Roteiro de Aulas Práticas - CQPF - 2022 - Prof Flavio Bianchi

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INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
 
 
 
 
CURSO DE FARMÁCIA 
 
 
ROTEIRO PARA AULAS PRÁTICAS 
 
 
Controle de Qualidade de Produtos 
Farmacêuticos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2022 
Instituto de Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Ensaios de identificação de 
matérias-primas 
PROCEDIMENTO 
01 
 
OBJETIVO: Utilizar métodos baseados em reações químicas para a identificação de 
excipiente e substância ativa em matérias-primas. 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1- IDENTIFICAÇÃO DE LACTOSE EM MATÉRIA-PRIMA 
 
 Juntar 5 mL de hidróxido de sódio SR (6,5%) a 5 mL de solução saturada quente 
de lactose e aquecer ligeiramente: o líquido torna-se amarelo e depois marrom-
avermelhado. Adicionar 3 gotas de sulfato cúprico SR (12,5%): produz-se um precipitado 
vermelho. 
 
OBS: Cuidado na condução do aquecimento, pois podem ocorrer projeções. 
 
 
2- IDENTIFICAÇÃO DE ÁCIDO ACETILSALICÍLICO (AAS) EM MATÉRIA-PRIMA 
 
MÉTODO A 
 
 Ferver 0,1 g de AAS com 5 mL de água destilada por 5 minutos em béquer 
tampado com vidro de relógio, resfriar e adicionar 2 gotas de cloreto férrico a 9%: uma 
cor violeta é produzida (devido à formação de ácido salicílico). 
 
MÉTODO B 
 
 Ferver 0,5 g de AAS com 10 mL de NaOH a 6,5% por 5 minutos, adicionar 10 mL 
de ácido sulfúrico diluído (a 10%): um odor de ácido acético é perceptível e um precipitado 
é produzido (ácido salicílico). Filtrar o precipitado, adicionar ao filtrado 3 mL de etanol e 
3 mL de ácido sulfúrico concentrado (com cuidado, em capela) e aquecer (chapa de 
aquecimento na capela): um odor de acetato de etila é perceptível. 
 
REFERÊNCIAS 
1. BRASIL. ANVISA. Farmacopeia Brasileira. Insumos Farmacêuticos e 
Especialidades. 6ª ed. Volume II. Brasília, 2019. 
 
2. GIL, E. S. Controle físico-químico de qualidade de medicamentos. 3 ed. São 
Paulo: Pharmabooks, 2010. 
 
Material necessário Quantidade (por grupo) 
Lactose (Solução saturada quente) Aproximadamente 1 g a cada 5 mL. 
Quantidade total a ser definida em função 
do número de grupos 
ácido acetilsalicílico 0,6 g 
hidróxido de sódio S.R. (6,5%) 1 frasco 
sulfato cúprico S.R. (12,5%) 1 frasco 
cloreto férrico S.R. (9,0%) 1 frasco 
ácido sulfúrico S.R. (10%) 1 frasco 
ácido sulfúrico p.a. 1 frasco p/turma (capela) 
etanol p.a. 3 mL 
Béquer de 100 mL 3 unidades 
Bico de Bunsen 1 unidade 
Tela de amianto 1 unidade 
Gás ** 
Pipeta graduada de 5 mL 4 unidades 
Pipeta graduada de 10 mL 2 unidades 
Vidro de relógio 1 unidade 
Funil de vidro 1 unidade 
Espátula 1 unidade 
Papel para pesagem 2 unidades 
Papel de filtro 1 unidade 
Pipeta graduada de 5 mL 1 unidade 
Pipeta graduada de 10 mL 1 unidade 
Pipeta Pasteur 3 unidades 
Pipetador 1 unidade 
Proveta de 25 mL 1 unidade 
Rótulos 7 unidades 
Suporte universal/argola 1 unidade 
 
Equipamentos Quantidade 
Balança analítica A ser definida por turma 
Manta elétrica A ser definida por turma 
Capela A ser definida por turma 
 
 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança 
 Os materiais resultantes da aula deverão ser descartados e/ ou coletados em 
recipientes identificados, para encaminhamento adequado pelos técnicos do laboratório 
de acordo com as normas vigentes. 
 
QUESTÕES 
1- Na análise da lactose, ocorre alguma alteração na solução após a adição do sulfato 
cúprico SR (12,5%)? 
2- Qual é o resultado (observação) do método A, empregado para a análise do AAS? 
3- Ainda em relação a análise do AAS, quais as reações envolvidas nos métodos A 
e B? 
 
 
 
Instituto de Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Identificação de cloretos em 
produto acabado 
PROCEDIMENTO 
02 
 
OBJETIVO: Utilizar o ensaio limite para cloretos a identificação de cloridrato de 
metformina em comprimidos. 
 
PROCEDIMENTO: 
Preparação da solução teste: 
 
a. Determinar o peso médio de 20 unidades de comprimidos de cloridrato de 
metformina. 
b. Triturar os 20 comprimidos em gral de porcelana até obtenção de pó fino e 
homogêneo. 
OBS: as etapas a e b podem ser feitas para utilização por mais de 1 grupo de 
alunos. 
c. Pesar quantidade do pó dos comprimidos equivalente a 50 mg de cloridrato de 
metformina e agitar com cerca de 5 mL de água destilada, em béquer. 
d. Filtrar e separar o filtrado em 2 tubos de ensaio (Tubo A e tubo B). 
 
 Ensaio: 
a. Acidificar os 2 tubos com 3 gotas de ácido nítrico SR (12%) . 
b. Adicionar 3 gotas de nitrato de prata SR (4%) em ambos os tubos (Haverá 
aparecimento de precipitado branco caseoso). 
c. Adicionar solução de amônia SR (10%) – Tubo A – o precipitado se solubiliza 
(indica presença de cloretos na amostra). 
d. Adicionar solução de ácido nítrico SR (70%) - Tubo B - o precipitado não deve 
se solubilizar (indica presença de cloretos na amostra). 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIA 
1. BRASIL. ANVISA. Farmacopeia Brasileira. 6ª ed. Volume I. Brasília, 2019. 
 
Material necessário Quantidade (por grupo) 
Comprimidos de cloridrato de metformina 
20 unidades, porém o pó poderá 
ser utilizado por vários grupos. 
Gral de porcelana com pistilo A ser definida por turma 
Papel para pesagem 1 unidade 
Espátula para pesagem 1 unidade 
Béquer de 50 mL 2 unidades 
Tubo de ensaio 2 unidades 
Suporte universal/ argola 1 unidade 
Funil de vidro 1 unidade 
Papel de filtro 1 unidade 
Solução de ácido nítrico SR a 12% 50 mL 
Solução de nitrato de prata SR a 4% 50 mL 
Solução de amônia SR a 10% (sol. NH4OH 6N) 50 mL 
Solução de ácido nítrico SR a 70% 50 mL 
 
Equipamentos Quantidade 
Balança analítica A ser definida por turma 
 
 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança 
 Os materiais resultantes da aula deverão ser descartados e/ ou coletados em 
recipientes identificados, para encaminhamento adequado pelos técnicos do laboratório 
de acordo com as normas vigentes. 
 
QUESTÕES 
1- Após a determinação do peso médio dos comprimidos, qual o valor da tomada de 
ensaio (TE) para a realização da análise? 
2- O precipitado formado refere-se a qual substância? Escreva qual a reação 
envolvida. 
 
 
 
Instituto de Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Determinação de teor de cloridrato 
de metformina em comprimidos através de 
método espectrofotométrico no UV 
PROCEDIMENTO 
03 
 
OBJETIVO: Utilizar o método de espectrofotometria no UV para o doseamento de 
cloridrato de metformina em comprimidos. 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Pesar 20 comprimidos de cloridrato de metformina e calcular o respectivo peso 
médio (PM), utilizando o teor declarado fornecido pelo fabricante. 
2. Pulverizar os 20 comprimidos utilizando gral de porcelana e pistilo até obtenção 
de pó bem fino. 
3. Transferir quantidade de pó equivalente à 0,100 g de cloridrato de metformina para 
balão volumétrico de 250 mL e diluir com 150 mL de água. 
4. Agitar mecanicamente por 15 minutos e completar o volume do balão com o 
mesmo solvente. 
5. Filtrar. 
6. A partir do filtrado, diluir, sucessivamente, até concentração final de 0,001% (p/V), 
sempre utilizando a água como solvente. 
7. Preparar a solução padrão na mesma concentração anterior, utilizando o mesmo 
solvente. 
8. Medir as absorvâncias das soluções resultantes em 232 nm, utilizando água para 
ajuste do zero. 
9. Calcular o teor de C4H11N5·HCl na amostra de comprimidos a partir das leituras 
obtidas. 
 
ESPECIFICAÇÃO: Os comprimidos analisados devem conter no mínimo, 95,0% e, no 
máximo, 105,0% da quantidade declarada de cloridrato de metformina (C4H11N5·HCl). 
 
 
 
REFERÊNCIA 
1. BRASIL. ANVISA. Farmacopeia Brasileira. Insumos Farmacêuticos e 
Especialidades. 6ª ed. Volume II. Brasília, 2019. 
 
Material necessário Quantidade (por grupo) 
Comprimidos de cloridrato de metformina 
20 unidades, porém o pó poderá 
ser utilizado por vários grupos. 
cloridrato de metformina (matéria-prima) 0,100 g 
Gral de porcelana com pistilo A ser definidapor turma 
Papel para pesagem 2 unidades 
Espátula para pesagem 2 unidades 
Béquer de 100 mL 1 unidade 
Balão volumétrico de 250 mL 2 unidades 
Balão volumétrico de 200 mL 2 unidades 
Pipeta volumétrica de 5 mL 2 unidades 
Pêra 1 unidade 
Suporte universal/ argola 1 unidade 
Funil de vidro 1 unidade 
Papel de filtro 1 unidade 
 
Equipamentos Quantidade 
Balança analítica A ser definida por turma 
Espectrofotômetro UV/VIS – cubetas de quartzo 
de 1 cm (Papel macio para a limpeza das 
cubetas e recipiente para descarte) 
1 unidade 
 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança 
 Os materiais resultantes da aula deverão ser descartados e/ ou coletados em 
recipientes identificados, para encaminhamento adequado pelos técnicos do laboratório 
de acordo com as normas vigentes. 
QUESTÕES 
1- Após a determinação do peso médio dos comprimidos, qual o valor da tomada de 
ensaio (TE) para a realização desse doseamento? 
2 – Qual a concentração da amostra em mg/mL? 
3 – Qual é o fator de diluição (fd)? 
4 – A amostra passa na especificação de teor? 
 
Instituto de Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Ensaios físicos em formas 
farmacêuticas e matéria-primas 
PROCEDIMENTO 
04 
 
OBJETIVO: Utilizar os ensaios físicos para a caracterização de comprimidos e matéria-
prima. 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1 – DETERMINAÇÃO DO PESO MÉDIO DE COMPRIMIDOS 
 Amostra: comprimidos de AAS 
a. Pesar individualmente, 20 comprimidos e determinar o peso médio. 
 
TOLERÂNCIA: No máximo duas unidades fora dos limites especificados, e 
nenhuma acima ou abaixo do dobro das porcentagens indicadas (Tabela 1). 
 
2 - DETERMINAÇÃO DA ALTURA E DIÂMETRO DE COMPRIMIDOS 
Amostra: comprimidos de AAS 
a. Determinar com um paquímetro a altura e o diâmetro de 20 comprimidos. 
b. Anotar os valores individuais e calcular a média aritmética. 
 
3 - DETERMINAÇÃO DA RESISTÊNCIA MECÂNICA DE COMPRIMIDOS 
 Amostra: comprimidos de AAS 
Friabilidade 
a. Determinar o peso total dos comprimidos - Pi 
b. Regular o aparelho para a velocidade e tempo adequados para um total de 100 
rotações. Colocar os comprimidos no aparelho (devidamente limpo) e ligar. 
c. Após o tempo do teste, retirar os comprimidos do aparelho e pesá-los novamente, 
desprezando os fragmentos menores e o pó gerado (Pf). 
d. Calcular a porcentagem de perda de peso pela expressão: 
 
 
 F = (Pi – Pf) x 100 
 Pi 
 Onde: 
 F = friabilidade (%) 
 Pi = Peso inicial 
 Pf = Peso final 
 
Dureza 
a. Determinar a dureza de 10 comprimidos. 
b. Anotar os valores individuais e calcular a média aritmética. 
 
4 – DETERMINAÇÃO DA FAIXA DE FUSÃO 
 Amostra: AAS matéria-prima 
a. Preparar amostra e equipamento conforme especificações. 
b. Determinar a faixa de fusão. 
c. Anotar os valores obtidos. 
 
REFERÊNCIAS 
1. BRASIL. ANVISA. Farmacopeia Brasileira. 6ª ed. Volumes I e II. Brasília, 2019. 
 
 
Material necessário Quantidade (por grupo) 
AAS matéria-prima A ser definida por turma 
Comprimidos de AAS 20 unidades 
Pinça metálica 1 unidade 
Papel de pesagem 2 unidades 
 
 
 
 
 
Equipamentos Quantidade 
Balança analítica A ser definida por turma 
Aparelho para determinação do ponto de fusão (melting 
point) e tubos capilares de vidro (frasco) 
1 unidade 
Aparelho para determinação de dureza de comprimidos 1 unidade 
Aparelho para determinação de friabilidade de 
comprimidos 
1 unidade 
Paquímetro A ser definida por turma 
 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança 
 Os materiais resultantes da aula deverão ser descartados e/ ou coletados em 
recipientes identificados, para encaminhamento adequado pelos técnicos do laboratório 
de acordo com as normas vigentes. 
 
QUESTÕES 
1- A partir dos resultados obtidos, complete o quadro abaixo: 
 
COMPRIMIDOS: 
 
Ensaio Especificação Referência Resultado 
1. Peso médio conforme a Tabela 1 FB 6ª ed., 2019 
 
 
2. Friabilidade ≤ 1,5% FB 6ª ed., 2019 
 
 
3. Altura Informativo Interna 
 
 
4. Diâmetro Informativo Interna 
 
 
5. Dureza Informativo Interna 
 
 
 
MATÉRIA- PRIMA: 
 
Ensaio Especificação Referência Resultado 
1. Faixa de fusão 
 
Em torno de 143 °C 
 
FB 6ª ed., 2019 
 
 
 
2 – As amostras passam nos testes de qualidade e podem ser consideradas 
aprovadas? 
 
 Fonte: Farmacopeia Brasileira, 2019, p. 61. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Instituto de Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Preparo de materiais para o 
Controle de Qualidade Microbiológico 
PROCEDIMENTO 
05 
 
OBJETIVO: Ensinar os alunos como manusear e preparar todos os materiais utilizados 
no controle microbiológico. 
 
PROCEDIMENTO: 
Parte 1 
1. Embrulhar em papel Kraft, as placas de Petri e pipetas de forma a facilitar o manuseio. 
Para placas - pacotes com 3 unidades e pipetas individualmente ou pacotinhos de 2 
ou 3 (tipo envelope). 
2. Preparar os meios de cultura, de tal forma que se faça 100 mL de Ágar caseína-soja 
(TSA) e 100 mL de Ágar Sabouraud (SAD), que devem ficar nos erlenmeyers para 
serem autoclavados (tampados e com papel Kraft sobre o tampão). O Caldo caseína-
soja (TSB) deve ser preparado e distribuído em tubos de 20 mL, respectivamente. Os 
meios serão preparados de acordo com o fabricante. 
3. Todo material deve ser etiquetado e autoclavado a 121 ºC por 15 minutos. 
 
Parte 2 (outro dia) 
 
1- Colocar os meios TSA e SAD em placas (os meios devem estar fundidos previamente). 
2- Enquanto as placas esfriam os alunos recebem 2 Swabs estéreis e vão coletar amostra 
de locais onde queiram. 
3- Repicar em estrias a amostra contida no Swab em uma placa de TSA e outra em SAD. 
4- Incubação de 24-48 horas, a 37 ºC para as placas de TSA e 1 semana à temperatura 
ambiente para as de SAD. Placas devem ser incubadas invertidas. 
5- Após este período verificar crescimento de microrganismos. 
 
 
Material necessário Quantidade (por grupo) 
Pipetas de 1 mL 1 unidade 
 
Pipetas de 10 mL 1 unidade 
Tubos de ensaio com tampa (20 mL) 1 unidade 
Placas de Petri 3 unidades 
Espátula 3 unidades 
Erlenmeyer 2 unidades 
Swabs 2 unidades 
Caneta de retroprojetor 1 unidade 
Gaze ** 
Pisseta de álcool 70% 1 unidade 
Bandeja para descarte de pipetas A ser definida por turma 
Papel Kraft e fita adesiva A ser definida por turma 
 
Equipamentos Quantidade 
Autoclave para a esterilização de materiais ** 
Estufa previamente ligada (35 a 37 °C) 1 unidade 
Bico de Bunsen 1 unidade 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Instituto de Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Determinação do número de 
microrganismos em amostras de produtos 
não estéreis (xarope de iodeto de potássio) 
utilizando método de semeadura em 
profundidade ou “Pour Plate”. 
PROCEDIMENTO 
06 
 
OBJETIVO: Treinar a técnica das diluições seriadas decimais e a realização da 
semeadura em profundidade. 
 
PROCEDIMENTO: 
A) Preparação da amostra e diluições seriadas decimais: 
 
1. Transferir 1 mL da amostra para um tubo de ensaio contendo 9 mL de solução 
fisiológica (dil. 10-1). 
 
2. Homogeneizar e fazer mais duas diluições decimais subsequentes, pipetando 1 mL 
para 9 mL de solução fisiológica (dil.10-2 e dil. 10-3) . 
 
OBS: todas as 3 diluições já contêm substância inativante do conservante presente no 
produto testado (sob concentração previamente validada). 
 
Normalmente as amostras contêm conservantes a base de parabenos que são 
inativados por polissorbato (tween 80, por exemplo) 
 
B) Semeadura em profundidade: 
 
1. Transferir 3 alíquotas de 1 mL de cadadiluição preparada anteriormente (10-1, 10-2 e 
10-3) para 3 placas de Petri de 100 x 30 mm. 
2. Separar 3 placas de cada diluição e adicionar cerca de 15 mL de meio Ágar caseína-
soja (TSA) fundido (T°C de  45°C) e homogeneizar DELICADAMENTE em 
movimentos circulares. 
 
3. Aguardar solidificação e incubar (na posição invertida) em estufa a 35  2°C por 24 a 
48 horas. 
4. Após esse período, retirar as placas da estufa. 
5. Utilizando o contador de colônias, contar o número de colônias desenvolvidas. 
Se não houver o contador, pode ser visual. 
 
Material necessário Quantidade (por grupo) 
Frasco de 50 mL de xarope de iodeto de potássio 1 unidade 
Balão de 500 mL com tampão (contendo 300 mL 
de meio TSA) 
1 unidade 
Balão de 500 mL com tampão (contendo 300 mL 
de meio SAD) 
1 unidade 
Pipetas de 10 mL (embaladas individualmente) 3 unidades 
Pipetas de 1 mL (embaladas individualmente) 3 unidades 
Tubos de ensaio com tampa 3 unidades 
Pêra 1 unidade 
Placas de Petri 9 unidades 
Balão com tampão (contendo 50 mL de solução 
de NaCl à 0,9% ) 
1 unidade 
Pêra 1 unidade 
Caneta de retroprojetor 1 unidade 
Gaze ** 
Pisseta de álcool 70% 1 unidade 
Bandeja para descarte de pipetas A ser definida por turma 
 
OBS: Com exceção da amostra e da pêra para pipetagem, todos os materiais descritos 
acima devem estar previamente esterilizados. 
 
 
Equipamentos Quantidade 
Autoclave para a esterilização de materiais ** 
Estufa previamente ligada (35 a 37 °C) 1 unidade 
Bico de Bunsen 1 unidade 
 
 
 
 
 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança 
 Os materiais resultantes da aula deverão ser descartados e/ ou coletados em 
recipientes identificados, para encaminhamento adequado (não devem ser jogados na 
pia ou lixo) pelos técnicos do laboratório de acordo com as normas vigentes. Materiais 
contaminados devem ser descontaminados antes de proceder ao seu encaminhamento 
e descarte adequados. 
 
 
QUESTÕES 
1 – Por que as placas de Petri devem ser incubadas invertidas? 
2 - Qual o número de UFC/mL de amostra? Não esqueça de considerar a diluição 
adequada no cálculo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Instituto de 
Ciências da 
Saúde 
Laboratório: Multidisciplinar 
Assunto: Metodologia analítica para 
pesquisa de microrganismos patogênicos 
em amostras de produtos não estéreis 
(xarope de iodeto de potássio) 
PROCEDIMENTO 
07 
 
OBJETIVO: Executar as técnicas convencionais de enriquecimento não seletivo, 
enriquecimento seletivo e isolamento na pesquisa de microrganismos específicos em 
produtos não estéreis. 
 
PROCEDIMENTO: 
 
A) Enriquecimento não seletivo da amostra para pesquisa de Staphylococcus 
aureus (Preparo prévio): 
 
1. Pipetar 1 mL da amostra 
 
2. Transferir para um tubo de ensaio contendo 9 mL de Caldo caseína-soja previamente 
esterilizado e homogeneizar. 
 
3. Incubar em estufa a 35-37oC durante 24-48 horas (Tubo I) 
 
 
B) Enriquecimento não seletivo da amostra para pesquisa de Escherichia coli 
(Preparo prévio): 
 
1. Pipetar 1 mL da amostra 
 
2. Transferir para um tubo de ensaio contendo 9 mL de Caldo lactosado ou Caldo bile 
verde brilhante previamente esterilizado e homogeneizar. 
 
4. Incubar em estufa à 35-37oC durante 24-48 (Tubo II). 
 
 
C) Isolamento seletivo dos microrganismos: 
 
1. Isolamento de Staphylococcus aureus 
1.1 Utilizando tubo I obtido em A, transferir uma alçada do material enriquecido para uma 
placa de Petri com 20 mL de Ágar Manitol previamente preparado e esterilizado, 
utilizando a técnica do estriamento por esgotamento. 
 
 
1.2 Repetir o mesmo procedimento anterior utilizando o microrganismo padrão, retirando 
uma alçada da cultura fresca e transferindo-a para uma 2ª placa de Petri com Ágar 
Manitol. 
1.3 Incubar ambas as placas em estufa a 35-37 oC durante 24-48 horas 
 
2. Isolamento de Escherichia coli 
2.1 Utilizando o tubo II obtido em B, transferir uma alçada do material enriquecido para 
uma placa de Petri com 20 mL de Ágar Mac Conkey previamente preparado e 
esterilizado, utilizando a técnica do estriamento por esgotamento. 
2.2 Repetir o mesmo procedimento anterior utilizando o microrganismo padrão, retirando 
uma alçada da cultura fresca e transferindo-a para uma 2ª placa de Petri com Ágar Mac 
Conkey. 
2.3 Incubar ambas as placas em estufa à 35-37oC durante 24-48 horas. 
 
Observações importantes: 
 
 O objetivo do estriamento por esgotamento é a obtenção de colônias puras e 
isoladas para fins de identificação posterior dos microrganismos isolados. Por isso, 
devem-se tomar alguns cuidados na execução da técnica: 
 Iniciar a semeadura com uma pequena quantidade de material na alça de platina. 
 Não perfurar ou rasgar o Ágar. 
 Realizar o maior número de estrias possíveis. 
 Não voltar com a alça sobre as estrias, sobrepondo-as. 
 Observe o desenho a seguir: 
 
E) Resultados da incubação: 
 
1. Observar se houve isolamento de cada microrganismo sob pesquisa na amostra de 
xarope, comparando a placa de inoculação da amostra com a placa de inoculação do 
microrganismo padrão (observe as características específicas do crescimento de cada 
microrganismo patogênico). 
2. Observar se a técnica de estriamento por esgotamento foi adequadamente realizada, 
possibilitando a obtenção de colônias isoladas (que posteriormente seguiriam para testes 
confirmatórios complementares, conforme ensinado em aula teórica). 
 
Material necessário 
Quantidades (por 
grupo) 
AMOSTRA: frasco de 50 mL de xarope de iodeto de 
potássio 
1 unidade 
Pipeta de 1 mL estéril 2 unidades 
Pipeta de 10 mL estéril 2 unidades 
Alça de platina 1 unidade 
Tubo de ensaio contendo 9 mL de caldo caseína soja 
estéril 
1 unidade 
Tubo de ensaio contendo 9 mL de caldo lactosado ou 
caldo bile verde brilhante estéril 
1 unidade 
Placa de Petri com 20 mL de Ágar Manitol estéril 2 unidades 
Placa de Petri com 20mL de Ágar Mac Conkey estéril 2 unidades 
Tubo ou placa de TSA c/ cultura fresca de 
Staphyococcus aureus 
1 unidade 
Tubo ou placa de TSA c/ cultura fresca de Escherichia 
coli 
1 unidade 
Pêra 1 unidade 
Caneta de retroprojetor 1 unidade 
Gaze para assepsia da bancada ** 
Pisseta de álcool 70% para assepsia da bancada 1 unidade 
Bandeja para descarte de pipetas A ser definida por turma 
 
Equipamentos Quantidade 
Autoclave para a esterilização de materiais ** 
Estufa previamente ligada (35 a 37 °C) 1 unidade 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança 
 Os materiais resultantes da aula deverão ser descartados e/ ou coletados em 
recipientes identificados, para encaminhamento adequado (não devem ser jogados na 
pia ou lixo) pelos técnicos do laboratório de acordo com as normas vigentes. Materiais 
contaminados devem ser descontaminados antes de proceder ao seu encaminhamento 
e descarte adequados. 
 
 
QUESTÕES 
1 – Qual o aspecto das colônias de Staphyococcus aureus formadas no meio Ágar 
Manitol? 
2 – Por que o Ágar Manitol é seletivo para Staphyococcus aureus? 
3 – Qual o aspecto das colônias de Escherichia coli no meio Ágar Mac Conkey? 
4 - Por que o Ágar Mac Conkey é seletivo para Staphyococcus aureus?