FUNDAMENTOS DE LABORATORIO 1

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Noções de Biossegurança laboratorial 
 
1. Conceito de biossegurança 
 A biossegurança é um conjunto de medidas necessárias para a manipulação 
adequada de agentes biológicos, químicos, genéticos, físicos (elementos 
radioativos, eletricidade, equipamentos quentes ou de pressão, instrumentos de 
corte ou pontiagudos, vidrarias) dentre outros, para prevenir a ocorrência de 
acidentes e conseqüentemente reduzir os riscos inerentes às atividades 
desenvolvidas, bem como proteger a comunidade e o ambiente e os experimentos. 
2. Equipamentos de proteção individual 
São quaisquer meios ou dispositivos destinados a ser utilizados por uma 
pessoa contra possíveis riscos ameaçadores da sua saúde ou segurança durante o 
exercício de uma determinada atividade. 
3. Tipos de EPI’s utilizados no laboratório clínico 
Luvas: As luvas protegem de sujidade grosseira. Elas devem ser usadas em 
procedimentos que envolvam sangue, fluidos corporais, secreções, excreções 
(exceto suor), membranas mucosas, pele não íntegra e durante a manipulação de 
artigos contaminados. As luvas devem ser trocadas após contato com material 
biológico, entre as tarefas e procedimentos num mesmo paciente, pois podem 
conter uma alta concentração de microrganismos. Remova as luvas logo após usá-
las, antes de tocar em artigos e superfícies sem material biológico e antes de 
atender outro paciente, evitando a dispersão de microrganismos ou material 
biológico aderido nas luvas. Lave as mãos imediatamente após a retirada das luvas 
para evitar a transferência de microrganismos a outros pacientes e materiais, pois 
há repasse de germes para as mãos mesmo com o uso de luvas. 
Luvas de procedimento: São de látex, não estéreis, protegem o manipulador. 
Luvas domésticas: São de borracha e indicadas para limpeza de materiais e de 
ambiente 
http://pt.wikipedia.org/wiki/Risco
http://pt.wikipedia.org/wiki/Saúde
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Luvas estéreis: São utilizadas para procedimentos invasivos e assépticos (evitar a 
contaminação por microrganismos), protegem o operador e o paciente. 
Máscaras: Servem para proteger a mucosa do nariz e da boca contra respingos 
gerada por espirro, fala ou tosse de pacientes ou durante a realização de 
procedimentos laboratoriais. São de uso único, devem ser trocadas quando úmidas 
ou submetidas a respingos visíveis. 
Óculos: Protegem a mucosa dos olhos contra respingos, aerossóis e da irritação 
provocada por substancias voláteis (álcool, acetona, reagentes). São reutilizáveis, 
feito de material plástico. 
Gorro: É utilizado para proteger as amostras de contaminação, para não cair fios 
de cabelo na amostra, para impedir a impregnação de algum odor nos cabelos. 
Também são úteis durante a realização de procedimentos nos quais são 
produzidos aerossóis, projeção de partículas e proteção dos pacientes durante 
procedimentos cirúrgicos. São descartáveis. 
Protetor facial: É utilizado no lugar dos óculos e da máscara, protege toda a face. 
É utilzado em procedimentos onde há a produção de muitos aerossóis e de 
partículas solidas, de faíscas, etc. 
Avental ou jaleco: O avental (limpo, não estéril) serve para proteger a pele e 
prevenir sujidade na roupa durante procedimentos que tenham probabilidade de 
gerar respingos ou contato de sangue, fluidos corporais, secreções ou excreções. O 
avental será selecionado de acordo com a atividade e quantidade de fluido 
encontrado (plástico ou tecido). O avental de plástico está indicado para lavagem 
de materiais em áreas de expurgo. O avental sujo será removido após o descarte 
das luvas e as mãos devem ser lavadas para evitar a transferência de 
microrganismos para outros pacientes ou ambientes. 
Calçados: fechados e impermeáveis, para impedir a penetração de sujidade ou de 
amostras derramadas no chão, vidros quebrados, etc. 
4. Equipamentos de proteção coletiva 
São utilizados na proteção coletiva de trabalhadores expostos ao risco 
4.1Tipos de EPC’s 
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Dispositivos de pipetagem – Nunca usar a boca para pipetar, porque além do 
risco de aspiração, torna mais fácil a inalação de aerossóis. Utilizar um dos vários 
tipos de bulbos, pêra ou pipetadores. 
 
Extintores de incêndios: equipamento que combate o fogo é colocado no corredor 
do laboratório. 
Lava olhos: tem o objetivo de livrar os olhos de contaminantes 
Chuveiro de segurança: são aqueles especificamente projetados para fornecer 
um fluxo de água abundante e de baixa pressão, suficiente para remover do corpo 
humano qualquer tipo de contaminante ou calor, sem causar agravamento de 
possíveis lesões. 
Saída de emergência: facilitar o acesso para fora do laboratório no caso de 
incêndios ou acidente com gazes explosivos ou tóxicos. 
Capelas biológicas: Equipamento imprescindível onde se manuseia produtos 
químicos ou particulados, amostras biológicas que podem apresentar 
microorganismos infectantes. As capelas ajudam a proteger o operador, a amostra 
e o meio ambiente, pois possuem filtros que purificam o ar que é lançado para o 
interior ou para fora do laboratório. 
Descartes para materiais perfurocortantes: devem ter paredes firmes e rígidas, 
geralmente são feitos de papelão, com revestimento interno que não permita 
vazamento ou perfurações. Após o uso, são recolhidos e devem ser incinerados 
para destruir os matériais contaminantes. 
5. Cuidados com materiais perfuro-cortantes: 
Os matérias perfurocortantes são seringas, agulha escalpes, ampolas, vidros 
de um modo em geral ou, qualquer material pontiagudo ou que contenham fios de 
corte capazes de causar perfurações ou cortes. 
Recomendações especificas devem ser seguidas durante a realização de 
procedimentos que envolvam a manipulação de material perfurocortante. 
a) Máxima atenção durante a realização dos procedimentos; 
b) Jamais utilizar os dedos como anteparo durante a realização de procedimentos 
que envolvam materiais perfurocortantes; 
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c) As agulhas não devem ser reencapadas, entortadas, quebradas ou retiradas da 
seringa com as mãos; 
d) Não utilizar agulhas para fixar papéis; 
e) Todo material perfuro-cortante (agulhas, seringas, scalp, laminas de bisturi, 
 
vidrarias, entre outros), mesmo que esterilizados, devem ser desprezados em 
recipientes resistentes à perfuração e com tampa; 
f) Os recipientes específicos para descarte de materiais não devem ser preenchidos 
acima do limite de 2/3 de sua capacidade total e devem ser colocados sempre 
próximos do local onde é realizado o procedimento. 
 
Figura 1 chuveiro de segurança e lava-olhos 
 
As Boas Práticas de Laboratório exigem que se respeitem as seguintes diretrizes 
básicas ao utilizar os laboratórios da área da Saúde: 
 
1. Utilizar proteção apropriada para os olhos quando necessário. 
2. Usar outros equipamentos de proteção conforme for necessário. 
3. Não usar cabelo solto, quando for longo. 
4. Jamais pipetar com a boca solventes ou reagentes voláteis, tóxicos ou que 
apresentem qualquer risco para a segurança. Usar sempre um pipetador. 
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5. Evitar a exposição a gases, vapores e aerossóis. Utilizar sempre uma capela 
ou fluxo para manusear estes materiais. 
6. Lavar as mãos ao final dos procedimentos de laboratório e remover todo o 
equipamento de proteção incluindo luvas e aventais. 
7. Nunca consumir alimentos e bebidas no laboratório. A separação de 
alimentos e bebidas dos locais contendo materiais tóxicos, de risco ou 
potencialmente contaminados pode minimizar os riscos de ingestão acidental 
desses materiais. Consumir alimentos e bebidas apenas nas áreas 
designadas para esta finalidade. 
8.Não guardar alimentos e utensílios utilizados para a alimentação nos 
laboratórios onde se manuseiam materiais tóxicos e perigosos. 
9. Não utilizar os fornos de micro-ondas ou as estufas dos laboratórios para 
aquecer alimentos. 
10. A colocação ou retirada de lentes de contato, a aplicação de cosméticos 
ou escovar os dentes no laboratório pode transferir material de risco para os 
olhos ou boca. Estes procedimentos devem ser realizados fora do laboratório 
com as mãos limpas. 
11. Aventais e luvas utilizados no laboratório que possam estar 
contaminados com materiais tóxicos ou patogênicos não devem ser utilizados 
nas áreas de café, salas de aula ou salas de reuniões. 
12. Antes de sair do laboratório, lavar sempre as mãos para minimizar os 
riscos de contaminações pessoais e em outras áreas. 
13. No laboratório sempre devem existir locais para a lavagem das mãos 
com sabonete ou detergente apropriado e toalhas de papel descartáveis. 
14. Limpeza da Bancada de Trabalho 
a) Deve ser feita com álcool a 70% no início e no término das atividades ou 
sempre que houver necessidade; 
b) Quando houver derramamento de material biológico, limpar imediatamente 
com solução de hipoclorito a 2% em preparação diária. 
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Procedimentos para controle de microorganismos no laboratório 
Conceitos 
Limpeza: Consiste na remoção da sujidade da superfície de artigos e 
equipamentos, através da ação mecânica utilizando água e detergente, com 
posterior enxágüe e secagem. A grande carga microbiana está concentrada na 
matéria orgânica, que conseqüentemente, será removida de uma superfície durante 
a remoção da sujidade. A limpeza deve ser sempre realizada como primeira etapa 
de desinfecção ou esterilização, pois vai garantir a qualidade destes processos. O 
material orgânico aderido abriga os micróbios. Ao realizarmos a limpeza de artigos 
estamos expostos à fluidos contaminados e produtos químicos, sendo 
imprescindível a utilização de equipamentos de proteção como óculos, máscara 
cirúrgica, avental plástico, braçadeiras plásticas e luvas de borracha. 
 Produtos utilizados para limpeza 
 Detergente liquido e neutro 
Modo de uso em superfícies: aplicar puro em um pano úmido ou escova, ou diluído 
em água (solução detergente). Aplicar pano umedecido em água para o enxágüe. 
Desinfecção: É o processo de destruição de microrganismos como bactérias na 
forma vegetativa (não esporulada), fungos, vírus e protozoários. Este processo não 
destrói esporos bacterianos. 
 Produtos utilizados: 
• Cloro e compostos clorados: o composto clorado de uso mais comum é o 
hipoclorito de sódio. 
Por ser volátil, sua troca é indicada a cada 24 horas. A concentração recomendada 
é de 1% em dez minutos de contato ou 0,5% com trinta minutos de contato para 
desinfecção de nível médio. 
Modo de uso: a solução deve ser solicitada na concentração indicada. Se for usado 
alvejante comercial, considerar a concentração de 2% e preparar a solução com 
uma parte de alvejante e igual parte de água para obter 1% ou uma parte de 
alvejante para três de água obtendo 0,5%. 
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• Álcool 70%: fechar o frasco imediatamente após o uso para evitar a volatização. 
Modo de uso: 
Em imersão: colocar em recipiente plástico com tampa. Por ser volátil, sua troca é 
indicada a cada 24 horas. Seu tempo de contato mínimo é de 10 minutos. Deixar 
escorrer e secar espontaneamente dispensa o enxágüe. Indicado para artigos 
metálicos como pinças, estantes de laminas, tesouras e materiais de odontologia. 
Não é indicado para materiais de borracha, látex, silicone e acrílico pela sua 
possibilidade de ressecar e opacificar estes materiais. 
Em superfícies: aplicá-lo diretamente com compressas, friccionando até sua 
evaporação repetindo por mais duas vezes. A superfície deve estar limpa e seca, 
pois é inativado na presença de matéria orgânica. Indicado para equipamentos 
como refletores de luz, mesas ginecológicas, mobiliário de atendimento direto ao 
paciente. 
Esterilização por processos físicos 
A esterilização por processos físicos pode ser através de calor úmido, calor seco ou 
radiação. A esterilização por radiação tem sido utilizada em nível industrial, para 
artigos médicos-hospitalares. Ela permite uma esterilização a baixa temperatura, 
mas é um método de alto custo. Para materiais que resistam a altas temperaturas a 
esterilização por calor é o método de escolha, pois não forma produtos tóxicos, é 
seguro e de baixo custo. 
• Esterilização por Calor Úmido: o equipamento utilizado é autoclave. É o método 
de 1ª escolha tratando-se de esterilização por calor. Esta preferência se justifica por 
preservar a estrutura dos instrumentos metálicos e de corte, por permitir a 
esterilização de tecidos, vidros e líquidos, desde que observados diferentes tempos 
de exposição e invólucros. O mecanismo de ação biocida é feito pela transferência 
do calor latente do vapor para os artigos, e este calor age coagulando proteínas 
celulares e inativando os microrganismos. Os artigos termossensíveis não devem 
sofrer autoclavagem, pois a temperatura mínima do processo é de 121º C, bem 
como os óleos que não permitem a penetração do vapor. 
Etapas para processamento: 
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Invólucros: após limpeza, secagem e separação, os artigos deverão ser 
acondicionados para serem submetidos ao ciclo de esterilização. Os instrumentos 
articulados, tipo tesoura, porta-agulha, devem ser embalados abertos no interior do 
pacote. Como invólucros para este processo, existem: papel grau cirúrgico, filme 
plástico de polipropileno, algodão cru duplo com 56 fios, papel crepado, caixas 
metálicas forradas internamente com campos simples e com orifícios para permitir a 
entrada do vapor. 
Os invólucros deverão ser identificados quanto ao conteúdo, e todos deverão ter 
escrito a data de validade da esterilização. Todas as embalagens deverão portar 
um pedaço de fita de indicação química externa para diferenciar e certificar que os 
pacotes passaram pelo processo. 
Os invólucros de papel crepado, papel kraft ou tecido deverão obedecer a um 
método de dobradura para possibilitar abertura asséptica do pacote. 
Colocação da carga na autoclave: os artigos embalados em papel, dos diferentes 
tipos, e artigos embalados em tecido não podem ter contato entre si, pois retém 
umidade. Se tiverem de ser colocados na mesma carga, devem ser colocados em 
prateleiras diferentes da autoclave. Quanto a posição na prateleira, os invólucros 
devem ficar dispostos no sentido vertical, e nunca camada sobre camada na 
mesma prateleira, para permitir a exaustão do ar e a circulação do vapor no interior 
de cada pacote. As cargas de tecidos (gazes e campos) devem ser processados 
em cargas diferentes dos metais, caso contrário os têxteis devem ficar na prateleira 
superior para facilitar a penetração do calor. Os pacotes não podem encostar nas 
paredes internas da câmara, assim como a carga não pode ultrapassar 70% da 
capacidade interna. A fita indicadora química de processo deverá ser colocada em 
todos os pacotes ou caixas em local visível, em pequenos pedaços 
Estocagem e validade do material esterilizado: para papel Kraft a durabilidade do 
processo é de 7 dias de estocagem. 
Esterilização por Calor Seco: o equipamento utilizado é o Forno de Pasteur, 
usualmente conhecido como estufa. A esterilização é gerada através do 
aquecimento e irradiação do calor, que é menos penetrante e uniforme que o calor 
úmido. Desta forma requer um tempo de exposição mais prolongado e maiores 
temperaturas, sendo inadequado para tecidos, plásticos, borrachas e papel. Este 
processo é mais indicado para vidros, metais, pós (talco), ceras e líquidos não 
aquosos ( vaselina, parafina e bases de pomadas). 
 
 
 
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Etapas para processamento 
Invólucros: após limpeza, secagem e separação,os artigos deverão ser 
acondicionados para serem submetidos ao ciclo de esterilização. Os instrumentos 
articulados, tipo tesoura, porta-agulha, devem ser acondicionados abertos no 
interior da caixa metálica. Como invólucros para este processo, existem: caixas 
metálicas, vidros temperados (tubo de ensaio, placas de Petri) e lâminas de papel 
alumínio. Utilizando-se caixas metálicas, estas devem ser fechadas com tampa. Os 
artigos contidos no interior das caixas devem ter um limite de volume que 
proporcione a circulação do calor. Preferentemente as caixas devem conter kits de 
instrumentos a serem usados integralmente em cada procedimento. Se utilizadas 
caixas maiores, contendo grande volume de artigos, recomenda-se envolver cada 
instrumento ou kits em papel alumínio para reduzir a possibilidade de contaminação 
na retirada dos instrumentos. Neste momento deve-se ter o cuidado de evitar o 
rompimento do papel alumínio. Os pós e líquidos devem ser colocados em vidros 
fechados com alumínio. Todos os invólucros deverão conter um pedaço de fita 
indicadora química do processo de esterilização, bem como a indicação de validade 
e o nome do kit ou instrumento. 
Colocação da carga na estufa: os principais pontos a observar são a não 
sobrecarga de materiais, deixando espaço suficiente entre eles para haver uma 
adequada circulação de calor. Não é permitido o empilhamento de caixas em cada 
prateleira da estufa. 
 
Controle de qualidade no laboratório clínico 
O resultado de um exame laboratorial confiável e de qualidade depende do preparo 
do paciente, da colheita do material e do manuseio e armazenamento da amostra 
colhida. 
O controle de qualidade é o conjunto de atividades planejadas e sistemáticas do 
laboratório para garantir que os seus serviços atendam ao requisito de qualidade. 
A garantia de qualidade engloba os processos pré-analíticos, analíticos e pós-
analíticos. Portanto, o seu objetivo é assegurar resultados laboratoriais corretos que 
satisfaçam as necessidades do cliente ou paciente. 
Para se obter a qualidade nos exames realizados, é preciso que se faça uma 
padronização dos processos envolvidos desde a solicitação médica dos exames até 
a liberação do laudo. 
 
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Portanto, a padronização em laboratório clinico tem a finalidade de prevenir, 
detectar, identificar e corrigir erros ou variações que possam ocorrer em todas as 
fases da realização dos testes. 
Padronização dos processos pré-analíticos: 
Os fatores pré-analíticos são difíceis de monitorar e controlar porque grande parte 
deles pode ocorrer fora do laboratório. 
1. Identificação: é muito importante que o paciente, a solicitação de 
exames e as amostra sejam devidamente identificadas: nome do 
paciente, data e hora da coleta, tipo de material (soro, plasma, sangue 
total, urina, fezes, secreção vaginal, escarro, etc. 
2. Preparação do paciente: todos os profissionais do laboratório devem 
saber da importância da correta preparação do paciente e saber como 
ela pode afetar os resultados. Na preparação dos pacientes para a 
realização do exame deve-se observar alguns fatores como: 
necessidade de jejum, estado nutricional, uso de álcool; estresse, fumo, 
exercícios físicos, postura (sentado, deitado, em pé). 
3. Coleta da amostra: na coleta da amostra é importante que os 
profissionais tenham conhecimentos necessários dos erros e variações 
que podem ocorrer antes, durante e após a obtenção da mesma. 
Variações devido à obtenção, preparação e armazenamento da amostra: 
identificação incorreta do paciente, troca do material, contaminação da amostra, 
erro por hemólise, estase prolongada, homogeneização, centrifugação, 
conservação inadequada, erro no emprego de anticoagulantes, etc. 
Erros potenciais na etapa pré-analítica 
 Erros na solicitação dos exames: escrita ilegível, interpretação errada do 
exame, erro na identificação do paciente, falta de orientação por parte do 
médico ou do laboratório para determinados exames. 
 Erros na coleta da amostra: 
 Identificação errada do paciente, troca das amostras. 
 Paciente não preparado corretamente: falta de jejum, horário da coleta 
incorreto, tempo de coleta de amostra de urina incorreto. 
 Uso de anticoagulante errado 
 Volume da amostra inadequado para o exame 
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 Hemólise e lipemia intensas 
 Estase prolongada 
 Transporte e armazenamento da amostra incorreto 
 Contaminação de tubos, frascos e tampas. 
 
Padronização dos processos analíticos 
As diversas variáveis analíticas na realização de um exame laboratorial devem ser 
muito bem controladas para assegurar que os resultados sejam precisos e exatos. 
1. Confiabilidade: Precisão, exatidão, sensibilidade, especificidade, 
linearidade. 
2. Praticidade: volume e tipo de amostra, duração do ensaio, necessidade 
de equipamentos, segurança pessoal. 
3. Outras variáveis: qualidade da água, limpeza de vidrarias. 
4. Calibração dos dispositivos de medição e ensaio: pipetas e vidrarias, 
equipamentos. 
 
Erros potenciais na etapa analítica 
 Troca de amostras 
 Erros de pipetagem; pipetas não aferidas, molhadas, volume incorreto 
 Vidraria e recipientes mal lavados 
 Presença de interferências das amostras: medicamentos, lipemia, 
hemólise, icterícia. 
 Temperatura ambiente e da reação não adequadas 
 Erros nos cálculos das diluições, nas unidades, na concentração. 
 
 
 
 
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Padronização na etapa pós-analítica 
Os processos pós-analíticos consistem nas etapas executadas após a realização 
do exame. 
Incluem: 
 Cálculo dos resultados 
 Analise de consistência dos resultados 
 Liberação dos laudos 
 Armazenamento de material ou amostra do paciente 
 Transmissão e arquivamento dos resultados 
 Consultoria técnica 
A direção do laboratório é responsável por assegurar que os laudos sejam 
entregues ao usuário adequado 
Os laudos devem ser legíveis e sem rasuras de transcrição 
Os dados dos laudos são confidenciais, devendo-se respeitar a privacidade do 
paciente e manter sigilo sobre os resultados. 
Os resultados devem ser liberados em prazos especificados e expressos 
preferencialmente na unidade do sistema internacional de medidas (mg/ l; g/l; 
mg/cm ³; etc.). 
No laboratório devem permanecer copias ou arquivos de laudos para posterior 
recuperação. 
Conteúdo de um laudo 
1- Do laboratório clinico: nome, endereço completo, número do registro 
no conselho profissional, responsável técnico com seu registro no conselho 
profissional. 
2- Do paciente: nome, número de registro do laboratório 
3- Do medico solicitante: nome, numero do registro do conselho 
profissional 
4- Do material ou amostra do paciente: tipo, data, hora da coleta ou do 
recebimento, quando aplicável. 
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5- Do resultado do exame: nome do analito, resultado, unidade, nome do 
método, intervalos de referencia, data da liberação 
6- Do responsável técnico: nome, número do registro profissional, 
assinatura. 
 
Erros potenciais na etapa pós-analítica 
 Identificação errada do paciente 
 Transcrição de dados incorreta 
 Resultado ilegível 
 Unidades erradas 
 Não identificação de substâncias interferentes 
 Erros na interpretação dos resultados 
 
Acondicionamento para transporte de amostras 
 
1 - Para transporte de curta distância 
Para transporte rápido, de curta distância, os tubos com amostras (geralmente 
sangue total, soro ou plasma) podem vir em estantes e transportados em caixas 
térmicas. 
2. Para transporte de longa distância 
Quando as amostras de sangue total, soro, plasma e outras similares são 
procedentes de locais mais distantes, sugere-se o seguinte procedimento: 
a) Colocar o(s) tubos(s) com as amostra(s), devidamente identificada(s) e 
etiquetado(s), em um saco plástico e fechar; 
b) Colocar o saco com os tubos em pé, protegido com papel, dentro de umagarrafa 
plástica cortada (pode ser de álcool, água sanitária, refrigerante, etc); 
c) Colocar uma fita adesiva por cima para fixar o saco com tubos na embalagem 
plástica; 
d) Colocar dentro de uma caixa térmica; 
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e) Colocar o gelo reciclável dentro da caixa; 
f) Colocar papel amassado por cima, de maneira que as amostras e o gelo não se 
batam; 
g) Colocar as requisições correspondentes, devidamente preenchidas, dentro de 
um saco plástico; 
h) Vedar bem o saco e fixa-lo na parte interna da tampa da caixa térmica; 
i) Fechar e vedar bem a caixa; 
j) Identificar com destinatário, remetente; 
k) Enviar ao laboratório. 
 
 Gelo: o gelo deve ser preferencialmente reciclável, para não haver risco de 
perda da amostra. 
 Caixa Térmica: é a caixa para transporte de amostra que deve ser de 
polietileno ou similares (tipo geladeira portátil). Deve ser lavável, resistir a 
desinfecção e portar a identificação de “Infectante” ou “Risco Biológico, 
juntamente com o nome, telefone e endereço da pessoa que deve ser avisada 
em caso de acidente com a(s) amostra(s). 
 
Coleta de amostras biológicas 
As amostras utilizadas para análises laboratoriais são: 
• Sangue 
• Urina 
• Fezes 
• Líquor 
• Esperma 
• Secreção vaginal 
• Liquido sinovial 
• Saliva 
• Escarro 
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• Lavado broncoalveolar 
 
Coleta de fezes – EPF (Exame parasitológico de fezes) 
• Finalidade: O exame de rotina de fezes compreende as análises 
macroscópicas, microscópicas e bioquímicas para a detecção precoce de 
sangramento gastrintestinal, distúrbios hepáticos e dos ductos biliares e 
síndromes de má absorção. 
• Pesquisa de helmintos e protozoários nas fezes. 
• Preparo do paciente: 
• Evacuar em recipiente limpo e seco e transferir uma porção das fezes recém 
emitidas para o frasco coletor, tendo o cuidado para não ultrapassar a metade 
do frasco. 
• Não utilizar laxantes ou supositório. 
• Material: Fezes em frasco coletor de polipropileno com tampa de rosca de 
aproximadamente 80 ml. 
• Interferentes: Contaminação com urina. 
• Observações: o paciente para evitar misturar fezes com urina ou contaminá-
las com água usada para limpar banheiros, que podem conter desinfetantes 
químicos. 
• Armazenamento: 
• Conservar refrigerada 
• Não congelar 
• Material deverá ser colhido mesmo apresentando-se diarréico, muco, pus ou 
sangue. 
 
Coleta de urina 
 É de fácil obtenção 
 Deve ser colhida em recipiente descartável limpo, seco 
e, no caso das uroculturas, também deve ser estéril. 
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 O recipiente deve ser devidamente etiquetado com o 
nome do paciente, data e hora da coleta além da identificação comum 
utilizada para os demais exames. É importante lembrar que amostras não 
etiquetadas colocadas sobre suas respectivas requisições podem ser movidas 
facilmente e trocadas. 
 A amostra deve ser entregue imediatamente ao 
laboratório e analisada dentro de 1 hora. Caso isso não seja possível à 
amostra deve ser mantida refrigerada para prevenir a decomposição da urina 
e a proliferação bacteriana na amostra 
 A amostra não deve ser congelada, pois o 
congelamento destrói os elementos figurados e ocorre turvação ao 
descongelar. 
 Orientações específicas de coleta - Amostra de urina de jato médio 
Sempre que possível, as amostras de urina devem ser colhidas pela manhã. 
a) Como orientar pacientes do sexo feminino: 
 A paciente deve lavar bem as mãos com água e sabão neutro e secá-las com 
toalha de papel limpa e descartável. Deve despir-se em sala adequada, 
afastar os lábios vaginais e lavar bem a vulva e os lábios vaginais, usando 
chumaços de algodão e gazes estéreis em água morna com sabão, esfregando 
de frente para trás. Deve enxaguar bem com água morna e secar com gazes 
esterilizadas. Durante todo este processo a paciente deve manter os lábios 
vaginais separados, e não tocar a área limpa com os dedos. Urinar, 
desprezando a primeira parte do jato urinário. Colher cerca de 30ml 
(aproximadamente a metade do frasco) de urina em um recipiente estéril, 
fechando assim que a urina for colhida. Em seguida a amostra colhida, contida 
no recipiente fechado, deve ser entregue a pessoa responsável para ser 
encaminhada ao laboratório. 
b) Como orientar pacientes do sexo masculino: 
 O paciente deve lavar bem as mãos. Afastar o prepúcio e desprezar no vaso 
uma pequena quantidade de urina. Sempre segurando para trás o prepúcio 
colher cerca de 30ml de urina no frasco estéril. Em seguida, a amostra 
colhida, contida no recipiente fechado, deve ser entregue a pessoa responsável 
para ser encaminhado ao laboratório. 
 
 TIPOS DE AMOSTRAS: 
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 PRIMEIRA AMOSTRA DA MANHÃ (JATO MÉDIO): É 
a amostra ideal para o exame de rotina Urina tipo I. Também é essencial 
para evitar o resultado falso – negativos nos testes de gravidez. A primeira 
amostra da manhã é uma amostra concentrada, o que garante a detecção de 
substâncias que podem não estar presentes nas amostras aleatórias mais 
diluídas. Deve-se instruir o usuário para colher a amostra logo que se levantar 
e entregá-la ao laboratório o mais rápido possível. 
 AMOSTRA ALEATÓRIA: Esse tipo de coleta é útil nos 
exames de triagem, para detectar anormalidades bem evidentes. Contudo 
também pode produzir resultados errados, devido à ingestão de alimentos ou 
à atividade física realizada pouco antes da coleta da amostra. 
 AMOSTRA COLHIDA 2 HORAS APÓS A REFEIÇÃO: 
Orienta-se o paciente para urinar pouco antes de se alimentar e colher a urina 
2 horas depois de comer. Este tipo de coleta é utilizado para controlar a 
terapia com insulina. 
 AMOSTRA DE 24 HORAS OU COM TEMPO 
MARCADO: Quando é necessário medir a quantidade exata de determinada 
substância química na urina e quando esta quantidade varia segundo as 
atividades do dia, como exercícios, refeições e metabolismo orgânico, é 
necessário a coleta de 24 horas. Para conseguir uma amostra precisamente 
cronometrada, é necessário iniciar o período de coleta com a bexiga vazia e 
terminá-la também com a bexiga vazia. Estas orientações aplicam-se para 
qualquer coleia com tempo determinado. 
 EXEMPLO DE COLETA DE AMOSTRA DE 24 
HORAS: 
 1º dia -7 da manhã: o paciente urina e descarta a 
amostra. O paciente colhe toda a urina nas próximas 24 horas. 
 2º dia – 7 da manhã: o paciente urina e junta esta urina 
com aquela previamente colhida e envia ao laboratório todo o volume 
coletado. 
 
Coleta pediátrica / urina com saco coletor 
• Realizar assepsia da região genital. Retirar o papel que recobre a parte 
adesiva e fixar o orifício do saco coletor na região genital em torno da uretra. 
Aguardar que a criança urine. Se a criança não urinar em um período de 30 
minutos, repetir a higiene e trocar o saco coletor a cada 30 minutos. Assim 
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que a criança urinar, retirar o saco coletor e fechá-lo, colando as bordas do 
orifício. Verificar se está vedado. 
• Enviar imediatamente ao laboratório sob-refrigeração. 
• Colocar a identificação do usuário no saco coletor. 
 
Coleta de líquor 
• Líquor é normalmente colhido por punção suboccipital ou lombar entre a 
terceira, quarta ou quinta vértebra. Embora não se trate de um procedimento 
complicado, requer certas precauções, que compreendem a medida da 
pressão intracraniana e o emprego de técnicas cuidadosas para evitar a 
infecção ou lesão no tecido neural. 
• As amostras devem ser colhidas em TRÊS tubos estéreis, marcados 1,2,3 na 
ordem em que são obtidos. O tubo 1 (UM) é usado para as análises 
bioquímicas e sorológicas: o tubo 2 é usado para a microbiologia: o tubo 3 é 
usado para a contagem celular, por apresentar menor probabilidade de conter 
células introduzidas acidentalmente pelo procedimento de punção espinhal 
• As amostrasdestinadas a testes bioquímicos, sorológicos e de hematologia 
são refrigeradas e as de microbiologia são mantidos à temperatura ambiente. 
• A coleta do liquor só poderá ser feita por um médico. 
 
Secreções Genitais 
Coleta da secreção uretral masculina para exame a fresco 
 Solicitar ao paciente para retrair o prepúcio; 
 Limpar a secreção emergente com gaze estéril; 
 Certificar-se de que a uretra esteja reta; 
 Introduzir o swab cerca de 2 centímetros no canal uretral; 
 Gire o swab delicadamente de 8 a 10 vezes para absorver a secreção; 
 Retirar o swab, introduzir em um tubo com 1,0 ml de salina estéril e 
encaminhar para o laboratório imediatamente. 
 
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Coleta de secreção vaginal para exame a fresco 
 Introduzir o espéculo; 
 Coletar a amostra do saco vaginal com auxílio de um swab; 
 Retirar o swab e introduzir em tubo de ensaio contendo 1,0 ml de salina 
estéril, previamente identificado; 
 Encaminhar ao laboratório imediatamente. 
 
Coleta de esperma 
• MATERIAL: Esperma. 
• EXAMES: Espermograma, Cultura de esperma, Bacterioscopia 
• FORMA DE COLETA: 
• Fazer abstinência sexual de no mínimo 3 dias e no máximo 5 dias, para 
posterior coleta de esperma. 
• A coleta deverá ser realizada pela manhã (entre 7:00 e 8:30 hs), de segunda 
a sexta-feira, de preferência no laboratório. Se não for possível, seguir 
rigorosamente o tempo de envio ao laboratório. Lavar o pênis com água e 
sabonete. Deve-se urinar previamente e depois coletar por masturbação, todo 
o volume de esperma de uma ejaculação, diretamente no frasco fornecido 
pelo laboratório. Não coletar o esperma em preservativo, pois o látex interfere 
com a viabilidade dos espermatozóides. 
• Anotar o horário da coleta e enviar o esperma ao laboratório no máximo 30 
minutos após a coleta. O material deve ser protegido contra extremos de 
temperatura (menos de 20º C e mais de 40º C) durante o transporte até o 
laboratório. Comunicar ao laboratório se fez vasectomia e a quanto tempo. 
• A realização do espermograma tem como aplicações, principalmente, a 
avaliação das glândulas seminais, da fertilidade e monitoramento pós-
vasectomia. Além de esclarecer infecções neste local. 
• Antes da coleta, realizar higiene das mãos e pênis; 
• A amostra deve ser coletada por masturbação em frascos limpo, de vidro ou 
plástico, de boca larga, fornecido, pelo laboratório; 
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• Não utilizar métodos alternativos para obtenção do sêmen (em caso de coleta 
em casa) como, por exemplo, relação sexual interrompida (interrompe a 
relação quando vai ejacular e colhe o material); 
• Evitar perda do material durante a coleta. Fechar imediatamente o frasco 
após a coleta, para evitar alcalinização; 
• Recomendar ao paciente a não utilização de preservativos de látex durante a 
coleta; 
• É indispensável informar o horário da coleta; 
• O jejum não é obrigatório, exceto quando solicitado à dosagem de frutose, 
pois níveis elevados de glicose podem interferir na dosagem. 
 
Coleta de escarro 
 Colher, de preferência, a primeira amostra da manhã; 
 Orientar o paciente para enxaguar previamente várias vezes a boca com água 
para remover à flora bacteriana superficial dessa região e colher a amostra 
obtida após tosse profunda, diretamente em um frasco de boca larga; 
 Explicar ao paciente a diferença de uma amostra obtida após tosse profunda 
e saliva, para se obter um material de melhor qualidade; 
 Paciente incapaz de expectorar – colher escarro induzido após nebulização 
com solução fisiológica estéril de 3 a 10%. 
 
 
Figura 2 pote para coleta de escarro 
 
 
http://compare.buscape.com.br/categoria?id=7097&lkout=1&site_origem=1199686
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Coleta de sangue digital para exame gota espessa - Malária 
 
a) Coletar sempre uma lâmina com duas gotas espessas e uma lâmina com 
esfregaço; 
b) Não utilizar sangue com anticoagulante para preparação da lâmina. 
c) Após secagem das lâminas, transportar em caixas ou frascos , com paredes 
rígidas e com ranhuras próprias para fixação das lâminas. 
d) A solicitação do exame deve acompanhar os frascos de transporte. 
Técnica de Coleta e Preparação da Gota Espessa 
 
a) Trabalhar sobre superfície plana horizontal. 
b) Preencher completamente os dados do paciente. 
c) Usar duas lâminas, colocar uma lâmina sobre a superfície plana ou sobre o 
“padrão”, sendo o manuseio pelas extremidades sem tocar as superfícies. De 
preferência, a lâmina deve estar com etiqueta auto-adesiva para o registro da 
identificação ou usar lâmina com extremidade esmerilhada. 
d) Limpar vigorosamente a pele do local de punção (parte lateral do segundo ou 
terceiro dedo esquerdo, lóbulo da orelha ou em lactentes o dedo grande do pé ou o 
calcanhar) com gaze ou algodão embebido em álcool e enxugar com gaze ou 
algodão. 
e) Retirar o estilete do envoltório estéril, segurando-o com a mão direita. Mantendo 
firmemente o dedo a ser puncionado entre o polegar e o indicador da mão 
esquerda, puncionar o local de maneira firme e leve. 
f) Remover a primeira gota de sangue com gaze ou algodão seco. 
g) Comprimir o dedo suavemente (como uma “ordenha”) para obter outra gota de 
sangue esférica sobre a pele seca. Não tocar o ponto de saída do sangue. 
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h) Segurando a lâmina firmemente pelas bordas numa das extremidades contra o 
indicador (que está comprimindo o dedo do paciente) baixa-se lentamente a lâmina 
até tocar o alto da gota de sangue. 
i) Colocar a lâmina com a face para cima na superfície de trabalho. Com o canto e 
os primeiros 5mm da borda longa da segunda lâmina, espalhar o sangue formando 
um retângulo de tamanho e espessura adequados. Tomar outra amostra, colocar 
ao lado da primeira e espalhar da mesma maneira. As gotas espessas devem ser 
localizadas na parte central da lâmina. 
j) Em lugar da segunda gota espessa pode-se colocar uma gota de sangue e fazer 
um esfregaço (distendido ou extensão). 
k) Limpar o local puncionado com gaze ou algodão seco, se necessário pressionar. 
l) Secar abanando com um pedaço de cartão, ar morno, caixa com lâmpada, estufa, 
ou sobre o próprio quebra-luz com suporte para secagem de lâminas recém-
colhidas ou coradas. 
m) Não é recomendável o registro do número da lâmina na própria amostra de 
sangue. 
n) A melhor preparação para o diagnóstico de malária é obtida com amostra de 
sangue colhida diretamente por punção digital ou venosa sem anticoagulante. O 
sangue com anticoagulante fixa menos na lâmina de vidro, podendo ocorrer o 
desprendimento do sangue no ato da coloração. 
Coleta de sangue 
Coleta de sangue venoso 
 Coleta de sangue Venoso 
 
É o sangue que circula da periferia para o centro do sistema circulatório, que é o 
coração. É conseguido pela punção venosa que fornece quantidade apreciável de 
sangue usado nos exames hematológicos e bioquímicos. 
Locais de punção: fossa cúbita (dobra do cotovelo), dorso da mão e dorso do pé. 
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Veia Basílica
Veia Mediana 
Basílica
Veia 
Cefálica
Veia Mediana cubital
Veia Mediana 
Cefálica
Veia Longitudinal 
(ou Antebraquial)
 
Figura 1: Veias da fossa cúbital indicadas para venopunção 
 
Procedimento: 
- Preparar a seringa, agulha, algodão e o tubo apropriado. 
- Colocar o braço do paciente no suporte 
- Garrotear o braço quatro dedos acima da fossa antecubital 
- Sentir com as digitais a veia do paciente 
- Introduzir a agulha com o bisel voltado pra baixo 
- Retirar a quantidade de sangue desejado 
- Desgarrotear o braço e retirar a agulha 
- Pressionado o algodão para o estancamento do sangue 
- Importante não deixar o paciente dobrar o braço. 
- Retirar a seringa e colocar o sangue no tubo de maneira que escorra pelas 
paredes do tubo, para evitar a hemólise. 
- HomogeneizarFUNDAMENTOS DE LABORATORIO 1 
 
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 Coleta de sangue capilar 
É conseguido pela punção no calcanhar em crianças, na margem livre do lóbulo da 
orelha e na face palmar do dedo da mão. 
Procedimento: 
- Fazer assepsia do local com álcool; 
- Esperar secar e introduzir no local da punção uma lanceta (descartável e 
estéril); 
- Permitir o escoamento livre do sangue e não espremer para que não haja 
diluição do sangue com a linfa (liquido tissular) e sempre desprezar a primeira gota, 
pois contendo liquido tissular e material exógeno; 
- Realizar a coleta com tubo capilar com ou sem anticoagulante apenas 
tocando na gota de sangue; 
- Pressionar o local da punção com um pedaço de algodão embebido com 
álcool até cessar o sangramento. 
 Coleta de sangue á vácuo 
O sistema de coleta a vácuo consiste de uma agulha, um adaptador tubo-
agulha e o tubo de coleta. 
 Os tubos de coleta com vácuo são produzidos para determinados volumes de 
sangue, que é determinado pelo tamanho do tubo e seu vácuo. Tubos com várias 
capacidades estão disponíveis desde 2 mL até acima de 20 mL. 
 Muitos tubos de coleta com vácuo contêm aditivos ou anticoagulantes 
utilizados para coletar amostras para diferentes análises. A cor da tampa do tubo de 
 FUNDAMENTOS DE LABORATORIO 1 
 
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coleta é codificada para definir se existe algum aditivo ou anticoagulante ou não. As 
cores usadas em geral são: 
- Tampa vermelha: Sem anticoagulantes é utilizado na coleta de sangue para a 
obtenção de soro para bioquímica e sorologia. 
- Lavanda: Adicionado de anticoagulante EDTA sódico ou potássio. Obtém-se 
sangue total para a hematologia. 
- Azul: Adicionado de anticoagulante citrato de sódio para obtenção de plasma para 
provas de coagulação 
- Verde: Adicionado de heparina para a obtenção de plasma para testes 
bioquímicos. 
- Cinza: Adicionado fluoreto de potássio (inibe a glicólise) para a obtenção de 
plasma para a determinação da glicose. 
Procedimento: 
- Preparar a o suporte para tubos a vácuo com o tubo apropriado. 
- Fazer a assepsia unidirecionalmente do local desejado utilizado um algodão 
emedecido com álcool 70%. 
- Colocar o garrote com força moderada a uma distância de mais ou menos 4 
dedos da fossa antecubital. 
- Introduzir a agulha na veia desejada utilizando o suporte de tubo a vácuo 
- Introduzir o tubo a vácuo, quando atingir a quantidade desejada, retirar o tubo a 
vácuo do suporte, soltar o garrote assim que o sangue começar a entrar no tubo a 
vácuo do suporte. 
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- Quando atingir a quantidade desejada, retirar o tubo a vácuo do suporte, e em 
seguida retirar a agulha e colocar um algodão seco no local puncionado, 
pressionando levemente e evitando dobrar o braço. 
- Tampar a agulha retirando-a do suporte e descartá-la. 
- Tubos de Coleta e Anticoagulantes 
 
ANTICOAGULANTES - São substâncias que evitam a coagulação do sangue. 
Os tubos estão disponíveis em uma variedade de tipos e tamanhos. Os tubos 
podem ser estéreis ou não. As tampas coloridas demonstram claramente qual o 
anticoagulante contido no tubo, ou se não há anticoagulante. 
Cor da Tampa Anticoagulante Exemplos de Uso 
Vermelha Nenhum 
Exames que requerem soro. Ex: 
(bioquímica e sorologia). 
Lilás EDTA Hematologia e Tipagem sanguinea. 
Azul Claro Citrato de Sódio 
Exames de coagulação (TAP, TTPa, 
Fibrinogênio) 
Cinza Fluoreto de Sódio Glicose (impede a glicólise) 
Verde Heparina Alguns exames especiais. 
 
ANTICOAGULANTES 
Como já foram citados antes, os anticoagulantes são substâncias usadas para 
prevenir a coagulação e retardar a deterioração do sangue. A escolha do 
anticoagulante e da sua quantidade é importante. Escolhido impropriamente 
interfere com as investigações bioquímicas como o EDTA potássico na dosagem do 
potássio e o oxalato de amônio na dosagem da uréia. O excesso de anticoagulante 
líquido dilui o sangue interferindo nas determinações quantitativas. 
 
Alguns anticoagulantes se prestam melhor à hematologia pelas suas propriedades 
conservadoras da morfologia celular e dos componentes do plasma, especialmente 
os fatores da coagulação. 
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 O EDTA apresenta propriedade conservadora das células sanguineas. 
Impede a aglutinação das plaquetas no sangue. Não deve ser usado para o 
tempo de protrombina e testes de função plaquetária. O EDTA impede a 
coagulação ao formar quelatos com o cálcio. 
 A Heparina inibe a formação de trombina, impedindo a conversão de 
fibrinogênio em fibrina. Não altera a morfologia e o tamanho celular. 
 O citrato de sódio é utilizado como anticoagulante nas transfusões de sangue 
e no estudo da coagulação quando em solução aquosa a 3,8% ( Atividade de 
protrombina, PTT e fibrinogênio). 
 Para as transfusões sanguíneas o citrato é combinado com outras 
substâncias formando o ACDF (ácido cítrico, citrato de sódio, dextrose e 
fosfato monossódico) 
Confecção do esfregaço sanguíneo 
A confecção de um bom esfregaço sangüíneo é indispensável a obtenção de 
corretos resultados e pode ser feita com sangue com anticoagulante ou sem 
anticoagulante. Considera-se como esfregaço erradamente confeccionado os 
curtos demais, os finos demais, os com parte de gota sanguínea deixada na cabeça 
sem estirar, os com paradas e recomeço e aqueles que não deixam margem lateral. 
As lâminas para o esfregaço devem estar perfeitamente limpas, sem gordura e 
polidas. 
 
 
 
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Técnica de Preparação de Esfregaço (Distendido) 
a) Trabalhar sobre superfície plana e horizontal. 
b) Colocar uma pequena gota de sangue na parte central da lâmina de vidro a 1,5 
cm da extremidade fosca ou da etiqueta. 
c) Colocar a Lâmina com a face para cima sobre a superfície plana. 
d) Com a borda estreita da lâmina em contato com a gota de sangue, formando um 
ângulo de 50º, espalhar o sangue com um movimento rápido, para formar uma 
camada delgada de sangue sem atingir a extremidade da lâmina. 
e) Deixar secar na mesma posição horizontal. 
f) Usar etiqueta adesiva para identificação. 
g) O sangue pode ser espalhado também da seguinte maneira: Retirar com a 
extremidade da própria lâmina espalhadora a gota de sangue. Colocar a 
extremidade que contém o sangue em contato com a parte central da lâmina em 
posição horizontal e antes que o sangue, por capilaridade, atinja as bordas laterais 
da lâmina espalhadora formando um ângulo de 50º, faz-se o deslocamento rápido 
para formar a camada fina de sangue sem atingir a extremidade da lâmina. 
 
Figura 3 Esfregaço de sangue distendido Figura 4 frasco para 
transporte de amostras