2012-tese-rlmsouza

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ 
INSTITUTO DE CIÊNCIAS DO MAR 
PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS MARINHAS TROPICAIS 
 
 
 
 
 
 
 
ROSSI LELIS MUNIZ SOUZA 
 
 
 
 
 
 
 
REPRODUÇÃO INDUZIDA DE ARIACÓ, Lutjanus synagris (LINNAEUS, 1758), 
EM CATIVEIRO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FORTALEZA 
Junho de 2012 
	
  
	
  
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2012 
	
  
	
  
ROSSI LELIS MUNIZ SOUZA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REPRODUÇÃO INDUZIDA DE ARIACÓ, Lutjanus synagris (LINNAEUS, 1758), 
EM CATIVEIRO. 
 
 
 
 
 
 
 
Tese submetida à Coordenação do Curso 
de Pós-Graduação em Ciências Marinhas 
Tropicais do Instituto de Ciências do Mar, 
da Universidade Federal do Ceará, como 
requisito parcial para obtenção do grau de 
Doutor em Ciências Marinhas Tropicais. 
 
Área de concentração: Utilização e 
Manejo de Ecossistemas Marinhos e 
Estuarinos 
 
Orientador: Prof. Manuel Antônio de 
Andrade Furtado Neto, Ph.D. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FORTALEZA 
Junho de 2012 
	
  
	
  
 
Souza, Rossi Lelis Muniz. 
Reprodução induzida de ariacó, lutjanus synagris 
(Linnaeus,1758), em cativeiro / Rossi Lelis Muniz Souza. 2012. 
131 f. 
 
Orientador: Prof. Manuel Antônio de Andrade 
Furtado Neto, Ph.D. 
Área de concentração: Utilização e Manejo de 
Ecossistemas Marinhos e Estuarinos 
Tese (Doutorado) – Universidade Federal do Ceará, 
Instituto de Ciências do Mar, Fortaleza, 2012. 
	
  
	
  
ROSSI LELIS MUNIZ SOUZA 
 
 
 
REPRODUÇÃO INDUZIDA DE ARIACÓ, Lutjanus synagris (LINNAEUS, 1758), 
EM CATIVEIRO. 
 
 
Tese submetida à Coordenação do Curso de Pós-Graduação em Ciências Marinhas Tropicais 
do Instituto de Ciências do Mar, da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial 
para obtenção do grau de Doutor em Ciências Marinhas Tropicais. Área de concentração: 
Utilização e Manejo de Ecossistemas Marinhos e Estuarinos. 
 
 
Data marcada da defesa: 22/06/2012 
Aprovada em: ___/___/______ 
 
 
 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
 
 
 
Prof. Manuel Antônio de Andrade Furtado Neto, Ph.D. 
(Orientador) 
Universidade Federal do Ceará 
Instituto de Ciências do Mar – LABOMAR 
 
 
 
 
 
Prof. Dr. Luis Parente Maia 
Universidade Federal do Ceará 
Instituto de Ciências do Mar 
 
 
 
 
 
 
 Prof. Dr. Aldeney Andrade Soares Filho 
Universidade Federal do Ceará 
Departamento de Engenharia de Pesca 
Profa. Dra. Célia Maria de Souza Sampaio 
Universidade Estadual do Ceará 
Coordenação de Ciências Biológicas 
 Prof. Dr. Graco Aurélio Câmara de Melo Viana 
Universidade Federal do Rio Grande do Norte 
Departamento de Oceanografia e Limnologia 
 
	
  
	
  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aos meus pais pela minha 
criação e força nos momentos 
em que mais precisei, e a minha 
esposa e filhos pelo amor e 
carinho. 
	
  
	
  
AGRADECIMENTOS 
 
 
A DEUS por ter me dado forças para continuar lutando. 
Aos meus Pais e Familiares por todo apoio a mim prestados. 
A minha esposa Cristiane e a meus filhos Felipe e Juliana por estarem sempre ao meu 
lado. 
Ao Professor Doutor Manuel Antônio de Andrade Furtado Neto pela orientação precisa 
e todo apoio durante o curso de doutorado, mas principalmente pela amizade. 
Ao Professor Doutor Luis Parente Maia, pelo companheirismo e ajuda, além de ter 
cedido às instalações do Centro de Estudos Ambientais e Costeiros - CEAC, para o 
desenvolvimento desse trabalho. 
Aos Professores Doutores Aldeney Andrade Soares Filho, Graco Aurélio Câmara de 
Melo Viana e Célia Maria de Souza Sampaio, pela camaradagem e por terem me dado à honra 
de tê-los como membros de minha banca julgadora. 
A Empresa Technoacqua que me deu todo o suporte necessário para o desenvolvimento 
da pesquisa, e principalmente o apoio dos Amigos Rommel Darlan Feitosa e Valter Braga 
Souza Junior. 
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico – CNPq, por ter 
fomentado a bolsa de doutorado para o desenvolvimento deste trabalho. 
Ao bolsista Roberto Kobayashi pela ajuda nos trabalhos desenvolvidos nessa pesquisa, 
e principalmente pela paciência de fotografar as larvas. 
A Mayra Vettorazi pela ajuda nos trabalhos de captura e transporte dos reprodutores e 
de tradução de texto, e principalmente pela amizade. 
E a todos os bolsistas e amigos que fazem ou fizeram parte da equipe do CEAC, em 
especial o pessoal do Unidade de Pesquisa em Piscicultura Marinha - UPPMAR. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
	
  
	
  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“A ciência humana de maneira nenhuma 
nega a existência de Deus. Quando 
considero quantas e quão maravilhosas 
coisas o homem compreende, pesquisa e 
consegue realizar, então reconheço 
claramente que o espírito humano é obra de 
Deus, e a mais notável.” 
 
(Galileu Galilei) 
	
  
	
  
RESUMO 
 
O ariacó, Lutjanus synagris, faz parte da família Lutjanidae, peixes considerados pargos, 
possui um alto valor comercial e uma elevada procura no Estado do Ceará. A presente Tese teve como 
objetivo realizar a indução da desova do ariacó, mediante tratamento com hormônio, e a descrição do 
desenvolvimento embrionário e larval da espécie, visando um cultivo em nível piloto. O estudo foi 
desenvolvido no período de março de 2008 a dezembro de 2011, na Unidade de Pesquisa em 
Piscicultura Marinha do Centro de Estudos Ambientais Costeiros, do Instituto de Ciências Mar 
(LABOMAR), da Universidade Federal do Ceará (UFC), localizado no município do Eusébio, Estado 
de Ceará, Brasil. Um total de 243 exemplares de ariacó (L. synagris) foram capturados na natureza por 
meio de pesca com anzol e armadilhas. Foram separados 72 reprodutores, 24 fêmeas, escolhidas de 
acordo com o desenvolvimento gonadal verificado por canulação, e 48 machos, escolhidos por 
apresentarem liberação de sêmen, quando da massagem abdominal, com pesos médios respectivos de 
0,381±0,154 e 0,353±0,105 kg. Os ariacós foram distribuídos em três tratamentos com oito repetições 
cada. Em cada tratamento, as fêmeas receberam doses hormonais distintas de: 1.000, 1.250 e 1.500 UI 
de HCG por kg de peso corpóreo. A aplicação do HCG nas fêmeas foi dividida em duas doses de 30 e 
70% do valor total da dose, intercaladas por 24 horas. Os machos de todos os tratamentos foram 
marcados para se diferenciar das fêmeas, e receberam dose única de 500 UI, aplicada na ocasião da 
segunda dose da fêmea. As fêmeas começaram a desovar entre oito e doze horas após a segunda dose, 
e os valores médios registrados de O2D, temperatura e salinidade foram de 6,2±0,11 mg/L, 28±0,29 ºC 
e 35±0,64 ‰, respectivamente. Os ovos fertilizados apresentaram como características: forma esférica, 
transparência, espaço perivitelínico estreito, córion claro, vitelo homogêneo e não segmentado, sem 
pigmentação, flutuantes com gota de óleo visível. Os valores médios dos diâmetros dos ovócitos, ovos 
e gotas de óleo, para o tratamento 01 (1000 UI/kg) foram de: 425±16, 659±10 e 139±2; para o 
tratamento 02 (1250 UI/kg), 427±15, 661±14 e 140±5; para o tratamento 03 (1500 UI/kg), 422±10, 
667±20 e 141±5, respectivamente. As fêmeas que receberam a dose hormonal de 1250 UI/kg de HCG 
(tratamento 02) foram as que apresentaram o maior número médio de ovos liberados durante a desova 
com 556.661,0±209.171,0 ovos. Já as fêmeas que receberam a dose hormonal de 1000 UI/kg 
(tratamento 01) apresentaram o menor número médio de ovos liberados com 405.797,0±230.812,0. As 
fêmeas que receberam a dose do tratamento 01 (1000 UI/kg) apresentaram a maior taxa de fertilização 
com 75±10%, seguida das que receberam a dose de 1250 e 1500 UI/kg, com 66±7 e 65±17% 
respectivamente. O desenvolvimento embrional e larval dos lutjanídeos se mostrou similar a de outros 
teleósteos pelágicos cultivados. A larvicultura de L. synagris foi registrada até o fim do 30º dias após a 
eclosão(DAE). O presente estudo sugere que pesquisasmais detalhadas sobre alimentação das larvas 
desta espécie devem ser desenvolvidas para obtenção de maiores níveis de sobrevivência, 
principalmente nos primeiros 30 DAE. 
 
Palavras chaves: Peixe marinho, indução hormonal, HCG, desova. 
	
  
	
  
ABSTRACT 
 
The lane snapper, Lutjanus synagris, part of the family Lutjanidae, considered snappers 
fish, has a high commercial value and a high demand in the State of Ceará. The aim of the current 
thesis was to perform the induced spawning of lane snapper, through hormonal treatment, and to 
describe the embrionary development and larvae rearing of this species, aiming its breeding at 
experimental level. The work was developed between March 2008 and December 2011, at the Marine 
Fish Farming Research Unit of the Coastal Environmental Studies Center of Federal University of 
Ceará (UFC) Marine Science Institute (LABOMAR), located at Eusébio, Ceará, Brazil. A total of 243 
lane snapper specimens were captured in the wild by line and hook and traps. Seventy-two broodstock 
were kept separately, being 24 females, chosen accordingly to the gonads development (accessed by 
cannulation), and 48 males ripping milt, with mean weight of 0.381±0.154 e 0.353±0.105 kg, 
respectively. The broodstock was distributed into three treatments with eight repetitions each. In each 
treatment, the females received distincts hormonal doses of 1000, 1.250 and 1.500 UI of HCG per kg 
of corporal weight. The females were injected HCG twice, 30 and 70% of the total doses, in between 
24 hours. All treatment males were marked so they would be different from females and were injected 
a sole 500 UI of HCG dose at the same time at the females’ second dose. The females started to spawn 
between eight and twelve hours after the last dose. Dissolved O2, temperature and salinity mean values 
at spawning time were 6.2±0.11 mg/L, 28±0.29 ºC e 35±0.64 ‰, respectively. The fertilized eggs 
presented the following features: spherical shape, transparency, narrow perivitelinic space, light 
corium, homogenic and non seguimented vitelo, no pigmentation and buoyants with visible oil droplet. 
The oocyts, eggs and oil droplets mean diameter for treatment 1 (1000 UI/Kg) were: 425±16, 659±10 
e 139±2 µm; for treatment 2 (1250 UI/Kg) were: 427±15, 661±14 e 140±5 µm; for treatment 3 (1500 
UI/kg) were: 422±10, 667±20 e 141±5 µm, respectively. The females which received the 1250 UI of 
HCG/Kg hormonal dose (treatment 2) were the ones that spawned the greatest number of eggs, 
556,661.0±209,171.0. The females which were induced with 1000 UI of HCG/Kg (treatment 1) 
spawned the smallest number of eggs, 405,797.0±230,812.0. The females which were induced with 
1000 UI of HCG/Kg (treatment 1) presented the best fertilization rate with 75±10%, followed by the 
ones that were induced with the doses of 1250 and 1500 UI of HCG/Kg, with 66±7 and 65±17% 
respectively. The lutjanids embrionary and larval development were similar to other pelagics teleosts 
bred all over the world. The L. synagris hatching was registered until the 30º day after eclosion 
(DAE). The present study suggests that further researches should be carried out to elucidate 
information about larvae dietary in order to obtain better survival rates, especially in the 30 first DAE. 
 
Key-words: Marine finfish, hormonal induction, HCG, spawn. 
	
  
	
  
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1 - Ariacó, Lutjanus synagris.	
  ....................................................................................................	
  23	
  
Figura 2 - Dados de captura (t) de L. synagris, desde os primeiros registros da FAO.	
  .........................	
  24	
  
Figura 3 - Características morfológicas do Lutjanus synagris (LINNAEUS, 1758).	
  ............................	
  26	
  
Figura 4 - L. synagris mostrando a coloração na fase juvenil, quando habitam águas mais rasas 
(Fonte: CLARO E LINDEMAN 2008).	
  ..............................................................................	
  26	
  
Figura 5 - L. synagris mostrando a coloração na fase adulta, quando habitam águas mais profundas. 
(Fonte: CLARO E LINDEMAN 2008).	
  ..............................................................................	
  27	
  
Figura 6 - Distribuição geográfica da espécie L. synagris.	
  ...................................................................	
  27	
  
Figura 7 - Padrões hormonais no eixo hipotalâmico-pituitário-gonadal e níveis de intervenção externa 
que podem ser utilizados para induzir a maturação e a ovulação/espermiação nos peixes 
teleósteos.	
  ............................................................................................................................	
  30	
  
Figura 8 – Vista Aérea do Centro de Estudos Ambientais Costeiros (CEAC), do Instituto de Ciências 
Mar (LABOMAR) da Universidade Federal do Ceará (UFC).	
  ...........................................	
  49	
  
Figura 9 - Barco utilizado nas capturas de reprodutores de ariacó, L. synagris.	
  ...................................	
  50	
  
Figura 10 - Tanque de polietileno utilizado na acomodação e transporte dos peixes a bordo da 
embarcação.	
  ........................................................................................................................	
  51	
  
Figura 11 - Metodologia de captura dos reprodutores de L. synagris, mostrando a utilização de linha e 
anzol e covos (esquerda para direita respectivamente).	
  ......................................................	
  51	
  
Figura 12 - Uso da agulha de seringa para perfuração do estômago e bexiga natatória.	
  .......................	
  52	
  
Figura 13 - Medição do oxigênio dissolvido na água durante a fase de captura e transporte.	
  ...............	
  53	
  
Figura 14 - Sistema de quarentena utilizado para estocagem inicial dos reprodutores de L. synagris.	
  .	
  54	
  
Figura 15 - Retirada de uma amostra de ovócitos (a) da Fêmea de L. synagris, com ajuda de uma 
sonda uretral.	
  .......................................................................................................................	
  56	
  
Figura 16 - Balança digital, utilizada para mensurar peso dos reprodutores de ariacó, L. synagris.	
  .....	
  57	
  
Figura 17 - Ictiômetro utilizado para mensurar o comprimento dos reprodutores de ariacó, L. synagris.
	
  ............................................................................................................................................	
  58	
  
Figura 18 - Gonadotropina coriônica humana (HCG) utilizada na indução a ovulação de L. synagris, 
em cativeiro.	
  ........................................................................................................................	
  58	
  
Figura 19 - Aplicação da dose hormonal nos reprodutores de L. synagris, destacando aplicação na 
abaixo da nadadeira peitoral, dentro da cavidade peritoneal.	
  ..............................................	
  59	
  
Figura 20 - Exemplo de marcação usada na diferenciação dos reprodutores machos de L. synagris, 
durante as práticas de indução hormonal.	
  ...........................................................................	
  60	
  
Figura 21 - Tanques utilizados para reprodução de L. synagris, mostrando as coletoras de ovos 
acopladas na lateral dos tanques.	
  .........................................................................................	
  61	
  
Figura 22 - Aquários utilizados para estocagem e contagem dos ovos de L. synagris.	
  .........................	
  62	
  
Figura 23 - Desenho esquemático do sistema de recirculação fechado utilizado na larvicultura do L. 
synagris.	
  ..............................................................................................................................	
  64	
  
Figura 24 - Sistema de recirculação fechado utilizado na larvicultura do L. synagris, mostrando filtro 
UV (a), os filtros de cartucho (b) e os tanques de larvicultura (c).......................................	
  64	
  
Figura 25 - Alimentação das larvas L. synagris de acordo com o tamanho da boca.	
  ............................	
  65	
  
Figura 26 - Taxa de mortalidade (%) encontrada durante as doze campanhas de capturas dos 
reprodutores de L. synagris no período de abril a dezembro de 2010.	
  ................................	
  68	
  
Figura 27 - Taxa de mortalidade encontrada durante as quarentenas realizadas com os reprodutores de 
L. synagris no período de abril a dezembro de 2010.	
  ..........................................................	
  68	
  
	
  
	
  
Figura 28 - Variação dos níveis de oxigênio dissolvido obtidos durante as atividades de capturas e 
quarentenas dos reprodutores de L. synagris, durantes dos meses de abril a dezembro de 
2010.	
  ...................................................................................................................................	
  69	
  
Figura 29 - Ectoparasita do gênero Lernaeolophus encontrado dentro da boca dos reprodutores de L. 
synagris.	
  ..............................................................................................................................	
  70	
  
Figura 30 - Amostra de ovócitos vitelogênicos com diâmetro ≥ 400 µm, visualizados em microscópio 
retirados de uma fêmea de L. synagris.	
  ...............................................................................	
  71	
  
Figura 31 - Macho de L. synagris liberando sêmen (a) após massagem abdominal.	
  ............................	
  71	
  
Figura 32 - Gráfico de dispersão, mostrando a correlação positiva entre peso das fêmeas e o diâmetro 
dos ovócitos das fêmeas de L. synagris.	
  ..............................................................................	
  72	
  
Figura 33 - Variação do O2D, da água do sistema de manutenção dos reprodutores de L. synagris, em 
um período de seis meses.	
  ...................................................................................................	
  72	
  
Figura 34 - Variação da temperatura da água do sistema de manutenção dos reprodutores de L. 
synagris, em um período de seis meses.	
  ..............................................................................	
  73	
  
Figura 35 - Variação da salinidade da água do sistema de manutenção dos reprodutores de L. synagris, 
em um período de seis meses.	
  .............................................................................................	
  73	
  
Figura 36 - Período de latência para as desovas apresentadas pelas fêmeas de L. synagris, após a 
aplicação da segunda dose de acordo com as dosagens hormonais, durantes o período de 
julho a setembro de 2011.	
  ...................................................................................................	
  75	
  
Figura 37 - Variação do O2D da água do sistema de reprodução e desova de L. synagris, de acordo 
com as repetições realizadas.	
  ..............................................................................................	
  76	
  
Figura 38 - Variação da temperatura da água do sistema de reprodução e desova de L. synagris, de 
acordo com as repetições realizadas.	
  ...................................................................................	
  76	
  
Figura 39 - Variação da salinidade da água do sistema de reprodução e desova de L. synagris, de 
acordo com as repetições realizadas.	
  ...................................................................................	
  77	
  
Figura 40 - Valores de hora-grau de acordo com as dosagens aplicadas, durantes as práticas de indução 
hormonal e desovas.	
  ............................................................................................................	
  77	
  
Figura 41 - Ovo fertilizado de L. synagris com uma única gota de óleo.	
  ..............................................	
  78	
  
Figura 42 - Ovo fertilizado de L. synagris, mostrando múltiplas gotas de óleo.	
  ...................................	
  78	
  
Figura 43 - Variação do diâmetro (µm) dos ovócitos de L. synagris, de acordo com as doses 
hormonais, antes da primeira aplicação.	
  .............................................................................	
  79	
  
Figura 44 - Variação do diâmetro (µm) dos ovos de L. synagris, de acordo com as doses hormonais, 
após a desova.	
  .....................................................................................................................	
  79	
  
Figura 45 - Variação do diâmetro (µm) dos ovócitos de L. synagris, de acordo com as doses 
hormonais, antes da primeira aplicação.	
  .............................................................................	
  80	
  
Figura 46 - Número de ovos encontrados nas desovas de L. synagris, por tratamento.	
  ........................	
  80	
  
Figura 47 - Taxas de fertilização encontradas nas desovas apresentadas pelas fêmeas de L. synagris.	
  81	
  
Figura 48 - Ovos fertilizados de L. synagris, em que o embrião (a) não se desenvolveu.	
  ....................	
  81	
  
Figura 49 - Taxas de eclosão encontradas das desovas apresentadas pelas fêmeas de L. synagris.	
  ......	
  82	
  
Figura 50 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com o diâmetro do ovo, para os 
tratamentos 01.	
  ....................................................................................................................	
  82	
  
Figura 51 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com o diâmetro do ovo, para os 
tratamentos 02.	
  ....................................................................................................................	
  83	
  
Figura 52 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com o diâmetro do ovo, para os 
tratamentos 03.	
  ....................................................................................................................	
  83	
  
	
  
	
  
Figura 53 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com o diâmetro da gota de óleo, de 
acordo com o tratamento 01.	
  ...............................................................................................	
  84	
  
Figura 54 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com o diâmetro da gota de óleo, de 
acordo com o tratamento 02.	
  ...............................................................................................	
  84	
  
Figura 55 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com o diâmetro da gota de óleo, de 
acordo com o tratamento 03.	
  ...............................................................................................	
  84	
  
Figura 56 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com quantidade total de ovos liberados, 
relacionados ao tratamento 01.	
  ............................................................................................	
  85	
  
Figura 57 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com quantidade total de ovos liberados, 
relacionados ao tratamento 02.	
  ............................................................................................	
  85	
  
Figura 58 - Correlação entre o peso das fêmeas de L. synagris com quantidade total de ovos liberados, 
relacionados ao tratamento 03.	
  ............................................................................................	
  86	
  
Figura 59 - Ovo fecundado do L. synagris, mostrando o início do processo de clivagem com as 
primeiras 04 divisões celulares.	
  ..........................................................................................	
  87	
  
Figura 60 - Ovo fecundado do L. synagris, mostrando a fase de mórula de divisão celular.	
  ................	
  88	
  
Figura 61 - Ovo fecundado do L. synagris, mostrando a fase de blástula de divisão celular.	
  ...............	
  88	
  
Figura 62 - Ovo fecundado do L. synagris, mostrando a fase de gástrula de divisão celular.	
  ...............	
  89	
  
Figura 63 - Ovo de L. synagris, mostrando o embrião em forma de arco.	
  ............................................89	
  
Figura 64 - Ovo de L. synagris, mostrando no embrião os primeiros melanóforos (a) e a formação dos 
somitos (b).	
  .........................................................................................................................	
  90	
  
Figura 65 - Ovo de L. synagris, mostrando no embrião assumindo a forma S.	
  ....................................	
  90	
  
Figura 66 - Larvas de L. synagris recém-eclodida.	
  ...............................................................................	
  91	
  
Figura 67 - Larva de L. synagris, com 01 DAE, mostrando as estruturas do olho despigmentado (a), 
boca não funcional (b), aparelho digestório em desenvolvimento (c), saco vitelínico em 
forma elipsoidal (d), única gota de óleo (e) e melanóforos ao longo da notocorda (f).	
  .......	
  91	
  
Figura 68 - Larva de L. synagrisno 2º DAE.	
  .........................................................................................	
  92	
  
Figura 69 - Larva de L. synagris no 2º DAE, mostrando boca disfuncional (a), olhos despigmentados 
(b), aparelho digestório pouco desenvolvido (c) e gota de óleo (d) visualizada na parte 
ventral.	
  ................................................................................................................................	
  92	
  
Figura 70 - Identificação do osso hipural (a) na larva de L. synagris no 2º DAE.	
  ................................	
  93	
  
Figura 71 - Larva de L. synagris no 3º DAE.	
  ........................................................................................	
  93	
  
Figura 72 - Larva de L. synagris no 3º DAE, enfatizando a abertura da boca (a), a pigmentação do olho 
(b) e aumento no volume do aparelho digestório (c).	
  ..........................................................	
  94	
  
Figura 73 - Larva de L. synagris no 6º DAE, mostrando o sistema digestório desenvolvido.	
  ..............	
  94	
  
Figura 74 - larva de L. synagris no 12º DAE, apresentando a nadadeira dorsal (a), peitoral (b) e anal 
(c), e a formação da caudal (d).	
  ...........................................................................................	
  95	
  
Figura 75 - Registro do estado avançado de flexão da notocorda, nas larvas de L. synagris no 12º 
DAE.	
  ...................................................................................................................................	
  95	
  
Figura 76 - Larvas de L. synagris no 17º DAE.	
  ....................................................................................	
  96	
  
Figura 77 - Larvas de L. synagris no 19º DAE	
  .....................................................................................	
  96	
  
Figura 78 - Estagio de pós-flexão das larvas de L. synagris no 19º DAE, mostrando o osso hipural (a) 
totalmente flexionado e a nadadeira caudal formada (b).	
  ....................................................	
  97	
  
Figura 79 - Alevino de L. synagris no 30º DAE apresentando as características fenotípicas mais típicas 
da espécie, que são linhas horizontais laterais amarelo-douradas (a), ventre amarelo-
prateado (b), mancha difusa preta acima da linha lateral (c) e nadadeiras de cor amareladas 
(d).	
  .......................................................................................................................................	
  98	
  
	
  
	
  
Figura 80 - Alevino de L. synagris com 60 DAE.	
  .................................................................................	
  98	
  
Figura 81 - Alevino de L. synagris com 90 DAE.	
  .................................................................................	
  99	
  
Figura 82 - Cronograma alimentar utilizado na larvicultura de L. synagris (adaptado de WATANABE 
et al., 1998).	
  ......................................................................................................................	
  100	
  
Figura 83 - Dados de comprimentos e pesos médios das larvas de L. synagris, durante os 90 dias de 
cultivo.	
  ..............................................................................................................................	
  101	
  
 
 
	
  
	
  
LISTA DE TABELAS 
 
 
1 - Proporção dos ingredientes usados na formulação da ração experimental que será usada na 
alimentação dosindivíduos adultos.	
  .................................................................................................	
  55	
  
2 - Número de capturas realizadas, mostrando a quantidade inicial e total final, bem como a 
mortalidade dos reprodutores de L. synagris, nas fases de captura e quarentena.	
  ............................	
  67	
  
3 - Tratamentos realizados no procedimento de indução hormonal do L. synagris, mostrando o peso 
(kg) dos reprodutores com suas respectivas doses de HCG (UI) e em mL.	
  .....................................	
  74	
  
4 - Número de desovas sucessivas apresentadas pelas fêmeas de L. synagris de acordo com as 
dosagens hormonais, durantes o período de julho a setembro de 2011.	
  ...........................................	
  75	
  
5 - Valores médios de período de latência (horas), do diâmetro ovo (µm), do diâmetro da gota de óleo 
(µm), do total de ovos liberados, da taxa de fertilização (%), e da taxa de eclosão (%), com 
respectivos valores de P, F calculado e F crítico.	
  ............................................................................	
  86	
  
	
  
	
  
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO	
  ..............................................................................................................................	
  16	
  
2 OBJETIVOS	
  ....................................................................................................................................	
  22	
  
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA	
  ........................................................................................................	
  23	
  
3.1 Sobre a espécie alvo do estudo, Lutjanus synagris	
  .....................................................................	
  23	
  
3.2 Biologia reprodutiva de Lutjanus	
  ................................................................................................	
  29	
  
3.3 Gametogênese e maturação final	
  ................................................................................................	
  29	
  
3.3.1 Ovogênese (Vitelogênese e maturação dos ovócitos)	
  ..........................................................	
  32	
  
3.3.2 Espermatogênese e espermiação	
  ..........................................................................................	
  33	
  
3.4 Manejo dos Reprodutores	
  ...........................................................................................................	
  35	
  
3.4.1 Controle Ambiental	
  ..............................................................................................................	
  35	
  
3.4.2 Alimentação e Dieta	
  .............................................................................................................	
  36	
  
3.4.3 Captura e transporte	
  .............................................................................................................	
  39	
  
3.4.4 Estresse e uso de anestésico	
  .................................................................................................	
  40	
  
3.4.5 Reprodução	
  ..........................................................................................................................	
  42	
  
4 MATERIAL E MÉTODOS	
  .............................................................................................................	
  49	
  
4.1 Local de realização do trabalho	
  ...................................................................................................	
  49	
  
4.2 Captura dos Reprodutores e quarentena	
  ......................................................................................	
  50	
  
4.3 Adaptação e Preparação dos Reprodutores	
  .................................................................................54	
  
4.4 Indução hormonal e desova	
  .........................................................................................................	
  57	
  
4.5 Análise Estatística	
  .......................................................................................................................	
  63	
  
4.6 Larvicultura	
  .................................................................................................................................	
  63	
  
4.6.1 Desenvolvimento embrionário e larval	
  ................................................................................	
  63	
  
4.6.2 Cultivo das larvas em águas claras	
  .......................................................................................	
  63	
  
5 RESULTADOS	
  ...............................................................................................................................	
  67	
  
5.1 Captura dos Reprodutores e quarentena	
  ......................................................................................	
  67	
  
5.2 Adaptação e Preparação dos Reprodutores	
  .................................................................................	
  70	
  
5.3 Indução hormonal e desova	
  .........................................................................................................	
  73	
  
5.4 Larvicultura	
  .................................................................................................................................	
  87	
  
5.4.1 Morfologia dos ovos e embriões	
  ..........................................................................................	
  87	
  
5.4.2 Desenvolvimento das Larvas	
  ...............................................................................................	
  91	
  
5.4.3 Cultivo das Larvas	
  ...............................................................................................................	
  99	
  
	
  
	
  
6 DISCUSSÃO	
  .................................................................................................................................	
  102	
  
7 CONSIDERAÇÕES	
  ......................................................................................................................	
  114	
  
REFERÊNCIAS	
  ...............................................................................................................................	
  115	
  
 
16	
  
	
  
1 INTRODUÇÃO 
 
 
A população global ultrapassou sete bilhões de habitantes no ano de 2011, 
podendo atingir 7,3 bilhões em 2015 (ONU, 2012). De acordo com a Organização das Nações 
Unidas para a Alimentação e a Agricultura (FAO, 2010a), aproximadamente 1,023 bilhões de 
pessoas foram oficialmente designadas como desnutridas no ano de 2009, e mais ou menos o 
dobro delas possuem deficiências de micronutrientes (BARRETT, 2010). 
Embora a agricultura esteja contribuindo com a maior parte da solução para a 
crise alimentar global, a produção de pescado pode vir a dar uma contribuição notável para 
esta causa (FRID; PARAMOR, 2012). Isto porque a produção de pescado, oriundo da pesca e 
aquicultura, fornece mais de 110 milhões de toneladas para consumo em forma de alimentos 
ou 15% da dieta protéica para a atual população do planeta. 
Estatísticas recentes da FAO (2010b) mostraram que 80% dos estoques pesqueiros 
estão sobrexplorados. Desta forma, é provável que a aquicultura seja no futuro a única forma 
de produzir pescado de alta qualidade para suprir as necessidades nutricionais da população 
cada vez mais crescente. Também segundo a mesma publicação da FAO, a aquicultura é o 
setor de produção animal, voltado à alimentação, com a maior taxa de crescimento, 
representando quase a metade da oferta total de pescado consumido no mundo. 
De acordo com Arana (2004a) e Van Houtte (2001), a aquicultura é o processo 
zootécnico que visa o cultivo de organismos com valor comercial e que dependem direta ou 
indiretamente do meio aquático durante todas as fases do seu ciclo vital e/ou parcialmente, em 
um ambiente controlado de águas interiores ou litorâneas. 
De modo geral, a aquicultura sustenta o crescimento do mercado mundial de 
pescado. Ainda, segundo a FAO (2010b), a produção mundial de pescados provenientes da 
aquicultura, incluindo peixes, crustáceos, moluscos e outros animais aquáticos, foi 
principalmente destinada ao consumo humano, e atingiu em 2008 o total de 52,5 milhões de 
toneladas, representando 45,7% de toda a produção de pescado do mundo para consumo 
humano. A China foi o maior produtor mundial aquícola em 2008, com 32,7 milhões de 
toneladas. Em contraste ao crescimento da aquicultura, a produção de pescado por captura 
praticamente estagnou desde meados dos anos 1980, enquanto o cultivo de organismos 
aquáticos manteve uma taxa média anual de crescimento de 8,3%, entre 1970 e 2008 (FAO, 
2010b). 
17	
  
	
  
Em 2010, a produção aquícola brasileira foi de 479.399 t, representando um 
incremento de 15,3% em relação à produção de 2009, e de 31,2% em relação a produção de 
2008 (365.366 t), ficando evidente o crescimento do setor no país. Seguindo o padrão 
observado nos anos anteriores, a maior parcela da produção aquícola foi oriunda da 
aquicultura continental, na qual se destaca a piscicultura continental que foi responsável por 
82,3% da produção total nacional (MPA, 2012). 
A produção aquícola de origem marinha em 2010, por sua vez, apesar de ter 
sofrido uma redução de sua participação na produção aquícola total nacional em relação aos 
anos anteriores (22,8% em 2008 contra 17,7% em 2010, um decréscimo de 5,1%), aumentou 
em 1.700,3 t (MPA, 2012). 
Em 2010, a produção aquícola marinha nacional foi de 85.058 t, o maior valor 
registrado nos últimos seis anos, indicando uma recuperação da produção após as perdas 
ocorridas em 2009 devido às oscilações de fatores climáticos que influenciaram a 
produtividade das áreas de carcinicultura da região Nordeste (MPA, 2012). 
A região Nordeste continua sendo o maior produtor de pescado oriundo da 
aquicultura marinha com 67.327,90 t, cerca de 79,2% do total produzido em 2010 (MPA, 
2012). A análise da produção aquícola marinha por Unidade da Federação para o ano de 2010 
demonstrou que o Rio Grande do Norte continua sendo o maior pólo produtor do Brasil, com 
28.649,7 t, seguido pelos estados do Ceará com 21.219,8 t e Santa Catarina com 15.636,2 t 
(MPA, 2012). 
A produção aquícola marinha brasileira pode ser dividida basicamente em dois 
tipos: a malacocultura, que se refere à produção de moluscos (ostra, mechilões etc.); e a 
carcinicultura, que se refere à produção de camarões marinhos. A carcinicultura concentra a 
maior parte da produção nos Estados do Rio Grande do Norte e Ceará, responsáveis por cerca 
de 80% do total produzido entre 2008 e 2010 (MPA, 2012). 
A piscicultura marinha, outro ramo da aquicultura, é considerada em muitos 
países como um setor produtivo altamente rentável, apesar de ainda não constar nas 
estatísticas brasileiras (IBAMA, 2007). O conhecimento tecnológico para cultivo de 
determinadas espécies de peixes marinhos nativas de interesse comercial no Brasil já existe, 
mas necessita ser aprimorado (ROUBACH et al. 2003), sendo um setor da aquicultura que 
precisa de mais desenvolvimento em nosso país (SAMPAIO; TESSER; WASIELESKY-
JÚNIOR, 2010). 
O cultivo comercial de peixes marinhos desponta como uma grande alternativa 
para produção de pescado de qualidade, sendo notório o aumento do número de espécies 
18	
  
	
  
aquáticas que estão sendo domesticadas globalmente (DUARTE; MARBÁ; HOLMER, 
2007). Com base neste fato, Mylonas, Fostier e Zanuy (2009) sugeriram que para se 
estabelecer uma indústria aquícola sustentável, um dos pré-requisitos é a produção de um 
produto comercialmente rentável, e para isso é necessário controlar o processo reprodutivo 
dos peixes em cativeiro, e adquirir ovos e sêmen de alta qualidade. 
Os primeiros relatos do cultivode peixes marinhos são originários da Ásia, Egito 
e Europa Central (BARDACH; RYTHER; MCLARNEY, 1972). De acordo com Cavalli e 
Hamilton (2009), o primeiro cultivo de peixe marinho no Brasil foi relatado no século XVII 
no Estado de Pernambuco, quando peixes eram criados em viveiros de forma extensiva. Já no 
Japão, em meados da década de 1970, foi iniciado um processo de industrialização da 
piscicultura marinha, dominando as técnicas de alimentação e manejo das espécies cultivadas 
(CERQUEIRA, 2004). 
A produção de peixes marinhos alcançou um montante de 1,8 milhões de 
toneladas, cerca de 3,4% da produção aquícola mundial de acordo com estatísticas da FAO 
(2010b), sendo as principais espécies cultivadas no mundo de acordo com Poli e Poli (2004): 
Peixe-leite (Filipinas, Indonésia), Salmão Atlântico (Noruega, Chile), Salmão Pacífico (Japão, 
Chile), Robalo Asiático (Malásia, Indonésia), Olhete (Japão), Pargo japonês (Japão), Pargo 
europeu (Grécia, Espanha, Itália), Tainha (Egito, Itália, Israel), Linguado japonês (Japão, 
Coréia), Linguado europeu (Espanha, França), Robalo europeu (Itália, Grécia, Egito) e 
Garoupas (Tailândia, Malásia) 
No Brasil, das espécies de peixes marinhos com potencial de cultivo destaca-se os 
lutjanideos, vulgarmente conhecidos como pargos ou peixes vermelhos, dentre os quais cita-
se: o ariacó, Lutjanus synagris; a cioba, L. analis; o pargo verdadeiro, L. purpureus e; a 
guaiuba, L. chrysurus. 
Na família Lutjanidae, composta por quatro subfamílias e dezessete gêneros, são 
descritas 103 espécies (ALLEN, 1985; PHELPS et al., 2009). Mais da metade das espécies de 
peixes lutjanídeos pertencem à subfamília Lutjaninae, das quais 14 espécies pertencentes a 
três gêneros, Lutjanus, Ocyurus e Rhomboplites, foram descritas no Atlântico Oeste (CHOW; 
CLARKE; WALSH, 1993). Elas são encontradas ao redor do planeta em águas tropicais e 
subtropicais, e compreende uma das maiores famílias de teleósteos (CHOW; CLARKE; 
WALSH, 1993). O gênero Lutjanus tem alto potencial para cultivo pelas respostas 
fisiológicas às técnicas de indução a reprodução, viabilidade da larvicultura e por serem 
resistentes ao manejo (CLARKE; DOMEIER; LAROCHE, 1997; SALAZAR et al., 2000; 
TURANO; DAVIS; ARNOLD, 2000; WATANABE et al., 1998). 
19	
  
	
  
Os lutjanídeos são importantes peixes comerciais ao redor do mundo, de excelente 
qualidade com altos preços e grande demanda no mercado, o que vem causando uma 
sobrexplotação deste grupo de peixes. Watanabe et al. (1998) reportaram que os lutjanídeos 
comandam os preços mais altos de mercado no sudeste da Ásia, em países como Singapura, 
Indonésia e nas Filipinas, sendo cultivados em tanques-rede e em viveiros de água salobra. 
De acordo Benetti et al. (2002) os lutjanídeos possuem um alto valor comercial 
dentre as espécies de peixes marinhos tropicais, e vem despertando o interesse de empresários 
nas Américas e Caribe, onde o cultivos destes peixes vem se tornando uma atividade 
emergente. Mas para que essa atividade se estabeleça em definitivo, é necessário 
disponibilizar ovos de qualidade, além de fornecer de forma contínua, juvenis para a 
realização da engorda (TURANO; DAVIS; ARNOLD, 2000). 
Os peixes da família Lutjanidae possuem grande importância econômica na região 
tropical e subtropical (IBARRA-CASTRO; DUNCAN, 2007). O ariacó está entre os 
lutjanídeos comercialmente capturados mais importantes em Porto Rico e em todo o Caribe 
(ACOSTA; APPELDOORN, 1992; CLARKE; DOMEIER; LAROCHE, 1997) juntamente 
com outras espécies como a cioba (WATANABE et al. 1998), a guaiúba (CLARKE; 
DOMEIER; LAROCHE, 1997), e o pargo do golfo, L. campechanus (BOURQUE; PHELPS, 
2007, PAPANIKOS et al. 2008), além de compreenderem uma menor, mas significante, 
parcela na pesca esportiva ao longo de suas áreas de ocorrência (CLARKE; DOMEIER; 
LAROCHE, 1997). 
Na década de 1970, dentre os lutjanídeos, Alegría e Menezes (1970) 
consideravam o ariacó como uma das espécies de importância econômica para Nordeste. As 
espécies de lutjanídeos ainda estão entre as categorias de pescado mais valiosas nos mercados 
do Ceará, Rio Grande do Norte e Pernambuco, sendo consideradas como peixes de primeira 
qualidade (REZENDE; FERREIRA; FRÉDOU, 2003). 
Segundo Andrade, Bispo e Druzian (2009), o ariacó e a guaiúba são considerados 
um dos pescados com melhor valor nutricional e composição de ácidos graxos para consumo 
humano. 
Devido à grande aceitação como alimento, o alto valor de mercado e a limitada e 
cada vez menor oferta pela pesca, existe muito interesse na reprodução de diversas espécies 
de lutjanídeos sob condições de cativeiro (TURANO; DAVIS; ARNOLD, 2000) como 
mostram os trabalhos desenvolvidos com L. synagris (MILLARES et al., 1979), L. analis 
(WATANABE et al., 1998), L. chrysurus (TURANO; DAVIS; ARNOLD, 2000), L. 
campechanus (BOURQUE; PHELPS, 2007, PHELPS et al., 2009), L. guttatus (BOZA-
20	
  
	
  
ABARCA et al., 2008, IBARRA-CASTRO; ALVAREZ-LAJONCHERE, 2009 e 2011), L. 
argentiventris (MUHLIA-MELO et al., 2003), L. griseus (CABRERA; BARRIOS; 
QUIJADA, 1998), L. argentimaculatus (EMATA, 2003). 
Estes estudos visavam um melhor entendimento das características reprodutivas, 
solução de problemas associados à sobrevivência das larvas, bem como de fornecimento de 
formas jovens tanto para a produção quanto para o desenvolvimento de novas pesquisas 
(PHELPS et al., 2009). 
Algumas espécies de lutjanideos apresentam alta prolificidade, proporcionando 
com que se trabalhe com uma quantidade pequena de reprodutores, diminuindo os custos e 
facilitando o manejo durante a fase de reprodução. Gesteira e Rocha (1976) mostraram que 
fêmeas de L. synagris produzem dezenas de milhares de ovos por desova, o que a classifica 
com uma espécie altamente fecunda, assim como verificado para diversos outros lutjanídeos, 
tais como L. analis (WATANABE et al. 1998), L. campechanus (PAPANIKOS et al., 2008), 
L. argentimaculatus (LEU; FANG; CHEN, 2003). 
Apesar da alta prolificidade dos lutjanideos, algumas espécies não desovam em 
cativeiro, e para viabilizar a reprodução de espécies deste tipo, a indução hormonal 
proporciona a maturação final dos ovócitos e a ovulação na fêmea, e a potencialização da 
espermiação nos machos. Fêmeas cujos ovários tenham completado a vitelogênese podem ser 
induzidas pela administração de gonadotrofinas, ou hormônios liberadores de gonadotrofinas 
(BROMAGE, 1995). O controle das variáveis ambientais, como fotoperíodo e temperatura, 
também tem mostrado importante papel no ciclo reprodutivo de peixes marinhos cativos 
(ZANUY et al., 1999). 
Um dos hormônios mais utilizado para indução hormonal nos lutjanídeos tem sido 
a Gonodotrofina Coriônica Humana (Human Chorionic Gonadotropin) ou comumente 
conhecido pela sigla HCG, que é administrado através de injeções (IBARRA-CASTRO; 
DUNCAN, 2007). Este hormônio purificado tem sido muito utilizado na indução a 
reprodução de peixes, e recentemente foi aprovado para utilização na aquicultura comercial 
(MYLONAS; FOSTIER; ZANUY, 2009). 
Para Bromage (1995), a capacidade de controlar totalmente a maturação sexual e a 
desova de espécies em cativeiro, é o principal requerimento para o gerenciamento e a 
realização de boas práticas de manejo nos reprodutores de peixes marinhos. Bobe e Labbé 
(2010), a chave para o domínio da aquicultura é o controle da reprodução, com a produção de 
gametas de qualidade como um dos fatores limitantes. Já Phelps et al. (2009) sugeriram que 
um dos primeiros passos para o sucesso da reprodução de qualquer peixe é o entendimento da 
21	
  
	
  
história natural, principalmente a ocorrência da maturação sexual na natureza, e em quais 
condições ela ocorre. 
Zohar e Mylonas (2001) destacou que o desenvolvimento de futuras tecnologias 
de desova depende diretamente do entendimento do sistema endócrino dos peixes quando 
sujeito ao cativeiro, e enfatiza dizendo que desenvolvimentoda piscicultura marinha, depende 
da viabilidade na implementação de programas de melhoria e controle dos processos 
reprodutivos dos peixes em cativeiro. 
No Brasil, o desenvolvimento de técnicas reprodutivas para espécies de peixes 
marinhos com potencial econômico, é baseado em pacotes tecnológicos que foram 
desenvolvidos em outros países (ANDRADE; YASUI, 2003). 
Por fim, Mylonas, Fostier e Zanuy (2009) preconizaram que o tipo de hormônio, 
os protocolos de administração e os processos de aquisição de gametas podem variar 
dependendo da biologia reprodutiva da espécie cultivada, e do entendimento do controle 
endócrino da gametogênese, maturação final e desova, tornando o conhecimento desses 
fatores, essenciais para o correto manejo da espécie a ser trabalhada. 
 
 
22	
  
	
  
2 OBJETIVOS 
 
2.1 Objetivo geral 
 
Realizar a reprodução induzida mediante tratamento hormonal do ariacó, L. 
Synagris. 
 
2.2 Objetivos específicos 
 
I. Formar um plantel de reprodutores de L. synagris; 
II. Realizar a reprodução induzida de L. synagris, utilizando injeções de gonadotrofina 
coriônica humana (HCG); 
III. Fazer a larvicultura do L. synagris, e descrever o desenvolvimento embrionário e 
larval. 
23	
  
	
  
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 
 
 
3.1 Sobre a espécie alvo do estudo, Lutjanus synagris 
 
 
O ariacó, Lutjanus synagris (Figura 1), faz parte da família Lutjanidae, peixes 
considerados pargos (vermelhos), possui um alto valor comercial e uma elevada procura, 
tanto no Estado do Ceará, Brasil, como em outras partes do mundo. É considerado um peixe 
de qualidade organoléptica muito apreciada, devido sua cor avermelhada, carne branca de 
consistência suave e um sabor acentuado. 
 
 
Figura 1 - Ariacó, Lutjanus synagris. 
 
 
Segundo a FAO (2012), existem dados estatísticos de captura de L. synagris desde 
o final da década de 1950, quando foi primeiramente relatado em Cuba a captura de uma 
tonelada deste pescado. A partir da década de 1970 outros dois países, Colômbia e México, 
entraram para as estatísticas com 400 e 100 t capturadas, respectivamente. Para o Brasil, os 
primeiros dados estatísticos registrados na FAO foi em 1995, com 506 t capturadas. Em 2010 
foi registrada uma captura de 1.933 t (MPA 2010). 
Na Figura 2 são mostrados os dados da pesca do L. synagris desde os primeiros 
registros catalogados pela FAO, até os últimos dados apresentados pelo MPA (2012). 
 
24	
  
	
  
 
Figura 2 - Dados de captura (t) de L. synagris, desde os primeiros registros da FAO. 
 
 
O ariacó e cientificamente é conhecido como Lutjanus synagris e Sparus synagris 
(LINNAEUS, 1758) (CLARO; LINDEMAN, 2008), possuindo também os sinônimos de: 
Sparus vermicularis (BLOCH & SCHNEIDER, 1801); Lutjanus aubrieti (DESMAREST 
1823); Mesoprion uninotatus (CUVIER & VALENNCIENNES, 1828) Lutjanus brachipterus 
(COPE, 1871); Neomaenis megalophthalmus (EVERMANN & MARSH 1900) (ALLEN, 
1985). 
O ariacó apresenta os seguintes nomes vulgares: pargo biajaiba (em espanhol), 
Lane snapper (em inglês) e vivane augazou (em francês). Em diferentes localidades possui 
nomes diversificados, tais como: ariacó e ariocó no Brasil; white-water snapper nas 
Bermudas; redtailed snapper, bream snapper, walliacke e bay snapper nas Antilhas britânicas; 
chino na Colômbia; biajaiba em Cuba; Lane snapper, candy striper, rainbow snapper, redtail 
snapper, mexican snapper e spot snapper nos Estados Unidos; qualivacou, sarde e sargue nas 
Antilhas Francesa; rouge na Guiana Francesa; scude na Martinica; sarde dorée e argente Haití; 
spotted snapper na Jamaica; rubia e viajaiba no México; rayado em Porto Rico; manchego, 
mancheva na República Dominicana; pargo guanapo na Venezuela (ALLEN, 1985; CLARO; 
LINDEMAN, 2008) 
 
 
 
0 
500 
1000 
1500 
2000 
2500 
3000 
3500 
4000 
4500 
5000 
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19
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19
89
 
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19
91
 
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92
 
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93
 
19
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95
 
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19
98
 
19
99
 
20
00
 
20
01
 
20
02
 
20
03
 
20
04
 
20
05
 
20
06
 
20
07
 
20
08
 
20
09
 
20
10
 
Q
ua
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id
ad
e 
( t
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ANO 
Mexico Puerto Rico Brazil Colombia Cuba 
25	
  
	
  
 
O ariacó é classificado taxonomicamente da seguinte forma: 
 
Reino 
 
Animal 
Filo 
 
Cordata 
Subfilo 
 
Vertebrados 
Supraclasse 
 
Osteichthyes 
Classe 
 
Actinopterygii 
Subclasse 
 
Neopterygii 
Infra-classe 
 
Teleosteo 
Supraordem 
 
Acanthopterygii 
Ordem 
 
Perciformes 
Subordem 
 
Percoidei 
Família 
 
Lutjanidae 
Subfamília 
 
Lutjaninae 
Gênero 
 
Lutjanus 
Espécie 
 
Lutjanus synagris 
 
Como características, o ariacó apresenta corpo moderadamente longo, focinho 
pontudo; pré-opérculo serrilhado; dentes em forma de caninos em ambos os maxilares, 
moderadamente desenvolvidos e de tamanhos aproximados, dentes vomerianos em forma de 
V ou crescente, algumas vezes, com uma extensão medial posterior relativamente curta. 
Nadadeira dorsal com 10 espinhos e 12 raios, raramente 13; nadadeira anal arredondada com 
3 espinhos e 8 raios, raramente 9; nadadeiras peitorais relativamente curtas, não atingindo ao 
nível do ânus, com 15 ou 16 raios (ALLEN 1985). De coloração avermelhada com linhas 
horizontais laterais amarelo-douradas evidentes em número de 8 a 10 e faixas irregulares de 
cor semelhante na cabeça em número de 3 ou 4; ventre amarelo-prateado; mancha difusa preta 
do tamanho do olho ou maior logo acima da linha lateral e abaixo dos raios da nadadeira 
dorsal; nadadeiras amareladas e/ou avermelhadas (NÓBREGA; LESSA; SANTANA, 2009) 
(Figura 3). 
 
26	
  
	
  
 
Figura 3 - Características morfológicas do Lutjanus synagris (LINNAEUS, 1758). 
Adaptado de Claro e Lindeman (2008). 
 
Na fase de juvenil, quando habitam águas mais rasas, apresentam coloração mais 
clara, diferente do adulto, que quando habitam águas mais profundas, apresentam uma 
coloração vermelha mais intensa (ALLEN, 1985) (Figura 4 e 5, respectivamente). 
 
 
Figura 4 - L. synagris mostrando a coloração na fase juvenil, quando habitam águas mais rasas 
(Fonte: CLARO E LINDEMAN 2008). 
 
27	
  
	
  
 
Figura 5 - L. synagris mostrando a coloração na fase adulta, quando habitam águas mais profundas. 
(Fonte: CLARO E LINDEMAN 2008). 
	
  
 
A espécie L. synagris tem distribuição desde a costa do Norte do Estado da 
Carolina do Norte dos Estados Unidos, a costa da região Sul-sudeste do Brasil, incluindo as 
Antilhas e Bahamas, achados desde áreas costeiras rasas, até profundidades de 400 m. 
(ALLEN, 1985). Os juvenis são comuns em áreas próximas à costa, em locais protegidos 
(corais, bancos de algas e estuários) como berçário (SMS, 2012) (Figura 6). 
 
 
 
Figura 6 - Distribuição geográfica da espécie L. synagris. 
 
28	
  
	
  
Peixes da espécie L. synagris podem ser encontrados sobre todos os tipos de 
substratos, mas principalmente próximo aos recifes de corais e em áreas arenosas com 
vegetação. Por vezes formam grandes cardumes, principalmente na época de reprodução 
(ALLEN, 1985; THOMPSON; MUNRO 1974). 
Classificado como carnívoro eurifágico (BORTONE; WILLIAMS 1986) 
alimenta-se de uma vasta gama de alimentos, principalmente à noite, onde consomem 
essencialmente pequenos peixes e crustáceos (camarões e caranguejos), e ocasionalmente de 
moluscos (gastrópodos e cefalópodos), equinodermas, algas e anelídeos (RODRIGUES 
1974). 
Sámano-Zapata, Vega-Cendejas e Santillana (1998) quando pesquisaram sobre a 
ecologia alimentar de três espécies de lutjanideos, incluindo o ariacó, na lagoa de Celestún 
localizada na Península de Yucatan, México, verificaram que juvenis menores que nove 
centímetros alimentavam-sede microcrustáceos (anfípodos e misidáceos), numa proporção de 
49%, enquanto pequenos peixes, caranguejos e camarões ficaram em torno de 50%. Já os 
juvenis maiores que nove centímetros têm uma dieta baseada em peixes e caranguejos. 
Devido aos seus hábitos alimentares, o ariacó pode ser considerado um peixe 
carnívoro. Pode ser considerado também como uma espécie altamente oportunista, com 
grande capacidade de adaptação a disponibilidade alimentar de acordo com cada ecossistema 
(CLARO; LINDEMAN, 2008). 
A idade máxima do ariacó é estimada em dez anos, e atinge o comprimento total 
máximo de cerca de 50 cm, de maturidade sexual entre 10 e 23 cm (ALLEN, 1985), de 
aproximadamente 18 cm para Thompson e Munro (1974) e de 21,5 cm para Souza-Junior, 
Silva e Salles (2008). Rodriguez-Pino (1962), baseado nos comprimentos médios dos anéis 
encontrados nos otólitos, registrou uma taxa de crescimento de 2 a 4 mm ao mês. 
Com relação á época de reprodução, foi relatada que na costa da Venezuela ocorre 
entre maio e novembro (GÓMEZ; GUZMÁN; CHACÓN, 2001; MÉNDEZ, 1989), na costa 
do Cuba e México e entre os meses de maio e outubro (BORRERO et al. 1978; RIVERA-
ARRIAGA et al., 1996), e no Brasil, especificamente na costa do Estado do Ceará, Souza-
Junior, Silva e Salles (2008) observou-se uma intensa atividade reprodutiva entre os meses de 
janeiro e abril, e em menor intensidade entre os meses de agosto e novembro. 
Considerado assincrônico, o ariacó desova parcialmente em intervalos de 24 h, e 
esta ocorre geralmente próximo aos taludes das plataformas continentais ou de ilhas. Os ovos 
e larvas flutuam a deriva durante todo o desenvolvimento embrionário (CLARO; 
LINDEMAN, 2008). 
29	
  
	
  
3.2 Biologia reprodutiva de Lutjanus 
 
 
Os lutjanídeos são organismos gonocorísticos, ou seja, apresentam sexos 
separados (machos e fêmeas) durante todo o período de vida. O gênero Lutjanus não possui 
dimorfismo sexual aparente, raramente sendo reportado (GRIMES, 1987). 
De acordo com Grimes (1987), a maturidade sexual nos lutjanídeos ocorre 
geralmente quando atingem tamanhos iguais a 35-50% do comprimento máximo da 
população. Ainda, segundo o mesmo autor, as populações de lutjanídeos continentais 
desovam parcialmente, com picos de desova no verão, enquanto as populações insulares 
desovam ao longo do ano. 
As desovas de quase todas as espécies de lutjanídeos ocorrem durante o anoitecer 
ou à noite, e geralmente são associadas às fases da lua e com as variações de maré. 
Geralmente os locais de desova dos lutjanídeos estão localizados próximos à inclinação da 
plataforma, em áreas de relevo complexo, onde o sistema de correntes marítimas permite à 
dispersão de larvas e sua posterior reinserção as águas rasas (CLARO; LINDEMAN, 2008). 
Produzem ovos pelágicos, com aproximadamente 0,8 mm de diâmetro, e com uma 
gota de óleo, e após a fecundação o vitelo é absorvido em cerca de dois dias (THORROLD; 
HARE, 2002). 
 
 
3.3 Gametogênese e maturação final 
 
 
Como todo vertebrado, o padrão hormonal reprodutivo dos lutjanídeos gira em 
torno do eixo hipotálamo-pituitária-gonadal (Figura 7). 
 
30	
  
	
  
 
Figura 7 - Padrões hormonais no eixo hipotalâmico-pituitário-gonadal e níveis de intervenção externa que podem 
ser utilizados para induzir a maturação e a ovulação/espermiação nos peixes teleósteos. 
Fonte: (PTASZYNSKA, 2007). 
 
 
O sistema endócrino é formado pelo conjunto de glândulas endócrinas, tendo 
como uma das partes mais complexas, o sistema hipotálamo-hipófise. Localizado na sela 
túrcica do osso esfenóide, ligada a base do encéfalo pela haste pituitária, este sistema é de 
fundamental importância na coordenação de toda a resposta endócrina, constituindo relações 
de controle mútuo sobre a maioria das glândulas endócrinas e a homeostasia corporal 
(SANCHEZ, 2006). 
O hipotálamo é ativado por fatores ambientais e químicos, logo após são 
sintetizados e secretados os hormônios liberadores de gonadotrofinas (GnRH). A forma do 
GnRH varia conforme as espécie de peixe (SHERWOODE; WU 2005; SOMOZA et al., 
2002), e o número de formas pode variar de dois a três, sendo queapenas uma regula a 
produção e a liberação de gonadotrofinas (GtH) pela pituitária, e esta por sua vez produz dois 
GtH (GtH-I e GtH-II) que agem diretamente nas gônadas (SUZUKI et al., 1988a). Nas 
fêmeas, a GtH I estimula o crescimento gonadal, a gametogênese e a entrada de vitelogenina 
no ovócito, já o GtH II é importante para a maturação final dos ovócitos e desova 
(CONNAUGHTON; AIDA, 1999; MONCAUT; LO NOSTRO; MAGGESE, 2003; 
SANCHE, 2006). 
31	
  
	
  
Pelo significativo grau de semelhanças entre estruturas (homologia) dos 
hormônios dos mamíferos e dos peixes, o GtH-I é hoje claramente identificado como o FSH 
(folículo estimulante) e o GtH-II como LH (luteinizante) (SUZUKI et al., 1988b; ITOH et al., 
1990, YARON et al., 2003). 
A sazonalidade do ciclo reprodutivo é determinada pelas condições ambientais às 
quais os peixes são expostos. Os sinais ambientais são traduzidos em alterações endócrinas 
que controlam a gametogênese. Mylonas, Fostier e Zanuy (2009) menciona que o ciclo 
reprodutivo dos peixes é separado em duas grandes fases: a primeira fase constitui na 
proliferação, crescimento e diferenciação de gametas (espermatogênese e vitelogênese), 
enquanto a segunda constitui a fase de maturação e preparação dos ovócitos e 
espermatozoides para liberação e inseminação (espermiação e maturação de ovócitos). 
Para o propósito de manipulação hormonal para a indução da maturação dos 
ovócitos, ovulação e desova, os peixes são classificados em: peixes que desovam uma única 
vez durante a estação reprodutiva (sincrônicos); e peixes que desovam múltiplas vezes 
(assincrônicos) (TYLER; SUMPTER, 1996). 
Phelps et al. (2009), informam que o ciclo reprodutivo de muitas espécies de 
peixes de desova assincrônica são influenciados pelo ciclo lunar, e em cativeiro, quando 
ótimas condições de cultivo são aplicadas, a espermatogênese e vitelogênese ocorrem 
normalmente, sem problemas significativos (BUCHET et al., 2008; OKUMURA et al., 2003). 
Dessa forma, Zaniboni-Filho e Weingartner (2007) enfatiza que é necessária a sincronia entre 
os processos fisiológicos de maturação gonadal com as condições ambientais. 
Em cativeiro, os reprodutores de peixes marinhos normalmente apresentam 
algumas disfunções reprodutivas, entre elas, podemos citar o volume reduzido e qualidade 
diminuída do sêmen nos machos, enquanto que nas fêmeas, problemas na maturação dos 
ovócitos, ocasionando má ovulação e desova é a mais comum. Em vista disso, durante a 
estação reprodutiva, hormônios sexuais são normalmente utilizados. (BERLINSKY et al., 
1996; BILLARD, 1989; MYLONAS; ZOHAR, 2001; MYLONAS et al., 2004; 
VERMEIRSSEN et al., 1998; 2000) 
 
 
 
 
32	
  
	
  
3.3.1 Ovogênese (Vitelogênese e maturação dos ovócitos) 
 
A ovogênese é o processo biológico de formação das células reprodutoras 
femininas (os ovócitos), sendo dividida em duas fases. A proliferação, crescimento e 
diferenciação dos gametas constituem a primeira fase (vitelogênese), enquanto a maturação e 
preparação dos ovócitos e para a liberação e inseminação constituem a segunda fase 
(maturação do ovócito) (BROMAGE, 1995). 
O principal evento que ocorre na vitelogênese é a produção da vitelogenina, que é 
regulada por hormônios esteróides, como estradiol. (MYLONAS; ZOHAR, 2001). A 
vitelogênese é acompanhada por um importante crescimento do ovócito, devido à absorção de 
proteínas precursoras do vitelo, principalmente vitelogenina e lipoproteínas de muito baixa 
densidade (BABIN et al., 2007). A vitelogenina é uma glico-fosfo-lipoproteína de alto peso 
molecular sintetizada pelos hepatócitos no fígado e levada ao sangue e transportada até os 
ovários onde é incorporada ao ovócito e subsequentemente processada para formar o vitelo, 
sob controle da GtH-I (MAGALHÃES et al., 2004;MARIN; MATOZZO, 2004; MILLS et 
al., 2003; SANCHEZ 2006; SILVERSAND; HYLLNER; HAUX, 1993). 
Mylonas, Fostier e Zanuy (2009) afirmaram que tanto a vitelogênese como a 
maturação do ovócito são eventos essenciais na fisiologia reprodutiva da fêmea, nos quais o 
esquema de vitelogenina múltipla desempenha um papel fisiológico importante na disposição 
dos nutrientes requeridos pelo embrião e para o desenvolvimento larval, bem como para a 
flutuabilidade apropriada do ovo. 
A presença de grandes quantidades de vitelo nos ovos é um meio eficiente de 
viabilizar os componentes necessários para manter o desenvolvimento do embrião e da pré-
larva até a abertura da boca e da alimentação exógena. Por isso, o isolamento dos precursores 
do vitelo dentro dos ovócitos durante a vitelogênese é um processo chave para o sucesso da 
reprodução e produção de progênie saudável para a aquicultura (MYLONAS; FOSTIER; 
ZANUY, 2009). 
Ao fim da vitelogênese, quando as proteínas vitelínicas e o RNAm para o 
desenvolvimento embrionário foram completamente armazenados, o estímulo hormonal 
permite que os ovócitos entrem em maturação. Depois da maturação dos ovócitos, a ovulação 
ocorre e a meiose é reativada e será completa na fertilização (KINSEY; SHARMA; KINSEY, 
2007; BOBE; LABBÉ, 2010). 
Durante a maturação, são observadas mudanças morfológicas drásticas no ovócito 
juntamente com a progressão da meiose. As características mais notáveis, dependendo da 
33	
  
	
  
espécie, é a união das gotas de lipídios resultando no clareamento do citoplasma do ovócito, 
migração dos nucléolos (vesícula germinal) para a periferia e a dissolução da membrana 
nuclear (colapso da vesícula germinal), e um aumento no volume devido ao acúmulo de água 
(CERDÁ; FABRA; RALDÚA, 2007; PATIÑO; SULLIVAN, 2002). 
A maturação meiótica dos ovócitos e ovulação pode às vezes ser concluída com 
êxito, mas ainda resultar em produção de ovos fertilizados de má qualidade 
(LAHNSTEINER; PATARNELLO, 2004), enquanto que a maturação citoplasmática parece 
estar diretamente relacionada com a produção de ovos viáveis. 
As fêmeas de muitas espécies de peixes cultivados iniciam atresia ovariana e não 
realizam desova, a menos que a indução da desova siga de perto a conclusão de crescimento 
do ovócito (MYLONAS et al. 1997a). O processo subsequente de atresia envolve muitas 
mudanças citológicas no folículo ovariano (LINARES-CASENAVE; VAN EENENNAAM; 
DOROSHOV, 2002), e a disfunção reprodutiva mais comum nas fêmeas é a falha na 
maturação do ovócito e posterior falha da ovulação. A causa endócrina que causa esta falha 
foi identificada como uma disfunção na liberação do LH pela pituitária no final da 
vitelogênese (MYLONAS; FOSTIER; ZANUY, 2009). 
A maturação final do ovócito ocorre com a conclusão da vitelogênese e inclui 
diversas mudanças citológicas e nucleares para preparar o ovócito para a ovulação e 
fertilização ((MYLONAS;	
  ZOHAR, 2001), e a qualidade do ovo tem sido definida como o 
potencial de ovos para a produção de alevinos viáveis (BROOKS; TYLER; SUMPTER, 
1997) e depende de vários fatores que podem mudar com frequência durante a desova, como 
o status endócrino das fêmeas durante a ovogênese, parâmetros físico-químicos da água, 
gestão dos reprodutores etc. (BROMAGE, 1995). 
 
 
3.3.2 Espermatogênese e espermiação 
 
O processo de produção de gametas masculinos é separado em duas fases. A 
primeira fase é a espermatogênese que inclui a proliferação da espermatogônia, e a 
multiplicação dos espermatócitos. E a segunda fase é a liberação dos espermatozoides nos 
dutos espermáticos com a espermiação que ocorre durante o período reprodutivo. 
(MYLONAS; FOSTIER; ZANUY, 2009). 
34	
  
	
  
Do ponto de vista morfológico, a espermiação de peixes é caracterizada pela 
ruptura dos espermatocistos e liberação dos espermatozoides nos dutos espermáticos. Isto é 
seguido pela produção do flúido seminal, causando a hidratação dos testículos (SCHULZ; 
MIURA, 2002). A espermatogênese testicular, bem como espermiação é regulada pelo FSH 
hipofisário e a secreção de LH através da ação dos hormônios esteróides sexuais, bem como 
outros fatores de crescimento (MIURA; MIURA, 2003). 
Normalmente, machos apresentam um período mais longo de espermiação, o qual 
engloba a estação de desova das fêmeas, e podem fertilizar ovos de várias fêmeas na natureza. 
Adicionalmente, uma fêmea pode desovar com mais de um macho, seja em apenas uma 
ocasião ou em diferentes e sucessivas ocasiões (PETERSSON; JÄRVI, 2001). Esses 
comportamentos masculino e feminino garantem o sucesso reprodutivo do indivíduo e 
favorecem a manutenção da variabilidade genética dentro de uma população selvagem. O 
mesmo processo poderia ser tentado em fazendas de aquicultura por meio de fertilização in 
vitro de ovos extrusados com um pool de sêmen obtido de diferentes machos ou mantendo-se 
vários machos e/ou fêmeas no mesmo tanque, quando a reprodução natural for possível 
(MYLONAS;	
  ZOHAR, 2001; MYLONAS; FOSTIER; ZANUY, 2009). 
Espécies de peixes podem apresentar dois tipos de testículos: os tubulares onde a 
espermatogênese é contínua, e os lobulares, que são mais frequentes entre os peixes 
teleósteos, onde a espermatogênese é descontínua (BILLARD, 1986; SCHULZ; MIURA, 
2002; VIZZIANO et al., 2008). Na maioria das espécies de peixes cultivados, o sêmen é 
lançado espontaneamente (MANSOUR; LAHNSTEINER; BERGER, 2004; VIVEIROS et 
al., 2002), mas também pode ser extraído facilmente dos testículos após a aplicação de 
pressão abdominal, conhecido como processo de extrusão dos ovócitos. Stacey (2003) 
informa que a comunicação por feromonas, entre macho e fêmea, pode sincronizar a 
espermiação e ejaculação com a desova. 
Em um cultivo de peixes, o controle da espermiação pode ser necessário para 
ordenar a sincronização da produção de sêmen com a ovulação da fêmea para um bom manejo 
dos reprodutores (MYLONAS; FOSTIER; ZANUY, 2009). 
A maioria dos métodos de indução à espermiação empregados em aquicultura não 
são destinados à indução da espermatogênese, que é um longo processo durando muitos dias 
ou semanas, mas somente à indução da espermiogênese e à produção do flúido seminal que 
por sua vez permite um maior número de espermatozoides serem liberados dos 
espermatocistos para serem expelidos dos testículos (MYLONAS et al., 1997b, 1998). 
35	
  
	
  
Um método simples para a rápida análise da qualidade do esperma e a observação 
direta da porcentagem de espermatozoides móveis através da utilização de um microscópio 
(BOBE; LABBÉ, 2010). Mylonas e Zohar (2001) afirmaram que a disfunção reprodutiva 
mais comum nos machos, é a redução do volume e a diminuição da qualidade do sêmen, pois 
geralmente o mesmo é muito viscoso e ocorre falha na dispersão quando é liberado na água, e 
conforme Bobe e Labbé (2010), umas das causas para o decréscimo da motilidade do sêmen, 
é o estresse agudo aplicado nos peixes maduros durante a captura e transporte até a unidade 
de produção. Outra causa seria causada pelo baixo nível de LH no plasma durante o período 
de espermiação, o qual Mylonas, Fostier e Zanuy (2009) sugerem ser a possível causa para 
redução de quantidade e produção de sêmen de alguns peixes. 
A qualidade do esperma é muito importante, pois pode afetar o sucesso de 
fertilização e consequentemente a produção de ovos viáveis em um cultivo de peixes 
(BROMAGE, 1995) e, por conseguinte, no desenvolvimento da indústria aquícola 
(KJØRSVIK;	
  MANGOR-JESEN; HOLMEFJORD, 1990). 
 
3.4 Manejo dos Reprodutores 
 
3.4.1 Controle Ambiental 
 
O ambiente controla o ciclo reprodutivo dos peixes, a curto e longo prazo, de tal 
forma que a desova só ocorra durante os períodos reprodutivos e nos lugares onde ofereçam 
as melhores condições para a sobrevivência dos ovos e larvas (ALVAREZ-LAJONCHÈRE; 
HERNÁNDÉZ-MOLEJÓN, 2001). Os peixes submetidos ao cativeiro, em muitos casos, estão 
impedidos de receber açãodos estímulos ambientais naturais, por outro lado a carga de 
estresse muito grande, podendo ocasionar no bloqueio da ultimas fases da gametogênese, 
impedindo a maturação final, ovulação e desova nas fêmeas e espermiação nos machos 
(ZOHAR, 1989) 
Nas regiões subtropicais e frias, os fatores ambientais mais importantes em 
relação à reprodução são o fotoperíodo e a temperatura. Nas regiões tropicais, além dos dois 
fatores já citados, as chuvas, enchentes, fases lunares e as marés, também exercem grande 
influência na reprodução dos peixes (TAMARU; FITZGERALD; SATO-JUNIOR, 1993). 
Fatores ambientais envolvidos durante o processo de gametogênese têm impactos 
diretos na qualidade dos gametas. A identificação das condições necessárias para uma boa 
36	
  
	
  
manutenção dos reprodutores é ideal para que uma espécie venha a maturar e produzir 
gametas de boa qualidade (BOBE; LABBÉ, 2010). 
Para manipular o tempo de desova dos peixes a fim de obter gametas viáveis, os 
fatores ambientais podem ser usados durante a fase de gametogênese (CHEMINEAU et al., 
2007) e tais manipulações podem afetar o desempenho reprodutivo (PANKHURST; 
THOMAS, 1998). Em alguns casos, um controle adequado de fatores ambientais pode ser 
suficiente para obter a desova natural de peixes cultivados (OKUMURA et al., 2003). Além 
disso, empregando as melhores condições ambientais reduz o stress, que pode ser reforçada 
com o processo de indução da desova em si (MOUSA; MOUSA, 2006). Ibarra-Castro e 
Alvarez-Lajonchére (2009) explanam que é preciso manter um nível baixo de estresse no 
ambiente cativo e durante a realização do manejo nos reprodutores, pois pode bloquear a 
capacidade reprodutiva dos peixes, causando regressão da gônada e até mesmo a mortalidade. 
O controle do estresse é essencial para obtenção da reprodução em cativeiro. 
Efeitos de fatores ambientais que contribuem para época de desova natural têm 
sido estudados predominantemente em peixes tropicais dos recifes de corais, onde a água é 
quente e com pouca profundidade, e os períodos de claro e escuro, são de duração semelhante 
durante todo o ano (CHEMINEAU et al., 2007). 
O cativeiro sem as condições ambientais adequadas, afeta, sem dúvida, o estado 
endócrino dos reprodutores e, por conseguinte o desempenho reprodutivo, a maturação, a 
desova e a qualidade dos gametas (BROMAGE 1995). 
O sucesso da desova natural quando conseguida em condições ambientais de 
cativeiro é muito mais vantajosa, e frequentemente produz ovos de melhor qualidade, nesses 
casos, além dos fatores ambientais, tem grande importância a qualidade da água, as condições 
do local de desova e as dietas (ALVAREZ-LAJONCHÈRE; HERNÁNDÉZ-MOLEJÓN, 
2001). 
 
 
3.4.2Alimentação e Dieta 
 
Os reprodutores de peixes marinhos, sob condições de cativeiro, para uma desova 
exitosa, é necessário a administração de uma dieta adequada, que assegure a maturação 
gonadal satisfatória (ALVAREZ-LAJONCHÈRE; HERNÁNDÉZ-MOLEJÓN, 2001). 
37	
  
	
  
Os primeiros estudos com dietas para reprodutores de peixes marinhos teve início 
no Japão, quando Watanabe et al. (1984) desenvolveram uma dieta para reprodutores de 
redseabream (Pagrus auratus), com isso eles demonstraram a possibilidade de se preparar 
dietas artificiais com composição adequada. Estas dietas, quando submetidas a reprodutores 
de peixes marinhos, durante o período da pré-desova demonstraram ter um grande impacto na 
qualidade dos ovos e larvas obtidos (BROMAGE, 1995; CARRILLO; RODRIGUEZ; 
VICTORIA, 2000; WATANABE; VASSALLO-AGIUS 2003; ALVAREZ-LAJONCHÈRE, 
2006). 
Fornecer uma dieta apropriada para os reprodutores pode ser um problema, pois se 
deve sempre oferecer alimentos frescos, similar aos que são encontrados na dieta natural dos 
peixes. Além disso, Os reprodutores devem ser fortificados com vitaminas e óleos para 
incrementar o sucesso da desova e a qualidade do ovo (PAPANIKOS et al., 2008). 
Muitos estudos apontaram que a restrição de comida tem importantes efeitos sobre o 
sucesso da desova, da gametogênese, e do tamanho da larva e do ovo. E alguns componentes 
da dieta dos reprodutores são necessários para garantir o desenvolvimento normal do embrião. 
(BOBE; LABBÉ, 2010) 
O desenvolvimento de estudos sobre os requerimentos nutricionais para peixes 
durantes as temporadas reprodutivas, ainda são escassos (ALVAREZ-LAJONCHÈRE, 2006), 
e também muitos dispendiosos, principalmente devido à necessidade se manter uma 
quantidade grande de reprodutores, o que eleva o custo operacional das pesquisas, além da 
necessidade de instalações de grandes portes para manter grandes grupos de peixes adultos 
(NAVARRO et al., 2010). 
A principio Alvarez-Lajonchere e Hernándéz-Molejón (2001) citam que uma dieta 
adequada à base de alimento natural de alta qualidade (vivo ou congelado) e que assegure a 
maturação gonadal, é de suma importância para ter uma desova exitosa de reprodutores de 
peixes marinhos cativos. Destaca também que dietas acima de 50% de proteína bruta, 
principalmente as que contem proteína de lula, são de extrema importância na qualidade final 
dos ovos e larvas. 
A influência da dieta sobre o desempenho reprodutivo dos peixes permite a 
escolha de ingredientes em níveis mais adequados aos processos metabólicos do animal 
(NAVARRO et al., 2010).Usualmente as dietas consideradas de alta qualidade para os 
reprodutores de peixes marinhos, têm geralmente um elevado teor de proteína (principalmente 
animal), com origem e composição de aminoácidos adequados, lipídios de origem marinha, 
especialmente os ácidos graxos essenciais, vitaminas, especialmente a E, C, A, D3 e o 
38	
  
	
  
complexo B, e sais minerais. Contudo, os requerimentos exatos, variam para cada espécie 
(ALVAREZ-LAJONCHÈRE, 2006; HARVEY; CAROLSFELD, 1993). 
O desenvolvimento gonadal e a fecundidade são afetados devido a certos nutrientes 
dietéticos essenciais, especialmente em espécies de desova contínua e períodos de 
vitelogêneses curtos (HAREL et al., 1994; IZQUIERDO; FERNÁNDEZ-PALÁCIO; 
TACON, 2001). Os lipídeos, por exemplo, são os componentes da dieta dos reprodutores que 
mais afetam a composição dos ovos, incluindo os fatores dietéticos principais que determinam 
o êxito da reprodução e a sobrevivência da progênie (IZQUIERDO; FERNÁNDEZ-
PALÁCIO; TACON, 2001). Dos lipídeos, os mais importantes para compor as dietas de 
peixes marinhos são ácidos graxos polinsaturados, especialmente o ácido eicosapentaenoico 
(EPA), o docosahexaenoico (DHA) e o araquidônico (ARA), porém o incremento desses 
lipídios influencia apenas a composição de ácidos graxos no ovo, mas não aumenta a o 
desempenho reprodutivo dos peixes em termos de produção de ovos. (PAPANIKOS et al., 
2008) 
As exigências nutricionais dos reprodutores são diferentes daquelas empregadas 
em outras etapas do desenvolvimento, tais como larvicultura, alevinagem e engorda, além 
disso, muitas dos problemas e deficiências nutricionais encontrados nessas fases estão 
diretamente relacionadas ao manejo alimentar dos reprodutores (IZQUIERDO; 
FERNANDEZ–PALACIOUS; TACON, 2001; NAVARRO et al., 2010). 
Vários métodos têm sido desenvolvidos para avaliar a qualidade dos ovos de 
peixes (FERNANDEZ-PALACIOS et al., 1995). Um dos parâmetros, a fecundidade, tem sido 
usada para determinar a qualidade do ovo, que também é afetada por uma deficiência 
nutricional em dietas de reprodutores. A redução da fecundidade, relatado em várias espécies 
de peixes marinhos, poderia ser causada tanto pela influência de um desequilíbrio de 
nutrientes no sistema endócrino cérebro-hipófise-gônadas ou pela restrição na disponibilidade 
de um componente bioquímico de formação do ovo (IZQUIERDO; FERNANDEZ–
PALACIOUS; TACON, 2001). 
Certos nutrientes na dieta de peixes cultivados também exercem um efeito 
marcante sobre a fertilização. Dietas com EPA e AA mostraram uma correlação com as taxas 
de fertilização (FERNANDEZ-PALACIOS et al.,