Técnicas de coleta de amostras vegetais

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05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
Prof.ª Regina Braga de Moura
Descrição
Classificação de vegetais e técnicas de coleta e preparação de amostras para estudos.
Propósito
O conhecimento da diversidade da flora de interesse medicinal, de sua nomenclatura científica e de seu sistema de classificação filogenético, bem
como o domínio das técnicas de coleta e preparação adequada de amostras botânicas, é essencial para profissionais que estudam a flora.
Objetivos
Módulo 1
Principais grupos vegetais e suas características
Identificar os principais grupos vegetais.
Módulo 2
Coleta e preparação de amostras botânicas macroscópicas
Descrever as técnicas de coleta e preparação de amostras macroscópicas.
Módulo 3
Coleta e preparação de amostras botânicas para microscopia
Descrever as técnicas de coleta e preparação de amostras para microscopia.
O estudo da flora – seja para conhecimento de sua diversidade, seja para propósitos terapêuticos – deve começar pela identificação correta
Introdução
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1 - Principais grupos vegetais e suas características
Ao �nal deste módulo, você será capaz de identi�car os principais grupos vegetais.
O estudo da o a seja pa a co ec e to de sua d e s dade, seja pa a p opós tos te apêut cos de e co eça pe a de t cação co eta
dos táxons estudados.
Atualmente, o sistema de classificação das plantas é o filogenético. Esse sistema se baseia em vários caracteres, especialmente os
moleculares. Ainda assim, a morfologia e a anatomia continuam sendo empregadas como ferramentas primordiais para descrição de novas
espécies, autenticação de drogas vegetais e plantas medicinais.
De modo geral, podemos distinguir quatro grandes grupos vegetais na natureza:
Briófitas;
Pteridófitas;
Gimnospermas;
Angiospermas.
A maioria das plantas medicinais está no grupo das Angiospermas, por isso, vamos focar esse grupo em nossos estudos.
A morfologia e a anatomia são ferramentas importantes para identificarmos os grupos taxonômicos e, dentro deles, distinguirmos seus
diversos representantes.
Em estudos morfológicos, anatômicos e mesmo moleculares, as amostras de vegetais precisam estar adequadas, de modo a permitir a
identificação do táxon, bem como a descrição precisa das suas características. Dominar as técnicas de coleta e preparação de amostras
para estudos morfológicos e anatômicos faz parte, portanto, das habilidades do profissional que vai estudar a flora, seja medicinal ou não.
Vamos começar nossos estudos conhecendo a organização dos grupos vegetais atuais e as características que podem auxiliar na sua
identificação.
Orientação sobre unidade de medida
Em nosso material, unidades de medida e números são escritos juntos (ex.: 25km) por questões de tecnologia e didáticas. No entanto, o
Inmetro estabelece que deve existir um espaço entre o número e a unidade (ex.: 25 km). Logo, os relatórios técnicos e demais materiais
escritos por você devem seguir o padrão internacional de separação dos números e das unidades.
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Conceitos em sistemática vegetal
Em sistemática vegetal, precisamos dominar alguns conceitos importantes para compreendermos a classificação das plantas. São eles:
Taxonomia
Identifica, descreve, nomeia e classifica um táxon.
Classi�cação
Categorização hierárquica.
Sistemática
Estudo das relações parentais entre os diferentes grupos de plantas, considerando sua história evolutiva.
Táxon
Nome de cada grupo de organismos. Por exemplo: Cactaceae é o táxon que agrupa todos os gêneros e espécies de cactos.
Clado
Qualquer grupo monofilético.
Grupo mono�lético
Grupo de organismos cujos membros compartilham um ancestral comum e exclusivo.
Categoria taxonômica
Nível hierárquico em que um táxon se encontra. Por exemplo: família é a categoria taxonômica do táxon Cactaceae.
Grado
Grupo de organismos cujos membros estão no mesmo nível de organização mas não possuem ancestral comum
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Sistema de classi�cação �logenético das plantas
Observe as imagens a seguir, que apresentam uma carqueja, um girassol e um assa-peixe:
Carqueja
Girassol
Assa-Peixe
As três plantas pertencem à mesma família botânica: a Asteraceae. Mas como isso pode ser possível se elas são tão diferentes?
Embora tenham aparência diferente, a carqueja, o girassol e o assa-peixe compartilham características semelhantes que, apesar de nem sempre
serem facilmente visíveis, fazem com que essas plantas se tornem membros da mesma família.
Tais plantas são, contudo, de gêneros diferentes: a carqueja é do gênero Baccharis, o girassol é do gênero Helianthus e o assa-peixe é do gênero
Vernonia. Esse é um agrupamento atual, com base em várias características, inclusive morfológicas e, principalmente, moleculares. Mas nem
sempre foi assim.
Grupo de organismos cujos membros estão no mesmo nível de organização, mas não possuem ancestral comum.
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O Species Plantarum, escrito em 1753, serviu de referência para a nomenclatura botânica.
A diversidade dos seres viventes sempre foi alvo de interesse de filósofos, naturalistas e botânicos ao longo da existência da humanidade. A busca
pelo conhecimento dos organismos e pelo seu fácil reconhecimento na natureza levou o homem a classificá-los e nomeá-los.
No caso das plantas, as primeiras tentativas de classificação foram realizadas separando os grupos de vegetais de acordo com sua utilidade – por
exemplo: plantas comestíveis, plantas medicinais, plantas para construção de moradias e plantas para construção de transporte.
Mais tarde, esses vegetais passaram a ser classificados de acordo com o seu porte – por exemplo: plantas arbóreas, plantas herbáceas, até que,
por fim, passaram a ser utilizadas características morfológicas para realizar a sua classificação.
De qualquer forma, sempre se buscou uma forma de sistematizar a classificação. Até bem pouco tempo, havia vários sistemas de classificação.
E por que havia mais de uma classificação?
Essa variedade resultava do fato de os estudiosos entenderem de formas diferentes o modo de agrupar os vegetais, priorizarem determinado grupo
de plantas ou empregarem critérios distintos para a separação dos grupos.
A partir dos estudos de Darwin sobre evolução, uma nova visão sobre a relação entre os organismos começou a emergir. Com base nas ideias de
evolução, ancestralidade e história evolutiva dos organismos, surgiu o sistema de classificação filogenético.
Manuscritos de Darwin e sua árvore como representação gráfica do relacionamento evolutivo entre os organismos.
E como funciona esse sistema de classificação?
Esse novo sistema de classificação leva em consideração a história evolutiva e as relações de parentesco entre os organismos, considerando ainda
o ancestral que os origina. Para isso, são utilizadas todas as características possíveis de cada indivíduo ou grupo estudado:
morfologia;
anatomia;
fitoquímica;
fisiologia;
DNA e RNA especialmente.
O sistema de classificação filogenético atual das plantas é construído de forma colaborativa, contando com especialistas em diferentes grupos
vegetais, e não mais de forma individualizada.
Saiba mais
O sistema de classificação usado atualmente para as plantas é o APG IV (Angiosperm Phylogeny Group – IV). Assim como os sistemas de
classificação anteriores, o APG IV tambémé hierarquizado, isto é, organizado dos grupos mais abrangentes para os mais restritos.
Classi�cação dos grupos vegetais
Para análise das plantas medicinais, vamos considerar o grupo de vegetais que tem a maior representatividade: o das Angiospermas. Esse é o
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grupo mais abrangente e representa o grande clado das plantas que possuem flores e frutos.
Considerando uma classificação organizada da categoria taxonômica mais abrangente para a mais restrita, temos:
Isso significa que uma ordem é formada por famílias, cada família é composta de um ou vários gêneros, e cada gênero possui uma ou mais
espécies.
A espécie é a unidade básica da taxonomia. Quando estudamos uma planta medicinal, estamos, na verdade,
estudando uma espécie medicinal.
Como vimos, para pertencer a determinado grupo ou táxon, uma planta precisa compartilhar características com outras do mesmo grupo. É assim
que os estudos de sistemática vão agrupando as plantas nos táxons.
Você deve ter percebido que os nomes das plantas e dos táxons foram escritos de formas diferentes neste módulo. Vamos entender por que isso
acontece?
Nomenclatura popular e nomenclatura cientí�ca botânica
No nosso exemplo de plantas da família Asteraceae, chamamos as plantas apresentadas de carqueja, girassol e assa-peixe. Esses são nomes
populares, dados por pessoas comuns, muitas vezes com base em alguma propriedade observada na planta ou por tradição de determinada
população.
Por exemplo, o girassol acompanha o Sol durante o dia, por isso o nome dado pelas pessoas comuns para identificá-lo.
Esses nomes podem variar de lugar para lugar e de espécie para espécie. Isso quer dizer que a mesma espécie pode apresentar nomes populares
diferentes, dependendo da região, assim como espécies diferentes podem apresentar o mesmo nome, também dependendo da localidade.
Quando se trata do estudo de plantas medicinais, essa variedade de nomes pode causar uma enorme confusão, além de trazer riscos para quem vai
utilizar a planta. Vamos analisar alguns exemplos?
A espinheira-santa é uma planta muito conhecida pelos benefícios proporcionados no tratamento, já cientificamente comprovado, de gastrite e
úlcera. No entanto, além da espécie verdadeira (Maytenus ilicifolia), outras espécies também são chamadas de espinheira-santa, como a Sorocea
bonplandii. E sabe por que são confundidas? Porque as duas espécies possuem folhas com espinhos nas suas margens. Veja nas imagens a seguir:
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Maytenus ilicifolia
Sorocea bonplandii
E o capim-limão? Este é um bom exemplo de uma espécie que tem mais de um nome popular ou nome vulgar. O capim-limão também é chamado
de capim-cidreira e erva-cidreira. Todos esses nomes fazem referência à mesma espécie: a Cymbopogon citratus.
A Cymbopogon citratus é reconhecida com o mesmo nome em qualquer lugar do mundo. Isso acontece porque a construção e a escrita do nome
científico são padronizadas e amplamente divulgadas.
Comentário
Percebeu por que não podemos tratar as plantas medicinais pelo nome vulgar? 
Devemos sempre usar o nome científico das plantas ao estudá-las, pois esses nomes são universais.
Código Internacional de Nomenclatura para Algas, Fungos e Plantas
Os nomes científicos dados aos táxons são estabelecidos com base em regras cuja padronização pode ser observada no Código Internacional de
Nomenclatura para Algas, Fungos e Plantas.
Há regras específicas para elaboração dos nomes científicos de cada categoria taxonômica. Vamos ver como se forma a base de cada nome dado
a um táxon:
Ordem
Deve ser escrita em latim, com a terminação ales. Por exemplo:
Asterales;
Solanales;
Fabales.
Podemos afirmar que esses táxons são da categoria taxonômica ordem pela terminação ales em cada um deles.
Família
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Deve ser escrita em latim, com a terminação aceae. Por exemplo:
Cactaceae;
Orchidaceae;
Bromeliaceae.
Podemos afirmar que todos esses táxons são famílias devido à terminação aceae em cada um deles.
Gênero
Deve ser escrito em latim. Não há uma terminação específica para gênero, mas ele deve ser escrito em itálico ou sublinhado, com a primeira letra
maiúscula. Por exemplo:
Bromelia;
Solanum;
Helianthus;
Baccharis.
Podemos afirmar que esses nomes são gêneros porque estão padronizados conforme a descrição realizada.
Espécie
Precisamos dar um pouco mais de atenção à espécie. Afinal, ela é a responsável por conferir autenticidade a qualquer planta medicinal que
estudamos.
Os nomes de espécies também são escritos em latim, mas em forma de binômio. Nesse caso, o primeiro nome corresponde ao gênero ao qual a
espécie pertence. Já o segundo nome, chamado epíteto específico, geralmente, corresponde a uma característica marcante da espécie.
O nome da espécie também deve ser escrito em itálico ou sublinhado. Por exemplo:
Echinodorus grandiflorus;
Passiflora alata;
Maytenus ilicifolia.
Quando utilizamos o nome de espécies em um trabalho ou estudo pela primeira vez, sempre devemos indicar o(s) nome(s) dos(s) autor(es), ou seja,
daquele que descreveu e nomeou a espécie.
Saiba mais
Os nomes de espécies e autores, bem como os sinônimos de espécies, podem ser confirmados em diferentes bases nomenclaturais, como a Flora
do Brasil e a Base Trópicos.
Conheça e identi�que os grupos vegetais
Sabemos que a diversidade da flora no planeta Terra é imensa. Neste material, reconhecemos quatro grandes grupos de plantas:
Briófitas;
Pteridófitas;
Gimnospermas;
Angiospermas.
Esses grupos foram criados com base nas características compartilhadas por seus representantes e no que se conhece do processo evolutivo das
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plantas terrestres.
A seguir, vamos conhecer as características que os distinguem e, em sequência, vamos conhecer as Angiospermas com mais detalhes.
Brió�tas
O grupo das Briófitas é formado por vegetais de pequeno porte, com estrutura delicada, alcançando cerca de 10cm de altura. As plantas desse
grupo necessitam de água para reprodução sexuada, não possuem sistema vascular, grão de pólen, flor nem fruto.
Os musgos são um exemplo de Briófita.
Briófitas sobre rocha. Sua altura não ultrapassa 7cm.
Pteridó�tas
As Pteridófitas foram os primeiros vegetais a elevarem a sua estatura. Nesse grupo, surgiu a lignina, que confere rigidez à parede das células, e
também os tecidos vasculares rígidos e resistentes, que dão sustentação ao corpo das plantas.
As plantas desse grupo necessitam de água para reprodução sexuada, não possuem grão de pólen, flores nem frutos.
As samambaias e avencas são exemplos de Pteridófitas.
Samambaias em floresta úmida.
Gimnospermas
No grupo das Gimnospermas, a presença de grãos de pólen e sementes nuas permitiu a expansão da ocupação das plantas no ambiente terrestre.
As plantas pertencentes a esse grupo não precisam estar próximas da água para realizar reprodução sexuada, pois os seus grãos de pólen são
carregados pelo vento ou por animais.
Esse grupo é representado por plantas de grande porte, com sistema vascular bem desenvolvido. Possuem grãos de pólen e sementes, mas não
possuem flores nem frutos. As suas sementes se desenvolvem em estruturas denominadas estróbilos, característicos das Gimnospermas.
Os pinheiros e as araucárias são exemplos de gimnospermas.
Várias araucárias vivendo no alto da serra.
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Estróbiloscaídos ao chão.
Angiospermas
Assim como as Gimnospermas, as Angiospermas não dependem de água para reprodução sexuada, pois também possuem grãos de pólen.
A semente também está presente nas Angiospermas, mas dentro de frutos, que se originam de flores.
Flores do coqueiro, com alguns frutos em desenvolvimento.
O sistema vascular desse grupo de plantas é bem desenvolvido e complexo, lignificado, permitindo que grandes árvores se desenvolvam.
Todos os seus representantes têm flores e frutos. A principal característica diagnóstica desse grupo é a presença de flor. O coqueiro é um exemplo
de Angiosperma.
Ligni�cado
Formado por células cuja parede é impregnada de lignina. A lignificação é o processo responsável pelo desenvolvimento de aparência lenhosa nas
plantas.
Como pudemos observar, os quatro grupos apresentados têm características próprias, mas também compartilham alguns atributos. Sendo assim,
para diferenciá-los, temos de focar as características exclusivas.
A ausência de sistema vascular e a ausência de lignina.
Vamos analisar, agora, as Gimnospermas e as Angiospermas. Os grãos de pólen e as sementes, por si, não são características que nos permitem
diferenciar um grupo do outro. No entanto, o fato de as sementes serem nuas é característico das Gimnospermas. As sementes abrigadas em
frutos, por sua vez, são características das Angiospermas.
O grupo das Angiospermas possui muitas plantas medicinais que, atualmente, são usadas na fitoterapia. Essas plantas se dividem em dois grupos
principais: Monocotiledôneas e Eudicotiledôneas.
Conhecer as características que distinguem esses dois grupos é importante para garantir o estudo ou o uso da planta autêntica. São características
simples, que conseguimos observar a olho nu. Vamos conhecê-las?
Características diagnósticas das Monocotiledôneas
Dentro do grande clado das Monocotiledôneas estão as bromélias, as orquídeas, as bananeiras, os coqueiros, o gengibre, a cana-do-brejo, a cana-de-
açúcar, o milho, o alho e a cebola, por exemplo.
As Monocotiledôneas possuem as seguintes características diagnósticas:
Você sabe quais características separam as briófitas dos demais grupos? 
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Flores trímeras
As Monocotiledôneas possuem flores trímeras, ou seja, possuem peças florais em número de três ou seis unidades. Observe a flor do lírio,
apresentada a seguir. Ela possui seis tépalas e, internamente, seis estruturas com o ápice marrom, o que é bastante característico de uma flor de
Monocotiledônea.
Flor de lírio.
Folhas paralelinérveas
As nervuras das folhas de Monocotiledôneas têm um padrão paralelo. Observe as folhas do pé de milho abaixo.
Um só cotilédone
O embrião de Monocotiledôneas só desenvolve um cotilédone, como podemos ver na semente do milho.
Embrião de semente de milho com um cotilédone.
Raízes adventícias, fasciculadas
Nas Monocotiledôneas, as raízes definitivas não se originam de uma raiz primária do embrião, mas a partir da base do caule. Sendo assim, todas
têm quase o mesmo tamanho e espessura, nenhuma se destaca. As raízes de capim, cebolinha e cebola são bons exemplos.
Raiz adventícia de pé de cebola jovem.
Feixes vasculares dispersos no tecido fundamental do caule
Essa característica que só pode ser observada no microscópio, a partir do corte transversal do caule de Monocotiledôneas.
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Corte transversal de caule de Monocotiledônea.
Além disso, as Monocotiledôneas ainda apresentam grãos de pólen monoaperturados, característica que não conseguimos observar com
facilidade.
Monoaperturados
Grãos de pólen monoaperturados são aqueles que só possuem uma abertura, podendo ela ser um sulco ou mesmo um poro.
Características diagnósticas das Eudicotiledôneas
As Eudicotiledôneas possuem as seguintes características diagnósticas:
Flores tetrâmeras ou pentâmeras
As Eudicotiledôneas possuem flores tetrâmeras ou pentâmeras, ou seja, possuem as peças florais em número de 4 ou 5 unidades (e seus
múltiplos). Observe a flor do hibisco. Ela tem cinco pétalas e, no alto da estrutura central, possui cinco ápices vermelhos escuros.
Flor de hibisco, uma Eudicotiledônea.
Folhas reticuladas
As nervuras das folhas de Eudicotiledôneas distribuem-se na lâmina foliar em um padrão de rede, bastante ramificado. Observe as folhas do tabaco.
Folhas reticuladas de tabaco.
Dois cotilédones
Os embriões de Eudicotiledôneas desenvolvem dois cotilédones com material de reserva. Observe o embrião de feijão.
Embrião de feijão evidenciando os dois cotilédones.
Raízes pivotantes, axiais
As raízes definitivas originam-se do embrião, desenvolvendo um eixo principal, de onde partem ramificações com tamanhos e espessuras
sucessivamente menores que a principal.
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sucessivamente menores que a principal.
Observamos esse tipo de raiz no coentro, no tomateiro, no girassol, nos pés de quiabo e de berinjela, na goiabeira e na laranjeira, por exemplo. O
limoeiro, cujas raízes podem ser observadas a seguir, também é um exemplo.
Raiz axial de limoeiro.
Feixes vasculares organizados no tecido fundamental do caule jovem, formando um anel
Essa é uma característica que só pode ser observada no microscópio, a partir do corte transversal do caule. Veja a seguir:
Corte transversal do caule jovem de uma Eudicotiledônea.
Além dessas características, as Eudicotiledôneas possuem grãos de pólen triaperturados, característica que só observamos ao microscópio.
Para determinarmos se uma planta é Monocotiledônea ou Eudicotiledônea, devemos observar o máximo de características possível.
Triaperturados
Um grão de pólen triaperturado é típico de eudicotiledôneas e deve possuir três aberturas.
Observe esta imagem de uma espécie da família Crassulaceae. Ela é uma Eudicotiledônea, porém suas flores possuem 6 pétalas. Ao analisarmos
melhor as outras partes desta planta, como as folhas e as raízes, teremos certeza de que realmente não se trata de uma Monocotiledônea.
Flores de Crassulaceae, uma suculenta, Eudicotiledônea.
Diagnose e identi�cação de Monocotiledônea e de
Eudicotiledônea
Neste vídeo, a especialista demonstra, em laboratório, o processo de análise e diagnose de duas espécies, uma de Monocotiledônea e outra de
Eudicotiledônea, mostrando as características observadas para a identificação.

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Falta pouco para atingir seus objetivos.
Vamos praticar alguns conceitos?
Questão 1
Realize a correspondência correta entre o táxon e sua respectiva categoria taxonômica e, em seguida, assinale a opção correta.
1. Espécie
2. Gênero
3. Família
4. Ordem
A. Bignoniaceae
B. Zingiberales
C. Zea mays
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D. Peumus
Parabéns! A alternativa C está correta.
%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%2
paragraph'%3E%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20O%20nome%20da%20esp%C3%A9cie%20%C3%
A 1-A; 2-B; 3-C; 4-D.
B 1-D; 2-C; 3-A; 4-B.
C 1-C; 2-D; 3-A; 4-B.
D 1-C; 2-D; 3-B; 4-A.
E 1-A; 2-C; 3-D; 4-B.
Questão 2
A lignina é uma característica que está presente nos tecidos vasculares de Pteridófitas, Gimnospermas e Angiospermas. Sendo assim, não é
adequada para fazer a distinção entre os grupos de plantas vasculares. Outras características, exclusivas de cada grupo, devem ser usadas
para justificar a suadeterminação. A alternativa em que é apresentada uma característica exclusiva de Gimnospermas é:
Parabéns! A alternativa C está correta.
%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%3Cp%20class%3D'c-
paragraph'%3E%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20O%20estr%C3%B3bilo%20%C3%A9%20uma%20estrutu
A Flor
B Fruto
C Estróbilo
D Semente
E Grão de pólen
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2 - Coleta e preparação de amostras botânicas
macroscópicas
Ao �nal deste módulo, você será capaz de descrever as técnicas de coleta e preparação de
amostras macroscópicas.
Características das coletas de acordo com os objetivos
A coleta botânica de amostras é feita com diferentes objetivos:
levantamento das espécies botânicas existentes em uma região;
estudos fitoquímicos;
estudos farmacológicos;
estudos etnobotânicos e etnofarmacológicos;
estudos anatômicos.
De acordo com os objetivos de determinada coleta, as amostras botânicas recebem preparações diferentes. Vamos conhecer essas preparações a
seguir, exceto as de estudos anatômicos, que serão vistas separadamente, em módulo específico.
Coleta do material testemunho
Quando realizamos coletas para levantamento da flora de uma região (estudo etnobotânico ou etnofarmacológico), as amostras coletadas são
utilizadas para identificação das espécies.
Essas amostras, chamadas de material testemunho, devem ser de ramos férteis, isto é, ramos com flores, folhas e, se possível, frutos. Devem ter o
máximo possível de flores abertas e íntegras.
As características das flores são altamente conservativas, por isso, por meio delas, podemos determinar a espécie da planta com mais facilidade.
As folhas, por sua vez, são muito plásticas e suas características se modificam de acordo com o ambiente, principalmente devido a fatores como
luminosidade e disponibilidade de água para a planta.
Atenção!
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Atenção!
A coleta do material testemunho é obrigatória mesmo em estudos fitoquímicos, farmacológicos ou anatômicos, conferindo validade ao processo.
Ferramentas para coleta e herborização do material testemunho
As ferramentas a serem utilizadas em campo para realizar a coleta de material testemunho são as seguintes:
Durante os procedimentos de preparação, as amostras perdem muitas características, como cor, odor, textura e pilosidade. Sendo assim, todos os
registros e anotações de características observáveis nas amostras devem ser feitos em campo, com auxílio de caderno de coleta e lápis.
Cada amostra coletada deve receber um número sequencial com sua respectiva descrição. Se coletarmos três ou quatro ramos férteis da mesma
planta, devemos considerar uma única coleta e registrá-la com apenas um número.
Com o auxílio do GPS, devemos anotar a localização da planta. As características do local e a posição em que a planta estava – em beira de trilha
ou estrada, no interior da mata, sobre árvore, sobre rocha – também devem ser registradas, considerando todos os detalhes do ambiente.
Coletor anotando as observações sobre a amostra.
A retirada do ramo fértil da planta pode ser realizada de diversas maneiras. Caso a planta esteja ao alcance do coletor, uma tesoura de poda afiada
pode ser utilizada. Caso o ramo esteja no alto de uma árvore de até 4m, o podão é a ferramenta ideal. Quando a altura da árvore excede os 4m, pode
ser necessário escalar a árvore.
Coleta de ramo com tesoura de poda.
Atenção!
Independentemente da técnica usada, devemos tomar muito cuidado para não danificar a amostra.
Quando coletamos várias amostras no mesmo local, usamos sacos plásticos para guardá-las e levá-las para preparação. Devemos ter vários sacos
plásticos para não juntar muitas amostras em apenas um.
Após a coleta devemos iniciar o processo de herborização Por meio desse processo preparamos a amostra botânica para guardá-la por muitos
Caderno de coleta e lápis. GPS. Tesoura de poda e podão. Luvas, para coleta de plantas
com espinhos.
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Após a coleta, devemos iniciar o processo de herborização. Por meio desse processo, preparamos a amostra botânica para guardá-la por muitos
anos.
A técnica de herborização deve ser bem executada, de modo a permitir a observação futura de todos os detalhes morfológicos que possibilitem a
determinação da amostra.
E você sabe como é realizada a herborização?
A herborização é realizada em uma prensa, aparelho que facilita o processo de secagem das plantas. Para executá-la, devemos ter à disposição
folhas de jornal, borrifador com álcool 92%, corrugado de alumínio, folhas de papelão, prensa, corda ou cinto e uma estufa.
Inicialmente, devemos abrir uma ou duas folhas de jornal, ou outro papel absorvente, para acomodar o ramo fértil. Cada folha de jornal deve conter
apenas uma amostra de ramo fértil.
A colocação do ramo deve obedecer aos seguintes procedimentos:
Preparação de amostra botânica para herborização.
Após acomodarmos a amostra, podemos borrifar álcool 92%, o que ajuda a acelerar o processo de secagem e mata alguns organismos indesejados,
como fungos e insetos. Em seguida, fechamos o jornal, fazendo uma espécie de envelope ou apenas o dobrando sobre a amostra.
Cada jornal deve ser corretamente identificado com o número da coleta correspondente. Isso evita que registros sejam perdidos, e conforme as
amostras ficam prontas, devemos colocá-las, uma sobre a outra, em um dos lados da prensa.
Não há um número máximo possível de amostras a ser colocado na prensa.
Dica
Colocar uma folha de papelão ou de corrugado entre as amostras ajuda a obter uma secagem mais eficiente.
Prensa de herborização com amostras, papelão e corrugado, amarrada com corda.
Depois de colocarmos todas as amostras na prensa, posicionamos sobre elas o outro lado da prensa e passamos a corda ou o cinto em volta,
amarrando-o fortemente, para que fique bem apertado.
Em seguida levamos a prensa para a estufa a uma temperatura de cerca de 54°C e deixamos o material ali até que fique totalmente seco
Sempre acomodar as flores
abertas, de modo que todas
as estruturas possam ser
analisadas.
Colocar parte das folhas com
a face superior voltada para
cima, e outra parte com a
face inferior voltada para
cima – geralmente, essas
faces apresentam
características diferentes.
Dobrar, cuidadosamente, as
folhas muito longas uma vez,
sem danificar a amostra.
Se o ramo for maior que a
folha de jornal, dobrar o caule
e dispor em “V”, sem danificar
a amostra.
05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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Em seguida, levamos a prensa para a estufa a uma temperatura de cerca de 54 C e deixamos o material ali até que fique totalmente seco.
Não podemos descuidar das amostras, pois, geralmente, elas possuem consistências, espessuras e carnosidade diferentes, o que as faz secar em
mais ou menos tempo. Sendo assim, diariamente, devemos retirar a prensa da estufa para analisar cada amostra. As que estiverem totalmente
secas, podem ser retiradas. As que ainda apresentarem alguma umidade, precisam retornar à estufa para que o processo de herborização seja
finalizado.
Normalmente, as amostras saem de campo trazendo alguns contaminantes, como insetos, ovos de insetos e fungos. Esses organismos podem
danificar as amostras com o passar do tempo: os fungos deterioram e apodrecem as amostras, e os insetos, geralmente, alimentam-se das
amostras.
Amostra com pequenos ovos de inseto.
Recomendação
Ainda que coloquemos álcool, muitos organismos permanecem vivos nas amostras. Para protegê-las, podemoscolocá-las em um freezer após
saírem da estufa. Podem ser necessárias de 72 horas a uma semana para eliminar organismos que ainda estejam presentes.
Ao final do processo, as amostras estão prontas para serem guardadas.
Herborização de amostras botânicas
Neste vídeo, a especialista demonstra o processo de preparação de amostras botânicas para a herborização.
Guarda do material testemunho em um herbário
Todo material testemunho que faça parte de um estudo ou pesquisa precisa ser identificado, registrado e guardado em uma coleção biológica de
uma instituição chamada herbário. Só assim, o estudo ou a pesquisa terá validade.
O herbário é uma instituição oficial, depositária do patrimônio genético da flora. Nele, são desenvolvidas pesquisas de diferentes campos da
Botânica.
Os principais objetivos de um herbário são o registro, a guarda e a manutenção de amostras botânicas para consulta, empréstimo e permuta.
Em geral, os herbários possuem amostras de plantas herborizadas, sementeca, carpoteca, banco de DNA e xiloteca.
ementeca
Coleção de sementes.
Carpoteca

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Coleção de frutos.
Xiloteca
Coleção de lenho ou madeira.
Parte da sementeca municipal de Sororcaba, SP.
Xiloteca do Laboratório de Produtos Florestais do Serviço Florestal Brasileiro.
Amostra de Catharanthus roseus em exsicata no Herbário da Unirio.
No herbário, as plantas herborizadas são depositadas em forma de exsicata: forma padrão de montagem de amostra botânica para incorporação
em uma coleção de herbário.
A exsicata compreende uma folha de cartolina branca chamada camisa, com as medidas padrão de 30cm de largura por 40cm de comprimento. Na
camisa, a amostra é presa firmemente, com pequenas tiras de fita gomada comum ou própria para exsicata. Também pode ser costurada com linha
10.
Após a herborização, as amostras podem seguir dois caminhos:

Serem levadas ao herbário ainda embaladas nas folhas de jornal.

Serem montadas em exsicatas para, em seguida, serem levadas ao herbário.

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No primeiro caso, a montagem das exsicatas é feita no próprio herbário, com seu material padronizado. No segundo caso, devemos seguir a técnica
padrão para a montagem da exsicata. Para isso, o seguinte material é necessário:
cartolina branca para prender as amostras;
papel manilha, pardo ou outro com essas características para montar a proteção da amostra;
fita gomada ou linha 10 e agulha para linha 10;
etiqueta padronizada do herbário.
Depois de prendermos a amostra na camisa, devemos fazer uma saia nas medidas padrão de 32cm de largura e 42cm de altura.
A saia é uma capa que protege a amostra. Depois de colocada dentro da saia, a exsicata é guardada em armários especiais, em ambiente
climatizado, para evitar a proliferação de fungos e insetos que possam danificar as amostras.
Exsicata de Aroeira (Schinus therebinthifolium) com camisa e dentro da saia.
Curiosidade
O Brasil hospeda o maior herbário da América Latina: o Herbário do Jardim Botânico do Rio de Janeiro (RB), com mais de 700.000 amostras de
plantas registradas.
O primeiro herbário brasileiro foi o Herbário do Museu Nacional (R), mas, atualmente, há muitas outras importantes instituições como essas,
responsáveis por guardar exemplares da nossa flora, bem como de floras estrangeiras. As principais se encontram no Pará, em São Paulo, em Santa
Catarina e em Minas Gerais.
Além disso, há uma rede por meio da qual se conectam diversos herbários nacionais e estrangeiros: o Jabot, sob a curadoria do Herbário do Jardim
Botânico do Rio de Janeiro. Qualquer pessoa pode consultar o Jabot, analisar as exsicatas nele existentes e usá-las em seus estudos, pois a
resolução das imagens digitalizadas é de excelente qualidade.
Quando a exsicata é entregue em um herbário, a espécie é determinada por um especialista – caso ainda não tenha sido identificada – recebe o seu
número de registro e é incluída na coleção. Lá, a espécie ficará guardada por tempo indeterminado, disponível para consulta por qualquer
pesquisador, seja presencialmente, seja pelas imagens digitalizadas, caso o herbário esteja na rede.
Coleta de amostras botânicas para �toquímica e
farmacologia
Qualquer substância que entrar em contato com a amostra vai invalidá-la, por alterar a sua composição química. Sendo assim, as amostras para
estudos fitoquímicos ou farmacológicos precisam de alguns cuidados.
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O que e como coletar
Quando vamos a campo coletar amostras para fitoquímica ou farmacologia, devemos saber, com antecedência, que parte da planta será usada.
Dessa forma, podemos levar o material adequado.
Se a coleta for de folhas, flores ou frutos, devemos levar:
sacos plásticos;
tesoura de poda.
Se a coleta for de cascas, devemos levar:
sacos plásticos;
facão.
Se a coleta for de caules e raízes, devemos levar:
sacos plásticos;
facão, machadinho;
pá para cavar.
A quantidade de amostra deve ser muito grande, medida em quilos. É preciso saber exatamente o que vai ser feito, pois podem ser necessários dois
quilos, cinco quilos, 10 quilos ou uma quantidade ainda maior de amostra.
Dica
O ideal é que a amostra seja retirada de apenas um indivíduo, para não corrermos o risco de misturá-la com uma espécie diferente.
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Todo o material coletado deve ser acondicionado em sacos plásticos e logo levado ao laboratório. Desse modo, não damos tempo de crescerem
microrganismos ou fungos.
Amostras de raiz sem casca e de folhas de ginseng.
Em laboratório, devemos verificar o protocolo a ser usado para dar sequência correta aos procedimentos. Dependendo da técnica padrão, o material
pode precisar passar por secagem em estufa ou secar em temperatura ambiente.
É importante ter em mente que os estudos fitoquímicos e farmacológicos trabalham com o extrato das plantas. Sendo assim, devemos conhecer
todos os protocolos a serem usados e ter todo o cuidado para que as amostras não entrem em contato com substâncias que não devem fazer parte
dos extratos.
Atenção!
Para garantir que estamos trabalhando com a planta certa, além do material para as análises fitoquímicas e farmacológicas, precisamos coletar o
material testemunho para depósito em herbário.
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Falta pouco para atingir seus objetivos.
Vamos praticar alguns conceitos?
Questão 1
A herborização é um processo por meio do qual as amostras de material testemunho precisam passar para serem preservadas por um período
bastante longo. Na etapa de secagem, as amostras vão para a estufa
Parabéns! A alternativa D está correta.
%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%3Cp%20class%3D'c-
paragraph'%3E%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20As%20amostras%20s%C3%A3o%20herborizadas%20de
A soltas, separadas umas das outras, dentro de bandejas de aço.
B soltas, separadas umas das outras, dentro de suportes de papel.
C colocadas diretamente sobre corrugados de alumínio.
D dentro de folhas de jornal, comprimidas em prensas de madeira.
E dentro de folhas de jornal soltas, dispostas em bandejas de aço.
Questão 2
Saímos a campo para coletar amostras para um novo estudo fitoquímico das cascas do caule da espécie Sorocea bonplandii. Precisamos de
cinco quilos de amostras de casca para fazer as extrações, além do material testemunho.
Assinale a opção que descrevecorretamente o material testemunho a ser coletado:
A 50g das cascas mais externas.
B 50g das cascas mais internas.
C Um ramo fértil íntegro.
D Um ramo estéril com folhas.
E Um ramo estéril sem folhas.
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3 - Coleta e preparação de amostras botânicas para
microscopia
Ao �nal deste módulo, você será capaz de descrever as técnicas de coleta e preparação de
amostras para microscopia.
Como coletar e conservar cada órgão vegetal para estudo
anatômico
Nos estudos anatômicos, as amostras podem ser frescas ou fixadas.
A coleta de amostras frescas deve ser feita pouco antes de as lâminas serem preparadas, para não haver deterioração de células e tecidos. Caso
não possamos montar as lâminas logo após a coleta, devemos usar técnicas que preparem e conservem as amostras por um maior período.
Todos os órgãos vegetais podem ser coletados e conservados, desde que aplicadas as técnicas corretas.
Recomendação
Todas as amostras vegetais para estudo anatômico devem ser fixadas no local de coleta assim que retiradas da planta matriz. A fixação imediata
permite a paralização dos processos vitais da célula e evita a autólise, mantendo a integridade de todas as estruturas.
Autólise
Processo de autodestruição da célula.
O material a ser levado a campo para coleta de amostras para estudo anatômico é o seguinte:
frascos de vidro com tampa;
fixador;
canivete ou faca pequena e tesoura de poda;
Parabéns! A alternativa C está correta.
%0A%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%20%3Cp%20class%3D'c-
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papel;
lápis.
Dica
Geralmente, o fixador usado é o Formaldeído-Ácido acético-Álcool 50% (FAA-50) ou Formaldeído-Ácido acético-Álcool 70% (FAA-70). O álcool 70%
também pode ser usado como fixador, mas é menos efetivo que o FAA.
Devemos encher os frascos com fixador em campo, antes da coleta, com quantidade suficiente para cobrir completamente as amostras.
Os órgãos das plantas possuem características diferentes de desenvolvimento, textura e tamanho, exigindo técnicas específicas de coleta.
Por exemplo, as raízes e os caules podem apresentar dois tipos de crescimento: o primário e o secundário. Cada um deles exige uma técnica própria
de coleta. As folhas, as flores e os frutos também demandam técnicas diferentes de coleta, conforme as suas características.
Independentemente das suas particularidades, assim que for coletado, o órgão deve ser mergulhado no fixador e ali ser mantido de 48 a 72 horas. O
tempo de imersão deve ser suficiente para fixação de todos os tecidos. Órgãos mais delicados, como folhas e flores, podem ficar imersos por 48
horas no fixador. Já órgãos mais rígidos ou suculentos, devem permanecer no líquido por 72 horas.
Após o tempo de fixação, as amostras devem ser mergulhadas no álcool 70%, para conservação por tempo indeterminado. Periodicamente, o álcool
70% deve ser trocado.
É importante destacar que, durante a coleta, amostras da mesma espécie – ainda que sejam órgãos diferentes – podem ficar juntas em um mesmo
frasco, desde que devidamente identificado. Para realizar a identificação, devemos escrever a lápis o nome da espécie ou o número da coleta em um
papel branco. Em seguida, devemos colocar esse papel dentro do frasco, junto com a amostra.
Curiosidade
Você sabe por que a escrita deve ser a lápis e o papel deve ficar mergulhado dentro do frasco?
O grafite é resistente aos reagentes, não borra nem apaga. Colocando o papel dentro do frasco, não corremos o risco de perdê-lo.
Coleta de folhas
As folhas adequadas para estudos anatômicos são as maduras e plenamente expandidas, que encontramos entre o 4º e o 6º nó, contando a partir
da gema apical.
Observe o boldo miúdo (Plectranthus neochilus) ao lado. As folhas do 4º ao 6º nó estão marcadas em vermelho.
Folhas do 4º ao 6º nó do boldo, adequadas para coleta.
Se couberem no frasco sem serem dobradas ou amassadas, as folhas devem ser fixadas inteiras.
Nunca dobre as folhas, pois isso irá danificá-las. Se as folhas da sua coleta forem grandes ou maiores que o frasco, corte-as transversalmente, em
quantos fragmentos forem necessários, de forma que caibam no frasco.
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Folhas pequenas inteiras e folhas grandes cortadas, para fixação
Folhas muito grandes, como as de muitas bromélias ou as da taioba, devem ser cortadas nas regiões usuais de corte anatômico para fixação
adequada.
Regiões usuais de cortes anatômicos em folhas.
Coleta de raiz e caule
As raízes ficam, em geral, enterradas, presas aos grãos do solo. Quando aéreas, ficam presas ao substrato, que pode ser o caule de outra planta,
uma rocha ou mesmo uma parede.
O corpo primário da raiz fica nas extremidades, sendo uma região de difícil coleta. As regiões do corpo primário do caule, por sua vez, são bem mais
acessíveis, pois são aéreas.
Sejam de raiz ou caule, sempre que coletadas, as amostras devem ser fixadas imediatamente em FAA.
Atenção!
Lembre-se de que os caules possuem folhas. Quando a amostra que nos interessa é o caule, devemos dispensar as folhas antes de mergulhá-lo no
fixador.
As regiões de corpo secundário, seja de caule ou de raiz, precisam passar por um processo de amolecimento antes de serem mantidas no
conservante.
Assim que coletadas, devem ser submersas em uma solução amolecedora de glicerina: álcool etílico 70% - 1:1 (v:v), para degradação de
substâncias que tornam esses órgãos rígidos, o que dificulta e prejudica os cortes.
O material deve ficar nessa solução o tempo necessário para o seu amolecimento. Não há período determinado. No entanto, devemos começar a
verificar o grau de amolecimento uma semana após a imersão na solução.
Quando estiverem bem macias, as amostras devem ser transferidas para o conservante.
Essa mesma técnica deve ser aplicada às cascas, que, em geral, ficam menos tempo na solução amolecedora.
Coleta de �ores e frutos
Os estudos anatômicos das flores, para análise das peças florais, devem ser feitos em botões florais jovens. Se o objetivo for analisar a arquitetura
de pétalas ou sépalas, devem ser obtidas flores abertas íntegras.
Já os frutos devem ser coletados ainda em início de desenvolvimento.
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Amostras tanto de flores quanto de frutos devem ser submetidas ao fixador assim que coletadas e, em seguida, transferidas para o conservante.
Execução de cortes histológicos
Os cortes de amostras vegetais devem ser precisos e bem executados quando da preparação de lâminas histológicas. Dessa forma, o material
adequado pode ser obtido para observação em microscópio.
Existem diferentes técnicas de preparação de amostras para corte, como o emblocamento em resina ou em parafina e o corte à mão livre. Há
também equipamentos que nos auxiliam a realizar o corte, como os micrótomos.
Pela praticidade, pelo baixo custo e pela agilidade na obtenção das lâminas, vamos estudar a técnica de corte à mão livre.
Preparação da amostra para corte à mão livre
Para que o material seja adequado à observação em microscópio, os cortes devem ser ultrafinos e retos. Desse modo, não há sobreposição de
camadas de células, o que prejudica a visualização.
Precisamos de bastante destreza quando usamos as ferramentas adequadas para corte histológico. Além disso, devemos ser precisos na execução
dos cortes. Algumas pessoas possuem tamanha habilidade que conseguem fazer cortes finos e precisoslogo na primeira tentativa. Outras,
contudo, precisam praticar insistentemente até alcançar a destreza necessária.
Quando as amostras são espessas ou muito robustas, como as de folhas suculentas ou de raízes e caules, podemos segurá-las diretamente na mão
e cortá-las. No entanto, quando a amostra é delicada, precisamos usar um suporte, de forma a dar firmeza à execução do corte e prevenir acidentes
com os dedos.
Para realizarmos os cortes de amostras botânicas e montarmos as lâminas, precisamos do seguinte material na bancada de trabalho:
amostras em frascos com conservante;
lâmina de aço para barbear ou bisturi bem afiados;
placa de petri contendo água destilada;
pincel n° 2;
suporte para corte, que pode ser: cubo de isopor, medula de pecíolo de embaúba ou de cenoura.
Placa de petri.
Se o material for delicado, antes de iniciarmos os cortes, precisamos preparar o suporte de acordo com a amostra. Os cubos de isopor ou cilindros
de embaúba não podem ultrapassar 3cm de comprimento. Eles devem ser cortados ao meio, para que a amostra seja posicionada entre eles.
Se a amostra for de uma folha ou pétala, basta posicionarmos a amostra entre as partes do suporte e executar os cortes. Se for uma amostra
cilíndrica, como a de uma raiz, um caule, botões florais ou frutos, devemos fazer uma canaleta em um dos lados do suporte para encaixar a amostra,
o que dará firmeza para execução dos cortes.
05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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Etapas do preparo do suporte para corte à mão livre.
A placa de petri deve estar com água e o pincel deve estar disponível no momento dos cortes. A água servirá para duas coisas: molhar o pincel para
manter o local de corte hidratado e receber os cortes obtidos para não desidratarem.
Com a amostra posicionada, devemos segurar firme o suporte e iniciar os cortes em movimento único. O movimento de serrote pode danificar os
tecidos.
A lâmina de aço deve estar afiada, o que facilitará bastante a execução do corte.
Atenção!
Cortes espessos e enviesados não permitem boa visualização ao microscópio. Segurar o suporte que contém a amostra bem firmemente ajuda a
garantir a precisão dos cortes.
Tipos de corte
Se as amostras forem laminares, como as de folhas e pétalas, podem ser feitos cortes:
paradérmicos;
longitudinais;
transversais.
O tipo de corte a ser usado dependerá do que queremos observar. No entanto, geralmente, nesse tipo de material, só obteremos uma visão
completa das características anatômicas se fizermos todos os tipos de corte.
Cortes paradérmico, longitudinal e transversal em folhas.
Saiba mais
No controle de qualidade de drogas vegetais à base de folhas, os cortes mais empregados são os paradérmicos e os transversais.
Quando as amostras são cilíndricas, como as de raízes e caules, três tipos de corte devem ser executados:
transversal;
longitudinal tangencial;
longitudinal radial.
Em botões florais e frutos, são executados apenas os cortes transversal e longitudinal.
05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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Tipos de corte realizados em amostras cilíndricas.
Independentemente da amostra ou do tipo de corte, faça sucessivos cortes, do modo mais fino e reto possível. Conforme for obtendo os cortes na
lâmina, coloque-os, com auxílio do pincel, na água da placa de petri imediatamente.
Faça vários cortes e selecione os melhores para prosseguir. O próximo passo envolve o preparo e a montagem das lâminas.
Preparação de lâminas histológicas
Todos os cortes devem passar por processo de coloração. Os corantes evidenciam as paredes celulares, revelando a forma e o tamanho das
células, bem como a organização dos tecidos dentro do órgão vegetal.
Técnica de coloração dos cortes
Para obtermos uma visualização clara dos contornos das células, precisamos retirar seus conteúdos e pigmentos. Só depois disso, podemos aplicar
o corante.
A coloração dos cortes pode ser executada de duas formas:
Esta técnica é ideal quando temos poucos cortes para corar.
Esta técnica é ideal quando temos muitos cortes para corar.
Soluções para coloração de amostras histológicas vegetais com corantes aquosos.
A seguir, apresentamos as etapas do processo de coloração de cortes:
Diafanização despigmentação ou clareamento
1. Usando apenas um vidro de relógio para executar todas as etapas 
2. Usando diferentes recipientes para executar cada etapa 
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Diafanização, despigmentação ou clareamento
Começamos o processo mergulhando os cortes em hipoclorito a 20% ou 30% durante o tempo necessário para que fiquem totalmente
transparentes.
A ação do hipoclorito consiste na retirada de todo o pigmento e dos componentes celulares.
Diferenciação/desidratação
Na etapa seguinte, os cortes passam por três enxágues de um minuto cada, para que todo o hipoclorito seja retirado.
Se o corante que vamos usar for aquoso, devemos mergulhar os cortes durante dois minutos na etapa de diferenciação, em uma solução de ácido
acético 1%, seguido de dois enxágues de um minuto cada, para preparar as células para a entrada do corante.
Caso o corante a ser usado seja alcoólico, os cortes não passam pela diferenciação, mas devem ser submetidos a três minutos de etanol 70%,
seguido de três minutos em etanol 50%, na etapa denominada desidratação.
Coloração
Os corantes geralmente usados em lâminas de histologia vegetal são:
azul de toluidina a 0,03% (corante aquoso);
safrablau (alcoólico);
safranina hidroalcóolica (alcoólico).
O tempo de permanência no corante depende do tipo de corante usado.
Se for o azul de toluidina, os cortes devem permanecer mergulhados no corante de 30 a 40 segundos. Em seguida, devem ser mergulhados em
água abundante, até que o excesso de corante pare de sair.
Se o corante for o safrablau, os cortes devem permanecer mergulhados por um minuto e, logo em seguida, devem ser enxaguados em álcool 70%,
para retirar o excesso de corante. O mesmo deve ser feito para a safranina.
Técnica de montagem das lâminas
Para montagem das lâminas, precisamos do seguinte material:
lâminas de vidro;
lamínulas de vidro;
pincel ou pinça;
água glicerinada (glicerina 10%).
Com o material em mãos, após o enxágue dos cortes, siga as etapas a seguir:
Depois de passarem pelo
último enxágue, os cortes
devem ser transferidos para
uma lâmina de vidro e
dispostos lado a lado na
Os cortes devem ser
posicionados a partir do
centro da lâmina. Depois de
acomodá-los, devemos pingar
uma gota de água glicerinada
Em seguida, devemos
aguardar que o líquido se
espalhe no bordo da lamínula
e, então, deixá-la descer
lentamente para que não haja
Quando a lamínula estiver
completamente aderida à
lâmina, devemos lutá-la (vedá-
la) usando esmalte
transparente Isso
05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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Técnica de corte à mão livre e a preparação de lâminas
histológicas
Neste vídeo, a professora Regina Braga apresenta, utilizando um laboratório de microscopia, as técnicas de corte à mão livre, coloração das
amostras e montagem das lâminas histológicas.
dispostos lado a lado na
lâmina. Faça isso com ajuda
de pincel ou pinça. O ideal é
que sejam colocados de três
a seis cortes em cada lâmina,
dependendo do tamanho dos
cortes.
uma gota de água glicerinada
sobre cada um e depositar a
lamínula, encostando um dos
seus lados na gota de água
glicerinada.
lentamente, para que não haja
formação de bolhas.
transparente. Isso
proporcionará o
aproveitamento da lâmina por
mais tempo. A lâmina está
pronta! Agora, é só observar a
amostra no microscópio.

05/10/202219:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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Falta pouco para atingir seus objetivos.
Vamos praticar alguns conceitos?
Questão 1
No momento em que coletamos amostras do corpo secundário de um caule ou de uma raiz, devemos mergulhá-las em uma solução de
glicerina-álcool 70% (1:1) para
Parabéns! A alternativa E está correta.
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A diafanização.
B hidratação.
C diferenciação.
D desidratação.
E amolecimento.
Questão 2
Nas técnicas empregadas para coloração de cortes histológicos vegetais, a etapa de diafanização corresponde a
Parabéns! A alternativa D está correta.
A retirada do excesso de ácido acético.
B desidratação para entrada do corante.
C utilização de ácido acético 1%.
D despigmentação dos cortes.
E entrada de água nas células.
05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
https://estudante.estacio.br/disciplinas/estacio_7215436/temas/2/conteudos/1 34/35
Considerações �nais
Este conteúdo nos possibilitou conhecer um pouco mais sobre as plantas. Nele, vimos que, desde a Antiguidade, esses vegetais vêm sendo
organizados em grupos, o que facilita o seu reconhecimento e a sua identificação na natureza.
Vimos também que o atual sistema de classificação das plantas é o filogenético. Esse sistema considera a história evolutiva e as relações de
parentesco entre as plantas.
Entendemos a necessidade de sempre usar os nomes científicos das espécies, que são universais, e não os nomes vulgares ou populares, que
mudam de local para local e podem comprometer a garantia de autenticidade do material que está sendo usado.
As plantas medicinais, por exemplo, estão representadas, principalmente, por Monocotiledôneas e Eudicotiledôneas. Saber identificá-las
corretamente, por meio das suas características diagnósticas, garante o estudo, o uso e a indicação da espécie terapêutica correta.
Por fim, estudamos as técnicas corretas de coleta de plantas medicinais. Vimos que, para conferir validade aos estudos e pesquisas com plantas, é
mandatória a existência de material testemunho corretamente identificado, herborizado e depositado em um herbário.
Podcast
Neste podcast, a especialista abordará a importância de dominar as técnicas de preparo do material para o controle de qualidade de drogas
vegetais.
Referências
AZEVEDO, A. A.; GOMIDE, C. J.; SILVA, E. A. M.; SILVA, H.; MARIA, J.; MEIRA, R. M. S. A.; OTONI, W. C.; VALE, F. H. A.; GONÇALVES, L. A. Anatomia das
espermatófitas: material de aulas práticas. 2. ed. Viçosa: Editora UFV, 2004.
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GIBERTONI T B Manual de procedimentos para herbários Recife: Editora Universitária UFPE 2013 Consultado na Internet em: 29 out 2021
a abé s! a te at va está co eta.
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05/10/2022 19:00 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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farmacológicas. Revista Fitos, v. 11, n. 1, p. 105-115, 2017 – Suplemento. Consultado na Internet em: 29 out. 2021.
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Consulte o Manual de procedimentos para herbários, do Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia (INCT), para aprofundar seus conhecimentos em
herborização e montagem de exsicatas.
Assista ao vídeo Montanhas da Amazônia, disponível no YouTube, em que pesquisadores do Jardim Botânico do Rio de Janeiro mostram como se
prepara e executa uma expedição para coleta em locais nunca antes visitados.