Parasitologia clinica

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P R O F ª G A B R I E L L Y S B A N O
Métodos diagnósticos em 
parasitologia
Exame parasitológico de fezes (EPF)
Grande importância para o diagnóstico de parasitoses intestinais, 
causadas por helmintos e protozoários
EPF não é o nome de uma técnica, e sim do pedido para a realização de 
um exame de fezes em busca de parasitos
Grande desafio do diagnóstico na parasitologia é a baixa sensibilidade 
das técnicas quando não realizadas corretamente
Falta de conhecimento sobre a coleta da amostra, os fundamentos de 
conservação e da execução do método, levam frequentemente a 
resultados falso-negativos!!!
Exame parasitológico de fezes (EPF)
Outro erro → indicação 
de anti-helmínticos sem 
solicitar EPF para 
verificar a real 
necessidade
O profissional 
responsável por escolher 
a técnica deve ter 
claramente delimitado o 
objetivo do exame
Pacientes assintomáticos 
→ técnica capaz de 
detectar o maior número 
possível de espécies
Existem técnicas 
preferenciais para a 
busca de determinadas 
estruturas
É fundamental que o 
médico indique a 
suspeita clínica e, se 
possível, a técnica 
desejada
Exame parasitológico de fezes (EPF)
Tem como objetivo diagnosticar os parasitos intestinais, por meio 
da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas 
nas fezes.
O exame macroscópico permite a verificação da consistência 
das fezes, do odor, da presença de elementos anormais, como 
muco ou sangue, e de vermes adultos ou partes deles.
O exame microscópico permite a visualização dos ovos ou 
larvas de helmintos, cistos, trofozoítos ou oocistos de protozoários. 
Pode ser quantitativo ou qualitativo.
Exame 
parasitológico 
de fezes (EPF)
 A grande maioria dos métodos é apenas 
QUALITATIVO = apenas indica a 
presença do parasita ou não
 Existem métodos QUANTITATIVOS (Kato-
Katz) = se faz a contagem dos ovos nas 
fezes, permitindo, assim, avaliar a 
intensidade do parasitismo. 
 Métodos QUALI rotina
 Métodos QUANTI pouco utilizados, pois 
a dose dos medicamentos antiparasitária 
não leva em conta a carga parasitária e sim 
o peso corporal do paciente. Estudos 
epidemiológicos e/ou controle de cura
Coleta da amostra
 Deve ser colhida sem contato com 
o vaso sanitário
 Utilizar recipientes limpos, isentos 
de água (pode conter 
microorganismos de vida livre), 
urina (destrói a mobilidade e os 
trofozoitas) ou outro material que 
possa contaminar pinico
 Jornais e outros tipos de papéis 
também devem ser evitados a fim 
de não contaminar
 Transferir a amostra para o frasco 
coletor cedido pelo laboratório
Coleta da amostra
Identificar o frasco com letra legível, indicando nome do paciente, 
data e hora da coleta → lápis (não borrar com o conservante)
Tempo de entrega do material depende da suspeita clínica 
• Fezes diarreicas – Giardia 30 min – estrongiloidíase com exame de larvas vivas 
imediatamente após a emissão das fezes
De preferência – coleta pela manhã no laboratório ou enviada 
rapidamente
Caso não seja possível enviar imediatamente o material será 
necessário conservar o material
Conservantes 
 MIF (mercúrio, iodo e formol) – mais 
popular
 Formol 10% - proibição do mercúrio
 Formol tamponado
 SAF (acetado de sódio, ácido acético 
glacial, formol e água destilada) –
bom para trofozoítos em fezes 
diarreicas
 Embrulhar em papel e armazenar na 
geladeira (5-10ºC) ou isopor com gelo 
– até 48hs
Semanas
Conservantes 
Colocar o conservante, a amostra, 
homogeneizar bem e colocar mais conservante
Quando são feitas várias coletas em dias 
alternados, elas podem ser misturadas no 
mesmo recipiente
Cuidados fundamentais
Usar material descartável → evita falso-positivos
Trabalhar com calma, identificando corretamente
Usar luvas
Escolha do método
 Não existe um método capaz de diagnosticar, ao mesmo tempo, todas as 
formas parasitárias.
 Alguns métodos são mais gerais, permitindo o diagnóstico de vários 
parasitos intestinais, outros são métodos específicos, indicados para um 
parasito em especial.
 Métodos gerais →método de Hoffman, Pons e Janer e o os métodos de 
centrifugação (MIFC, Ritchie e Coprotest).
 Na maioria dos pedidos de EPF, a suspeita clínica não é relatada, e o exame 
é feito por um dos métodos gerais, acima citados. 
 Quando é solicitada a pesquisa de um parasito que exige a execução de um 
método específico →método específico e método geral devem ser 
executados → o EPF ficará mais completo, pois será feita a pesquisa dos 
vários parasitos intestinais e não apenas daquele solicitado.
Escolha do método
Execução de vários métodos 
com cada amostra fecal 
• um método geral
• um específico para larvas de 
helmintos
• um específico para cistos de 
protozoários. 
Procedimento é inviável -
quantidade insuficiente de 
fezes, ou pelo elevado 
número de exames a serem 
realizados por dia
Interação médico-
laboratório → contribuiria 
para que o EPF fosse o mais 
exato possível.
Automação – ainda não é 
uma realidade na 
parasitologia
Testes imunológicos Testes moleculares
Escolha do método
Imunoenzimáticos -
EIA ou ELISA
• Entamoeba histolytica/ 
dispar
• Giardia lamblia
• Cryptosporidium
Imunofluorescentes-
IFAs
• Cyclospora
• Isospora
PCR
• detecção e subtipagem
• Cryptosporidium
Escolha do método
A fim de obter mais qualidade no EFP, devemos sempre ter em mente 
que 
1. algumas espécies de parasitos só são evidenciadas por técnicas 
especiais; 
2. um exame isolado, onde o resultado é negativo, não deve ser 
conclusivo, sendo recomendável a sua repetição com outra amostra; 
3. a produção de cistos, ovos ou larvas não é uniforme ao longo do dia 
ou do ciclo do parasito.
Métodos 
 Exame de fezes direto a fresco
 Técnicas de concentração - Muitas vezes o número de formas 
parasitárias eliminadas com as fezes é pequeno, havendo 
necessidade de recorrer a processos de enriquecimento para 
concentrá-las.
 Espontânea ou por centrifugação
 Flutuação ou sedimentação
 Técnicas para buscas de larvas
 Existem diversas técnicas semelhantes, baseadas no mesmo 
fundamento, com nome diferente
 Um método será mais ou menos utilizado na rotina do EPF, 
quando, além de permitir o diagnóstico de vários 
parasitos intestinais, é também de fácil execução e 
pouco dispendioso.
Helmintos - Formas evolutivas eliminadas via anal
 OVOS
 Ascaris lumbricoides
 Trichuris trichiura
 Enterobius vermicularis
 Ancylostoma duodenale
 Necator americanus
 Taenia solium
 Taenia saginata
 Hymenolepis nana
 Schistosoma mansoni
 LARVAS
 Strongyloides stercoralis
 VERMES ADULTOS
 Ascaris lumbricoides
 Taenia sp. (proglotes)
 Enterobius vermicularis
Protozoários - Formas evolutivas eliminadas via anal
 CISTOS/TROFOZOÍTOS
 Giardia lamblia
 Entamoeba histolytica/E. dispar
 Entamoeba coli
 Endolimax nana
 Iodamoeba bütschlii
 Chilomastix mesnili
 Blastocystis hominis (apenas cisto)
Método direto
 Procedimento simples
 Permite visualizar trofozoítos vivos
 Obtida diretamente da amostra fecal, sem 
conservante, pouco material (falso-negativo)
 Métodos de concentração são melhores →mais 
amostra, maior sensibilidade
Método direto
 Recolhe-se uma porção bem pequena (cabeça do 
palito de fósforo) e coloca-se sobre a lâmina
 Adiciona-se salina
 Homogeiniza
 Coloca lamínula
 Análise em microscópio em 10 e 40X
Processos de concentração
 Sedimentação espontânea: método de Hoffman, Pons e Janer, também 
conhecido como método de Lutz. Permite o encontro de ovos e larvas de 
helmintos e de cistos de protozoários;
 Sedimentação por centrifugação: método de Blagg (também conhecido por 
método de MIFC), método de Ritchie, Coprotest. Usados para a pesquisa de 
ovos e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários;
 Flutuação espontânea: método de Willis. Indicado para a pesquisa de ovos 
leves (principalmente ancilostomídeos);
 Centrífugo-flutuação: é o teste de Faust. Usado para a pesquisa de cistos ealguns oocistos de protozoários, permitindo, também, o encontro de 
ovos leves.
 Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao 
hidrotropismo e termotropismo positivos: método de Baermann-Moraes
e método de Rugai. Indicados para a pesquisa de larvas de Strongyloides
stercoralis.
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, 
Pons e Janer (HPJ)
 Método de concentração
 Cistos, oocistos, ovos ou larvas
 Procedimento:
 Colocar aproximadamente 2g de fezes em um frasco de Borrel (pode 
ser substituído por copo plástico descartável), com cerca de 5mL de 
água, e triturar bem com bastão de vidro (ou "palito de picolé").
 Acrescentar mais 20mL de água.
 Filtrar a suspensão para um cálice cônico de 200 mL de capacidade, 
por intermédio de tela metálica ou de náilon com cerca de 80 a 100 
malhas por cm2, ou gaze cirúrgica dobrada em quatro; os detritos 
retidos são lavados com mais 20mL de água, agitando-se 
constantemente com o bastão de vidro, devendo o líquido da lavagem 
ser recolhido no mesmo cálice.
 Completar o volume do cálice com água.
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, 
Pons e Janer (HPJ)
 Deixar essa suspensão em repouso durante 2 a 24 horas
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, 
Pons e Janer (HPJ)
 Existem duas técnicas para se colher o sedimento para 
exame:
 a. introduzir uma pipeta obliterada pelo dedo indicador até o 
sedimento contido no fundo do cálice, retirar o dedo e deixar subir 
uma pequena porção do sedimento; recolocar o dedo e retirar a 
pipeta;
 b. desprezar o liquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar 
o sedimento e colher uma gota do mesmo (esse procedimento é 
melhor, pois a gota colhida é mais representativa do sedimento).
 Colocar parte do sedimento numa lâmina com uma gota 
de lugol e fazer um esfregaço. 
 O uso de lamínulas é facultativo. Examinar com as 
objetivas de 10x e 40x. Deve-se examinar, no mínimo, 
duas lâminas de cada amostra.
Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, 
Pons e Janer (HPJ)
 Método mais utilizado
 Barato
 Sensível para cistos de protozoários, ovos e larvas de 
helmintos
 Desvantagem: demorado
 Coprotest – formol 10% - facilita o procedimento –
paciente coleta já com o conservante e homogeiniza por 2 
minutos – o laboratorista somente continua o 
procedimento anterior
 Paratest – formol 5% com sistema de filtragem –
eficiência reduzida devido a quantidade pequena de 
amostra
Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou 
“formol-éter”
 Baseia-se na sedimentação forçada pela centrifugação
 Ovos e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de 
protozoários
 Procedimento:
 Colher as fezes recém-emitidas em liquido conservador de MIF.
 Homogeneizar bem.
 Filtrar a suspensão de fezes em gaze dobrada em quatro ou em filtro 
descartável, num copo plástico descartável.
 Transferir 1 a 2mL do filtrado para um tubo cônico de centrifugação, 
com capacidade para 15mL
 Acrescentar 4 a 5mL de éter sulfúrico e agitar vigorosamente 
(importante para desengordurar o material).
 Centrifugar por um minuto a 1.500rpm.
 Se formarão 4 camadas – no fundo está o sedimento com os 
parasitos
 Com o auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos da 
parede do tubo.
 Inverter o tubo para desprezar o liquido, mantendo-o com a 
boca voltada para baixo, até limpar a parede do mesmo, 
utilizando um bastão de vidro (ou palito de picolé) contendo 
algodão na extremidade.
 Inverter o tubo em uma lâmina, deixando escoar todo o 
sedimento. Se a quantidade de sedimento for excessiva, 
utilizar uma pipeta para colhê-lo e preparar as lâminas.
 Colocar uma gota de lugol
 Cobrir com lamínula e examinar com as objetivas de 10 e 40X 
em “zig-zag”
Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou 
“formol-éter”
 Método dos mais recomendados
 Rápido
 Fácil 
 Sensível
 Desvantagem: necessita de centrífuga
Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou 
“formol-éter”
Centrífugo-flutuação ou Método de Faust
 Indicado para pesquisa de cistos de protozoários; ovos leves 
de helmintos podem ser detectados algumas vezes
 Procedimento
 Diluir 10g de fezes em 20mL de água filtrada.
 Homogeneizar bem.
 Filtrar através de gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e 
transferir para um tubo de centrífuga.
 Centrifugar por um minuto a 2.500rpm.
 Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em 
água.
 Repetir as operações 4 e 5 mais duas ou três vezes, até que o líquido 
sobrenadante fique claro.
 Desprezar a água sobrenadante e ressuspender o sedimento com 
uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade de 1,18g/mL.
 Centrifugar novamente por um minuto a 2.500rpm.
 Os cistos e alguns oocistos de protozoários e os ovos leves, presentes 
na amostra fecal, estarão na película superficial. Recolher a película 
com alça de platina, colocar numa lâmina, acrescentar uma gota de 
lugol e cobrir com lamínula.
 Examinar com as objetivas de 10x e 40 x.
 Observação: O material deve ser examinado 
imediatamente, pois o contato com a solução de 
sulfato de zinco pode deformar as formas 
parasitárias, especialmente os cistos de protozoários.
Centrífugo-flutuação ou Método de Faust
Flutuação espontânea ou Método de Willis
 Bom para pesquisa de ovos leves como de 
ancilostomídeos
 Procedimento:
 Colocar 10g de fezes em um frasco Borrel (pode ser usado o próprio 
frasco no qual as fezes foram enviadas).
 Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCl).
 Completar o volume até a borda do frasco.
 Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato 
com o líquido.
 Deixar em repouso por cinco minutos.
 Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, voltando a parte 
molhada para cima.
 Levar ao microscópio e examinar com objetiva de 1ox e 40x. 
Método para demonstração de larvas de helminto
 Avaliação de larvas de helmintos
 Baseado no hidrotropismo e termotropismo das 
larvas
 Necessidade de fezes frescas e sem uso de 
conservantes
 Importante redobrar os cuidados a fim de evitar 
contaminação no laboratório.
 Necessário ter preparado o aparelho de Baermann –suporte de 
madeira com orifícios para os funis que serão utilizados 
 Procedimento
 Utilizar 8 a 10g de fezes.
 Colocar numa gaze dobrada em quatro ou em uma peneira.
 Colocar o material assim preparado sobre um funil de vidro, contendo um tubo 
de borracha conectado a extremidade inferior de sua haste.
 Obliterar o tubo de borracha com uma pinça de Hoffhan e adicionar, ao funil, 
água aquecida (45°C) em quantidade suficiente para entrar em contato com as 
fezes.
 Deixar uma hora em repouso.
 Findo esse tempo, colher 5 a 7mL da água, em um tubo de centrífuga, abrindo-
se a pinça.
 Centrifugar a 1.000rpm por um minuto.
 Colher o sedimento, sem desprezar o liquido sobrenadante e examinar 
ao microscópio (10x). Caso se detecte a presença de larvas, essas deverão ser 
coradas com lugol e observadas com a objetiva de 40x, para identificação
Método de Baermann-Moraes
Método de Baermann-Moraes
Método de Rugai
 Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e 
envolvê-lo em uma gaze dobrada em quatro, fazendo uma 
pequena "trouxa".
 Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada 
para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água 
aquecida (45°C), em quantidade suficiente para entrar em 
contato com as fezes.
 Deixar uma hora em repouso.
 Retirar cuidadosamente a trouxa
 Colher o sedimento no fundo do cálice, com a ajuda de uma 
pipeta.
 Examinar no microscópio, com a objetiva de 10x.
 Corar as larvas com o lugol e observá-las com o maior 
aumento, para identificação.
Método de Rugai
Método quantitativo – Kato-Katz
 Preparar uma solução de verde malaquita (essa solução tem a 
finalidade de conservar as fezes e clarificar as formas parasitárias), 
de acordo com a seguinte fórmula: Glicerina 100mL,Água destilada 
100mL, Verde-malaquita a 3% 1 mL
 Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 24mm por 
30mm e deixá-los mergulhados na solução de verde malaquita por 
pelo menos 24 horas.
 Colocar, sobre um papel higiênico, uma porção da amostra de fezes 
frescas sem conservantes.
 Comprimir as fezes com um pedaço de tela meiálica (marca IBRAS -
São Bemardo do Campo - no 120 – fios, urdume e trama: 0,091nm) 
ou similar de náilon. Nesta malha passam ovos de helmintos e 
detritos menores do que eles.
 Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e 
transferi-las, com o auxílio de um palito, para o orificio (6mm de 
diâmetro) de um cartão retangular de plástico, colocado sobre uma 
lâmina de microscopia.
Método quantitativo – Kato-Katz
 Após encher completamente o orificio, retirar o cartão, 
cuidadosamente, deixando sobre a lâmina de vidro.
 Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane 
embebida na solução de verde malaquita, inverter a 
lâmina, sobre uma folha de papel absorvente e 
comprimi-la.
 Aguardar uma a duas horas e examinar ao microscópio, 
contando todos os ovos presentes na preparação.
 O número de ovos encontrados no esfregaço fecal, 
multiplicado por 23, corresponderá ao número de ovos 
por grama de fezes (OPG).
Situação atual do diagnóstico parasitológico
 Médico – às vezes pouco capacitado na indicação do 
exame, na orientação à coleta de material e na 
interpretação dos resultados. Pouca confiança no 
resultado do laboratório. Tratamento prévio.
 Paciente – Coleta incorreta, atribui pouca importância à 
infecção parasitária, questões culturais. Auto-medicação.
 Laboratório – exame trabalhoso, pouco padronizado, não 
automatizado, variabilidade intra e interobservadores, 
profissional pouco valorizado, qualificação profissional 
insuficiente, pouco compromisso/envolvimento, 
sobrecarga, métodos adaptados (não originais)
Informações Importantes na Solicitação
 Dados sócio-demográficos (sexo,idade, escolaridade, 
ocupação, procedência)
 Indicação clínica: sintomatologia, investigação 
diagnóstica, acompanhamento do tratamento, 
controle de cura, tratamento prévio ao diagnóstico, 
rotina pré-natal/ pré-operatória.
Questionamentos Importantes na entrega do material
 Ingestão prévia de medicação, compostos químicos 
na semana anterior ao exame
 Forma de coleta, tempo de coleta, preservação do 
material, intercorrências na coleta.
Sensibilidade X Especificidade
 SENSIBILIDADE
 Um teste é sensível quando seu resultado é positivo em 
indivíduos doentes. Pouco falso-negativo
 ESPECIFICIDADE
 Um teste é específico quando seu resultado é negativo em 
indivíduos não doentes. Pouco falso-positivo
 EPF - BAIXA SENSIBILIDADE (muitos falsos 
negativos) e ALTA ESPECIFICIDADE (poucos falsos 
positivos)
Causas de negatividade no exame parasitológico
 EVITÁVEIS – PROFISSIONAIS
 Treinamento
 Escolha do método (sensibilidade)
 Inadequação do método
 Leitura parcial da lâmina
 Sobrecarga de trabalho
 INEVITÁVEIS - BIOLÓGICAS
 A) Protozoários - períodos de negatividade
 B) Helmintos
 infecção unissexual por espécimes machos
 fêmeas sexualmente imaturas
 após eliminação do verme adulto
 carga parasitária leve
 irregularidade na postura/eliminação
Causas de negatividade no exame parasitológico
Controle de qualidade
 Treinamento dos profissionais
 Controle externo de qualidade:
 CONTROL- LAB – SBPC/ML
 PNCQ – SBAC
 INTERLABORATORIAIS
 INTERNACIONAIS: CAP
 Controle interno de qualidade
 Amostra cega – amostra já processada no dia
 Pool de amostras positivas ( COCOTECA® )
 Amostras conservadas com parasita único
 Lâminas com coloração permanente
 Lâminas da rotina.
Laudo final
 Reportar todos os parasitas encontrados
 Sempre com os nomes científicos: grifados, ou em itálico, ou em 
negrito
 Colocar o estágio de diagnóstico identificado
Exemplo:
 Foram encontrados:
 Ovos de Hymenolepis nana 
 Ovos de Hymenolepis nana
 Ovos de Hymenolepis nana 
 Larvas de Strongyloides stercoralis
 Larvas de Strongyloides stercoralis
 Larvas de Strongyloides stercoralis
Laudo final
 Para ausência de parasitos, reportar:
Exemplo
 “Negativo - Não foram visualizadas formas 
diagnósticas de parasitas”
Ou
 “Negativo - Não foram visualizadas formas 
diagnósticas de parasitas, na amostra enviada”
Laudo final
 Reportar o(s) método(s) utilizado(s).
 Reportar número de amostras analisadas:
Ex. “resultado positivo ou negativo e na Obs. o nº de 
amostras”
 Reportar parasitas que não foram diferenciados
Ex. cistos de Entamoeba histolytica /dispar
	Slide 1: Métodos diagnósticos em parasitologia
	Slide 2: Exame parasitológico de fezes (EPF)
	Slide 3: Exame parasitológico de fezes (EPF)
	Slide 4
	Slide 5
	Slide 6: Exame parasitológico de fezes (EPF)
	Slide 7: Exame parasitológico de fezes (EPF)
	Slide 8: Coleta da amostra
	Slide 9: Coleta da amostra
	Slide 10: Conservantes 
	Slide 11: Conservantes 
	Slide 12: Cuidados fundamentais
	Slide 13: Escolha do método
	Slide 14: Escolha do método
	Slide 15: Escolha do método
	Slide 16: Escolha do método
	Slide 17: Métodos 
	Slide 18: Helmintos - Formas evolutivas eliminadas via anal
	Slide 19: Protozoários - Formas evolutivas eliminadas via anal
	Slide 20: Método direto
	Slide 21: Método direto
	Slide 22: Processos de concentração
	Slide 23: Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
	Slide 24: Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
	Slide 25: Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
	Slide 26: Sedimentação espontânea, Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ)
	Slide 27: Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou “formol-éter”
	Slide 28: Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou “formol-éter”
	Slide 29: Centrífugo-sedimentação, Método de Ritchie, de Blagg ou “formol-éter”
	Slide 30: Centrífugo-flutuação ou Método de Faust
	Slide 31: Centrífugo-flutuação ou Método de Faust
	Slide 32: Flutuação espontânea ou Método de Willis
	Slide 33: Método para demonstração de larvas de helminto
	Slide 34: Método de Baermann-Moraes
	Slide 35: Método de Baermann-Moraes
	Slide 36: Método de Rugai
	Slide 37: Método de Rugai
	Slide 38: Método quantitativo – Kato-Katz
	Slide 39: Método quantitativo – Kato-Katz
	Slide 40: Situação atual do diagnóstico parasitológico
	Slide 41: Informações Importantes na Solicitação
	Slide 42: Questionamentos Importantes na entrega do material
	Slide 43: Sensibilidade X Especificidade
	Slide 44: Causas de negatividade no exame parasitológico
	Slide 45: Causas de negatividade no exame parasitológico
	Slide 46: Controle de qualidade
	Slide 47: Laudo final
	Slide 48: Laudo final
	Slide 49: Laudo final