2021-IsabellaDeOliveiraAlves-tcc

Prévia do material em texto

UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA 
Instituto de química 
Curso de Química Tecnológica 
 
 
 
Isabella de Oliveira Alves 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRIMEIRAS EVIDÊNCIAS SOBRE A PRESENÇA DE MICROPLÁSTICOS 
NAS ÁGUAS DO LAGO PARANOÁ 
 
 
 
 
 
 
 
 
Brasília 
2021 
 
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA 
Instituto de Química 
Curso de Química Tecnológica 
 
 
 
Isabella de Oliveira Alves 
 
 
 
 
 
Primeiras evidências sobre a presença de microplásticos 
nas águas do Lago Paranoá 
 
 
 
 
 
Trabalho de conclusão de curso em Química 
Tecnológica apresentado ao Instituto de 
Química - IQ da Universidade de Brasília - UnB, 
como requisito parcial ao programa de 
graduação para obtenção do título de Bacharel 
em Química Tecnológica. 
Orientador: Prof. Dr. Fernando Fabriz Sodré 
 
 
 
 
 
Brasília - DF 
2021 
 
 
Isabella de Oliveira Alves 
 
 
Primeiras evidências sobre a presença de microplásticos 
nas águas do Lago Paranoá 
 
 
 
Trabalho de conclusão de curso em Química 
Tecnológica apresentado ao Instituto de 
Química - IQ da Universidade de Brasília - UnB, 
como requisito parcial ao programa de 
graduação para obtenção do título de Bacharel 
em Química Tecnológica. 
 
 
 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
 
 
Prof. Dr. Fernando Fabriz Sodré 
 
 
 
Prof. Dr. Cyro Lucas Silva Chagas 
 
 
 
Prof. Dr. Fábio Moreira da Silva 
 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
Agradeço primeiramente a Deus que me amparou durante toda a caminhada da 
graduação me dando calma e paz em todos os momentos e me dando forças para 
concluir esta etapa da minha vida. 
Agradeço também a minha família que sempre me deu muito suporte emocional, 
muito carinho e muita ajuda para que eu pudesse manter meu foco nos estudos, 
deixando a jornada mais tranquila. 
Ao meu marido que esteve comigo desde o início desta graduação me ajudando 
a não desistir nas dificuldades, me dando sempre muito apoio, sendo sempre o melhor 
amigo que poderia ter. 
Aos meus amigos da graduação, em especial a Mariana, Letícia, Rafael, Beatriz, 
Eloíza e Caio por terem estado presente em todos os momentos bons e ruins dessa 
trajetória trazendo leveza, amizade e companheirismo. 
Agradeço ao meu orientador, Fernando Fabriz Sodré, por me apresentar o tema 
estudado e por toda ajuda nos desafios de realizar a pesquisa nesses tempos difíceis 
de pandemia. 
Aos colegas do Laboratório de Quimiometria e Química Ambiental, sempre 
dispostos a ajudar, em especial ao doutorando Imisi Michael Arowojolu, que participou 
da coleta e do preparo das amostras. 
Ao Laboratório de Hidráulica da Faculdade de Tecnologia, em especial ao Prof. 
Arthur Tavares Schleicher pelo auxílio nos testes hidráulicos realizados e ainda por 
todo suporte sobre um tema que era novo para mim. 
Ao Laboratório de Interface e Nanodispositivos Semicondutores (LINS), em 
especial ao Prof. Dr. Jorlândio Francisco Felix, pelo apoio no uso do equipamento de 
microscopia óptica. 
Ao Instituto de Geociências, em especial ao Prof. Dr. Luciano Soares da Cunha, 
por providenciar acesso à embarcação utilizada para coleta das amostras. 
Ao Instituto Nacional de Ciências e Tecnologias Analíticas Avançadas (INCTAA) 
pelo auxílio financeiro e pela organização de reuniões e clubes de leitura sobre 
microplásticos envolvendo a participação de pesquisadores e estudantes de várias 
universidades brasileiras. 
 
 
 
 
RESUMO 
Devido aos seus inúmeros benefícios, materiais plásticos vêm sendo cada vez 
mais usados pelas sociedades urbanas, provocando geração de resíduos que são, 
muitas vezes, destinados de forma indevida ou descartados no ambiente. Neste caso, 
inúmeros processos de degradação promovem a liberação de detritos de dimensões 
diminutas, denominados microplásticos, que contaminam ambientes aquáticos 
marinhos, estuarinos e de água doce. O presente trabalho buscou investigar a 
presença de microplásticos no Lago Paranoá, um ambiente lêntico de água doce, 
como forma de contribuir para ampliar o conhecimento sobre a presença destes 
contaminantes de interesse emergente em águas brasileiras. Amostras de foram 
coletadas em cinco pontos do Lago Paranoá com o auxílio de uma embarcação e de 
uma rede de amostragem de zooplâctons com 60 µm de malha, 30 cm de diâmetro e 70 
cm de comprimento (LTC54, Limnotec) mantida sob arraste por um período de 10 min. 
As amostras retidas na rede foram transferidas para frascos de vidro e levadas para 
laboratório, onde foram passadas em peneira de 63 µm de malha, recuperadas em 
frasco béquer, submetidas à eliminação de matéria orgânica interferente e finalmente 
separadas por diferenças de densidade. Em seguida, o material remanescente foi 
retido em membrana de éster de celulose e os microplásticos foram inspecionados 
visualmente, separados, contados e caracterizados fisicamente por meio de 
microscopia ótica. Foi observada a presença de microplásticos em todas as amostras, 
sendo este o primeiro relato da presença destes contaminantes em águas do Distrito 
Federal, no melhor de nosso conhecimento. Foi identificada a presença de fibras e de 
fragmentos evidenciando o a influência do consumo e do gerenciamento inadequado 
de materiais plásticos. Como parte das iniciativas de consolidar uma rede de pesquisa 
sobre microplásticos capitaneada pelo Instituto Nacional de Ciências e Tecnologias 
Analíticas Avançadas (INCTAA), este trabalho foi essencial para identificar aspectos 
a serem considerados para melhoria do protocolo analítico utilizado, notadamente 
com relação ao uso de fluxômetro mecânico na etapa de amostragem e à etapa de 
oxidação da matéria orgânica interferente durante o preparo das amostras. 
 
Palavras-chave 
Microplásticos; Lago Paranoá; Rede de amostragem; Fluxômetro; Reação de Fenton. 
 
 
ABSTRACT 
Due to their countless benefits, plastic materials have been increasingly used 
by urban societies, causing the generation of waste that is often improperly disposed 
of or discarded in the environment. In this case, numerous degradation processes 
promote the release of tiny debris, called microplastics, which contaminate marine, 
estuarine and freshwater aquatic environments. The present work sought to 
investigate the presence of microplastics in Lake Paranoá, a lentic freshwater 
environment, as a way of contributing to increase knowledge about the presence of 
these contaminants of emerging interest in Brazilian waters. Samples were collected 
at five points on Lake Paranoá with the aid of a boat and a zooplankton sampling net 
with 60 µm mesh, 30 cm in diameter and 70 cm in length (LTC54, Limnotec) kept under 
drag for a period 10 min. The samples retained in the net were transferred to glass 
flasks and taken to the laboratory, where they were passed through a 63 µm mesh 
sieve, recovered in a beaker flask, submitted to the elimination of interfering organic 
matter and finally separated by density differences. Then, the remaining material was 
retained in a cellulose ester membrane and the microplastics were visually inspected, 
separated, counted and physically characterized using optical microscopy. The 
presence of microplastics was observed in all samples, which is the first report of the 
presence of these contaminants in waters of the Federal District, to the best of our 
knowledge. The presence of fibers and fragments was identified, showing the influence 
of consumption and inadequate management of plastic materials. As part of the 
initiatives to consolidate a research network on microplastics led by the National 
Institute of Advanced Analytical Sciences and Technologies (INCTAA), this work was 
essential to identify aspects to be considered for improving the analytical protocol used, 
notably in relation to the use of a flowmeter mechanic in the sampling step and the 
oxidation step of the interfering organic matter during sample preparation. 
 
Key words 
Microplastics; Lake Paranoá;Sampling net; Flowmeter; Fenton’s reaction. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO 12 
2 OBJETIVOS 13 
2.1 Objetivos Gerais 13 
2.2 Objetivos Específicos 13 
3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA 13 
3.1 Plásticos 13 
3.2 Microplásticos 17 
4 PARTE EXPERIMENTAL 20 
4.1 Planejamento amostral 20 
4.1.1 Calibração do fluxômetro mecânico 21 
4.1.2 Teste iniciais no Lago Paranoá 23 
4.2 Coleta das amostras 25 
4.3 Preparação das amostras 28 
4.3.1 Peneiramento 28 
4.3.2 Eliminação da matéria orgânica 29 
4.3.3 Separação por densidade 33 
4.3.4 Triagem, contagem e caracterização física dos microplásticos 35 
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO 35 
5.1 Calibração do fluxômetro mecânico 35 
5.2 Cálculo da vazão e do volume coletado 37 
5.3 Caracterização física dos microplásticos 39 
6 DESAFIOS E APRENDIZADOS 42 
6.1 Fluxômetro 42 
6.2 Amostragem 43 
6.3 Preparo de amostra 44 
7 CONCLUSÃO 45 
8 REFERÊNCIAS 46 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 
Tabela 1 - Pontos de coleta e suas coordenadas. 
Tabela 2 - Medidas para o cálculo da velocidade do leito. 
Tabela 3 - Valores calculados para 𝑛 e para velocidade do micromolinete. 
Tabela 4 - Vazões encontradas a partir da quantidade de giros (N) do fluxômetro. 
Tabela 5 - Vazões encontradas a partir das informações do aplicativo Geo Tracker. 
Tabela 6 - Volume total de água filtrada. 
Tabela 7 - Concentração de microplásticos nas amostras. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1 - Cadeia produtiva da indústria de plástico. 
Figura 2 - Principais polímeros, identificação e simbologia, percentual de consumo e 
principais aplicações. 
Figura 3 - Publicações por ano, entre 1970 e julho de 2014. 
Figura 4 - Rede de arraste utilizada na coleta de amostras e fluxômetro mecânico. 
Figura 5 - Micromolinete acoplado na haste de medidas e contador OTT Hydrometrie 
Z30. 
Figura 6 - Canal com declividade variável (a) com controlador de declividade (b) e 
acessório utilizado para alterar a profundidade e velocidade do fluido (c). 
Figura 7 - Bote motorizado utilizado durante a coleta das amostras. 
Figura 8 - Trilha percorrida durante teste inicial no Lago Paranoá, registrada pelo 
aplicativo Geo tracker (1) e informações fornecidas pelo aplicativo (2). 
Figura 9 - Posicionamento da rede durante a amostragem e detalhe do reservatório 
do contador do fluxômetro mecânico. 
Figura 10 - Localização dos pontos de amostragem no Lago Paranoá. 
Figura 11 - Trajetos percorridos em cada ponto amostral. 
Figura 12 - Lavagem da rede de coleta (a) e detalhe do aparato de coleta com material 
e microplástico preso na rede. 
Figura 13 - Aspecto das amostras coletadas do Lago Paranoá antes do 
processamento. 
Figura 14 - Peneiramento das amostras. 1) Mesoplásticos presentes na amostra RB; 
2) Transferência da amostra para o béquer com o auxílio de um funil. 
Figura 15 - Amostras na placa de aquecimento para digestão da matéria orgânica 
interferente. 
Figura 16 - Amostras na estufa após redução de volume. 
Figura 17 - 1) Vista superior das amostras; 2) Vista frontal das amostras: TB1, TB2, 
LD; 3) Vista frontal das amostras BB e RB. 
Figura 18 - Aparato usado para filtração a vácuo das amostras em membrana de éster 
de celulose. 
Figura 19 - Aparatos usados para separação por densidade dos microplásticos. 
Figura 20 - Amostras pós filtragem. 
Figura 21 - Curva de calibração para o fluxômetro manual. 
 
Figura 22 - Microplásticos triados da amostra RB. 
Figura 23 - Fibras e fragmentos observados com objetiva de 5X nas amostras do Lago 
Paranoá. 
Figura 24 - Fragmento presente na amostra LD com as objetivas 5X e 10X. 
Figura 25 - Varredura nos filtros das amostras. 
Figura 26 - Sugestão de alteração nas hélices do fluxômetro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS 
 
MP – Microplásticos 
DF – Distrito Federal 
INCTAA – Instituto Nacional de Ciências e Tecnologias Analíticas Avançadas 
PE – Polietileno 
PP – Polipropileno 
PET – Politereftalato de etileno 
PVC – Policloreto de vinila 
PS – Poliestireno 
PU – Poliuretano 
PEAD – Polietileno de alta densidade 
PEBD – Polietileno de baixa densidade 
NOAA – National Oceanic and Atmospheric Administration 
POP – Poluente orgânico persistente 
POA – Processo Oxidativo Avançado 
ETE – Estação de tratamento de esgoto 
BB – Braço do Bananal 
RB – Braço do Riacho Fundo 
LD – Represa do Lago 
TB2 – Braço do Torto 2 
TB1 – Braço do Torto 1 
 
12 
1 INTRODUÇÃO 
Os plásticos são materiais vantajosos devido ao baixo custo e por serem muito 
versáteis substituem vários materiais, como, vidro, madeira, sendo então usados em 
todos os setores da atual sociedade. Com o aumento do consumo de materiais 
plásticos há um consequente aumento na geração de resíduos que acabam sendo 
gerenciados de forma imprópria (Olivatto et al. 2018; Montagner et al. 2021). 
Além de resíduos plásticos de tamanho elevado, há uma preocupação 
ambiental emergente sobre contaminantes denominados microplásticos, ou seja, 
partículas plásticas de tamanho reduzido, menores que 5 mm (Olivatto et al. 2018; 
Montagner et al. 2021). Já existem estudos que evidenciam a absorção de MPs em 
mexilhões, peixes e outros organismos aquáticos (Eerkes-Medrano et al. 2015) e os 
potenciais riscos destes resíduos a organismos vivos. Assim, sua presença e 
distribuição em diferentes compartimentos ambientais ainda precisa de maiores 
esclarecimentos, o que explica o aumento das pesquisas sobre este tema em todo 
mundo (Montagner et al. 2021). 
O estudo dos impactos dos microplásticos sobre sistemas de águas superficiais 
continentais é ainda relativamente recente já que os rios, lagos e córregos eram 
considerados apenas como uma rota de transporte dos microplásticos para ambientes 
costeiros e marítimos. Entretanto, já é sabido que plásticos também sofrem 
degradação em sistemas de água doce (Andrady 2011). 
Os efluentes domésticos produzidos nas cidades são impactados por produtos 
de higiene pessoal que já possuem microesferas plásticas em sua composição, como 
cremes dentais e esfoliantes. A estes, se somam outros microplásticos, como as fibras 
geradas durante a lavagem de roupas, ou ainda oriundos de materiais plásticos 
maiores degradados no ambiente ou em estações de tratamento de esgoto (ETE) não 
preparadas para lidar, especificamente, com a presença destes microplásticos que 
podem ser lançados em lagos e rios receptores (Teotônio 2020). No Distrito Federal 
(DF), o Lago Paranoá, um ambiente de água estacionária, ambiente lêntico (ANA) é 
usado para muitos objetivos como o lazer e geração de energia, e também recebe 
efluentes advindos de duas ETEs, sendo então possível a presença de microplásticos 
neste corpo aquático, o que evidencia a importância de um estudo nesse sistema a 
fim de serem obtidos dados sobre a presença e caracterização de MPs para subsidiar 
medidas efetivas de controle caso sejam necessárias. 
13 
2 OBJETIVOS 
O presente trabalho faz parte de uma pesquisa realizada em rede que visa o 
monitoramento de microplásticos em diferentes corpos aquáticos no Brasil, no campo 
das atividades de pesquisa desenvolvidas pelo Instituto Nacional de Ciências e 
Tecnologias Analíticas Avançadas (INCTAA) que financia pesquisas em rede sobre a 
presença de poluentes de interesse emergente no ambiente (Canela et al. 2014; 
Machado et al. 2016). 
2.1 Objetivos Gerais 
O objetivo do presente estudo é a produção de dados, de forma integrada, em 
rede, visando a construção de cenários sobre a existência de MPs nos ambientes de 
água doce brasileiros. Sistemas lênticos e lóticos, ambientes aquáticos de água 
corrente (ANA), de vários estados, como o Distrito Federal, São Paulo, Pernambuco, 
Rio Grande do Sul e Rio de Janeiro, serão investigados visando cobrir as lacunas 
sobre a distribuiçãoda poluição por MPs nas águas superficiais doces brasileiras. 
2.2 Objetivos Específicos 
Realizar campanhas amostrais na Bacia do Lago Paranoá, coletando 
microplásticos de diferentes faixas de tamanho e caracterizando-os com o auxílio de 
técnicas microscópicas assim como, avaliar o protocolo proposto pelo grupo INCTAA 
para amostragem, preparo de amostras e caracterização de microplásticos. 
3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA 
3.1 Plásticos 
O processo de polimerização se dá quando monômeros, menor unidade 
química, reagem entre si através de ligações covalentes (Olivatto 2017) formando uma 
longa cadeia de unidades repetitivas. Os polímeros podem ser naturais ou sintéticos, 
além de serem classificados em termoplásticos, que podem ser moldados, ou 
termorrígidos, que é o caso de borrachas e fibras (Olivatto et al. 2018). 
Plásticos são definidos como materiais sintéticos poliméricos que têm 
características de serem leves, duráveis, impermeáveis, podendo ser rígidos ou 
maleáveis, coloridos ou transparentes, além de possuírem baixo custo. Por conseguir 
assumir diferentes características e ainda ser vantajoso economicamente, o plástico 
14 
vem sendo empregado em muitas áreas da sociedade (Montagner et al. 2021). A 
substituição de materiais, como o vidro, madeira e metais, tem acontecido com mais 
frequência contribuindo para uma melhor qualidade de vida e comodidade da 
sociedade (Olivatto et al. 2018). Um exemplo é a substituição de seringas de vidro por 
seringas plásticas descartáveis, fato que reduziu o risco de contaminação em 
procedimentos hospitalares (ABIPLAST 2015; Olivatto et al. 2018). 
Apesar das inúmeras vantagens e benefícios, o uso desenfreado deste material 
tem provocado uma preocupação ambiental global devido à grande quantidade de 
resíduos que são gerados (Derraik 2002). Mundialmente, a produção de plástico teve 
seu início em 1950, sendo que, entre o começo da produção e 2015, cerca de 6,3 
bilhões de toneladas de resíduos foram produzidos (Tourinho et al. 2019; Montagner 
et al. 2021). Deste total, apenas 9% foram reciclados, 12% incinerados e 79% foram 
destinados em aterros ou diretamente no ambiente (Geyer et al. 2017; Montagner et 
al. 2021). 
A matéria prima para a produção do plástico é notadamente derivada do 
petróleo bruto e do gás natural, onde cerca de 4% da produção da indústria de petróleo 
são destinados para a indústria de plástico (ABIPLAST 2015). Os hidrocarbonetos 
presentes no petróleo, que possuem diferentes pontos de ebulição, são refinados para 
a obtenção de subprodutos derivados. Um destes produtos é a nafta, a principal 
matéria prima utilizada na produção do plástico (ABIPLAST 2015). A nafta é fornecida 
para indústrias de primeira geração, petroquímicas, para dar origem aos principais 
monômeros usados na produção do plástico, como o eteno e o propeno. 
Posteriormente, os monômeros são utilizados na indústria de segunda geração, 
produtoras, para a produção de resinas poliméricas, os pellets, e enfim a indústria de 
terceira geração, transformadoras, molda e confecciona os utensílios plásticos a partir 
apenas da resina pura do polímero ou ainda com a incorporação de aditivos químicos 
para conferir cor ou ainda melhorar as propriedades do material (Pereira and Turra 
2014). A Figura 1 representa resumidamente a cadeia produtiva do plástico, desde o 
refino do petróleo bruto até os transformados plásticos. 
15 
 
Figura 1 - Cadeia produtiva do plástico (Olivatto 2017). 
 
Apesar da grande variedade de plásticos, com utilidades e características 
diferentes, cinco deles se destacam no Brasil representando 90% do consumo 
nacional. São eles o polietileno (PE), o polipropileno, (PP), o politereftalato de etileno 
(PET), o policloreto de vinila (PVC) e o poliestireno (PS) (Spinacé and De Paoli 2005). 
Mundialmente, o mercado é dominado por seis tipos de plásticos, os cinco 
mencionados anteriormente e ainda o poliuretano (PU) (GESAMP 2015). A Figura 2 
apresenta uma relação desses polímeros, separando o PE em polietileno de alta 
densidade (PEAD) e polietileno de baixa densidade (PEBD), bem como os códigos de 
identificação da coleta seletiva, suas aplicações principais e o percentual de consumo. 
16 
 
Figura 2 - Principais polímeros, identificação e simbologia, percentual de consumo e 
principais aplicações. Fontes: adaptado de (Olivatto 2017) e (ABIPLAST 2015). 
 
17 
Há também uma crescente preocupação em relação à resíduos plásticos de 
tamanhos inferiores a 5 mm, os chamados microplásticos, visto que estes resíduos 
têm sido encontrados em amostras de água e sedimento coletadas em oceanos, 
mares, rios e lagos. Os microplásticos presentes no ambiente podem ser uma ameaça 
à biota visto que, por conta do pequeno tamanho, estas partículas têm maior 
mobilidade, atingindo áreas remotas e ficando disponíveis para muitos organismos 
(Olivatto et al. 2018). 
3.2 Microplásticos 
Os resíduos plásticos não tratados, descartados diretamente no ambiente, 
passam por processos de degradação, como fragmentações por ação química e física 
(Thompson et al. 2004). Com isso, são gerados detritos cada vez menores, os 
microplásticos. No ano de 2004, o termo “microplásticos” foi utilizado pela primeira vez 
para definição das partículas de plástico de pequeno tamanho (Thompson et al. 2004), 
sendo esta nomenclatura utilizada pela comunidade científica até hoje (Olivatto et al. 
2018). 
A definição da escala para definição de um microplástico é sujeita a várias 
propostas na literatura, porém existe uma classificação mais aceita, proposta pelo 
National Oceanic and Atmospheric Administration (NOAA), sugerindo que os 
microplásticos são partículas que possuem dimensões inferiores a 5 mm (Montagner 
et al. 2021). 
Os microplásticos podem ser classificados como primário e secundário. Os 
primários são oriundos dos plásticos produzidos já em tamanho microscópico, como 
as microesferas presentes em cosméticos como esfoliantes e creme dental 
(Montagner et al. 2021). Os microplásticos secundários são fragmentos produzidos 
pela degradação e de materiais e utensílios plásticos maiores descartados no meio 
ambiente, tanto terrestre quanto aquático (Olivatto et al. 2018). 
A degradação de aparatos plásticos ocorre quando as ligações covalentes dos 
monômeros que formam o polímero se enfraquecem, tanto na cadeia principal como 
na lateral, gerando então espécies reativas, como radicais livres, que propagam o 
processo de degradação (Montagner et al. 2021). Essas quebras de ligação podem 
ser provocadas por inúmeros fatores ambientais como a ação do oxigênio, radiação 
UV, temperatura e umidade (Olivatto 2017). O processo de degradação gera 
18 
microplásticos com diferentes formas, tais como fibras, filmes e grânulos (Olivatto 
2017; Montagner et al. 2021). 
Algumas fontes de emissão de microplásticos em ambientes terrestres e 
aquáticos são: o descarte indevido de resíduos plásticos tanto nos ambientes 
terrestres como nos aquáticos, possibilitando uma futura formação de microplástico 
nesses sistemas, lavagem de roupas, liberando fibras de tecidos no efluente, 
atividades industriais e logísticas que possuem relação com a produção de plástico, e 
ainda, atividades pesqueiras que geram resíduos microplásticos a partir das redes e 
linhas de nylon (Montagner et al. 2021). 
Os constituintes do material plástico fragmentado, como monômeros e aditivos, 
podem sofrer lixiviação, sendo distribuídos em toda biosfera, acumulando-se 
principalmente em ambientes aquáticos e no solo, expondo assim vários organismos 
à partículas plásticas, aos aditivos químicos utilizados durante a produção de 
materiais (Lucio et al. 2020) e ainda à contaminantes químicos, como metais, 
poluentes orgânicos persistentes (POP) e/ou emergentes, que foram adsorvidos a 
este material devido à hidrofobicidade (Olivatto 2017; Tourinho et al. 2019) 
O primeiro relato na literatura científicasobre a presença de pequenos detritos 
plásticos no ambiente ocorreu no começo da década de 1970 em trabalho realizado 
em ambiente marinho (Carpenter and Smith 1972) (Barboza and Gimenez 2015). Á 
partir de 2010, com o crescimento da preocupação sobre os microplásticos para um 
nível institucional, houve também o crescimento do interesse da comunidade 
acadêmica com um consequente aumento nas publicações (Figura 3). 
19 
 
Figura 3 - Publicações por ano, entre 1970 e julho de 2014 (GESAMP 2015). 
 
A maioria das pesquisas sobre microplásticos tem seu foco em ambientes 
marinhos e costeiros. Entretanto, pesquisas sobre transporte, destino e impactos 
destes materiais em sistemas de águas doce estão ganhando atenção nos últimos 
anos devido à constatação de que lagos e rios não são apenas canais que transportam 
microplásticos do ambiente terrestre para o marinho, mas também são potenciais 
sumidouros temporários ou de longo prazo de microplásticos. Com isso, ecossistemas 
de água doce também podem assimilar efeitos prejudiciais de microplástios (Kukkola 
et al. 2021). Os estudos sobre microplásticos em águas continentais são mais 
recentes e centralizados em poucas regiões do mundo, sendo que há carência de 
dados em regiões como América do Sul, Central e no continente africano (Li et al. 
2020). 
20 
4 PARTE EXPERIMENTAL 
4.1 Planejamento amostral 
Para a coleta de amostras no Lago Paranoá foi utilizada uma rede de plâncton 
em forma de trapézio com tela de poliamida com 60 µm de abertura de malha, 30 cm 
de diâmetro e 70 cm de comprimento, (LTC54, Limnotec). Na ponta inferior do 
amostrador há um copo rosqueável de 150 mL de PVC, com uma saída para 
drenagem do excesso de água protegida com uma tela de poliamida. Os detritos 
coletados ao final do período amostral são concentrados neste copo e transferidos 
para um frasco apropriado. A rede de amostragem e seus demais acessórios são 
mostrados na Figura 4. Para o cálculo do volume de água amostrada, visando a 
determinação da concentração de microplásticos na amostra, foi utilizado um 
fluxômetro mecânico lab-made acoplado na entrada da rede de arraste. 
 
 
 
 
Figura 4 - Rede de arraste utilizada na coleta de amostras (a) e fluxômetro 
mecânico (b). 
 
21 
4.1.1 Calibração do fluxômetro mecânico 
O fluxômetro mecânico utilizado neste trabalho foi confeccionado por terceiros, 
sob encomenda do INCTAA, para permitir a uniformização dos protocolos de 
amostragem dentro do trabalho em rede. O presente trabalho, realizado no Distrito 
Federal, foi o primeiro a ser realizado no âmbito das atividades do INCTAA, motivo 
pelo qual incluiu-se uma etapa visando o melhor conhecimento do fluxômetro cedido. 
A fim de conhecer a velocidade mínima necessária para funcionamento da 
hélice do fluxômetro mecânico, todo o aparato de amostragem foi levado ao 
Laboratório de Hidrologia da UnB para calibração. Um molinete hidrométrico foi usado 
para verificar a movimentação da hélice de forma constante e possibilitar sua 
calibração. O molinete hidrométrico é um aparelho utilizado para medir a velocidade 
de um escoamento, em metros por segundo (m/s) de forma pontual. Foi utilizado um 
molinete de eixo horizontal (Figura 5) equipado com uma hélice acoplada a um eixo 
que gira no sentido contrário ao fluxo enviando sinais elétricos a um contador de 
rotações (Coelho 2011). O contador de rotações utilizado foi o OTT Hydrometrie Z30, 
acoplado à hélice através de dois contatos formando um circuito simples de corrente 
contínua. 
 
 
22 
Figura 5 - Micromolinete acoplado na haste de medidas (a)e contador OTT 
Hydrometrie Z30 (b). 
 
O micromolinete com a haste e os contatos foi inserido em um canal de 30 
centímetros de largura e 15 metros de comprimento (Figura 6). A profundidade do leito 
durante as medidas foi ajustada com o auxílio da mudança da declividade do fundo, 
através de um controlador de declividade e com a inserção de alguns acessórios para 
permitir maiores velocidades dá água no canal 
 
 
 
Figura 6 - Canal com declividade variável (a) com controlador de declividade (b) e 
acessório utilizado para alterar a profundidade e velocidade do fluido (c). 
 
As medidas foram primeiramente realizadas com o micromolinete, em 
duplicata, em diferentes profundidades por 60 s. Em seguida, o fluxômetro manual foi 
23 
colocado no canal para verificar se havia movimentação constante. Foram testadas 
diferentes profundidades, modo que fosse verificada a movimentação apropriada das 
hélices do fluxômetro mecânico, visto que, para maiores profundidades e menores 
velocidades, a passagem da água não provocava o giro das hélices. 
4.1.2 Teste iniciais no Lago Paranoá 
Para o acesso aos pontos amostrais foi utilizado um bote motorizado (Figura 7) 
fornecido pelo Instituto de geociências da UnB. 
 
Figura 7 - Bote motorizado utilizado durante a coletas das amostras. 
 
Com o bote próximo às coordenadas da região da coleta, verificado com auxílio 
do aplicativo Google Maps, o motor foi desligado e o conjunto de rede e fluxômetro foi 
lançado na água com o bote sem movimento de modo a evitar o giro das hélices do 
fluxômetro. No momento que o motor era ligado, era também ativado o aplicativo Geo 
Tracker de modo a permitir um registro da velocidade, do trajeto percorrido durante a 
amostragem com a rede e o tempo de duração da amostragem, estipulado em 10 
minutos para cada ponto. 
Inicialmente, foram feitos alguns testes com o intuito de analisar se a rede 
afundaria ou se ela se manteria na superfície visto que a água a ser coletada precisava 
ser da superfície, onde se concentram os microplásticos. O teste foi realizado próximo 
24 
ao Centro Olímpico da Universidade de Brasília com auxílio do aplicativo Geo Tracker, 
também testado para verificar se o mesmo era capaz de registrar corretamente 
percurso dentro do lago. O caminho percorrido durante o teste, assim como dados 
obtidos pelo aplicativo, como duração do percurso, comprimento da trilha, velocidade 
máxima, velocidade média e velocidade média em movimento, é mostrado na Figura 
8. 
 
 
Figura 8 – Trilha percorrida durante teste inicial no Lago Paranoá, registrada 
pelo aplicativo Geo tracker (1) e informações fornecidas pelo aplicativo (2). 
 
Com o teste foi possível concluir que a rede se manteve em uma boa 
profundidade durante o percurso, ou seja, toda a rede se manteve submersa, mas 
coletando a água da superfície (Figura 9). Foi notado também que houve entrada de 
água no reservatório destinado ao contador do fluxômetro mecânico durante a coleta, 
o que não deveria acontecer. Mesmo assim, a final do período amostral, verificou-se 
que isso não resultou em um problema para aquisição dos dados. 
 
25 
 
Figura 9 - Posicionamento da rede durante a amostragem (a) e detalhe do 
reservatório do contador do fluxômetro mecânico (b). 
 
4.2 Coleta das amostras 
A coleta foi realizada em cinco pontos do Lago Paranoá previamente investigados 
pelo grupo AQQUA/UnB quanto a presença de elementos terras raras (Amorim et al. 
2019). As coordenadas e nomenclaturas dadas no presente estudo para cada ponto 
amostral, bem como os dias e horários de coleta são mostrados na Tabela 1. Tabela 
Tabela 1 - Pontos de coleta e suas coordenadas. 
Pontos Local Coordenadas Data da coleta Hora da coleta 
BB Braço do Bananal 15°44’27.4”S 
47°52’29.8”W 
19/10/2021 15:35:15 
RB Braço do Riacho 
Fundo 
15°50’31.4”S 
47°54’16.8”W 
20/10/2021 07:50:31 
LD Represa do Lago 15°47’29.8”S 
47°48’07.6”W 
20/10/2021 09:44:57 
TB2 Braço do Torto 2 15°45’52.8”S 
47°49’22.6”W 
20/10/2021 11:20:17 
TB1 Braço do Torto 1 15°44’14.5”S 
47°50’33.6”W 
20/10/2021 11:50:19 
 
Os pontos amostrais são mostrados no mapa da Figura 10. Dois pontos (BB e 
RB) são próximos às ETEs Brasília Norte e Brasília sul, respectivamente. 
 
26 
 
Figura 10 – Localização dospontos de amostragem no Lago Paranoá(Google 
2021). 
 
Ao chegar no local da coleta, após lançamento do conjunto de rede com 
fluxômeto, o piloto do bote foi orientado, na medida do possível, para que contornasse 
o ponto escolhido em movimento de círculo ou “s” durante o período de coleta, ou 
seja, 10 min. Desta maneira, a corda responsável por segurar a rede de arraste 
permaneceu esticada, sempre paralela ao barco. A Figura 11 mostra a trilha percurrida 
durante o período de coleta em cada ponto amostral 
 
 
27 
 
Figura 11 - Trajetos percorridos em cada ponto amostral. 
 
Após 10 minutos, a rede foi recolhida e lavada com a água do próprio ponto de 
coleta a fim de que remover materiais presos na rede em direção ao copo coletor, 
conforme mostra a Figura 12. o excesso de água era retirado através da saída 
presente no copo, ele então era desrosqueado e o seu conteúdo era vertido em 
frascos separados de 250 mL, previamente higienizados, e etiquetados. O copo era 
também lavado algumas vezes a fim de que toda a amostra coletada fosse transferida 
para o frasco. 
 
 
Figura 12 - Lavagem da rede de coleta (a) e detalhe do aparato de coleta com 
material e microplástico preso na rede (b) . 
28 
4.3 Preparação das amostras 
O protocolo usado para o preparo das amostras foi cedido pelo INCTAA,e teve 
como base as recomendações do National Oceanic and Atmospheric Administration 
(Masura et al. 2015) e foi colocado à prova em trabalho recente desenvolvido nas 
águas do Lago Guaíba no Rio Grande do Sul (Bertoldi et al. 2021) 
4.3.1 Peneiramento 
Em laboratório, as amostras foram mantidas sob refrigeração até o momento 
do processamento. O aspecto das amostras coletadas é mostrado na Figura 13, onde 
fica evidenciado a maior quantidade de detritos nas amostras dos pontos BB e RB, 
influenciados pelas duas ETEs próximas ao Lago Paranoá. 
 
 
Figura 13 – Aspecto das amostras coletadas do Lago Paranoá antes do 
processamento. 
 
Os frascos foram então retirados da geladeira e cada amostra foi passada em 
uma peneira de aço inoxidável (Bertel) com abertura de 63 µm. Após verter as 
amostras, as paredes internas dos frascos foram lavadas com água ultrapura para 
que toda os detritos remanescentes fossem transferidos. Pedaços grandes de 
madeira, folhas e partículas mesoplásticas (> 5 mm) foram retiradas com o auxílio de 
pinças e lavadas com água ultrapura para remover qualquer detrito de interesse em 
direção da peneira. Os detritos de cada amostra foram então transferidos para um 
béquer de 250 mL com auxílio de água ultrapura, sendo que todo o material usado 
nesta transferência também foi enxaguado com água ultrapura (Figura 14). Ao final, 
cada béquer foi coberto com papel alumínio. 
29 
 
 
Figura 14 - Peneiramento das amostras. 1) Mesoplásticos presentes na 
amostra RB; 2) Transferência da amostra para o béquer com o auxílio de um funil. 
 
Por conta da alta quantidade de sólidos nas amostras RB e BB, como mostrado 
na Figura 13, uma maior quantidade de água ultrapura precisou ser adicionada para 
auxiliar a transferência dos detritos da peneira para o béquer. Sendo assim, essas 
duas amostras foram divididas em 2 béqueres de 250 mL de modo que todas as 
amostras, após o peneiramento e transferência, apresentassem volume de, 
aproximadamente, 100 mL. 
4.3.2 Eliminação da matéria orgânica 
Para a degradação da matéria orgânica interferente foi usado o sistema com 
peróxido de hidrogênio (H2O2) e sais ferrosos, conforme a reação de Fenton (Equação 
1). Embora conhecida desde o século 19, esta reação é tida como um processo 
oxidativo avançado (POA), no qual há a formação de radical hidroxila (●OH) com um 
alto potencial padrão de redução, capaz de oxidar compostos orgânicos complexos 
transformando-os em moléculas simples como o gás carbônico (CO2), água (H2O) e 
íons inorgânicos (Nogueira et al. 2007). 
 
Fe2+ + H2O2 → Fe3+ + ●OH + OH- (1) 
 
30 
Para que ocorra a degradação da matéria orgânica de forma eficiente, o pH 
precisa ser mantido entre 2,5 e 3,0 já que para os valores acima de 3, pode ocorrer 
precipitação do Fe (III), o que prejudica a análise. Manter o pH abaixo de 2,5 também 
não é recomendado já que uma alta concentração de H+ pode sequestrar radicais 
hidroxilas do meio (Nogueira et al. 2007). 
Foi preparada uma solução aquosa de sulfato de ferro (II) 0,05 mol/L a partir 
de 7,5 g do sulfato de ferro (II) heptahidratado (Vetec) pesado na balança analítica 
(AX200, Shimadzu). Essa massa foi então transferida para um balão volumétrico de 
500 mL que foi completado com água ultrapura. 
Os béqueres com as amostras foram levados à capela para que fosse iniciada 
a reação de Fenton através da adição de peróxido de hidrogênio e da solução de ferro 
(II) preparada previamente. Foram adicionados, em cada béquer 20 mL da solução de 
Fe (II) e quantidade suficiente de ácido sulfúrico 0,1 mol/L até pH entre 2 e 3, 
monitorado com tiras indicadoras (MQuant). 
Após a adição da solução de Fe (II) em meio ácido, foram adicionados 20 mL 
de peróxido de hidrogênio 35% em cada béquer. Durante a evolução de bolhas, as 
amostras foram mantidas em temperatura ambiente e, em seguida, os béqueres foram 
transferidos para uma placa de aquecimento (C-MAG HS 10, IKA) a 60 °C durante 45 
min sob agitação com o auxílio de barras magnéticas (Figura 15). 
 
31 
 
Figura 15 - Amostras na placa de aquecimento para digestão da matéria orgânica 
interferente. 
 
Ao fim do período de 45 minutos, foram adicionados mais 10 mL de peróxido 
de hidrogênio para verificar a presença de matéria orgânica não oxidada, momento 
em que foi percebida nova evolução de bolhas, indicando matéria orgânica 
remanescente. Os béqueres foram então mantidos sob aquecimento a 60 °C por mais 
40 minutos, ultrapassando o período recomendado no protocolo do INCTAA, de 1h. 
Após este novo período de aquecimento, foi percebida a formação de espuma, 
indicando a presença de matéria orgânica, principalmente nas amostras BB e RB. As 
amostras foram então colocadas para a estufa de circulação (Ethik) e mantidas a 55 
°C por uma noite a fim de que reduzir a quantidade de água, a fim de permitir maior 
concentração dos reagentes e concluir a digestão de forma satisfatória. 
32 
Na manhã seguinte, as amostras foram retiradas da estufa, já com um volume 
reduzido, conforme mostrado na Figura 16. Os resíduos presos no béquer foram 
raspados com bastões de vidro e lavados com o mínimo de água ultrapura. Os 
béqueres foram colocados novamente na placa de aquecimento por 1 h, e, ao final 
deste tempo, foram adicionados mais 10 mL de H2O2 para verificar matéria orgânica 
remanescente. Houve borbulhamento em todas as amostras, em menor intensidade 
nas amostras TB1, TB2 e LD, mas em maior intensidade e com formação de espumas 
nas amostras BB e RB (Figura 17). 
 
 
Figura 16 - Amostras na estufa após redução de volume. 
 
 
 
Figura 17 - 1) Vista superior das amostras; 2) Vista frontal das amostras: TB1, TB2, 
LD; 3) Vista frontal das amostras BB e RB. 
 
33 
As amostras permaneceram por mais 40 minutos na placa de aquecimento, até 
eliminação do peróxido de hidrogênio e, por fim, devolvidas à estufa de circulação por 
24 horas a 30 °C, momento em que foram levadas para próxima etapa de preparo. 
4.3.3 Separação por densidade 
Após etapa de digestão, as amostras foram filtradas a vácuo através de uma 
membrana de éster de celulose de 47 mm de diâmetro e poro de 0,45 µm (Figura 18). 
O material retido da membrana foi transferido ao respectivo béquer usado na etapa 
anterior, momento este em que foram consolidadas as amostras dos pontos BB e RB, 
separadas em dois béqueres cada na etapa anterior. 
 
 
Figura 18 – Aparato usado para filtração a vácuo das amostras em membrana de 
éster de celulose. 
 
34 
Para separação dos microplásticos por densidade, foi preparada uma solução 
saturada de iodeto de sódio (NaI) com densidade de 1,6 g/cm3.As amostras retidas 
nas membranas foram transferidas, com o uso da própria solução de NaI, para o 
sistema de separação que consistiu em um funil de separação conectado a um tubo 
de silicone com rolha. Os funis foram então preenchidos com a solução de NaI para 
que pudesse ocorrer a separação por densidade dos plásticos flutuantes, que se 
acumulam para parte superior do funil, enquanto que materiais interferentes tendem 
a se acumular na parte inferior do sistema. Os funis foram tampados com papel 
alumínio (Figura 19) e mantidos em repouso por 24 h, momento em que a parte 
interferente foi eliminada e o sobrenadante foi submetido à filtração, novamente em 
membrana de éster de celulose de 47 mm de diâmetro e 0,45 µm de porosidade. 
 
 
Figura 19 – Aparatos usados para separação por densidade dos microplásticos. 
 
Os filtros foram então transferidos individualmente para uma placa de Petri e 
mantidos tampados à temperatura ambiente até o momento da caracterização física 
dos microplásticos, como mostra a Figura 20. 
 
35 
 
Figura 20 - Amostras pós filtragem. 
4.3.4 Triagem, contagem e caracterização física dos microplásticos 
Inicialmente foi feita uma inspeção a olho nu, onde os microplásticos presentes 
no papel filtro foram separados com auxílio de uma pinça e posicionados em uma 
placa Petri de modo a permitir a contagem. Os MPs separados foram inspecionados 
quanto a sua cor e forma utilizando um microscópio óptico (Optika, B-1000POL-I), 
objetivas de 5X e 10X e câmera digital. 
Devido aos problemas enfrentados durante a etapa de digestão da matéria 
orgânica, principalmente nas amostras do BB e RB, com muita espuma remanescente 
mesmo após a etapa da separação por densidade, muito material interferente 
permaneceu também membranas, apresentando um aspecto arenoso. Isso 
atrapalhou de modo moderado a triagem e caracterização física por microscopia. 
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO 
5.1 Calibração do fluxômetro mecânico 
Os resultados obtidos para a calibração com micromolinete, em duplicata, e 
para o fluxômetro mecânico, nas diferentes profundidades avaliadas, são mostrados 
na Tabela 2. 
 
Tabela 2 - Medidas para o cálculo da velocidade do leito. 
Medida Profundidade 
(mm) 
Tempo (s) Rotações (N): 
Micromolinete 
Rotações: 
Fluxômetro manual 
1 > 300 60 326 Sem rotação 
329 
2 214 60 486 26,5 
481 
3 145,5 60 733 68,5 
733 
4 118 60 944 84,4 
934 
N é o número de giros que o micromolinete deu no total durante 1 minuto 
36 
O kit do micromolinete utilizado nos testes opera sob uma determinada relação 
calibrada para cada hélice utilizada de modo que seja possível determinar a 
velocidade do fluido no momento em que os giros foram contados. A hélice utilizada 
foi a de número 1, regida pelas equações 2 e 3, nas quais “𝑣” é a velocidade da água 
e “𝑛” é o número de rotações por segundo. Na tabela 1, N refere-se ao número de 
giros do micromolinete por 60 segundos. 
Se 𝑛 < 6,47, tem-se a equação 2, onde 
 
 𝑣 = 0,0562 ∗ 𝑛 + 0,038 (2) 
 
Se 𝑛 ≫ 6,47, tem-se a equação 3 onde 
 𝑣 = 0,0545 ∗ 𝑛 + 0,049 (3) 
 
Foram utilizados os valores de N para o micromolinete, mostrados, na Tabela 
1 a fim de encontrar o valor 𝑛, em rotações por segundo, de cada medida. Em seguida, 
estes valores de 𝑛 foram substituídos nas respectivas equações, 2 ou 3, para enfim 
obter a velocidade do fluido em cada medida. Os valores encontrados são mostrados 
na Tabela 3. Como as medidas do micromolinete foram feitas em duplicata, o valor 
apresentado na tabela é da velocidade média dessas medidas. 
 
Tabela 3 - Valores calculados para 𝑛 e para velocidade do micromolinete. 
Medida 𝑛 Equação utilizada Velocidade média 
(m/s) 
Velocidade média 
(km/h) 
1 5,43 2 0,34457 1,24045 
5,48 2 
2 8,1 3 0,48818 1,75745 
8,02 3 
3 12,22 3 0,71480 2,57331 
12,22 3 
4 15,73 3 0,90192 3,24693 
15,57 3 
 
Apesar das hélices do fluxômetro terem girado na medida 2, isso não aconteceu 
de forma contínua. O giro das hélices foi contínuo na medida 3, na qual a velocidade 
do leito era de 2,57 km/h, sendo essa a velocidade mínima estabelecida para o bom 
funcionamento do fluxômetro mecânico. Através dos valores obtidos para a velocidade 
média (Tabela 3) e dos valores da rotação do fluxômetro (Tabela 2), foi possível 
construir uma curva de calibração para o fluxômetro (Figura 21). 
37 
 
Figura 21 - Curva de calibração para o fluxômetro manual. 
 
Tendo-se em vista a dificuldade em se obter maiores vazões de água no canal 
utilizado para o teste, apenas três pontos foram usados para construção da curva de 
calibração que apresentou coeficiente de determinação (R2) de 0,9628, um valor não 
sarisfatório. 
Tanto o valor usado na calibração, quanto os dados fornecidos pelo aplicativo 
Geo Tracker durante a amostragem foram usados para calcular o volume de água que 
passou pela rede de amostragem durante o tempo da coleta. 
5.2 Cálculo da vazão e do volume coletado 
A fim de se conhecer a concentração de microplásticos por volume coletado de 
água, foi necessário conhecer a quantidade de água que passou pelo amostrador 
durante os 10 minutos de coleta. O cálculo da vazão 𝑄 foi feito através da Equação 4, 
na qual 𝑣 é a velocidade média do escoamento e 𝐴 é a área da seção transversal da 
rede de amostragem. 
 
 𝑄 = 𝑣 ∗ 𝐴 (5) 
 
38 
No caso do fluxômetro mecânico, para o cálculo da velocidade, foram utilizados 
as contagens de giro obtidas para a coleta em cada ponto amostral e a equação da 
curva de calibração mostrada na Figura 21. O cálculo da vazão com os dados do 
aplicativo Geo Tracker foram obtidos a partir da velocidade média em movimento 
fornecida pelo aplicativo, em cada ponto de coleta. Os valores utilizados para o cálculo 
da velocidade, assim como os resultados obtidos estão dispostos nas Tabelas 4 e 5. 
 
Tabela 4 - Vazões encontradas a partir da quantidade de giros (N) do fluxômetro. 
Ponto de 
coleta 
N 𝑛 𝑣 (m/s) 𝐴 (m2) 𝑄 (L/s) 
BB 759,2 1,265 2,915 0,0707 206,05 
RB 482,8 0,805 2,242 0,0707 158,51 
LD 335,2 0,559 1,883 0,0707 133,12 
TB2 636,4 1,061 2,616 0,0707 184,93 
TB1 560,6 0,934 2,432 0,0707 171,89 
 
Tabela 5 - Vazões encontradas a partir das informações do aplicativo Geo Tracker. 
Ponto de coleta 𝑣 em movimento 
(km/h) 
𝑣 em movimento 
(m/s) 
𝐴 (m2) 𝑄 (L/s) 
BB 5,65 1,569 0,0707 110,9374906 
RB 4,11 1,142 0,0707 80,69966129 
LD 3,60 1,000 0,0707 70,68583471 
TB2 4,27 1,186 0,0707 83,84125395 
TB1 4,07 1,130 0,0707 79,91426313 
 
Considerando o tempo total da coleta de 10 minutos, o volume total de água 
que passou pela rede de amostragem para os dois métodos utilizados, fluxômetro e 
aplicativo Geo Tracker, está disposto na Tabela 6 para cada ponto. 
 
Tabela 6 - Volume total de água filtrada. 
Ponto de coleta Geo Tracker Fluxômetro 
Volume (L) Volume (m3) Volume (L) Volume (m3) 
BB 62321,34 62,32 123627,83 123,68 
RB 44767,70 44,77 95104,94 95,10 
LD 38288,16 38,29 79873,47 79,87 
TB2 46534,84 46,53 110955,58 110,9 
TB1 43825,22 43,82 103133,46 103,1 
 
39 
5.3 Caracterização física dos microplásticos 
A Figura 22 mostra o resultado da separação por inspeção visual da amostra 
RB. Este tipo de separação é importante para permitir a contagem dos microplásticos 
e organizá-los para caracterização por microscopia ou por meio de outras técnicas 
físicas e/ou espectroscópicas. 
 
 
Figura 22 - Microplásticos triados da amostra RB. 
 
Por conta da falta de regularidade das amostras em termos de altura dos 
microplasticos, apenas algumas áreas puderam ser focadas no microscópio usado. 
Além disso, em função do elevado tamanho das objetivas, houve problemas para 
ajustar as placas de petri sobre a superfície destinadas às amostras no equipamento 
utilizado. Para fins ilustrativos, algumas imagens obtidas por microscopia são 
mostradas nas Figura 23 e 24. 
40 
 
Figura 23 - Fibras e fragmentos observados com objetiva de 5X nas amostrasdo 
Lago Paranoá. 
 
 
Figura 24 - Fragmento presente na amostra LD com as objetivas 5X e 10X. 
 
A partir das imagens obtidas, foi possível perceber que as partículas plásticas 
possuem bordas pontiagudas além de estarem fragmentadas, o que indica que estes 
microplásticos são secundários, provavelmente provenientes da degradação de 
plásticos maiores. Foram encontradas muitas fibras em todas as amostras sendo a 
maioria delas de cor azul, verde e preta, também encontradas algumas vermelhas, 
brancas e transparentes, sendo que estes filamentos podem ser originários de tecidos 
sintéticos liberados no processo de lavagem de roupas (Teotônio 2020). Mesmo 
assim, nas próximas campanhas amostrais, será incluído uma solução de controle 
41 
durante o processo de digestão de amostras, para verificar se há contaminação 
proveniente do ambiente laboratorial. 
Além das amostras separadas por inspeção visual, o material retido nas 
membranas também foi inspecionado por meio de varreduras para encontrar 
microplásticos não visualizados a olho nu na triagem. Microplásticos foram 
encontrados em todas as placas (Figura 25). 
 
Figura 25 - Varredura nos filtros das amostras. 
 
Apesar da inspeção e triagem visuais, alguns microplásticos ainda 
permaneceram no filtro, sendo encontradas fibras, fragmentos e até microesferas, 
como no caso da amostra RB (Figura 25). Por conta da presença de muito resíduo da 
espuma, de cor amarelada nas imagens, a triagem foi dificultada e, provavelmente, a 
contagem dos microplásticos pode estar subestimada, principalmente no caso da 
amostra do Braço do Bananal (BB) que foi filtrada com muita espuma de coloração 
mais escura e densa. 
A quantidade de microplástico encontrada em cada ponto de coleta, separados 
visualmente, foi somada aos encontrados com o auxílio do microscópio. Para o cálculo 
da concentração (em itens por m3) levou-se em consideração os volumes calculados 
usando tanto o fluxômetro mecânico, quanto o aplicativo Geo tracker (Tabela 6) 
 
 
42 
Tabela 7 - Concentração de microplásticos nas amostras. 
Ponto de coleta Quantidade de 
microplásticos 
Concentração 
Fluxômetro (itens/m3) 
Concentração Geo 
Tracker (itens/m3) 
BB 91 0,74 1,46 
RB 165 1,73 3,67 
LD 159 1,99 4,15 
TB2 66 0,59 1,42 
TB1 112 1,09 2,56 
 
Apesar das diferenças dos volumes encontrados com os dados obtidos pelo 
fluxômetro manual e o Geo Tracker o padrão observado nas concentrações 
encontradas é o mesmo nos dois casos, sendo a maior concentração encontrada na 
amostra LD e a menor concentração na amostra TB2. 
Mesmo que os valores mostrados na Tabela 7 não representem com exatidão 
as verdadeiras concentrações dos microplásticos nas amostras, em função dos 
problemas enfrentados durante a digestão da matéria orgânica, as concentrações 
encontram-se dentro de uma faixa de grandeza similar às encontradas no Brasil, na 
Baía de Guanabara – Rio de Janeiro foi encontrada uma faixa de concentração de 0,6 
a 11 microplásticos m-3 (Montagner et al. 2021), e em ambientes lênticos no mundo, 
como no caso dos Lago di Chiusi e Lago Bolsena na Itália onde foi encontrada uma 
concentração de 2,5 partículas por m3 (Li et al. 2020). 
6 DESAFIOS E APRENDIZADOS 
6.1 Fluxômetro 
Ao serem realizados os testes e a calibração do fluxômetro no canal, foram 
percebidos alguns problemas como a entrada de água no fluxômetro, o que também 
ocorreu durante os testes iniciais e as coletas no Lago. De acordo com o protocolo do 
INCTAA, para amostragem com rede, a velocidade deve ser entre 2 a 3 km/h. Mesmo 
que a velocidade mínima encontrada com o teste empregando o micromolinete tenha 
indicado a velocidade mínima de 2,57 km/h, o comportamento da hélice em campo foi 
considerado melhor para velocidades de cerca de 3,25 km/h, ou seja, acima da 
velocidade sugerida pelo método. 
Ao serem observadas outras hélices, como as do micromolinete utilizado na 
calibração, foi observado que, possivelmente, as hélices do fluxômetro não foram 
construídas da forma mais eficiente, podendo ser testadas de forma contrária, com a 
parte interna sendo colocada para fora (Figura 26). Dessa forma, acredita-se que o 
43 
fluido empurrará as hélices de forma mais eficiente sem precisar de velocidades tão 
altas. Outra sugestão seria a construção de um corpo que sustenta as hélices menor 
e mais leve, de modo que os giros possam ser contínuos sob velocidades menores, 
mais próximas de 2 km/h. 
 
 
Figura 26 - Sugestão de alteração nas hélices do fluxômetro. 
 
Considerando os dados usados para construção da curva de calibração, o 
maior desafio enfrentado foi testar velocidades mais altas, sem diminuir a altura do 
leito no canal, de modo que o fluxômetro ficasse completamente submerso. Com isso, 
foi possível obter apenas três pontos para curva de calibração. Por este motivo, foi 
decidido utilizar os dados do aplicativo Geo Tracker em detrimento aos obtidos pelo 
fluxômetro. Para trabalhos futuros os testes poderiam ser feitos diretamente no lago 
com o auxílio de um bote ou barco motorizado, a fim de conseguir alcançar diferentes 
velocidades nas quais as hélices do fluxômetro girem de forma contínua, para então 
ser construída uma melhor curva de calibração, com mais pontos, sendo os dados 
obtidos pelo fluxômetro mais fidedignos. 
6.2 Amostragem 
Durante a amostragem a movimentação da água, como ondas e correntezas, 
pode deixar a submersão da rede inconstante impossibilitando a entrada de água na 
rede (Montagner et al. 2021), isso pode implicar em uma possível imprecisão do 
44 
volume que é calculado posteriormente. Além disso, podem existir algumas incertezas 
na marcação da velocidade média em movimento do próprio aplicativo utilizado o que 
também causaria um erro no volume total de água filtrada calculado. 
Na coleta é importante que a velocidade seja mantida em valores mais baixos 
e que as curvas sejam feitas vagarosamente evitando assim a formação de ondas 
pela própria embarcação a fim de evitar incertezas nos cálculos futuros. 
A fim de evitar possíveis incertezas do aplicativo utilizado, uma alternativa 
poderia ser o uso de um velocímetro digital na embarcação que marcasse mais 
fielmente a velocidade durante a amostragem ou a utilização de dois aplicativos 
diferentes simultaneamente a fim de que fosse possível fazer uma média das 
velocidades marcadas nas duas plataformas. 
6.3 Preparo de amostra 
A maior dificuldade enfrentada neste trabalho foi na etapa do preparo das 
amostras, especialmente durante a digestão da matéria orgânica e notadamente nas 
amostras BB e RB coletadas próximas às ETEs. O excesso de matéria orgânica 
atrapalhou análises posteriores visto que a espuma remanescente atrapalhou a 
triagem e consequente contagem dos MPs encontrados. Esta espuma pode ser um 
produto residual orgânico, ou mesmo um material orgânico/inorgânico floculado nas 
amostras em virtude da formação de hidróxido de ferro coloidal. 
A fim de resolver este problema em estudos futuros algumas estratégias podem 
ser aplicadas. Uma primeira alternativa seria reduzir o tempo de amostragem de 10 
para cinco minutos, de forma que a amostra final tenha metade da concentração de 
resíduos orgânicos. 
Outra sugestão, seria alternar as etapas de preparo das amostras. Eriksen et 
al. (2013) e Teotônio (2020) iniciam o processo de preparo da amostra pela separação 
por densidade, levando à separação inicial do sobrenadante contendo os 
microplásticos. A digestão é a etapa seguinte e poderia ser mais eficiente visto que a 
quantidade de matéria orgânica poderia ser menor já que grande parte seria eliminado 
como um material presente no fundo do sistema de separação. Este procedimento 
poderia promover a obtenção de uma amostra “mais limpa” para os pontos BB e RB, 
já que ambos apresentaram muito material de maior densidade, como pode ser visto 
na Figura 13. 
45 
Outro problema enfrentado foi o grandetempo de exposição dos MPs a 
temperaturas altas durante o processo da digestão, podendo assim degradar e até 
mesmo dissolver partículas menores. Neste sentido, outra alternativa possível seria 
reduzir o volume inicial da amostra que passa pela peneira de aço, por meio do uso 
da estufa de circulação sob temperatura mais amena, cerca de 30-35 oC. Além disso, 
a mudança de temperatura e do tempo de duração desta etapa, como proposto por 
Yan et al. (2020), que realizaram a reação de Fenton por aproximadamente cinco 
horas a 40°C. 
Existem também outros métodos que podem ser utilizados para digestão da 
matéria orgânica, como a digestão ácida com ácido clorídrico (HCl) (Eriksen et al. 
2013; Hurley et al. 2018) e ácido nítrico (HNO3) que, embora eficientes, podem 
degradar e derreter as partículas microplásticas (Hurley et al. 2018). 
Por fim, um terceiro ponto observado foi a falta de informações mais 
detalhadas, tanto no protocolo do INCTAA, quanto no disponibilizado pelo NOAA 
(Masura et al. 2015). No caso do protocolo do INCTAA, por exemplo, faltam várias 
informações importantes, como a quantidade de peróxido de hidrogênio e da solução 
de Fe (II) que devem ser adicionadas considerando a existência de um volume 
residual de água após a transferência das amostras retidas nas peneiras. 
7 CONCLUSÃO 
Verificou-se a presença de microplásticos em todas as amostras coletadas no 
Lago Paranoá, sendo a maior parte classificada como fibras, provavelmente 
provenientes de processos associados à lavagem de roupas. A maior concentração 
de microplásticos encontrados foi no ponto LD próximo à barragem do Lago Paranoá, 
seguido do ponto RB, próximo a ETE sul, o que pode indicar a falta de tecnologias 
nas estações de tratamento de esgoto que possam impedir a passagem de 
microplásticos nos efluentes tratados que são lançados no Lago. Além disso, redes 
de drenagem das áreas centrais de Brasília tem como destino o Lago Paranoá sendo 
uma outra possível fonte de fragmentos plásticos. 
É importante para trabalhos futuros a revisão do método recomendado pelo 
INCTAA, visto às dificuldades enfrentadas no presente trabalho, a fim de trazer 
mudanças nos tempos de reação e temperatura durante a degradação da matéria 
orgânica ou até mesmo na alteração da ordem dos processos, Reação de Fenton e 
46 
separação por densidade, assim como alterar a estrutura do fluxômetro manual a fim 
de ser possível utilizá-lo com para leitos com vazões menores. 
É importante para estudos futuros, conhecer as fontes dos microplásticos no 
Lago Paranoá, assim como aprimorar as metodologias existentes para coleta e 
preparo da amostra a fim de se obter resultados que possam auxiliar até mesmo na 
criação de políticas públicas que visam a diminuição do consumo de plástico e o 
melhor tratamento de descartes nas possíveis fontes dos microplásticos neste 
ambiente lêntico. 
 
8 REFERÊNCIAS 
ABIPLAST (2015) Perfil 2015 da Indústria Brasileira de Transformação de Material Plástico. 
Perf 2015 33 
Amorim AM, Sodré FF, Rousseau TCC, Maia PD (2019) Assessing rare-earth elements and 
anthropogenic gadolinium in water samples from an urban artificial lake and its 
tributaries in the Brazilian Federal District. Microchem J 148:27–34 . 
https://doi.org/10.1016/j.microc.2019.04.055 
ANA AN de Á Monitoramento da qualidade da água em rios e reservatórios - UNIDADE 2 
BASES CONCEITUAIS PARA MONITORAMENTO DE ÁGUAS CONTINENTAIS. 
Andrady AL (2011) Microplastics in the marine environment. Mar Pollut Bull 62:1596–1605 . 
https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2011.05.030 
Barboza LGA, Gimenez BCG (2015) Microplastics in the marine environment: Current trends 
and future perspectives. Mar Pollut Bull 97:5–12 . 
https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2015.06.008 
Bertoldi C, Lara LZ, Mizushima FA d. L, Martins FCG, Battisti MA, Hinrichs R, Fernandes AN 
(2021) First evidence of microplastic contamination in the freshwater of Lake Guaíba, 
Porto Alegre, Brazil. Sci Total Environ 759:143503 . 
https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.143503 
Canela MC, Jardim WF, Sodré FF, Grassi MT (2014) Cafeína em águas de abastecimento 
público no Brasil - Instituto Nacional de Ciências e Tecnologias Analíticas Avançadas 
INCTAA. Editora Cubo, São Carlos 
Carpenter EJ, Smith KLJ (1972) Plastics on the Sargasso Sea Surface. Science (80- ) 
175:1240–1241 . https://doi.org/10.1126/science.175.4027.1240 
Coelho BZ (2011) AVALIAÇÃO DE TÉCNICAS E MÉTODOS DE HIDROMETRIA NA 
ESTAÇÃO FLUVIOMÉTRICA SÃO LUDGERO , SC 
Derraik JGB (2002) The pollution of the marine environment by plastic debris: A review. Mar 
Pollut Bull 44:842–852 . https://doi.org/10.1016/S0025-326X(02)00220-5 
Eerkes-Medrano D, Thompson RC, Aldridge DC (2015) Microplastics in freshwater systems: 
A review of the emerging threats, identification of knowledge gaps and prioritisation of 
research needs. Water Res 75:63–82 . 
https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.watres.2015.02.012 
Eriksen M, Mason S, Wilson S, Box C, Zellers A, Edwards W, Farley H, Amato S (2013) 
Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut 
Bull 77:177–182 . https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2013.10.007 
GESAMP G of E on the SA of MEP (2015) SOURCES, FATE AND EFFECTS OF 
MICROPLASTICS IN THE MARINE ENVIRONMENT: A GLOBAL ASSESSMENT. 96 
Geyer R, Jambeck JR, Law KL (2017) Production, use, and fate of all plastics ever made. Sci 
Adv 3:25–29 . https://doi.org/10.1126/sciadv.1700782 
47 
Google (2021) Google Earth. https://www.google.com.br/intl/pt-BR/earth/ 
Hurley RR, Lusher AL, Olsen M, Nizzetto L (2018) Validation of a Method for Extracting 
Microplastics from Complex, Organic-Rich, Environmental Matrices. Environ Sci 
Technol 52:7409–7417 . https://doi.org/10.1021/acs.est.8b01517 
Kukkola A, Krause S, Lynch I, Sambrook Smith GH, Nel H (2021) Nano and microplastic 
interactions with freshwater biota – Current knowledge, challenges and future solutions. 
Environ Int 152:106504 . https://doi.org/10.1016/j.envint.2021.106504 
Li C, Busquets R, Campos LC (2020) Assessment of microplastics in freshwater systems: A 
review. Sci Total Environ 707:135578 . https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2019.135578 
Lucio FT, Magnoni DM, Vicentini VEP, Conte H (2020) Disponibilidade e influência dos 
microplásticos nos seres vivos e ambiente: Uma revisão. Conex Ciência 12:121575 . 
https://doi.org/10.24862/cco.v14i1.908 
Machado KC, Grassi MT, Vidal C, Pescara IC, Jardim WF, Fernandes AN, Sodré FF, 
Almeida F V, Santana JS, Canela MC, Canela MC, Nunes CRO, Bichinho KM, Severo 
FJR (2016) A preliminary nationwide survey of the presence of emerging contaminants 
in drinking and source waters in Brazil. Sci Total Environ 572:138–146 . 
https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2016.07.210 
Masura J, Baker J, Foster G, Courtney A (2015) Laboratory Methods for the Analysis of 
Microplastics in the Marine Environment : Recommendations for quantifying synthetic 
particles in waters and sediments. NOAA Mar Debris Progr 39 
Montagner C, Dias M, Paiva E, Vidal C (2021) Microplásticos: Ocorrência Ambiental E 
Desafios Analíticos. Quim Nova X:1–25 . https://doi.org/10.21577/0100-4042.20170791 
Nogueira RFP, Trovó AG, da Silva MRA, Villa RD (2007) FUNDAMENTOS E APLICAÇÕES 
AMBIENTAIS DOS PROCESSOS FENTON E FOTO-FENTON. Quim Nova 30:400–
408 . https://doi.org/10.1590/s0100-40422007000200030 
Olivatto GP (2017) Estudo sobre Microplásticos em águas superficiais na porção oeste da 
Baía de Guanabara. 1–155 
Olivatto GP, Carreira R, Tornisielo VL, Montagner CC (2018) Microplastics: Contaminants of 
global concern in the Anthropocene. Rev Virtual Quim 10:1968–1989 . 
https://doi.org/10.21577/1984-6835.20180125 
Pereira FC, Turra A (2014) Microplásticos no ambiente marinho: mapeamento de fontes e 
identificação de mecanismos de gestão para minimização da perda de pellets plásticos. 
Diss apresentada ao Inst Ocean da Univ São Paulo, como partedos requisitos para 
obtenção do título Mestre em Ciências, área Oceanogr 144 
Spinacé MA da S, De Paoli MA (2005) A tecnologia da reciclagem de polímeros. Quim Nova 
28:65–72 . https://doi.org/10.1590/s0100-40422005000100014 
Teotônio MHR (2020) Presença De Microplásticos Em Água De Torneira No Plano Piloto 
Uma Região Administrativa De Brasília. 1–19 
Thompson RC, Ylva O, Mitchell RP, Davis A, Rowland SJ, John AWG, McGonigle D, Russell 
AE (2004) Lost at Sea: Where Is All the Plastic? Science (80- ) 304:838 . 
https://doi.org/10.1126/science.1094559 
Tourinho PS, Kočí V, Loureiro S, van Gestel CAM (2019) Partitioning of chemical 
contaminants to microplastics: Sorption mechanisms, environmental distribution and 
effects on toxicity and bioaccumulation. Environ Pollut 252:1246–1256 . 
https://doi.org/10.1016/j.envpol.2019.06.030 
Yan Z, Zhao H, Zhao Y, Zhu Q, Qiao R, Ren H, Zhang Y (2020) An efficient method for 
extracting microplastics from feces of different species. J Hazard Mater 384:8 . 
https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2019.121489