Atlas de Parasitologia MONTOYA 2011_compressed

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AtlAs de pArAsitologíA
AtlAs de pArAsitologíA
Primera edición
2011
MArthA Nelly MoNtoyA pAlAcio
Víctor AlfoNso góMez cAlderiN
soNiA del pilAr Agudelo lópez
Medellín, Colombia. 2011
©2011 por la Corporación para Investigaciones Biológicas, CIB. Reservados todos los derechos. Ni 
todo el libro, ni parte de él, puede ser reproducido, archivado o transmitido en forma alguna o 
mediante algún sistema electrónico, mecánico o de fotorreproducción, memoria o cualquier otro, 
sin permiso por escrito del editor. Todos los conceptos aquí expuestos son responsabilidad del autor.
Primera edición 2011
ISBN 978-958-9076-57-6
Dirección General
Dr. Diego Miguel Sierra Botero, MBA.
Dirección del Fondo Editorial
Dra. Lina María González Duque, MD., MSc.
Corrección de texto
Dra. Natalia Rendón Ñungo, MD.
Diseño, diagramación y carátula
Diana Cecilia Molina Molina
Corrección sobre pruebas
Dra. Lina María González Duque, MD., MSc.
Índice analítico
Dra. Natalia Rendón Ñungo, MD.
Impresión y terminación
PANAMERICANA formas e impresos S.A.
ADVERTENCIA
Se debe valorar la pertinencia de los conocimientos científicos publicados en cualquier libro de 
medicina antes de aplicarlos en la práctica clínica. Quien use esta obra debe consultar diferentes 
fuentes de información para tener la seguridad de que sus decisiones contengan actualizaciones 
sobre cambios en procedimientos, contraindicaciones y supresiones o nuevas emisiones de fármacos, 
además de garantizar las dosificaciones correctas. Por tanto, es el lector (no el autor ni el editor) 
el responsable del uso de la información aquí publicada y de los resultados que obtenga con ella.
Hecho en Colombia/Manufactured in Colombia
Corporación para Investigaciones Biológicas
Teléfono: +57 (4) 441 08 55. Fax: +57 (4) 441 55 14
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Medellín, Colombia.
La CIB es una entidad científica y académica creada el 21 de agosto de 1970 en la Universidad de 
Antioquia. Su primer laboratorio, independiente de la Universidad, inició labores en 1978, en el Hospital 
Pablo Tobón Uribe de Medellín. En 1995, la institución construyó su propia sede, un edificio de cuatro 
pisos (3.800 m2), en el cual se alojan el Fondo Editorial, el área administrativa, varios laboratorios de 
investigación y diagnóstico, un insectario, un bioterio, y las instalaciones requeridas para esterilización y 
preparación de medios de cultivo y reactivos.
Cuando usted adquiere un libro del Fondo Editorial de la Corporación para Investigaciones Biológicas 
(CIB), contribuye a la investigación científica en las áreas médica y biotecnológica. 
La CIB es una institución privada, sin ánimo de lucro, dedicada a:
Formación de investigadores
La CIB trabaja permanentemente en la formación de universitarios interesados en la investigación, que 
proceden de varias universidades del país, y promueve su desarrollo en la disciplina científica. En programas 
de posgrado (maestrías y doctorados) tiene acuerdos de sociedad con las siguientes universidades: Pontificia 
Bolivariana, de Antioquia, del Rosario y Nacional de Colombia. En pregrado, capacita a médicos, biólogos, 
bacteriólogos, microbiólogos y auxiliares de laboratorio.
Difusión del conocimiento
Las investigaciones de la CIB se traducen en artículos científicos publicados en revistas indizadas, nacionales 
e internacionales, lo cual contribuye con el progreso de la ciencia mundial desde el ámbito latinoamericano. 
Los investigadores de la CIB participan, como autores y editores, en varios de los libros del Fondo Editorial 
que hoy cuenta con más de 50 títulos.
Servicios de diagnóstico
La CIB proporciona, a médicos y laboratoristas, ayuda en la ejecución y elaboración de exámenes 
diagnósticos especializados, en el campo de las enfermedades infecciosas. Además de los exámenes 
microbiológicos tradicionales, la CIB ofrece pruebas inmunológicas y moleculares, así como nuevas 
pruebas basadas en tecnologías rápidas (p. ej., PCR) que son de gran utilidad diagnóstica. Igualmente 
ha desarrollado pruebas rápidas para el aislamiento e identificación de micobacterias, así como para la 
determinación de la sensibilidad a medicamentos antituberculosos y antifúngicos, únicos en el país por su 
rapidez y confiabilidad.
Investigación
En la CIB creemos que la investigación representa un esfuerzo coordinado entre pares investigadores, 
jóvenes investigadores y estudiantes, auspiciado y coordinado por instituciones interesadas en el avance 
científico y tecnológico del país. La CIB abre caminos para los jóvenes interesados en la investigación y les 
ofrece acompañamiento en su trabajo, de manera que hacer ciencia se convierta para ellos en un proyecto 
de vida.
A continuación presentamos las unidades de investigación del área de la salud de la Corporación:
Micología médica y experimental. Respaldada por las Universidades de Antioquia y Pontificia Bolivariana, 
es considerada Centro de Referencia Nacional para el estudio y diagnóstico de las micosis, con más de 30 
años de experiencia en el desarrollo de nuevas herramientas para el diagnóstico rápido y oportuno de estas 
enfermedades, lo que se traduce en beneficios para los pacientes.
AcercA de lA ciB
Bacteriología y micobacterias. Con el apoyo de la Universidad Pontificia Bolivariana, tiene una trayectoria 
de trabajo de más 20 años de experiencia, durante los cuales ha implementado métodos que permiten el 
diagnóstico rápido de la tuberculosis y la determinación de resistencia a Mycobacterium tuberculosis a los 
medicamentos específicos. 
Biología celular y molecular. Con más de 15 años de experiencia en programas referentes a la 
aplicación de la biología molecular y la genética de los agentes causales de micosis sistémicas, incluyendo 
la participación en el desarrollo del genoma del hongo patógeno humano Paracoccidioides brasiliensis. 
Cuenta además con una línea de investigación en hipertensión y riesgo cardiovascular, la cual se ha enfocado 
en el estudio de las causas genéticas de la hipertensión esencial y de los factores de riesgo cardiovascular.
Centro clínico y de investigación SICOR. Institución de salud que aplica los conocimientos científicos 
y desarrollos tecnológicos en el área de la cardiología para la detección temprana, monitorización y 
tratamiento de los problemas cardiocirculatorios, y para la reducción de sus riesgos y complicaciones. 
SICOR transfiere a la comunidad los desarrollos de la línea de investigación en Hipertensión y Riesgo 
Cardiovascular de la Unidad de Biología Celular y Molecular.
Unidad clínica y de investigación en micosis y tuberculosis. La Unidad Clínica tiene como objetivo 
la atención de pacientes con enfermedades producidas por hongos y micobacterias, principalmente, con 
el fin de optimizar su diagnóstico y tratamiento a través de estudios nacionales e internacionales que 
conducirán al desarrollo de nuevos medicamentos, nuevos protocolos y nuevas herramientas diagnósticas. 
El trabajo de la Unidad Clínica se hace en convenio con hospitales como el Hospital La María de Medellín.
Desarrollo en biotecnología y biodiversidad
La CIB también trabaja en la evaluación de bacterias y hongos utilizados en la producción de bioinsecticidas, 
así como en el desarrollo de plantas modificadas genéticamente para que se hagan resistentes a plagas y 
enfermedades. Énfasis especial se da al desarrollo de proyectos que buscan el conocimiento, la conservación 
y el uso sostenible de la biodiversidad de Colombia. Estos y otros proyectos de investigación, así como la 
prestación de servicios derivados de estos desarrollos, son adelantados por grupos de investigación en 
Fitosanidad y Control Biológico, Biotecnología Vegetal, Biodiversidad y el Laboratorio Central de Servicios, 
que presta apoyo en el área de diagnóstico y control para los sectores agroindustrial y agropecuario. 
Si desea conocer más sobre las líneas de investigación y los servicios de diagnóstico ofrecidospor la CIB, 
por favor ingrese a nuestra página web www.cib.org.co
coMeNtArio de lA oBrA
La Corporación para Investigaciones Biológicas celebra el lanzamiento del texto: Atlas de parasitología, 
en su primera edición.
La CIB felicita a los editores: Martha Nelly Montoya Palacio, Víctor Alfonso Gómez Calderin y Sonia del 
Pilar Agudelo López. Su intensa labor en la coordinación de la obra permite que la comunidad científica 
de habla hispana tenga a su disposición un atlas muy bien ilustrado para el diagnóstico de las parasitosis 
humanas más importantes en Colombia y Latinoamérica. Su preparación académica, experiencia docente, 
asistencial e investigativa ofrecen al lector alta confiabilidad de los contenidos. 
Diego Miguel Sierra Botero, MBA.
Dirección General
Corporación para Investigaciones Biológicas
Lina María González Duque, MD., MSc
Directora del Fondo Editorial
Corporación para Investigaciones Biológicas
dedicAtoriA
AgrAdeciMieNtos
A todos los estudiantes y profesionales del área de la salud 
Los Editores
“Queremos agradecer muy sinceramente a las personas e instituciones que
nos acompañaron y apoyaron durante la realizacion de este Atlas: a todos
los integrantes del Grupo de Parasitológía de la Universidad de Antioquia
y a la Facultad de Medicina de la Universidad de Antioquia.
Universidad de Antioquia, nuestra Alma Mater.”
Los Editores
editores
Martha Nelly Montoya Palacio 
Bacterióloga y Laboratorista Clínica Universidad de Antioquia. Docente titular Departamento de 
Microbiología y Parasitología, Facultad de Medicina Universidad de Antioquia. Investigador Grupo de 
Parasitología Universidad de Antioquia. Medellín, Colombia.
Víctor Alfonso Gómez Calderin
Microbiólogo y Bioanalista, Universidad de Antioquia. Magister en Ciencias Básicas Biomédicas, Universidad 
de Antioquia. Profesor de Cátedra, Departamento de Microbiología y Parasitología, Facultad de Medicina 
Universidad de Antioquia. Profesor de Cátedra Fundación Universitaria San Martín. Medellín, Colombia.
Sonia del Pilar Agudelo López
Bacterióloga y Laboratorista Clínica Universidad de Antioquia. PhD en Parasitología de la Universidad de 
Barcelona, España. Docente Asociada Departamento de Microbiología y Parasitología, Facultad de Medicina 
Universidad de Antioquia. Medellín, Colombia.
prólogo
En general las enfermedades parasitarias han sido vinculadas con el trópico, asociadas en su mayoría a condiciones 
ambientales poco salubres y muchas veces determinadas por un entorno socioeconómico desfavorable. En 
particular en las regiones menos desarrolladas, como el determinado por las condiciones de clima tropical-
húmedo de nuestro país, lo cual representa una preocupación importante por el fuerte impacto que tiene en lo 
referente a las condiciones de salud, de amplios sectores de la población en Colombia y Latinoamérica. 
De acuerdo a los adelantos de la ciencia y la tecnología, se esperaría una reducción importante de la 
enfermedad parasitaria, no obstante, la sociedad actual está lejos de ser testigo de la desaparición de este tipo 
de enfermedades, por el contrario, en algunos casos se ha observado un aumento paulatino, favorecido por 
las facilidades de comunicación, la mayor movilidad, el turismo, la globalización en la distribución mundial 
de alimentos, además, del incremento de las condiciones que conducen a estados de inmunodeficiencias, 
como el cáncer, quimioterapia y sida. De esta manera, las parasitosis son responsables de una considerable 
morbilidad y mortalidad en los seres humanos y animales en todo el mundo, no sólo en países en vía de 
desarrollo como el nuestro sino en aquellos denominados, industrializados o del primer mundo.
En este sentido, los profesionales del área de la salud, deben obtener un adiestramiento apropiado de las 
características clínicas y el diagnóstico de las parasitosis humanas, con el fin de responder a las demandas y 
expectativas de la sociedad. El diagnóstico parasitológico preciso, mediante exámenes directos, depende de 
la idoneidad con que se apliquen las técnicas y métodos especializados, no obstante, es más importante la 
experiencia del analista en el reconocimiento de la morfología de las diferentes estructuras que caracterizan 
a los parásitos.
Por consiguiente, esta primera edición del Atlas de Parasitología constituye una guía actualizada, ilustrada 
y didáctica para el diagnóstico de las parasitosis humanas más importantes en Colombia y Latinoamérica, 
las especies más frecuentes y conocidas, las menos habituales, los parásitos “oportunistas” y las especies 
zoonóticas, bien sea por la morbi-mortalidad que ocasionan o por la frecuencia con la que se encuentran en la 
región. Debido a la estructura del Atlas, es de gran utilidad para el progreso de enseñanza-aprendizaje de los 
estudiantes y como manual de referencia para médicos, parasitólogos y profesionales de laboratorio clínico.
Permite al lector y estudioso del tema conocer de manera resumida las características morfológicas más 
relevantes de las formas parasitarias que permiten hacer el diagnóstico. Debido a su abundante documentación 
gráfica, este Atlas se convierte en un elemento esencial para el reconocimiento visual de los diferentes estadios 
parasitarios.
Entre las características mas sobresalientes de este Atlas de Parasitología de Montoya MN, Agudelo SP y Gómez 
V., se resaltan las siguientes: 1. Contiene más de 150 fotos (ilustraciones) extraordinarias en color. 2. Las 
“claves rápidas” para facilitar el reconocimiento y el diagnóstico correcto de los parásitos, 3. La descripción 
cuidadosa de la metodología y de los procedimientos diagnósticos en la práctica actual del laboratorio. 
Finalmente, la calidad fotográfica del Atlas, el valor personal y profesional de cada uno de los autores, así como 
su interés en profundizar en esta esfera del conocimiento, son motivo de orgullo para el país y en particular 
para la Facultad de Medicina de la Universidad de Antioquia.
Jorge Humberto Botero Garcés
Médico con Maestría en Inmunología.
Profesor de la Facultad de Medicina de la U. de A.
iNtroduccióN
En Colombia, las enfermedades infecciosas tienen un alto impacto en la salud de la población siendo la 
más vulnerable, la que vive en condiciones de pobreza, incluyendo la extrema cuya victima principal es 
la población infantil. 
Las diferentes etiologías de estas enfermedades, la variable topografía de nuestro país, las cambiantes 
condiciones climáticas y ambientales, la presencia de vectores biológicos y mecánicos, los factores 
sociales y políticos, hacen difícil pensar en el control permanente de estas enfermedades. Por lo tanto, el 
tratamiento y el control dependen, en gran medida, del diagnóstico acertado que se haga. 
En este Atlas, se trata de mostrar muy cuidadosamente, mediante imágenes reales y guardando la 
fidelidad al tamaño y el color, todas las características morfológicas que permiten la identificación de 
los diferentes géneros parasitarios que infectan a los seres humanos, en algunos casos llegando hasta la 
identificación de especies. 
En la primera sección, se enfocan los protozoos que afectan el tracto gastrointestinal, tanto aquellos que 
se comportan como comensales, pero que cobran importancia epidemiológica, como los responsables 
de muchos procesos patológicos, asociados principalmente a las diarreas de diferentes características. 
En la segunda sección, se encuentra la descripción morfológica de los diferentes estadios de los Helmintos 
que infectan el tracto gastrointestinal y las vísceras asociadas a este. Las imágenes muestran en detalle la 
evolución y la morfología de huevos, los estadios larvarios y adultos de este grupo de patógenos y recalca 
los aspectos que muestran mayor relevancia en el diagnóstico.
Finalmente, en la tercera sección del Atlas, se encuentra la descripción detallada de las características 
morfológicas de los diferentes estadios de los parásitos, pertenecientes a los génerosPlasmodium, 
Toxoplasma, Leishmania y Trypanosoma, se describen los diferentes estadios y las técnicas utilizadas 
para su identificación y diagnóstico.
Víctor Alfonso Gómez Calderin
Facultad de Medicina
Universidad de Antioquia
XIX
UNIDAD I - Protozoos intestinales 
1. Diagnóstico de los parásitos intestinales por el coprológico ......................................................... 3
2. Entamoeba histolytica/dispar ...................................................................................................... 11
3. Entamoeba coli ............................................................................................................................. 19
4. Entamoeba hartmanni ................................................................................................................. 23
5. Endolimax nana ........................................................................................................................... 27 
6. Iodamoeba butschlii ..................................................................................................................... 33
7. Blastocystis hominis .................................................................................................................... .37
8. Balantidium coli .......................................................................................................................... 41
9. Giardia intestinalis, duodenalis o lamblia ................................................................................ 45
10. Chilomastix mesnili...................................................................................................................... 49
11. Cryptosporidium sp. ..................................................................................................................... 53
12. Cyclospora cayetanensis .............................................................................................................. 55
13. Isospora belli................................................................................................................................. 59
14. Microsporidios .............................................................................................................................. 65
UNIDAD II - Helmintos
15. Ascaris lumbricoides .................................................................................................................... 71
16. Trichuris trichiura ........................................................................................................................ 81
17. Uncinarias ...................................................................................................................................... 87
18. Strongyloides stercoralis .............................................................................................................. 95
19. Enterobius vermicularis (oxiuros) ............................................................................................. 105
20. Taenia solium o saginata ........................................................................................................... 111
21. Hymenolepis sp ........................................................................................................................... 117
22. Paragonimus sp .......................................................................................................................... 121
23. Fasciola hepática ........................................................................................................................ 123
24. Schistosoma sp ............................................................................................................................ 127
UNIDAD III - Protozoos tisulares
25. Diagnóstico de los parásitos tisulares ......................................................................................... 131
26. Plasmodium falciparum ............................................................................................................ 135
27. Plasmodium vivax ..................................................................................................................... 139
28. Toxoplasma gondii ..................................................................................................................... 151
29. Leishmania sp. ............................................................................................................................ 155
30. Trypanosoma cruzi ..................................................................................................................... 159
coNteNido
UNidAd i
Protozoos intestinales
1. Diagnóstico de los parásitos
 intestinales por el coprológico ........................................... 3
2. Entamoeba histolytica/dispar ......................................... 11
3. Entamoeba coli ................................................................ 19
4. Entamoeba hartmanni .................................................... 23
5. Endolimax nana .............................................................. 27 
6. Iodamoeba butschlii ........................................................ 33
7. Blastocystis hominis ....................................................... .37
8. Balantidium coli .............................................................. 41
9. Giardia intestinalis, duodenalis o lamblia .................... 45
10. Chilomastix mesnili ......................................................... 49
11. Cryptosporidium sp. ........................................................ 53
12. Cyclospora cayetanensis .................................................. 55
13. Isospora belli .................................................................... 59
14. Microsporidios .................................................................. 65
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Atlas de Parasitología
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Diagnóstico de los parásitos
intestinales por el coprológico
L
os parásitos son agentes biológicos que 
viven a expensas de otro agente bioló-
gico de diferente especie denominado 
hospedero. Están constituidos por agru-
paciones moleculares (virus) o por una sola cé-
lula (bacterias, ricketsias, hongos y protozoos) 
o por millones de células agrupadas en órga-
nos y sistemas (artrópodos y metazoos). Para 
facilitar su conocimiento e investigación, el es-
tudio de los agentes biológicos se ha separado 
en disciplinas; la Parasitología se encarga del 
estudio de los subreinos protozoo y metazoo 
(artrópodos y helmintos).
Los protozoos son organismos unicelulares 
eucariotas, heterótrofos, de vida libre o pueden 
ser parásitos de plantas y animales vertebrados 
e invertebrados. Durante su ciclo biológico pa-
san por los estadios de quiste y trofozoíto. Los 
protozoos que infectan al ser humano se clasi-
fican en cuatro phyla: Sarcomastigophora (los 
que tiene movimiento por seudópodos o flage-
los), Ciliophora (movimiento por cilios), Api-
complexa (sin estructuras de movimiento pero 
con complejo apical y fases de reproducción 
asexual y sexual) y Microspora (sin estructuras 
para moverse pero con reproducción asexual 
por esporas).
Los helmintos son animales invertebrados 
de vida libre o parásita, conocidos como gusa-
nos. Durante su ciclo biológico pasan por los 
estadios de huevo, larva y adulto. Los helmintos 
de importancia para el hombre se clasifican en 
dos phyla: Phatyhelminthes que incluye todos 
los gusanos aplanados, sin cavidad corporal 
y aparato digestivo muy rudimentario. A este 
phylum pertenecen dos clases la Cestoda que 
incluye todos los gusanos en forma de cinta y 
la Digenea o gusanos en forma de hoja con ex-
cepción del Schistosoma sp. que es un platel-
minto de forma cilíndrica; y el phylum Nemato-
da, son gusanos cilíndricos con cavidad corpo-
ral y tubo digestivo simple pero completo.Los 
parásitos de ambos phyla tienen reproducción 
ovovivípara con excepción de las filarias que se 
reproducen por microfilarias.
Los protozoos y los helmintos pueden tener 
diferentes hábitats en el hospedero y localizar-
se dentro o fuera de las células. Sitios como el 
tubo digestivo, cavidades abiertas, órganos y te-
jidos profundos incluyendo la sangre, pueden 
ser infectados por parásitos. Cuando los pará-
sitos tienen como hábitat el tubo digestivo, el 
diagnóstico se puede hacer con la observación 
de cualquiera de sus estadios en las materias fe-
cales, (coprológico directo). Es importante te-
ner en cuenta que parásitos como Fasciola spp. 
y Paragonimus spp., que están alojados en el 
hígado o en pulmón respectivamente, también 
se pueden observar en las heces.
Los protozoos a pesar de ser células peque-
ñas de 3 a 100 μm pueden ser identificados a ni-
vel de género e incluso de especie, en muestras 
en fresco con el microscopio óptico, debido a 
que la morfología de los estadios del ciclo vi-
tal, varían de un género a otro y aun dentro de 
una misma especie. No obstante para llegar a la 
identificación de especie de algunos parásitos 
se hace necesario realizar tinciones especiales, 
que permiten la observación detallada de algu-
nas estructuras que no se pueden ver en el co-
prológico directo. 
Los helmintos tienen mayor tamaño que los 
protozoos y la mayoría de sus adultos se pue-
den observar a simple vista; sin embargo, los 
estadios de huevos y larvas son más pequeños y 
requieren del microscopio de luz para hacer la 
identificación de género y en muchos de ellos 
hasta la especie; aunque en algunos casos para 
llegar a este último taxón se requiere realizar 
coloraciones especiales.
El coprológico es el método de elección 
para el diagnóstico de los parásitos intestina-
les, es un examen simple y específico que per-
mite la visualización de los diferentes estadios 
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Atlas de Parasitología
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del ciclo vital que salen en la materia fecal, para 
el caso de los protozoos son quistes, ooquistes 
y trofozoítos y para los helmintos, huevos, lar-
vas y adultos. La lectura de una sola muestra del 
paciente tiene una sensibilidad de 30% al 60%, 
pero ésta puede incrementarse, ya sea haciendo 
la lectura de varias placas de una misma mues-
tra, realizando algún método de concentración 
o recolectando muestras de materia fecal de 
días intermedios (coprológico seriado).
La eficacia del coprológico para el diagnós-
tico de las parasitosis intestinales depende de 
varios factores: las condiciones que presenta 
el hospedero en el momento de la recolección 
de la muestra, la recolección de la muestra, el 
procesamiento de la misma y la destreza del 
observador.
Condiciones del hospedero
Para la recolección de la muestra de materia 
fecal el paciente no tiene que hacer ayuno ni 
dieta especial, además no debe haber ingeri-
do laxantes aceitosos, ya que estos se eliminan 
en gotas de grasa que impiden la visualización 
de los parásitos, tampoco debe haber ingerido 
antiparasitarios, antibióticos, antiácidos ni sus-
tancias utilizadas como medio de contraste. En 
caso de haberse ingerido cualquiera de las sus-
tancias mencionadas, el paciente debe esperar, 
ocho días en el caso de los antiparasitarios y de 
tres a cuatro días en los otros casos, para la re-
colección de la muestra.
Recolección de la muestra
Para la recolección de la muestra se recomien-
da usar recipientes plásticos de tapa rosca (no 
es necesario que estén estériles), de boca an-
cha, no debe estar contaminado con orina (el 
pH ácido mata las formas móviles), con agua 
ni con tierra (en éstas fuentes pueden existir 
formas de parásitos de vida libre que darían 
falsos positivos).
La mejor muestra es la espontánea, la cual 
puede recogerse a cualquier hora del día y en 
caso de tener dificultades para su recolección 
se puede utilizar laxantes que no sean aceito-
sos (laxantes salinos). El examen coprológico 
debe ser procesado en las dos horas siguientes, 
pero en caso de que la materia fecal no pue-
da ser observada en ese tiempo, se recomienda 
utilizar conservantes, ya que la supervivencia 
del parásito fuera del organismo es limitada o 
puede variar su morfología, puede presentarse 
proliferación de bacterias y hongos y/o putre-
facción de la muestra. El preservante se escoge 
de acuerdo al análisis que se vaya a realizar, es 
así como para directo, concentración y algunas 
coloraciones para coccidias y microsporidios, 
se puede utilizar la refrigeración a 4°C, máxi-
mo por un día, y la formalina al 10%, sin límite 
de tiempo; el mertiolate-yodo-formol (MIF) se 
utiliza para cualquier técnica que no incluya 
ningún tipo de coloración debido a que los es-
tadios parasitarios toman el lugol impidiendo 
la penetración de otro tipo de colorantes. El 
alcohol polivinílico (PVA), y el fijador de Shau-
din, son los preservantes indicados cuando se 
necesite realizar coloraciones especiales.
La cantidad de parásitos que se elimina en 
las heces, en cualquiera de sus formas, varía 
enormemente en las muestras de un mismo 
individuo, incluso de un día para otro, por lo 
que se requiere antes de informar un resulta-
do como negativo, examinar un mínimo de 
tres muestras, preferiblemente de días alter-
nos aunque pueden ser de días consecutivos. 
Tres muestras suelen ser suficientes, pero de-
terminados parásitos con cargas bajas pueden 
requerir un número superior. En cualquiera de 
los casos si el paciente continúa con síntomas y 
persiste la sospecha clínica, deberán recogerse 
tantas muestras como sea necesario.
Procesamiento de la muestra 
En la realización de un coprológico deben con-
siderarse tres fases: aprestamiento, examen ma-
croscópico y examen microscópico.
Aprestamiento. Consiste en ubicarse cómoda-
mente en el lugar asignado para la preparación 
de la placa y observar las normas de biosegu-
ridad. Se debe preparar una sola placa y leerla 
inmediatamente.
Examen macroscópico. Se registra la consis-
tencia de la materia fecal, como dura, blanda, 
diarreica o líquida. Las muestras diarreicas y 
líquidas pueden contener trofozoítos que son 
muy lábiles, por lo tanto, deben ser montadas y 
leídas en un lapso no mayor a una hora de ha-
ber llegado la muestra al laboratorio. Las heces 
duras o blandas pueden contener quiste y hue-
vos que son muy resistentes y pueden ser leídas 
en un lapso mayor de dos horas, pero teniendo 
en cuenta, la forma de preservar las muestras de 
acuerdo al procedimiento que se vaya a realizar. 
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Atlas de Parasitología
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También se debe registrar la presencia de restos 
alimenticios (materia fecal lientérica), sangre, 
moco o algún parásito macroscópico como 
adultos de nematodos o proglótides de cesto-
dos, además se debe consignar los colores de 
la muestra que tengan alguna significancia clí-
nica como el negro (melenas), blanco (ácolia) 
o amarilla brillante (esteatorréica).
Examen microscópico. Antes de montar la 
placa para el examen microscópico, la mate-
ria fecal debe ser muy bien homogenizada con 
un palillo de madera o plástico para asegurar 
una distribución uniforme de los parásitos. Si 
la muestra presenta varías consistencias se debe 
hacer una preparación de cada una de las partes 
de la misma.
Seguidamente se prepara la placa con una 
gota de solución salina isotónica (0,85%) y una 
gota de lugol, teniendo la precaución de mar-
car la placa en un extremo y dejar espacio en 
el otro extremo para manipularla y evitar con-
taminarse. En cada gota se ponen aproximada-
mente 2 mg de materia fecal, se homogeniza 
muy bien para que no queden grumos y se co-
loca la laminilla evitando que se formenbur-
bujas. Se deben descartar las placas muy grue-
sas o muy delgadas porque las primeras impi-
den la lectura y las segundas pueden contener 
escasas formas parasitarias que dan resultados 
falsos negativos. El extendido debe permitir 
leer a través de él. La lectura de la placa se hace 
de abajo a arriba o de derecha a izquierda, en 
10X y 40X, tanto en solución salina como en 
lugol; en solución salina se pueden ver pará-
sitos móviles como larvas (10X) o trofozoítos 
(40X). El lugol mata las formas móviles pero 
resalta las estructuras internas de los quistes 
(40X) coloreando los núcleos y resaltando el 
contenido de glucógeno. La lectura debe in-
vertir un mínimo de 15 minutos.
El examen coprológico también puede ha-
cerse mezclando la materia fecal con una o dos 
gotas de eosina, la cual permite observar las 
formas móviles y ofrece un buen contraste para 
observar los parásitos sobre un fondo rosado.
Además de las formas parasitarias en el exa-
men microscópico es indispensable informar 
otras estructuras como leucocitos, eritrocitos, 
levaduras, grasas, fibras musculares y vegetales, 
y cristales de Charcot-Leyden, las cuales se aso-
cian con estados patológicos del tracto gastroin-
testinal. Estas estructuras deben ser informadas 
de manera cualitativa como cantidad abundante, 
media o escasa.
leucocitos
El examen de leucocitos en materia fecal se 
hace en muestras que no tengan más de media 
hora de emitidas, de la porción del moco o de 
la parte líquida y para su mejor observación se 
monta una preparación con dos gotas de azul 
de metileno de Loeffler.
La identificación de los leucocitos en mate-
ria fecal proporciona información muy valiosa 
con respecto a la ubicación anatómica de la 
lesión y la extensión o magnitud del proceso 
inflamatorio; son abundantes en colitis por in-
vasión de la mucosa colónica por infecciones 
bacterianas; las causas más frecuentes de este 
evento son infecciosas como Shigella, Salmo-
nella, Campylobacter, Escherichia coli, Yersi-
nia enterocolitica, Clostridium difficile y oca-
sionalmente Vibrio parahaemolyticus y causas 
no infecciosas como la colitis ulcerativa y en-
fermedad de Crohn. La ausencia de leucocitos 
en heces sugiere más la posibilidad de una 
infección por bacterias enterotoxigénicas, por 
virus o por parásitos. Se pueden encontrar po-
cos leucocitos en los casos de colitis por Enta-
moeba histolytica, excepto si existe infección 
bacteriana sobreagregada, en cuyo caso serian 
abundantes. La muestra se considera positiva 
cuando se observan más de diez leucocitos por 
campo de 40X en al menos cinco campos (fi-
gura 1-1), solo se cuentan las células intactas y 
hay que precisar el predominio de las células, 
para esto se hace un recuento diferencial en 
100 ó 200 células, después de agregar el azul 
de metileno.
eritrocitos
Se observan cuando hay disentería bacilar o ame-
biana, úlceras sangrantes del tracto gastrointesti-
nal inferior, hemorroides o fisuras (figura 1-2).
leVAdurAs
Las levaduras son un grupo de hongos que for-
man estructuras llamadas blastosporos (blas-
toconidias) y seudohifas. A este grupo per-
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Figura 1-1. Acúmulo de leucocitos. Solución salina, 400X. 
Figura 1-2. Eritrocitos. Solución salina, 400X.
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Figura 1-3. Levaduras. Solución salina, 400X.
tenece la Candida spp., Saccharomyces spp., 
entre otros. De estos hongos los más frecuen-
temente encontrados en el hombre son dife-
rentes especies de cándida; esta es flora nor-
mal del intestino y se pueden encontrar en he-
ces de pacientes sanos. En materia fecal puede 
observarse gran cantidad de blastosporos en 
personas sin diarrea, que ingieren muchas fru-
tas, lácteos y carbohidratos y en pacientes que 
presentan diarrea, después de tratamientos 
prolongados con antibióticos por desbalance 
de la flora intestinal, o en pacientes con de-
ficiencia de IgA secretoria, desnutridos o con 
sida, por ser la Candida spp. un patógeno 
oportunista.
En solución salina los blastoporos se obser-
van como estructuras ovaladas de 2 a 4 μm de 
pared gruesa y definida (figura 1-3). Se deben 
reportar como blastoporos de levadura. Si es-
tos están acompañados de seudohifas con o 
sin gemaciones, se debe informar como blas-
tosporos y seudohifas de Candida spp. Este 
último hallazgo solo tiene importancia clínica 
cuando la materia fecal no tiene más de media 
hora de emitida y no se encuentra ningún otro 
agente patógeno.
grAsAs
En la materia fecal se puede observar grasa de-
bido al consumo exagerado de la misma en la 
dieta, a la ingesta de laxantes aceitosos, proce-
sos de mala absorción, administración de medi-
camentos o a contaminación del recipiente en 
el que se recolecta la muestra. El aspecto de la 
grasa en la materia fecal depende del origen de 
ésta, si es por consumo de laxantes o contami-
nación del recipiente, las gotas de grasa se ob-
servan transparentes, en los otros casos se ven 
amarillas brillantes (figura 1-4).
cristAles de chArcot-leydeN
Se originan de productos de desintegración 
de eosinófilos, por tanto su hallazgo se asocia 
con procesos alérgicos producidos por varias 
causas, entre ellos parasitosis, como helmin-
tiasis e isosporosis. En solución salina se ob-
servan como estructuras transparentes, en for-
ma de rombo con extremos puntiagudos de 
10 a 30 μm de longitud (figura 1-5).
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Figura 1-4. Grasa. Solución salina, 400X.
Figura 1-5. Cristales de Charcot-Leyden. Solución salina, 400X.
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Figura 1-6. Fibra muscular. Solución salina, 400X. 
Figura 1-7. Almidones. Solución salina, 100X.
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fiBrAs MusculAres
La presencia de abundantes fibras musculares 
en las heces se asocia con mala absorción de las 
carnes consumidas. Son estructuras rectangula-
res amarillas, de variado tamaño y con estrías 
transversales y longitudinales (figura 1-6).
VegetAles
En las materias fecales se encuentran diversas 
estructuras vegetales como células de pared 
gruesa, fibras en forma de espiral, pelos de pa-
red gruesa refráctil y un canal central, granos 
de polen y granos de almidón. Estas estructu-
ras pueden confundirse con parásitos y muchas 
veces no tienen ninguna importancia; los almi-
dones pueden aparecer en síndromes de mala 
absorción y asociarse con diarreas.
AlMidoNes
Los almidones en la materia fecal se observan 
muy frecuentemente y esto es independiente 
de su consistencia. En el examen en fresco se 
observan fácilmente como estructuras redon-
das, ovaladas o de forma irregular, de tamaño 
y colores variados, transparentes, café o ama-
rillos y pueden estar formados por capas con-
céntricas (figura 1-7). Su hallazgo puede signi-
ficar alto consumo de carbohidratos o proce-
sos de mala absorción. En tinciones con lugol 
se observan de color violeta los almidones no 
digeridos y de color rojo los parcialmente di-
geridos.
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Entamoeba histolytica/dispar2
ntamoeba histolytica y Entamoeba dis-
par son dos especies del género Enta-
moeba, morfológicamente indistingui-
bles al microscopio de luz, por lo tan-
to el hallazgo de quistes, trofozoítos o ambos 
debe ser reportado como Entamoeba histolyti-
ca/Entamoeba dispar.Se hace diagnóstico de 
Entamoeba histolytica, únicamente cuando se 
visualizan en la materia fecal trofozoítos con 
glóbulos rojos fagocitados. 
Quiste
Solución salina
Estructura ovoide o esférica, de 10 a 15 μm de 
diámetro; pared gruesa y bien definida que le 
da resistencia a los cambios ambientales (figu-
ra 2-1). En fresco se puede observar con cito-
plasma liso y sin ningún tipo de estructura 
citoplasmática, lo que permite llegar sólo a un 
Figura 2-1. Quiste de Entamoeba spp. Solución salina, 400X.
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diagnóstico de género (Entamoeba). Cuando 
se aprecian uno o más cuerpos cromatoidales 
de extremos romos o en forma de cigarrillo se 
llega hasta el diagnóstico de especie, Entamoe-
ba histolytica/Entamoeba dispar (figura 2-2).
Tinción con lugol
Se observan esféricos u ovales con citoplasma 
ligeramente granuloso y núcleos característicos 
del género Entamoeaba o sea con membrana 
definida, tapizada internamente de gránulos de 
cromatina y un cariosoma pequeño (figura 2-3). 
El número de núcleos hace el diagnóstico de 
especie, que para Entamoeba histolytica/Enta-
moeba dispar pueden ser de uno a cuatro de-
pendiendo del grado de maduración del quiste, 
mientras más inmaduro menor número de nú-
cleos (uno o dos) (figura 2-4) y además pueden 
presentar una vacuola de glucógeno que se tiñe 
de café oscuro, la cual desaparece en los quistes 
maduros. (figura 2-5).
trofozoíto
El trofozoíto vivo tiene dimensiones variables, 
que según el grado de actividad y la cepa del 
organismo, fluctúa entre 10 y 60 μm de diáme-
tro mayor, siendo de mayor tamaño el trofo-
zoíto de cepas patógenas. Presenta forma inde-
finida con clara diferencia entre el ectoplasma 
hialino y el endoplasma finamente granuloso, 
membrana plasmática delgada y un núcleo con 
membrana definida, tapizada internamente de 
gránulos de cromatina y un cariosoma peque-
ño. El citoplasma posee numerosas vacuolas 
que pueden contener bacterias o detritos y si 
es Entamoeba histolytica también glóbulos 
rojos (figura 2-7).
El movimiento del trofozoíto, se produce 
por prolongaciones del ectoplasma que lleva 
a la formación de seudópodos digitiformes 
largos o anchos y romos, que se dan uno a 
Figura 2-2. Quiste de Entamoeba histolytica/Entamoeba
dispar con cuerpo cromatoidal. Solución salina, 400X.
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Figura 2-3. Quiste de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar. Lugol, 400X. 
Figura 2-4. Quiste de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar. Lugol, 400X.
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Figura 2-5. Quiste de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar. Lugol, 400X.
Figura 2-6. Trofozoíto de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar. Solución salina, 400X.
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Figura 2-7. Trofozoíto de Entamoeba histolytica. Solución salina, 400X.
Figura 2-8. Trofozoíto de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar. Lugol, 400X.
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Figura 2-9. Trofozoíto de Entamoeba histolytica. Lugol, 400X.
1. Sin glóbulos rojos. 2. Con glóbulos rojos.
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Figura 2-10. Trofozoíto de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar.
Hematoxilina férrica, 1000X. Sin glóbulos rojos.
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uno y generan un desplazamiento explosivo y 
unidireccionado.
Solución salina
Se observa redondo o de forma indefinida por 
la presencia de seudópodos. El citoplasma pre-
senta numerosas vacuolas y menor número de 
gránulos. Si el trofozoíto está muerto (sin mo-
vimiento) se hace aparente el núcleo, el cual se 
observa en forma de rueda punteada y refrin-
gente (figura 2-6 y 2-7).
Tinción con lugol 
Con esta coloración, el trofozoíto pierde la 
motilidad, puede adquirir forma redonda o 
conservar la forma indefinida con clara dife-
rencia entre ectoplasma y endoplasma y ade-
más observarse con mayor claridad numerosas 
vacuolas e inclusiones citoplasmáticas como 
Figura 2-11. Trofozoíto de Entamoeba histolytica.
Hematoxilina férrica, 1000X. Con glóbulos rojos fagocitados.
gránulos, material fagocitado, que en el caso 
de Entamoeba histolytica puede ser glóbulos 
rojos y en algunas oportunidades presencia 
de vacuola de glucógeno. Puede verse o no, 
el núcleo característico del género Entamoeba 
(figura 2-8 y 2-9).
Hematoxilina férrica 
Para un diagnóstico seguro de especie del géne-
ro Entamoeba se debe hacer coloraciones espe-
ciales que permitan observar las características 
del núcleo de cada una de ellas. En el caso de 
Entamoeba histolytica/dispar tiene un núcleo 
de membrana definida, delicada, con cromatina 
regularmente distribuida en la parte interna de 
la membrana y un pequeño cariosoma central; 
se observa el citoplasma vacuolado con o sin 
partículas y presencia o no de glóbulos rojos 
fagocitados (figura 2-10 y 2-11).
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Entamoeba coli3
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Solución salina
Estructura redonda u ovalada, de pared gruesa 
y definida, de 10 a 35 μm de diámetro, citoplas-
ma liso o con pocas inclusiones, lo cual no per-
mite hacer el diagnóstico de especie. La obser-
vación de una o más barras cromatoidales que 
terminan en puntas o puntas astilladas, permi-
ten hacer el diagnóstico en fresco de quistes de 
Entamoeba coli, pero esta característica solo la 
presentan los quistes inmaduros (figura 3-1).
Tinción con lugol
El quiste en lugol se caracteriza por tener un 
citoplasma más granuloso que el de Entamoeba 
histolytica/ Entamoeba dispar. El diagnóstico 
lo hace la presencia de cinco o más núcleos ca-
racterísticos del género Entamoeba (figuras 3-2 
y 3-3). La mayoría de los quistes tienen de cinco 
Figura 3-1. Quiste de Entamoeba coli. Solución salina, 400X.
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Figura 3-2. Quiste de Entamoeba coli. Lugol, 400X.
Figura 3-3. Quiste de Entamoeba coli. Lugol, 400X.
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a ocho núcleos pero pueden alcanzar 16, 32 y 
hasta 64 en quistes de gran tamaño. Cuando el 
quiste está inmaduro presenta una vacuola de 
glucógeno que se tiñe de color café oscuro y 
uno o dos núcleos repelidos, lo que no permite 
contar el número de núcleos y por tanto no se 
hace diagnóstico de especie (figura 3-4).
trofozoíto
Se observa como una masa ameboide e inco-
lora de 15 a 50 μm de diámetro mayor, con 
citoplasma viscoso, con abundantes vacuolas 
alimentarias, generalmente llenas de bacterias, 
nunca eritrocitos. Presenta un endoplasma muy 
granuloso y una franja pequeña de ectoplasma. 
El núcleo es esférico, rodeado por una membra-
na relativamente gruesa, revestida en el interior 
de gránulos de cromatina y un cariosoma volu-
minoso.
El trofozoíto activo forma seudópodos cor-
tos, romos y granulosos sin diferencia entre 
Figura 3-4. Quistes inmaduros de Entamoeba. Lugol, 400X.
ectoplasma y endoplasma, que le dan un movi-
miento lento y poco direccionado.
Solución salina 
El trofozoíto en fresco se observa como una 
masa ameboide e incolora con citoplasma lleno 
de vacuolas y un núcleo que raras veces puede 
verse como una rueda puntiforme.
Tinción con lugol 
Se observa con iguales características que en 
fresco o se puede ver completamente redon-
deado y con un núcleo característico del género 
Entamoeba.
Hematoxilina férrica 
El trofozoíto aparece como una masa redon-
deada, condensada y gruesa. El citoplasma pre-
senta abundantes vacuolas transparente y un 
núcleo de membrana definida tapizada interna-
mente por gránulos de cromatina organizados 
de forma irregular y un cariosoma de volumen 
moderado y localización excéntrica.E
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Entamoeba hartmanni4
Quiste
Los quistes de Entamoeba hartmanni y E. 
histolytica/E. dispar son morfológicamente 
indistinguibles. La diferencia radica en el ta-
maño, por lo tanto, debe hacerse la medición 
de los quistes utilizando un micrómetro. El 
quiste de E. histolytica/E. dispar mide más de 
10 μm, (10 a 30 μm), mientras que el quiste 
de E. hartmanni mide menos de 10 μm (5 a 
10 μm).
Solución salina 
Presenta iguales características morfológicas que 
E. histolytica/E. dispar, incluyendo presencia de 
uno o más cuerpos cromatoidales en forma de 
cigarrillo, pero un tamaño entre 5 a 10 μm, nun-
ca superior a 10 μm de diámetro (figura 4-1).
Tinción con lugol
Con la tinción de lugol se observan de uno a 
cuatro núcleos característicos del género En-
tamoeba, lo que permite diferenciarlo de los 
quistes de Endolimax nana (figura 4-2).
Figura 4-1. Quiste de Entamoeba hartmanni. Solución salina, 400X.
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Figura 4-2. Quiste de Entamoeba hartmanni. Lugol, 400X.
Figura 4-3. Trofozoíto de Entamoeba hartmanni. Solución salina, 400X.
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Figura 4-4. Trofozoíto de Entamoeba hartmanni. Lugol, 400X.
trofozoíto
Solución salina 
Son estructuras pequeñas de 5 a 12 μm de diá-
metro, de forma redonda o indefinida con clara 
diferencia entre ectoplasma y endoplasma. Pue-
de presentar uno o varios seudópodos globu-
losos. Tiene citoplasma ligeramente granuloso, 
presencia de vacuolas digestivas con bacterias 
fagocitadas y generalmente no se le observa el 
núcleo (figura 4-3).
Tinción con lugol
Presenta las mismas características descritas 
para el trofozoíto en solución salina. La iden-
tificación de especie solo se hace mediante la 
observación de su único núcleo característico 
del género Entamoeba (figura 4-4).
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Endolimax nana5
Quiste
Solución salina
Presenta forma esférica, ovoide o elipsoidal, 
de 5 a 14 μm de diámetro, pared celular del-
gada y definida, citoplasma liso y claro, pocas 
veces presenta cuerpos cromatoidales peque-
ños, esféricos o baciliformes y algunas veces 
se le aprecian de uno a cuatro puntos refrin-
gentes que son los cariosomas de los núcleos 
(figura 5-1).
Tinción con lugol
Pequeña estructura esférica, ovoide o elipsoi-
dal, con pared quística definida, citoplasma ver-
de o amarillo pálido y de uno a cuatro núcleos 
característicos del género Endolimax (figuras 
5-2 y 5-3).
Figura 5-1. Quiste de Endolimax nana. Solución salina, 400X. 
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Figura 5-2. Quiste de Endolimax nana. Lugol, 400X.
Figura 5-3. Quiste de Endolimax nana. Lugol, 400X.
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Figura 5-4. Trofozoíto de Endolimax nana. Solución salina, 400X.
Figura 5-5. Trofozoíto de Endolimax nana. Solución salina, 400X.
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Figura 5-6. Trofozoíto de Endolimax nana. Lugol, 400X.
Figura 5-7. Trofozoíto de Endolimax nana. Hematoxilina férrica, 1000X.
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trofozoíto
Mide de 6 a 15 μm de diámetro, puede ser de 
forma redonda o indefinida debido a la forma-
ción rápida de varios seudópodos pequeños, 
romos, hialinos que le dan un movimiento len-
to, progresivo y no direccionado. Se caracteriza 
por presentar un citoplasma muy vacuolado y 
un núcleo con membrana definida sin cromati-
na y un cariosoma voluminoso e irregular que 
ocupa casi todo el núcleo, esto hace que al mi-
croscopio óptico los núcleos se observen como 
puntos refringentes que corresponden a los ca-
riosomas de los núcleos (figuras 5-4 y 5-5).
Solución salina 
Se observa una estructura pequeña, redonda o 
indefinida. El citoplasma contiene numerosas 
vacuolas. El núcleo raramente es visible (figuras 
5-4 y 5-5).
Tinción con lugol 
Con esta tinción toma un color amarillo pálido 
o café claro, resaltando las vacuolas presentes 
en el citoplasma. El núcleo pocas veces es vi-
sible y rara vez presenta vacuola de glucógeno 
(figura 5-6).
Hematoxilina férrica
Tinción permanente que resalta las innumera-
bles vacuolas en su citoplasma que se obser-
van transparentes y la morfología característi-
ca de su único núcleo, con membrana nuclear 
de grosor intermedio, sin cromatina, carioso-
ma voluminoso e irregular, de posición cen-
tral o excéntrica que ocupa casi todo el núcleo 
(figura 5-7).
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Iodamoeba butschlii6
Quiste
Solución salina
Estructura esférica u ovalada de pared gruesa y 
definida de 5 a 20 μm de diámetro, citoplasma 
con abundantes granulaciones de diferentes 
tamaños y la mayoría de las veces presencia de 
una o dos vacuolas de bordes definidos, que se 
observan como opacidades en el citoplasma, 
(figura 6-1).
Tinción con lugol
Resalta las granulaciones características del cito-
plasma y tiñe las vacuolas de glucógeno de un 
color café intenso. En algunas ocasiones se visua-
liza un núcleo y muy rara vez dos núcleos típicos 
del género Iodamoeba. El núcleo se caracteriza 
por presentar una membrana gruesa, definida, 
sin cromatina y un cariosoma dentado (figura 
6-2). A veces no se observa la vacuola y por tanto 
lo que hace el diagnóstico es el citoplasma con 
múltiples granulaciones de diferente tamaño.
Figura 6-1. Quiste de Iodamoeba butschlii. Solución salina, 400X. 
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Figura 6-2. Quiste de Iodamoeba butschlii. Lugol, 400X. 
Figura 6-3. Trofozoíto de Iodamoeba butschlii. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Figura 6-4. Trofozoíto de Iodamoeba butschlii. Lugol, 400X.
trofozoíto
Solución salina
Tiene las mismas características que el quiste, 
pero su forma siempre es indefinida con poca 
diferencia entre ectoplasma y endoplasma, de-
bido a la formación de varios seudópodos pe-
queños, romos, hialinos que le dan un movi-
miento lento no direccionado (figura 6-3).
Tinción con lugol
Se observa con las mismas características del 
trofozoíto en solución salina, con citoplasma 
amarillo lleno de granulaciones irregulares, va-
cuolas de forma definida de color café intenso y 
se puede observar un núcleo característico del 
género Iodamoeba (figura 6-4).
Hematoxilina férrica
Se visualizan muy bien las granulaciones cito-
plasmáticas, la o las vacuolas no toman la co-
loración. Se observa claramente el núcleo, de 
membrana gruesa y definida, con un cariosoma 
grande compuesto de gránulos acromáticos (no 
toman la coloración) localizados en su periferia 
que le dan un aspecto de rueda dentada, y mu-
chos gránulos de cromatina dispersos entre el 
cariosoma y la membrana nuclear.
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Blastocystis hominis7
Blastocystis spp.
Es un protozoo polimórfico que durante su ciclo 
biológico pasa por seis diferentes estadios: ame-
boide, avacuolar, vacuolar o de cuerpo central, 
multivacuolar, granular y quística, que varían de 
forma y de tamaño (2 a 200 μm). Los estadios 
más frecuentemente reportados en la materia 
fecal de los pacientes son las formas ameboide, 
vacuolar o de cuerpo central y la granular.
Solución salina
Forma vacuolar o de cuerpo central. Es la 
más frecuentemente observada en cultivos y 
en materia fecal de diferente consistencia. Es 
una estructura esférica con una gran variación 
Figura 7-1. Formas de Blastocystis. Solución salina, 400X.
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Figura 7-2. Formas de Blastocystis. Solución salina, 400X. 
Figura 7-3. Formas de Blastocystis. Lugol, 400X.
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Figura 7-4. Formas de Blastocystis. Lugol, 400X.
de tamaño de 2 a 200 μm y rodeada por una cu-
bierta gruesa. Se caracteriza por tener una gran 
vacuola central, que ocupa aproximadamente 
el 90% del volumen de la célula, que desplaza 
el citoplasma y las organelas a la periferia, lo 
que dificulta la visualización de los núcleos (en-
tre uno y cuatro) y las mitocondrias. La vacuola 
puede estar vacía o llena de material floculante, 
(figura 7-1).
Forma granular. Es semejante a la forma va-
cuolar excepto que los gránulos están presentes 
dentro del citoplasma o más comúnmente den-
tro de la vacuola central, por lo tanto, ha sido 
descrita más como forma vacuolar que contiene 
gránulos que como un estadio diferente del pa-
rásito (figura 7-2).
Forma ameboide. Es raramente reportada y se 
observan generalmente en materia fecal diarrei-
ca. Posee características típicas de la forma va-
cuolar pero de tamaño muy pequeño (10 a 15 
μm) y uno o dos seudópodos. Se sugiere que 
este estadio tiene un papel importante en la 
patogénesis del parasito, sin embargo, no hay 
claridad en la existencia de esta forma, se con-
sidera que puede ser una forma irregular del 
estadio vacuolar.
Forma quística. Es la forma más reciente-
mente descrita y por su pequeño tamaño (2 a 
5 μm) es difícil de visualizar. Tiene forma va-
riable pero generalmente es ovoide o esférico 
rodeado por una pared celular. El citoplasma 
puede contener de uno a cuatro núcleos, mito-
condrias, depósitos de glucógeno y pequeñas 
vacuolas. La forma quística representa el esta-
dio infectante y es la forma que sobrevive fuera 
del hospedero, pero no se sabe si puede haber 
infección mediante otros estadios.
Tinción con lugol
Todas las formas conservan las mismas carac-
terísticas morfológicas que en solución salina. 
Algunas veces toman una coloración amarilla 
pálida o café (figuras 7-3 y 7-4).
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Balantidium coli8
Quiste
Solución salina
Es el protozoo más grande que parasita al hom-
bre. El quiste tiene forma redondeada de 40 a 
60 μm de diámetro, doble pared, seguida por 
los cilios; inmediatamente debajo se encuentra 
el citoplasma lleno de vacuolas digestivas con 
partículas fagocitadas, que conserva desde su 
estadio de trofozoíto, ya que este no expulsa 
los productos alimenticios no digeridos, para 
llevar a cabo el proceso de enquistamiento (fi-
gura 8-1). Se aprecia en el extremo posterior 
una o dos vacuolas contráctiles y en raras oca-
siones un orificio denominado citopigio o ano.
Tinción con lugol
Se observa con iguales características que en 
solución salina, pero se dificulta el diagnósti-
Figura 8-1. Quiste de Balantidium coli. Solución salina, 400X.
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Figura 8-2. Quiste de Balantidium coli. Lugol, 400X.
Figura 8-3. Trofozoíto de Balantidium coli. Solución salina, 400X.
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Figura 8-4. Trofozoíto de Balantidium coli. Lugol, 400X.
Figura 8-5. Trofozoíto de Balantidium coli. Hematoxilina férrica, 1000X.
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co con Lugol, por la gran cantidad de vacuolas 
llenas de productos alimenticios que toman una 
coloración café oscura, lo que no permite la vi-
sualización de ninguna estructura citoplasmática 
(figura 8-2).
trofozoíto
Estructura ovoide, cuyo extremo anterior es 
puntiagudo y el extremo posterior ancho y re-
dondeado, mide de 50 a 200 μm de longitud 
por 40 a 70 μm de ancho, está rodeado por 
una membrana delgada llena de cilios unifor-
mes, que le dan al organismo movimientos 
constantes y sincronizados que hacen avanzar 
vigorosamente el protozoario. En el extremo 
anterior, a uno de los lados del eje longitudi-
nal del parásito, se observa una depresión có-
nica invertida que corresponde al citostoma, 
rodeado de cilios de mayor longitud que los 
del resto del parásito y en el extremo posterior 
se encuentra el citopigio o ano. En el citoplas-
ma se observan numerosas vacuolas digestivas, 
una o dos vacuolas contráctiles, el macronú-
cleo grande y arriñonado y un micronúcleo, 
pequeño localizado en la curvatura del macro-
núcleo que solo se visualiza con microscopia 
electrónica.
Solución salina
Se observan muy móviles con el cuerpo cubier-
to de cilios y un citostoma en el extremo ante-
rior. El citoplasma presenta abundantes vacuo-
las que pueden estar vacías o llenas de material 
fagocitado. En raras ocasiones puede observar-
se el macronúcleo (figura 8-3).
Tinción con lugol
El trofozoíto pierde la movilidad, pero se hace 
más aparente el citoplasma con abundantes va-
cuolas que contienen múltiples partículas fago-
citadas, tales como partículas de almidón, que 
se tiñen de color café oscuro, lo que impide 
apreciar otras estructuras citoplasmáticas (figura 
8-4). Dependiendo de su posición puede obser-
varse el citostoma y el macronúcleo arriñonado.
Coloración de hematoxilina férrica
Se observa un trofozoíto grande cubierto de ci-
lios con un citostoma en el extremo anterior. 
El citoplasma presenta numerosas vacuolas di-
gestivas, una o dos vacuolas contráctiles y un 
macronúcleo grande y arriñonado (figura 8-5).
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Giardia intestinalis,
duodenalis o lamblia
Quiste
Solución salina
El quiste de Giardia intestinalis es una estruc-
tura ovalada, incolora de 10 a 12 μm de diáme-
tro, con citoplasma liso, claramente separado 
de la pared quística fina. En la mayoría de los 
casos se observa el axonema o axostilo, estruc-
tura donde se encuentran retraídos los flagelos 
(figura 9-1). Los núcleos raramente son visibles.
Tinción con lugol
Se observan de un tamaño y coloración varia-
ble de acuerdo al estado de maduración del 
quiste, Los quistes inmaduros son más peque-
ños y de color azul, gris o verde azules (figura 
9-2), difícilmente se les visualizan las estructu-
ras citoplasmáticas y rara vez se puede ver el 
axostilo. Los quistes maduros tienen una pa-
red quística fina, separada del citoplasma, que 
es finamente granular y contiene los núcleos y 
el axostilo o axonema (figura 9-3). Los quistes 
Figura 9-1. Quiste de Giardia intestinalis. Solución salina, 400X. 
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Figura 9-2. Quistes de Giardia intestinalis. Lugol, 400X.
Figura 9-3. Quiste de Giardia intestinalis. Lugol, 400X. 
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Figura 9-4. Trofozoíto de Giardia intestinalis. Solución salina, 400X.
Figura 9-5. Trofozoíto de Giardia intestinalis. Lugol, 400X.
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recién formados tienen dos núcleos los cuales 
tienen cariosoma central y los maduros poseen 
cuatro núcleos que se localizan en un extremo 
del organismo.
trofozoíto
Su tamaño es variable de 9.5 a 21 μm de largo 
por 5 a 15 μm de ancho, es redondeado en su 
porción anterior y afilado en la posterior, lo que 
le da forma de cuchara o de raqueta, es con-
vexo dorsalmente y en su porción ventral está 
provisto de una concavidad superficial y ligera-
mente ranurada, denominada disco suctorio, 
que ocupa casi toda la mitad anterior del cuer-
po del parásito. A cada lado del disco suctorio, 
se encuentra un núcleo con cariosoma central 
formado por una masa densa de cromatina o un 
número moderado de granos finos, los cuales a 
veces están dispersos en el nucleoplasma. Posee 
un axostilo que lo divide en dos partes iguales y 
le da simetría bilateral, cuatro pares de flagelos, 
que le permiten un desplazamiento rápidoy un 
par de cuerpos parabasales ligeramente curvos 
y en forma de salchicha, muy próximos entre sí, 
de situación oblicua o transversal.
Solución salina
El trofozoíto en solución salina se observa con 
su forma característica. La mayoría de las veces 
se le observa el disco suctorio con los núcleos a 
cada lado y en contadas ocasiones se visualiza el 
axostilo (figura 9-4). Si el trofozoíto está en mo-
vimiento fácilmente se le observan los flagelos.
Tinción con lugol
En lugol el trofozoíto pierde el movimiento y se 
hace más aparente la presencia del axostilo, del 
disco suctorio y de sus núcleos (figura 9-5). De 
acuerdo a la posición en que quede, se podrían 
observar algunos flagelos y en raras ocasiones 
los cuerpos parabasales.
Hematoxilina férrica 
Se observan muy claramente todas las estruc-
turas citoplasmáticas descritas anteriormente, 
destacándose la presencias de los cuerpos pa-
rabasales que en raras ocasiones se ven con la 
coloración de lugol (figura 9-6).
Figura 9-6. Trofozoíto de Giardia intestinalis. Hematoxilina férrica, 1000X.
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Chilomastix mesnili10
Quiste
Solución salina
Estructura incolora, de 7 a 10 μm de largo por 
4,5 a 6 μm de ancho, de pared gruesa y resis-
tente. Tiene forma de pera o de limón, con 
uno de los extremos ancho y redondeado, al-
gunas veces algo cónico y romo (figura 10-1). 
El citoplasma es densamente granulado y se 
encuentra por lo general separado de la pared 
quística en el extremo más delgado de éste, po-
see un solo núcleo la mayoría de las veces no 
aparente en fresco pero muy visible con tinción 
de lugol o con coloraciones especiales.
Tinción con lugol
El quiste con la tinción de lugol se ve de co-
lor amarillo o café claro; presenta un citoplas-
ma densamente granulado, un núcleo grande 
y vesicular, situado en la parte media del ex-
tremo anterior (parte delgada), rodeado por 
Figura 10-1. Quiste de Chilomastix mesnili. Solución salina, 400X. 
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Figura 10-2. Quiste de Chilomastix mesnili. Lugol, 400X. 
Figura 10-3. Trofozoíto de Chilomastix mesnili. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
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una membrana nuclear revestida con placas 
de cromatina características y un cariosoma 
central bien definido. Al lado del núcleo se en-
cuentra el citostoma rodeado por un pequeño 
flagelo, no siempre visible con esta coloración 
(figura 10-2).
trofozoíto
Es una estructura asimétrica, piriforme debido 
al surco espiral que se extiende en la parte me-
dia del cuerpo. De acuerdo a su actividad pue-
de medir de 10 a 20 μm de largo por 3 a 10 
μm de ancho. El citoplasma tiene granulacio-
nes finas, numerosas vacuolas alimentarías, un 
núcleo con las características descritas previa-
mente y un citostoma redondeado, con una es-
trangulación media, situado a uno de los lados 
Figura 10-4. Trofozoíto de Chilomastix mesnili. Lugol, 400X.
del núcleo. Presenta cuatro flagelos, tres libres 
(dos cortos y uno largo) y uno en el interior del 
citostoma.
Solución salina
En solución salina solo se visualiza una estruc-
tura con abundantes vacuolas, por lo tanto, el 
diagnóstico del trofozoíto en fresco se hace 
observando su movimiento progresivo en for-
ma de tirabuzón, que consiste en un adelga-
zamiento de la parte posterior formando un 
cono alargado (figura 10-3).
Tinción con lugol
El diagnóstico en lugol es difícil, porque pier-
de el movimiento característico y su citoplas-
ma es tan vacuolado que no permite visuali-
zar en detalle las estructuras del citoplasma 
(figura 10-4).
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Cryptosporidium sp.11
ooQuiste
Es un parásito ácido alcohol resistente, el 
ooquiste tiene forma esférica de 4 a 6 μm de 
diámetro con pared gruesa y definida. En el 
citoplasma se encuentran cuatro esporozoítos 
desnudos (no forma esporoquistes), una vacuo-
la y un cuerpo residual.
El estudio de la materia fecal con solución 
salina no permite la observación de los ooquis-
tes de Cryprosporidium spp., debido a que 
son estructuras muy pequeñas y refringentes, 
por lo tanto, se requiere de coloraciones espe-
ciales como la de Zielh Neelsen para llegar al 
diagnóstico.
Coloración de Zielh Neelsen
Toma la coloración de manera diferencial des-
de rojo intenso (figura 11-1), pasando por la 
gama de rosados y en algunas ocasiones no 
toma la coloración y se observa transparente 
(figura 11-2). En su citoplasma se le pueden 
observar entre uno y cuatro puntos que corres-
ponden a los esporozoítos, también se visua-
liza la vacuola y el cuerpo residual como un 
gránulo de mayor tamaño que los esporozoí-
tos. En contadas ocasiones los esporozoitos se 
observan en forma de media luna (figura 11-3).
Figura 11-1. Ooquistes de Cryptosporidium spp. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
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Figura 11-2. Ooquistes de Cryptosporidium spp. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
Figura 11-3. Ooquistes de Cryptosporidium spp. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
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12 Cyclospora cayetanensis
ooQuiste
Estructura esférica con doble pared, de 8 a 10 
μm de diámetro, de color grisáceo. El citoplas-
ma puede contener de seis a ocho gránulos 
refringentes y un cuerpo residual. La esporula-
ción del ooquiste ocurre en materia fecal vieja 
o al colocarla en dicromato de potasio al 2,5% 
y al cabo de dos o tres días se visualiza con dos 
esporoquistes, en cada uno de ellos dos espo-
rozoítos, que no son visibles al microscopio de 
luz, pero claramente observables con micros-
copio electrónico.
Solución salina 
En una materia fecal recién emitida, los ooquis-
tes se observan esféricos de doble pared, de 
color gris y con los seis a ocho gránulos refrin-
gentes y el cuerpo residual (figuras 12-1 y 12-2).
Figura 12-1. Ooquiste de Cyclospora cayetanensis. Solución salina, 400X.
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Figura 12-2. Ooquiste de Cyclospora cayetanensis. Solución salina, 400X.
Figura 12-3. Ooquiste de Cyclospora cayetanensis. Lugol, 400X.
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12
Tinción con lugol
Toman muy poco la coloración de lugol y se 
ven amarillo pálido o claros, con iguales ca-
racterísticas que en solución salina (figura 
12-3).
Coloración de Zielh Neelsen 
Ooquiste ácido alcohol resistente con caracte-
rísticas semejantes al ooquiste de Cryptospo-
ridim spp., la diferencia radica en el tamaño, 
siendo más grande el ooqusite de Cyclospora 
cayetanensis (figura 12-4).
Figura 12-4. Ooquistes de Cyclospora cayetanensis. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
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Atlas de Parasitología
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Isospora belli13
ooQuiste
Es ovalado de 20 a 33 μm de largo por 10 a 19 μm 
de ancho, pared quística delgada e incolora con 
uno de los polos más angosto, donde se encuen-
tra una abertura denominada micrópilo; en el 
interior se presenta una masa esférica de gránu-
los, denominada esporoblasto, donde se sitúa el 
núcleo y al lado de éste un cuerpo residual. El 
desarrollo ulterior del ooquiste tiene lugar en 
las heces después de ser eliminadas; razón por 
la cual los ooquistes con dos esporoblastos rara-
mente se encuentran en la materia fecal fresca. 
Con el tiempo, o colocando la materia fecal en 
dicromato de potasio al 2,5%, el núcleo se divi-
de en dos porciones y la masa granular se divi-
de más tarde en dos esporoblastos, los cuales 
una vez secreten una pared quística doble y su 
núcleo tenga dos divisiones sucesivas (dando 
lugar a cuatro esporozoítos en forma de media 
luna), se transformaran en esporoquistes de 12 
a 14 μm de diámetro, convirtiéndose así en la 
forma infectantedel parásito (figura 13-1).
Figura 13-1. Ooquiste de Isospora belli. Solución salina, 400X.
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Figura 13-2. Ooquiste de Isospora belli. Solución salina, 400X.
Figura 13-3. Ooquiste de Isospora belli. Solución salina, 400X.
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Figura 13-5. Ooquiste de Isospora belli. Lugol, 400X.
Figura 13-4. Ooquiste de Isospora belli. Solución salina, 400X.
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Figura 13-6. Ooquiste de Isospora belli. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
Figura 13-7. Ooquiste de Isospora belli. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
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Atlas de Parasitología
13
Solución salina 
En la materia fecal recién emitida se obser-
va el ooquiste incoloro, con un esporoblasto 
y el cuerpo residual (figura 13-1). Cuando el 
ooquiste está inmaduro, el esporoblasto no se 
ha formado, por lo tanto, se observa un gran 
número de gránulos dispersos en el citoplasma 
(figura 13-2). Solo en materia fecal vieja se pue-
de observar el ooquiste con dos esporoblastos, 
(figura 13-3), que posteriormente madura y se 
transforman en dos esporoquistes para dar lu-
gar a la forma infectante ( un ooquiste con ocho 
esporozoitos) (figura 13-4).
Figura 13-8. Ooquiste de Isospora belli. Ziel-Nielsen modificado, 1000X.
Tinción con lugol
Ooquiste de color amarillo pálido, porque toma 
muy poco la coloración de yodo, conserva las 
mismas características descritas para el ooquiste 
en solución salina (figura 13-5).
Coloración de Ziel Neelsen
Por ser un parásito ácido alcohol resistente los 
esporoblasto se tiñen de color rojo intenso y 
la pared del ooquiste se ve delimitada por un 
precipitado azul del colorante (figuras 13-6, 
13-7 y 13-8).
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Atlas de Parasitología
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Microsporidios14
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e denominan así a los parásitos intra-
celulares que pertenecen al phylum 
Microsporidia. Existen aproximada-
mente 140 géneros y más o menos 
1.200 especies. A la fecha se han reportado sie-
te géneros infectando al hospedero humano 
siendo Enterocytozoon bieneusi y Encephali-
tozoon intestinalis, las especies más importan-
tes en el hombre (figura 14-1). Estas especies 
habitan el intestino delgado y por lo tanto, 
su diagnóstico se hace con la observación de 
las esporas en materia fecal. No obstante, se 
pueden encontrar en materia fecal esporas de 
Encephalitozoon cuniculi y Encephalitozoon 
hellem pero son poco frecuentes (figura 14-2).
Las esporas de estos microsporidios miden 
1 a 5 μm, siendo las de menor tamaño las de E. 
bieneusi (1,5 por 0,5 μm) (figura 14-3). Presen-
tan una pared gruesa compuesta por tres capas, la 
externa denominada exospora, interna o endos-
Figura 14-1. Esporas de Microsporidios (Encephalitozoon intestinalis). QHGC, 1000X.
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Atlas de Parasitología
Figura 14-3. Esporas de Microsporidios (Enterocytozoon bieneusi). QHGC, 1000X.
Figura 14-2. Esporas de Microsporidios (Encephalitozoon hellem). QHGC, 1000X.
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Atlas de Parasitología
14
pora y una membrana plasmática que rodea el 
citoplasma, en éste se encuentra el esporoplasma 
que es la parte infectante del parásito, el cual pue-
de tener uno o dos núcleos. Presenta ribosomas, 
una vacuola posterior, un polaroplasto (membra-
nas dispuestas en capas laxas o densas) y el túbulo 
polar, filamento que se enrolla en el interior del 
parásito y se desenrolla en el momento de inocu-
lar el esporoplasma a la célula invadida. 
Para visualizar las esporas en materia fecal 
se requiere de coloraciones especiales como 
la tricrómica o Quick-Hot-Gram-Cromotropo 
(QHGC).
Coloración de Quick-Hot-Gram-Cromotropo
Con esta coloración, las esporas se observan 
como estructuras muy pequeñas, ovaladas 
o alargadas de color rosado o fucsia con un 
septo o punto de color fucsia intenso que co-
rresponde al filamento o túbulo polar, y un 
espacio claro que corresponde a la vacuola 
posterior.
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Atlas de Parasitología
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Helmintos 
15. Ascaris lumbricoides ......................................................... 71
16. Trichuris trichiura ............................................................. 81
17. Uncinarias .......................................................................... 87
18. Strongyloides stercoralis ................................................... 95
19. Enterobius vermicularis (oxiuros) ................................. 105
20. Taenia solium o saginata ............................................... 111
21. Hymenolepis sp ............................................................... 117
22. Paragonimus sp ............................................................... 121
23. Fasciola hepática ............................................................ 123
24. Schistosoma sp ................................................................ 127
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Atlas de Parasitología
15
Ascaris lumbricoides15
Adulto
Es el nemátodo más grande que parásita al 
hombre, las hembras miden de 20 a 35 cm de 
longitud por 3 a 6 mm de diámetro y su ex-
tremo posterior termina en punta (figura 15-
1), los machos miden 15 a 30 cm de largo por 
2 a 4 mm de diámetro y el extremo posterior 
es curvo hacia la porción ventral (figuras 15-2 
y 15-3). Es un gusano redondo y alargado, de 
extremo anterior romo y extremo posterior más 
delgado, de color carne o blanquecino. La cabe-
za está provista de tres labios bien diferenciados 
y en el centro una cavidad bucal pequeña de 
forma triangular (figura 15-4).
Figura 15-1. Adulto hembra de Ascaris lumbricoides.
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Figura 15-2. Adulto macho de Ascaris lumbricoides.
Figura 15-3. Adulto macho de Ascaris lumbricoides. Extremo posterior.
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Figura 15-4. Adulto de Ascaris lumbricoides. Extremo anterior.
Figura 15-5. Huevo fértil de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
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Figura 15-6. Huevo fértil de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
Figura 15-7. Huevo embrionado de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
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Figura 15-8. Huevo embrionado decorticado de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
Figura 15-9. Huevo infértil de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
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Figura 15-10. Huevo infértil de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
Figura 15-11. Huevo fértil decorticado de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
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Figura 15-12. Huevo infértil decorticado de Ascaris lumbricoides. Solución salina, 400x.
Figura 15-13. Huevo fértil de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
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Figura 15-14. Huevo fértil de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
Figura 15-15. Huevo embrionado de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
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Figura 15-16. Huevo fértil decorticado de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
Figura 15-17. Huevo embrionado decorticado de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
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En la materia fecal se pueden encontrar tanto 
huevos fértiles como infértiles.
Huevo fértil
Se ven de color café intenso porque toman la 
bilis, son anchos y ovoides, miden de 45 a 70 
μm de longitud por 35 a 50 μm de ancho, están 
cubiertos por una cápsula gruesa y transparente, 
constituida por tres membranas: la membrana 
internao vitelina relativamente impermeable y 
de naturaleza lipoide, la media que es transpa-
rente y gruesa (derivada de glucógeno) y la ex-
terna mamelonada, constituida por albumina y 
generalmente teñida de un color café dorado. 
Cuando están recién eliminados en las heces 
contienen en su interior una masa de gránulos 
de lecitina muy uniformes, denominado blastó-
mero (figuras 15-5 y 15-6). Dependiendo de las 
condiciones climáticas (p. ej., en climas cálidos y 
Figura 15-18. Huevo infértil decorticado de Ascaris lumbricoides. Lugol, 400x.
húmedos) y cuando la materia fecal no se proce-
sa el mismo día, el blastómero puede desarrollar 
la larva móvil de primer estadio, dando lugar a 
un huevo larvado o embrionado que es la forma 
infectante del parásito (figuras 15-7 y 15-8).
Huevo infértil
Son producidos por hembras no fertilizadas, 
son ovoides de 88 a 94 μm de diámetro, solo 
tienen dos membranas porque carece de mem-
brana vitelina y en su interior se observa una 
masa de gránulos de diferentes tamaños, desor-
ganizados y refringentes (figuras 15-9 y 15-10).
Tanto los huevos fértiles, embrionados o lar-
vados y los infértiles, en ocasiones carecen de la 
capa mamelonada albuminoide convirtiéndose 
en huevos decorticados (figuras 15-8, 15-11 y 
15-12). 
En solución salina y en la tinción con lugol, 
todos los huevos muestran las mismas caracte-
rísticas, solo que en lugol se tornan más oscu-
ros, (figuras 15-10, 15-13 a 15-18).
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Atlas de Parasitología
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Trichuris trichiura16
Adulto
Es un nematodo blanquecino cuyo nombre 
deriva del griego thrikhos, que significa pelo, 
por ser un gusano en forma de látigo, con sus 
tres quintas partes anteriores delgadas y sus 
dos quintas partes posteriores gruesas. En el 
extremo anterior se encuentra el orificio bu-
cal y el estilete que le sirve para fijarse a la 
mucosa del intestino grueso del hospedero. 
La hembra mide de 3,5 a 5 cm de longitud y 
su extremo posterior es romo (figuras 16-1 y 
16-3), el macho más pequeño que la hembra 
mide de 3 a 4,5 cm, extremo posterior enrolla-
do hasta 360° o más y una espícula lanceolada, 
que sobresale a través de una vaina retráctil 
peneana de extremo bulboso, y cubierta de 
muchas espinas pequeñas y curvas (figuras 
16-2 y 16-4).
Figura 16-1. Adulto hembra deTrichuris trichiura.
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Atlas de Parasitología
Figura 16-2. Adulto macho de Trichuris trichiura.
Figura 16-3. Adulto hembra de Trichuris trichiura. Aceto-Carmin de Semichon.
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Atlas de Parasitología
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Figura 16-4. Adulto macho de Trichuris trichiura. Aceto-Carmin de Semichon. 
Figura 16-5. Huevo de Trichuris trichiura. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
Figura 16-6. Huevo embrionado de Trichuris trichiura. Solución salina, 400X.
Figura 16-7. Huevo de Trichuris trichiura. Lugol, 400X.
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Atlas de Parasitología
16
Figura 16-8. Huevo embrionado de Trichuris trichiura. Lugol, 400X.
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Solución salina
Tiene forma de barril, mide de 50 a 54 μm de 
largo por 20 a 23 μm de ancho, posee mem-
brana vitelina, que alimenta el embrión, y una 
cubierta triple cuya capa más externa suele 
impregnarse de bilis que le da un color café. 
Presenta dos prominencias intralaminares bipo-
lares sin teñir, que tienen la apariencia de tapo-
nes mucoidales (figura 16-5). Por lo general, al 
ser expulsado en las heces no están segmenta-
dos y necesitan condiciones de temperatura y 
humedad para que se desarrolle la larva dando 
como resultado un huevo embrionado e infec-
tante para el hospedero (figura 16-6).
Tinción con lugol 
Se tiñe de café oscuro con el yodo y sigue con-
servando iguales características que el huevo en 
solución salina (figuras 16-7 y 16-8).
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Atlas de Parasitología
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Uncinarias17
as uncinarias pertenecen a la familia An-
cylostomatidae que se caracteriza por la 
presencia de órganos cortantes, las dos 
especies que parasitan el intestino del-
gado del hombre son: Ancylostoma duodenale 
y Necator americanus cuyos huevos excretados 
en la materia fecal son morfológicamente indis-
tinguibles.
Adulto
Gusanos cilíndricos, blanquecinos con su extre-
midad anterior curvada hacia el dorso en forma 
de gancho, de ahí el nombre uncinaria que vie-
ne de la palabra griega uncus que quiere decir 
gancho. El macho mide 8 mm de longitud por 
0,5 mm de ancho y el extremo posterior termi-
na en una prolongación digitiforme de la cutí-
cula, denominada bursa copulatriz (figuras 17-1 
y 17-2). La hembra mide 12 mm de longitud por 
0,5 mm de ancho y el extremo posterior termi-
na en punta (figuras 17-1 y 17-3).
El extremo anterior del parásito adulto se ca-
racteriza por presentar una cápsula bucal con 
órganos cortantes, que le sirven para fijarse a 
la mucosa y permiten la diferenciación de es-
pecies, el Ancylostoma duodenale tiene dos 
pares de dientes (figura 17-4) y el Necator ame-
ricanus un par de placas (figura 17-5).
Figura 17-1. Adultos macho y hembra de Uncinarias, en fresco.
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Atlas de Parasitología
Figura 17-2. Adulto macho de Uncinaria, extremo posterior. Aceto-Carmin de Semichon, 400X.
Figura 17-3. Adulto hembra de Uncinaria, extremo posterior. Aceto-Carmin de Semichon, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Figura 17-4. Boca de Ancylostoma duodenale. 400X.
Figura 17-5. Boca de Necator americanus. Aceto-Carmin de Semichon, 400X.
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Atlas de Parasitología
Figura 17-6. Huevo de Uncinaria. Solución salina, 400X.
Figura 17-7. Huevo embrionado de Uncinaria. Solución salina, 400X.
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Figura 17-8. Huevo de Uncinaria. Lugol, 400X.
Figura 17-9. Huevo embrionado de Uncinaria. Lugol, 400X.
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Figura 17-11. Larva rhabditiforme de Uncinaria.
Figura 17-10. Larva rhabditiforme de Uncinaria, detalle de la boca.
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Atlas de Parasitología
17
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Solución salina 
Huevo de color grisáceo, ovalado, de 60 a 70 μm 
de longitud por 30 a 40 μm de ancho, cubierto 
por una sola membrana delgada y bien defini-
da. En su interior se encuentra una blástula con 
numerosos blastómeros que dependiendo del 
estado de maduración se puede apreciar un es-
pacio claro entre la blástula y la membrana o 
puede verse completamente lleno (figura 17-6). 
En raras ocasiones y dependiendo del tiempo 
Figura 17-12. Larva filariforme de Uncinaria.
de permanencia de los huevos en el contenido 
intestinal, es posible observar una larva en el 
interior del huevo y aún eclosionar en las heces 
recién emitidas (figura 17-7).
Tinción con lugol
Los huevos se observan con las mismas carac-
terísticas que en solución salina, sólo que el 
blastómero toma una coloración entre amarilla 
y café (figuras 17-8 y 17-9).
Las figuras 17-10, 17-11 y 17-12 se describen 
en el capítulo 18.
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Strongyloides stercoralis18
lArVA rhABditiforMe
Es el estadio del parásito que hace diagnóstico 
de strongiloidiosis en la mayoría de los casos; sin 
embargo, en pacientes con inmunodeficiencias, 
pueden encontrarse en la materia fecal todos 
los estadios del parásito (larvas rhabditiforme y 
filariforme, huevos y hembras parásitas).
Solución salina
La larva rhabditiforme en materia fecal recién 
emitida, se observa móvil, mide 250 μm de 
longitud por 17 μm de ancho, su faringe se 
extiende hasta el tercio anterior del cuerpo 
y es de características rhabditiforme, esto es 
con un esófago muscular dividido en tres 
partes: el procorpus (forma cilíndrica), el ist-
mo (angosto) y el bulbo. Posee una cavidad 
bucal muy pequeña y un primordio genitalgrande (4 μm) (figura 18-1), características 
que permiten diferenciarla de la larva rha-
bditiforme de uncinaria, la cual tiene boca 
grande y no se le observa el primordio geni-
tal (figuras 17-10 y 17-11).
Figura 18-1. Larva rhabditiforme de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 400X.
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Tinción con lugol
Todas las estructuras antes mencionadas se ha-
cen más visibles al teñir la larva con lugol, pero 
pierde su movimiento (figura 18-2).
lArVA filAriforMe
Solución salina 
Es el estadio infectante del parásito y en solu-
ción salina presenta un movimiento muy rápido 
y direccionado, mide 400 a 700 μm de longitud 
por 12 a 20 μm de ancho. Su extremo anterior 
tiene una boca demasiado pequeña y cerrada 
que no le permite alimentarse, seguida por un 
esófago tubular que se extiende hasta el 40% 
de la longitud del cuerpo del parásito (figura 
18-3). El extremo posterior termina en mues-
ca (figura 18-4), característica morfológica que 
permite diferenciarla de la larva filariforme de 
uncinaria, cuyo extremo posterior termina en 
punta (figura 17-12).
Tinción con lugol
En tinciones con lugol la larva filariforme pier-
de la movilidad, se observan las estructuras des-
critas anteriormente y resalta la muesca caracte-
rística del parásito (figura 18-5).
heMBrA pArásitA
Es transparente y delgada como un hilo, por 
lo que ha sido denominado “gusano de hilo.” 
Mide entre 2,0 y 2,8 mm de longitud por 37 μm 
de ancho, la porción anterior es aguzada y allí se 
encuentra la boca hexagonal que contiene seis 
papilas, ésta se continua con la faringe forma-
da por dos glándulas faríngeas y una glándula 
dorsal, seguido por el esófago de característica 
rhabditiforme, o sea dividido en una parte ante-
rior muscular (25%) y una posterior glandular 
(75%), separadas por una constricción llamada 
istmo. El esófago recorre hasta la cuarta parte 
del cuerpo del parásito y se continúa con el in-
testino, para terminar en el recto, que se abre al 
exterior a través del ano, localizado sobre la lí-
nea media ventral cerca de la cola (figura 18-6).
Lo más prominente es el sistema reproduc-
tor en el cual se puede apreciar los huevos en 
el útero extendidos en una sola fila, estos ocu-
pan la mayor parte del cuerpo del gusano y sa-
len a través de la vulva, localizada en el tercio 
posterior del cuerpo en la línea ventral medía 
(figura 18-7).
heMBrA de VidA liBre
Más pequeña que la hembra parásita (1,0 a 1,5 
mm por 85 μm) pero con características morfo-
lógicas similares, es transparente y aguzada en 
ambos extremos. Tiene esófago de caracterís-
ticas rhabditiforme (figura 18-9) que ocupa el 
tercio anterior del cuerpo, el cual se continúa 
con el intestino y termina en el orificio anal. Lla-
ma la atención la gran cantidad de huevos en 
el útero, que salen por la vulva, situada en la 
parte ventral entre los tercios posterior y medio 
(figura 18-8).
MAcho de VidA liBre
Es más pequeño que la hembra de vida libre, 
mide de 1,0 a 1,2 mm de longitud por 55 μm 
de ancho (figura 18-10). Tiene las mismas ca-
racterísticas morfológicas que la hembra, pero 
su extremo posterior termina enroscado (figura 
18-11). Posee sistema reproductor masculino 
completo y alrededor de la cloaca se encuen-
tran las espículas que le sirven para la copula.
hueVo
Los huevos de la hembra parásita y de vida li-
bre son morfológicamente indistinguibles y son 
semejantes a los huevos de uncinaria. El huevo 
puede salir de manera individual o en fila pega-
dos por una mucosidad.
Solución salina 
En solución salina se observa como una estruc-
tura de color grisáceo, forma elipsoidal, de 70 
por 40 μm, rodeado por una membrana delga-
da que algunas veces es indefinida debido al 
moco adherido a ella. Puede presentar en su 
interior un blastómero transparente e irregular 
o la larva de primer estadio (figuras 18-12, 18-
13 y 18-14).
Tinción con lugol
Con lugol se tiñen de amarillo pálido y conser-
van las mismas características descritas anterior-
mente (figuras 18-15, 18-16 y 18-17).
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Figura 18-2. Larva rhabditiforme de Strongyloides stercoralis. Lugol, 400X.
Figura 18-3. Larva filariforme de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 100X.
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Figura 18-4. Larva filariforme de Strongyloides stercoralis, extremo posterior, 400X.
Figura 18-5. Larva filariforme de Strongyloides stercoralis. Lugol, 100X.
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Figura 18-6. Hembra parasita adulta de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 100X.
Figura 18-7. Hembra parasita adulta de Strongyloides stercoralis, detalle vulva. Solución salina, 400X.
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Figura 18-9. Hembra de vida libre de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 100X.
Figura 18-8. Hembra de vida libre, extremo anterior. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Figura 18-10. Macho de vida libre de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 100X.
Figura 18-11. Macho de vida libre, extremo posterior. Solución salina, 400X.
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Figura 18-12. Huevo de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 400X.
Figura 18-13. Huevo embrionado de Strongyloides stercoralis. Solución salina, 400X.
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Figura 18-14. Huevos en cadena de Strongyloides stercoralis. solución salina, 400X.
Figura 18-15. Huevo de Strongyloides stercoralis. lugol, 400X.
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Figura 18-16. Huevo embrionado de Strongyloides stercoralis. lugol, 400X.
Figura 18-17. Huevos en cadena de Strongyloides stercoralis. lugol, 400X.
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Enterobius vermicularis (oxiuros)19
Adulto
Gusano más o menos fusiforme, pequeño, blan-
quecino y con envoltura externa muy transpa-
rente (figuras 19-1 y 19-2). El extremo oral no 
tiene cápsula bucal verdadera, pero está provis-
ta de tres labios y un ensanchamiento bilateral 
de la cutícula a manera de aletas cefálicas (figu-
ras 19-3, 19-4 y 19-5). A través de su envoltura 
transparente se puede observar el esófago con 
un bulbo prominente que se continúa con el in-
testino, el cual termina cerca de la cloaca. Tanto 
el macho como la hembra tienen un aparato ge-
nital muy desarrollado.
La hembra mide alrededor de 1 cm de lon-
gitud por 0,3 a 0,5 mm de ancho, con un ex-
tremo posterior marcadamente afilado y trans-
parente por lo que recibe el nombre popular 
de “gusano en alfiler”. En estado de gravidez el 
útero está muy distendido y el cuerpo se llena 
de huevos (figura 19-5).
Figura 19-1. Adulto hembra de Enterobius vermicularis en fresco.
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Figura 19-2. Adultos de Enterobius vermicularis en fresco. 
Figura 19-3. Adulto de Enterobius vermicularis, extremo anterior, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Figura 19-4. Adulto de Enterobius vermicularis, extremo anterior, 400X.
Figura 19-5. Adulto de Enterobius vermicularis, extremo anterior. Aceto-Carmin de Semichon, 400X.
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Atlas de Parasitología
Figura 19-6. Huevo de Enterobius vermicularis. Test de Graham, 400X.
Figura 19-7. Huevo en materia fecal de Enterobius vermicularis. Solución salina, 400X.
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Figura 19-8. Huevo embrionado en materia fecal de Enterobius vermicularis. Solución salina, 400X.
Figura 19-9. Huevo en materia fecal de Enterobius vermicularis. Lugol, 400X.
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Atlas de Parasitología
El macho raramente se encuentra, pues muere 
después de la copula. Mide de 2 a 5 mm de lon-
gitud por 0,1 a 0,2 mm de ancho. El extremo 
posterior termina en curva hacia la parte ventral 
del parásito, con una sola espícula copulatriz.
hueVo
El diagnóstico de los huevos se hace frecuen-
temente con la técnica de Graham o de la cin-
ta engomada, por esta técnica se observa una 
estructura translucida, alargada, con una cara 
plana y otra convexa que le da la forma de la 
letra D si se observa en la posición que mues-
tra el lado plano, de lo contrario se ve ovalada 
(figura 19-6). El huevo mide 50 a 60 μm de lon-
gitud por 30 μm de ancho, está recubierto por 
dos membranas, una externa albuminoidea, 
transparente, relativamente gruesa y una inter-
Figura 19-10. Huevo embrionado en materia fecal de Enterobius vermicularis. Lugol, 400X.
na, formada de dos capas de quitina y una capa 
embrionaria interna lipoide. En el interior del 
huevo se puede observar o no la larva.
Los huevos no son depositados comúnmen-
te dentro del intestino, sin embargo, en raras 
ocasiones pueden encontrarse en la materia 
fecal y ser diagnosticados por medio del co-
prológico.
Solución salina 
El huevo observado con solución salina tiene 
las mismas características morfológicas descri-
tas anteriormente y en su interior se observa el 
blastómero o la larva (figuras 19-7 y 19-8).
Tinción con lugol
Toma la coloración del yodo, se torna de un 
color amarillo y conserva iguales características 
morfológicas descritas anteriormente (figuras 
19-9 y 19-10).
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Taenia solium o saginata20
e puede llegar al diagnóstico de espe-
cie, ya sea mediante la observación de 
los proglótides grávidos en fresco o te-
ñidos con colorantes especiales, o por 
la identificación del escolex.
proglótide
Los proglótides grávidos son rectangulares, los 
de Taenia saginata miden de 1,5 a 2,2 cm de 
largo por 1 cm de ancho y tiene una fuerte mus-
culatura, mientras que los de Taenia solium 
miden 0,7 a 2,2 cm de largo y con menos mus-
culatura (figura 20-1). Los proglótides grávidos 
contienen tanto el sistema reproductor mascu-
lino como femenino completos, por lo tanto, 
se puede llegar al diagnóstico de especie, me-
diante el conteo de las ramificaciones uterinas, 
lo cual puede hacerse poniendo el proglótide 
entre dos portaobjetos y observarlo contra luz, 
si tiene menos de 12 ramificaciones uterinas es 
Taenia solium y más de 12 Taenia saginata. La 
observación puede mejorase agregándole un 
Figura 20-1. Proglotides de Taenia en fresco.
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Atlas de Parasitología
Figura 20-2. Proglotide de Taenia solium. Aceto-Carmin de Semichon.
Figura 20-3. Proglotide de Taenia saginata. Aceto-Carmin de Semichon.
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Figura 20-4. Escolex de Taenia solium. Aceto-Carmin de Semichon, 400X.
Figura 20-5. Huevo de Taenia. Solución salina, 400X.
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Figura 20-6. Huevo de Taenia. Lugol, 400X.
Figura 20-7. Cisticercos obtenidos de carne.
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Atlas de Parasitología
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poco de ácido acético, con el fin de aclararlo, 
o coloreándolo con Áceto Carmín de Semichón 
(figuras 20-2 y 20-3).
escolex
Debido a su pequeño tamaño es difícil encon-
trar el escolex en la materia fecal, pero su ha-
llazgo, además de servir para hacer diagnóstico 
de especie, es prueba fehaciente de la curación 
del paciente.
El escolex generalmente es cuadrangular de 
1 mm de diámetro, con cuatro ventosas mus-
culosas y en forma de copa. Taenia solium po-
see un rostelo más o menos redondeado, hiali-
no y armado con una doble corona de ganchos 
grandes y pequeños en número de 22 a 32 (fi-
gura 20-4) y Taenia saginata tiene un rostelo 
sin ganchos (Taenia desarmada).
hueVo
El huevo de Taenia solium y de Taenia sa-
ginata observados al microscopio óptico en 
Figura 20-8. Carne de cerdo con cisticercos de Taenia solium.
muestras de materia fecal, son morfológica-
mente indistinguibles, por lo tanto, no ha-
cen diagnóstico de especie y deben ser in-
formados como huevos de Taenia solium o 
saginata.
Solución salina
El huevo es redondo o ligeramente ovalado, 
de color café intenso y de 30 a 40 μm de diá-
metro. Está cubierto por una membrana grue-
sa y radiada, que le da la apariencia de llanta. 
Internamente el huevo está provisto de una 
delgada membrana hialina de origen embrio-
nario, seguido por una oncosfera o embrión 
hexacanto con tres pares de ganchos. El núme-
ro de ganchos que se observa depende de la 
posición del huevo (figura 20-5).
Tinción con lugol
Presenta las mismas características descritas 
anteriormente, se observa de un color café 
muy intenso que dificulta la visualización de 
sus estructuras (figura 20-6), por lo que la 
identificación del huevo es mucho más clara 
en solución salina.
cisticerco
Los cisticercos (figura 20-7), son el estadio infec-
tante para el hospedero definitivo de la Taenia. 
El cisticerco de Taenia solium (figura 20-8), es 
ovalado, posee un escolex invaginado con gan-
chos y ventosas, mientras que el de Taenia sa-
ginata no tiene ganchos en su escolex. Ambos 
cisticercos pueden vivir por varios años en los 
tejidos del hospedero intermediario.
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Atlas de Parasitología
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Hymenolepis sp.21
hyMeNolepis NANA
Huevo 
Solución salina. Una vez los proglótides grávi-
dos se desintegran en el intestino, liberan en la 
materia fecal, huevos que se observan hialinos 
en solución salina porque no toman la bilis, son 
esféricos u ovalados, de 30 a 50 μm de diámetro, 
rodeados por dos membranas, una externa del-
gada y bien definida, muy separada de la segun-
da membrana interna. En el interior del huevo 
se encuentra el embrión hexacanto u oncosfera, 
que está cubierta por una gruesa envoltura con 
dos engrosamientos polares, de los cuales salen 
cuatro filamentos y dentro de la oncosfera tres 
pares de ganchos, dispuestos de forma paralela, 
que no siempre son visibles en su totalidad, por-
que dependiendo de la posición del huevo se 
puede ver uno, dos y en algunas ocasiones hasta 
los seis ganchos (figura 21-1).
Figura 21-1. Huevo de Hymenolepis nana. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
Figura 21-2. Huevo de Hymenolepis nana. Lugol, 400X.
Figura 21-3. Huevo de Hymenolepis diminuta. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Tinción con lugol. El huevo se ve de color 
amarillo pálido u oscuro y conserva las carac-
terísticas descritas anteriormente (figura 21-2).
hyMeNolepis diMiNutA
Huevo
Solución salina. Es un huevo grande de 60 a 
79 μm de longitud por 72 a 86 μm de ancho, 
casi esféricos y de un color café intenso, debi-
do a la bilis que toma, está cubierto por dos 
Figura 21-4. Huevo de Hymenolepis diminuta, lugol, 400X.
membranas muy pegadas y entre la membrana 
interna y la oncosfera se encuentra una matriz 
gelatinosa. La oncosfera central o excéntrica 
está cubierta por una membrana, que tiene dos 
engrosamientos sin filamentos polares y en la 
parte central de la oncosfera presenta seis gan-
chos lanceolados dispuestos en forma de aba-
nico los cuales no siempre son todos visibles 
(figura 21-3).
Tinción con lugol. El huevo se ve de color café 
intenso u oscuro y conserva las características 
descritas anteriormente (figura 21-4).P
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22 Paragonimus sp.
hueVo
Existen varias especies que parasitan al hombre, 
siendo el Paragonimus westermani, la especie 
más conocida; el hábitat natural en el hombre 
es el pulmón, sin embargo, los huevos pasan al 
sistema digestivo y salen en la materia fecal.
Solución salina
El huevo es ovoide, pero con uno de sus extre-
mos más ancho. En el polo más delgado se en-
cuentra una tapa u opérculo ligeramente apla-
nado. Mide de 80 a 160 μm de largo por 50 a 
60 μm de ancho; es de color café, la membrana 
que lo recubre es delgada y presenta depresio-
nes y elevaciones dándole aspecto ondulado (fi-
gura 22-1). En su interior se observa una masa 
de gránulos debido a que sale sin madurar y 
aún no ha formado el embrión.
Tinción con lugol
Tiene las mismas características descritas para 
solución salina, pero con lugol se tiñe tan in-
tensamente que es difícil hacer el diagnóstico, 
(figura 22-2).
Figura 22-1. Huevo de Paragonimus spp. Solución salina, 400X.
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Figura 22-2. Huevo de Paragonimus spp. Lugol, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Fasciola hepática23
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arásito cuyo hospedero definitivo es el 
ganado vacuno; sin embargo, en algu-
nas ocasiones, el parásito adulto puede 
habitar el hígado del humano donde 
pone sus huevos que salen por los conductos 
biliares y se excretan con la materia fecal.
hueVo
Solución salina
Es grande de forma elíptica, operculado y de 
color pardo amarillento, mide de 130 a 140 μm 
de largo por 63 a 90 μm de ancho y está cu-
bierto por una membrana gruesa y definida. En 
su interior se observa una masa granulosa y el 
embrión no se observa porque a la materia fecal 
llega el huevo sin madurar (figuras 23-1 y 23-2).
Tinción con lugol
Tiene las mismas características descritas para 
solución salina, pero con lugol se tiñe tan in-
tensamente que es difícil hacer el diagnóstico.
Adulto
Gusano plano en forma de hoja lanceolada, 
con un cono cefálico bien diferenciado y un 
extremo posterior redondeado. Es un parásito 
Figura 23-1. Huevo de Fasciola hepatica. Solución salina, 400X.
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Figura 23-2. Huevos de Fasciola hepatica. Solución salina, 400X.
Figura 23-3. Adulto de Fasciola hepatica en fresco.
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Atlas de Parasitología
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Figura 23-4. Adulto de Fasciola hepatica. Aceto-Carmin de Semichon.
carnoso de 30 mm de longitud por 13 mm de 
ancho, que en fresco es de color blanquecino 
o grisáceo (figura 23-3). En el extremo anterior 
hay una proyección cónica visible y se aprecia la 
ventosa bucal y la ventosa ventral. Posee una fa-
ringe bien desarrollada, esófago corto, sistema 
digestivo compuesto por dos tubos cerrados 
y sistema reproductor masculino y femenino 
completo. 
Coloreando el parásito con Áceto-Carmín de 
Semichón, todas las estructuras descritas ante-
riormente se hacen muy visibles (figura 23-4).
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Atlas de Parasitología
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E
Schistosoma sp.24
xisten tres especies importantes como 
agentes de enfermedad para el hombre: 
Schistosoma haematobium cuyo hábi-
tat son las vénulas vesicales, el Schisto-
soma mansoni y Schistosoma japonicum que 
habitan las vénulas mesentéricas y los plejos he-
morroidales, por lo tanto, los huevos caen a la 
luz del colon y salen en la materia fecal de los 
hospederos humanos infectados. 
La infección por S. japonicum está confina-
da a áreas de extremo oriente mientras que el 
S. mansoni tiene una amplia distribución geo-
gráfica y ha sido reportado en países de África, 
Europa y América del norte, central y del sur. 
En Colombia no ha sido informado hasta la fe-
cha, sin embargo, existe en los países vecinos 
y tenemos los hospederos intermediarios, para 
que éste desarrolle el ciclo biológico, por lo que 
es importante conocer las características morfo-
lógicas del huevo de S. mansoni por la posibi-
lidad de encontrarlo en las materias fecales de 
inmigrantes o de pacientes colombianos.
hueVo
Solución salina
El huevo de Schistosoma mansoni es una es-
tructura grande y ovalada, de 114 a 175 μm 
de longitud por 45 a 68 μm de ancho, está 
cubierto por una membrana de color marrón 
amarillento y como característica presenta una 
espina lateral. Los huevos salen maduros en la 
materia fecal del hospedero infectado (figuras 
24-1, 24-2 y 24-3).
Tinción con lugol
Conserva las mismas características descrita para 
el huevo en solución salina, pero se ve amarillo 
porque toma la coloración de yodo del lugol.
Figura 24-1. Huevo de Schistosoma mansoni. Solución salina, 400X.
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Atlas de Parasitología
Figura 24-2. Huevo de Schistosoma mansoni. Solución salina, 400X.
Figura 24-3. Huevo de Schistosoma mansoni. Solución salina, 400X.
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UNidAd iii
Protozoos tisulares 
25. Diagnóstico de los parásitos tisulares .............................131
26. Plasmodium falciparum .................................................135
27. Plasmodium vivax ..........................................................139
28. Toxoplasma gondii ..........................................................151
29. Leishmania sp. ................................................................155
30. Trypanosoma cruzi .........................................................159
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Diagnóstico de los 
parásitos tisulares
MAlAriA
El diagnóstico de malaria se hace en el labo-
ratorio, por la identificación de la especie de 
Plasmodium presente en la sangre, mediante 
examen microscópico de gota gruesa, que es 
el procedimiento más eficiente y con el exten-
dido de sangre periférica, que complementa 
el estudio de la morfología de los parásitos y 
de los eritrocitos. Es indispensable hacer el re-
cuento parasitario, el cual es necesario para la 
evaluación clínica. La muestra se obtiene por 
punción principalmente del dedo anular, pero 
también puede utilizarse el lóbulo de la oreja 
y en niños pequeños el dedo gordo del pie o 
el talón.
La búsqueda del parásito circulante se pue-
de realizar en cualquier momento de la enfer-
medad, aunque algunos recomiendan el pe-
riodo afebril cuando está ocurriendo el ciclo 
eritrocítico, ya que en esta etapa es más fácil 
encontrar los parásitos en los glóbulos rojos. 
En las infecciones por P. falciparum, es posible 
que transcurran algunas horas sin que se vean 
formas jóvenes en la circulación periférica, por-
que la esquizogonia se completa en los vasos 
capilares de órganos profundos, por lo tanto, 
el momento ideal para la toma de la muestra 
es después del paroxismo. En las infecciones 
por P. vivax y P. malariae, el desarrollo de las 
formas parasitarias asexuadas es continuo en la 
sangre periférica, después de haberse liberado 
los merozoítos del esquizonte maduro. 
Las formas parasitarias que se pueden obser-
var son trofozoitos jóvenes, trofozoitos madu-
ros, trofozoitos ameboides, gametocitos, y es-
quizontes. La observación de únicamente trofo-
zoitos pequeños (anillos) orientan la infección 
a P. falciparum, mientras que la presencia de 
formas maduras y esquizontes orientan hacia el 
diagnostico de otras especies.
Gota Gruesa
Permite hacer un diagnóstico rápido y eficaz 
de malaria ya que debido a la cantidad de san-
gre que se utiliza se pueden observar mayor 
cantidad de parásitos que en el extendido. Una 
gota gruesa no debe tener un grosor excesivo, 
los portaobjetos que se utilizan deben estar 
nuevos, limpios y desengrasados. 
El procedimiento para hacer una gota grue-
sa es el siguiente: directamente del dedo poner 
una gota de sangre (0,05 mL)en el extremo del 
portaobjeto, y de la misma forma poner una se-
gunda gota a 1,5 cm de la primera. Con el extre-
mo de otro portaobjetos limpio y seco extender 
la sangre en forma de zig zag desde el centro 
de la gota hacia arriba, luego pasa hacia abajo 
y nuevamente al centro sin levantar y de forma 
rápida. Dejar secar a temperatura ambiente y 
colorear con Field. Para la mejor visualización 
de los parásitos es necesario lisar los glóbulos 
rojos. En aumento de 1000X buscar las formas 
parasitarias.
Extendido de sangre periférica
En parasitemias bajas este examen puede estar 
negativo mientras la gota gruesa estar positiva. 
Este método facilita la observación del detalle 
morfológico de los parásitos. El procedimien-
to para un buen extendido es el siguiente: 
poner una pequeña gota de sangre (0,05 mL) 
a 1cm de un extremo del portaobjetos. Si se 
emplean portaobjetos de extremo esmerila-
do, la sangre se pone cerca de este. Dejar el 
portaobjetos sobre una superficie plana con 
la gota de sangre al lado derecho. Invertir la 
orientación si es zurdo. Utilizar un segundo 
portaobjetos para empujar la gota de sangre, 
ponerlo delante de la gota en ángulo de 45°, 
deslizar el portaobjetos de empuje hacia atrás, 
hacia la gota de sangre. Permitir que la gota se 
extienda únicamente hasta tres cuartas partes 
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del bisel del portaobjetos de empuje. Deslizar 
de forma rápida, suave y continua el portaobje-
tos hacia adelante (lejos de la gota). Dejar secar 
a temperatura ambiente y colorear con Wright.
toxoplAsMosis
Hasta la aparición de las técnicas de biología 
molecular, el diagnóstico etiológico de la toxo-
plasmosis se ha basado, casi exclusivamente, 
en la detección de anticuerpos específicos en 
suero, reservándose las técnicas de inocula-
ción en ratón y el cultivo celular para las infec-
ciones graves en pacientes inmunodeficientes 
con toxoplasmosis cerebral y en infección ver-
tical, por la infección aguda en la mujer ges-
tante. La demostración directa de las formas 
parasitarias de T. gondii, es posible al obte-
ner diferentes tipos de muestras del paciente, 
según la expresión clínica de la enfermedad, 
pero raramente se observan en sangre perifé-
rica, dado su corto tiempo en sangre, aún du-
rante la fase aguda y por su tropismo a otros 
tejidos.
Para la observación de los parásitos es ne-
cesario hacer coloraciones derivadas de Ro-
manosky (Giemsa o Wright), que permiten 
evidenciar las características morfológicas del 
taquizoíto y de células parasitadas (seudo-
quistes) en diferentes tipos de muestras del 
paciente, como el sedimento del líquido ce-
falorraquideo, líquido amniótico, frotis o ma-
cerado del tejido afectado; así mismo, dichas 
muestras podrían ser utilizadas para aislar el 
parasito en animales de laboratorio o en culti-
vos celulares.
leishMANiosis
El diagnóstico definitivo de las diferentes formas 
clínicas de leishmaniosis requiere la demostra-
ción del parásito por alguna prueba de labora-
torio. Ninguno de los métodos de diagnóstico 
parasitológico logra diagnosticar el 100% de 
los casos, por lo tanto, para incrementar la pro-
babilidad del diagnóstico se hace necesario la 
combinación de varias técnicas, sobre todo en 
aquellos casos crónicos de leishmaniosis cutá-
nea y mucosa, donde muchas veces el diagnós-
tico es complicado debido a la poca cantidad de 
parásitos en las lesiones.
Diagnóstico parasitológico
Varios procesos de laboratorio y varios tipos 
de muestra son usados para el diagnóstico pa-
rasitológico de leishmaniosis, estos incluyen: 
la observación de amastigotes en tejido cutá-
neo o mucoso para la leishmaniosis cutánea y 
mucosa ó en aspirado de médula ósea o bazo 
para leishmaniosis visceral; el cultivo de teji-
dos o de concentrados de células blancas para 
la observación de promastigotes: y el uso de 
herramientas moleculares para la detección 
del parásito.
Diagnóstico de la leishmaniosis cutánea. En 
la leishmaniosis cutánea para la identificación 
de los parásitos en tejido podemos utilizar el 
frotis para examen directo o el aspirado para 
cultivo. El frotis es un procedimiento muy fá-
cil, económico y rápido de realizar. Este méto-
do presenta una muy variada sensibilidad, pero 
cuando se tiene buena experiencia en la técnica 
de toma, procesamiento y lectura de la mues-
tra, se logra alcanzar una sensibilidad mayor del 
90%. El examen consiste en obtener tejido, ya 
sea del borde activo de la lesión o del centro de 
la úlcera, extenderlo en láminas portaobjetos y 
colorearlo con el colorante de Giemsa. El culti-
vo de los parásitos contribuye al diagnóstico de 
la enfermedad y en la identificación de la espe-
cie que está causando la patología. El porcentaje 
de positividad varía dependiendo del tiempo de 
evolución de las lesiones y de la especie de Leis-
hmania. Para el cultivo de Leishmania se han 
utilizado medios axénicos monofásicos o bifá-
sicos, sin embargo, el medio más idóneo es el 
conocido como NNN (del inglés, Novy-Nicolle-
McNeal). La técnica consiste en aspirar material 
del borde de la lesión con ayuda de una aguja 
fina y una jeringa de tuberculina que contiene 
solución tamponada de fosfatos y antibióticos. 
El material obtenido al aspirar se coloca en el 
medio de cultivo y se lleva a incubar a 26°C y se 
observa cada semana al microscopio invertido 
en busca de las formas promastigotes.
Diagnóstico de leishmaniosis mucosa. A 
todo caso sospechoso de leishmaniosis muco-
sa se le debe realizar biopsia de mucosa na-
sal, la cual debe ser practicada por personal 
entrenado o por otorrinolaringólogos con 
experiencia en éste procedimiento. Con este 
material se puede realizar un examen directo, 
cultivo o ambos. La escasa cantidad de parási-
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Atlas de Parasitología
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tos en las lesiones mucosas hace a veces impo-
sible la demostración parasitológica de la en-
fermedad, por lo tanto, el diagnóstico de caso 
de leishmaniosis mucosa puede hacerse si el 
paciente presenta un cuadro clínico compati-
ble, una cicatriz característica secuela de una 
lesión cutánea, una prueba de Montenegro 
positiva y un título de anticuerpos anti Leish-
mania mayor o igual a 1:32.
Diagnóstico de leishmaniosis visceral. Los 
signos y síntomas (síndrome febril prolonga-
do, hepatoesplenomegalia, anemia y poliade-
nopatías) observados en la leishmaniosis visce-
ral no son lo suficientemente específicos como 
para diferenciarla entre otros de infecciones 
generalizadas o malaria, por lo tanto, la de-
mostración del parásito en aspirado de médu-
la ósea o bazo es requisito indispensable para 
instaurar el tratamiento. El aspirado de bazo 
lo debe realizar únicamente personal entrena-
do, bajo condiciones de rigurosa asepsia. Con 
los aspirados se obtiene el material para hacer 
examen directo o cultivo.
tripANosoMiAsis
El diagnóstico de la enfermedad de Chagas 
debe elaborarse con base en el estudio clini-
coepidemiológico y los datos aportados por 
el laboratorio, dado que los síntomas y signos 
son inespecíficos. En lo referente al laborato-
rio, los exámenes a realizar dependerán de la 
etapa clínica, al inicio de la infección los estu-
dios van a centrarse en la búsqueda del agente, 
puesto que en ésta etapa se encuentran parasi-
temias importantes, mientras que en las etapas 
latente y crónica el diagnóstico se realiza fun-
damentalmente por los métodos serológicos 
debido a que la parasitemia va disminuyendo 
hasta hacerse mínima.
Etapa aguda
Los estudios estarán centrados en la búsqueda 
de T. cruzi en sangre. La sensibilidad de los mis-
mos es variable, por lo que se aconseja mante-
ner la siguiente rutina diagnóstica de acuerdo a 
protocolos establecidos:
Métodos directos. Búsqueda de tripomasti-gotes metaciclicos de T. cruzi en sangre peri-
férica. Son métodos 100% específico, pero de 
muy baja sensibilidad, ya que la observación 
de los mismos depende del tamaño de la gota 
y la cantidad de parásitos circulantes. La mues-
tra se obtiene por punción principalmente del 
dedo anular, pero también puede utilizarse el 
lóbulo de la oreja y en niños pequeños el dedo 
gordo del pie o el talón. Sujetar firmemente el 
dedo sin tocar el área limpia y con la punta de 
la lanceta punzar el costado del dedo, limpiar 
la primera gota de sangre con un algodón seco 
y presionar suavemente el dedo para que apa-
rezca otra gota de sangre.
Sangre fresca entre lámina y laminilla. To-
mar una gota de sangre, ponerla entre lámina 
y laminilla y observar al microscopio en au-
mento de 400X. La movilidad de los tripomas-
tigotes facilita su observación.
Gota gruesa. Directamente del dedo poner una 
gota de sangre (0,05 mL) en el extremo del por-
taobjeto, que debe estar nuevo y desengrasado, 
y seguir las mismas instrucciones dadas para el 
examen de gota gruesa para el diagnóstico de 
malaria. Dejar secar a temperatura ambiente y 
colorear. En aumento de 400X buscar los tripo-
mastigotes metaciclicos de forma alargada, en 
C o S, con núcleo, kinetoplasto, flagelo y mem-
brana ondulante.
Extendido de sangre periférica. Poner una 
pequeña gota de sangre (0,05 mL) a 1 cm de un 
extremo de la lámina portaobjeto. Si se emplean 
portaobjetos de extremo esmerilado, la sangre 
se pone cerca de éste. Se siguen las instruccio-
nes dadas para hacer el extendido de sangre pe-
riférica para el diagnóstico de la malaria. Dejar 
secar a temperatura ambiente y colorear con 
Giemsa o Wright. En aumento de 400X buscar 
los tripomastigotes metacíclicos con las mismas 
características descritas en la gota gruesa.
Método de Strout. Este método concentra los 
elementos parasitarios mediante centrifuga-
ción. La sensibilidad es del 95%. Tomar sangre 
venosa en tubo seco. Dejar retraer el coagulo 
y centrifugar a baja velocidad (200 g), tomar el 
sobrenadante y centrifugar este a 600 g. Ana-
lizar el sedimento entre lámina y laminilla y 
observar al microscopio en aumento de 400X. 
También se puede hacer extendido y colorear 
para buscar los tripomastigotes con la caracte-
rísticas ya descritas.
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Atlas de Parasitología
Microhematocrito. Este método es recomen-
dado en los recién nacidos, por la escasa canti-
dad de sangre utilizada. Su sensibilidad es del 
95%. Tomar sangre en un capilar, centrifugar-
la a 3000 g por 40 segundos. Al terminar la 
centrifugación se puede observar al microsco-
pio la interfase entre los glóbulos rojos y los 
blancos, o se puede cortar el tubo capilar en 
la zona donde está la capa de leucocitos. Esta 
capa se pone entre lámina y laminilla y se ob-
serva al microscopio en aumento de 400X en 
busca de tripomastigotes móviles. Igual que 
en el método de Strout, también se pueden 
hacer coloraciones.
Métodos indirectos. El xenodiagnóstico y el 
hemocultivo son los métodos parasitológicos 
indirectos clásicos, cuya sensibilidad depende 
del grado de parasitemia del paciente. Estos 
métodos son posibles de realizar en los labora-
torios especializados. En la etapa aguda el xe-
nodiagnóstico tiene una sensibilidad cercana 
a 100%.
Etapa latente y crónica
En estas etapas, las parasitemias son transito-
rias, por lo que la detección del parásito en 
sangre es totalmente aleatoria. El diagnóstico 
se basa en el hallazgo de anticuerpos circulan-
tes anti T. cruzi, los que pueden ser detecta-
dos desde las primeras semanas de infección. 
Se recomienda utilizar al mismo tiempo, por 
lo menos dos técnicas complementarias para 
identificar a un paciente como chagásico, sien-
do una de ellas, en lo posible, la inmunofluo-
rescencia indirecta (IFI) (pautas recomenda-
das por OMS), que tiene una sensibilidad del 
100% en estas etapas, y su especificidad es cer-
cana a 100%. Otra técnica recomendada es la 
Hemaglutinación indirecta (HAI) y el análisis 
de inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA, 
por su sigla en inglés).
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Plasmodium falciparum26
n sangre periférica solamente se observan 
anillos y cuando cursa una malaria grave 
se pueden encontrar esquizontes. Los ga-
metocitos se observan cuando el paciente 
ha sido tratado y está en fase de recuperación.
ANillos
Son estructuras pequeñas que ocupan una 
sexta parte del eritrocito. Están constituidos 
por citoplasma regular sin pigmento malárico 
y una sola cromatina. En algunas ocasiones se 
observan en forma de candelabro aparente-
mente con dos gránulos de cromatina, pero 
es un anillo que posee una única cromatina 
alargada de la que sólo se evidencia los extre-
mos, por tener en el centro diferente punto de 
refracción, lo que origina un puente cromatí-
nico que no es visible al microscopio de luz 
(figura 26-1).
Figura 26-1. Anillos de Plasmodium falciparum en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 26-2. Anillos y Esquizonte de Plasmodium falciparum en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 26-3. Gametocito de Plasmodium falciparum en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 26-4. Gametocito de Plasmodium falciparum en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 26-5. Gametocito y anillos de Plasmodium falciparum en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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esQuizoNte
Raras veces sale a sangre periférica. Es una 
estructura con citoplasma único, segmentado 
o independiente con dos o más gránulos de 
cromatina y presencia de pigmento malárico 
(figura 26-2).
Figura 26-6. Gametocito y anillos de Plasmodium falciparum en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
gAMetocito
Estructura con citoplasma generalmente elonga-
do que le da forma de semiluna o salchicha, y en 
algunas ocasiones de forma irregular, presenta 
un gránulo de cromatina laxa y pigmento malári-
co de aspecto grueso alargado, ubicado sobre o 
alrededor de la cromatina (figuras 26-3 a 26-6).
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Atlas de Parasitología
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Plasmodium vivax
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n sangre periférica podemos observar 
todos los estadios de Plasmodium.
Anillos
Semejante a los anillos de Plasmodium falcipa-
rum, pero en algunas ocasiones el citoplasma 
tiende a deformarse (figura 27-1).
Trofozoíto ameboide
Es una estructura grande de forma anillada con 
citoplasma un poco irregular, un solo gránulo 
de cromatina compacta o condensada y sin pig-
mento malárico (figuras 27-2 a 27-6).
Trofozoíto maduro
Forma grande que ocupa las dos terceras par-
tes del eritrocito, con citoplasma ameboide e 
irregular, presentan una cromatina compacta o 
condensada y presencia de pigmento malárico 
(figuras 27-7 a 27-11).
Esquizonte
Estructura grande, ameboide, con citoplasma 
único, segmentado o independiente, con dos 
o más gránulos de cromatina compacta y pre-
sencia de pigmento malárico (figuras 27-12 a 
27-16).
Gametocito
Forma grande esférica, con citoplasma irregular 
y presencia de granulaciones azul intenso, con 
una sola cromatina laxa y abundante pigmento 
malárico de aspecto fino o delgado, ubicado en 
el citoplasma (figuras 27-17 a 27-23).
Figura 27-1. Anillos de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-2. Anillos y trofozoítos ameboides de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 27-3. Trofozoíto ameboide de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-4. Trofozoíto ameboide de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
Figura27-5. Trofozoíto ameboide de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-6. Trofozoíto ameboide de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
Figura 27-7. Trofozoíto maduro de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-8. Trofozoíto maduro de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 27-9. Trofozoíto maduro de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-10. Trofozoíto maduro de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
Figura 27-11. Trofozoíto maduro de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-12. Esquizonte de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 27-13. Esquizonte de Plasmodium vivax y anillos en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-14. Esquizonte de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 27-15. Esquizonte de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-16. Esquizonte de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
Figura 27-17. Gametocitos de Plasmodium vivax y anillos en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-18. Gametocito de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
Figura 27-19. Gametocitos de Plasmodium vivax en gota gruesa. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-20. Gametocito de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
Figura 27-21. Gametocito de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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Figura 27-22. Gametocito de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
Figura 27-23. Gametocito de Plasmodium vivax en extendido delgado. Giemsa, 1000X.
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Toxoplasma gondii28
tAQuizoíto
Es la forma del parásito que se reproduce con 
mayor rapidez, mide alrededor de 6 μm de lar-
go por dos de ancho, es alargado y en forma 
de arco, con un extremo puntiagudo y el otro 
romo. Con las coloraciones de Romanowsky el 
citoplasma se colorea de azul y el núcleo ubica-
do en el centro de la célula se colorea de rojo 
(figuras 28-1 y 28-2).
Cuando se realiza la inmunofluorescencia 
indirecta para detectar anticuerpos anti-Toxo-
plasma, los taquizoitos se observan de color 
verde manzana cuando la prueba es positiva, 
(figura 28-3).
pseudoQuiste
Se llama pseudoquiste a la célula monocítica 
hospedera, que alberga en su interior taquizoí-
tos en división. En el pseudoquiste se eviden-
cia el núcleo de la célula hospedera, su cito-
plasma y una vacuola parasitófora donde se 
multiplican los taquizoítos de manera rápida 
(figuras 28-4 y 28-5).
Figura 28-1. Taquizoíto de Toxoplasma gondii. Giemsa, 1000X.
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Figura 28-2. Taquizoítos de Toxoplasma gondii. Giemsa, 1000X. 
Figura 28-3. Inmunofluorescencia indirecta (IFI) positiva, 400X.
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Atlas de Parasitología
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Figura 28-4. Pseudoquiste de Toxoplasma gondii. Giemsa, 1000X.
Figura 28-5. Pseudoquiste de Toxoplasma gondii. Giemsa, 1000X.
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Leishmania sp.29
AMAstigote
El amastigote se localiza y divide en el interior 
de los macrófagos del hospedero vertebrado; 
presenta una forma ovalada o redondeada y 
mide de 2 a 5 μm de diámetro mayor, posee 
núcleo, generalmente excéntrico, y adyacen-
te a éste se encuentra el kinetoplasto (figuras 
29-1 a 29-4).
proMAstigote
El promastigote se desarrolla extracelularmente 
en el intestino del hospedero invertebrado, es 
fusiforme y móvil gracias a la presencia del fla-
gelo que emerge de su cuerpo; tiene un núcleo 
que se sitúa en el centro del parásito y un kineto-
plasto en la parte anterior, mide de 15 a 20 μm 
de diámetro mayor. Es el estadio que se encuen-
tra en los medios de cultivo (figuras 29-5 y 29-6).
Figura 29-1. Amastigotes de Leishmania. Giemsa, 1000X. 
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Figura 29-2. Amastigotes de Leishmania. Giemsa, 1000X. 
Figura 29-3. Amastigotes de Leishmania. Giemsa, 1000X.
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Figura 29-4. Amastigotes de Leishmania. Giemsa, 1000X.
Figura 29-5. Promastigotes de Leishmania. Giemsa, 1000X.
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Figura 29-6. Promastigotes de Leishmania. Giemsa, 1000X.
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Trypanosoma cruzi30
trypoMAstigote
Aspecto fusiforme, mide de 20 a 25 μm de 
longitud, es curvado en forma de C o S, tie-
ne un citoplasma poco granuloso y un núcleo 
central vesiculoso. Posee un kinetoplasto sub-
terminal, posterior al núcleo (que es una mi-
tocondria modificada), del cual emerge una 
membrana ondulante que recorre al parásito, 
en cuyo borde libre lleva un flagelo (figuras 
30-1 a 30-3). Se lo encuentra en la sangre de 
mamíferos y en el intestino posterior de los 
triatomas. Si bien no se multiplica, constituye 
la forma infectiva circulante para los mamíferos 
y el vector.
epiMAstigote
También de aspecto fusiforme y de 20 a 25 μm 
de longitud. Presenta un kinetoplasto localiza-
do por delante y muy cerca del núcleo, con una 
corta membrana ondulante y un flagelo libre 
(figura 30-4). Es la forma no infectiva, replicati-
va por división binaria longitudinal dentro del 
intestino del triatoma y predominante en los 
medios de cultivo.
Figura 30-1. Trypomastigote. Giemsa, 1000X.
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Figura 30-2. Trypomastigote. Giemsa, 1000X.
Figura 30-3. Trypomastigote. Giemsa, 1000X.
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Figura 30-4. Epimastigote. Giemsa, 1000X.
163
lecturAs recoMeNdAdAs
Alarcón de Noya B, Torres J, Suárez JA, Nara-
njo L, Noya O, Ruiz R. Guía para el diag-
nóstico, manejo y tratamiento de enfermedad 
de Chagas en fase aguda a nivel de los estab-
lecimientos de salud. Avances Cardiol. 2008; 
28(4): 250-67.
Alvar J. Diagnóstico. En: Las Leishmaniasis: de la 
biología al control. Madrid: Junta de Castilla y 
León; 1997. p. 111-8.
APT BW, Heitmann GI, Jercic L, Jofré ML, Mu-
ñoz C, Noemí HI, San Martín AM, Sapunar 
PJ, Torres HM, Zulantay AI. Guías clínicas 
de la enfermedad de Chagas: Parte II. Enfer-
medad de Chagas en el adulto, la infancia y 
adolescencia. Rev chil infectol. 2008: 25(3): 
194-9.
Botero D, Restrepo M. Parasitosis Humanas, 4a 
edición. Medellín: Corporación para Inves-
tigaciones Biológicas; 2003.
Gómez N, Molina A, García M, Castillo J, Cas-
tillo J, García R, et al. Identificación de la 
Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar 
por la técnica de amiba en fresco vs su tinción 
con hematoxilina-eosina en la diarrea aguda. 
Revista Mexicana de Pediatría. 2005; 72(3): 
109-12.
González J, Izquierdo F, Merino J, Sánchez J. 
Parasitosis intestinales. Protocolo diagnósti-
co-terapéutico. Bol Pediatr. 1999; 39(168): 
106-11.
Guhl F. Tripanosomas. En: Restrepo A, Coordi-
nadora. Fundamentos básicos de medicina. 
Microbiología de las infecciones humanas. 
Medellín: Corporación para Investigaciones 
Biológicas; 2007. p. 352-67.
López B, Beltrán A. Parasitosis. Guías Clínicas. 
2005; 5(44): 1-7.
López M, Encinas A, Cano J. Parasitosis Intesti-
nales. Medicina General 2001; 31: 143-8.
Ministerio de Salud. Formas clínicas. En: Leish-
maniasis:Plan Nacional de Control. Bogotá 
D.C: Trazo Ltda.; 1994. p. 49-56.
Padilla-Rodríguez JC, Guhl-Nannetti F, Soto-
Mancipe J, et al. Leishmaniasis. En: Diag-
nóstico y terapéutica de las enfermedades 
transmitidas por vectores en Colombia. San-
tafé de Bogotá: Sociedad Colombiana de Par-
asitología y Medicina Tropical; 1999. p. 41-62.
Salvatella R, Eirale C. Examen coproparasitario. 
Metodología y empleo. Revisión técnico met-
odológica. Revista Médica Uruguay. 1996; 12: 
215-23.
Stensvold C, Nielsen H, Molbak K, Smith H. 
Pursuing the clinical significance of Blasto-
cystis - diagnostic limitations. Trends in Para-
sitology. 2008; 25(1): 23-9.
Tan K. New Insights on classification, identifica-
tion and clinical relevance of Blastocystis 
spp. Clinical Microbiology reviews. 2008; 
21(4): 639-65.
Vélez ID, Agudelo S. Diagnóstico. En: Leishmani-
osis: Manual de procedimientos para el diag-
nóstico de la leishmaniosis cutánea ameri-
cana. Medellín: Universidad de Antioquia; 
1996. p. 36.
Vélez ID, Robledo SM. Leishmaniasis. En: Restre-
po A, Coordinadora. Fundamentos básicos de 
medicina. Microbiología de las infecciones 
humanas. Medellín: Corporación para Inves-
tigaciones Biológicas; 2007. p. 368-83.
Weigle KA, De Davalos M, Heredia P, et al. Di-
agnosis of cutaneous and mucocutaneous 
leishmaniasis in Colombia: a comparisson of 
seven methods. Am J Trop Med Hyg. 1987; 
36: 489-96.
World Health Organization. Control Methods. 
In: Technical Report Series No. 793 Control 
of the leishmaniases. Geneva; 1990: p. 47-50.
165
A
alcohol polivinílico, 4
almidones, 9f, 10
Ancylostoma duodenale, 87
 boca de, 89f
Ancylostomatidae, 87
Apicomplexa, 3
aprestamiento, 4
artrópodos, 3
Ascaris lumbricoides, 71
 adulto, 71, 71f-73f
 huevo de, 73f-79f, 80, 80f
azul de metileno de Loeffler, 5
B
bacterias, 3
Balantidium coli, 41
 quiste de, 41, 41f, 42f
 trofozoíto del, 42f, 43f, 44
Blastocystis hominis, 37, 37f, 38f
 formas del, 37-39
blastoconidias, 5
blastosporos, 5
C
Campylobacter, 5
Candida spp., 7
Cestoda, 3
Chilomastix mesnili, 49
 quiste de, 49, 49f, 50f
 trofozoíto de, 50f, 51, 51f
Ciliophora, 3
cisticercos, 114f, 115f, 116
Clostridium difficile, 5
colitis ulcerativa, 5
íNdice ANAlítico
coloración
 Romanosky, de 130
Quick-Hot-Gram-Cromotropo, de, 67
Zielh Neelsen, de, 54
coloraciones especiales, 4
coprológico directo, 3
cristales de Charcot-Leyden, 5, 7, 8f
Cryptosporidium, 53
 ooquiste de, 53, 53f, 54f
Cyclospora cayetanensis, 55
 ooquiste de, 55, 55f-57f
D
Digenea, 3
E
Encephalitozoon
cuniculi, 65
hellem, 65
intestinalis, 65
Endolimax nana, 27
 quiste de, 27, 27f, 28f
 trofozoíto de, 29f, 30f, 31
enfermedad 
 Chagas, de, 133
Crohn, de, 5
Entamoeba
 coli, 19,
quiste de, 19, 19f-21f
trofozoíto de, 21
hartmanni, 23
 quiste de, 23, 23f, 24f
 trofozoíto de, 24f, 25, 25f
histolytica, 5, 11, 
 quiste de, 11, 11f-14f
 trofozoíto de, 12, 14f-17f
166
Enterocytozoon bieneusi, 65
Enterobius vermicularis, 105
 adulto, 105, 105f-107f
 huevo de, 108f, 109f, 110, 110f
eritrocitos, 5, 6f
Escherichia coli, 5
extendido de sangre periférica, 129, 133
F
Fasciola spp., 3
 hepatica, 123
 adulto, 123, 124f, 125f
 huevo de, 123, 123f, 124f
fibras musculares, 9f, 10
filarias, 3
formalina, 4
G
Giardia intestinalis, 45
 quiste de, 45, 45f, 46f
 trofozoíto de, 47f, 48, 48f
gota gruesa, 129, 133
grasas, 7, 8f
gusanos, 3
H
helmintos, 3
hematoxilina férrica, 17, 17f
Hymenolepis, 117
 diminuta, 119
 huevo de, 118f, 119, 119f
nana, 117
 huevo de, 117, 117f, 118f
hongos, 3
hospedero, 3
I
Iodamoeba butschlii, 33
 quiste de, 33, 33f, 34f
 trofozoíto de, 34f, 35, 35f
Isospora belli, 59
 quiste de, 59, 59f-63f
L
Leishmania, 132, 155
 amastigote de, 155, 155f-157f
 promastigote de, 155, 157f, 158f
leishmaniosis, 132
 cutánea, 132
 mucosa, 132
 visceral, 133
leucocitos, 5, 6f
levaduras, 5, 7f
lugol, 4, 5, 12, 16
M
malaria, 129
 diagnóstico de, 129
materia fecal,
 almidones en, 9f, 10
 cristales de Charcot-Leyden en, 5, 7, 8f
 eritrocitos en, 5, 6f
 fibras musculares en, 9f, 10
 fibras vegetales en, 10
 grasas en, 7, 8f
 leucocitos en, 5, 7f
 levaduras en, 5, 6f
muestra de, 4
 lectura de la, 5
procesamiento de la, 4
mertiolate-yodo-formol, 4
metazoos, 3
microhematocrito, 134
Microspora, 3
Microsporidios, 65
 esporas de, 65, 65f, 66f
MIF, v. mertiolate-yodo-formol
N
Necator americanus, 87
Nematoda, 3
nemátodo, 71, 81
NNN, v. Novy-Nicolle-McNeal
Novy-Nicolle-McNeal, 132
O
oxiuros, 105
167
P
Paragonimus spp., 3, 121
 huevo de, 121, 121f
parásitos, 3
 tisulares, 129
Phatyhelminthes, 3
Plasmodium, 129
 falciparum, 129, 135
 anillos de, 135, 135, 136f-138f
 esquizonte de, 136f, 138
 gametocito de, 136f, 137f, 138,
 138f
 malariae, 129
 vivax, 129, 139
 anillos de, 139, 139f, 140f
 esquizonte de, 139, 145f-147f
 gametocito de, 139, 147f-150f
 trofozoíto, 139, 140f-144f
preservantes, 4
protozoos, 3, 129
PVA, v. alcohol polivinílico
R
riketsias, 3
S
Saccharomyces spp., 7
Salmonella, 5
Sarcomastigophora, 3
Schistosoma, 3, 127
 haematobium, 127
 japonicum, 127
 mansoni, 127
 huevo de, 127, 127f, 128f
seudohifas, 5
Shaudin, fijador de, 4
Shigella, 5
sida, 7
strongiloidiosis, 95
Strongyloides stercoralis, 95
 hembra de vida libre de, 96, 100f
 hembra parásita de, 96, 99f
 huevo de, 96, 102f-104f
 larva filariforme de, 96, 97f, 98f
 larva rhabditiforme de, 95, 95f, 97f
 macho de vida libre de, 96, 101f
Strout método de, 133
T
Taenia, 111
 huevos de, 113f, 114f, 115
 saginata, 111
 proglótide de, 111, 112f
solium, 111
 escolex de, 113f, 115
 proglótide de, 111, 112f
Toxoplasma gondii, 130, 151
 pseudoquiste, 151, 152f, 153f
 trofozoíto de, 151, 151f, 152f
toxoplasmosis, 130
Trichuris trichiura, 81
 adulto, 81, 81f, 82f, 83f
 huevo de, 83f, 84f, 85, 85f
Tripanosoma cruzi, 133, 159
 trypomastigote de, 159, 159f, 160f
 epimastigote de, 159, 161f
tripanosomiasis, 133
U
Uncinarias, 87
 adulto, 87, 87f, 88f
 huevo, 90f, 91f, 93
 larva de, 92f, 93f
V
vegetales, 10
virus, 3
Vibrio parahaemolyticus, 5
Y
Yersinia enterocilitica, 5
169
orgANizAcióN pANAMericANA de lA sAlud
distriBuidores eN coloMBiA
OPS Argentina (54-11) 431 31578
OPS Bolivia (591-2) 241 2303/
 (591-2) 339 2177
OPS Colombia (54) 314 41 41
OPS Costa Rica (506) 258 5810/257 5930
OPS Chile (56-2) 264 9300
OPS Ecuador (593-2) 2460 330/2460 332 
OPS El Salvador (503) 298 3491
OPS Guatemala (011-502) 332 2032 
OPS Honduras (504) 221 6091
OPS Nicaragua (505) 289 4200
OPS México (5255) 509 908 60
OPS Panamá (507) 262 00 30 
OPS Paraguay (595-21) 450 495
OPS Perú (51-1) 421 30 30 
OPS República Dominicana (1-809) 562 15 19 
OPS Uruguay (598-2) 707 35 90
OPS Venezuela (58-211) 206 50 54
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•	Librería	Nacional	Ltda. (4) 232 39 00 
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 Tomo I. Salud Pública
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 Tomo III. Epidem. Básica y Ppios.
 de Invest.
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 Coloproctología
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 Inmunología de Rojas
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