Parasitologia - Colheita e Conservação de Amostras e Métodos de Concentração para Exame Parasitológico de Fezes

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SISTEMA DE ENSINO
PARASITOLOGIA
Colheita e Conservação de Amostras e 
Métodos de Concentração para Exame 
Parasitológico de Fezes
Livro Eletrônico
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Colheita e Conservação de Amostras e Métodos de Concentração para Exame 
Parasitológico de Fezes
PARASITOLOGIA
Pollyana Lyra
Sumário
Apresentação .....................................................................................................................................................................3
Colheita e Conservação de Amostras e Métodos de Concentração para Exame 
Parasitológico de Fezes ...............................................................................................................................................4
1. Aspectos gerais ............................................................................................................................................................4
1.1. Coleta e Métodos de Coloração para o Exame Parasitológico ......................................................7
1.2. Métodos de Concentração para Exame Parasitológico de Fezes: Faust, Hoffman, 
Baerman, Ritchie, Stoll, Graham ...........................................................................................................................13
1.3. Métodos de Enriquecimento Qualitativos e Quantitativos ..........................................................16
Questões de Concurso ...............................................................................................................................................23
Gabarito ...............................................................................................................................................................................31
Gabarito Comentado ...................................................................................................................................................32
Referências .......................................................................................................................................................................44
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ApresentAção
Oi! Tudo bem? Eu sou a Professora Pollyana Lyra e estudo com você conhecimentos espe-
cíficos da área de Análises Clínicas.
Vamos lá! Hoje vamos iniciar o curso de Parasitologia, disciplina importantíssima tanto 
em provas de concurso quanto na vida prática. Não existe prova de Analista de Laboratório ou 
técnico sem questões desse conteúdo. Por isso, motive-se e vamos começar!
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Parasitológico de Fezes
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COLHEITA E CONSERVAÇÃO DE AMOSTRAS E 
MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO PARA EXAME 
PARASITOLÓGICO DE FEZES
1. Aspectos gerAis
A primeira informação que deve estar clara em nossa mente durante um exame clínico é o 
seu objetivo, ou seja, para que serve esse exame. O exame parasitológico, como o nome prevê, 
é uma análise de amostras biológicas (sangue, fezes etc.) de indivíduos, na busca de parasi-
tas. Os principais de interesse clínico são protozoários e helmintos.
Vamos entender a ordem lógica dos exames envolvidos, assim, ficará fácil entender o con-
teúdo cobrado no edital.
Observe que para uma análise completa, precisamos avaliar aspectos microscópicos e 
macroscópicos, e cada análise dessa possui uma implicação clínica específica. Dentro da Aná-
lise Microscópica (que é o maior volume de conteúdo desta aula), são utilizados diferentes 
métodos para que a amostra seja analisada. Esses métodos são apropriados a cada parasito 
que será pesquisado na amostra sob observação em lâmina no microscópio. Já na análise 
macroscópica, serão observados aspectos a olho nu.
Antes de entrar nos métodos, precisamos compreender alguns conceitos que são impor-
tantes para o entendimento na parasitologia clínica.
• Agente Etiológico: é o agente causador ou o responsável pela origem da doença. Pode 
ser vírus, bactéria, fungo, protozoário, helminto.
• Agente Infeccioso: é o parasito, sobretudo, micro parasitos (bactérias, fungos, protozoá-
rios, vírus etc.), inclusive helmintos, capazes de produzir infecção ou doença infecciosa 
(OMS, 1973).
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• Doença Metaxênica: ocorre quando parte do ciclo de vida de um parasito se realiza no 
vetor; isto é, o vetor não só transporta o agente, mas é um elemento obrigatório para 
maturação e/ ou multiplicação do agente. Por exemplo, na malária, tem-se o mosquito 
como vetor; e na esquistossomose, tem-se a cercária como vetor.
• Endemia: é a prevalência usual de determinada doença com relação à área. Normal-
mente, considera-se como endêmica a doença cuja incidência permanece constante 
por vários anos, dando uma ideia de equilíbrio entre a doença e a população, ou seja, é o 
número esperado de casos de um evento em determinada época. Por exemplo, a gripe, 
em que já se é esperado que no inverno 25% da população esteja gripada.
• Epidemia ou Surto Epidêmico: é a ocorrência, numa coletividade ou região, de casos que 
ultrapassam nitidamente a incidência normalmente esperada de uma doença, derivada 
de uma fonte comum de infecção ou propagação. Quando do aparecimento de um único 
caso em área indene de uma doença transmissível (por exemplo, esquistossomose em 
Curitiba), podemos considerá-lo como uma epidemia em potencial, da mesma forma 
que o aparecimento de um único caso em que havia muito tempo determinada doença 
não se registrava (por exemplo, varíola em Belo Horizonte).
• Epidemiologia: é o estudo da distribuição e dos fatores determinantes da frequência de uma 
doença (ou outro evento). Isto é, a epidemiologia trata de dois aspectos fundamentais: a dis-
tribuição (idade, sexo, raça, geografia etc.) e os fatores determinantes da frequência (tipo de 
patógeno, meios de transmissão etc.) de uma doença. Por exemplo: na epidemiologia da 
esquistossomose, no Brasil, devem ser estudados idade, sexo, raça, distribuição geográfica, 
criadouros peridomiciliares, suscetibilidade do molusco, hábitos da população etc.
• Hospedeiro Definitivo: é o que apresenta o parasito em fase de maturidade ou em fase 
de atividade sexual.
• Hospedeiro Intermediário: é aquele que apresenta o parasito em fase larvária ou assexuada.
• Hospedeiro Paratênico: é o hospedeiro intermediário, no qual o parasito não sofre desen-
volvimento, mas permanece encistado até que o hospedeiro definitivo o ingira. Exemplo: 
Hymenolepis nana em coleópteros.
• Parasitemia: reflete a carga parasitária no sangue do hospedeiro. Por exemplo: camun-
dongos X apresentam 2000 tripanossomas por cm³ de sangue.
• Parasitismo: é a associação entre seres vivos, emque existe unilateralidade de benefí-
cios, sendo um dos associados prejudicados pela associação. Desse modo, o parasito 
é o agressor, o hospedeiro é o que alberga o parasito.
• Endoparasito: o que vive dentro do corpo do hospedeiro. Por exemplo: Ancylostoma duo-
denale. Pode ser ectoparasito o que vive externamente ao corpo do hospedeiro, como 
Pediculus humanus (piolho); ou ainda hiperparasito, aquele que parasita outro parasito, 
como E. histolytica, sendo parasitado por fungos (Sphoerita endogena) ou mesmo por 
cocobacilos; além do endoparasito, que vive dentro do corpo do hospedeiro, como An-
cylostoma duodenale.
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• Parasito Facultativo: é o que pode viver parasitando, ou não, um hospedeiro (neste caso, 
é chamado “vida livre”). Por exemplo: larvas de moscas Sarcophagidae, que podem de-
senvolver-se em feridas necrosadas ou em matéria orgânica (esterco) em decomposição.
• Parasito Heteroxênico: é o que possui hospedeiro definitivo e intermediário. Por exem-
plo: Trypanosoma cruzi, S. mansoni.
• Parasito Monoxênico: é o que possui apenas o hospedeiro definitivo. Por exemplo: Ente-
robius vermicularis, A. lumbricoides.
• Parasito Obrigatório: é aquele incapaz de viver fora do hospedeiro. Por exemplo: Toxo-
plasma gondii, Plasmodium, S. mansoni etc.
• Período de Incubação: é o período decorrente entre o tempo de infecção e o apareci-
mento dos primeiros sintomas clínicos. Por exemplo: esquistossomose mansoni-pene-
tração de cercária até o aparecimento da dermatite cercáriana (24 horas).
• Período Pré-Patente é o período que decorre entre a infecção e o aparecimento das pri-
meiras formas detectáveis do agente infeccioso. Por exemplo, esquistossomose man-
soni-período entre a penetração da cercária até o aparecimento de ovos nas fezes (for-
mas detectáveis), aproximadamente 43 dias.
• Reservatório: são o homem, os animais, as plantas, o solo e qualquer matéria orgânica 
inanimada onde vive e se multiplica um agente infecioso, sendo vital para este a presen-
ça de tais reservatórios, e sendo possível a transmissão para outros hospedeiros (OMS).
• Vetor: é um artrópode, molusco ou outro veículo que transmite o parasito entre dois 
hospedeiros.
• Vetor Biológico: é quando o parasito se multiplica ou se desenvolve no vetor. Por exem-
plo: o S. mansoni, o Biomphalaria glabrata.
• Vetor Mecânico: ocorre quando o parasito não se multiplica nem se desenvolve no vetor, 
este simplesmente serve de transporte.
• Zoonoses: são doenças e infecções que são naturalmente transmitidas entre animais 
vertebrados e os humanos. Atualmente, são conhecidas cerca de 100 zoonoses. Por 
exemplo: doença de Chagas, toxoplasmose, raiva, brucelose.
Esses conceitos são relevantes não apenas para a compreensão desta aula, mas para todo 
o contexto de parasitologia, e alcança inclusive aspectos mais gerais, como epidemiologia!
São conceitos que incluí na aula porque podem aparecer nas provas isoladamente ou con-
textualizados em questões de parasitologia.
Falando em parasitologia, vamos entender agora o que é o parasitismo.
A relação de parasitismo ocorre quando um organismo vivo (parasita) vive e depende de 
outro organismo (hospedeiro), sendo que apenas o parasita recebe os benefícios, causando 
uma doença em seu hospedeiro. Raramente o parasita causa morte em seu hospedeiro natu-
ral, mas pode ser letal em outro tipo de hospedeiro.
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Esse sistema tende a um equilíbrio, mas é dependente do meio ambiente em que se está situa-
do, das condições imunológicas do hospedeiro, da concentração populacional, das condições higi-
ênicas e alimentares. Por exemplo, a esquistossomose se instala nas valas de irrigações, arrozais, 
plantação de hortas em loteamentos sem o devido tratamento de esgotos ou distribuição de água.
Portanto, para existir doença parasitária, há necessidade de alguns fatores:
INERENTES AO PARASITO INERENTES AO HOSPEDEIRO
número de exemplares, tamanho, localização, 
virulência, metabolismo etc.
idade, nutrição, nível de resposta imune, 
intercorrência de outras doenças, hábitos, uso 
de medicamentos etc.
As principais portas de entrada do parasito são:
• contaminação direta no ambiente;
• inoculação por insetos transmissores;
• inoculação por objetos;
• contato pessoa a pessoa;
• contaminação por alimento e água.
E quais as possíveis ações do parasito ao hospedeiro?
Pode ser uma ação traumática, que é quando há penetração por larvas de helmintos na 
pele no hospedeiro, sendo possível também penetração do verme adulto e protozoários. Então, 
tem-se uma migração cutânea e pulmonar por larvas de Ancylostoma, que também podem pro-
vocar úlceras intestinais, e o rompimento das hemácias pelos Plasmodium.
Por ação mecânica, podendo ser uma obstrução ou compressão dos tecidos dos hospe-
deiros, como a obstrução do duodeno pela Giardia lamblia ou pelo Ascaris lumbricoides.
Na ação tóxica e imunológica, há a liberação de substâncias tóxicas ou que conduzem a 
hipersensibilidades alérgicas.
Por fim, há ações hematológicas, por exemplo, quando há o consumo por parte do parasita 
das hemoglobinas, produzindo anemia, causada pelo Plasmodium, ou infecções maciças de 
Ancylostoma.
Agora vamos avançar iniciando os estudos dos procedimentos pré-analíticos envolvidos 
na parasitologia. Começaremos pela coleta de amostras para os exames. Podemos conside-
rar, principalmente, dois tipos de amostras: sangue ou fezes.
1.1. coletA e Métodos de colorAção pArA o exAMe pArAsitológico
Para o Exame Parasitológico de Fezes, é necessária uma pré-coleta de qualidade para que 
os parasitos possam ser encontrados no material.
A orientação ao paciente é de extrema importância: utilizar um recipiente limpo e seco, de 
boca larga e bem identificado faz com que o exame seja bem-sucedido.
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De forma suscinta, nas fezes, a amostra (20 a 30g) pode ser obtida de forma convencional 
(evacuação espontânea), no coletor universal fornecido pelos laboratórios, ou para análises 
específicas (pesquisa de ovos de Taenia e E. vermiculares), utilizando espátula de madeira 
ou tubo de ensaio com fita adesiva (o nome da técnica é Graham, e é interessante memorizar 
porque costuma aparecer em prova), ou ainda por Swab anal.
Como as amostras nem sempre são prontamente processadas, devido às demandas cada 
vez mais crescentes dos laboratórios, torna-se necessário que sejam conservadas até que 
possam ser analisadas, sem que se perca a qualidade. Nesse caso, quando a coleta não for 
feita usando conservadores, eles devem ser transportados imediatamentepara o laboratório.
Os conservadores mais utilizados são:
Conservantes Comentários
Formol 10%
conserva por mais de um mês os ovos ou larvas de helmintos e os 
cistos e oocistos dos protozoários
MIF
significa Mertiolato (ou mercurocromo), Iodo e Formol; este, além 
de utilizar o formol para conservação das amostras, também utiliza 
o iodo, que cora as formas parasitárias.
SAF
são as iniciais dos componentes de um fixador usado para 
conservar cistos e trofozoítos, sendo útil para fezes formadas ou 
diarréicas. Por essa característica substituiu o fixador de Schaudinn 
(bicloreto de mercúrio), que é extremamente tóxico, na coleta 
das fezes para a execução do método da hematoxilina férrica, no 
diagnóstico de amebas e Giárdia.
Após a coleta, ainda na fase de preparo de amostras, é necessário que as estruturas do 
microrganismo se diferenciem dos artefatos e, por isso, são utilizados corantes antes da sua 
visualização em microscópio. Normalmente, para essa coloração é utilizado o LUGOL, pois ele 
tem a capacidade de corar os cistos dos protozoários e as larvas dos helmintos. Então, obser-
va-se ao microscópio na lente objetiva de 10x e confirma-se na de 40x de aumento.
Agora, abordaremos a coleta de sangue para o exame parasitológico.
1.1.1. Colheita de Sangue para Exame Parasitológico (Gota Espessa e Gota 
Estendida)
A presença dos parasitos no sangue varia conforme seu ciclo evolutivo; por exemplo, na 
Malária, a concentração de plasmódio é maior nos picos febris; já na doença de Chagas, o tri-
panossoma está mais presente no sangue durante os primeiros dias de infecção.
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O exame de Gota espessa aumenta a sensibilidade de diagnóstico dessas patologias. A 
colheita pode ser assim esquematizada:
Tipo Uso de Anticoagulante Local
Sangue Periférico Não
Polpa digital,
lóbulo da orelha
Sangue venoso EDTA Punção venosa
Existem duas formas de dispor o sangue na lâmina para a observação dos parasitos: gota 
espessa e gota estendida.
Na lâmina de gota espessa, os parasitos estão escassos, então são necessárias 3 ou 4 
gotas de sangue próximas, espalhadas de forma circular.
Já na gota estendida, ocorre a distensão de uma única gota sobre a lâmina. Observe a di-
ferença do esfregaço normal da lâmina de gota espessa.
A técnica de gota espessa pode ser feita para pesquisa de Plasmodium ou de microfilárias. 
As técnicas são parecidas, porém o esfregaço para microfilárias exige fixação com metanol 
antes de corar com Giemsa.
De forma bem simples, a técnica de esfregaço em gota espessa é realizada da seguinte 
forma: de 4 a 5 gotas na lâmina; espalhar outra amostra de sangue em outro ponto da lâmina; 
deixar secar e mergulhar em água destilada em 10 minutos, para que ocorra desemoglobiniza-
ção; fixar com metanol por 2 minutos; corar com Giemsa.
Em relação aos corantes, o mais utilizado é o Giemsa, porém existe também o Leishman 
(azul de metileno e eosina), que é um corante produzido industrialmente e que já tem em sua 
formulação o álcool metílico, logo, elimina a etapa de fixação prévia à coloração, o que o torna 
mais prático. Porém, hoje já existe o corante Panótico, que substitui perfeitamente os dois.
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Conservação de Amostras e Colorações Permanentes
Abaixo temos alguns conservantes utilizados nas amostras e sua ação na pesquisa do parasito.
Conservantes MicrorganismoFixado Observação
FORMOL 10%
Ovos, Cistos, Oocistos,
Larvas
Não usar quando a 
coloração for permanente
MIF (Mercúrio, Iodo, 
Formol)
Fixa Ovos, Cistos, Oocistos, 
Larvas para exame direto e
promove coloração
PVA (Álcool Polivinila)
Aumenta adesão de
fezes líquidas na lâmina
Plástico + Schaudin
Fixador de Schaudin
(bicloreto de mercúrio)
Fezes para execução
de hematoxina férrica
Para coloração 
permanente
SAF (Acetato de Sódio+ 
Ácido acético +Formalina)
Cistos e trofozoitos (substitui o 
Schaudin, que é tóxico)
Refrigeração Geral -
Sobre coloração permanente: a identificação dos oocistos tornou-se mais fácil com o uso 
de técnicas de coloração permanente, principalmente pela coloração por hematoxilina férrica.
Mas qual é a vantagem de utilizar uma coloração permanente? A principal delas é o fato de que 
ela dispensa o gasto do laboratório com a montagem de uma técnica de coloração específica.
As colorações permanentes são usadas para a identificação de trofozoítas, ocasionalmente de 
cistos, e para a confirmação das espécies. Pequenos protozoários são frequentemente observados 
nos esfregaços corados, entretanto, esses organismos são facilmente omitidos quando é usado 
somente o exame direto ou técnicas de concentração. Por esta razão, esfregaços corados são re-
comendados para cada amostra fecal enviada ao laboratório para exame parasitológico de rotina.
A maioria dos métodos de coloração deriva da hematoxilina. A mais satisfatória e a mais co-
mum coloração permanente empregada para o estudo dos protozoários intestinais é o método lon-
go da hematoxilina férrica. Várias modificações desse procedimento foram desenvolvidas, como 
hematoxilina- tergitol; hematoxilina férrica-ácido fosfotúngstico e hematoxilina-ácido clorídrico.
Hematoxilina Férrica
Pessoal, atenção para esse método de coloração que vamos ver agora. Trata-se de um 
processo de centrifugação de fezes seguida por coloração específica na busca de trofozoítos 
e cistos de Giardia e amebas.
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Essa técnica utiliza quatro reagentes, a saber: Schaudinn, alúmen de ferro, hematoxilina e álcool 
salicilato. Os pormenores da técnica, em geral, não são objeto de questões de prova. O que mais é 
cobrado é sua finalidade, então não se esqueça: TROFOZOÍTOS E CISTOS DE AMEBAS E GIARDIA!
É um método de coloração permanente de parasitos.
Vejamos em detalhes...
1.1.2. Coleta de Sangue
Há doenças parasitárias que apresentam formas e estágios no sangue circulante, como mi-
crofilárias, malária, babesiose e Doença de Chagas. Ao serem coletadas, as amostras podem ser 
fixadas ou coradas a partir de esfregaços delgados ou esfregaços espessos. Os locais mais pro-
pícios à colheita são a polpa digital e o lóbulo da orelha. Vamos entender alguns tipos de coletas.
Direto
Esse é o método de visualização direta do parasito, que consiste em pegar uma gota de 
sangue, concentrá-la no centro da lâmina, colocar a lamínula e fazer a observação no micros-
cópio. Conforme dito anteriormente, é possível, nesse método, observar as formas vivas dos 
parasitos movimentando-se.
Esfregaços
Como vimos, existem dois tipos de esfregaços: esfregaço delgado e esfregaço em camada 
espessa.O primeiro é usado para identificar as formas e a espécie dos parasitos, já o segundo 
é utilizado para o diagnóstico epidemiológico. No caso do último, há uma economia de tempo 
significativa, mas a sua identificação específica é dificultosa.
Figura 1: Esfregaço delgado (a), (b), (c). Gota espessa (a) e (b) (NEVES, 2005).
Vamos entender como fazê-los:
Em camada delgada:
• colocar uma gota de sangue na extremidade direita de uma lâmina (esta deve estar 
apoiada sobre a mesa);
• colocar outra lâmina, segurar por cima com a mão direita e, com uma inclinação de 45º, 
encostar adiante da gota; deixá-la se espalhar pela superfície de contato das duas lâminas;
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• puxar a gota espalhada até o fim da lâmina; secar por agitação vigorosa imediatamente 
(se não secar rápido, haverá hemólise das hemácias);
• corar pelo Giemsa ou Leishman, conforme indicado adiante.
Figura 2 – Esfregaço Delgado. Fonte: Scribd.
Gota espessa
• Colocar 5 mm³ de sangue na lâmina.
• Com o canto de outra, espalhar essa gota numa área de 1 cm².
• Deixar secar ao ar durante 6 a 36 horas; entre 6 e 36 horas (não ultrapassar esse perío-
do), corar pelo Giemsa (uma gota de solução-estoque por ml de solução-tampão).
• Deixar em repouso por 30 minutos; lavar e examinar.
• Caso o esfregaço tenha secado por mais de 36 horas, deve-se então proceder assim: 
colocar a lâmina com a gota espessa em uma vasilha com água destilada; deixar em 
repouso por dez minutos.
• Retirar a lâmina cuidadosamente.
• Deixar secar por alguns minutos.
• Fixar pelo álcool metílico (dois minutos) e corar pelo Giemsa (30 minutos).
Corantes
Os corantes mais usados são os derivados do Romanowsky. Destes, os mais comuns 
são o Giemsa e o Leishman. O corante Giemsa utiliza a eosina como o principal corante; já o 
Leishman é uma mistura do azul de metileno e da eosina.
• Giemsa: utiliza-se azur II eosina, azur II, glicerina e álcool metílico. É necessária a fixa-
ção com o álcool metílico, cinco gotas, por dois minutos. Utilizado para Plasmodium sp, 
Trypanossma cruzi, Wuchereria bancrofti.
• Leishman: para esse corante, utiliza-se o azul de metileno e a eosina com álcool metíli-
co. A coloração é feita desta maneira:
− cobrir o esfregaço com seis ou sete gotas de corante;
− deixar agitar (fixar) por 15 segundos, no máximo;
− adicionar de 12 a 14 gotas de solução-tampão;
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− homogeneizar, soprando o corante com a pipeta e deixar em repouso por 20 minutos;
− escorrer o corante e lavar em água corrente;
− deixar secar e examinar ao microscópio.
No corante de Leishman, não é necessária a fixação pelo álcool metílico, sendo o Giemsa 
bem mais utilizado que esse corante.
Agora que as lâminas estão preparadas e coradas, elas devem ser submetidas à análise 
propriamente dita. Para isso, vamos estudar os métodos disponíveis. As análises podem ser 
feitas por meio do exame direto a fresco ou por meio de métodos de concentração.
Vamos começar pelo exame direto a fresco.
O exame consiste em colocar 2 ou 3 gotas de salina 0,85% em uma lâmina; deve-se esfre-
gar com cuidado na pequena porção de fezes e salina. Para a visualização, usa-se o lugol para 
corar os parasitas, em microscopia de 10x e 40x.
Os métodos podem ser qualitativos, que definem a presença ou não do parasita, ou quan-
titativos, que fazem a contagem dos ovos de parasita medindo a intensidade do parasitismo.
1.2. Métodos de concentrAção pArA exAMe pArAsitológico de Fezes: 
FAust, HoFFMAn, BAerMAn, ritcHie, stoll, grAHAM
Vamos lá, muita atenção nessa parte da aula porque eu ousaria dizer que é quase impossí-
vel uma prova de parasitologia ocorrer sem mencionar esse conteúdo...
Ok, mas como esse exame funciona? Por que tantos métodos? Qual é a lógica???
Basicamente, é feita a colheita conforme estudamos agora há pouco, e depois uma “bus-
ca” macroscópica seguida de outra microscópica por parasitos. No caso das fezes, o exame 
macroscópico é feito avaliando-se a amostra a olho nu (consistência, cor, presença de muco, 
sangue etc.), já o microscópico pode ser a observação direta na lâmina (direto à fresco) ou, em 
casos em que o microrganismo exija, lançar mão de técnicas que tornam mais fácil a captura 
e observação dele ao microscópio, que são chamados métodos de enriquecimento (CONCEN-
TRAÇÃO, FLUTUAÇÃO, DIFÁSICOS) e têm a função de melhor evidenciá-los.
A aplicação dos exames muitas vezes é dita em aula e não é valorizada, por isso vou mos-
trar uma questão como exemplo:
001. (IDECAN - FARMACÊUTICO - BIOQUÍMICO - PREF. SIMONÉSIA- MG) O método de con-
centração de Ritchie para exames parasitológicos de fezes é utilizado para:
a) evidenciar ovos leves de helmintos.
b) fixar protozoários intestinais nas formas cíclicas.
c) evidenciar cistos de protozoários e ovos de helmintos.
d) pesquisar larvas de Ancilostomídeos e Strongyloides stercoralis através do hidrotropismo.
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a) Errada. A alternativa traz a informação “ovos leves”, o que nos levaria a pensar em uma téc-
nica de flutuação e não a Ritchie, que é de sedimentação por centrifugação (errada).
b) Errada. A alternativa não condiz com o princípio de nenhuma das técnicas em sua essência.
c) Certa.
d) Errada. A alternativa fala de hidrotropismo, que é característico de Schistossoma mansoni 
pela técnica de Baerman-Moraes e Rugai.
Letra C.
Como vimos na questão acima, foi cobrada a finalidade da técnica de enriquecimento Rit-
chie, por isso é interessante memorizar esse aspecto de todas as técnicas, vamos lá?
Perceba que dependendo da consistência das fezes, a forma do parasito pesquisado 
também varia.
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O edital do concurso traz normalmente alguns métodos descritos, então vamos relembrá-los? 
Coloquei dicas para ajudar na diferenciação dos mesmos, espero que ajude!
DICA
Faust: começa com F, de “flutuação”, e pesquisa ovos leves 
(exemplo: E. vermiculares).
Hoffman: também chamado de Lutz, Pons e Janes ou, ainda, 
sedimentação espontânea, pesquisa ovos, cistos e larvas.
Baerman-Moraes e Rugai: utiliza-se do tropismo por água 
quente do Strongiloides.
Ritchie:também chamado de Blagg, Coprotest. É um méto-
do de concentração por centrifugação. Pesquisa ovos cistos e 
não tanto larvas.
Stoll: baseia-se na diluição de quantidade conhecida de fezes 
e contagem do número de ovos de uma amostra da diluição, 
de maneira a deduzir a intensidade parasitária.
Graham: baseia-se na utilização da fita gomada na apreensão 
de estágios evolutivos de parasitos, localizados na região pe-
rianal. Esses parasitos são obtidos por adesão pelo contato 
com a prega anal do paciente na fita adesiva e transferidos 
diretamente para lâmina para observação. O método é especí-
fico para pesquisa de Taenia e E. vermiculares.
Os métodos de enriquecimento, como já vimos, objetivam evidenciar melhor os parasitos 
nas fezes. Para isso, lançam mão de técnicas que se aproveitam da características do agente 
pesquisado. Por exemplo, para ovos leves, são utilizadas soluções mais densas (como o Sulfa-
to de Zinco e solução salina), para forçar a subida da solução com fezes e, consequentemente, 
a flutuação dos ovos. Outra Técnica que veremos se utiliza do tropismo de microrganismos por 
água morna (Strongiloides).
Vejamos mais um exemplo de questão:
002. (IDECAN - FARMACÊUTICO BIOQUÍMICO - PREF. PANCAS/ES).
Qual o exame parasitológico de fezes que precisa utilizar uma centrífuga?
a) Método de Lutz.
b) Método de Craig.
c) Método de Willis.
d) Método de Faust.
e) Método de Baermam-Moraes.
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O método de Lutz e Willis são, respectivamente, de sedimentação e flutuação de forma es-
pontânea, logo, as alternativas A e C estão erradas. A alternativa B é descabida, já o método de 
Baermam-Moraes se utiliza de tropismo por água morna e também não usa centrífuga (Letra E 
errada). O único que se utiliza de centrífuga entre as alternativas é o método de Faust, em que 
a amostra de fezes é suspensa com sulfato de zinco e a centrifugação força a flutuação dos 
parasitos leves.
Letra D.
1.3. Métodos de enriqueciMento quAlitAtivos e quAntitAtivos
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1.3.1. Sedimentação por centrifugação
Por uma questão de espaço, achei melhor descrever essa técnica separada e não deixar de 
mencionar alguns detalhes importantes. Segue a técnica:
• colher as fezes em líquido conservante MIF;
• homogeneizar e filtrar com gaze;
• transferir 2mL para um tubo de 15mL (para centrifugação);
• adicionar éter sulfúrico (para desengordurar a amostra);
• centrifugar por 1 minuto a 1500 rpm;
• desprezar sobrenadante e completar com salina e/ou lugol;
• colher o sedimento com pipeta e observar.
Muito raramente uma prova cobra o passo a passo da técnica (eu nunca vi), até porque as 
rotações por minuto, os volumes e os pesos de amostras e reagentes podem variar de autor 
para autor. O que você não pode esquecer é o princípio dela, por exemplo: se é 
flutuação, se é sedimentação espontânea ou sedimentação forçada por centrifugação, e claro, 
quais são os agentes pesquisados em cada uma.
Ah, olha só...Toda vez que falo “filtrar em gaze”, me refiro à gaze cirúrgica dobrada em 
quatro, e quando eu falo “observar”, estou falando sobre observação ao microscópio, na 
lente objetiva de 10x seguida pela de 40x.
1.3.2. Métodos de Enriquecimento Quantitativos
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*No método Kato Katz quantitativo, o número de ovos observado multiplicado por 23 cor-
responde ao número de ovos por grama de fezes. Esse método é muito utilizado para identifi-
car Schistossoma Mansoni.
Pessoal, mesmo sabendo todos os métodos de cor e salteado, você pode errar na hora da 
prova por esquecer algum nome usado para a técnica, isso porque alguns métodos são conhe-
cidos por mais de um nome, o que dá espaço para as bancas fazerem trocas e confundirem 
sua cabeça na hora da prova. Por isso, fiz essa tabelinha para esse ponto não ser uma barreira 
na hora de fechar a prova de parasito.
TÉCNICA → OUTROS NOMES
RITCHIE → MIFC, Blagg e cols, Sedimentação por centrifugação
BAERMANN-MORAES Rugai
WILLIS → Flutuação espontânea
FAUST → Centrífugo-flutuação em sulfato de zinco
KATO → Kato Katz e Cols
GRAHAN Fita durex
STOLL → Stoll-Hausheer
Vejamos agora a fundamentação teórica a respeito dos métodos citados anteriormente.
Método de Hoffman, Pons e Janer ou Lutz (sedimentação espontânea)
Esse método permite o encontro de ovos e larvas de helmintos e de alguns cistos de pro-
tozoários. Consiste em uma sedimentação espontânea em água, que combina gravidade e 
sedimentação. A desvantagem desse método é a demora em sua técnica, conforme des-
crito abaixo:
• em um pequeno recipiente, colocar um pouco de água e pequena porção de fezes. Ho-
mogeneizar bem com auxílio de um palito de madeira para obter uma suspensão;
• transferir a suspensão de fezes para um copo cônico contendo água (um pouco menos 
que a metade do copo), tendo o cuidado de passá-la previamente por uma peneira para 
a obtenção de um filtrado de fezes;
• deixar em repouso de 2 a 24 horas;
• com o auxílio de uma cânula, retirar pequena porção do sedimento formado e transferir 
para uma lâmina. Adicionar uma gota de lugol e analisar em microscópio óptico (objeti-
va de 10 e 40x).
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Figura 3 – Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) (NEVES, 2005).
Método de MIFC ou de BLAGG (sedimentação por centrifugação)
Esse método consiste em centrifugação por centrífugo-sedimentação das estruturas para-
sitárias em éter etílico, que pesquisa os ovos e larvas de helmintos e também cistos de proto-
zoários. Esse método utiliza os mesmos princípios do Ritchie, porém não se usa o formaldeído 
e o acetato de etila, sendo usado o MIFC.
Método de Willis
O método pesquisa ovos leves, em especial o de Ancylostoma duodenale, que consiste em 
uma flutuação espontânea, pois alguns ovos flutuam na superfície em uma solução saturada 
de cloreto de sódio com a densidade elevada.
• Colocar de 1 a 2g de fezes em um frasco de Borrel, béquer ou cuba e homogeneizar com 
um pouco de solução saturada de cloreto de sódio, completar o volume até a borda do 
frasco.
• Na borda do frasco, colocar uma lâmina, a qual deverá estar em contato com olíquido.
• Deixar em repouso por 30 minutos.
• Ao fim, corar com lugol e examinar com objetiva 10x.
Método de Faust (centrífugo-flutuação em sulfato de zinco)
É uma centrífugo-flutuação no sulfato de zinco para os cistos e alguns oocistos de proto-
zoários e ovos leves.
O material deve ser examinado imediatamente, pois o contato com a solução de sulfato de 
zinco pode deformar as formas parasitárias, especialmente os cistos de protozoários.
• Diluir de 2 a 3g de fezes em 20 ml de água e homogeneizar.
• Filtrar em gaze dobrada em quatro e transferir para um tubo de Wasserman.
• Centrifugar por um minuto a 2.500 rpm, e depois desprezar o líquido sobrenadante e 
ressuspender o sedimento em água, repetir esse procedimento até que o sobrenadante 
ficar claro.
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• Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o sedimento com uma solução de sul-
fato de zinco a 33%, densidade de 1,18 g/ml.
• Centrifugar novamente por um minuto a 2.500 rpm. Os cistos e os ovos leves presentes 
estarão na superfície do sedimento, e com uma alça de platina recolhê-los e colocá-los 
em uma lâmina junto com uma gota de Lugol e cobrir com lamínula.
Método de Baermann–Moraes
Como fundamento, é a atração das larvas nematelmínticas pela água aquecida, por isso é 
chamado de termo e hidrotropismo positivo das larvas. Esse método é utilizado para concen-
trar nematelmintos, em especial as larvas de Strongyloides stercoralis ou de ancilostomídeos.
A técnica é descrita abaixo.
• Encher o funil com água aquecida a 40-45º C.
• Abrir a pinça de Mohr, deixando escorrer uma pequena quantidade de água para evitar a 
formação de bolhas de ar na haste e no tubo de látex.
• Colocar de 8 a 10 g de fezes sobre gaze dobrada quatro vezes e, se necessário, juntar 
mais água, até que as fezes fiquem submersas.
• Deixar em repouso durante 1 hora.
• Abrir a pinça novamente e coletar parte do líquido em vidro de relógio.
• Deixar em repouso durante alguns minutos, pois desta forma as larvas migrarão para o 
centro do vidro de relógio.
• Examinar este sedimento entre lâmina e lamínula e lugol com aumento de 20x.
• As larvas que saem do material migram para a água quente; por densidade, se depositam 
no fundo do funil.
Figura 4 – Método de Baermann–Moraes. No cálice, há água morna em torno de 40º C, as fezes sobre as gazes 
entram em contato com a água (NEVES, 2005).
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Método de Rugai
É um método semelhante ao Baermann-Moraes para a pesquisa da Strongyloides stercora-
lis, baseado no termo e hidrotropismo positivo.
Vamos verificar a técnica.
• Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gazes, fazendo 
uma pequena “trouxa”.
• Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, em um cálice 
de sedimentação, contendo água aquecida (45ºC), em quantidade suficiente para entrar 
em contato com as fezes.
• Deixar em repouso por uma hora, posteriormente coletar o sedimento no fundo do cáli-
ce, com ajuda de uma pipeta, e transferir para uma lâmina, corar com lugol.
Método de Stoll–Hausheer
É utilizado para fezes liquefeitas, método quantitativo em solução de hidróxido de sódio 0,1 
N, se presta à quantificação de ovos de várias espécies.
Método de Ritchie
O fundamento desse método é a centrífugo-sedimentação em um sistema formol-éter, cuja 
indicação é para estruturas leves ou pesadas, permitindo a detecção de cistos de protozoários, 
ovos e larvas de helmintos, em especial a Giardia lamblia.
A técnica consiste em:
• Colocar 1 ou 2 g de fezes coletadas de todo o bolo em 10 ml de água ou salina 0,85%, 
homogeneizar.
• Filtrar a suspensão através de gaze dobrada 4 vezes e receber o filtrado em tubo cônico 
de centrífuga.
• Centrifugar a amostra a aproximadamente 2500 rpm, por cerca de 2 minutos.
• Repetir estas etapas de homogeneização e centrifugação, descartando o sobrenadante, 
até a obtenção de um sobrenadante límpido.
• Após lavagem, descartar o sobrenadante e acrescentar 5mL de formaldeído, e deixar em 
repouso por 5 minutos.
• Depois, acrescentar 2 mL de acetato de etila e agitar a solução rigorosamente por cerca 
de 30 segundos, a solução deve ser centrifugada por cerca de 2 minutos a aproximada-
mente 2500 rpm.
• Em seguida, no tubo centrifugado, com a formação de quatro fases, três delas de-
vem ser descartadas, sendo mantido apenas o sedimento para visualização em mi-
croscópio. É considerado o teste com a maior eficiência, por deixar o produto ana-
lisado mais límpido.
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Método de Graham
Também é chamado de técnica da fita gomada, em que se pesquisa ovos de Enterobius 
vermiculares ou as proglotes da Taenia na região perianal. Como é altamente prevalente em 
crianças em idade escolar, é recomendado que seja feita pela manhã. Somente a espécie hu-
mana alberga o E. vermicularis; fêmeas eliminam grande quantidade de ovos na região pe-
rianal; os ovos, em poucas horas, se tornam infectantes, podendo atingir os hospedeiros por 
vários mecanismos (direto, indireto, retroinfecção); os ovos podem resistir até três semanas 
em ambiente domésticos, contaminando alimentos e “poeira”.
Método de Kato-Katz
É um método semi-quantitativo, baseado para quantificar a concentração de ovos dos hel-
mintos, em especial o Shistossoma mansoni.
A preparação é feita com verde-malaquita, uma solução que conserva as fezes e ajuda a 
clarificar as formas parasitárias. Cortar o papel celofane semipermeável em pedaços e dei-
xá-los mergulhados na solução verde-malaquita por 24 horas. Assim, teremos a lamínula de 
celofane. Colocar a amostra fecal sobre papel absorvente e comprimir a tela metálica, fazen-
do com que parte passe através da malha. Remover os excessos que passam pela malha e 
transferi-los para o centro do cartão, colocando-os sobre lâmina. Após, remover com cuidado 
o cartão, deixando as fezes em lâmina, cobrir com a lamínula de celofane. Deixar a preparação 
em repouso em temperatura ambiente por 1 a 2 horas e examinar ao microscópio. Cálculo: o 
número de ovos presentes no material fecal (lâmina) multiplicado pelo fator 23 resultará no 
número de ovos por grama de fezes.
Figura 5 – Método de Kato Katz. Fonte: Scribd.
Bom, pessoal, essa foi a nossa primeira aula de parasitologia, entramos no mundo de pes-
quisa de parasitos pelo organismo, vimos as possíveis amostras (sangue e fezes), como é 
feita a coleta, conservação e coloração para cada tipo e, após isso, como é feita a análise 
macroscópica e microscópica, tanto direto a fresco quanto após técnicas de concentração por 
sedimentação, flutuação,e ainda os métodos de coloração. Acho que está mais do que na hora 
de praticar!
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QUESTÕES DE CONCURSO
001. (2021/FARMACÊUTICO/PREFEITURA DE SALESÓPOLIS – SP) Sobre exames parasito-
lógicos, complete a lacuna: O método ________ é utilizado como padrão ouro para o diagnóstico 
da esquistossomose, pelo alto grau de sensibilidade para esse parasita. Basicamente, é um 
método quantitativo, que calcula a quantidade de ovos eliminados pelas fezes.
a) de Willis
b) de Kato-Katz
c) de Faust
d) de Baermann-Moraes
002. (2013/FARMACÊUTICO BIOQUIMICO/CESPE) Em comparação ao método de sedimen-
tação por centrifugação (método de Blagg–MIFC), o método de sedimentação espontânea 
(método de Lutz) é mais vantajoso para o diagnóstico parasitológico, devido à rapidez do pro-
cessamento à nitidez, que permite boa observação da amostra.
003. (2013/FARMACÊUTICO BIOQUÍMICO/CESPE) O diagnóstico da ascaridíase pode ser 
realizado pelo método direto com lugol e pelo método de sedimentação.
004. (2021/MS CONCURSOS/FARMACÊUTICO BIOQUÍMICO) Um dos métodos de concentração 
de fezes é baseado no princípio de hidro e termotropismo, no qual as larvas têm grande avidez à 
água morna e elas migram através do material fecal, até atingir a água. Este método é conhecido 
como Baermann. Assinale a alternativa que indica a espécie de larva pesquisada por este método.
a) Ascaris lumbricoides.
b) Trichuris trichiura.
c) Taenia solium.
d) Strongyloides stercoralis.
005. (2011/PREFEITURA DE MATINHOS) Considere as seguintes afirmativas:
1. Método de Kato, modificado por Katz et al., pode ser utilizado com fezes diarreicas.
2. Cistos de protozoários são visualizados pelo Método de Kato, modificado por Katz et al.
3. O método Stoll-Hausheer é utilizado para ancilostomídeos.
4. A coloração pela hematoxilina férrica (modificada por Correa et al., 1994) conserva as carac-
terísticas morfológicas de trofozoítas de Giardia.
Assinale a alternativa correta.
a) Somente as afirmativas 2 e 4 são verdadeiras.
b) Somente as afirmativas 3 e 4 são verdadeiras.
c) Somente as afirmativas 1, 3 e 4 são verdadeiras.
d) Somente as afirmativas 1, 2 e 3 são verdadeiras
e) As afirmativas 1, 2, 3 e 4 são verdadeiras.
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Parasitológico de Fezes
PARASITOLOGIA
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006. (2006/HEMOPE) Os métodos de concentração de parasitos em fezes envolvem sedi-
mentação, flutuação e migração. Neste sentido, o método de concentração por flutuação que 
permite uma boa concentração de parasitos e que utiliza formalina-éter é chamado:
Método de Faust.
Método de Hoffmann.
Método de Ritchie.
Método de Baermann.
Método de Rugai.
007. (2014/EBSERH/FARMACÊUTICO) O objetivo do exame parasitológico de fezes (EPF) é 
diagnosticar os parasitos intestinais do homem, por meio de pesquisa das diferentes formas 
parasitárias que são eliminadas nas fezes. Com relação aos métodos empregados no EPF, é 
correto afirmar que o princípio do método de
Hoffman, Pons e Janer é baseado na sedimentação por centrifugação, permitindo a evidencia-
ção de cistos e trofozoítos de protozoários e ovos de helmintos.
Willis é baseado na sedimentação espontânea, permitindo a evidenciação de cistos e oocistos 
de protozoários e vermes adultos
Blagg (também conhecido por método de MIFC) é baseado na concentração de larvas de hel-
mintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e ao termotropismo positivos
Baermann-Moraes é baseado na flutuação espontânea, permitindo a evidenciação de 
ovos pesados.
Faust é baseado na centrífugo-flutuação, utilizado para a pesquisa de cistos e alguns oocistos 
de protozoários e, também, de ovos leves.
008. (2020/FUNDEP/FARMACÊUTICO) Em parasitologia clínica, o Método de Baermann-Mo-
raes é empregado para realizar a pesquisa de larvas de:
a) Ancylostomatidae
b) S.mansoni
c) S.stercoralis
d) T.trichiura
009. (2018/FADESP/FARMACÊUTICO) O método de Willis é indicado para identificar ovos de 
helmintos e cistos de protozoários baseados na
a) migração seletiva entre soluções salinas de diferentes temperaturas.
b) sedimentação espontânea em solução salina.
c) flutuação após centrifugação de fezes em solução de sulfato de zinco.
d) flutuação em solução saturada de cloreto de sódio.
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010. (2019/FUNDEP/FARMACÊUTICO) Assinale a alternativa que apresenta o método de exa-
me parasitológico de fezes que apresenta maior sensibilidade para diagnóstico de S. mansoni.
a) Kato-Katz.
b) Baermann-Moraes.
c) Hofmman, Pons e Janer.
d) Wills.
011. O diagnóstico laboratorial feito mediante a realização do exame parasitológico de fezes, 
através do método Baerman‐Morais é, preferencialmente, para identificar qual parasita?
a) Ascaris lumbricoides.
b) Schistosoma mansoni.
c) Enterobius vermicularis.
d) Strongyloides stercoralis.
012. (2010/UFPE/FARMACÊUTICO) Paciente de 45 anos de idade, com queixa de engasgos fre-
quentes, busca socorro médico e tem diagnóstico por imagem de megaesôfago, de causa etiológi-
ca esquistossomótica. Para investigação coproparasitoscópica, o método mais indicado é:
a) método de Graham.
b) método de Kato-Katz.
c) método de Willis.
d) método de Baermann-Moraes.
e) método de Hoffman, Ponz & Janer.
013. (2016/UNIRIO/FARMACÊUTICO) No caso de serem encontrados trofozoítos de amebí-
deos em exame direto de fezes diarreicas, para a mais adequada e abrangente identificação 
possível do(s) agente(s), a seguinte técnica é indicada entre as consideradas parasitológicas 
tradicionais: a identificação de trofozoítos pelo método de
a) Faust e colaboradores
b) Sheater
c) Hematoxilina Férrica
d) Ziehl-Neelsen modificado
e) Kato-Katz
014. (2019/COTEC/FARMACÊUTICO) A figura a seguir mostra formas evolutivas de alguns 
parasitas que acometem o homem. Observe-a.
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Parasitológico de Fezes
PARASITOLOGIA
Pollyana Lyra
Considerando o assunto e a figura acima, analise as alternativas a seguir e assinale a que apre-
senta o método cujo princípio se baseia na sedimentação e é o mais indicado para a detecção 
das formas apresentadas.
a) Faust.
b) Hoffman.
c) Willis.
d) Baermann-Moraes.
015. (2015/UFPE/FARMACÊUTICO) Assinale a alternativa correta relacionada ao exame co-
proparasitoscópico.
a) São corantesempregados na rotina: solução de lugol, solução mertiolato-iodo-formaldeído 
e solução acetato de sódio-ácido acético- formaldeído.
b) O método de Hoffman, Pons & Janer, ou centrífugo-flutuação, destina-se à pesquisa de cis-
tos de protozoários e ovos leves de helmintos.
c) O método de Willis destina-se à pesquisa de cistos de protozoários.
d) O método de Ritchie emprega formol para pesquisa de ovos pesados de helmintos.
e) O método de Graham objetiva a pesquisa de ovos de E. vermicularis.
016. (2014/COTEC/FARMACÊUTICO) Apesar de muito antiga, a malária continua sendo um 
dos principais problemas de saúde no mundo. De acordo com o seu diagnóstico laboratorial, 
assinale a alternativa CORRETA.
a) O diagnóstico da malária é feito pela pesquisa do parasito no sangue tecidual, exclusiva-
mente pelo método da gota espessa.
b) O diagnóstico da malária é feito pela pesquisa do parasito no sangue tecidual, pelo método 
da gota espessa ou pelo esfregaço sanguíneo.
c) O diagnóstico da malária é feito pela pesquisa do parasito no sangue tecidual, exclusiva-
mente pelo esfregaço sanguíneo.
d) O diagnóstico da malária é feito pela pesquisa do parasito no sangue periférico, pelo método 
da gota espessa ou pelo esfregaço sanguíneo.
017. (2014/UFMS/BIÓLOGO) Para a realização do método de Faust, em um exame parasito-
lógico de fezes, utilizamos qual das seguintes soluções?
a) Clorato de alumínio.
b) Iodeto de potássio.
c) Bromato de cobre.
d) Nitrato de prata.
e) Sulfato de zinco.
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PARASITOLOGIA
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018. (2014/INCA) A respeito dos fundamentos teórico-práticos do processamento citológico, 
julgue os itens a seguir.
Nas fezes, nas secreções vaginais e no suco duodenal, a pesquisa de Entamoeba histolytica, 
Trichomonas vaginalis e Giardia lamblia pode simplesmente ser feita entre lâmina e lamínula.
019. (2010/FIOCRUZ/TECNOLOGISTA DE SAÚDE) Os métodos e as técnicas de laboratório 
constituem recursos importantes e não raro indispensáveis para o diagnóstico das infecções 
e das doenças parasitárias. Algumas vezes, faz-se necessário o exame parasitológico do san-
gue do paciente.
Para encontrar alguns parasitas do sangue, no entanto, basta por vezes, o exame a fresco de 
uma gota de sangue citratado, entre lamínula e lamínula. Os movimentos ativos desses pa-
rasitas os denunciam pela agitação transmitida às hemácias em torno, tornando-os visíveis 
mesmo com pequeno aumento.
Dentre os parasitas que podem ser observados nas circunstâncias descritas acima estão:
a) Leishmânias e Plasmódios.
b) Tripanossomos e Microfilárias.
c) Toxoplasma e Entamoeba.
d) Balantidium e Echinococcus.
e) Balantidium e Toxoplasma.
020. (2010/FIOCRUZ/TECNOLOGISTA DE SAÚDE) No exame parasitológico do sangue em 
geral, a escassez de parasitos ou sua pouca mobilidade torna indispensável a preparação de 
lâminas fixadas e coradas, para sua visualização e exame com grande aumento. Sobre as 
técnicas de preparação de lâminas para exame parasitológico, assinale a alternativa incorreta.
a) Existem duas técnicas básicas para preparação de amostras para microscopia ótica: técni-
ca da gota estirada e técnica da gota espessa.
b) A coloração de Leishman produz resultados inferiores, mas é usada por sua rapidez e a fa-
cilidade com que se pode fazer o exame hemoscópico.
c) Quando os parasitos são pouco abundantes, recorre-se a técnica da gota espessa que au-
menta a chance de encontrá-los.
d) A técnica de coloração de Leishman deve ser, preferencialmente, usada com material prepa-
rado em gota espessa.
e) Para preparação da gota estirada deve-se colocar uma pequena quantidade de sangue sobre 
a lâmina, e fazer com que o sangue se espalhe utilizando outra lâmina apoiada em diagonal.
021. (2010/FIOCRUZ/TECNOLOGISTA DE SAÚDE) Sobre a coloração de lâminas através do 
método de Giemsa para diagnóstico parasitário, está correto afirmar que:
a) as lâminas devem ser fixadas previamente com álcool metílico,
b) o tempo de coloração varia, mas resultados melhores são obtidos com menos de 10 minutos.
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c) o corante não deve ser removido após o tempo de coloração.
d) para identificação de hemácias parasitadas por plasmódios, o corante não deve ser diluído 
em soro fisiológico.
e) para lâminas preparadas com gota espessa, não deve ser utilizado coloração de Giemsa.
022. (2010/FIOCRUZ) A mistura de Mertiolato, Iodo e Formaldeído (abreviadamente, MIF) 
é muito utilizada no diagnóstico dos elementos parasitários que se encontrem nas fezes, 
pois permite
a) a conservação e a coloração dos elementos parasitários.
b) a conservação e a eliminação de resíduos orgânicos.
c) apenas uma excelente coloração dos elementos parasitários.
d) apenas uma excelente conservação dos elementos parasitários
e) apenas a eliminação dos resíduos orgânicos.
023. (CAFAR/BIOQUÍMICO/2014) “Colocar certa quantidade de fezes sobre uma folha de papel 
e sobre essa amostra a tela de nylon, comprimindo-a sobre a matéria fecal com o auxílio de 
um aplicador. Raspar, com este aplicador, a parte de matéria fecal que passou para cima da 
tela e transportá-la para a lâmina de vidro. Esse material, livre das fibras e partículas grosseiras 
contidas na evacuação, representa uma fração onde se encontram os ovos mais concentra-
dos. Cobrir com a lamínula de celofane embebida em glicerina e comprimi-la, a fim de que o 
material se espalhe bem sob a lamínula. Esperar até que a preparação fique suficientemente 
transparente. Examinar ao microscópio com aumento médio a seco”. A descrição anterior re-
fere-se ao exame parasitológico de fezes denominado método de
a) Lutz.
b) Kato.
c) Faust.
d) Hoffman, Pons e Janer.
024. (CAFAR/BIOQUÍMICO/2014) O método de Willis é um exame parasitológico de fezes 
muito utilizado para o diagnóstico de cistos de protozoários e de alguns ovos de helmintos. O 
princípio deste método é que estes cistos e ovos, devido à sua densidade,
a) sedimentam-se espontaneamente em água.
b) flutuam numa solução concentrada de sulfato de zinco.
c) flutuam numa solução concentrada de cloreto de sódio.
d) sedimentam-se numa solução de MIF (mertiolato, iodo e formaldeído)
025. (UNIFAP - 2013). O Ascaris lumbricoides é um parasita nematóide que pode causar desde 
um simples desconforto abdominal até uma séria pneumonia. Seu exame parasitológico de 
microscopia para detecção é feito observando-se:
a) Cistos nas fezes.
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b) Ovos nas fezes.
c) Trofozoítos nas fezes.
d) Esporozoítos nas fezes.
e) Taquizoítos nas fezes.
026. (CEPERJ/FUND. SAÚDE RJ - 2011). No diagnóstico da malária, os testes rápidos (imu-
nocromatográficos)baseiam-se na detecção de antígenos derivados dos parasitos presentes 
no sangue. Apresentam boa sensibilidade e especificidade, mas sua utilização não substitui a 
gota espessa, que ainda é método de escolha para o diagnóstico da parasitose. Uma vantagem 
do uso desses testes é:
a) apresentam alta sensibilidade nas baixas parasitemias.
b) o custo individual do teste é menor do que para a realização da gota espessa.
c) permitem a quantificação da parasitemia.
d) podem ser usados em áreas remotas, não requerendo microscopista treinado
027. (ACAPLAN/PATOLOGIA CLÍNICA/2011). Qual é o método parasitológico de fezes que 
apresenta baixa sensibilidade, não utiliza processo de concentração, emprega pequena quan-
tidade de amostra e pode ser útil para a pesquisa de trofozoítos?
a) Graham.
b) Direto a fresco.
c) Rugai.
d) Faust.
e) Tamização.
028. (IADES/EBSERH/UFPI/FARMACÊUTICO/BIOQUÍMICO/2012) Técnica para identifica-
ção de ovos e larvas de alguns tipos de nematódeos, nessa técnica é utilizado o princípio da 
flutuação (levitação), utilizando soluções de densidade elevada (NaCl, por exemplo). Com isso, 
os oocistos e os ovos, de densidade menor que a solução, tende a flutuar. Após isso, frequen-
temente observa-se na lâmina do microscópio de objetiva 100 a presença de ovos, gorduras e 
fibras. Qual é a técnica referenciada no texto?
a) Willis-Mollay.
b) Baermann.
c) Ritchie.
d) Graham.
e) Giemsa.
029. (UNIFAP/2013) O método direto é muito usado para diagnóstico parasitológico das fe-
zes. Um resultado negativo para esse método pode significar que:
a) O paciente não possui os parasitas intestinais diagnosticados por esse método ou sua car-
ga parasitária está baixa, dificultando a observação na amostra fecal analisada.
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b) Por ser um método altamente sensível e específico, o paciente não possui parasitoses 
intestinais.
c) Não há necessidade de coleta de nova amostra para confirmação do resultado, mesmo que 
o paciente apresente sinais e sintomas clínicos característicos de parasitoses.
d) Todas acima estão corretas.
030. (UFSC/2009). Assinale a alternativa que indica CORRETAMENTE o nome do método pa-
rasitológico que tem por princípio o termo-hidrotropismo das larvas de nematóides associado 
à ação da gravidade.
a) Hoffman
b) Faust
c) Ritchie
d) Baermann-Moraes
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PARASITOLOGIA
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GABARITO
1. b
2. E
3. C
4. d
5. b
6. c
7. e
8. c
9. d
10. a
11. d
12. b
13. c
14. b
15. e
16. d
17. e
18. C
19. b
20. d
21. a
22. a
23. b
24. c
25. b
26. d
27. b
28. a
29. a
30. d
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PARASITOLOGIA
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GABARITO COMENTADO
001. (2021/FARMACÊUTICO/PREFEITURA DE SALESÓPOLIS – SP) Sobre exames parasito-
lógicos, complete a lacuna: O método ________ é utilizado como padrão ouro para o diagnóstico 
da esquistossomose, pelo alto grau de sensibilidade para esse parasita. Basicamente, é um 
método quantitativo, que calcula a quantidade de ovos eliminados pelas fezes.
a) de Willis
b) de Kato-Katz
c) de Faust
d) de Baermann-Moraes
a) Errada. O método de Willis é flutuação em cloreto de sódio.
b) Certa. Quando se fala em método quantitativo, estamos falando do método de Kato-Katz.
c) Errada. O método de Faust utiliza o sulfato de zinco.
d) Errada. O Baermann-Moraes é uma sedimentação espontânea.
Letra b.
002. (2013/FARMACÊUTICO BIOQUIMICO/CESPE) Em comparação ao método de sedimen-
tação por centrifugação (método de Blagg–MIFC), o método de sedimentação espontânea 
(método de Lutz) é mais vantajoso para o diagnóstico parasitológico, devido à rapidez do pro-
cessamento à nitidez, que permite boa observação da amostra.
O método de MIFC é uma sedimentação espontânea, portanto não terá rapidez no método, é 
preciso ao menos 24 horas para a sedimentação.
Errado.
003. (2013/FARMACÊUTICO BIOQUÍMICO/CESPE) O diagnóstico da ascaridíase pode ser 
realizado pelo método direto com lugol e pelo método de sedimentação.
O método de sedimentação utilizado é o Hoffmann.
Certo.
004. (2021/MS CONCURSOS/FARMACÊUTICO BIOQUÍMICO) Um dos métodos de concen-
tração de fezes é baseado no princípio de hidro e termotropismo, no qual as larvas têm grande 
avidez à água morna e elas migram através do material fecal, até atingir a água. Este método 
é conhecido como Baermann. Assinale a alternativa que indica a espécie de larva pesquisada 
por este método.
a) Ascaris lumbricoides.
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Parasitológico de Fezes
PARASITOLOGIA
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b) Trichuris trichiura.
c) Taenia solium.
d) Strongyloides stercoralis.
O método de Baermann tem como princípio o termo-hidrotropismo, que é característico das 
larvas de Strongyloides stercoralis. As outras alternativas se referem a ovos que são detecta-
dos na sedimentação espontânea.
Letra d.
005. (2011/PREFEITURA DE MATINHOS) Considere as seguintes afirmativas:
1. Método de Kato, modificado por Katz et al., pode ser utilizado com fezes diarreicas.
2. Cistos de protozoários são visualizados pelo Método de Kato, modificado por Katz et al.
3. O método Stoll-Hausheer é utilizado para ancilostomídeos.
4. A coloração pela hematoxilina férrica (modificada por Correa et al., 1994) conserva as carac-
terísticas morfológicas de trofozoítas de Giardia.
Assinale a alternativa correta.
a) Somente as afirmativas 2 e 4 são verdadeiras.
b) Somente as afirmativas 3 e 4 são verdadeiras.
c) Somente as afirmativas 1, 3 e 4 são verdadeiras.
d) Somente as afirmativas 1, 2 e 3 são verdadeiras
e) As afirmativas 1, 2, 3 e 4 são verdadeiras.
1) Errada. O Método Kato Katz deve ser feito com as fezes formadas e não liquefeitas.
2) Errada. É a técnica para ovos de Schistossomas.
3) Certa. O método Stoll-Hausheer é utilizado para ancilostomídeos.
4) Certa. A coloração pela hematoxilina férrica (modificada por Correa et al., 1994) conserva as 
características morfológicas de trofozoítas de Giardia.
Letra b.
006. (2006/HEMOPE) Os métodos de concentração de parasitos em fezes envolvem sedi-
mentação, flutuação e migração. Neste sentido, o método de concentração por flutuação que 
permite uma boa concentração de parasitos e que utiliza formalina-éter é chamado:
a) Método de Faust.
b) Método de Hoffmann.
c) Método de Ritchie.
d) Método de Baermann.
e)Método de Rugai.
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Como já falamos em nossa aula, o método que utiliza formol e éter é o Richie. O método de 
Faust utiliza o sulfato de zinco, Hoffman é uma sedimentação espontânea, Baermann é sobre 
o termo-hidrotropismo e Rugai é a simplificação do método de Baermann, por isso as letras A, 
B, D e E estão incorretas.
Letra c.
007. (2014/EBSERH/FARMACÊUTICO) O objetivo do exame parasitológico de fezes (EPF) é 
diagnosticar os parasitos intestinais do homem, por meio de pesquisa das diferentes formas 
parasitárias que são eliminadas nas fezes. Com relação aos métodos empregados no EPF, é 
correto afirmar que o princípio do método de
a) Hoffman, Pons e Janer é baseado na sedimentação por centrifugação, permitindo a eviden-
ciação de cistos e trofozoítos de protozoários e ovos de helmintos.
b) Willis é baseado na sedimentação espontânea, permitindo a evidenciação de cistos e oocis-
tos de protozoários e vermes adultos
c) Blagg (também conhecido por método de MIFC) é baseado na concentração de larvas de 
helmintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e ao termotropismo positivos
d) Baermann-Moraes é baseado na flutuação espontânea, permitindo a evidenciação de 
ovos pesados.
e) Faust é baseado na centrífugo-flutuação, utilizado para a pesquisa de cistos e alguns oocis-
tos de protozoários e, também, de ovos leves.
O Hoffaman ou Lutz baseia-se na sedimentação espontânea. O método de Willis é baseado na 
centrifugo-flutuação em cloreto de sódio. O Blagg é baseado na centrifugação com o MIFC. O 
Baermann-Moraes é baseado no ter-hidrotropismo positivo. O método de Faust é o método de 
centrifugo-flutuação em sulfato de zinco.
Letra e.
008. (2020/FUNDEP/FARMACÊUTICO) Em parasitologia clínica, o Método de Baermann-Mo-
raes é empregado para realizar a pesquisa de larvas de:
a) Ancylostomatidae
b) S.mansoni
c) S.stercoralis
d) T.trichiura
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Parasitológico de Fezes
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Método de Baermann tem como princípio o termohidrotropismo das larvas, que é caracterís-
tico da Strongyloides stercoralis. Letra A e D estão incorretas, pois há a pesquisa de ovos dos 
helmintos e não da larva em si. E a letra B está incorreta pois o S. mansoni é pesquisado quan-
titativamente pelo método Kato Katz.
Letra c.
009. (2018/FADESP/FARMACÊUTICO) O método de Willis é indicado para identificar ovos de 
helmintos e cistos de protozoários baseados na
a) migração seletiva entre soluções salinas de diferentes temperaturas.
b) sedimentação espontânea em solução salina.
c) flutuação após centrifugação de fezes em solução de sulfato de zinco.
d) flutuação em solução saturada de cloreto de sódio.
A migração de larvas é feita pelo método de Baermann-Moraes; a sedimentação espontânea 
é o método de Hoffmann ou Lutz. A centrífugo-flutuação, com sulfato de zinco. O método de 
Willis tem como fundamento a flutuação em uma solução saturada de cloreto de sódio.
Letra d.
010. (2019/FUNDEP/FARMACÊUTICO) Assinale a alternativa que apresenta o método de exa-
me parasitológico de fezes que apresenta maior sensibilidade para diagnóstico de S. mansoni.
a) Kato-Katz.
b) Baermann-Moraes.
c) Hofmman, Pons e Janer.
d) Wills.
O Schistossoma mansoni é o parasita que precisa ser quantificado na parasitose, e o método 
mais utilizado para quantificação é o Kato Katz.
Letra a.
011. O diagnóstico laboratorial feito mediante a realização do exame parasitológico de fezes, 
através do método Baerman‐Morais é, preferencialmente, para identificar qual parasita?
a) Ascaris lumbricoides.
b) Schistosoma mansoni.
c) Enterobius vermicularis.
d) Strongyloides stercoralis.
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O método de Baermann-Morais tem como fundamento a atração pela água morna e a gravida-
de, chamada de termo-hidrotropismo, pela larva de Strongyloides stercoralis. O método deve 
ser baseado na sedimentação espontânea, e o S. mansoni deve ser realizado pelo método 
quantitativo de Kato Katz, além de o Enterobius vermiculares utilizar-se do método da fita go-
mada (Graham).
Letra d.
012. (2010/UFPE/FARMACÊUTICO) Paciente de 45 anos de idade, com queixa de engasgos 
frequentes, busca socorro médico e tem diagnóstico por imagem de megaesôfago, de cau-
sa etiológica esquistossomótica. Para investigação coproparasitoscópica, o método mais 
indicado é:
a) método de Graham.
b) método de Kato-Katz.
c) método de Willis.
d) método de Baermann-Moraes.
e) método de Hoffman, Ponz & Janer.
A causa dos engasgos é referente à migração do Shistossoma mansoni para a região do pul-
mão e esôfago, pois ele é um dos parasitas do ciclo de Loss. Logo, deve-se utilizar um método 
que quantifique esse parasito, que é o Kato Katz.
Letra b.
013. (2016/UNIRIO/FARMACÊUTICO) No caso de serem encontrados trofozoítos de amebí-
deos em exame direto de fezes diarreicas, para a mais adequada e abrangente identificação 
possível do(s) agente(s), a seguinte técnica é indicada entre as consideradas parasitológicas 
tradicionais: a identificação de trofozoítos pelo método de
a) Faust e colaboradores
b) Sheater
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d) Ziehl-Neelsen modificado
e) Kato-Katz
Para a pesquisa de trofozoítos, deve ser feito um exame direto nas fezes diarreicas e, em segui-
da, utilizar-se um corante para a sua visualização, como a Hematoxilina Férrica.
Letra A, B e E são métodos para exames de fezes para pesquisa de cistos, oocisto e até larvas 
de helmintos. Letra D é um método bacteriológico, por isso está incorreto.
Letra c.
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014. (2019/COTEC/FARMACÊUTICO) A figura a seguir mostra formas evolutivas de alguns 
parasitas que acometem o homem. Observe-a.
Considerando o assunto e a figura acima, analise as alternativas a seguir e assinale a que apre-
senta o método cujo princípio se baseia na sedimentação e é o mais indicado para a detecção 
das formas apresentadas.
a) Faust.
b) Hoffman.
c) Willis.
d) Baermann-Moraes.
A figura mostra ovos de helmintos intestinais, logo, é necessário usar um método que abranja a 
maioria dos ovos, por serem pesados. Esse método é o Hoffman, de sedimentação espontânea.
Letra b.
015. (2015/UFPE/FARMACÊUTICO) Assinale a alternativa correta