a alça de repicagem; 5- Deixe o esfregaço secar ao ar. Nunca passe a lâmina ainda úmida sobre o fogo do bico de Bunsen. 6- Fixe o esfregaço três vezes, passando o lado oposto ao esfregaço acima da chama do bico de Bunsen. Evite o aquecimento excessivo, para não queimar e distorcer as células; 7- Deixe a lâmina esfriar; 8- Inicie a coloração de Gram. Respeite o tempo indicado para cada reagente! 9- Cubra o esfregaço com Cristal Violeta, deixando em repouso por 1 minuto; em seguida, utilizando a piseta, lave com água destilada, gotejando sempre acima do esfregaço e não diretamente sobre o mesmo; 10- Cubra com solução de Lugol, por um minuto. Lave a preparação, utilizando a piseta com água destilada (evite jato de água sobre o esfregaço, para não o desprender); 11- Lave a lâmina com etanol 95 %, rapidamente, até que não se desprenda mais corante da preparação; 12- Lave o excesso de álcool com água; 13- Cubra o esfregaço com solução de Fucsina, durante 30 segundos; 14- Lave a lâmina com água. Em seguida deixe secar ao ar. 15- Manuseie corretamente o microscópio ótico (se você tem dúvida quanto a utilização do equipamento, pergunte ao professor como usá-lo). Focalize o material corado, sequencialmente, com as objetivas de 4X, 10X e 40X; 66 16- Trave o microscópio; adicione uma gota de imersão sobre o esfregaço e visualize com a objetiva de 100X, usando o micrométrico. 17- Terminada a observação, desligue a luz, gire o revólver para encaixar a objetiva de menor aumento, passando pela objetiva de 10X; abaixe a platina e retire a lâmina. 18- Após a observação, descarte a lâmina e a lamínula nas bandejas com detergente e desinfetante, colocadas na bancada lateral. Preparo de lâminas (esfregaço) 67 Coloração diferencial de Gram 68 Resultados Desenhe os campos observados, fazendo distinção entre a forma e o arranjo das bactérias. Bactéria Gram Forma Arranjo predominante 1 2 3 69 Exercícios 1- Qual é o propósito da fixação do esfregaço pelo calor? 2- Cite vantagens e desvantagens da preparação microscópica fixadas e coradas. 3- Por que os corantes básicos são ideais para corar bactérias? 4- Por que a coloração de Gram é importante em microbiologia? 5- Qual é a importância da solução de Lugol (iodo) na coloração de Gram? 6- Qual a função do álcool na técnica de coloração de Gram? 70 Parte 2: Antibiograma Os antibióticos são metabólitos produzidos por microrganismos, que mesmo em baixas concentrações, exibem capacidade de ocasionar morte ou inibição do crescimento de outros microrganismos. De modo geral, fungos e actinobactérias (além de outras bactérias) são considerados os principais produtores de antibióticos, porém, ampla faixa desses compostos pode também ser sintetizados quimicamente e alterados em laboratórios farmacêuticos a fim de se evitar resistências e/ou diminuir efeitos colaterais. O primeiro antibiótico identificado foi a penicilina. Alexander Fleming, médico microbiologista conduzia pesquisas sobre substâncias capazes de matar ou impedir o crescimento de bactérias nas feridas infectadas de combatentes da Primeira Guerra Mundial (1914 – 1918), que morriam em consequência dessas infecções. Em 1928 Fleming descobriu a penicilina ao observar halos de inibição de crescimento em culturas de estafilococos contaminadas por fungos, o que parecia indicar que aquele fungo produzia uma substância bactericida. O fungo foi posteriormente identificado como Penicillium, dando origem ao nome penicilina, para a substância por ele produzida. A aplicação da penicilina em larga escala ocorreu apenas na década de 1940, principalmente em decorrência da Segunda Guerra Mundial, onde acredita-se ter salvo milhares de vidas. Para utilização clínica dos antibióticos é preciso considerar algumas variáveis, como seletividade, dosagem, efeitos na microbiota intestinal, entre outros. A determinação laboratorial da seletividade ou resistência de uma dada bactéria a um ou vários antibióticos é realizada por meio do ensaio chamado antibiograma. O antibiograma pode ser realizado de duas maneiras: por diluição seriada do antibiótico em tubos ou placas ou pelo método de difusão em meio sólido, também conhecido como método de Kirby-Bauer. Por conta da praticidade, este último método é o mais utilizado. Utiliza-se discos de papel de filtro impregnados com doses conhecidas do antibiótico a ser testado, que são colocados em contato com a cultura bacteriana de interesse, na superfície do meio. A placa é incubada nas condições específicas de crescimento da bactéria e a susceptibilidade ou resistência ao antibiótico é avaliada por meio da aferição do diâmetro de halos de inibição em torno dos discos. 71 Objetivos 1- Demonstrar a atividade antimicrobiana de alguns antibióticos; 2- Realizar o teste de antibiograma pelo método de difusão em meio sólido (método de Kirby-Bauer), para determinar a sensibilidade de bactérias a alguns antibióticos. Materiais Meios e culturas: Placas de Petri contendo ágar nutriente; culturas de bactérias obtidas na aula anterior. Reagentes: discos de papel de filtro contendo diferentes antibióticos. Procedimento 1- Transfira, assepticamente, 0,1 mL da suspensão de células para as placas contendo meio sólido. Espalhe a alíquota uniformemente sobre o meio de cultura, com o auxílio da alça de Drigalsky, previamente flambada com álcool. 2- Transfira, de forma asséptica, os discos de papel contendo os antibióticos para a superfície do meio de cultura previamente inoculado com a bactéria. Utilize uma pinça previamente flambada para realizar esse procedimento. 3- Incube as placas a 37 oC, por 16 a 18 h. 4- Observe o crescimento da bactéria nas placas, identificando os halos de inibição em torno do disco de papel. Com o auxílio de uma régua, registre o diâmetro (mm) dos halos no quadro disponível nos Resultados. 5- Compare os resultados obtidos com o quadro de referência abaixo (Quadro 1), e avalie se a bactéria é sensível ou resistente a cada um dos antibióticos testados. Quadro 1 – Avaliação do diâmetro de halo de inibição de diferentes antibióticos Antibiótico Concentração no disco (µg) Diâmetro do halo de inibição (mm) Resistente < ou = Faixa intermediária Sensível > ou = Ampicilina 10 11 12-13 14 Canamicina 30 13 14-17 18 Cloranfenicol 30 12 13-17 18 Estreptomicina 10 11 12-14 15 Gentamicina 10 12 13-14 15 Ácido Nalidíxico 30 13 14-18 19 72 Resultados Esquematize o crescimento obtido na superfície da placa. Indique os discos de antibióticos e as zonas de inibição se foram observadas. Exercício 1- Existem diferenças do modo de ação dos antibióticos contra bactérias Gram positivas e Gram negativas? 2- Quais os principais mecanismos de ação dos antibióticos sobre as células microbianas e como isso influencia no espectro de ação? 3- Cite os principais microrganismos produtores de antibióticos. Dê exemplos de alguns gêneros. 73 Prática 9 – Metabolismo microbiano: fermentação alcoólica Metabolismo pode ser definido como o conjunto de todas as reações químicas que ocorrem
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