CUIDADOS DE EMERGÊNCIA EM MEDICINA VETERINARIA

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Cuidados de Emergência
Elisa M. Mazzaferro and Richard B. Ford
Manejo Pré-hospitalar do Animal Traumatizado, 
Avaliação da Cena
Exame Inicial
Preparação para o Transporte
Exame, Manejo e Triagem Iniciais de Emergência
Avaliação Inicial e Procedimentos de Reanimação Emergenciais
Exames Auxiliares de Diagnóstico
Resumo do Estado do Paciente
O Paciente com Rápida Descompensação
Procedimentos Diagnósticos e Terapêuticos de Emergência
Paracentese Abdominal e Lavado Peritoneal Diagnóstico
Técnicas de Colocação de Bandagem e Tala
Terapia com Hemocomponentes
Mensuração da Pressão Venosa Central
Fluidoterapia
Lavagem Orogástrica
Suplementação de Oxigênio
Oximetria de Pulso
Capnometria (Monitoração da Concentração de Dióxido de Carbono Expirado)
Toracocentese
Traqueostomia
Uro-hidropropulsão
Técnicas de Acesso Vascular
Dor: Avaliação, Prevenção e Controle
Impacto Fisiológico da Dor não Tratada
Reconhecimento e Avaliação da Dor
Controle da Dor Aguda em Pacientes Emergenciais Graves ou em Cuidados
Intensivos e Traumatizados
Tratamento Farmacológico da Dor: Analgésicos Maiores
Analgésicos Menores
Fármacos Analgésicos Adjuvantes
Técnicas de Anestesia Local e Regional para o Paciente em Emergência
Tratamento de Emergência de Condições Específicas
Abdome Agudo
Terapias Adjuvantes
Choque Anafilático (Anafilactoide)
Edema Angioneurótico e Urticária
Complicações e Emergências Anestésicas
Distúrbios Hemorrágicos
Queimaduras
Emergências Cardíacas
Emergências Otológicas
Lesão Elétrica e Choque Elétrico
Emergências da Genitália Feminina e do Trato Reprodutivo
Emergências da Genitália Masculina e do Trato Reprodutivo
Emergências Ambientais e Domésticas
Fraturas e Trauma Musculoesquelético
Emergências Gastrointestinais
Hipertensão Sistêmica
Emergências Metabólicas
Emergências Neurológicas
Emergências Oculares
Emergências Oncológicas
Venenos e Toxinas
Emergências Respiratórias
Doenças Pulmonares
Lesões Superficiais de Tecido Mole
Choque
Tratamento do Paciente em Choque
Tromboembolismo: Sistêmico
Emergências do Trato Urinário
Manejo pré-hospitalar do animal traumatizado
Avaliação Da Cena
1. Peça ajuda! Geralmente há necessidade de mais de uma pessoa no local do acidente
para dar assistência ao animal e evitar lesão ao animal e às pessoas presentes.
2. Caso o acidente tenha ocorrido em uma zona de tráfego de carros, alerte os motoristas
que se aproximarem do animal traumatizado na estrada. O alerta poderá ser feito por
meio de uma peça de roupa ou outro objeto que chame a atenção dos motoristas que
estiverem se aproximando. Cuidado para não ser ferido por motoristas que podem não
vê-lo ou identificá-lo ao se aproximarem!
3. Caso o animal esteja consciente, evite se machucar enquanto o move para um local
seguro. Utilize um cinto, corda ou pedaço de pano comprido para fazer uma mordaça e
conter a cabeça do animal de forma segura. Caso isso não seja possível, cubra a cabeça do
animal com uma toalha, cobertor ou casaco antes de movê-lo para evitar que ele o morda.
4. Caso o animal esteja inconsciente ou imóvel, mova-o para um local seguro com um
material de apoio para as costas, que pode ser feito utilizando-se uma caixa, porta, tábua
plana, cobertor ou lençol.
Exame Inicial
1. Há patência de vias aéreas? Caso haja ruídos respiratórios ou o animal esteja em
estupor, estenda a cabeça e pescoço delicada e cuidadosamente. Se possível, tracione a
língua. Limpe o muco, sangue ou vômito da boca. Em animais inconscientes, mantenha a
estabilidade da cabeça e do pescoço.
2. Procure por sinais de respiração. Caso não haja evidência de respiração ou a mucosa
oral esteja cianótica, inicie a respiração boca-nariz. Circunde a região do focinho com
suas mãos e assopre no interior da narina de 15 a 20 vezes por minuto.
3. Há evidência de função cardíaca? Verifique se há um pulso palpável nos membros
pélvicos ou um batimento apical sobre o esterno. Caso não sejam encontrados sinais de
função cardíaca, inicie as compressões cardíacas externas de 80 a 120 vezes por minuto.
4. Há alguma hemorragia? Utilize um pano limpo, toalha, papel-toalha, fralda descartável
ou absorvente feminino para cobrir o ferimento. Pressione firmemente para reduzir a
hemorragia e evitar perdas sanguíneas adicionais. Não utilize um torniquete, pois este
poderá causar lesão adicional. Pressione, e, à medida que o sangue penetrar na primeira
camada do material da bandagem, coloque uma segunda camada sobre ela.
5. Cubra qualquer ferimento externo. Utilize um material de bandagem limpo embebido
em água morna e transporte o animal para um centro de emergência veterinária mais
próximo. Investigue imediatamente procurando feridas penetrantes no abdome e tórax.
6. Há alguma fratura evidente? Imobilize fraturas com talas caseiras feitas de jornal, cabo
de vassoura ou galhos de árvore. Amordace o animal antes de tentar colocar qualquer
tala. Caso uma tala não possa ser colocada de forma segura, envolva o animal com uma
toalha ou cobertor e o transporte para um centro de emergência veterinária mais
próximo.
7. Há alguma queimadura? Coloque toalhas geladas e úmidas sobre a área queimada e vá
trocando por outras quando as toalhas atingirem a temperatura corporal.
8. Cubra o animal para mantê-lo aquecido. Caso o animal esteja tremendo ou em choque,
envolva-o em um cobertor, toalha ou casaco e o transporte para o centro de emergência
veterinária mais próximo.
9. O animal está apresentando hipertermia (por intermação/insolação)? Resfrie o animal
com toalhas úmidas à temperatura ambiente (não fria) e o transporte para um centro de
emergência veterinária mais próximo.
Preparação Para O Transporte
1. Telefone antes! Informe ao centro veterinário que você está chegando. Esteja preparado
com números e locais de emergência disponíveis.
2. Mova o paciente traumatizado cuidadosamente. Utilize a mesma abordagem da
retirada do animal da via de tráfego e coloque-o no banco de trás do carro.
3. Dirija com cuidado. Não transforme um acidente em dois. O ideal é que, enquanto uma
pessoa dirige o carro, outra esteja com o animal.
Exame, manejo e triagem iniciais de emergência
O exame do animal com traumatismo agudo que está inconsciente e em choque e
apresenta hemorragia aguda ou dificuldade respiratória deve ser feito simultaneamente
ao tratamento imediato e agressivo para estabilizar o paciente. Como, em geral, não há
tempo para uma anamnese detalhada, o diagnóstico baseia-se principalmente nos
achados do exame físico e testes simples de diagnóstico. A triagem é a arte e a habilidade
de avaliar pacientes rapidamente e classificá-los de acordo com a urgência requerida do
tratamento. O reconhecimento imediato e o pronto atendimento podem salvar o animal.
Avaliação Inicial E Procedimentos De Reanimação
Emergenciais
Realize um exame breve, mas completo e sistemático, de todo animal, considerando o
ABC [airway (via aérea); breathing (respiração); circulation (circulação)] mais importantes
para qualquer paciente emergencial.
ABC
A = Via aérea
Há patência de vias aéreas? Puxe a língua do paciente para fora e remova qualquer
material que esteja obstruindo a via aérea. Talvez seja necessário realizar sucção e utilizar
um laringoscópio. Realize a intubação ou coloque uma fonte de oxigênio transtraqueal
caso haja necessidade de suplementação de oxigênio. A traqueostomia de emergência
poderá ser necessária na ocorrência de obstrução de via aérea superior que não possa ser
solucionada imediatamente com os procedimentos anteriores.
B = Respiração
O animal está respirando? Caso o animal não esteja respirando, intube a traqueia
imediatamente e inicie a ventilação artificial com uma fonte de suplementação de
oxigênio (ver Parada Cardíaca e Reanimação Cerebrocardiopulmonar, nesta seção).
Se o animal estiver respirando, quais são a frequência e o padrão respiratórios? A
frequência respiratória está normal, aumentada ou diminuída? O padrão respiratório
está normal ou a respiração está rápida e superficial ou lenta e profunda com dificuldade
inspiratória? Os ruídos respiratórios estão normais ouhá um estridor agudo alto na
inspiração, característico de uma obstrução em via aérea superior? O animal está com a
cabeça estendida e os cotovelos afastados do corpo, ou seja, ortopneia? As comissuras
bucais se movimentam durante a inspiração e expiração? Há evidência de dificuldade
expiratória com um esforço abdominal na expiração? Observe a parede torácica lateral.
As costelas se movimentam para fora e para dentro com a inspiração e expiração ou há
movimento paradoxal da parede torácica em que uma área se move para dentro durante a
inspiração e para fora durante a expiração, sugestivo de uma instabilidade torácica? Há
algum enfisema subcutâneo sugestivo de lesão de via aérea?
Ausculte o tórax bilateralmente. Os sons respiratórios estão normais? Eles soam
ásperos com crepitações decorrentes de pneumonia, edema pulmonar ou contusões
pulmonares? Os sons pulmonares estão abafados devido à efusão pleural ou
pneumotórax? Há ruídos respiratórios em um gato com bronquite (asma)? Qual é a cor
das membranas mucosas? As membranas mucosas estão cor-de-rosa e normais ou
pálidas ou cianóticas? Palpe a região cervical para verificar se há deslocamento de
traqueia e enfisema subcutâneo, assim como a região torácica para evidenciar fratura de
costelas e também enfisema subcutâneo.
C = Circulação
Qual é a condição circulatória? Qual é a condição da frequência e ritmo cardíaco do
paciente? Você consegue ouvir o coração, ou ele está abafado por causa de hipovolemia,
efusão pleural ou pericárdica, pneumotórax ou hérnia diafragmática? Palpe o pulso. A
qualidade do pulso está forte e regular ou há pulsos filiformes e irregulares? Qual é o
ritmo do eletrocardiograma (ECG) e o valor da pressão arterial (PA) do paciente?
Há hemorragia arterial? Repare se há presença de algum sangramento. Seja cuidadoso
caso haja algum sangue no pelo. Use luvas. O sangue poderá ser do paciente, e as luvas
ajudarão a evitar contaminação adicional de qualquer ferimento; ou ainda, o sangue
poderá ser de uma pessoa que inicialmente socorreu o animal. Caso haja ferimentos
externos, observe suas características e condições. Coloque uma bandagem compressiva
sobre qualquer sangramento ou ferimento externo para evitar hemorragia adicional ou
contaminação por organismos nosocomiais.
Estabeleça um acesso venoso de grande calibre ou intraósseo (ver Técnicas de Acesso
Vascular, nesta seção). Caso haja choque hipovolêmico ou hemorrágico, institua
imediatamente os procedimentos de reposição volêmica. Inicie com um quarto da dose
calculada para os líquidos cristaloides para o tratamento do choque (0,25 × [90 mL/kg]
para cães; 0,25 × [44 mL/kg] para gatos) e avalie novamente os parâmetros de perfusão
sanguínea: frequência cardíaca, tempo de preenchimento capilar e PA. Caso haja suspeita
de contusões pulmonares, o uso de coloides, como o amido hidroxietílico na dose de
5 mL/kg em bolus crescentes, pode melhorar a perfusão sanguínea com um volume
menor de fluido administrado. Em casos de traumatismo craniano, a solução de cloreto
de sódio hipertônica (7%) pode ser administrada (4 mL/kg em bolus intravenoso)
associada ao amido hidroxietílico. A hemorragia abdominal aguda causada por
traumatismo pode ser tamponada com uma bandagem compressiva nesta região.
Após o ABC imediatos, prossiga com o restante do exame físico e tratamento
utilizando o recurso mnemônico A CRASH PLAN: airway (via aérea); cardiovascular
(sistema cardiovascular); respiratory (sistema respiratório); abdomen (abdome), spine (coluna
vertebral); head (cabeça); pelvis (pelve); limbs (membros); arteries (artérias); nerves
(nervos).
A Crash Plan
A = Via aérea
 
C e R = Sistemas Cardiovascular e Respiratório
 
A = Abdome
Palpe o abdome do paciente. Há alguma dor ou lesão penetrante? Observe o umbigo do
paciente, pois o avermelhamento ao seu redor poderá ser sugestivo de hemorragia intra-
abdominal. Há líquido ou neoformação palpável? Examine as regiões inguinal, caudal,
torácica e paralombar. Faça tricotomia dos pelos para examinar o paciente quanto à
presença de contusões ou feridas perfurantes. Percuta e ausculte o abdome para avaliar a
presença de gases e os borborigmos gastrointestinais.
S = Coluna Vertebral
Palpe a coluna vertebral do animal para verificar a simetria. Há alguma dor ou aumento
de volume evidente ou presença de fratura? Realize um exame neurológico desde a
primeira vertebral cervical até a última vértebra da cauda.
H = Cabeça
Examine olhos, ouvidos, boca, dentes e focinho e avalie a resposta à atividade sensorial e
motora promovida pelos nervos cranianos. Aplique um corante fluorescente nos olhos
para verificar a presença de úlceras de córneas em qualquer ocorrência de traumatismo
craniano. Há anisocoria ou síndrome de Horner?
P = Pelve
Realize um exame retal. Palpe para investigar a presença de fratura ou hemorragia.
Examine a genitália externa.
L = Membros
Examine as extremidades torácica e pélvica. Há alguma fratura aberta (exposta) ou
fechada evidente? Coloque rapidamente uma tala nos membros para evitar danos
adicionais e auxiliar no controle da dor. Examine pele, músculos e tendões.
A = Artérias
Palpe as artérias periféricas para avaliar os pulsos. Pode-se utilizar o Eco-Doppler para
avaliação do pulso caso haja presença de doença tromboembólica. Mensure a PA do
paciente.
N = Nervos
Observe e avalie o grau de consciência, o comportamento e a postura do animal.
Verifique frequência, padrão e esforço respiratório. O paciente está consciente,
obnubilado ou comatoso? As pupilas estão simétricas e responsivas à luz, ou há
anisocoria? O paciente exibe alguma postura anormal, como a postura de Schiff-
Sherrington (membros torácicos rígidos e estendidos e paralisia flácida de membros
pélvicos), que pode indicar traumatismo grave de coluna com lesão medular? Examine os
nervos periféricos para avaliar os estímulos motores e sensoriais de membros e cauda.
Exames Auxiliares De Diagnóstico
Técnicas Hemodinâmicas
Realize eletrocardiografia, monitoração direta ou indireta da PA e oximetria de pulso em
qualquer paciente em emergência.
Técnicas de Imagem
Obtenha radiografias do tórax e abdome em qualquer animal que tenha sofrido uma
lesão traumática quando a sua condição estiver mais estável e possa tolerar o
posicionamento para esses procedimentos. Radiografias exploratórias podem revelar
pneumotórax, contusões pulmonares, hérnia diafragmática, efusão pleural ou abdominal
e pneumoperitônio.
AFAST e TFAST1
Têm-se descrito as avaliações centradas no abdome e tórax após o trauma (AFAST e
TFAST) para identificação de líquido livre abdominal e de ar e líquido livre torácico
(incluindo pericárdio). Durante a ultrassonografia, pode-se avaliar quatro quadrantes
abdominais, pela: (1) visualização do diafragma ou fígado na linha média ventral
imediatamente caudal ao esterno, (2) visualização esplenorrenal no quadrante lateral
esquerdo, (3) visualização cistocólica na linha média ventral sobre a bexiga urinária e (4)
visualização hepatorrenal na lateral direita. Para avaliação do tórax, posiciona-se o
paciente em decúbito lateral, e o transdutor (probe) do ultrassom é direcionado ao plano
horizontal no aspecto dorsal do nono espaço intercostal. Nos planos transverso e
longitudinal caudal ao cotovelo, pode-se avaliar a presença de efusão pericárdica e
pleural. A avaliação pelo ultrassom é rápida e pode revelar a ocorrência de hemorragia.
Assim como em outras técnicas ultrassonográficas, às vezes os resultados do AFAST e
TFAST dependem do operador.
Testes de Laboratório
Os testes de diagnóstico imediatos devem incluir hematócrito, proteínas totais, glicose,
nitrogênio não proteico (NNP) e densidade urinária. O hemograma e a contagem de
plaquetas, assim como a realização de hemogasometria arterial e eletrólitos, parâmetros
de coagulação (tempo de coagulação ativado [TCA], tempo de protrombina [TP], tempo
de tromboplastina parcial ativada [TTPA]), perfil bioquímico sérico, lactato sérico e
urinálise, deverão ser considerados para a melhor avaliação clínicado paciente
Exames Invasivos
Pode ser necessária a realização de técnicas de exames invasivos de diagnóstico,
incluindo-se toracocentese, paracentese abdominal e lavado peritoneal diagnóstico
(LPD).
Resumo Do Estado Do Paciente
Após concluir o exame físico inicial, responda às seguintes questões: Qual o tratamento
de suporte requerido neste momento? Há necessidade de procedimentos de diagnósticos
adicionais? Em caso afirmativo, quais procedimentos; e o paciente está estabilizado o
suficiente para tolerá-los sem estresse adicional? Deve-se instituir um período de
observação suplementar antes de se iniciar um plano terapêutico mais definitivo? Há
necessidade de intervenção cirúrgica imediata? Há necessidade de tratamento de suporte
intensivo antes da cirurgia? Quais riscos anestésicos são evidentes?
O Paciente Com Rápida Descompensação
Os animais que não respondem à reanimação inicial geralmente apresentam distúrbios
fisiológicos graves contínuos ou preexistentes que contribuem para a grande
instabilidade cardiovascular e metabólica. O clínico deverá estar atento à ocorrência de
descompensação orgânica em um paciente que não responde ou responde de forma
incompleta aos esforços iniciais de reanimação (Quadros 1-1 e 1-2).
 
Leitura Adicional
 
Quadro 1-1 Sinais clínicos de
descompensação
Pulso periférico fraco ou de baixa qualidade
Extremidades periféricas frias
Cianose ou membranas mucosas acinzentadas
Membranas mucosas pálidas
Tempo de preenchimento capilar prolongado
Temperatura corporal aumentada ou diminuída
Débito urinário reduzido em um paciente euvolêmico
Confusão ou estado mental alterado
Depressão
Taquicardia ou bradicardia
Hematócrito em declínio
Abdome distendido, dolorido
Arritmia cardíaca
Padrão respiratório anormal
Dificuldade ou agonia respiratória
Perda sanguínea gastrointestinal via êmese ou pelas fezes
 
Quadro 1-2 Causas de descompensação
aguda
Insuficiência renal aguda
Síndrome da angústia respiratória aguda
Ruptura intestinal e gástrica
Arritmia cardíaca
Edema e hemorragia no sistema nervoso central e herniação
de tronco cerebral
Coagulopatias, incluindo-se coagulação intravascular
disseminada
Hemorragia interna
Síndrome da falência múltipla de órgãos
Pneumotórax
Contusão pulmonar
Tromboembolismo pulmonar
Sepse ou choque séptico
Síndrome da resposta inflamatória sistêmica
Ruptura de bexiga urinária
Crowe DT: Patient triage. In Silverstein DC, Hopper K, editors: Small
animal critical care medicine, St Louis, 2009, Elsevier.
Ettinger SJ, Feldman EC, editors: Critical care. In Textbook of veterinary
internal medicine, ed 7, St Louis, 2010, Elsevier-Saunders.
Lisciandro GR, Lagutchik MS, Mann KA, et al: Evaluation of an abdominal
fluid scoring system determined using abdominal focused assessment with
sonography for trauma in 101 dogs with motor vehicle trauma, J Vet Emerg
Crit Care 19:426–437, 2009.
Lisciandro GR, Lagutchik MS, Mann KA, et al: Evaluation of a thoracic
focused assessment with sonography for trauma (TFAST) protocol to detect
pneumothorax and concurrent thoracic injury in 145 traumatized dogs, J Vet
Emerg Crit Care 18:258–269, 2008.
Mathews KA: Veterinary emergency and critical care manual, Guelph, Ontario,
Canada, 1996, Lifelearn.
Wingfield WE: Decision making in veterinary emergency medicine. In
Wingfield WE, editor: Veterinary emergency secrets, ed 2, Philadelphia, 2001,
Hanley & Belfus.
Wingfield WE: Treatment priorities in trauma. In Wingfield WE, editor:
Veterinary emergency secrets, ed 2, Philadelphia, 2001, Hanley & Belfus.
Procedimentos diagnósticos e terapêuticos de
emergência
Paracentese Abdominal E Lavado Peritoneal
Diagnóstico
Abdominocentese (paracentese abdominal) refere-se à punção da cavidade peritoneal com o
propósito de colher fluido quando este está presente em mais de 6 mL/kg dentro da
cavidade abdominal. Quando há suspeita de peritonite e não se obtém amostra de fluido
por meio da paracentese, pode ser realizado o lavado peritoneal diagnóstico (LPD).
Para realizar a paracentese abdominal, siga os seguintes passos:
1. Posicione o paciente em decúbito lateral esquerdo e faça tricotomia ampla com o
umbigo no centro.
2. Realize a antissepsia da área tricotomizada com uma solução antimicrobiana
3. Coloque luvas, insira uma agulha de calibre 20 ou 22 ou um cateter vascular em quatro
quadrantes: cranial e à direita, cranial e à esquerda, caudal e à direita e caudal e à
esquerda do umbigo. À medida que insere a agulha ou cateter, gire cuidadosamente a
agulha de modo que nenhum órgão abdominal seja perfurado pela extremidade da
agulha. Geralmente, não há necessidade de anestesia local para este procedimento,
embora uma sedação leve ou uso de analgésico possam ser indicados caso haja dor
abdominal grave. Em alguns casos, o líquido flui livremente a partir de uma ou mais
agulhas. Caso isso não aconteça, aspire cuidadosamente com uma seringa de 3 a 6 mL
com o paciente em decúbito lateral ou em posição quadrupedal. Evite mudanças de
posições enquanto as agulhas estiverem posicionadas, pois pode ocorrer punção
iatrogênica de órgãos intra-abdominais.
4. Armazene qualquer fluido coletado em tubos estéreis com e sem EDTA para análise
citológica e bioquímica e cultura bacteriana. Avalie o fluido hemorrágico cuidadosamente
quanto à presença de coágulos. Normalmente as efusões hemorrágicas se tornam
rapidamente desfibrinadas e não coagulam. A formação de coágulo pode ocorrer na
presença de hemorragia ativa contínua ou ser causada pela punção iatrogênica de órgãos
como o baço ou fígado.
Caso a paracentese abdominal não seja produtiva, o LPD poderá ser realizado. Apesar
de haver kits comerciais disponíveis de diálise peritoneal, eles são relativamente caros e
geralmente não são práticos para o veterinário da rotina clínica.
Para realizar o LPD, siga os seguintes passos:
1. Faça tricotomia e antissepsia da região ventral do abdome conforme descrito
anteriormente.
2. Coloque luvas estéreis e corte diversos orifícios laterais em um cateter vascular
(dispositivo plástico) de calibre 16 a 18. Tenha cuidado para não cortar mais de 50% da
circunferência do cateter, para não haver risco de este quebrar dentro do abdome do
paciente.
3. Insira o cateter dentro da cavidade peritoneal em posição caudal e à direita do umbigo,
direcionando-o dorsal e caudalmente.
4. Injete 10 a 20 mL de solução de Ringer lactato ou solução salina a 0,9% aquecida à
temperatura corporal do paciente. Durante a injeção do fluido na cavidade peritoneal,
atente para sinais de dificuldade respiratória, pois um aumento da pressão intra-
abdominal pode impedir as movimentações diafragmáticas e a função respiratória.
5. Remova o cateter.
6. Estimule o movimento do animal enquanto massageia o abdome para distribuir o
fluido por toda cavidade abdominal. Se isso não for possível, movimente-o de um lado
para outro.
7. Em seguida, faça novamente antissepsia da região ventral do abdome do paciente e
realize a paracentese abdominal conforme descrito anteriormente. Armazene o fluido
colhido para cultura e análise citológica; entretanto, os achados de análise bioquímica
podem estar artificialmente diminuídos em virtude da diluição. Lembre-se de que
provavelmente haverá obtenção de apenas uma pequena porção do fluido que foi
injetado.
 
Leitura Adicional
Walters JM: Abdominal paracentesis and diagnostic peritoneal lavage, Clin
Tech Small Anim Pract 18(1):32–38, 2003.
Hackett TB, Mazzaferro EM: Veterinary Emergency and Critical Care
Procedures, London, 2006, Blackwell Scientific.
Jandrey KE: Abdominocentesis. In Silverstein DC, Hopper K, editors: Small
animal critical care medicine, St Louis, 2009, Elsevier.
Técnicas De Colocação De Bandagem E Tala
Em geral, as bandagens podem ser utilizadas em feridas abertas ou fechadas. A
bandagem é utilizada para seis tipos principais de feridas: feridas abertas contaminadas
ou infectadas; feridas abertas em fase de cicatrização; feridas fechadas; feridas que
requerem bandagem compressiva; feridas que requerem alívio de pressão; e feridas que
requeremimobilização. No Quadro 1-3, há uma lista das diversas funções das
bandagens.
 
Quadro 1-3 Funções das bandagens e talas
Exercer pressão
Remover o espaço morto
Reduzir o edema
Minimizar a hemorragia
Evitar pressão sobre a ferida
Evitar úlceras de decúbito
Proteger as feridas
Bandagens úmidas compressivas – tratar lesões cortantes profundas
Absorver exsudato e desbridar feridas Proteger a ferida de bactérias do
ambiente
Proteger o ambiente do sangue, exsudato e bactérias da ferida
Imobilizar a ferida e sustentar estruturas ósseas subjacentes
Minimizar o desconforto do paciente
Servir como um veículo para antissépticos e antibióticos
Servir como um indicador de secreções de ferida
Proporcionar uma aparência estética
Os materiais e métodos de bandagem dependem do tipo de lesão, da necessidade de
pressão e imobilização, da necessidade de evitar pressão e da fase de cicatrização. Em
geral, o material de bandagem é composto por três camadas: camada de contato com a
ferida, camada secundária e, finalmente, a camada externa. Caso haja necessidade de
alívio de pressão ou imobilização, o material da tala poderá ainda ser incorporado à
bandagem. A camada de contato é aquela em que o material da bandagem fica, de fato,
adjacente à ferida. A camada secundária ou intermediária é colocada sobre a camada de
contato (primária). Por fim, a camada terciária ou externa recobre a bandagem e fica
exposta ao ambiente.
Feridas Abertas Contaminadas ou Infectadas
Feridas abertas contaminadas ou infectadas geralmente apresentam grande quantidade
de tecido necrosado e material estranho, além de drenarem grande quantidade de
exsudato. A camada de contato utilizada em uma ferida aberta contaminada ou infectada
deve ser composta por compressa de gaze de trama larga sem enchimento de algodão.
Pode-se aplicar uma compressa de gaze seca caso a ferida apresente exsudação mínima,
mas umedecida com solução salina a 0,9% ou de Ringer lactato estéril se ela evidenciar
exsudação altamente viscosa. Pode-se aplicar pomadas tópicas (sulfadiazina de prata,
pomada de clorexidina). A camada intermediária deve ser constituída por material
absorvente e espesso, envolvida por uma camada externa de faixa porosa, como
Elastikon® (Johnson & Johnson Medical, Arlington, Texas) ou Vetrap® (3M, St Paul,
Minnesota). As bandagens deverão ser trocadas pelo menos uma vez ao dia ou com
maior frequência caso haja extravasamento de exsudato pela bandagem.
Para aplicar uma bandagem úmida compressiva, primeiro coloque a camada de contato
sobre a ferida. Em seguida, coloque faixas de fita adesiva (esparadrapo) sobre a pata do
paciente em ambos os lados, se possível, para manter a bandagem no lugar e evitar que
deslize pelo membro. Enrole a camada intermediária sobre a camada de contato e fixe as
pontas das fitas adesivas ao seu redor. Enrole a camada final ou terciária sobre a
bandagem.
Pode-se, ainda, realizar uma bandagem compressiva úmida, cuja função é a de auxiliar
o desbridamento da ferida. A gaze deverá ser trocada quando estiver seca. Tecidos
necrosados e debris que se aderirem à gaze serão removidos juntamente. Além disso, a
bandagem úmida dilui o exsudato da ferida e aumenta sua absorção pela camada de
contato da gaze. Se houver exsudação intensa da ferida, a camada de contato e a camada
intermediária absorverão o exsudato, removendo-o da ferida. Por fim, pode-se aplicar
medicamentos na ferida para promover o desenvolvimento de tecido de granulação
saudável.
Feridas Abertas em Fase de Cicatrização
Cicatrização Inicial
Durante o estágio inicial de cicatrização, observam-se tecido de granulação, algum
exsudato e mínima epitelização. Coloque uma bandagem não aderente com
medicamento antibacteriano (gaze impregnada com vaselina ou nitrofurazona) ou
material absorvente (esponja porosa, hidrogel ou curativo hidrocoloide) em contato com
a ferida para minimizar o dano à camada de tecido de granulação. Em seguida, coloque
uma camada intermediária absorvente, e depois uma camada externa porosa, assim como
anteriormente descrito. O tecido de granulação pode crescer através da malha da gaze ou
aderir às esponjas porosas e ser rompido no momento da remoção da bandagem. Podem
ocorrer hemorragia e rompimento da camada de tecido de granulação.
Cicatrização Final
Em uma fase posterior da cicatrização, o tecido de granulação pode exsudar fluido
sanguinolento e apresentar algum grau de epitelização. Para isso, é necessário utilizar
uma bandagem não aderente. A camada de contato deve ser composta por compressa
não aderente, esponja porosa, hidrogel ou substância hidrocoloide. A camada
intermediária e a camada externa devem conter material absorvente e fita adesiva porosa,
respectivamente. A utilização de compressa não aderente na camada de contato poderá
possibilitar que o exsudato viscoso da ferida não seja bem absorvido, mas isso pode ser
vantajoso e facilitar a epitelização, desde que não haja complicações. É possível ocorrer
infecção, tecido de granulação exuberante ou aderência de material absorvente à ferida,
retardando a cicatrização.
Cicatrização Úmida
A cicatrização úmida é um novo conceito de manejo de ferida, no qual se permite que a
exsudação da ferida fique em contato com a lesão. Na ausência de infecção, uma ferida
úmida cicatriza mais rapidamente e apresenta atividade enzimática como resultado da
desagregação de macrófagos e células polimorfonucleares. Ocorre degradação enzimática
ou “desbridamento autolítico” da ferida. A umidificação das feridas tende a promover
um melhor grau de quimiotaxia aos neutrófilos e macrófagos e fagocitose bacteriana do
que o uso de bandagens úmidas compressivas. Entretanto, uma provável complicação e
desvantagem da cicatrização úmida é o desenvolvimento de colonização bacteriana,
foliculite e traumatismos das margens da ferida que podem ocorrer devido à contínua
umidade do ambiente.
Utilize soluções do tipo surfactantes (Constant-Clens®, Kendall, Mansfield,
Massachussetts) para a limpeza e desbridamento inicial da ferida. Para um
desbridamento enzimático rápido, utilize compressas oclusivas com propriedades
bactericidas para auxiliar na cicatrização da ferida. Em feridas necrosadas úmidas, faça
bandagens com uma compressa pré-umedecida em salina hipertônica (Curasalt®
[Kendall], salina 20%) para limpar e desbridar as feridas. A salina hipertônica desidrata o
tecido necrótico e as bactérias, desbridando a ferida infectada. Remova e troque a
bandagem de salina hipertônica a cada 24 a 48 horas. Em seguida, coloque gaze
impregnada com agentes antibacterianos (Kerliz AMD® [Kendall]) sobre a ferida para
atuar como uma barreira à colonização bacteriana.
Caso a ferida esteja inicialmente seca ou apresente exsudação mínima e não mostre
contaminação evidente ou infecção, aplique gel amorfo de água, glicerina e um polímero
(Curafil® [Kendall]) sobre ela, a fim de promover uma cicatrização úmida e proteolítica.
Interrompa o uso de gel umedecido, como o Curafil®, quando a ferida seca se tornar
úmida.
Por fim, o estágio final da cicatrização úmida ajuda a promover o desenvolvimento de
uma camada de tecido de granulação saudável. Utilize compressas com alginato de cálcio
(Curasorb® ou Curasorb Zn® com zinco [Kendall]) em feridas não infectadas e com uma
quantidade moderada de secreção. O gel de alginato promove o desenvolvimento rápido
da camada de tecido de granulação e epitelização.
Pode-se também colocar compressas porosas em feridas exsudativas após a formação
da camada de tecido de granulação saudável. Troque as compressas porosas em
intervalos de, no mínimo, 4 a 7 dias.
Bandagens com Açúcar
O uso de açúcar granulado vem tornando-se popular para o tratamento de feridas abertas
que estejam contaminadas e/ou infectadas. O açúcar tem propriedades antibacterianas e
auxilia a promover a cicatrização e o desenvolvimento da camada de granulação. As
bandagens com açúcar são uma excelente escolha para cortes ou feridas por avulsão de
pele, queimaduras e úlceras de decúbito, particularmente aquelas infectadas por
Pseudomonasspp., Escherichia coli ou Streptococos spp.
A colocação de bandagens com açúcar é semelhante à da bandagem úmida
compressiva, deve-se lavar inteiramente a ferida com água filtrada ou solução salina
estéril. Em seguida, realize o desbridamento dos tecidos desvitalizados. Na sequência,
coloca-se uma camada espessa (aproximadamente 1 cm de espessura) de açúcar
granulado sobre o leito da ferida, envolvendo-a com gazes estéreis e material de
bandagem algodoada, e finalizando com a camada externa. Inicialmente, as compressas
da ferida devem ser trocadas no mínimo duas vezes ao dia, em seguida uma vez ao dia e,
finalmente, uma vez a cada 1 ou 2 dias à medida que a camada de tecido de granulação se
torne mais saudável. A retirada do açúcar pode ocorrer quando houver a presença de
tecido de granulação saudável.
Feridas Fechadas
Feridas sem Secreção
Nas feridas sem secreção, tal como uma laceração que tenha sido tratada cirurgicamente,
pode-se colocar uma simples bandagem com uma camada de contato não adesiva (p. ex.,
Telfa pad® [Kendall]), uma camada intermediária de material absorvente e uma camada
externa elástica e porosa (Elastikon®, Vetrap®) para evitar contaminação durante a
cicatrização. A almofada não aderente não se fixa à ferida e não causa desconforto ao
paciente. Como geralmente há mínima secreção na ferida, a função da camada
intermediária é mais protetora do que absorvente. Qualquer pequena quantidade será
absorvida pela camada intermediária da bandagem. Em qualquer bandagem, é
importante colocar uma faixa de fita adesiva ou esparadrapo diretamente no membro do
paciente e, depois, circundar essa bandagem para evitar que ela deslize. Coloque
frouxamente as camadas intermediária e externa ao redor do membro, iniciando pela
parte distal e subindo para a parte proximal com uma cobertura de algodão entre elas.
Este método evita a pressão excessiva capaz de prejudicar a drenagem venosa. Sempre
que possível, deixe o terceiro e quarto dígitos do membro pélvico expostos para permitir
exame diário da bandagem e verificar se há obstrução da circulação sanguínea. Caso haja
compressão, os dígitos se tornarão edemaciados e separados. Geralmente, quando
colocadas e mantidas adequadamente (p. ex., a bandagem não fica molhada), essas
bandagens apresentam poucas complicações.
Feridas Abertas
Feridas com Secreção
Em alguns casos, é necessário colocar um dreno de Penrose para permitir a drenagem da
ferida. Pode sair uma quantidade considerável de secreção pelo dreno e tecidos moles
subjacentes. A função da bandagem é auxiliar a diminuir o espaço morto criado pela
própria ferida, absorver o fluido que drena dela e que contaminará o ambiente, mas
também evitar a contaminação da ferida por material do ambiente externo. Quando a
bandagem for removida, o clínico poderá avaliar a quantidade e tipo de material drenado
pela ferida e determinar quando o dreno poderá ser removido.
Quando um dreno é colocado sobre uma ferida com secreção, deve-se utilizar na
camada intermediária da bandagem uma compressa não aderente disponível
comercialmente e colocar diversas camadas de gaze absorvente diretamente sobre o
dreno na sua extremidade distal. Cubra as camadas de gaze com uma camada grossa de
compressa intermediária absorvente para drenar o fluido que sair da ferida. Caso a gaze
e as camadas intermediárias não sejam grossas e absorventes o suficiente, haverá risco
de o fluido drenado atingir a camada externa da bandagem e constituir uma fonte de
contaminação por bactérias oriundas do ambiente externo, contaminando a ferida.
Feridas que Requerem Bandagem Compressiva
Hemorragia Discreta
Algumas feridas, como lacerações, apresentam sangramento ou hemorragia discreta que
requer uma bandagem imediata até que o tratamento definitivo possa ser instituído. Para
criar uma bandagem compressiva, coloque uma compressa não aderente em contato
direto com a ferida, seguida por uma camada grossa de material absorvente, envolvida
por uma camada de material de bandagem elástica, como por exemplo, Elastikon® ou
Vetrap®. Diferente da bandagem para ferida fechada, a camada externa deverá ser
realizada com alguma tensão e até mesmo com pressão ao redor do membro, iniciando
pela extremidade distal (dígitos) e subindo para a parte proximal. A bandagem
compressiva serve para controlar a hemorragia, mas não deve ser deixada por períodos
longos. As bandagens compressivas mantidas por muito tempo podem prejudicar a
função de nervos e ocasionar necrose e perda tecidual. Sendo assim, as bandagens
compressivas devem ser utilizadas apenas no hospital, para avaliação constante do
paciente. Caso haja hemorragia por meio da bandagem, coloque outra camada sobre a
primeira até que a ferida pare de sangrar definitivamente, pois a remoção da primeira
camada romperá qualquer coágulo que tenha sido formado e acarretará hemorragia
adicional.
Imobilização Inicial de Fraturas
As fraturas requerem imobilização imediata para evitar o desconforto do paciente e
traumatismo adicional dos tecidos moles do membro afetado. Assim como em todas as
bandagens, deve-se aplicar uma camada de contato, uma camada intermediária e uma
camada externa. Inicie a bandagem por uma camada de contato adequada ao tipo de
ferida. A camada intermediária deverá ser de material absorvente e grosso, seguida da
camada externa de material poroso e elástico. Por exemplo, em uma fratura exposta distal
de rádio e ulna, pode-se colocar um curativo do tipo Telfa® não aderente. Em seguida,
uma camada grossa de gaze acolchoada por algodão. Finalmente, uma camada de faixa
porosa e elástica protegerá a ferida. Deve-se exercer alguma pressão entre uma camada e
outra da bandagem para que fique fixa no membro. Deixe o terceiro e quarto dígitos do
membro pélvico expostos para que seja possível monitorar alterações da circulação
sanguínea, que podem sugerir que a bandagem está muito apertada e necessita ser
trocada. Caso a bandagem seja utilizada em uma fratura exposta, poderá haver prejuízo
da drenagem e aumento do risco de infecção da ferida. As bandagens colocadas para
imobilização inicial da fratura são temporárias até que seja possível corrigi-las
definitivamente.
Tecido de Granulação Exuberante
As feridas com tecido de granulação exuberante devem ser tratadas com cuidado para
não haver prejuízo do processo de cicatrização, mas sim reduzir a formação exagerada de
tecido que prejudicaria a epitelização. Para fazer uma bandagem em uma ferida com um
tecido de granulação exuberante, coloque uma pomada com corticosteroide, que auxiliará
a controlar o crescimento exuberante do tecido de granulação, e, em seguida, uma
camada de contato não aderente e uma camada de material elástico para aplicar alguma
pressão na ferida. Deixe o terceiro e quarto dígitos expostos para que a circulação possa
ser monitorada diversas vezes ao dia. As bandagens muito apertadas devem ser
removidas imediatamente para evitar danos ao nervos e prejuízo à vascularização,
necrose e perdas teciduais. Como a drenagem da ferida pode estar prejudicada, há risco
de infecção.
Remoção do Espaço Morto
Feridas abertas ou aquelas que apresentam espaços entre a camada de tecido subcutâneo
e fáscia devem receber bandagens compressivas para ajudar a reduzir o espaço morto e
evitar a formação de seroma. Um exemplo de ferida que pode requerer este tipo de
bandagem é aquela resultante da remoção de um lipoma infiltrativo na região lateral ou
ventral do tórax. Seja cuidadoso ao colocar bandagem compressiva ao redor do tórax ou
região cervical, pois bandagens aplicadas de forma muito apertada podem prejudicar a
ventilação. Para colocar uma bandagem compressiva e remover espaço morto, coloque
uma camada de contato não aderente sobre a ferida. Geralmente um dreno é necessário
para absorver qualquer exsudato ou secreção da ferida. Coloque diversas camadas de
material absorvente sobre o local para drenar qualquer secreção adicional. Fixe com
cuidado, mas firmemente, uma camada de material de algodão elástico como a atadura
de crepe sobre oespaço morto, para causar pressão suficiente para controlar a drenagem.
Introduza pelo menos dois dedos entre o tórax do animal e a bandagem para assegurar
que esta não esteja muito apertada. Finalize com uma camada de material elástico como
Vetrap® ou Elastikon®. A bandagem poderá ser realizada após a recuperação pós-
anestésica do animal que seja capaz de se levantar, pois há a tendência de que a
bandagem fique muito apertada quando realizada com o animal que está se recuperando
da anestesia e ainda deitado.
Alívio das Úlceras de Pressão
Diversas feridas requerem uma bandagem que cause alívio da pressão no contato com o
meio externo. Úlceras (escaras) que possam necessitar dessa bandagem para cicatrizar
incluem úlceras de decúbito, úlceras por bandagem compressiva ou engessadas, área
propícia à ulceração (como o íleo ou ísquio de pacientes em decúbito ou caquéticos) e
locais de reparação cirúrgica de áreas ulceradas. Há duas formas básicas de bandagens
de alívio de úlcera de pressão: bandagem modificada em forma de rosca e bandagem em
forma de rosca.
Bandagem Modificada em Forma de Rosca
Uma bandagem modificada em forma de rosca deve ser colocada sobre proeminências
ósseas nos membros, quando há sinais iniciais de pressão (p. ex., hiperemia), para evitar
lesão adicional. Para colocar uma bandagem modificada em forma de rosca, são
necessários os seguintes materiais: atadura gessada, material de revestimento grosso e
adesivo poroso ou fita elástica larga. Este tipo de bandagem se torna compressivo após
duas ou três trocas de bandagem, por isso deverá ser trocado frequentemente.
Para colocar uma bandagem modificada em forma de rosca, siga os seguintes passos
(Fig. 1-1):
FIGURA 1-1 Bandagem modificada em forma de rosca. A, Diversas camadas de atadura gessada são dobradas
juntas formando uma almofada. B, A almofada é dobrada sobre si mesma e é feito um corte no centro. C, O corte
é transformado em um orifício. D, O orifício é colocado sobre a proeminência óssea. (De Swaim SF, Henderson RA:
Small animal wound management, ed 2, Media, Pa, 1997, Williams & Wilkins.)
1. Faça diversas camadas de atadura gessada e dobre-as todas juntas, criando uma
almofada de aproximadamente 8 cm.
2. Dobre a almofada sobre si mesma e faça um corte no centro. Transforme esse corte em
um orifício.
3. Coloque a almofada de atadura de gesso sobre a ferida de forma que o orifício fique
sobre a proeminência óssea.
4. Envolva o material da bandagem sobre a almofada.
5. Coloque faixa elástica sobre o material de revestimento, com sobreposição de fita de
esparadrapo para fixá-lo no local.
6. Outra alternativa seria fixar, por meio de sutura, a pele ao redor das proeminências
ósseas em alguns pontos da citada bandagem, para mantê-la fixa.
Bandagem em Forma de Rosca
Assim como a bandagem modificada em forma de rosca, uma bandagem em forma de
rosca é utilizada sobre as proeminências ósseas para ajudar a evitar a pressão excessiva
sobre a área da parte distal dos membros pélvicos, como os maléolos laterais, quando é
indicado mais acolchoamento do que aquele propiciado pela bandagem modificada em
forma de rosca. Para fazer uma bandagem em forma de rosca, utilize uma toalha de mão
ou um material de bandagem de malha comprida (malha tubular), fita adesiva, gaze de
algodão, material de bandagem elástica ou sutura com fita umbilical. À medida que a
bandagem se tornar compressiva ou suja, troque-a para evitar danos adicionais aos
tecidos subjacentes.
Para criar uma bandagem em forma de rosca, siga os seguintes passos (Figs. 1-2 e 1-3):
FIGURA 1-2 Bandagem em forma de rosca feita com material de malha de bandagem sobre o olécrano.
FIGURA 1-3 O tarso.
1. Enrole uma toalha de mão de forma apertada e passe uma fita ao seu redor para criar
um círculo com um orifício no centro. Alternativamente, pegue uma bandagem de malha
comprida e enrole-a conforme faria com uma meia, criando um círculo acolchoado com
um orifício no centro. Certifique-se de que o orifício central seja grande o suficiente para
ser encaixado ao redor da lesão cirúrgica ou da úlcera.
2. Coloque o orifício sobre a úlcera ou local da ferida cirúrgica.
3. Mantenha o orifício no local com faixas e algodão e, em seguida, bandagem elástica.
Como alternativa, aplique pontos de sutura frouxos na pele adjacente e ao redor da
ferida. Mantenha a rosca no local com fita umbilical fixada pelos pontos de sutura e
recubra a bandagem. Caso seja necessário, a lesão do centro pode ser inspecionada e
tratada através do orifício central.
Feridas que Requerem Imobilização
Talas com Fixador Externo
É necessário utilizar uma tala com fixador externo quando fraturas ou luxações estão
associadas a feridas abertas. Em alguns casos, pode ser difícil fazer uma bandagem sob
as barras do fixador externo de forma que permaneça em contato com a ferida. Para criar
acolchoamento ao redor dos pinos, encaixe almofadas de espumas de borrachas para que
fiquem firmes logo abaixo e ao redor dos pinos. Envolva o fixador externo com camadas
de bandagem para reduzir o risco de contaminação do ferimento por micro-organismos
do ambiente e absorver o fluido que drena da ferida (Figs. 1-4 a 1-6).
FIGURA 1-4 Almofadas de espuma de borracha são colocadas sob os pinos do fixador externo e ao redor deles,
adjacentes à ferida.
FIGURA 1-5 Bandagem de atadura gessada é colocado ao redor do fixador externo para manter a espuma de
borracha e a camada de contato firmes no local.
FIGURA 1-6 O Vetrap® é colocado sobre a camada intermediária para evitar contaminação pelo ambiente
externo.
Talas em Forma de Taça ou Concha
Indica-se uma tala em forma de taça ao se fazer uma bandagem acolchoada para reduzir
a pressão na extremidade do membro e evitar a extensão da extremidade quando o cão ou
gato apoiar a pata. Caso os dígitos estiquem, a extensão do membro poderá retardar ou
prejudicar a cicatrização da ferida. A tala tem a função de manter a pata na posição mais
vertical para que o paciente apoie o peso na ponta dos dígitos e não diretamente no
coxim durante o processo de cicatrização.
Para fazer uma tala em forma de taça ou concha, siga os seguintes passos (Figs. 1-7 a 1-
11):
FIGURA 1-7 Faixas de esparadrapo sobre a pele do membro.
FIGURA 1-8 Camada de algodão absorvente.
FIGURA 1-9 Fixação da fita de esparadrapo sobre a camada intermediária para evitar que a bandagem deslize.
FIGURA 1-10 Coloque a camada de material de gesso da bandagem em forma de concha no local, nos
aspectos cranial e caudal do membro.
FIGURA 1-11 Fixe a bandagem em forma de concha com Kling® e, em seguida, com uma camada de Vetrap®.
1. Coloque uma camada de contato não aderente diretamente sobre a ferida.
2. Coloque fitas de esparadrapo em contato com a pele do cão, para que as pontas sejam
fixadas na camada intermediária, evitando que a bandagem deslize.
3. Posicione uma camada intermediária absorvente bem espessa sobre a camada de
contato para que a bandagem fique bem acolchoada. Puxe as pontas de esparadrapo de
forma que sejam fixadas na camada intermediária.
4. Coloque um pedaço de bandagem previamente enrolado no comprimento adequado,
como aquele utilizado para imobilizar a pata, adjacente à parte posterior do membro, na
altura do carpo ou do tarso. No caso de tala em concha, coloque uma camada de atadura
gessada nos aspectos cranial e caudal da pata, ajustando-a ao local.
5. Pegue uma atadura gessada e embeba-a em água morna após enrolar no comprimento
adequado. Torça a almofada, ajustando-a no aspecto caudal (ou cranial e caudal, no caso
de tala em concha) do membro pélvico e na pata.
6. Fixe o material de gesso no local com uma camada de atadura de algodão elástica do
tipo Kling®.
7. Fixe a bandagem no local com uma camada justa de Elastikon® ou Vetrap®.
Talas Laterais ou Caudais
Talas curtas ou longas feitas de material de gesso podem ser incorporadas a uma
bandagem acolchoada macia para propiciar sustentação extra ao membro acima e abaixo
do local da fratura. Para que uma tala caudal ou lateral sejaeficaz, deve-se incluir, no
mínimo, uma articulação acima do local de fratura para evitar o efeito de apoio do peso e
ruptura ou dano adicional às estruturas de tecido mole subjacentes. Uma tala curta
lateral ou caudal é utilizada em fraturas e luxações distais de metacarpo, metatarso,
carpo e tarso.
Para colocar uma tala curta lateral ou caudal, realize os seguintes passos:
1. Coloque uma camada de contato caso haja uma ferida na área.
2. Coloque fitas de esparadrapo na extremidade distal do membro para posteriormente
serem fixadas à camada intermediária da bandagem e evitar o deslize distal da
bandagem.
3. Coloque camadas de algodão enroladas desde os dígitos até o nível médio da tíbia e
fíbula ou nível médio de rádio e ulna. Coloque tensão uniforme nas camadas com alguma
sobreposição de cada camada consecutiva, da parte distal para a parte proximal do
membro.
4. Fixe a tala curta lateral ou caudal e a ajuste à extremidade distal na altura dos dígitos e
na parte proximal no nível médio da tíbia e fíbula ou médio do rádio e ulna.
5. Fixe a tala lateral ou caudal ao membro com outra camada externa de atadura de
algodão elástico (Kling®).
6. Cubra toda a bandagem e a tala com uma camada externa de Vetrap® ou Elastikon®.
Certifique-se de que o terceiro e o quarto dígitos permaneçam visíveis, permitindo a
avaliação diária da circulação.
Talas longas laterais ou caudais são utilizadas para imobilizar fraturas da tíbia ou
fíbula e rádio ou ulna. As talas são aplicadas de forma semelhante às talas curtas, mas se
estendem às partes mais proximais na altura das regiões axilares e inguinais para
promover imobilização acima do local da fratura.
Talas em Espiga
A tala em espiga é utilizada para imobilizar o úmero e as articulações do cotovelo e
ombro no caso de luxação ou fratura. Para colocar uma tala em espiga, realize os
seguintes passos:
1. Coloque uma camada de contato caso haja presença de alguma ferida.
2. Coloque fitas de esparadrapo na parte distal do membro de forma que as pontas
possam ser fixadas à camada intermediária e evitar o deslizamento distal da bandagem.
3. Enrole camadas de atadura de gaze sobrepondo-as, elevando o membro, da parte distal
para a proximal.
4. Inclua a bandagem da pata em uma camada de bandagem de algodão ao redor do
tórax.
5. Fixe o algodão no local com uma camada firme de material de algodão elástico, como
Kling®. Certifique-se de que a bandagem não esteja muito apertada para não prejudicar a
respiração.
6. Coloque o material da tala no aspecto lateral do membro desde o nível dos dígitos,
envolvendo todo o membro e se estendendo até a parte proximal sobre a escápula e linha
média dorsal.
7. Após enrolar a tala no comprimento e largura adequados, umedeça-a com água morna
para permitir que se ajuste e endureça.
8. Posicione adequadamente a tala e a ajuste à bandagem no corpo do paciente.
9. Fixe a tala no local com outra camada de atadura de algodão elástico tipo Kling®.
10. Enrole toda a bandagem no local com uma camada de material de bandagem externa,
como Elastikon® ou Vetrap®.
 
Leitura Adicional
Mathews KA, Binnington AG: Wound management using sugar, Compend
Contin Educ Pract Vet 24:41–50, 2002.
Piermattei DL, Flo GL: Brinker, Piermattei, and Flo’s handbook of small animal
orthopedics and fracture management, ed 4, St Louis, 2006, Elsevier.
Terapia Com Hemocomponentes
Coleta e Administração
A terapia com hemocomponentes envolve a separação do sangue em componentes
celular e líquido e infusão de componentes específicos de acordo com a necessidade de
cada paciente. A terapia com hemocomponentes é o principal manejo inicial e
continuado em emergências hematológicas e pode propiciar suporte ao paciente
criticamente enfermo até que a causa primária tenha sido controlada. A separação do
sangue em hemácias, plasma, crioprecipitado e produtos ricos em plaquetas permite
uma reposição mais específica dos déficits do animal, diminuindo os riscos a reações
transfusionais e promovendo o uso mais eficiente do doador de sangue. O Quadro 1-4
lista as indicações para transfusão de hemácias, plasma rico em plaquetas, plasma
resfriado ou fresco resfriado e crioprecipitado.
 
Quadro 1-4 Abordagem terapêutica com
hemocomponentes
Reposição de Hemácias
• Hematócrito que diminui rapidamente para menos de 20% no cão e
menos de 12% a 15% no gato
• Perda aguda de mais de 30% do volume sanguíneo (30 mL/kg no cão,
20 mL/kg no gato)
• Sinais clínicos de letargia, colapso, hipotensão, taquicardia, taquipneia
(perda sanguínea aguda ou crônica)
• Hemorragia contínua
• Resposta insatisfatória à administração de cristaloides e coloides
Reposição de Plaquetas
• Hemorragia com risco de morte causada por trombocitopenia ou
trombocitopatia
• Necessidade de intervenção cirúrgica em um paciente com
trombocitopenia ou trombocitopatia grave
Reposição de Plasma
• Hemorragia com risco de morte com atividade diminuída de fatores de
coagulação
• Inflamação grave (pancreatite, síndrome da resposta inflamatória
sistêmica)
• Reposição de antitrombina (coagulação intravascular disseminada,
enteropatia ou nefropatia com perda de proteína)
• Necessidade de cirurgia em um paciente com atividade diminuída de
fatores de coagulação
• Hipoproteinemia grave – para reposição parcial de albumina, globulina e
fatores de coagulação
Tipos Sanguíneos e Antigenicidade
No animal sadio, os receptores de membrana celular na superfície das hemácias servem
ao propósito de autorreconhecimento versus não reconhecimento de substâncias. A
presença ou ausência de diversas cadeias de glicoproteínas e glicolipídios na superfície
da hemácia auxilia na definição dos grupos ou “tipos” sanguíneos dentro de uma mesma
espécie. Em cães, seis principais antígenos eritrocitários caninos de superfície celular
(DEA – dog erythrocyte antigen, 1.1, 1.2, 3, 4, 5 e 7) foram identificados. Cães que são
negativos ao DEA 1.1, 1.2 e 7, mas positivos ao DEA 1.4 são conhecidos como “doadores
universais” e possuem sangue tipo DEA 1.1 negativo. Os cães DEA 1.1 e 1.2 são os
antígenos eritrocitários mais imunogênicos conhecidos na medicina transfusional canina.
A transfusão de sangue DEA 1.1 ou 1.2 positivo para um cão DEA 1.1 e 1.2 negativo pode
resultar em hemólise imediata ou em uma reação de hipersensibilidade do tipo tardia.
Além disso, a viabilidade de células DEA 1.1 e 1.2 positivas em um receptor DEA 1.1 e 1.2
negativo é de curta duração, anulando, por fim, o objetivo de aumentar a oferta de
oxigênio a longo prazo no animal receptor.
Assim como em cães, os grupos sanguíneos felinos são definidos por cadeias
específicas de carboidratos ligados a lipídios (glicolipídios) e proteínas (glicoproteínas)
na superfície eritrocitária. Três tipos sanguíneos (A, B e AB) foram identificados nos
gatos. O tipo A é o tipo sanguíneo mais comum. O tipo B é relativamente incomum e
ocorre em gatos das raças abissínia persa, devon rex e british shorthair, mas pode ser
encontrado também em gatos domésticos de pelo curto e longo. O tipo A é
completamente dominante sobre o tipo B de acordo com a genética mendeliana simples.
O tipo AB é um tipo sanguíneo raro que tem sido pouco encontrado em gatos domésticos
de pelo curto; gatos das raças birman, abissínia, somali, British shorthair e Scottish fold;
e ainda gatos da raça norwegian forest. Diferente dos cães, os gatos possuem anticorpos
naturais contra outros tipos sanguíneos felinos. A presença de autoanticorpos naturais é
de fundamental importância, tornando necessário tipificar o sangue com ou sem reação
cruzada antes de qualquer transfusão em felinos, pois reações transfusionais hemolíticas
podem ser potencialmente fatais, mesmo sem sensibilização ou transfusão sanguínea
prévia. O gato tipo B possui grandes quantidades de anticorpos anti-A, principalmente
da subclasse de imunoglobulinas M (IgM). Ocorrerá destruição do sangue tipo A em um
gato do tipo B após minutos a horas da transfusão, sendo que um volume de até mesmo
1 mL de sangue incompatível poderá causar uma reação fatal. Tipicamente, gatos dotipo
A possuem anticorpos anti-B fracos dos subtipos IgG e IgM. A transfusão do sangue tipo
B em um gato tipo A resultará em uma reação com sinais clínicos leves e redução
acentuada da meia-vida das hemácias para apenas 2 dias. Como gatos do tipo AB
possuem ambos os receptores na superfície celular, eles não apresentam aloanticorpos
naturais; a transfusão de sangue tipo A em um gato tipo AB pode ser realizada com
segurança caso não haja disponibilidade de um doador tipo AB. A meia-vida de hemácias
de uma transfusão espécie-específica em um gato é de, aproximadamente, 33 dias.
Programas de Doadores de Sangue
Cada clínica deve avaliar a relação custo-benefício e a necessidade de hemoderivados e
sua quantidade total na rotina ao decidir qual a melhor opção para atender às
necessidades da equipe, dos proprietários e dos pacientes. Hospitais com casuística
elevada, que requerem grande quantidade de hemoderivados em intervalos regulares,
podem escolher manter uma população de cães e gatos doadores. A manutenção de uma
população confinada de doadores pode ser impraticável em razão dos custos com
alimentação e alojamento dos animais e uso de gaiolas que poderiam ser utilizadas por
outros pacientes. Além disso, os cuidados com os animais – incluindo-se avaliação clínica
frequente, testes sanguíneos (hemograma, perfis bioquímicos e testes para dirofilariose)
e tarefas diárias – são intensamente laboriosos para o veterinário e funcionários. Outras
opções incluem a utilização de animais de funcionários ou de proprietários como
doadores. Esta prática elimina o custo de alojamento dos doadores na clínica e o trabalho
necessário às tarefas diárias. Os animais doadores podem ser utilizados conforme a
necessidade da clínica, ou as coletas para a reposição do estoque de hemoderivados
podem ser agendadas. A última opção, que pode ser mais prática para clínicas com baixa
demanda de hemoderivados, é a compra destes de bancos de sangue comerciais. Os
doadores de sangue devem ser submetidos a exames físicos anuais e testes de triagem
gerais, incluindo-se hemograma, perfil bioquímico sérico e teste sorológico para
dirofilariose oculta. Os doadores caninos ainda devem ser examinados inicialmente para
doença de Lyme, Babesia, febre maculosa das Montanhas Rochosas (Rickettsia rickettsii),
Ehrlichia e Brucella. O ideal é que os cães tenham mais de 27 kg e entre 1 e 8 anos de
idade, apresentem hematócrito (Ht) de pelo menos 40% e nunca tenham recebido
transfusão. Caso necessário, um cão saudável poderá doar, com segurança, 10 a 20 mL/kg
de sangue total a cada 3 ou 4 semanas.
Preferencialmente, os gatos doadores de sangue devem pesar mais que 3,5 kg, ter entre
1 e 8 anos de idade e nunca ter recebido transfusão. Além disso, antes das doações, os
gatos deverão ser submetidos a testes para detecção do vírus da leucemia felina (FeLV –
feline leucemia virus), vírus da imunodeficiência felina (FIV – feline immunodeficiency virus),
Mycoplasma haemofelis e peritonite infecciosa felina (FIP – feline infectious peritonitis) e
devem apresentar um Ht tolerável, de, no mínimo, 30%, embora seja recomendável 35% e
40%.
Coleta e Manipulação do Sangue
Qualquer coleta de sangue deve ser realizada da maneira menos estressante possível
para o animal doador. Deve-se realizar exame físico e determinar o Ht (ou VG – volume
globular) e a proteína total antes de qualquer doação. O sangue pode ser obtido da veia
jugular ou artéria femoral. No entanto, devido ao risco de laceração da artéria femoral
com hemorragia subsequente ou desenvolvimento de síndrome compartimental,
recomenda-se a utilização da veia jugular como o local principal para coleta de sangue
em cães e gatos. Após preparação adequada (tricotomia e antissepsia) da região, coloque
o cão em decúbito lateral, esternal, ou ainda sentado no chão. O sangue poderá ser
coletado em um sistema aberto ou fechado. Os sistemas de coleta fechados são
preferíveis, pois diminuem a probabilidade de contaminação do hemoderivado,
facilitando seu processamento. Pode-se utilizar um sistema aberto como alternativa, caso
o sangue seja transfundido em até 24 horas. Insira uma agulha de calibre 16 na veia
jugular com uma pinça hemostática no tubo de coleta para impedir a entrada de ar. Em
seguida, remova a pinça, deixando o sangue fluir para dentro da bolsa por gravidade. As
bolsas de cães devem ter aproximadamente 450 mL, que correspondem a 450 g na
balança após ser zerada, pois 1 mL pesa aproximadamente 1 g. Embora um volume de
450 mL possa ser obtido de um doador de sangue a cada 21 dias, é preferível que as
doações sejam menos frequentes, a cada 3 meses.
A coleta de sangue em gatos geralmente requer o uso de sedação, a menos que um
acesso venoso seja implantado cirurgicamente. Todos os gatos doadores devem ser
submetidos a exame físico e determinação de Ht e proteína total antes da sedação e
subsequente doação de sangue. Após tricotomia e antissepsia da região de veia jugular,
insira um cateter do tipo borboleta de calibre 19 na veia jugular e aspire o sangue. O
cateter borboleta deverá ser conectado a uma torneira de três vias e uma seringa de
60 mL, contendo 7 mL do anticoagulante CPDA-1 (citrato, fosfato, dextrose e adenina).
Na maioria dos casos, obtém-se um volume total de 53 mL de sangue. O sangue pode ser
transfundido imediatamente ou colocado em uma bolsa de coleta estéril pequena
contendo 0,14 mL de anticoagulante CPDA-1 por mililitro de sangue total. Não se deve
colher mais que 11 a 15 mL/kg de sangue do gato doador em uma mesma sessão
(Quadro 1-5).
 
Quadro 1-5 Materiais necessários para coleta e
processamento de sangue
Cães
Bolsa de coleta de sangue
Clipes seladores
Alicates de ordenha ou tubo a vácuo para coleta de sangue (opcional)
Pinça hemostática
Extrator de plasma
Gatos
Seringa de 60 mL
Torneira de três vias
7 mL de solução de CPDA-1
Cetamina
Diazepam
Processamento e Armazenamento de Hemoderivados
A instituição da terapia com hemocomponentes vem tornando-se cada vez mais rotineira
na medicina e veterinária. A terapia com hemoderivados envolve a separação do sangue
total em seus componentes celular e plasmático e, em seguida, a administração de
derivados específicos em um receptor, baseando-se na necessidade individual de cada
paciente. A preparação de plasma fresco congelado, refrigerado, crioprecipitado e pobre
em crioprecipitado requer o uso de uma centrífuga refrigerada. Atualmente, estão
disponíveis no mercado modelos de chão e bancada, embora o custo e a manutenção
possam inviabilizar a compra.
Após a coleta, retire todo o sangue restante no equipo, selando-o (seladora térmica ou
climpes de alumínio) em seguida. A bolsa deverá ser identificada de forma clara com o
nome do doador, tipo sanguíneo do doador, data da coleta e validade e Ht do doador no
momento da coleta. Caso o sangue não seja utilizado imediatamente ou processado para
obtenção de plasma rico em plaquetas, a bolsa deverá ser refrigerada. A centrifugação da
bolsa a 4.000 a 5.000 rotações por minuto por 5 minutos irá separar as hemácias dos
componentes plasmáticos. O uso de extrator de plasma facilitará o fluxo do plasma para
bolsas-satélite para armazenamento adicional.
O plasma fresco congelado, o crioprecipitado e o plasma pobre em crioprecipitado
devem ser congelados em até 8 horas após a coleta para assegurar a preservação de
fatores de coagulação lábeis, incluindo-se fatores V e VIII e fator de von Willebrand
(FvW). O plasma fresco congelado possui meia-vida de 1 ano após a data da coleta. Antes
de congelar, coloque uma fita elástica ao redor da bolsa para dobrá-la durante o processo
de congelamento. Esta fita elástica é removida após o congelamento da bolsa. Em casos
de queda de energia inadvertida ou que não for notada a dobra na bolsa fornecerá uma
medida de controle de qualidade, indicando a ocorrência de um descongelamento
inadvertido. O descongelamento parcial e a centrifugação diferencial do plasma fresco
refrigerado permitem a preparação de crioprecipitado e plasma pobre em
crioprecipitado.Após 1 ano, ou caso a bolsa de plasma tenha sido preparada depois de 8
horas da coleta, considera-se plasma congelado. O plasma congelado contém todo o tipo
de fatores de coagulação dependentes de vitamina K (II, VII, IX, X), imunoglobulinas e
albumina, mas é relativamente desprovido de fatores de coagulação lábeis. O plasma
congelado possui meia-vida de 5 anos após a data de coleta ou 4 anos após o vencimento
da bolsa de plasma fresco congelado. As hemácias devem ser armazenadas em
temperatura de 1°C a 6 °C imediatamente após a coleta e processamento. As hemácias e
o plasma congelado ainda podem ser preparados na ausência de uma centrífuga
refrigerada por meio de armazenamento da bolsa de sangue total em posição vertical em
temperatura de 1°C a 6 °C em um refrigerador por 12 a 24 horas até que haja separação
das hemácias. O plasma pode ser acondicionado em uma segunda bolsa de estocagem e
congelado, obtendo-se plasma congelado. Devido ao atraso no processamento, este
plasma resultante não apresenta fatores de coagulação lábeis. O plasma fresco
congelado, plasma congelado, crioprecipitado e plasma crioprecipitado devem ser
armazenados em temperatura de até -20° C até o seu uso (Tabela 1-1). Os produtos devem
ser descongelados em água morna até que não se observam mais cristais. Nenhum
derivado de plasma deve ser aquecido a mais de 37° C, pois pode haver desnaturação
proteica.
Tabela 1-1
Armazenamento de Hemoderivados
ACD, Ácido citrato dextrose; SA-1, solução aditiva; CPDA-1, citrato fosfato dextrose adenina; VPT, viabilidade pós-
transfusão; FvW, fator de von Willebrand; ST, sangue total.
Teste de Reação Cruzada
Antes da administração de hemoderivados, verifique o tipo sanguíneo dos doadores e
dos receptores e realize um teste de reação cruzada de acordo com a disponibilidade de
tempo. No mínimo, deve-se realizar a tipagem sanguínea antes da transfusão. Cartões de
tipagem sanguínea rápida estão disponíveis para o uso em cães e gatos Rapid Vet-H®,
apesar de apresentarem problemas e da impossibilidade de utilização em animais com
autoaglutinação. Contudo, já existem no mercado métodos confiáveis que podem ser
utilizados em animais com autoaglutinação, como Plasvacc USA®, Templeton, California.
Um teste de reação cruzada simula a resposta in vitro do receptor ao plasma e
antígenos eritrocitários do doador. O teste de reação cruzada é realizado para diminuir o
risco de reações transfusionais em pacientes que foram previamente sensibilizados ou
que apresentem aloanticorpos naturais, ou ainda no caso de isoeritrólise neonatal. Outra
indicação para realização do teste de reação cruzada inclui a diminuição do risco de
sensibilização do paciente caso sejam necessárias outras transfusões. A reação cruzada
pode ser classificada como maior e menor. A reação cruzada maior mistura as hemácias
do doador com o plasma do receptor e, assim, testa se o receptor possui anticorpos
contra as hemácias do doador. Uma reação cruzada menor mistura o plasma do doador
com as hemácias do receptor, testando a ocorrência pouco provável de que o soro do
doador contenha anticorpos direcionados contra as hemácias do receptor. O Quadro 1-6
fornece uma descrição passo a passo mais completa dos testes de reação cruzada maior e
menor. Os testes de reação cruzada não avaliam outras causas de reações transfusionais
de hipersensibilidade imediata, incluindo leucócitos e plaquetas.
 
Quadro 1-6 Protocolo para realização de reação
cruzada maior e menor
Materiais Necessários
Solução fisiológica a 0,9% em almotolia
Tubos de teste de 3 mL
Pipetas de Pasteur
Centrífuga
Lâmpada de visualização de aglutinação
Passos
1. Identifique os tubos de teste da seguinte forma:
CR: Controle do receptor
HR: Hemácias do receptor
PR: Plasma do receptor
SD: Sangue total do doador*
CD: Controle do doador*
SR: Sangue total do receptor*
PD: Plasma do doador*
Ma: Reação cruzada maior*
Me: Reação cruzada menor*
2. Para realização do teste de reação cruzada, obtenha uma amostra de
sangue refrigerada do banco de sangue para cada doador a ser testado ou
utilize o sangue do doador contido em um tubo com EDTA. Certifique-se de
que os tubos estejam corretamente identificados.
3. Colete 2 mL de sangue do receptor e coloque em um tubo com EDTA.
Centrifugue o sangue por 5 minutos.
4. Extraia o sangue do tubo do doador. Centrifugue o sangue por 5 minutos.
Utilize uma pipeta diferente para cada transferência, pois pode haver
contaminação cruzada.
5. Pipete o plasma do doador e as células do receptor e coloque em tubos
identificados PD e PR, respectivamente.
6. Coloque 125 mcL de células do doador e do receptor em tubos
identificados SD e HR, respectivamente.
7. Adicione 2,5 mL de solução de cloreto de sódio a 0,9% da almotolia em
cada tubo de hemácias, utilizando um pouco de pressão para promover a
mistura das células.
8. Centrifugue a suspensão de hemácias por 2 minutos.
9. Descarte o sobrenadante e ressuspenda as hemácias com cloreto de sódio
a 0,9% dos tubos de lavagem.
10. Repita os passos 8 e 9 até um total de três lavagens.
11. Coloque duas gotas da suspensão de hemácias do
doador e duas gotas do plasma do receptor em um
tubo identificado Ma (esta é a reação cruzada maior).
12. Coloque duas gotas do plasma do doador e duas
gotas da suspensão de hemácias do receptor em um
tubo identificado Me (esta é a reação cruzada menor).
13. Prepare tubos-controle colocando duas gotas do
plasma do doador com duas gotas da suspensão de
hemácias do doador (este é o controle do doador); e
coloque duas gotas do plasma do receptor com duas
gotas da suspensão de hemácias do receptor (este é o
controle do receptor).
14. Incube as reações maior e menor e os tubos-controle
à temperatura ambiente por 15 minutos.
15. Centrifugue todos os tubos por 1 minuto.
16. Leia os tubos utilizando o visualizador de
aglutinação.
17. Procure por aglutinação e/ou hemólise.
18. Classifique a aglutinação de acordo com a seguinte
escala de classificação:
4 + :Um agregado sólido de células
3 + :Diversos agregados grandes de células
2 + :Agregações celulares de tamanho médio com um
fundo claro
1 + :Hemólise, sem agregação celular
NEG: Negativo para hemólise; negativo para
aglutinação de hemácias
EDTA, ácido etilenodiaminotetracético.
*Indica que deve ser realizado para cada doador a ser testado.
Indicações para a Terapia Transfusional
Há diversas indicações para a realização de transfusões de sangue total e de
hemoderivados. Avalie cuidadosamente o paciente que possa necessitar de uma
transfusão, bem como o tipo de terapia transfusional adequado a ele. Uma vez decidido
qual hemoderivado necessita ser transfundido, calcule o volume a ser administrado.
Tenha cuidado ao administrar grandes volumes em pacientes pequenos ou naqueles com
insuficiência cardíaca, pois há risco de ocorrência de sobrecarga de volume. Havendo a
necessidade de hemácias, deve-se realizar, no mínimo, uma tipagem sanguínea antes da
administração do sangue de tipo específico. O melhor método é a realização de reação
cruzada para cada bolsa administrada para reduzir o risco de reação transfusional ou
sensibilização do paciente a antígenos eritrocitários exógenos. Em pacientes com
hemorragia grave, quando não há tempo suficiente nem mesmo para realizar um teste de
tipagem sanguínea, pode-se administrar o sangue de um doador universal (DEA 1.1, 1.2 e
1.7 negativos).
Um conceito equívoco frequente é o de que se deve administrar sangue total ou
concentrado de hemácias quando o Ht do paciente diminui para determinado valor. Não
existe um número absoluto de “gatilho transfusional”, realize a transfusão sempre que
um paciente apresentar sinais clínicos de anemia, incluindo letargia, anorexia, fraqueza,
taquicardia e/ou taquipneia (Tabela 1-2). As indicações para transfusão de sangue total
fresco incluem desordens de hemostasia e coagulopatias, como coagulação intravascular
disseminada (CID), doença de von Willebrand e hemofilia. Sangue total fresco e plasma
rico em plaquetas também podem ser administrados em casos de trombocitopeniaou
trombocitopatia graves. Sangue total e concentrado de hemácias podem ser
administrados em pacientes com anemia. Indica-se uma transfusão caso o Ht diminua
para menos de 10% ou caso uma hemorragia aguda diminua o Ht para menos de 20% no
cão ou menos de 12 a 15% no gato. Considere a administração do plasma fresco
congelado ou crioprecipitado em casos de coagulopatia, inclusive na doença de von
Willebrand, intoxicação por rodenticidas com depleção ativa de fatores de coagulação
dependentes de vitamina K e hemofilia ou, ainda, em casos de hipoproteinemia grave
com concentrações de albumina inferior a 2 g/dL. O plasma congelado também será
adequado em casos de hipoproteinemia grave, intoxicação por componentes similares à
varfarina e deficiência de fator IX (hemofilia B).
Tabela 1-2
Indicações para Administração de Hemoderivados
Hemoderivados Indicações
Sangue fresco total Coagulopatia com hemorragia ativa (CID, trombocitopenia; hemorragia aguda intensa; indisponibilidade de sangue armazenado)
Sangue total armazenado Hemorragia aguda intensa ou contínua; choque hipovolêmico causado por hemorragia não responsiva à f luidoterapia convencional com
cristaloide e coloide; indisponibilidade de equipamento necessário para preparar os hemoderivados
Concentrado de hemácias Anemia não regenerativa; anemia hemolítica imunomediada; correção da anemia antes da cirurgia; perda sanguínea aguda ou crônica
Plasma fresco congelado Depleção do fator de coagulação associada à hemorragia ativa (congênita – fator de von Willebrand, hemofilia A, hemofilia B; adquirida
– antagonista de vitamina K, intoxicação por rodenticidas, CID); hipoproteinemia aguda ou crônica (queimaduras, feridas exsudativas,
efusão cavitárias; perda hepática, renal ou gastrointestinal); substituição de colostro em neonatos
Plasma congelado (contém
fatores de coagulação
estáveis)
Perda aguda de plasma ou proteína; hipoproteinemia crônica; substituição de colostro em neonatos; hemofilia B e deficiência de
determinados fatores de coagulação
Plasma rico em plaquetas* Trombocitopenia com hemorragia ativa (trombocitopenia imunomediada, CID); função plaquetária anormal (congênita – trombastenia em
bassethounds; adquirida – AINEs, outros fármacos)
Crioprecipitado
(concentração de fator VIII,
fator de von Willebrand e
fibrinogênio)
Deficiências congênitas de fatores de coagulação (rotina ou antes da cirurgia); hemofilia A, hemofilia B, doença de von Willebrand,
hipofibrinogenemia; deficiências adquiridas de fatores de coagulação
CID, Coagulação intravascular disseminada; AINEs, anti-inflamatórios não esteroidais.
*Deve ser comprado por questões logísticas, pois não se consegue obter sangue suficiente simultaneamente para fornecer
uma quantidade satisfatória de plaquetas; plaquetas transfundidas possuem uma meia-vida muito curta (< 2 horas).
Considerações para Administração Terapêutica de Hemocomponentes
Ao se considerar o tipo de hemoderivado necessário para transfusão, deve-se responder
uma série de questões para reduzir o risco de reação transfusional e de rejeição ou
destruição do derivado que tenha sido transfundido. Primeiramente, é essencial o
conhecimento do tipo sanguíneo do paciente. Sempre que possível, deve-se administrar
hemácias do tipo sanguíneo específico. Caso um animal já tenha recebido transfusão
anteriormente, o risco de reação transfusional ou rejeição aumenta devido à produção de
anticorpos contra cadeias de glicoproteína da superfície das hemácias. Se o animal já
tiver recebido uma transfusão, deve-se realizar o teste de reação cruzada do sangue do
paciente (hemácias e plasma) com o sangue do doador (hemácias e plasma) para se
certificar de que não há incompatibilidade. Em cães, caso não haja disponibilidade para
realização de tipagem sanguínea e teste de reação cruzada, ou se a situação de
emergência requerer a realização de transfusão antes que a tipagem sanguínea e reação
cruzada possam ser realizados, deve-se administrar o sangue de um doador universal
(p. ex., DEA 1.1, 1.2 e 1.7 negativos) sempre que possível. Como não há doador universal
para o gato, e pelo fato de apresentarem aloanticorpos naturais, deve-se realizar a
tipagem sanguínea e a reação cruzada antes de qualquer transfusão.
Transfusão de Hemoderivados
A Tabela 1-3 indica a dose do hemoderivados e as taxas de administração.
Tabela 1-3
Dose e Taxas de Infusão de Hemoderivados
TCA; Tempo de coagulação ativada; TTPA; tempo de tromboplastina parcial ativada; TP; tempo de protrombina.
Transfusão de Hemácias
As hemácias devem ser aquecidas lentamente a 37 °C antes de sua administração.
Aquecedores de bolsa de sangue estão disponíveis para uso na medicina veterinária,
proporcionando transfusão rápida sem reduzir a temperatura corporal do paciente. Os
derivados de hemácias e plasma devem ser administrados utilizando-se equipos próprios
para transfusão de sangue contendo um filtro interno de 170 µm para retenção de
partículas. Equipos com filtros menores também podem ser utilizados quando o volume
a ser administrado for muito pequeno. Sempre que possível, os hemoderivados devem
ser administrados ao longo de 4 horas, de acordo com as recomendações da American
Association of Blood Banks.
O volume de hemocomponentes necessário para atingir o aumento específico do Ht do
paciente depende muito se a transfusão for de sangue total ou de concentrado de
hemácias, e, ainda, se houver hemorragia contínua ou destruição eritrocitária. Pelo fato
de o Ht do concentrado de hemácias ser geralmente elevado (80% para o sangue de cães
greyhound), é necessário um volume total menor quando comparado ao volume utilizado
de sangue total para atingir um aumento semelhante no Ht do paciente. Em geral, 10 mL
de concentrado de hemácias/kg ou 20 mL de sangue total/kg aumentam em 10% o VG do
paciente. A “Regra do Um” estabelece que 1 mL por 1 lb (453,6 g) de sangue total
aumentará o Ht em 1%. Caso o Ht do paciente não aumente como previsto, deve-se
considerar a ocorrência de hemorragia ou destruição contínua de hemácias. A meta da
transfusão de hemácias é aumentar o Ht para 25% a 30% em cães e 15% a 20% em gatos.
Se um animal estiver hipovolêmico e o sangue total for administrado, o fluido será
redistribuído para o compartimento extravascular em 24 horas após a transfusão. Isso
resultará em um aumento secundário do Ht após 24 horas da transfusão, somado ao
aumento inicial 1 a 2 horas após o término da transfusão de hemácias.
Uso de Plasma Fresco Congelado
O volume de plasma a ser transfundido depende muito da necessidade do paciente. Em
geral, a transfusão de plasma não deve exceder 22 mL/kg durante um período de 24 horas
em animais normovolêmicos. Descongele o plasma à temperatura ambiente ou coloque-o
em uma embalagem plástica do tipo Ziploc® e sob água fria (não morna) até descongelar.
Em seguida, administre o plasma por meio de equipo específico para transfusão
sanguínea com filtro interno ou de um equipo de gotejamento-padrão com um filtro
externo para transfusão sanguínea. A velocidade média de infusão de plasma em um
paciente normovolêmico não deve exceder 22 mL/kg/h. Em situações de necessidade
extrema, o plasma pode ser administrado na taxa de até 5 a 6 mL/kg/min. Em pacientes
com insuficiência cardíaca ou outros problemas circulatórios, a taxa de infusão de plasma
não deve exceder 5 mL/kg/hora. O plasma ou outros hemoderivados não devem ser
misturados ou utilizados na mesma linha de infusão de fluidos contendo cálcio,
incluindo solução de Ringer lactato, cloreto de cálcio ou gluconato de cálcio. O fluido
mais seguro para ser misturado a qualquer hemoderivado é o cloreto de sódio a 0,9%.
Administre plasma fresco congelado, plasma congelado e crioprecipitado em volume
de 10 mL/kg até que se controle o sangramento ou que se elimine a causa da perda
contínua de albumina. O objetivo da terapia de transfusão de plasma é aumentar a
albumina até um mínimo de 2 g/dL, ou até o sangramento cessar, como nos casos de
coagulopatias. Monitore o paciente para confirmar o controle