relatório parasito

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CENTRO UNIVERSITÁRIO INGÁ
CURSO DE BIOMEDICINA
 PARASITOLOGIA CLÍNICA 
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA 
PROFESSORA DRA. FABIANA NABARRO FERRAZ 
ACADÊMICA: ANA PAULA INOE TOMAZINI
MARINGÁ - PR
2020
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA DE EXME PARASITOLÓGICO DE FEZES: Técnicas de Hoffmann, Pons e Janer ou Lutz; Faust e Baermann-Moraes e o método de Rugai;
 
1. Introdução
O diagnóstico laboratorial de protozoários e helmintos de importância médica fornece subsídios ao tratamento clínico do paciente. O conhecimento das formas parasitárias eliminadas pelas fezes, possibilitam a sua identificação a partir de amostras, valendo-se de técnicas laboratoriais conhecidas.
Faz-se importante dominar as técnicas aplicadas bem como a rotina do laboratório para que os exames parasitológicos de fezes respeitem os padrões exigidos pelo laboratório, além de garantir a biossegurança.
2. Materiais e Métodos
2.1 Coleta, armazenamento e transporte.
Para que a amostra seja adequada, as fezes devem ser coletadas em recipiente de boca larga, limpo e seco com tampa. Preferencialmente coleta deve ser realizada diretamente no frasco ou em papel limpo e transferida para o frasco sem deixar restos do papel na amostra. Amostras de fezes coletadas do solo ou do vaso sanitário não são aproveitadas. Existe uma quantidade ideal de amostra por frasco, ou seja, 20 a 30 g. Preconiza-se a coleta seriada, isto é, 3 amostras em dias alternados, pois algumas formas parasitárias são intermitentemente eliminadas, como é o caso da Giardia lamblia. 
As fezes, podem ser enviadas para exame parasitológico sem conservantes e devem ser entregues ao laboratório o mais rápido possível. Quando o armazenamento for necessário, este deve ser feiro sob refrigeração porém não deverá ultrapassar 24 horas. Esta temperatura ajuda a manter os ovos e cistos porém, as larvas de ancilostomídeos e de Strongyloides stercoralis podem ter alterações morfológicas, bem como trofozoítas de protozoários. Existem alguns conservantes que podem ser adicionados às amostras com o intuito de preservar os cistos e ovos.
A preservação das amostras é necessária quando as amostras de fezes não podem ser examinadas dentro do intervalo de tempo ideal. Vários conservantes estão disponíveis, sendo os dois mais comumente usados ​​sendo formaldeído a 10% e álcool polivinílico.
2.2 Macroscopia das fezes
A primeira etapa do exame parasitológico de fezes é a macroscopia São analisadas características como consistência e cor. A consistência deve ser firme e a coloração acastanhada. 
Alterações na consistência podem ocorrer e as fezes podem estar endurecidas a diarreicas. Este último formato requer atenção, pois nestas amostras possivelmente encontraremos parasitas, protozoários. A consistência pastosa é comum em fezes de crianças.
A coloração alterada pode indicar a perda de sangue no trato digestório com presença de sangue vivo, fezes muco-sanguinolentas a enegrecidas. O sangue vivo indica que a perda ocorre na porção final reto ou ânus. A presença de muco está relacionada a ulcerações do trato digestório. As fezes escurecidas ou enegrecidas indicam a perda de sangue no estômago, intestino delgado. A pesquisa de sangue oculto (PSO) elucida a presença de sangue em casos suspeitos. A presença de sangue nas fezes requer atenção, pois indica quebra na barreira mucosa, predispondo a translocação bacteriana, além de estar associada a processos patológicos que incluem as parasitoses intestinais, ulcerações e neoplasias dentre outros.
A coloração clara, amarelada das fezes está associada às giardíases em crianças ou à doença celíaca. 
Fezes esverdeadas também requerem atenção, já que podem ter origem alimentar ou resultar de alterações na microbiota intestinal pelo uso de antibióticos ou síndrome do intestino irritável.
Fezes esbranquiçadas ou pálidas podem indicar alterações hepáticas ou pancreáticas 
As alterações na coloração e consistência podem ser causadas por processos patológicos ou alimentares. 
O exame macroscópico também inclui a inspeção das vezes à procura de estruturas como larvas ou proglotes. A amostra é revolvida com auxílio de bastão de vidro ou palito para melhor observação.
2.3. Microscopia das fezes
Muitas vezes, o número de formas parasitárias presentes nas fezes é reduzido, tornando necessários alguns processos de enriquecimento para concentrá-las. Os principais métodos de enriquecimento incluem: flutuação espontânea, centrífugo-flutuação, sedimentação espontânea, sedimentação por centrifugação, e concentração de larvas de helmintos por migração ativa, por hidrotropismo ou termotropismo positivos.
2.3.1 Sedimentação espontânea: Hoffmann, Pons e Janer ou Lutz.
As técnicas de sedimentação baseiam-se na sedimentação dos organismos pela 
gravidade ou centrifugação. Ao contrário da flutuação, os ovos, os cistos e as larvas estarão no fundo do tubo, já os restos das fezes estarão suspensos na superfície, não interferindo no diagnóstico. A sedimentação possibilita aumentar a quantidade de ovos operculados, larvas ou cistos, também separa parte dos detritos e a gordura. Entretanto, ainda restará grande quantidade de detritos fecais no sedimento, dificultando a visualização dos parasitas, o que não ocorre nas técnicas de flutuação.
Trata-se de procedimento simples, indicado para pesquisa de ovos, larvas e cistos. Baseia-se no princípio da sedimentação em água por ação da gravidade. 
A grande vantagem desta técnica é a necessidade mínima de vidrarias, sendo dispensável o uso de reagentes e centrifugação. A desvantagem é a grande quantidade de detritos fecais.
Método de Sedimentação espontânea- Hoffmann, Pons & Janer ou Lutz:
· Verificar se a amostra está corretamente acondicionada e identificada;
· Colocar aproximadamente 2 g de fezes em um frasco ou copo descartável com 5 ml água destilada e homogeneizar bem com bastão de vidro ou palito descartável;
· Acrescentar 20 de água destilada;
· Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada quatro vezes para um cálice cônico;
· Completar o volume do cálice com água;
· Deixar essa suspensão em repouso por duas a 24 horas;
· Coletar uma amostra do sedimento com pipeta Pasteur de ponta fina;
· Colocar uma gota em uma lâmina;
· Adicionar uma gota de lugol;
· Cobrir com lamínula e examinar ao microscópio óptico com objetiva de 10X e 40X.
2.3.2 Centrífugo-flutuação: Faust. 
Este método baseia-se na diferença de densidade dos ovos leves, cistos e oocistos de protozoários e o material fecal, para que esses organismos flutuem na superfície dos reagentes cuja densidade é alta. 
Haverá a formação uma membrana clara na superfície da amostra com poucos detritos fecais possibilitando a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número nas fezes. A alta densidade dos reagentes poderá provocar alterações na parede dos ovos e dos cistos o que pode dificultar a identificação. Portanto, o material deve ser imediatamente examinado ou em até 10 a 20 min, para evitar tal deformação. 
Método de Faust et al. - Centrífugo-Flutuação em Solução de Sulfato de Zinco
· Diluir aproximadamente 10 g de fezes em 20 ml de água destilada e homogeneizar bem;
· Filtrar a suspensão através de gaze cirúrgica dobrada quatro vezes;
· Colocar aproximadamente 10 g de fezes em um frasco ou copo descartável com 20 ml água destilada e homogeneizar bem com bastão de vidro ou palito descartável;
· Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada quatro vezes;
· Colocar 10 ml da amostra filtrada em um tubo e centrifugar 1 min a 2500 rpm;
· Descartar o sobrenadante e ressuspender o sedimento com água destilada;
· Realizar a segunda centrifugação semelhante a primeira;
· Ressuspender o sedimento e centrifugar até que o líquido se torne claro; 
· Descartar o sobrenadante e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco à 33% (densidade 1,18g/mL);
· Centrifugar 1 min a 2500 rpm;
· Com o auxílio de uma alça bacteriológica ou pipeta Pasteur coletar uma amostra do halo formado na superfície do sobrenadante e transferir para umalâmina de microscopia;
· Instilar 1 gota de lugol que cora a membrana das larvas, ovos, ou cistos, na lâmina, homogeinizar;
· Cobrir com lamínula e analisar ao microscópio óptico com aumento de 10 X e 40X.
2.3.3 Concentração de larvas de helmintos: Método de Baermann-Moraes e o método de Rugai;
Indicado para pesquisa de larvas de helmintos usa o princípio do termotropismo e hidrotropismo positivo, com água a 45. O método de Baermann-Moraes é uma técnica bastante específica para as larvas de primeiro estádio (L1) de Strongyloides stercoralis, mas pode ser utilizada para identificação de outros helmintos. O material a ser analisado pode ser fezes ou amostras de solo. 
Método de Baermann-Moraes e o método de Rugai
· Embrulhar 8 a 10 gramas de fezes em uma gaze;
· O material é preso na borda de um cálice;
· Preencher o cálice com água a 450 até encostar-se à amostra;
· Aguardar 1- 2 horas, as larvas tendem a sedimentar;
· Coletar 1 gota do sedimento com uma pipeta Pasteur; 
· Em uma lâmina misturar com 1 gota de lugol e realizar a leitura em microscópio óptico com aumento de 10 X e 40X.
Conclusões
Não existe um método totalmente capaz de diagnosticar ao mesmo tempo todas as formas parasitárias, alguns são mais gerais, permitindo o diagnóstico de vários parasitos intestinais. Contudo, as formas parasitárias eliminadas nas fezes variam quanto ao seu peso e sobrevida no meio externo, inexistindo um método capaz de detectá-las todas em um único exame. Há métodos mais abrangentes como a centrifugação e sedimentação espontânea e outros são específicos para um determinado parasito. Portanto, o ideal é uma combinação entre técnicas de flutuação e sedimentação que facilitam a indicação de cistos menos densos e ovos que são mais densos.
O diagnóstico das parasitoses intestinais pela microscopia é bastante preciso graças aos avanços e aprimoramento das técnicas. Para a escolha da técnica, deve-se considerar a finalidade de diagnóstica e os fatores técnicos, biológicos e físico-químicos utilizados nos procedimentos e no processamento da amostra. Desta forma, é necessário dominar as técnicas disponíveis para escolher a(s) mais indicada(s) e optar por um método mais abrangente e outro mais específico à suspeita clínica, garantindo um diagnóstico acertado.
  
Bibliografia
FERRAZ, F.N. Parasitologia Clínica. (apostila). Maringá, 2020.
DE CARLI, G. A. Parasitologia Clínica: Seleção de Métodos e Técnicas de Laboratório para o Diagnóstico das Parasitoses Humanas. São Paulo: Atheneu, 2011.
NEVES, D. P. Parasitologia humana. 13. ed. São Paulo: Atheneu, 2016.