2011-dis-jrneri

Prévia do material em texto

UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ 
FACULDADE DE FARMÁCIA, ODONTOLOGIA E ENFERMAGEM 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ODONTOLOGIA 
 
 
 
 
JIOVANNE RABELO NERI 
 
 
 
 
 
 
EFEITO DO FLAVONÓIDE EPIGALOCATEQUINA-3-GALATO NA R ESISTÊNCIA 
DE UNIÃO DE SISTEMA ADESIVO DE CONDICIONAMENTO TOTA L À 
DENTINA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FORTALEZA 
2010 
 
 
JIOVANNE RABELO NERI 
 
 
 
 
 
EFEITO DO FLAVONÓIDE EPIGALOCATEQUINA-3-GALATO NA R ESISTÊNCIA 
DE UNIÃO DE SISTEMA ADESIVO DE CONDICIONAMENTO TOTA L À 
DENTINA 
 
 
 
 
 
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Odontologia da Faculdade de 
Farmácia, Odontologia e Enfermagem da 
Universidade Federal do Ceará, como um dos 
requisitos para a obtenção do título de Mestre 
em Odontologia. 
 
Área de Concentração: Clínica Odontológica 
 
Orientador: Prof. Dr. Sérgio Lima Santiago 
 
 
 
 
 
 
 
 
FORTALEZA 
2010 
2 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
N445e Neri, Jiovanne Rabelo 
 
 Efeito do flavonóide epigalocatequina-3-galato na 
resistência de união de sistema adesivo de condicionamento 
total à dentina / Jiovanne Rabelo Neri. – Fortaleza-Ce, 2011. 
 44f. 
 
 Orientador: Prof. Dr. Sérgio Lima Santiago 
 Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Ceará. 
Programa de Pós-Graduação em Odontologia; Fortaleza-Ce, 
2011. 
 
1. Adesivos Dentinários 2. Camellia Sinesis 3. 
Metaloproteinases da Matriz I. Santiago, Sérgio Lima (Orient.) 
II. Título. 
 
 CDD: 617.695 
4 
 
JIOVANNE RABELO NERI 
 
 
 
EFEITO DO FLAVONÓIDE EPIGALOCATEQUINA-3-GALATO NA RESISTÊNCIA DE 
UNIÃO DE SISTEMA ADESIVO DE CONDICIONAMENTO TOTAL À DENTINA 
 
 
Dissertação apresentada à Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Odontologia da 
Universidade Federal do Ceará como requisito parcial para a obtenção do Título de Mestre em 
Odontologia. Área de concentração: Clínica Odontológica. 
 
Aprovada em:___/___/___ 
 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
 
_______________________________________________ 
Prof. Dr. Sérgio Lima Santiago (Orientador) 
Universidade Federal do Ceará – UFC 
 
 
_______________________________________________ 
Prof. Dr. Vicente de Paulo Aragão Saboia 
Universidade Federal do Ceará – UFC 
 
 
_______________________________________________ 
Dra. Adriana Pigozzo Manso 
Universidade de São Paulo - USP 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aos meus pais, Neri e Ilnar, pelas 
incansáveis lições de dignidade e 
honestidade, por todo o apoio 
incondicional ao longo desses anos, 
dedico todo meu esforço, traduzido 
neste trabalho. 
6 
 
AGRADECIMENTOS ESPECIAIS 
 
A Deus, que em todo a sua GLÓRIA nunca me abandonou. Foi minha acolhida nos 
momentos tempestuosos, a minha fortaleza nas angústias e a paz nas ocasiões de medo. Quem 
confia em ti não teme as derrotas. 
 
Aos meus irmãos Niskiêr, Eugenie e Pascoal, minhas sobrinhas Isadora, Cecília e Sabrina 
e meu cunhado Paulo Robson, por todos os ótimos momentos vividos juntos. Esse momento 
de felicidade também é de vocês. Obrigado, por fazerem parte do meu convívio. Amo todos 
vocês. 
 
A minha namorada, Eliza, por estar comigo em todos os momentos desta jornada, 
compartilhando as ansiedades, dúvidas e alegrias, e SEMPRE me apoiando. ADMIRO-TE E 
TE AMO TODOS OS DIAS. 
 
Ao meu orientador, Prof. Dr. Sérgio Lima Santiago, uma pessoa a qual admiro pela 
dedicação, inteligência e, principalmente, pela paciência. Que me deu a oportunidade de 
ingressar no meio científico e assim expandir meus conhecimentos. Fico lisonjeado em tê-lo, 
hoje, não só como um MESTRE, mas como um AMIGO DE VERDADE. Muitíssimo 
Obrigado. 
 
Ao Prof. Dr. Vicente de Paulo Aragão Saboia, pelos seus ensinamentos e prestatividade. A 
principal virtude dos grandes sábios é a SIMPLICIDADE! Obrigado! 
 
Aos meus irmãos INOXIDÁVEIS Yuri, Ricardo, Andrezão, Naninha, Gledson, Therence, 
Jarlécyo, Kelly e Ilana, por serem assim INOXIDÁVEIS como só vocês são. 
 
 À Dra. Mônica Yamauti (japinha) e Dra. Ana Celeste que gentilmente nos acolheram (Eu 
e Dr. Sérgio) em Granada/ESP. Obrigado pela amizade verdadeira que foi construída, pelos 
dias de trabalho duro nos laboratórios da Universidade de Granada e pelas noites regadas a 
muita cerveja, conversa e risadas. Vocês são presentes de Deus para mim. 
 
 
7 
 
Aos alunos de graduação Felipe Dantas Silveira e Gustavo dos Santos Araújo, pela enorme 
ajuda na realização dos trabalhos laboratoriais. Esta dissertação possui uma marca registrada 
de vocês dois em cada espaço. Continuem na batalha pela excelência no aprendizado. Vocês 
vão longe. Obrigado! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
AGRADECIMENTOS 
 
À Universidade Federal do Ceará, na pessoa do seu Magnífico Reitor Prof. Dr. Jesualdo 
Pereira Farias. 
 
À Faculdade de Farmácia, Odontologia e Enfermagem, em nome da Prof. Dra. Neiva 
Francenely Cunha Vieira. 
 
Aos professores do Programa de Pós-Gradação em Odontologia da Universidade Federal do 
Ceará, em nome dos Professores Dr. José Jeová Siebra Moreira Neto e Dra. Cristiane de 
Sá Roriz Fonteles. 
 
Aos meus colegas e “irmãos” de mestrado, Lívia de Oliveira Barros, Márcia Viana Bessa 
Nogueira, Yuska Nascimento Castelo Branco, João Paulo Veloso Perdigão, Caio 
Santiago Dutra e Janaína Rocha de Sousa Almeida, por todos os ótimos momentos 
vividos. É uma honra pra mim, fazer parte de uma turma com tantos expoentes na 
Odontologia. Sucesso a todos vocês. 
 
Aos colegas doutorandos Vanara Florêncio Passos, Mary Anne Sampaio de Melo, 
Francisco Cláudio Fernandes Alves e Silva, Rebecca Bastos Araújo Rocha, Juliana 
Paiva Marques Lima e Fabianni Magalhães Apolonio, pela convivência salutar nos 
laboratórios da Pós-Graduação e pela oportunidade de realizar trabalhos em conjunto. 
 
Ao Prof. Dr. Alessandro Dourado Loguercio, que gentilmente e pacientemente realizou os 
procedimentos para obtenção das imagens dos espécimes através de Microscopia Eletrônica 
de Varredura. Obrigado por tudo! 
 
À Universidade de Granada, em nome do Prof. Dr. Manuel Toledano e Profa. Dra. Raquel 
Osório, que cedeu suas instalações e equipamentos o que proporcionou a realização desta 
pesquisa. 
 
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), pela concessão 
da bolsa de estudos. 
 
9 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“A desobediência é uma virtude necessária a criatividade.” 
(Raul Seixas) 
10 
 
RESUMO 
 
O objetivo desse estudo in vitro foi avaliar o efeito do flavonóide epigalocatequina-3-galato 
(EGCG) na resistência de união à dentina nos períodos imediato e após 6 meses de 
armazenamento. Trinta terceiros molares humanos recém-extraídos tiveram o esmalte oclusal 
removidos, obtendo-se uma superfície plana de dentina. Os dentes foram divididos em 5 
grupos (n=6) de acordo com a solução de re-hidratação da dentina. As superfícies expostas de 
dentina foram condicionadas com ácido fosfórico a 35% por 15s, lavadas por 30s, e secas com 
jatos de ar. Os dentes dos grupos G1, G2, G3, G4 e G5 foram re-hidratados, respectivamente, 
com água destilada, EGCG a 0,02%, 0,1%, 0,5% e clorexidina a 2%. Cada solução de re-
hidratação foi mantida em contato coma superfície dentinária por 60s. O sistema adesivo - 
Adper Single Bond 2 (3M ESPE) foi aplicado de acordo com a instruções do fabricante. 
Cinco incrementos de 1 mm de espessura de resina composta foram aplicados e fotoativados 
individualmente por 20 segundos. Os dentes foram armazenados em água destilada a 37°C 
por 24h. Em seguida, foram confeccionados cortes seriados perpendicularesentre si, através 
da interface de união, para obter espécimes em forma de palito com a área de secção 
transversal de aproximadamente 1 mm2. Metade dos espécimes foi testada imediatamente 
enquanto a outra metade foi armazenada em solução de azida de sódio a 0,3 mMol/l a 37°C 
por seis meses. Cada espécime foi tracionado a velocidade de 0,5mm/minuto em uma 
máquina universal de ensaios. Os valores de resistência de união foram estatisticamente 
avaliados por ANOVA a dois critérios e Student-Newman-Keuls, com nível de significância 
de 95%. A média (desvio padrão) dos valores de resistência de união (em MPa) foram os 
seguintes: No período imediato - G1= 34,17 (7,75); G2= 31,39 (7,82); G3= 34,74 (9,14); G4= 
27,11 (7,78); G5= 34,68 (7,30). No período de 6 meses - G1= 27,67 (6,98); G2= 31,75 
(10,58); G3= 35,99 (10,91); G4= 31,18 (9,29); G5= 31,62 (5,78). O EGCG a 0,02 % e a 0,1% 
não afetou a resistência de união, no período imediato (p>0,05). Após 6 meses de 
armazenamento, o EGCG em diferentes concentrações manteve a resistência de união. EGCG 
pode ser usado como uma alternativa para melhorar a durabilidade das restaurações adesivas, 
pois preserva a resistência de união das interfaces. 
 
Palavras-chave: Adesivos Dentinários, Chá Verde, Metaloproteinases da matriz. 
 
 
 
11 
 
ABSTRACT 
 
The aim of this in vitro study was to evaluate the effect of epigallocatechin-3-gallate (EGCG) 
on resin-dentin bond strength in the periods immediately and after 6 months of storage. Thirty 
human third molars extracted had their occlusal enamel removed, resulting in a flat dentin 
surface. Teeth were divided into 5 groups (n=6) according to the rewetting solution of dentin. 
Exposed dentin surfaces were etched with 35% phosphoric acid for 15s, rinsed for 30s, and 
dried with air jets. Teeth in groups G1, G2, G3, G4 and G5 were rewetted, respectively, with 
distilled water, EGCG at 0.02%, 0.1% and 0.5%, and 2% chlorhexidine. Each rewetted 
solution was kept in contact with dentin for 60 seconds. The adhesive system - Adper Single 
Bond 2 (3M ESPE) was applied according to manufacturer's instructions. Five increments of 
1 mm thickness of composite resin were applied individually and light-cured for 20s. The 
teeth were stored in distilled water at 37 ° C for 24h. The bonded teeth were longitudinally 
sectioned in both the “x” and “y” directions across the bonded interface to obtain bonded 
sticks with a cross-sectional area approximately 1.0 mm2. Half of those specimens were 
immediately tested, while the remaining specimens were stored in sodium azide at 0,3 mMol/l 
at 37°C for six months. Each specimen was subjected to a tensile strength of the speed of 0.5 
mm / minute in a universal testing machine. The values of bond strength were statistically 
evaluated by testing two-way ANOVA and Student-Newman-Keuls with significance level of 
95%. The mean (SD) values of bond strength (MPa) were as follows: In immediate period - 
G1 = 34.17 (7.75), G2 = 31.39 (7.82), G3 = 34.74 (9.14), G4 = 27.11 (7.78 ) G5 = 34.68 
(7.30). In the period of 6 months - G1 = 27.67 (6.98), G2 = 31.75 (10:58), G3 = 35.99 (10.91) 
G4 = 31.18 (9.29), G5 = 31.62 (5.78).EGCG at 0.02% and 0.1% did not affect the bond 
strength in the immmediate period (p> 0.5). After 6 months of storage, EGCG at different 
concentrations maintained the bond strength. EGCG can be used as a tool to improve the 
durability of adhesive restorations, because it preserves the bond strength of the interfaces. 
 
Keywords: Dentin-Bonding Agents, Camellia Sinesis, Matrix metalloproteinases. 
 
 
 
 
 
 
12 
 
SUMÁRIO 
 
 
 
1. INTRODUÇÃO...........................................................................................................12 
 
2. PROPOSIÇÃO............................................................................................................15 
 
2.1 Objetivo Geral.............................................................................................................15 
 
2.2 Objetivos Específicos...................................................................................................15 
 
3. CAPÍTULO..................................................................................................................16 
 
4. CONCLUSÃO GERAL..............................................................................................32 
 
REFERÊNCIAS......................................................................................................................33 
 
APÊNDICES............................................................................................................................41 
 
ANEXOS..................................................................................................................................43 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
13 
 
1 INTRODUÇÃO GERAL 
 
A utilização de sistemas adesivos como forma de união efetiva entre os materiais 
restauradores resinosos e os substratos dentais tem proporcionados grandes avanços à 
odontologia restauradora (Van Meerbeek et al., 2003; Van Meerbeek et al., 2010). Isto torna 
possível que dentes cariados ou fraturados possam ser restaurados de forma simples, rápida e 
com mínima perda de tecidos dentais, obtendo-se restaurações praticamente imperceptíveis 
(Manhart et al., 2004). 
O princípio fundamental da união entre os sistemas adesivos e substratos dentais é 
baseado na substituição dos materiais inorgânicos do dente por resinas sintéticas (Van 
Meerbeek et al., 2001). Esse processo ocorre em duas fases: Na primeira, há a remoção do 
fosfato de cálcio da hidroxiapatita dental, promovendo o aparecimento de microporosidades 
no esmalte e aumento da embocadura dos túbulos dentinários. A segunda fase envolve a 
infiltração e posterior polimerização in situ dos monômeros resinosos nos espaços criados na 
superfície desmineralizada (Van Meerbeek et al., 2003). Entretanto, a união entre os sistemas 
adesivos à dentina não é tão simples e previsível como observado no esmalte (Perdigão, 
2007). Alguns fatores como o alto percentual de água (12%) e elementos orgânicos (18%), 
presença de túbulos dentinários e variações de tipo e composição da dentina contribuem para 
essa imprevisibilidade. (Perdigão 2007; Van Meerbeek et al., 2003). 
À medida que a dentina é tratada com ácido fosfórico, torna-se menos mineralizada e 
ocorre a exposição das fibrilas colágenas. Essa rede de colágeno, intrinsecamente úmida, atua 
como uma barreira à penetração dos adesivos odontológicos fluidos, essencialmente 
hidrofóbicos (Vaidyanathan & Vaidyanathan, 2009). O uso de sistemas adesivos contendo 
moléculas bifuncionais, ou seja, grupos hidrofílicos e hidrofóbicos melhoram a infiltração dos 
monômeros resinosos nas fibras colágenas (Nakabaiashy et al., 1991). Apesar da resistência 
de união imediata entre os sistemas adesivos atuais e os tecidos dentais ser bastante favorável 
(Inoue et al., 2001), quando os adesivos são avaliados em relação a sua durabilidade clínica, 
os resultados são bastante desanimadores (Van Dijken, 2000; Brackett et al., 2002). Sinais 
clínicos como descoloração marginal, desadaptação marginal e deslocamento de restauração 
são frequentemente observados (Breschi et al., 2008), demonstrando assim, que o grande 
problema dos procedimentos adesivos contemporâneos é a sua limitada durabilidade clínica 
(Van Meerbeek et al., 1998). 
A estabilidade das interfaces adesivas depende diretamente da formação de uma 
camada híbrida compacta e homogênea (Loguercio et al, 2009). Entretanto, o caráter 
14 
 
heterogêneo e a complexa morfologia dentinária dificultam a difusão dos monômeros 
resinosos entre os componentes dentinários (Pashley & Carvalho, 1997), o que torna o 
procedimento adesivo em dentina extremamente instável ao longo do tempo (Lehmann et al., 
2009). As áreas incompletamente infiltradas por monômerosresinosos dentro da camada 
híbrida são susceptíveis à degradação através de dois mecanismos: hidrólise dos seus 
componentes resinosos e proteólise das fibras colágenas (Hashimoto et al. 2000; Hashimoto et 
al. 2002; Sano et al., 1999). 
A hidrólise é um processo químico que promove a quebra das ligações covalentes 
entre os polímeros através da adição de água às ligações éster, resultando em uma perda na 
massa de resina, contribuindo para redução da longevidade da camada híbrida (Tay et al., 
2005; Breschi et al., 2008). O processo de simplificação dos adesivos, tentando reduzir o 
número de passos clínicos, agravou ainda mais o problema da redução da resistência 
mecânica ao longo do tempo, pois a quantidade de moléculas iônicas e polares hidrofílicas 
contidas nestes adesivos simplificados é maior, o que acarreta em uma maior absorção de 
água pela camada híbrida (Vaidyanathan & Vaidyanathan, 2009). Além disso, a presença de 
monômeros resinosos não polimerizados em contato com fluidos orais também acelera o 
processo de degradação da camada híbrida (Loguercio et al., 2009). A perda de estabilidade 
das interfaces de união está diretamente relacionada com a redução da estabilidade dos 
componentes hidrofílicos que compõem a camada híbrida (Tay et al., 2002; De Munck et al., 
2005; Breschi et al., 2010). 
Por outro lado, as fibrilas colágenas expostas pelo condicionamento ácido e que não 
foram completamente envolvidas pelos monômeros resinosos são degradadas através da ação 
de uma família de enzimas conhecidas como matriz de metaloproteinases (MMPs) 
(Armstrong et al., 2004 ; Bracket et al., 2005). As MMPs são endopeptidases zinco e cálcio 
dependentes (Visse & Nagase, 2003), que são depositadas na dentina humana durante a 
formação do elemento dental (Tjäderhane et al., 1998; Van Strijp et al., 2003). Acredita-se 
que estas enzimas sejam ativadas pelo condicionamento ácido ou pelos monômeros resinosos 
acídicos dos adesivos auto-condicionantes (Pashley et al, 2004; Hannas et al. 2007, Nishitani 
et al., 2006). Recentemente, foi confirmada a presença de MMP-2 e MMP-9 ativas em dentina 
desmineralizada através de ensaios de zimografia e western blotting (Mazzoni et al., 2007). A 
MMP-2, também conhecida como Gelatinase A, degrada colágeno tipo I, principal colágeno 
encontrado na dentina e a MMP-9, ou Gelatinase B, degrada o colágeno tipo IV, que é o 
principal componente do colágeno desnaturado (Morgunova et al., 1999; Chaussain-Mille et 
al, 2006). 
15 
 
O emprego de substâncias com capacidade de inibir a expressão e ação de MMPs 
associadas ao procedimento adesivo tem se intensificado muito nos últimos anos. O 
digluconato de clorexidina é o principal inibidor de MMPs estudado na odontologia adesiva e 
tem apresentado resultados promissores em estudos in vivo e in vitro, confirmando a 
manutenção da resistência de união ao longo do tempo (Carrilho et. al, 2007; Carrilho et al., 
2007; Loguercio 2009; Breschi et al., 2009; Campos et al.,2009; Stanislawczuk et al., 2009). 
Entretanto, há uma nova tendência na área médica pela pesquisa de inibidores de MMPs à 
base de substâncias naturais, como alguns polifenóis encontrados em plantas e frutos (Strek et 
al, 2007; Zhang et al., 2010; Lin et al., 2009; Sem et al., 2009). 
O flavonóide epigalocatequina-3-galato (EGCG) é o principal polifenol encontrado no 
chá verde (Camellia sinesis), e apresenta ação antioxidante, antimicrobiana, antimutagênica, 
anticancerígena e anti-inflamatória, sendo considerado pouco tóxico, mesmo em altas 
concentrações (Ostersburg et al., 2009; Isbrucker et al., 2006; Kaneko et al., 2001; Hirasawa 
& Takada 2003; Rasheed at al., 2009). Além disso, o EGCG possui uma comprovada 
capacidade de inibir a expressão e a ação das MMP-2 e MMP-9 (Garbisa et al., 2001; 
Dell'aica et al., 2007; Demeule at al., 2000). A inibição da atividade das MMPs pelo EGCG é 
dose e tempo dependente, não é competitiva e não envolve quelação com íons metálicos 
cálcio (Ca2+) e zinco (Zn2+), que são fundamentais para a atividade das MMPs. (Yun et al., 
2004; Sem et al., 2009). 
Os inibidores de MMPs têm se mostrado efetivos na difícil tarefa de prolongar a 
durabilidade dos procedimentos adesivos. Portanto, a pesquisa de novos tipos de inibidores é 
um passo fundamental na tentativa de se obter maior estabilidade dos componentes da camada 
híbrida, tornando assim os procedimentos adesivos menos susceptíveis à degradação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
2 PROPOSIÇÃO 
 
Os objetivos do presente trabalho foram: 
 
2.1 Objetivo Geral 
 
Analisar o efeito do flavonóide epigalocatequina-3-galato na resistência de união de sistema 
adesivo de condicionamento total à dentina. 
 
2.2 Objetivos Específicos 
 
• Comparar o efeito de soluções de EGCG de diferentes concentrações (0,02%, 0,1% e 
0,5%) na resistência de união à dentina através ensaios de microtração, nos períodos 
imediato e após 6 meses de armazenamento. 
• Avaliar o efeito do EGCG na manutenção da resistência de união à dentina, após 6 
meses de armazenamento, através de ensaio de microtração. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
3 CAPÍTULO 
 
Esta dissertação está baseada no Artigo 46 do Regimento Interno do Programa de Pós-
Graduação em Odontologia da Universidade Federal do Ceará que regulamenta o formato 
alternativo para dissertações de Mestrado e teses de Doutorado e permite a inserção de artigos 
científicos de autoria ou co-autoria do candidato (Anexo A). Por se tratarem de pesquisas 
envolvendo seres humanos, ou partes deles, o projeto de pesquisa deste trabalho foi 
submetido à apreciação do Comitê de Ética em Pesquisas da Universidade Federal do Ceará, 
tendo sido aprovado sob o protocolo COMEPE nº 279/09, conforme o Ofício nº 286/09 de 18 
de Setembro de 2009 (Anexo B). Assim sendo, esta dissertação é composta de um capítulo 
contendo um artigo científico submetido para publicação no periódico “The Journal of 
Adhesive Dentistry” (Anexo C), conforme descrito abaixo: 
Influence of the flavonoid epigallocatechin-3-gallate on the bond strength of adhesive 
system to dentin. 
Santiago SL, Neri JR, Fernandes CAO, Mendonça JS, Carvalho RM, Osório R, Toledano M. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
Influence of the flavonoid epigallocatechin-3-gallate on the bond strength of adhesive 
system to dentin 
 
Sérgio Lima Santiagoa 
Jiovanne Rabelo Neria 
Carlos Augusto de Oliveira Fernandesa 
Juliano Sartori Mendonçab 
Ricardo Marins de Carvalhoc 
Raquel Osóriod 
Manoel Toledanod 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
a Department of Restorative Dentistry, Federal University of Ceará, Fortaleza, Ceará, Brazil. 
b Department of Dentistry, University of Fortaleza, Fortaleza, Ceará, Brazil. 
c Department of Prosthodontics, University of São Paulo, Bauru School of Dentistry. 
d Department of Dental Materials, School of Dentistry, University of Granada, Spain. 
 
Correspondence: 
Dr. Sérgio Lima Santiago 
Rua Monsenhor Furtado 
S/Nº. CEP 60430-350 
Fortaleza, CE 
Brazil 
E-mail: sergiosantiago@yahoo.com 
 
19 
 
ABSTRACT 
 
Purpose: The aim of this in vitro study was to evaluate the effect of EGCG on resin-dentin 
bond strength, immediately and after 6 months of specimen preparation. 
Materials and Methods: Thirty third molars were divided into 5 groups according to the 
rewetting solution. The dentin surfaces were etched with 35% phosphoric acid for 15 s, rinsed 
for 30 s with distilled water, and dried with air. The teeth in G1, G2, G3, G4 and G5 were 
rewetted with 5 µL of distilled water, EGCG at 0.02%, 0.1% and 0.5%, and 2% chlorhexidine 
respectively. Solutions were remained in contact for 60 s. The adhesive system Adper Single 
Bond 2 was applied according to manufacturer's instructions. Five increments of 1 mm-thick 
of composite resin were build-up. Teeth were stored in distilled water for 24 h. The bondedteeth were longitudinally sectioned to obtain bonded sticks with a cross-sectional area 
approximately 1.0 mm2. Half of those specimens were immediately tested, while the 
remaining specimens were stored for six months. Bonded sticks were subjected to a tensile 
force of 0.5mm/minute. MTBS values were statistically analyzed with ANOVA and Student–
Newman–Keuls test. Statistical significance was set at p< 0.05. 
Results: EGCG at 0.02% and 0.1% did not affect the in vitro immediate bond strength tested 
(p>0.05). After six-month storage, EGCG in the different concentrations resulted in stable 
resin-dentin. 
Conclusion: EGCG can be a useful tool for improve the durability of adhesive restorations 
since preserves the resin-dentin bonds. 
 
 
Keywords: Interfaces degradation, Green tea, Matrix metalloproteinases. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
INTRODUCTION 
 
 
The major shortcoming of contemporary adhesive restoratives is their limited durability. 
The loss of bond strength has been attributed mainly to the degradation of the hybrid layer at 
the dentin-adhesive interface6,7,12. This decline is the result of hydrolytic degradation of the 
resin and proteolysis of the collagen fibrils13,17,26. 
MMPs are a class of zinc- and calcium-dependent endopeptidases34 that are trapped 
within the mineralized dentin matrix during tooth development32,33. The release and the 
subsequent activation of these endogenous enzymes during dentin bonding procedures25,28,31 
are thought to be responsible for the in vitro manifestation of thinning and disappearance of 
collagen fibrils from incompletely infiltrated hybrid layers in aged, bonded dentin 1,2. It has 
been recently demonstrated that MMP-2 and MMP-9 are present in dentin, and likely to be 
largely involved in this degradation process in dentin13,17,22. 
The epigallocatechin-3-gallate (EGCG) is the main polyphenol found in green tea 
(Camellia sinesis), comprising up to 65% of the total catechin, and has several qualities, 
among them the proven ability to inhibit the expression and action of MMP-2 and MMP-99,15. 
Inhibition of the activity of MMPs by EGCG is noncompetitive, since there is no interaction 
with the metal ions, which are critical for the activity of MMPs. Moreover, the inhibitory 
effect is dose and time dependent30. However, little is known about the use of EGCG as 
MMP-inhibiting potential in resin-dentin bonding. 
The aim of this study was to evaluate the effect of EGCG on resin-dentin bond strength. 
It was hypothesized that all the concentrations of EGCG would be sufficient to prevent 
reductions in resin-dentin bond strength after 6 months of storage. 
 
 
MATERIALS AND METHODS 
 
Tooth Preparation 
Thirty unerupted, caries-free third molars were collected after the patients' informed 
consent had been obtained under a protocol reviewed and approved by the local internal 
Review Board. Selected teeth were stored for one month or less in 0.01% thymol solution. 
Occlusal enamel was removed using a #120-grit silicon carbide (SiC) paper mounted to an 
electric polishing machine (LaboPol, Struers, Copenhagen, Denmark) to expose a flat coronal 
21 
 
dentin surface. Additionally, the dentin surface was prepared with a #500-grit SiC paper for 
60 seconds to create a uniform smear layer in all teeth. 
 
Microtensile Bond Strength Test (µTBS) 
 
Teeth were divided into 5 groups (n=6) according to the rewetting solution. The 
exposed dentin surfaces were etched with 35% phosphoric acid gel (3M ESPE, St. Paul, MN, 
USA - batch #9KN) for 15 s, rinsed for 30 s with distilled water, and vigorously dried with 
oil-/water-free air. Six teeth were rewetted with 5 µL of distilled water (control G1), aqueous 
solution of the EGCG (Sigma-Aldrich, Saint Louis, USA - batch #108K 1564) at 0.02% (G2), 
0.1% (G3) and 0.5% (G4), and 2% chlorhexidine digluconate (CHX) (G5) (FGM, Joinville, 
SC, Brazil - batch #031109). 
Each rewetteing solution was left in contact with surface for a period of 60 s, and 
excess was removed with absorbent paper leaving the dentin surface visibly moist. The ecth-
and-rinse adhesive system - Adper Single Bond 2 (3M ESPE, St. Paul, MN, USA) - was 
applied according to manufacturer's instructions (Table 1). After light-curing of the adhesive 
system, five increments of 1 mm-thick of composite resin were build-up (Filtek Z250; 3M 
ESPE, St. Paul, MN, USA - batch #N111777). Each increment was light-cured with a halogen 
light-curing unit (Bluephase; Ivoclar Vivadent, Schaan, Liechtenstein) for 20s, with power 
density of 600 mW/cm2. The bonded teeth were stored in distilled water at 37°C for 24 h. 
After storage, the bonded teeth were longitudinally sectioned in both the “x” and “y” 
directions across the bonded interface using a diamond saw in a Accutom-50 machine 
(Struers, Copenhagen, Denmark) under water cooling to obtain bonded sticks with a cross-
sectional area approximately 1.0 mm2. The cross-sectional area of each stick was measured 
with the digital caliper to the nearest 0.01 mm and recorded for subsequent calculation of the 
microtensile bond strength (Absolute Digimatic, Mitutoyo, Tokyo, Japan). 
Half of obtained sticks were randomly selected and immediately tested, while the 
remaining sticks were stored in sodium azide at 0,3 mMol/l at 37°C for six months. The 
storage solution was changed every two weeks and its pH was monitored at each change. 
Each bonded stick was attached with cyanoacrylate resin (Rocket Heavy, Dental Venture of 
America Inc., Corona, CA, USA) to a modified Bencor Mult-T testing apparatus (Danville 
Engineering Co., Danville, CA, USA) and subjected to a tensile force of 0.5mm/minute in a 
universal machine (Instron 4411 /Instron Inc., Canton, MA, USA). The load at fracture was 
used to calculate bond strength and expressed in MPa. 
22 
 
 
 
Evaluation of fracture modes / Scanning Electron Microscopy 
 
The failure modes were evaluated at 60x (StereoZoom® Leica S8 APO, Leica 
Microsystems, Wetzlar, Germany) and classified as: 1) adhesive failure, if the fracture site 
was located entirely between the adhesive and dentin (A); 2) mixed failure (M); 3) cohesive 
failure in resin (CR); 4) cohesive failure in dentin (CD). Ten percent of fractured specimens 
of each group were dried at room temperature for 24h in desiccators, and sputter-coated with 
gold (Sputter Coater IC 50; Shimadzu, Tokyo, Japan). Dentin surfaces of each fracture site 
were observed under a scanning electron microscope (SSX-550; Shimadzu, Tokyo, Japan) 
with 60x and 500x magnification at 15 kV. 
 
Statistical Analysis 
 
MTBS values were statistically analyzed with two-way ANOVA (treatments and 
storage), Student–Newman–Keuls test was used for post hoc comparisons. Statistical 
significance was set at p< 0.05. The number of prematurely debonded specimens per each 
tested group was also recorded but not included in the statistical. 
 
RESULTS 
 
EGCG at 0.02% and 0.1% did not affect the in vitro immediate bond strength tested 
right after the beams preparation to serve as baseline results (p>0.05). Six-month storage 
resulted in significant reductions in resin–dentin bond-strength values for control group 
rewetted with distilled water (p<0.05). By contrast, rewetting with EGCG in the different 
concentrations and 2% chlorexidine digluconate resulted in stable resin-dentin bonds after 6 
months of storage. However, only group rewetted with EGCG 0.1% obtained resin-dentin 
bond-strength values significantly higher than control group, in 6-month period (p<0.05) 
(Table 2). 
Representative SEM micrographs of the groups are shown in Figure 1. For all the 
tested groups, in both periods, the most prevalent fracture pattern observed was the mixed 
failure (Table 3). In immediate period, cohesive failures (resin and dentin) were more 
prevalent than adhesive failures for specimens of all groups, with exception for2% 
23 
 
chlorexidine group (Table 3). In six month period, adhesive failures were more prevalent than 
cohesive failures (resin and dentin) for specimens of all groups, with exception for 2% 
chlorexidine group (Table 3). 
 
DISCUSSION 
The decrease of bond strength resin-dentin interfaces bonded with two steps etch-and-
rinse adhesive system after short periods of time, reported by several researches3,11,13,20,21, was 
confirmed by results of this study. The bond degradation can be generally attributed to two 
mechanisms: hydrolytic degradation of the bonding resin within the hybrid layer and 
hydrolytic degradation of the collagen matrix17,18,29. Action of the endogenous enzymes 
known as matrix metalloproteinases (MMPs), mainly MMP-2 and MMP-9, activated by 
adhesive procedures, degrade the incompletely resin-infiltrated collagen fibrils and the hybrid 
layer12,28. Mazonni et al.22 suggested that the inhibition of MMP-2 and -9 proteolytic activity 
increase the durability of resin-dentin bonds. Therefore, the research and use of substances 
that may inhibit the action of the MMPs in the degradation of collagen exposed and not 
involved by resin monomers is beneficial for the preservation of the hybrid layer and increase 
of the durability of restorations that involve dentin bonding. 
 Chlorexidine (CHX) is an excellent inhibitor of activity of MMP-2, -8 and -9. 
Gendron et al.16 proposed two different mechanisms of action of CHX: a chelating 
mechanism for the inhibition of MMP-2 and MMP-9; and the interaction with the essential 
sulfhydryl groups and/or cysteine present in MMP-active sites in the case of MMP-8. Use of 
CHX at 2% as dentin pretreatment associated with etch-and-rinse adhesive systems was first 
described by Carrilho et al.6,7 and resulted in significantly less reduction in bond strength over 
time in comparison with non-treated specimens. These findings are confirmed by the results 
of this study (Table 3). New studies showed that stable bonds were maintained for up to 6 
months after the use of other concentrations of CHX (0.002, 0.02, 0.2 and 4%)3,4,21 and 
different application time (15 s and 60 s)21. Loguercio et al.21 proposed the use of 0.002% 
chlorhexidine for 15 s seems to be sufficient to preserve resin-dentin interfaces over a 6-
month period. 
The epigallocatechin-3-gallate (EGCG) has been studied mainly in the medical field 
because of its potential cancer chemopreventive property9,10. A turning point in the search for 
the association between EGCG and enzymatic inhibition came with the scientific 
correspondence from Cao and Cao on angiogenesis inhibition by drinking tea5. A logical 
deduction, then, was that if EGCG inhibits angiogenesis, and if MMP-2 and MMP-9 are 
24 
 
instrumental to angiogenesis, then perhaps the effect described could be attributed to 
inhibition of the MMPs by the EGCG5. Garbisa et al14,15 demonstrated in their studies through 
zymography, Western blotting, that EGCG was a strong inhibitor of the gelatinolytic activities 
of human MMP-2 and MMP-9, and differs from other MMP-inhibitors being a natural 
product, extracted from green tea (camellia sinesis). 
Very little is known about the molecular mechanisms by which EGCG blocks 
gelatinolytic activities. It has been suggested that the inhibition of gelatinases by EGCG is 
due to zinc chelation22; polyphenols do, in fact, have high complexation affinity to metal ions, 
and zinc is essential for enzymatic activity24. However, Garbisa et al.15 suggest that chelation 
between EGCG and metal ions is unlikely. There appear to be two possible explanations for 
the reduction of the gelatinolytic activity of EGCG-pretreated MMP-2 in gelatin zymography: 
EGCG led to the irreversible degradation of the MMP-2 molecule, or EGCG bound to MMP-
2, leading to reversible conformational changes in MMP-2 molecules or to masking the 
catalytic region of MMP-2, either of which may be essential for proteolytic activity8. MMP 
inhibition exerted by EGCG is noncompetitive, is time-dependent and dose-dependent. The 
lowest registered values of IC50 were 8 µM and 13 µM for MMP-2 and MMP-9, respectively 
15, 30. 
The use of EGCG as dentin pretreatment may also be indicated to perform cleaning 
cavity because it is an effective antimicrobial agent against a variety of pathogenic 
microorganisms27. Another possible advantage of EGCG is that it could be used in cavities of 
any depth, even in deep cavities and risk pulp micro-exposure, because it is low toxic, even at 
high concentrations and has anti-inflammatory effect19. These data encourage the introduction 
of EGCG in dental practice, since that low concentrations of EGCG were also sufficient to 
promote the maintenance of bond strength after 6 months of storage (Table 2 and Table 3). 
However, further studies should be conducted to assess whether variations in the composition 
of total etch adhesives can interfere with the action of EGCG. Another aspect that can be 
studied to evaluate the effect of EGCG on the one-step and two-steps self-etching adhesives 
and variations of time of application. 
The hypotheses of this study were supported since that all the concentrations of EGCG 
remained resin-dentin bond strength after 6 months of storage. 
 
 
 
 
25 
 
CONCLUSION 
The application of EGCG for 60s as rewetting solution prior bonding procedures on two-step 
etch-and-rinse adhesives may preserve resin-dentin bond-strength over time. 
 
Clinical Relevance: 
EGCG can be a useful tool for improve the durability of adhesive restorations since preserves 
the resin-dentin bonds. 
 
ACKNOWLEDGEMENTS 
CNPq 472611/2009-7, CICYT/FEDER MAT2008-02347/MAT, JA-P07-CTS-2568 
and JA-P08-CTS-3944. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
REFERENCES 
 
1. Armstrong SR, Vargas MA, Chung I, Pashley DH, Campbell JA, Laffoon JE, Qian F. Resin-
dentin interfacial ultrastructure and microtensile dentin bond strength after five-year water 
storage. Oper Dent 2004;29:705-712. 
 
2. Brackett WW, Ito S, Tay FR, Haisch LD, Pashley DH. Microtensile dentin bond strength of 
self-etching resins: effect of a hydrophobic layer. Oper Dent 2005;30:733-738. 
 
3. Breschi L, Cammelli F, Visintini E, Mazzoni A, Vita F, Carrilho M, Cadenaro M, Foulger S, 
Mazzoti G, Tay FR, Lenarda R, Pashley D. Influence of chlorhexidine concentration on the 
durability of etch-and-rinse dentin bonds: A 12-month in vitro study. J Adhes Dent 
2009;11:191-198. 
 
4. Campos EA, Correr GM, Leonardi DP, Barato-Filho F, Gonzaga CC, Zielak JC. 
Chlorhexidine diminishes the loss of bond strength over time under simulated pulpal pressure 
and thermo-mechanical stressing. J Dent 2009;37:108 -114. 
 
5. Cao Y, Cao R. Angiogenesis inhibited by drinking tea. Nature 1999;398:381. 
 
6. Carrilho MRO, Carvalho RM, de Goes MF, di Hipolito V, Geraldeli S, Tay FR, Pashley DH, 
Tjaderhane L. Chlorhexidine preserves dentin bond in vitro. J Dent Res 2007;86:90-94. 
 
7. Carrilho MRO, Geraldeli S, Tay FR, de Goes M, Carvalho RM, Tjaderhane L, Reis AF, 
Hebling J, Mazzoni A, Breschi L, Pashley DH. In Vivo Preservation of the hybrid layer by 
chlorhexidine. J Dent Res 2007,86:529-533. 
 
8. Cheng XW, Kuzuya M, Kanda S, Maeda K, Sasaki T, Wang QL, Tamaya-Mori N, Shibata T, 
Iguchi A. Epigallocatechin-3-gallate binding to MMP-2 inhibits gelatinolytic activity without 
influencing the attachment to extracellular matrix proteins but enhances MMP-2 binding to 
TIMP-2. Arch Biochem Biophys 2003;415: 126-132. 
 
27 
 
9. Dell'aica I, Caniato R, Biggin S, Garbisa S. Matrix proteases, green tea, and St. John's wort: 
Biomedical research catches up with folk medicine. Clin Chem Acta 2007;38:69-77. 
 
10. Demeule M, Brossard M, Page M, Gingras D, Be¨liveau R. Matrix metalloproteinase 
inhibition by green tea catechins. Bio et Biophysica Acta 2000;1478:51-60. 
 
11. De Munck J, ShiraiK, Yoshida Y, Inoue S, Van Landuyt K, Lambrechts P, Suzuki K, 
Shintani H, Van Meerbeek B. Effect of water storage on the bonding effectiveness of 6 
adhesives to Class I cavity dentin. Oper Dent 2006;31:456-65. 
 
12. De Munck J, Van den Steen PE, Mine A, Van Landuyt KL, Poitevin A, Opdenakker G , Van 
Meerbeek B. Inhibition of Enzymatic Degradation of Adhesive-Dentin Interfaces. J Dent Res 
2009, 88: 1101-1106. 
 
13. De Munck J, Van Meerbeek B, Yoshida Y, Inoue S, Vargas M, Suzuki K, Lambrechts P, 
Vanherle G. Four-year water degradation of total-etch adhesives bonded to dentin. J Den Res 
2003;82:136-140. 
 
14. Garbisa S, Biggin S, Cavallarin N, Sartor L, Benelli R, Albini A. Tumor invasion: molecular 
shears blunted by green tea. Nature Med 1999;5:1216. 
 
15. Garbisa S, Sartor L, Biggin, S.; Salvato, B.; Benelli, R.; Albini, A. Tumor gelatinases and 
invasion inhibited by the green tea flavanol epigallocatechin-3-gallate. Cancer 2001; 91:822-
832. 
 
16. Gendron R, Greiner D, Sorsa T, Mayrand D. Inhibition of the activities of matrix 
metalloproteinases 2, 8, and 9 by chlorhexidine. Clin Diagn Lab Immunol 1999;6:437-439. 
 
17. Hashimoto M, Ohno H, Kaga M, Endo K, Sano H, Oguchi H. In vivo degradation of resin-
dentin bonds in humans over 1 to 3 years. J Dent Res 2000;79:1385-1391. 
 
28 
 
18. Hashimoto M, Ohno H, Sano H, Tay FR, Kaga M, Kudo Y, Oguchi H, Araki Y, Kubota M. 
Micromorphological changes in resin-dentin bonds after 1 year of water storage. J Biomed 
Mater Res 2002;63:306-311. 
 
19. Isbrucker RA, Bausch J, Edwards JA, Wolz E. Safety studies on epigallocatechin gallate 
(EGCG) preparations. Part 1: genotoxicity. Food Chem Toxicol 2006;44:626-635. 
 
20. Koshiro K, Inoue S, Sano H, De Munck J, Van Meerbeek B. In vivo degradation of resin–
dentin bonds produced by a self-etch and an etch-and-rinse adhesive. Eur J Oral Sci 
2005;113:341-348. 
 
21. Loguercio AD, Stanislawczuk R, Polli LG, Costa JA, Michel MD, Reis A. Influence of 
chlorhexidine digluconate concentration and application time on resin–dentin bond strength 
durability. Eur J Oral Sci 2009;117:587-596. 
 
22. Maeda-Yamamoto M, Kawahara H, Tahara N, Tsuji K, Hara Y, Isemura M. Effects of tea 
polyphenols on the invasion and matrix metalloproteinases activities of human fibrosarcoma 
HT1080 cells. J Agric Food Chem 1999;47:2350-2354. 
 
23. Mazzoni A, Mannello F, Tay FR, Tonti G, Papa S, Mazzotti G, Di Lenarda R, Pashley DH, 
Breschi L. Zymographic analysis and characterization of MMP-2 and -9 isoforms in human 
sound dentin. J Dent Res 2007;86:436-440. 
 
24. Morgunova E, Tuuttila A, Bergmann U, Isupov M, Lindqvist Y, Schneider G, et al. Structure 
of human pro-matrix metalloproteinase- 2: activation mechanism revealed. Science 
1999;284:1667-70. 
 
25. Nishitani Y, Yoshiyama M, Wadgaonkar B, Breschi L, Mannello F, Mazzoni A, Carvalho 
RM, Tjaderhane L, Tay FR, Pashley DH. Activation of gelatinolytic/ collagenolytic activity in 
dentin by self-etching adhesives. Eur J Oral Sci 2006;114:160-166. 
 
26. Okuda M, Pereira PN, Nakajima M, Tagami J, Pashley DH. Long-term durability of resin 
dentin interface: nanoleakage vs. microtensile bond strength. Oper Dent 2002; 27:289-296. 
 
29 
 
27. Osterburg A, Gardner J, Hyon SH, Neely A, Babcock G. Highly antibiotic-resistant 
Acinetobacter baumannii clinical isolates are killed by the green tea polyphenol (–)-
epigallocatechin-3-gallate (EGCG). Clin Microbiol Infect 2009;15: 341-346. 
 
28. Pashley DH, Tay FR, Yiu CKY, Hashimoto M, Breschi L, Carvalho R, Ito S. Collagen 
degradation by host-derived enzymes during aging. J Dent Res 2004;83:216-221. 
 
29. Sano H, Yoshikawa T, Pereira PNR, Kanemura N, Morigami M, Tagami J, Pashley DH. 
Long-term durability of dentin bonds made with a self-etching primer, in vivo. J Dent Res 
1999;78:906-911. 
 
30. Sen T, Moulik S, Dutta A, Choudhury PR, Banerji A, Das S, Roy M, Chatterjee A. 
Multifunctional effect of epigallocatechin-3-gallate (EGCG) in downregulation of gelatinase-
A (MMP-2) in human breast cancer cell line MCF-7. Life Sci 2009; 84: 194-204. 
 
31. Tay FR, Pashley DH, Loushine RJ, Weller RN, Monticelli F, Osorio R. Self-Etching 
adhesives increase collagenolytic activity in radicular dentin. J Endod 2006;32: 862-868. 
 
32. Tjaderhane L, Larjava H, Sorsa T, Uitto VJ, Larmas M, Salo T. The activation and function of 
host matrix metalloproteinase in dentin matrix during breakdown in carious lesions. J Dent 
Res 1998;77:1622-1629. 
 
33. Van Strijp AJ, Jansen DC, Degroot J, ten Cate JM, Everts V. Host-derived proteinases and 
degradation of dentine collagen in situ. Caries Research 2003; 37: 58-65. 
 
34. Visse R, Nagase H. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases. 
Structure, function, and biochemistry. Cir Res 2003;92:827-839. 
 
 
 
 
 
 
 
30 
 
TABLES 
 
Table 1 – Tested bonding agent and used bonding procedures 
Product Composition Manufacturer 
(#Batch nº) 
Application mode 
 
Adper Single Bond 2 
 
Adhesive–Bis-GMA, 
HEMA, 
dimethacrylates, silica 
nanofiller(5 nm), 
polyalquenoic acid 
copolymer, initiators, 
water and ethanol 
 
 
3M ESPE, St.Paul, 
MN, USA (#9WBBR) 
 
1-two coats of adhesive; 
2-air-drying for 10 seconds at 
20 cm; 
3-light-curing for10 seconds. 
Bis-GMA: bisphenol A diglycidyl methacrylate, HEMA: 2-hydroxyethyl methacrylate 
 
 
 
Table 2 – Overall microtensile bond strength values, the respective standard deviations 
(MPa) and number of specimens tested in each experimental condition, as well as, 
statistical significance*. 
Groups 
 
Adper Single Bond 2 
 
Immediate 6 months 
G1 – EGCG 0 % 34.17 ± 7.75 (26) A, a 27.67 ± 6.98 (23) B, b 
G2 – EGCG 0.02% 31.39 ± 7.82 (21) AB, a 31.75 ± 10.58 (26) AB, a 
G3 – EGCG 0.1% 34.74 ± 9.14 (24) A, a 35.99 ± 10.91 (28) A, a 
G4 – EGCG 0.5% 27.11 ± 7.78 (16) B, a 31.18 ± 9.29 (21) AB a 
G5 – CHX 2% 34.68 ± 7.30 (27) A,a 31.62 ± 5.78 (15) AB, a 
 
*Different superscript upper case letters in column and different superscript lower case letters in row indicate 
statistically significant differences (p<0.05) (ANOVA and Student-Newman-Keuls tests). 
31 
 
Table 3 – Number and percentage of specimens (%) according to fracture pattern mode 
and the premature debonded specimens from each experimental condition*. 
 
 
 
 
Groups 
Adper Single Bond 2 
 
Immediate 
 
 6 months 
A M 
 
CR CD D 
 
A M CR CD D 
G1 1 
(3.4) 
25 
(86.3) 
2 
(6.9) 
1 
(3.4) 
0 
(0) 
4 
(14.3) 
19 
(67.9) 
3 
(10.7) 
0 
(0) 
2 
(7.1) 
G2 2 
(8.3) 
19 
(79.2) 
2 
(8.3) 
1 
(4.2) 
0 
(0) 
5 
(16.1) 
21 
(67.8) 
3 
(9.7) 
1 
(3.2) 
1 
(3.2) 
G3 2 
(6.2) 
22 
(68.8) 
4 
(12.5) 
4 
(12.5) 
0 
(0) 
5 
(15.7) 
23 
(71.9) 
1 
(3.1) 
2 
(6.2) 
1 
(3.1) 
G4 1 
(4.0) 
15 
(60.0) 
4 
(25.0) 
1 
(4.0) 
4 
(25.0) 
6 
(23.1) 
15 
(57.7) 
2 
(7.7) 
1 
(3.8) 
2 
(7.7) 
G5 7 
(20.6) 
20 
(58.9) 
4 
(11.7) 
2 
(5.9) 
1 
(2.9) 
2 
(9.1) 
13 
(59,1) 
4 
(18.2) 
2 
(9.1) 
1 
(4.5) 
A: adhesive failure; M : mixed failure; CR: cohesive failure in resin; CD: cohesive failure in dentin; D: 
debonded specimens (that is, failed before the test). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
32 
 
FIGURES 
 
 
Figure 1. Representative scanning electron micrographs (SEM) of the dentin side of fractured specimens in 
different groups, in immediate period, demonstrating mixed failures of specimens. Micrographs with lower 
magnification (60x) (a - e). Micrographs with higher magnification (500x) of the areas limited by rectangle (a - 
e’). A = adhesive system; BHL = bottom of hybrid layer; THL = top of hybrid layer; RC = resin composite; 
asterisk = dentinal tubules. 
 
 
 
Figure 2. Representative scanning electron micrographs (SEM) of the dentin side of fractured specimens in 
different groups, in 6 monthsperiod, demonstrating mixed failures of specimens. Micrographs with lower 
magnification (60x) (a - e). Micrographs with higher magnification (500x) of the areas limited by rectangle (a - 
e’). A = adhesive system; BHL = bottom of hybrid layer; THL = top of hybrid layer; RC = resin composite; 
asterisk = dentinal tubules; arrow = resin composite fragment. 
 
 
 
33 
 
4 CONCLUSÃO GERAL 
 
Da avaliação dos resultados obtidos, pode-se concluir que: 
 
• O EGCG a 0,02 % e 0,1% não interfere na resistência de união de sistema 
adesivo de condicionamento total à dentina no período imediato. 
• Todas as concentrações de EGCG (0,02%, 0,1% e 0,5%) utilizadas foram 
eficientes em manter a resistência de união à dentina após 6 meses de 
armazenamento. 
• O EGCG pode ser usado como uma alternativa efetiva para a manutenção da 
resistência de união ao longo do tempo, contribuindo com a longevidade dos 
procedimentos adesivos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
REFERÊNCIAS 
 
ARMSTRONG, S. R.; VARGAS, M. A.; CHUNG, I.; PASHLEY, D. H.; CAMPBELL, J. A.; 
LAFFOON, J. E.; QIAN, F. Resin-dentin interfacial ultrastructure and microtensile dentin bond 
strength after five-year water storage. Operative Dentistry, v. 29,n. 6, p.705-712, 2004. 
 
BRACKETT, W. W.; COVEY, D. A.; ST-GERMAIN, H. A. JR. One-year clinical performance 
of a self-etching adhesive in class V resin composites cured by two methods. Operative 
Dentistry, v. 27, n. 3, p. 218-222, 2002. 
 
BRACKETT, W. W.; ITO, S.; TAY, F. R.; HAISCH, L. D.; PASHLEY, D. H. Microtensile 
dentin bond strength of self-etching resins: effect of a hydrophobic layer. Operative Dentistry, v. 
30, n. 6, p. 733-738, 2005. 
 
BRESCHI, L.; CAMMELLI, F.; VISINTINI, E.; MAZZONI, A.; VITA, F.; CARRILHO, M.; 
CADENARO, M.; FOULGER, S.; MAZZOTI, G.; TAY, F. R.; LENARDA, R.; PASHLEY, D. 
Influence of chlorhexidine concentration on the durability of etch-and-rinse dentin bonds: A 12-
month in vitro study. The Journal of Adhesive Dentistry, v. 11, n. 3, p. 191-198, 2009. 
 
BRESCHI, L.; MARTIN, P.; MAZZONI, A.; NETO, F.; CARRILHO, M.; TJÄDERHANE, L.; 
VISINTINI, E.; CADENARO, M.; TAY, F. R.; DORIGO, E.; PASHLEY, D. Use of a specific 
MMP-inhibirot (Galardin) for preservation of hybrid layer. Dental Materials, v. 26 n. 6, p. 571-
578, 2010. 
 
BRESCHI, L.; MAZZONI, A.; RUGGER, A.; CADENARO, M.; DI LENARDA, R.; DE 
STEFANO DORIGO, E. Dental adhesion review: Aging and stability of the bonded interface. 
Dental Materials, v. 24, n. 1, p. 90-101, 2008. 
 
 
CAMPOS, E. A.; CORRER, G. M.; LEONARDI, D. P.; BARATO-FILHO, F.; GONZAGA, C. 
C.; ZIELAK, J. C. Chlorhexidine diminishes the loss of bond strength over time under simulated 
pulpal pressure and thermo-mechanical stressing. Journal of Dentistry, v. 37, n. 2, p. 108-114, 
2009. 
 
35 
 
CAO, Y.; CAO, R. Angiogenesis inhibited by drinking tea. Nature, v. 398, n. 6726, p. 381, 1999. 
 
CARRILHO, M. R.O.; CARVALHO, R. M.; DE GOES. M. F.; DI HIPOLITO, V.; 
GERALDELI, S.; TAY, F. R.; PASHLEY, D. H.; TJADERHANE, L. Chlorhexidine preserves 
dentin bond in vitro. Journal of Dental Research, v. 86, n. 1, p. 90-94, 2007. 
 
CARRILHO, M. R. O.; GERALDELI, S.; TAY, F. R.; DE GOES, M.; CARVALHO, R. M.; 
TJADERHANE, L.; REIS, A. F.; HEBLING, J.; MAZZONI, A.; BRESCHI, L.; PASHLEY, D. 
H. In Vivo Preservation of the hybrid layer by chlorhexidine. Journal of Dental Research, v. 86, 
n. 6, p. 529-533, 2007. 
 
CHAUSSAIN-MILLER, C.; FIORETTI, F.; GOLDBERG, M.; MENASHI, S. The role of matrix 
metalloproteinases (MMPs) in human. Journal of Dental Research, v. 85, n. 1, p. 22-32, 2006. 
 
CHENG, X. W.; KUZUYA, M.; KANDA, S.; MAEDA, K.; SASAKI, T.; WANG, Q. L.; 
TAMAYA-MORI, N.; SHIBATA, T.; IGUCHI, A. Epigallocatechin-3-gallate binding to MMP-2 
inhibits gelatinolytic activity without influencing the attachment to extracellular matrix proteins 
but enhances MMP-2 binding to TIMP-2. Archives Biochemistry and Biophysics, v. 415, n. 1, 
p. 126-132, 2003. 
 
DELL'AICA, I.; CANIATO, R.; BIGGIN, S.; GARBISA, S. Matrix proteases, green tea, and St. 
John's wort: Biomedical research catches up with folk medicine. Clinical Chimica Acta, v. 381, 
n. 1, p. 69-77, 2007. 
 
DEMEULE, M.; BROSSARD, M.; PAGE, M.; GINGRAS, D.; BE¨LIVEAU, R. Matrix 
metalloproteinase inhibition by green tea catechins. Biochimica et Biophysica Acta, v. 1478, n. 
1, p. 51-60, 2000. 
 
DE MUNCK, J.; SHIRAI, K.; YOSHIDA, Y.; INOUE, S.; VAN LANDUYT, K.; 
LAMBRECHTS, P.; SUZUKI, K.; SHINTANI, H.; VAN MEERBEEK, B. Effect of water 
storage on the bonding effectiveness of 6 adhesives to Class I cavity dentin. Operative 
Dentistry, v. 31, n. 4, p. 456-465, 2006. 
36 
 
 
DE MUNCK, J.; VAN DEN STEEN, P. E.; MINE, A.; VAN LANDUYT, K. L.; POITEVIN, A.; 
OPDENAKKER, G.; VAN MEERBEEK, B. Inhibition of Enzymatic Degradation of Adhesive-
Dentin Interfaces. Journal of Dental Research, v. 88, n. 12, p. 1101-1106, 2009. 
 
DE MUNCK, J.; VAN LANDUYT, K.; PEUMANS, M.; POITEVIN, A.; LAMBRECHTS, P.; 
BRAEM, M.; VAN MEERBEEK, B. A critical review of the durability of adhesion to tooth 
tissue: methods and results. Journal of Dental Research, v. 84, n. 2, p. 118-132, 2005. 
 
DE MUNCK, J.; VAN MEERBEEK, B.; YOSHIDA, Y.; INOUE, S.; VARGAS, M.; SUZUKI, 
K.; LAMBRECHTS, P.; VANHERLE, G. Four-year water degradation of total-etch adhesives 
bonded to dentin. Journal of Dental Research, v. 82, n. 2, p. 136-140, 2003. 
GARBISA, S.; BIGGIN, S.; CAVALLARIN, N.; SARTOR, L.; BENELLI, R.; ALBINI, A. 
Tumor invasion: molecular shears blunted by green tea. Nature Medicine, v. 5, n. 11, p. 1216, 
1999. 
 
GARBISA, S,; SARTOR, L.; BIGGI, S.; SALVATO, B.; BENELLI, R.; ALBINI, A. Tumor 
gelatinases and invasion inhibited by the green tea flavanol epigallocatechin-3-gallate. Cancer, v. 
91, n. 4, p. 822-832, 2001. 
 
GENDRON, R.; GREINER, D.; SORSA, T.; MAYRAND, D. Inhibition of the activities of 
matrix metalloproteinases 2, 8, and 9 by chlorhexidine. Clinical and Diagnostic Laboratory 
Immunology, v. 6, n. 3, p. 437-439, 1999. 
 
HANNAS, A. R.; PEREIRA, J. C.; GRANJEIRO, J. M.; TJADERHANE, L. The role of matrix 
metalloproteinases in the oral environment. Acta Odontologica Scandinavica, v. 55, n. 1, p. 1-
13, 2007. 
 
HASHIMOTO, M.; OHNO, H.; KAGA, M.; ENDO, K.; SANO, H.; OGUCHI, H. In vivo 
degradation of resin-dentin bonds in humans over 1 to 3 years. Journal of Dental Research, v. 
79, n. 6, p. 1385-1391, 2000. 
 
37 
 
HASHIMOTO, M.; OHNO, H.; SANO, H.; TAY, F. R.; KAGA, M.; KUDO, Y.; OGUCHI, H.; 
ARAKI, Y.; KUBOTA, M. Micromorphological changes in resin-dentin bonds after 1 year of 
water storage. Journal of Biomedical Materials Research, v. 63, n. 3, p. 306-311, 2002. 
 
HIRASAWA, M.; TAKADA, K. Multiple effects of green tea catechin on the antifungal activity 
of antimycotics against Candida albicans. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, v. 53, n. 2, 
p. 225-229, 2003. 
 
 
INOUE, S.; VARGAS, M. A.; ABE, Y.; YOSHIDA, Y.; LAMBRECHTS, P.; VANHERLE, G.; 
SANO, H.; VAN MEERBEEK, B. Microtensile bond strength of eleven modern adhesives to 
dentin. The Journal of Adhesive Dentistry, v. 3, n. 3, p. 237-246, 2001. 
 
ISBRUCKER, R. A.; BAUSCH, J.; EDWARDS, J. A.; WOLZ, E. Safety studies on 
epigallocatechin gallate (EGCG) preparations. Part 1: genotoxicity. Food Chemical Toxicology, 
v. 44, n. 5, p. 626-635, 2006. 
 
KANEKO, T.; BABA, N.; MATSUO, M. Structure-activity relationship of antioxidants for 
inhibitors of linoleic acid hydroperoxide-induced toxicity in cultured human umbilical vein 
endothelial cells. Cytotechnology, v. 35, n. 1, 43-55, 2001. 
 
KOSHIRO, K.; INOUE, S.; SANO, H., DE MUNCK, J.; VAN MEERBEEK, B. In vivo 
degradation of resin–dentin bonds produced by a self-etch and an etch-and-rinse adhesive. 
European Journal of Oral Sciences, v. 113, n. 4, p. 341-348, 2005. 
 
LEHMANN, N.; DEBRET, R.; ROMÉAS, A.; MAGLOIRE, H.; DEGRANGE,M.; BLEICHER, 
F.; SOMMER, P.; SEUX, D. Self-etching increases matrix metalloproteinase expression in the 
dentin-pulp complex. Journal of Dental Research, v. 88, n. 1, p. 77-82, 2009. 
LIN, S. S.; LAI, K. C.; HSU, S. C.; YANG, J. S.; KUO, C. L.; LIN, J. P.; MA, Y. S.; WU, C. 
C.; CHUNG, J. G. Curcumin inhibits the migration and invasion of human A549 lung cancer 
cells through the inhibition of matrix metalloproteinase-2 and -9 and Vascular Endothelial 
Growth Factor (VEGF). Cancer Letters, v. 285, n. 2, p. 127-133, 2009. 
 
38 
 
LOGUERCIO, A. D.; STANISLAWCZUK, R.; POLLI, L. G.; COSTA, J. A.; MICHEL, M. D.; 
REIS, A. Influence of chlorhexidine digluconate concentration and application time on resin–
dentin bond strength durability. European Journal of Oral Sciences, v. 117, n. 5, p. 587-596, 
2009. 
 
MAEDA-YAMAMOTO, M.; KAWAHARA, H.; TAHARA, N.; TSUJI , K.; HARA, Y.; 
ISEMURA, M. Effects of tea polyphenols on the invasion and matrix metalloproteinases 
activities of human fibrosarcoma HT1080 cells. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 
v. 47, n. 6, p. 2350-2354, 1999. 
 
MANHART, J.; CHEN, H.; HAMM, G.; HICKEL, R. Buonocore memorial lecture. Review of 
the clinical survival of direct and indirect restorations in posterior teeth of the permanent 
dentition. Operative Dentistry, v. 29, n. 5, p. 481-508, 2004. 
 
MAZZONI, A.; MANNELLO, F.; TAY, F. R.; TONTI, G.; PAPA, S.; MAZZOTTI, G.; DI 
LENARDA, R.; PASHLEY, D. H.; BRESCHI, L. Zymographic analysis and characterization of 
MMP-2 and -9 isoforms in human sound dentin. Journal of Dental Research, v. 86, n. 5, p. 436-
440, 2007. 
 
MORGUNOVA, E.; TUUTTILA, A.; BERGMANN, U.; ISUPOV, M.; LINDQVIST, Y.; 
SCHNEIDER, G.; TRYGGVASON, K. Structure of human pro-matrix metalloproteinase- 2: 
activation mechanism revealed. Science, v. 284, n. 5420, p. 1667-1670, 1999. 
 
NAKABAYASHI, N.; NAKAMURA, M.; YASUDA, N. Hybrid la yer as a dentin-bonding 
mechanism. Journal of Esthetic Dentistry, v. 3, n. 4, p. 133-138, 1991. 
 
NISHITANI, Y.; YOSHIYAMA, M.; WADGAONKAR, B.; BRESCHI, L.; MANNELLO, F.; 
MAZZONI, A.; CARVALHO, R. M.; TJADERHANE, L.; TAY, F. R.; PASHLEY, D. H. 
Activation of gelatinolytic/ collagenolytic activity in dentin by self-etching adhesives. European 
Journal of Oral Sciences, v. 114, n. 2, p. 160-166, 2006. 
 
OKUDA, M.; PEREIRA, P. N.; NAKAJIMA, M.; TAGAMI, J.; PASHLEY, D. H. Long-term 
durability of resin dentin interface: nanoleakage vs. microtensile bond strength. Operative 
Dentistry, v. 27, n. 3, p. 289-296, 2002. 
39 
 
 
OSTERBURG, A.; GARDNER, J.; HYON, S. H.; NEELY, A.; BABCOCK, G. Highly 
antibiotic-resistant Acinetobacter baumannii clinical isolates are killed by the green tea 
polyphenol (–)-epigallocatechin-3-gallate (EGCG). Clinical Microbiology and Infection, v. 13, 
n. 4, p. 341-346, 2009. 
 
PASHLEY, D. H.; CARVALHO, R. M. Dentine permeability and dentine adhesive. Journal of 
Dentistry, v. 25, n. 5, p. 355-372, 1997. 
 
PASHLEY, D. H.; TAY, F. R.; YIU, C.; HASHIMOTO, M.; BRESCHI, L.; CARVALHO, R. 
M.; ITO, S. Collagen degradation by host-derived enzymes during aging. Journal of Dental 
Research, v. 83, n. 3, p. 216-221, 2004. 
 
PERDIGÃO, J. New developments in dental adhesion. Dental Clinics of North America, v. 51, 
n. 2, p. 333-357, 2007. 
 
RASHEED, Z.; ANBAZHAGAN, A. N.; AKHTAR, N.; RAMAMURTHY, N.; VOSS, F. R.; 
HAQQI, T. M. Green tea polyphenol epigallocatechin-3-gallate inhibits advanced glycation end 
products-induced expression of tumor necrosis factor-alpha and matrixmetalloproteinase-13 in 
human chondrocytes. Arthritis Research & Therapy, v. 11, n. 3, p. 1-13, 2009. 
 
SANO, H.; YOSHIKAWA, T.; PEREIRA, P. N. R.; KANEMURA, N.; MORIGAMI, M.; 
TAGAMI, J.; PASHLEY, D. H. Long-term durability of dentin bonds made with a self-etching 
primer, in vivo. Journal of Dental Research, v. 78, n. 4, p. 906-911, 1999. 
 
SEN, T.; MOULIK, S.; DUTTA, A.; CHOUDHURY, P. R.; BANERJI, A.; DAS, S.; ROY, M.; 
CHATTERJEE, A. Multifunctional effect of epigallocatechin-3-gallate (EGCG) in 
downregulation of gelatinase-A (MMP-2) in human breast cancer cell line MCF-7. Life Sciences, 
v. 84, n. 7, p. 194-204, 2009. 
 
STANISLAWCZUK, R.; AMARAL, R. C.; ZANDER-GRANDE, C.; GAGLER, D.; REIS, A.; 
LOGUERCIO, A. D. Chlorhexidine-containing acid conditioner preserves the Longevity of resin-
dentin bonds. Operative Dentistry, v. 34, n. 4, p. 481-490, 2009. 
 
40 
 
STREK, M.; GORLACH, S.; PODSEDEK, A.; SOSNOWSKA, D.; KOZIOLKIEWICZ, M.; 
HRABEC, Z.; HRABEC, E. Procyanidin Oligomers from Japanese Quince (Chaenomeles 
japonica) Fruit Inhibit Activity of MMP-2 and MMP-9 Metalloproteinases. Journal of 
Agricultural and Food Chemistry, v. 55, n. 16, p. 6447-6452, 2007. 
 
TAY, F. R.; PASHLEY, D. H.; SUH, B. I.; CARVALHO, R. M.; ITTHAGARUN, A. Single-step 
adhesives are permeable membranes. Journal of Dentistry, v. 30, n. 7, p. 371-82, 2002. 
 
TAY, F. R.; PASHLEY, D. H.; SUH, B. I.; HIRAISHI, N.; YIU, C. K. Buonocore memorial 
lecture. Water treeing in simplified dentin adhesives—deja vu? Operative Dentistry, v. 30, n. 5, 
p. 561-579, 2005. 
 
TJADERHANE, L.; LARJAVA, H.; SORSA, T.; UITTO, V. J.; LARMAS, M.; SALO, T. The 
activation and function of host matrix metalloproteinase in dentin matrix during breakdown in 
carious lesions. Journal of Dental Research, v. 77, n. 8, p. 1622-1629, 1998. 
 
VAIDYANATHAN, T. K.; VAIDYANATHAN, J. Recent advances in the theory and 
mechanism of adhesive resin bonding to dentin: A critical review. Journal of Biomedical 
Materials Research Part B: Applied Biomaterials, v. 88, n. 2, p. 558-578, 2009. 
 
VAN DIJKEN, J. W. Clinical evaluation of three adhesive systems in class V non-carious lesions. 
Dental Materials, v. 16, n. 4, p. 285-291, 2000. 
 
VAN MEERBEEK, B.; DE MUNCK, J.; YOSHIDA, Y.; INOUE, S.; VARGAS, M.; VIJAU, P.; 
VAN LANDUYT, K.; LAMBRECHTS, P.; VANHERLE, G. Adhesion to enamel and dentin: 
current satatus and future challenges. Operative Dentistry, v. 28, n. 3, p. 215-235, 2003. 
 
VAN MEERBEEK, B.; PERDIGÃO, J.; LAMBRECHTS P, VANHERLE G. The clinical 
performance of adhesives. Journal of Dentistry, v. 26, n. 1, p. 1-20, 1998. 
 
VAN MEERBEEK, B.; VARGAS, S.; INOUE, S.; YOSHIDA, Y.; PEUMANS, M.; 
LAMBRECHTS, P.; VANHERLE, G. Adhesives and cements to promote preservation dentistry. 
Operative Dentistry, Supplement 6, p. 119-144, 2001. 
 
41 
 
VAN STRIJP, A. J.; JANSEN, D. C.; DEGROOT, J.; TEN CATE, J. M.; EVERTS, V. Host-
derived proteinases and degradation of dentine collagen in situ. Caries Research, v. 37, n. 1, p. 
58-65, 2003. 
 
VISSE, R.; NAGASE, H. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases. 
Structure, function, and biochemistry. Circulation Research, v. 92, n. 8, p. 827-839, 2003. 
 
YUN, J. H.; PANG, E. K.; KIM, C. S.; YOO, Y. J.; CHO, K. S.; CHAI, J. K.; KIM, C. K.; CHOI, 
S. H. Inhibitory effects of green tea polyphenol (–)-epigallocatechin gallate on the expression of 
matrix metalloproteinase-9 and on the formation of osteoclasts. Journal of Periodontal 
Research, v. 39, n. 5, p. 300-307, 2004. 
 
ZHANG, C.; LI, Y.; SHI, X.; KIM, S.K. Inhibition of the expression on MMP-2, 9 and 
morphological changes via human fibrosarcoma cell line by 6,6'-bieckol from marine alga 
Ecklonia cava. Korean Society for Biochemistry and Molecular Biology, v. 43, n. 1, p. 62-68, 
2010. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
42 
 
APÊNDICE A 
 
TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO 
 
Por esse instrumento particular declaro, para os devidos fins éticos e legais, que eu, 
________________________________________________________________ brasileiro(a), 
nascido(a) em ___/___/___, portador do RG nº_____________ 
__________residente à ____________________________________________________, na 
cidade de ____________________, concordo com a minha participação voluntária, na 
pesquisa intitulada“Efeito do flavonóide epigalocatequina-3-galato na resistência de união de 
sistema adesivo de condicionamento total à dentina”, doando meu dente(s) (3º molar) e 
declaro que fui informado e entendi, sem dúvida alguma, sobre a minha participação no 
estudo, de acordo com os termos abaixo relacionados: 
• Fui esclarecido que a realização da pesquisa não implica em risco algum para os 
participantes, pois será realizada nos dentes extraídos. 
• Estou ciente que os dados e resultados obtidos na pesquisa serão utilizados para fins 
didáticos e de divulgação em revistas científicas brasileiras ou estrangeiras; porém 
será garantido o sigilo de identidade, assegurando a privacidade. 
• Estou ciente que a participação na pesquisa não acarretará em nenhum gasto, uma vez 
que todo material utilizado será fornecido pelo pesquisador. 
• Estou ciente que não receberei nenhum valor em dinheiro para ingressar na pesquisa; 
• Este termo será preenchido em 02 (duas) vias, sendo uma para o pesquisador e a outra 
para o voluntário da pesquisa. 
Desta forma, uma vez tendo lido e entendido tais esclarecimentos, dato e assino esse 
termo de consentimento, por estar de pleno acordo com o teor do mesmo. 
 
Fortaleza, ____ de ___________________ de _____________ 
 
 
 ________________________________________________ 
Assinatura do Participante 
 
 ________________________________________________ 
Assinatura da Testemunha (se o voluntário não souber ler) 
 
 Nome da testemunha: 
 
___________________________________ 
Assinatura do Pesquisador 
 Jiovanne Rabelo Neri 
 
 
 
 
 
 
 
Telefones e endereço para qualquer esclarecimento: 
 Jiovanne Rabelo Neri: (85) 8840 0704 
 FFOE-UFC / Rua Monsenhor Furtado s/n 
 Comitê de Ética FMUFC: (85) 3366 8338 
 
43 
 
APÊNDICE B 
 
TERMO DE DOAÇÃO DE DENTES 
 
 
 
 
Declaro que doei __________________________ (número e tipo de dentes) ao pesquisador 
Jiovanne Rabelo Neri, a fim de colaborar com a realização da pesquisa intitulada "Efeito do 
flavonóide epigalocatequina-3-galato na resistência de união de sistema adesivo de 
condicionamento total à dentina". Declaro, também, que estes dentes foram extraídos antes 
do meu conhecimento sobre a pesquisa citada acima, sendo armazenados em frasco único, o 
que impossibilita a identificação dos doadores. 
 
 
 
 
Data:___/___/___ 
Assinatura:_________________________________________________ 
RG: ________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
44 
 
ANEXO A – Seguimento do regimento interno 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
45 
 
ANEXO B – Protocolo de aprovação do COMEPE