PROCEDIMENTOS DE ROTINA EM CÃES E GATOS

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Procedimentos de rotina
Técnicas De Administração De Medicamentos E Fluidos
Administração Oral: Comprimidos e Cápsulas – Cães
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: O método mais simples de administrar comprimidos ou cápsulas aos cães é
esconder a medicação no alimento. Ofereça inicialmente pequenas porções de queijo,
carne ou alguns dos alimentos favoritos do cão sem incluir a medicação e, em seguida,
uma porção de alimento com a medicação incluída. Pill Pockets® Canine Treats* é um
petisco próprio para disfarçar comprimidos e cápsulas, disponível comercialmente nos
Estados Unidos.
 
Nota: Frequentemente, a medicação oral é prescrita sem que se atente para
a educação do cliente sobre como administrar uma cápsula ou
comprimido, ou sem questionar se o cliente é, de fato, fisicamente capaz de
administrar medicações. Instruções claras, incluindo a observação da
realização da técnica pelo cliente no hospital, melhoram de forma
significativa a adesão ao tratamento.
Em cães anoréxicos, ou quando os medicamentos precisam ser administrados sem
alimento, o método consiste em dar a medicação rapidamente e de forma decisiva, de tal
maneira que o processo seja realizado antes que o animal perceba o que aconteceu. Em
cães cooperativos, insira o dedo polegar de uma das mãos no espaço interdental e toque,
delicadamente, o palato duro. Isso induzirá o cão a abrir a boca (Fig. 4-1). Utilizando a
outra mão (a que está segurando a medicação), pressione delicadamente a mandíbula
para baixo, forçando uma abertura ainda maior (Fig. 4-2).
FIGURA 4-1 Use o dedo polegar para abrir a boca de um cão cooperativo.
FIGURA 4-2 Com a outra mão, coloque o comprimido ou cápsula na porção caudal da língua.
Ponha rapidamente o comprimido ou a cápsula na porção caudal da língua. Retire a
mão com rapidez e feche a boca do cão. Quando o animal lamber o focinho, a medicação
provavelmente já terá sido deglutida.
Cães que oferecem mais resistência podem ser induzidos a abrir a boca pela
compressão dos lábios superiores contra seus dentes. Conforme o cão abre a boca,
desloque os lábios medialmente, de forma a serem comprimidos caso ele queira fechar a
boca. Outra alternativa seria gotejar água sobre as narinas ou soprar algumas vezes no
focinho do paciente, o que o encoraja a aceitar e engolir as medicações orais
(comprimidos ou cápsulas). Há disponível no mercado seringas próprias para
administração de comprimidos que parecem funcionar bem em alguns cães.
Considerações Especiais: A administração de medicação oral por parte do proprietário requer
habilidade na sua execução. Os animais que resistirem agressivamente à medicação oral
devem ser tratados por métodos alternativos – por exemplo, administração parenteral da
medicação. É inapropriado e inseguro delegar as responsabilidades do tratamento ao
proprietário de um cão (ou gato) que possa feri-lo enquanto tenta tratá-lo.
Administração Oral: Comprimidos e Cápsulas – Gatos
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: Cuidado: Somente indivíduos experientes devem tentar essa técnica de
administração de comprimidos ou cápsulas a gatos. Mesmo gatos cooperativos podem se
tornar intolerantes e morder. Dessa forma, essa não é uma técnica recomendada para a
maioria dos proprietários tentarem em domicílio, ainda que tenham recebido instruções
específicas.
São utilizados dois métodos de administração de comprimidos e cápsulas em gatos.
Em ambos os métodos, a cabeça do gato é ligeiramente elevada com o focinho apontado
para o alto. O sucesso na administração da medicação a um gato envolve o sutil
equilíbrio entre o que é efetivo e o que é seguro. Em gatos cooperativos pode-se segurar e
posicionar a cabeça (Fig. 4-3) com uma mão, e com a outra mão (a que está segurando a
medicação) abrir a boca com delicadeza por meio da pressão da mandíbula rostral para
baixo (Fig. 4-4). Pressione a pele adjacente aos dentes maxilares delicadamente entre os
dentes conforme a boca é aberta, evitando, assim, que o gato feche sua boca. Com a boca
aberta, jogue (não empurre) a medicação (tente lubrificar com cuidado o comprimido ou
cápsula com manteiga) para dentro da cavidade oral. Poderão ser realizadas batidinhas
leves sob o queixo ou na ponta do focinho para facilitar a deglutição. Se o gato se lamber,
a administração provavelmente foi bem-sucedida.
FIGURA 4-3 Técnica de contenção da cabeça enquanto se administra um comprimido ou uma cápsula a um
gato.
FIGURA 4-4 Com a outra mão, pressione delicadamente a mandíbula do gato para baixo antes de colocar um
comprimido na porção caudal da cavidade oral.
Outra alternativa seria utilizar uma seringa especial para a administração de
comprimidos e cápsulas em gatos. A seringa funciona bem, contanto que seja
cuidadosamente inserida e de forma atraumática na boca do gato. No entanto, se houver
resistência, a seringa poderá machucar o palato duro durante a tentativa de medicação.
Em tentativas subsequentes de utilizar a seringa, pode haver aumento de resistência e,
portanto, maior risco de trauma. O sucesso da utilização desse tipo de seringa depende
bastante do comportamento do gato. Também existem o Pill Pocket® Treats para gatos,
que são fabricados nos sabores frango e peixe. Além disso, como no caso dos cães, alguns
gatos responderão à aplicação de gotas de água ou sopro nas narinas para estimular a
deglutição do medicamento.
Considerações Especiais: Quando prescrever medicações orais a gatos, não espere que os
clientes forcem um comprimido ou cápsula na boca do animal. Apesar de alguns clientes
serem notavelmente capazes e confiantes em relação à sua habilidade de administrar
medicações orais a gatos, o risco de acidentes pode ser significativo. Sempre que
possível, medicações líquidas ou comprimidos pulverizados devem ser misturados à
dieta ou a um petisco prontamente aceito e consumido (ver discussão a seguir).
Administração Oral: Líquidos
Sem Tubo Gástrico
Preparação do Paciente: Não é necessária. A técnica é apropriada para ser realizada por
proprietários em domicílio.
Técnica: Pequenas quantidades de medicamento líquido podem ser administradas de
maneira bem-sucedida a cães e gatos puxando-se a comissura labial para fora, formando
uma bolsa (Fig. 4-5). Deposite a medicação líquida na “bolsa da bochecha”, de onde ela
fluirá por entre os dentes conforme a cabeça for ligeiramente posicionada para o alto.
Paciência e delicadeza, além da medicação razoavelmente saborosa, contribuem para o
sucesso.
FIGURA 4-5 Use uma seringa para administrar medicações líquidas na cavidade oral de um gato.
Colheres são ineficazes, uma vez que os líquidos são facilmente expelidos. Uma
seringa descartável pode ser utilizada para medir e administrar os líquidos por via oral.
Dependendo do líquido administrado, as seringas descartáveis podem ser reutilizadas
diversas vezes, desde que sejam lavadas após cada administração. Não é recomendado
que medicações diferentes sejam misturadas em uma mesma seringa. Recomenda-se a
identificação adequada da seringa para cada tipo de medicação líquida prescrita.
Considerações Especiais: Também podem ser consideradas as farmácias de manipulação para
o preparo de medicações com sabores palatáveis para facilitar a administração oral.
Cães com distúrbios de deglutição não devem ser tratados em domicílio com
medicações líquidas, pois isso pode provocar complicações associadas à aspiração.
Com um Tubo de Administração
Preparação do Paciente: Não é necessária.
 
Nota: Esse procedimento é reservado exclusivamente para âmbito
hospitalar. A técnica deverá ser realizada apenas por indivíduos treinados.
Técnica: A administração de medicações, material de contraste e fluidos reidratantes pode
ser realizada com o uso de um tubo de alimentação bem lubrificado, introduzido através
das narinas até o estômago ou o esôfago distal. Quando o tubo de alimentação é colocado
para uso por longo período (vários dias) e de forma repetida (descrito posteriormente em
Procedimentos Gastrointestinais), é geralmente recomendado evitarintroduzir a ponta
do tubo além do esôfago distal. A razão para a recomendação de intubação
nasoesofágica, em vez de intubação nasogástrica, baseia-se no fato de que o peristaltismo
reflexo do esôfago contra a passagem de um tubo através da cárdia pode resultar em
ulceração significativa da mucosa em 72 horas. Isso não é um problema em pacientes que
recebem uma única dose de medicação ou material de contraste.
O lúmen estreito dos tubos introduzidos através das narinas de cães de pequeno porte
e gatos limita a viscosidade das soluções que podem ser administradas. A intubação
nasoesofágica pode ser feita com uma variedade de tamanhos e tipos de tubos (Tabela 4-
1). Os tubos de poliuretano mais recentes, quando recobertos com gel lubrificante de
lidocaína não são irritantes e podem ser deixados no local com a ponta posicionada no
esôfago distal. Quando for colocar o tubo nasogástrico, instile de quatro a cinco gotas de
proparacaína a 0,5% nas narinas do gato ou do cão de pequeno porte; pode ser necessário
instilar de 0,5 a 1 mL de lidocaína a 2% na narina de um cão de raça de porte maior para
se alcançar o nível de anestesia tópica requerida para a passagem do tubo através da
narina. Com a cabeça elevada, direcione o tubo dorsomedialmente para a dobra alar
(Fig. 4-6). A passagem do tubo será facilitada para o meato nasal ventromedial
empurrando-se o tubo dorsalmente sobre o filtro nasal e empurrando a narina da lateral
para a face medial.
Tabela 4-1
Equivalentes da Escala Francesa de Cateter*
*Vários tipos de tubos de poliuretano de alimentação nasogástrica encontram-se disponíveis em tamanhos que variam de
8F a 12F e que acomodam facilmente a administração de medicações líquidas e de fluidos a gatos adultos e filhotes, e a
cães de pequeno porte.
FIGURA 4-6 Posicionamento dorsomedial inicial de um tubo nasoesofágico antes da inserção completa.
Cuidado: A ponta do tubo de alimentação pode ser inadvertidamente introduzida
através da glote em direção à traqueia. O anestésico tópico instilado no nariz pode
anestesiar as cartilagens aritenoides, bloqueando, assim, o reflexo de tosse ou de
deglutição.
Após inserir de 1 a 2 cm da ponta no interior da narina, continue avançando com o
tubo até alcançar o comprimento desejado. Se os cornetos obstruírem a passagem do
tubo, retroceda-o por alguns centímetros. Reavance, então, o tubo, tomando cuidado para
direcioná-lo ventralmente através da cavidade nasal. Ocasionalmente, pode ser
necessário retirar o tubo completamente da narina e repetir o procedimento. Em
pacientes particularmente pequenos ou com lesões obstrutivas (p. ex., tumor) na
cavidade nasal pode não ser possível passar o tubo. Não o force contra uma resistência
significativa através da narina.
A gavagem, ou a lavagem e alimentação gástrica, em filhotes caninos e felinos pode ser
realizada pela passagem de um cateter de borracha macia ou tubo de alimentação para
dentro da boca movendo a cabeça do filhote canino ou felino e vendo-o engolir o tubo. A
maior parte dos filhotes caninos e felinos irá lutar e vocalizar. Geralmente, eles não
vocalizam se o tubo estiver posicionado no interior da traqueia. Um cateter 12F possui
um diâmetro adequado para passar livremente, mas é muito grande para cães e gatos
com idade inferior a 2 a 3 semanas. Marque no tubo, com uma fita adesiva ou uma caneta,
o ponto que identifica a distância da boca à última costela. Simplesmente empurre o tubo
para o interior da faringe, em direção ao esôfago, até o nível torácico caudal (no interior
do estômago). Verifique o posicionamento do tubo utilizando a mesma técnica de
aspiração com uma seringa seca, assegurando-se de que ele está realmente posicionado
no esôfago ou no estômago, e não na traqueia. Acople uma seringa à terminação
arredondada e injete, lentamente, a medicação ou o alimento.
Dependendo do tipo de tubo de alimentação, sua terminação pode ou não acomodar
uma seringa. Por exemplo, cateteres urinários de borracha macios são excelentes tubos
para se utilizar em administração única. No entanto, a terminação arredondada pode não
acomodar uma seringa. Para acoplar uma seringa na terminação externa de um tubo ou
cateter de alimentação cônico, insira um adaptador plástico (Fig. 4-7) na terminação livre.
FIGURA 4-7 Adaptador plástico (“árvore de Natal”) para fixar a seringa a um tubo de alimentação nasoesofágico.
Considerações Especiais: O posicionamento esofágico (versus intratraqueal) do tubo de
alimentação pode ser verificado com uma seringa seca e vazia. Acople a seringa vazia à
ponta do tubo de alimentação. Em vez de injetar ar ou água na tentativa de auscultar
borborigmos no abdome, tente apenas aspirar ar pelo tubo de alimentação. Se não houver
nenhuma resistência durante a aspiração e o ar preencher a seringa, o tubo provavelmente está
na traqueia. Remova completamente o tubo e repita o procedimento. Entretanto, se
repetidas tentativas de aspirar ar encontram resistência imediata e não houver entrada de
ar na seringa, a ponta do tubo está posicionada adequadamente dentro do esôfago. Se
ainda houver qualquer dúvida relacionada ao posicionamento do tubo, é indicada uma
radiografia lateral de rotina.
A confirmação definitiva do seu posicionamento adequado pode ser obtida pela
instilação no tubo da mistura de 1 a 2 mL de contraste iodado em salina estéril e, então, a
realização de radiografia lateral da região toracoabdominal para confirmação da entrada
do material de contraste no estômago.
Administração Tópica
Ocular
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: Os métodos usuais de aplicação de medicação diretamente nos olhos incluem
líquidos (gotas) e unguentos. A via e a frequência da medicação dependem da doença que
está sendo tratada. Líquidos e unguentos são apropriados para a administração pelo
proprietário.
As medicações líquidas (normalmente, uma ou duas gotas) podem ser aplicadas
diretamente sobre a córnea. É importante instruir o proprietário sobre a técnica
adequada e enfatizar que, uma vez que os líquidos somente se deslocam para baixo, o
focinho do paciente deve ser direcionado para o alto antes de se tentar administrar
medicações líquidas nos olhos. É bastante difícil, também, fazer com que uma gota de
líquido, conforme é expelida de seu frasco, caia horizontalmente, a despeito das
frequentes tentativas de fazê-lo. Particularmente o unguento, na forma de uma linha de
3 mm ou 6 mm, é administrado diretamente sobre a esclera (dorsalmente) ou no fundo
do saco conjuntival inferior de tal forma que, conforme as pálpebras se fecham, uma
película de unguento é espalhada por toda a córnea.
Considerações Especiais: Não se deve permitir que a ponta do tubo de aplicação de líquidos e
de unguentos entre em contato com o olho ou com a conjuntiva. Isso provavelmente
resultará na contaminação da medicação, especialmente se forem líquidas.
Ótica
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: As soluções líquidas são os veículos mais eficazes para a administração de
medicamentos no canal auditivo externo. Pode ser preciso fazer a remoção física de
debris em alguns pacientes que necessitam de medicações óticas. Ocasionalmente,
também pode ser necessário fazer a suplementação por medicação oral. O ouvido deverá
ser gentilmente massageado após a instilação para facilitar a dispersão da medicação no
interior do canal auditivo externo.
Considerações Especiais: Os pós medicinais são normalmente contraindicados no canal
auditivo externo. É importante ressaltar que a ponta do aplicador das medicações
líquidas não deve entrar em contato direto com a pele. Se isso acontecer, provavelmente
haverá contaminação de todo o frasco do medicamento.
Nasal
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: A administração intranasal de líquidos em cães e gatos é normalmente limitada à
dose única de uma vacina especificamente designada para essa via. Há poucas indicações
para a instilação rotineira de líquidos nas narinas de cães e gatos. Soluções isotônicas
raramente são indicadas para administração diretanas narinas. Ao contrário das vacinas
de dose única, as soluções de lavagem aplicadas por via intranasal são geralmente
apresentadas em recipientes de múltiplas doses. Dessa forma, não se deve permitir que a
ponta do dispositivo de administração entre em contato direto com a pele ou o focinho
do paciente. Esse contato pode resultar na contaminação de todo o frasco. Não se
recomenda o uso de gotas oleosas porque elas podem danificar a mucosa nasal ou serem
inaladas.
A técnica para administração intranasal de vacinas é simples e geralmente funciona
muito bem na primeira vez. Alguns animais, cães mais que gatos, resistirão
agressivamente à administração intranasal de vacinas. As tentativas de vencer essa
resistência incluem cobrir os olhos com uma toalha ou distrair o paciente com barulho
ou sinais visuais.
Considerações Especiais: Os receios manifestados quanto à perda de vacina imediatamente
após a administração intranasal são, em geral, infundados. De forma geral, os fabricantes
de vacinas intranasais incluem um título maior de antígenos (vírus ou bactérias) por dose
do que o necessário para induzir uma resposta imune protetora. Se o paciente resistir
agressivamente e houver indicação da vacina, há preparações disponíveis para uso
parenteral para todas as vacinas intranasais, e isso deve ser considerado.
Dermatológica
Preparação do Paciente: Vários objetivos devem ser considerados quando se tratam distúrbios
dermatológicos com medicação tópica: (1) eliminação de agentes causadores; (2) alívio de
sintomas, como redução da inflamação; (3) limpeza e desbridamento; (4) proteção; (5)
restauração da hidratação; e (6) redução de descamação e calosidades. Existem muitas
formas diferentes disponíveis de medicação cutânea, mas o veículo pelo qual elas são
aplicadas é um fator crucial (Quadro 4-1).
 
Quadro 4-1 Veículos usados na administração de
medicações tópicas cutâneas
Loções são suspensões de pó em água ou álcool. São utilizadas em lesões
agudas, eczematosas. Por possuírem menor facilidade de absorção em
relação a cremes e unguentos, as loções devem ser aplicadas de duas a seis
vezes ao dia.
Pastas são misturas de 20% a 50% de pó em veículo oleoso. Em geral, são
espessas, pesadas e difíceis de usar.
Cremes são gotas de óleo dispersas em uma fase contínua de água. Os
cremes possibilitam excelente absorção percutânea dos ingredientes.
Unguentos são gotas de água dispersas em uma fase contínua de óleo. São
muito bons para erupções secas e descamantes.
Propilenoglicol é um veículo estável e que se espalha bem. Confere boa
absorção percutânea aos agentes adicionados.
Curativos aderentes são bases que secam rapidamente e se inserem na lesão.
Xampus geralmente são detergentes designados para limpar a pele. Se os
xampus forem deixados por um tempo em contato com a pele, os princípios
ativos presentes podem apresentar efeitos específicos antibacterianos,
antifúngicos ou antiparasitários.
Técnica: Em todos os casos, aplique uma película muito fina de medicação tópica sobre
uma superfície cutânea limpa, porque somente a medicação que entra em contato com a
pele é eficaz. Na maior parte dos casos, tricotomizar os pelos da área afetada pode
aumentar o efeito da medicação. Os proprietários deverão ser orientados a usar luvas
descartáveis se forem utilizar as mãos para administração da medicação.
Considerações Especiais: A utilização de medicações prescritas para uso tópico e oral e
preparadas em farmácias de manipulação tem-se tornado cada vez mais comum para
cães e gatos que necessitam de medicação diária por longo período. Contudo, é
aconselhável tomar cuidado. Algumas farmácias de manipulação que atendem
profissionais veterinários podem utilizar veículos inapropriados e ineficazes para a
composição da medicação; ou mesmo o próprio fármaco, comprado em grandes
quantidades, ser de qualidade inferior e após a manipulação resultar em um produto
ineficaz. Não existem muitos estudos acerca da qualidade e da eficácia de fármacos
manipulados para uso em pacientes veterinários. No entanto, dentre os estudos que
foram realizados, tem-se levantado questionamentos sérios sobre a biodisponibilidade
do fármaco administrado.
Administração Injetável (Administração Parenteral)
Preparação do Paciente: Seria ótimo se a pele fosse preparada cirurgicamente antes de se
introduzir uma agulha para administrar medicações. Uma vez que tal preparação não é
prática, abra cuidadosamente o pelame e aplique um antisséptico de alta qualidade,
como o álcool isopropílico. Posicione a agulha exatamente sobre a área preparada e
introduza-a na pele. Ainda que o uso de antisséptico sobre a tampa do frasco de
aplicação e sobre a pele não seja altamente efetivo, o procedimento remove a
contaminação grosseira e é realizado rotineiramente. Antes de aspirar medicações de
frascos de dose múltipla, limpe cuidadosamente o diafragma vedante de borracha com o
mesmo antisséptico utilizado na pele. Atente para essa regra básica com todos os frascos
de medicação, mesmo com vacinas de vírus vivo modificado.
Injeção Subcutânea
Técnica: Cães e gatos possuem abundante tecido conjuntivo frouxo e podem acomodar
facilmente grandes volumes de material nesse espaço subcutâneo. A região cervical
dorsal raramente é utilizada para injeções subcutâneas porque a pele desse local é um
tanto mais sensível, o que faz com que alguns pacientes movimentem-se abruptamente
durante a administração. Uma grande área de superfície cutânea e de tecido subcutâneo,
compreendida entre os ombros e a região lombar, constitui um local ideal para injeções
subcutâneas.
A via subcutânea para administração parenteral de fármacos, vacinas e fluidos em cães
e gatos é a mais comumente utilizada. Para pequenos volumes (< 2 mL totais), como
vacinas, geralmente a agulha usada é de calibre 22 a 25. O local mais frequentemente
usado é a ampla área de pele sobre os ombros. O grande espaço subcutâneo e a relativa
falta de sensibilidade cutânea tornam esse local um ponto ideal de injeção. Antes da
injeção, realiza-se, geralmente, a limpeza da pele com álcool ou outro desinfetante.
Várias técnicas de aplicação são utilizadas. Uma técnica comum consiste em pinçar uma
dobra de pele com dois dedos e o polegar de uma mão. Puxe a pele com delicadeza para
levantá-la. Com a outra mão, introduza a agulha, com a seringa acoplada, através da pele
em um ponto abaixo do dedo polegar, que segura a dobra de pele. A aspiração antes de
injetar o conteúdo da seringa não é necessária quando se utiliza essa via de
administração. Após a administração e remoção da agulha da pele, pressione
gentilmente o local de injeção e continue pressionando-o por alguns segundos para
evitar refluxo da medicação ou da vacina para a pele.
Quando se administra grandes volumes – fluidos em cães e gatos desidratados –, a
pele imediatamente acima dos ombros é o local mais comum selecionado para a injeção.
Geralmente, somente fluidos isotônicos podem ser administrados por via subcutânea.
Dependendo do tamanho do paciente, os calibres das agulhas utilizadas variam de 16 a
22. Por se tratar de grandes volumes de fluido, recomenda-se o aquecimento prévio antes
da administração. Esse procedimento pode aumentar de maneira significativa a
tolerância do paciente em relação ao deslocamento da pele durante o período de
administração e, em pacientes de pequeno porte, prevenir a hipotermia.
Dependendo da taxa de administração e da raça canina, geralmente é possível
administrar volumes relativamente grandes de fluidos em único local. Particularmente,
os felinos toleram de 10 a 20 mL/kg de massa corporal em um único local. Cães de grande
porte podem tolerar volumes superiores a 200 mL em uma única localização. Quando se
administram grandes volumes, normalmente não é necessário utilizar múltiplos locais de
injeção com o objetivo de distribuir o volume total do fluido. Na verdade, esse
procedimento aumenta o risco de introduzir bactérias da superfície cutânea para o
espaço sob a pele. Como o tempo de administração necessário para a introduçãode
grandes volumes é maior e a agulha de injeção permanecerá na pele por longos períodos,
é indicado proceder à limpeza e higienização cuidadosa da pele antes de inserir a agulha.
Os fluidos isotônicos aquecidos podem ser administrados usando-se uma seringa grande
ou através de um equipo acoplado a uma bolsa. Monitore a tensão cutânea e a tolerância
do paciente durante todo o procedimento.
Apesar de a absorção do fluido começar quase imediatamente na administração
subcutânea, pode ocorrer o desenvolvimento de pressão significativa no bolsão
subcutâneo em decorrência da quantidade de líquido introduzido nesse espaço. Ao
remover a agulha, pince firmemente o local de injeção com os dedos polegar e indicador
por vários segundos. O procedimento não estará completo até que se verifique a ausência
de vazamento retrógrado de fluido do espaço subcutâneo para a pele. Dependendo do
estado de hidratação do paciente e de sua condição física, a absorção do fluido pode levar
cerca de 6 a 8 horas.
 
Nota: Nem todas as medicações parenterais podem ser administradas de
forma segura pela via subcutânea. Quando for administrar qualquer
composto pela via subcutânea, verifique se o produto é aprovado para essa
via. Podem ocorrer graves reações, incluindo formação de abscessos e
necrose tecidual.
Considerações Especiais: A taxa de absorção do fluido administrado por via subcutânea
depende, em grande parte, do estado de hidratação do paciente e de sua integridade
cardíaca e vascular. Por essa razão, a via subcutânea não é recomendada para o manejo de
pacientes em choque hipovolêmico. Existem exceções – por exemplo, quando o acesso
venoso simplesmente não é possível em uma situação de emergência. A administração de
fluidos por via subcutânea ou intraóssea (ver discussão a seguir) pode ser a única opção
disponível.
Acessos Implantados para Fluido Subcutâneo
Técnica: Recentemente, foram desenvolvidos acessos subcutâneos implantáveis* para uso
em pacientes que necessitam de administração regular de fluidos subcutâneos em
domicílio. Um tubo de silicone de 23 cm é inicialmente colocado sob a pele e suturado
pelo veterinário. Objetivamente, isso proporciona acesso facilitado ao espaço subcutâneo
sem a necessidade de penetração de agulhas. Os proprietários simplesmente acoplam
uma seringa ou a ponta de um equipo ao acesso e administram o volume apropriado de
fluidos em taxa e frequência adequadas.
Considerações Especiais: Devido à necessidade de permanência de um tubo implantável de
administração de fluidos por um longo prazo, existe algum risco de infecção sob a pele e
ao redor do local de incisão. Alguns gatos não toleram esse dispositivo.
Injeção Intramuscular
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: Como o tecido muscular fortemente agrupado não pode se expandir e acomodar
grandes volumes injetados sem sofrer trauma, as medicações aplicadas por essa via
devem ser de pequeno volume. Frequentemente, essas medicações são materiais de
depósito fracamente solúveis e algumas podem ser moderadamente irritantes. A menos
que o animal seja extremamente magro, injete as medicações na musculatura
lombodorsal de ambos os lados dos processos dorsais da coluna vertebral.
Após a preparação adequada da pele, insira a agulha na pele com uma ligeira
angulação (se o animal for magro) ou perpendicularmente (se o animal for obeso).
Quando se injeta qualquer medicação por outra via que não seja a intravenosa, é
imperativo que se retraia o êmbolo da seringa antes de proceder à injeção para se
certificar que a inserção não atingiu erroneamente uma veia. Isso é particularmente
crucial quando se tratar de suspensões oleosas e microcristalinas ou medicações com
dosagem concentrada.
Considerações Especiais: Nunca aplique injeções intramusculares no pescoço, pois há bainhas
fibrosas nesse local e podem ocorrer complicações. As injeções intramusculares nos
membros posteriores podem causar muita dor, claudicação e, ocasionalmente, paralisia
de nervos peroneais devido ao envolvimento dos nervos locais.
Injeção Intradérmica
Preparação do Paciente: As injeções intracutâneas (ou intradérmicas) são utilizadas em
procedimentos de testes diagnósticos. Comece a preparação da pele pela tricotomia dos
pelos utilizando lâmina de tosa n° 40. Se a superfície da pele estiver suja, limpe-a
cuidadosamente com uma toalha umedecida. Esfregar e desinfetar são procedimentos
contraindicados porque podem produzir inflamação e trauma iatrogênicos que podem
interferir no teste.
Técnica: Estique a pele levantando uma dobra e use uma agulha intradérmica de calibre 25
a 27 acoplada a uma seringa de tuberculina de 1 mL. Insira a ponta da agulha, com o
bisel para cima, em um movimento de levantamento para frente como se fosse pegar a
pele com a ponta da agulha. Avance com a agulha e, simultaneamente, empurre a seringa
(nivelada) para baixo até que o bisel esteja completamente inserido dentro da pele. Injete
uma bolha de 0,05 a 0,10 mL de fluido. Se o procedimento for realizado de forma correta,
a pequena bolha ficará translúcida. As injeções intradérmicas são geralmente utilizadas
em pacientes submetidos a testes cutâneos intradérmicos para antígenos alergênicos. A
administração de compostos pela via intradérmica não é necessariamente simples. É fácil
ocorrer uma administração inadvertida de medicações nos tecidos subcutâneos quando
se tenta realizar uma injeção intradérmica. Por essa razão, é recomendável que haja
treinamento específico e experiência antes de se tentar realizar testes cutâneos
intradérmicos em pacientes alérgicos.
Administração Transdérmica (sem Agulha)
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: A administração intradérmica de vacinas e de fármacos na medicina e na
veterinária tem sido limitada devido às complexidades da aplicação precisa da dose
desejada na pele e não sob ela. Em 2004, o sistema de administração transdérmica* foi
introduzido para gatos (vacina recombinante do vírus da leucemia felina [FeLV]),
projetado após o desenvolvimento de um dispositivo similar na medicina (pediátrica).
Recentemente, o sistema de administração transdérmica usado para a administração da
vacina de FeLV foi redesenhado. Esse mesmo sistema agora é usado para a administração
transdérmica da vacina para melanoma oral. O sistema de administração transdérmica
libera consistentemente um volume preciso de vacina para a pele, tecidos subcutâneos e
músculo. O uso do sistema de administração transdérmica só deve ser feito para
administrar as vacinas aprovadas por esse método de aplicação.
Considerações Especiais: A administração de vacinas utilizando-se o sistema de administração
transdérmica requer treino para um adequado entendimento do procedimento para
carregar e administrar as vacinas. Até o presente momento, a venda do sistema de
administração transdérmica para aplicação da vacina contra melanoma oral canino está
restrita a veterinários especialistas selecionados.
Injeção Intravenosa
Ver Seção 1.
Acesso Intraósseo
Ver Seção 1.
 
Leitura Adicional
Crow S, Walshaw S: Manual of clinical procedures in the dog, cat, and rabbit, ed
2, Philadelphia, 1997, Lippincott-Raven.
Kirby R, Rudloff E: Crystalloid and colloid fluid therapy. In Ettinger SJ,
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Marks S: The principles and practical application of enteral nutrition, Vet
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Wingfield WE: Veterinary emergency medicine secrets, Philadelphia, 1997,
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Técnicas De Colocação De Bandagem E Tala
Ver Seção 1.
Mensuração Da Pressão Arterial: Indireta
Preparação do Paciente: Não é necessária.
Técnica: Geralmente, são utilizadas duas técnicas. A determinação da pressão arterial (PA)
oscilométrica implica o emprego de um sistema de registro automatizado. Coloca-se uma
braçadeira na base da cauda ou do membro distal para acesso a uma artéria. Essa técnica
geralmente é considerada a mais acurada em cães. Quando as mensurações da PA
oscilométrica são realizadasem cães, estes devem permanecer em decúbito lateral. Isso
faz com que a braçadeira fique aproximadamente no mesmo nível do coração. Os gatos
geralmente permanecem em decúbito esternal (e minimamente contido). A maior parte
dos pacientes experimenta um breve período de aclimatação à colocação e necessita de
um breve período de adaptação quando da instalação da braçadeira. Por essa razão, deve-
se obter pelo menos de três a cinco leituras em intervalos de 1 a 2 minutos. Essa técnica
pode ser utilizada em pacientes acordados ou anestesiados (Fig. 4-8).
FIGURA 4-8 Determinação da pressão arterial oscilométrica em um gato.
O sistema de detecção de fluxo por ultrassonografia Doppler é o mais acurado para a
determinação de PA sistólica em gatos. É possível utilizar a artéria ventral da base da
cauda ou a artéria plantar (membro pélvico), ou o arco arterial palmar (membro torácico).
Instale e infle a braçadeira oclusiva. As leituras são obtidas por um transdutor conforme
a pressão sobre a braçadeira é reduzida. Recomenda-se cautela na interpretação de
resultados de cães tidos como hipertensos e que não apresentem doença clínica evidente.
Os relatos de ocorrência frequente de falsos valores de PA elevados determinados por
esse método em cães normotensos justificam uma avaliação adicional quando se
interpretam os resultados.
Clinicamente, o uso mais comum da medição indireta da PA é a avaliação da presença
(ou ausência) de hipertensão sistêmica em gatos, causada por insuficiência renal ou
hipertireoidismo (tirotoxicose). Dois achados comuns entre gatos hipertensos não
tratados são o descolamento da retina e a cegueira. A detecção precoce e a intervenção
terapêutica (p. ex., enalapril e amlodipina) são essenciais. Em cães, a determinação da PA
é indicada em pacientes com insuficiência renal e/ou nefropatia com perda de proteína,
hiperadrenocorticismo e diabetes mellitus. Na veterinária, a interpretação da PA está
centrada na leitura da PA sistólica, e não da diastólica (Tabela 4-2).
Tabela 4-2
Pressão Arterial Sistólica
 
Leitura Adicional
Stepien RL: Blood pressure assessment. In Ettinger SJ, Feldman EC, editors:
Textbook of veterinary internal medicine, ed 6, St Louis, 2005, Elsevier.
Stepien RL: Diagnostic blood pressure measurement. In Ettinger SJ,
Feldman EC, editors: Textbook of veterinary internal medicine, ed 6, St Louis,
2005, Elsevier.
Técnicas De Coleta De Amostras Diagnósticas
Cultura Bacteriana
Nas edições anteriores deste livro foram descritos métodos de preparação e uso de meios
de cultura selecionados, assim como a identificação de isolados específicos. No entanto,
os avanços tecnológicos que ocorreram na área da microbiologia substituíram diversos
métodos mais antigos de identificação de isolados bacterianos rotineiros. Além disso, a
diversificada gama de patógenos bacterianos, as exigências para o uso de um
determinado meio de cultura, o risco de contaminação da amostra e a necessidade de
interpretação subjetiva dos resultados determinam que mesmo as práticas rotineiras de
cultivo e identificação bacteriana apresentam resultados melhores se reservadas a
laboratórios comerciais equipados para executar esses procedimentos cada vez mais
complexos e com experiência em realizá-los.
As descrições a seguir referem-se aos métodos e às técnicas fundamentais usados para
coletar adequadamente as amostras para diagnóstico e aos métodos apropriados para
transportá-las ao laboratório para a obtenção do melhor resultado possível.
Exame de Microscopia Direta
Na verdade, é adequado (sempre que for possível fazê-lo) preparar, corar e examinar sob
microscopia direta exsudatos ou fluidos do material ou tecido suspeito antes de coletar e
enviar uma amostra ao laboratório para cultura bacteriana. A coloração da amostra seca
por exposição ao ar com um corante do tipo Romanowsky rápido (p. ex., corante Diff-
Quick®) ou com uma coloração Gram pode revelar evidências de inflamação neutrofílica
(neutrofilia, especialmente com desvio à esquerda) e, ocasionalmente, neutrófilos
degenerados com bactérias intracelulares visíveis. Esses achados facilitam muito o
manejo do paciente pela documentação das necessidades imediatas para uma terapia
antimicrobiana empírica de intervenção até que os resultados definitivos de cultura e de
suscetibilidade antimicrobiana sejam obtidos. A ausência de evidência citológica da
infecção bacteriana não descarta a possibilidade de que o paciente esteja infectado ou
bacterêmico (Tabela 4-3).
Tabela 4-3
Resultados Comuns de Culturas Bacterianas
*O número absoluto de bactérias depende da técnica de coleta.
Considerações do Teste
A coleta de amostras diagnósticas para cultura bacteriana deve ser realizada o mais cedo
possível no processo da doença. Também é essencial realizar essa coleta sob condições
assépticas. Se for apropriado, faça uma antissepsia cirúrgica da pele ou do tecido do qual
a amostra será retirada. Isso é particularmente importante para biópsias de tecido e
amostras de fluidos coletados por aspiração com agulha através da pele intacta. A falha
no preparo adequado do local de coleta pode resultar em contaminação significativa e
complicar a interpretação dos resultados.
Além disso, é recomendável coletar amostras diagnósticas antes da administração de
antibióticos para minimizar o risco de resultados de cultura falso-negativos. Se um
paciente com suspeita de infecção recebeu antimicrobianos e não houve resposta ao
tratamento, recomenda-se que o tratamento seja interrompido por 48 horas antes de se
fazer uma tentativa de coleta.
A coleta de uma quantidade, ou volume (fluidos), adequada é igualmente importante
na obtenção de resultados representativos. Por exemplo, um único suabe estéril
preparado com tecido contaminado pode não ser uma amostra adequada o suficiente.
Sempre que for possível, amostras múltiplas são recomendáveis. Além disso, o material
de biópsia, o tecido removido cirurgicamente e muitos mililitros de líquidos (p. ex.,
urina) devem ser coletados e acondicionados em um recipiente estéril que deve ser
devidamente fechado (recipiente à prova de vazamentos) antes do transporte. Uma
“obtenção limpa” de urina em um “recipiente limpo” não é o suficiente para um
procedimento adequado.
Atualmente, existem recipientes comerciais disponíveis a preços baixos e que são
especificamente desenhados para o transporte de material infeccioso. Muitos recipientes
desenhados para conter amostras bacterianas possuem um conteúdo de meio
tamponado, não nutritivo, para suspender o crescimento de bactérias patogênicas e,
ainda, minimizar o crescimento exagerado de bactérias contaminantes durante o tempo
necessário para o transporte da amostra. A maioria dos laboratórios comerciais fornece
dispositivos com conteúdo apropriado para o transporte de amostras bacterianas.
Técnica de Coleta e Transporte das Amostras
Como a maior parte das amostras diagnósticas coletadas para cultura bacteriana são
enviadas para laboratórios comerciais para isolamento bacteriano, identificação e testes
de suscetibilidade antimicrobiana, é importante prepará-las adequadamente para o
envio.
Geralmente, não há necessidade de se usar um meio de transporte especial para
amostras de cultura aeróbica rotineira, desde que possam permanecer úmidas e
relativamente frias e ser inoculadas no meio de cultura em até 3 a 4 horas. Para amostras
que devem ser transportadas durante a noite para o laboratório, é imperativo que elas
sejam mantidas refrigeradas (não congeladas) e úmidas. Altas temperaturas durante o
transporte contribuem para o supercrescimento de bactérias não patogênicas,
dificultando o isolamento e a identificação do organismo causador da doença. Pode ser
necessário utilizar um meio de transporte especial. Entre em contato com o pessoal do
laboratório para obter informações referentes ao transporte de amostras para cultura
bacteriana.
As amostras enviadas para cultura anaeróbica precisam ser inoculadas no meio de
cultura em intervalo de minutos após a coleta. Embora existam meiosde transporte
especiais para cultura anaeróbica, eles não são indicados nos casos de tempos
prolongados de transporte (> 4 horas).
Urina: Um dos fluidos mais frequentemente testados para a presença de bactérias é a
urina, que suporta o crescimento de diversos tipos de bactéria. Dessa forma, é necessário
que a genitália esteja higienizada antes da coleta de urina (amostra colhida livremente)
ou da cistocentese (preferencial). O uso de uma sonda urinária para coletar a urina
apresenta grandes chances de introduzir bactérias uretrais, o que pode se traduzir em
resultados de cultura falso-positivos. As bactérias sobreviverão apenas por um tempo
limitado na urina. As amostras coletadas devem ser lacradas e, a menos que sejam
processadas em menos de 2 horas, devem ser refrigeradas. As amostras mantidas por
tempo superior a 8 horas não contêm bactérias viáveis. Se houver necessidade de longos
períodos de transporte para que as amostras cheguem ao laboratório, um tubo de coleta
de urina possibilitará o armazenamento por até 48 horas em temperatura ambiente
(Tabela 4-4).
Tabela 4-4
Interpretação de Culturas de Urina Quantitativas em Cães e Gatos*
*Os dados representam generalidades. Na atualidade, as infecções bacterianas do trato urinário podem ser detectadas em
cães e gatos com uma população pequena de organismos (i. e., resultados falso-negativos).
†Atenção: Como a contaminação das amostras de jato médio pode resultar em contagem de 10.000 colônias/mL ou mais
em alguns cães (i. e., resultados falso-positivos), elas não devem ser usadas para urocultura de rotina de cães.
De Osborne CA, Finco DR: Canine and feline nephrology and urology, Baltimore, 1995, Williams & Wilkins.
Exsudatos e Transudatos: A coleta de compartimentos preenchidos por fluidos (p. ex.,
abscessos, seromas) exige que o procedimento seja realizado com o emprego de uma
agulha e seringa. É preciso coletar a quantidade máxima possível e enviá-la. A pele ou o
tecido adjacente à área na qual a coleta será realizada deve ser preparada cirurgicamente.
Se for preciso lavar uma lesão aberta (ou realizar uma aspiração transtraqueal ou uma
lavagem broncoalveolar [LBA]), é recomendável que se use uma solução tamponada de
Ringer lactato. O uso de líquidos que contenham preservativos pode, de fato, inibir o
crescimento bacteriano.
Fezes: Se for necessário enviar material fecal para isolamento bacteriano específico, a
quantidade ideal não deve ser menor que 2 a 3 g de fezes. É improvável que um único
suabe estéril inserido por via retal consiga bons resultados. Amostras múltiplas (até três)
são recomendadas quando se deseja isolar patógenos específicos (p. ex., Salmonella). As
amostras devem ser enviadas em um recipiente lacrado à prova de vazamento (sempre
indicado pelo laboratório). A amostra contida em recipiente adequado deve ser
refrigerada se houver um grande atraso (muitas horas) no envio ao laboratório.
Sangue: A confirmação da presença de bactérias no sangue (bacteremia) pode ser difícil e
exigir algum preparo do paciente antes da coleta de uma série de amostras. Além disso,
as amostras devem ser coletadas somente em frascos claramente identificados para a
coleta de sangue. Além disso, há várias razões para que um paciente infectado tenha um
resultado negativo de hemocultura – por exemplo, terapia antimicrobiana anterior ou
concomitante, infecção crônica (baixo grau) e liberação intermitente de bactérias para a
corrente sanguínea. O volume da amostra, o número de amostras enviadas, a preparação
da pele e o momento da coleta são variáveis que afetam diretamente os resultados.
Tricotomize e prepare cirurgicamente a pele sobre a veia cefálica, tarsal recorrente e/ou
jugular. Não retire sangue para cultura através de um cateter intravenoso ou intra-arterial
de permanência. Há frascos de coleta disponíveis para culturas bacterianas aeróbica e
anaeróbica. Recomenda-se, geralmente, que sejam coletadas três amostras sanguíneas de
veias separadas em um período de 24 horas. Não existe vantagem em se coletar sangue
arterial. Foi sugerido que amostras coletadas em períodos em que o paciente se encontra
febril podem aumentar a probabilidade de isolamento de bactérias. O volume de sangue
coletado é determinado pelo tamanho do paciente e dos frascos de coleta (adulto,
pediátrico, infantil) utilizados, assim como pelos equipamentos do laboratório usados
para multiplicar a cultura. Além dos frascos para coleta de sangue para cultura utilizados
para o homem adulto (10 mL), também existem frascos pediátricos para coleta de sangue
(5 a 10 mL) e frascos para neonatos (0,5 a 1 mL).
É importante que uma técnica estéril seja usada durante a coleta de todas as amostras.
Isso inclui o uso de luvas estéreis durante a coleta de amostras. Uma vez coletado, não se
deve permitir a entrada de ar no frasco de coleta. O frasco deve ser invertido duas ou três
vezes delicadamente (nunca agitado). Os frascos podem ser mantidos em temperatura
ambiente (o laboratório mantém as amostras a 37 °C).
A oportunidade de enviar culturas complementares (p. ex., de urina) de pacientes cujo
sangue está sendo coletado para cultura pode ajudar a confirmar a bactéria infectante e
levar à identificação da provável fonte de infecção (Quadros 4-2 e 4-3).
 
Quadro 4-2 Indicações para a realização de
hemocultura
Qualquer enfermidade aguda com febre (febre de origem desconhecida)
Hipotermia
Leucocitose, particularmente com desvio à esquerda
Neutropenia
Taquicardia não explicada
Hipoglicemia não diagnosticada
Taquipneia ou dispneia não explicada
Anúria ou oligúria não diagnosticada
Icterícia não explicada
Trombocitopenia
Coagulação intravascular disseminada
Claudicação intermitente de membros alternantes
Desenvolvimento súbito de um murmúrio ou alteração nele
 
Quadro 4-3 Indicações para envio de amostras para
cultura anaeróbica
Qualquer dor e inchaço localizado com febre
Mordida não cicatrizada ou ferida puntiforme
Feridas com odor fétido com corrimento persistente
Presença de gás em tecidos, especialmente se estiver associado a ferida
penetrante
Abscesso, especialmente se recorrente
Tecido necrosado ou desvitalizado
Corrimento escuro, sem cor, proveniente do local de uma ferida penetrante
Grânulos sulfurosos visíveis em qualquer corrimento
Identificação de bactérias filamentosas durante microscopia de rotina de
exsudatos
Falha na obtenção de crescimento bacteriano utilizando-se técnicas
aeróbicas
 
Leitura Adicional
Dow S: Diagnosis of bacteremia in critically ill dogs and cats. In Bonagura J,
editor: Current veterinary therapy XII. Small animal practice, Philadelphia,
1995, WB Saunders.
Greene CE: Infectious diseases of the dog and cat, ed 3, St Louis, 2006, Elsevier.
Osborne C: Three steps to effective management of bacterial urinary tract
infections, Comp Contin Educ Pract Vet 17:1233-1248, 1995.
Osborne CA, Finco DR: Canine and feline nephrology and urology, Baltimore,
1997, William & Wilkins.
Scott DW, Miller WH Jr, Griffin CE: Muller and Kirk’s small animal
dermatology, ed 5, Philadelphia, 1995, WB Saunders.
Cultura Fúngica
As culturas de diagnóstico fúngico dependem da escolha do local mais apropriado para
cultura e da técnica de coleta adequada. Em sua maioria, as culturas fúngicas são
solicitadas comumente em pacientes com suspeita de apresentarem infecções fúngicas
superficiais em pelos, pele e unhas (dermatofitoses). As amostras coletadas de pacientes
com suspeita de infecções fúngicas na cavidade nasal (p. ex., aspergilose) ou infecções
micóticas (p. ex., histoplasmose, criptococose) sistêmicas (também denominadas
“profundas”) geralmente são avaliadas por citopatologia ou sorologia (Seção 5), ou com
biópsia de tecido e histopatologia envolvendo colorações especiais.
Exame de Microscopia Direta
A avaliação citológica direta de amostras é sempre indicada em pacientes com suspeita
de infecções fúngicas. No entanto, é essencial ter experiência no reconhecimento de
elementos diagnósticos de diferentes fungos e esporos, assim como disponibilidade de
coloraçõesespeciais para citopatologia em moldura úmida (hidróxido de potássio a 10%).
Técnica de Coleta e Transporte das Amostras
Pele e Pelos: Raspados de pele e de bases de pelos arrancados são bastante utilizados para
cultura de fungos. A área de pele ou pelos selecionada para coleta da amostra deve ser
higienizada com álcool a 70%. Não é recomendável utilizar sabonetes ou soluções de
base iodada. As bases dos pelos, particularmente aquelas imediatamente adjacentes à
lesão, devem ser removidas da pele com o auxílio de uma pinça hemostática. Os raspados
de pele podem ser realizados com uma lâmina cirúrgica estéril ou com a borda de uma
lâmina de microscopia limpa (não utilizada). Deve-se realizar raspados de pele saudável,
de aparência normal e de pele anormal. Pode ser necessário realizar uma biópsia de pele
se os resultados das tentativas de cultura dos raspados de pele e pelos forem negativos.
Não é recomendável utilizar suabes estéreis para coletar amostras para cultura fúngica.
Os raspados de pele e de pelos podem ser diretamente colocados em um recipiente
seco e estéril, sem a necessidade de qualquer meio, desde que as amostras sejam
processadas em questão de horas. Geralmente não é necessária refrigeração. Se o tempo
de transporte se estender, é prudente acondicionar as amostras em um frasco contendo
meio de transporte bacteriano e refrigerar por até 15 horas. As amostras não devem ser
congeladas.
Cultura Fúngica Realizada em Hospital: As amostras de pele e de pelos de pacientes com
suspeita de infecções fúngicas superficiais podem ser inoculadas diretamente em um
substrato disponível comercialmente denominado Meio de Teste para Dermatófitos (MTD).
Como as amostras podem ser mantidas em temperatura ambiente e não necessitam de
manejo especial, o uso de MTD é ideal para uso hospitalar. O meio possui vermelho de
fenol como indicador de pH. Se houver algum dermatófito presente, a morfologia
característica da colônia será observada e o meio ao redor das colônias ficará vermelho.
Os recipientes contendo as amostras não são confiáveis após 2 semanas; a alteração de
cor observada após 2 semanas ou mais da inoculação do DTM deve ser desconsiderada.
Luz de Wood
A luz ultravioleta filtrada através de óxido de níquel produz um feixe chamado luz de
Wood. Se os animais forem colocados em uma sala escura e seu pelo e pele forem
expostos à lâmpada de Wood, pode ocorrer fluorescência por diversas razões. As bases
dos pelos afetados por algumas espécies de Microsporum fluorescem um brilho verde-
amarelado (como a cor de um espelho de relógio fluorescente). No entanto, medicações
iodadas, petróleo, saponáceos, tinturas, bactérias, e até mesmo queratina, podem
produzir uma fluorescência de tons arroxeados, azulados ou amarelados. A fluorescência
fúngica positiva é um auxílio valioso na seleção dos pelos afetados para inoculação em
cultura. No entanto, uma fluorescência negativa não exclui o diagnóstico de infecção
fúngica. Interpretações falso-negativas e falso-positivas são comuns.
 
Leitura Adicional
Dow S: Diagnosis of bacteremia in critically ill dogs and cats. In Bonagura J,
editor: Current veterinary therapy XII. Small animal practice, Philadelphia,
1995, WB Saunders.
Greene CE: Infectious diseases of the dog and cat, ed 3, St Louis, 2003, Elsevier.
Scott DW, Miller WH Jr, Griffin CE: Muller and Kirk’s small animal
dermatology, ed 5, Philadelphia, 1995, WB Saunders.
Teste Viral
Exame de Microscopia Direta
O exame microscópico de amostras de tecidos ou fluidos de pacientes com suspeita de
apresentar uma infecção viral dificilmente contribui para o diagnóstico. Como os vírus
são pequenos e geralmente se encontram na forma de partículas intracelulares, nem a
microscopia de luz, tão pouco técnicas de cultura são utilizadas na rotina clínica. Alguns
laboratórios comerciais e acadêmicos oferecem microscopia eletrônica de tecidos
(células), fluidos ou fezes de pacientes infectados, o que pode permitir a visualização
direta das partículas virais. Os resultados dependem da qualidade da amostra avaliada,
do tipo de equipamento disponível e da experiência do indivíduo nas técnicas de
microscopia.
Considerações do Teste
Atualmente, há diversas técnicas de laboratório disponíveis para a identificação de
infecções virais em cães e gatos. Existem excelentes plataformas de testes qualitativos
comercialmente disponíveis para o emprego na prática clínica. Os testes de diagnóstico
molecular, cultura viral, histopatologia e sorologia, todos facilmente disponíveis para
veterinários, requerem envio de amostras para avaliação para laboratórios comerciais.
Teste Realizado em Hospital: Dentre os sistemas de teste hospitalar usados para identificar
vírus, o ensaio imunoabsorvente ligado à enzima (ELISA) é a plataforma de teste mais
comumente empregada. O teste de ELISA pode ser realizado rapidamente (minutos) com
pouca ou nenhuma preparação do paciente e com sensibilidade e especificidade
relativamente altas. Há testes de detecção de vírus (antígeno) na forma de testes rápidos
para o antígeno de FeLV em sangue ou soro e para o antígeno de parvovírus canino nas
fezes. Além disso, esses testes rápidos para infecções virais são capazes de identificar
pacientes que não foram expostos, auxiliando o clínico a descartar infecção e eliminação
viral.
A sensibilidade do teste refere-se à probabilidade de o paciente sabidamente infectado
apresentar um resultado positivo no teste (um teste com alta sensibilidade apresenta
baixa expectativa de gerar poucos resultados falso-positivos).
A especificidade do teste refere-se à probabilidade de o paciente sabidamente livre de
infecção apresentar um resultado negativo no teste (um teste com alta especificidade
apresenta baixa expectativa de gerar poucos resultados falso-negativos).
Além disso, há muitos testes comerciais e ensaios sorológicos rápidos não
quantitativos disponíveis para a detecção de anticorpos para muitas das viroses que
afetam cães e gatos. Entretanto, o valor preditivo positivo dos testes de anticorpos é
geralmente mais baixo que o dos testes de antígenos. Por exemplo, um resultado de teste
de anticorpo positivo para um dado patógeno viral não constitui tipicamente um
diagnóstico de infecção, especialmente na ausência de sinais clínicos. Pode ser,
simplesmente, reflexo de vacinação recente (p. ex., vírus da imunodeficiência felina). Por
outro lado, um resultado de teste de anticorpo negativo geralmente não indica que o
paciente tenha sido previamente exposto ao vírus (ou vacina).
Testes Realizados em Laboratório: O termo sorologia refere-se ao uso de soro para detectar a
concentração de anticorpos e é amplamente empregado em medicina veterinária. O valor
dos títulos de anticorpos ao se diagnosticar uma infecção viral depende de diversos
fatores, incluindo o vírus infectante, o histórico de vacinação e o tempo decorrido desde a
exposição. O emprego de títulos agudos e convalescentes de anticorpos em um paciente
com suspeita de apresentar infecção viral aguda pode ser uma importante ferramenta
diagnóstica se houver aumento de quatro vezes ou mais no título após 2 a 4 semanas. Na
veterinária, os títulos virais agudos e convalescentes raramente são realizados em
pacientes isolados.
O isolamento de vírus, no entanto, é uma ferramenta diagnóstica valiosa bastante
subutilizada na veterinária, talvez devido ao limitado número de laboratórios comerciais
e universitários que forneçam o serviço de isolamento de vírus e também devido à
enorme disponibilidade de serviços de testes de diagnóstico molecular. O diagnóstico de
infecção viral das vias respiratórias superiores em felinos (herpesvírus 1 e/ou calicivírus)
está, talvez, entre as situações em que o isolamento de vírus pode ser mais útil,
especialmente em populações domiciliares, em que existe muitos gatos carreadores
contaminantes e os filhotes podem estar sob risco de contaminação.
Para se obter uma amostra para isolamento de vírus da cavidade oral de um gato,
insira rapidamente um suabe estéril na cavidade oral naregião das tonsilas ou da
orofaringe. Rolando o suabe pelo epitélio, é possível coletar células e vírus de um animal
infectado. Coloque o suabe imediatamente em um meio de transporte de vírus
(geralmente fornecido pelo laboratório). Os antibióticos adicionados à solução impedem
o crescimento bacteriano da amostra. Para um transporte de curto período (5 dias ou
menos), é melhor manter as amostras a 4 °C em vez de congeladas. Ao chegar ao
laboratório, a amostra será inoculada em uma cultura de células adequadas. Geralmente,
é possível estabelecer em poucos dias, com base no efeito citopático sobre a cultura de
tecido, se há infecção viral. Os testes de anticorpos fluorescentes podem ser realizados
subsequentemente para confirmar o material isolado.
Embora a disponibilidade seja restrita, a avaliação direta de amostras (p. ex., fezes para
parvovírus canino, ou coronavírus canino ou felino) pode ser realizada por microscopia
eletrônica. Esses métodos podem ser úteis para infecções, nas quais a concentração de
vírus na amostra alcança de 106 a 107 organismos por mililitro. Amostras como fezes,
fluidos vesiculares, tecido cerebral, urina ou soro podem ser submetidas à microscopia
eletrônica.
As amostras de tecido e preparações citológicas esfoliativas podem ser submetidas à
identificação por exame histopatológico, imuno-histoquímica e teste direto de anticorpo
fluorescente. Tais testes têm aplicação limitada em pacientes com doença ativa devido à
limitada disponibilidade desses tipos de serviço e do tempo necessário para o
processamento da amostra e sua avaliação por um patologista. Esses testes podem ser
particularmente úteis nos diagnósticos post-mortem quando vários animais se encontram
potencialmente em risco.
Diagnóstico molecular é um termo que se refere ao uso de testes baseados em ácidos
nucleicos para a detecção de DNA ou RNA viral. A reação em cadeia da polimerase (PCR)
é uma tecnologia laboratorial que oferece uma sensibilidade excepcional. Por meio de sua
habilidade de amplificar milhões de vezes quantidades muito pequenas (traços) de DNA
ou de RNA provenientes de organismos patogênicos, a PCR facilita a identificação da
sequência de ácido nucleico “alvo” e, portanto, do organismo infectante. Essa tecnologia
também está disponível comercialmente para a detecção de DNA de bactérias e
riquétsias selecionadas. A tecnologia de PCR é particularmente útil nos estágios muito
iniciais de uma infecção viral, quando a concentração de anticorpos ainda não alcançou
níveis detectáveis em testes convencionais. Além disso, o teste de PCR pode detectar
animais saudáveis carreadores de vírus que representam risco para uma população maior
de animais suscetíveis e que ainda não podem ser identificados pelas tecnologias de
isolamento ou identificação de vírus. Deve-se notar, no entanto, que a tecnologia de PCR
ainda está sujeita a resultados falso-positivos e falso-negativos. Dessa forma, esse teste
não é indicado, necessariamente, como um método preliminar ou exclusivo para um
paciente isolado.
Técnica de Coleta e Transporte das Amostras
Sorologia: Soro, plasma ou outros fluidos (p. ex., líquido cefalorraquidiano [LCR]) podem
ser testados quanto à presença de anticorpos para viroses patogênicas selecionadas.
Deve-se permitir que ocorra a completa coagulação e retração do coágulo nas amostras
de sangue total (ou a amostra deve ser centrifugada) antes do soro ser coletado. As
amostras devem ser enviadas em um frasco à prova de vazamento. Amostras que serão
guardadas por muitas horas antes do teste devem ser refrigeradas.
Histologia e Imuno-histoquímica: As amostras são restritas ao tecido obtido durante biópsia
cirúrgica. Da mesma forma que é indicada para a histopatologia convencional, as
amostras (não mais que 5 mm de espessura) devem ser acondicionadas em formalina a
10% tamponada e enviadas em um frasco à prova de vazamento. É recomendável que o
volume de formalina usado seja, pelo menos, 10 vezes maior que a amostra de tecido
enviada.
Teste de Anticorpo Fluorescente: O teste pode ser realizado em tecidos coletados durante
biópsia cirúrgica ou de impressões (esfoliativas) de tecido feitas a partir de impressões
sobre uma lâmina de microscopia limpa. É recomendável que as impressões de tecido
sobre as lâminas sejam fixadas em álcool ou acetona antes do envio. Os tecidos frescos
devem ser enviados em gelo (não gelo seco) e não podem ser submetidos à fixação com
formalina.
Microscopia Eletrônica: As pequenas quantidades de tecido adequadas à microscopia
eletrônica não devem ser maiores que 1 × 2 mm de espessura. É preciso fixá-las em
glutaraldeído de 2% a 4% por 24 horas a 20 °C. Fezes e fluidos corporais coletados para
microscopia eletrônica devem ser enviados frescos, não congelados ou mantidos em
agentes de conservação. Se for necessário transportar, as fezes e os fluidos corporais
podem ser refrigerados ou transportados em gelo. As amostras devem estar viáveis por
48 a 72 horas.
Isolamento Viral: A coleta de amostras para cultura e isolamento viral pode ser realizada por
meio de suabes estéreis. As amostras devem ser inoculadas em um frasco lacrado
contendo meio de transporte viral (geralmente fornecido pelo laboratório). As amostras
não devem ser congeladas ou mantidas em agentes de conservação.
Teste de Reação em Cadeia da Polimerase: Os laboratórios que oferecem teste de PCR geralmente
aceitam soro ou sangue total com anticoagulante (ácido etilenodiaminotetracético
[EDTA]) em frascos à prova de vazamentos e transportados acondicionados em gelo. As
amostras não devem ser congeladas.
Técnicas de Coleta de Sangue
Na maioria das vezes, uma amostra de 3 a 5 mL de sangue total com anticoagulante é o
suficiente para uma hematologia de rotina; alguns laboratórios chegam a aceitar apenas
1 mL. Para as análises bioquímicas de rotina, o volume de soro necessário pode variar de
1 a 2 mL, dependendo do número e do tipo de testes requisitados. Planeje
antecipadamente quais amostras serão necessárias para evitar que seja necessário
realizar, posteriormente, punções venosas adicionais. Em gatos e cães de pequeno porte,
o uso das veias jugulares facilita a coleta de um volume adequado de sangue. Se forem
necessárias amostras menores, é possível utilizar a veia cefálica, a safena lateral ou a
safena medial para a coleta de sangue. Não utilize a veia jugular se houver suspeita de
coagulopatia porque pode ser difícil controlar a hemorragia após a punção venosa.
Preparação do Paciente: Para uma punção venosa bem-sucedida, é importante conter
apropriadamente o animal. Os detalhes relacionados à correta contenção para as várias
localizações de punção venosa são discutidas em cada tópico específico por todo o texto.
O paciente deve permanecer confortável, ainda que esteja relativamente imóvel para
evitar a laceração iatrogênica de vasos. Estique bem a pele sobre o vaso selecionado sem
provocar oclusão vascular para ajudar a ancorar o vaso no local durante a penetração da
agulha.
Técnica: A técnica específica para cada punção venosa irá variar de acordo com o vaso
selecionado. As seções a seguir descrevem as técnicas de punção venosa para cada uma
das quatro veias mais comumente acessadas: a veia cefálica, a veia jugular, a veia safena
lateral e a veia safena medial.
Punção Venosa da Veia Cefálica: Para conter um cão ou gato para a punção venosa da veia
cefálica, coloque o animal sobre uma mesa sentado ou em decúbito esternal. Se a veia
que deve ser puncionada ou cateterizada for a direita, o assistente deve ficar do lado
esquerdo do animal e colocar o braço ou a mão esquerda sob o seu queixo para imobilizar
a cabeça e o pescoço. O assistente deve abraçar o corpo do animal e segurar a pata
exatamente atrás e distalmente à articulação úmero-rádio-ulnar direita. Ele deve usar o
dedo polegar para rotacionar lateralmente e fazer o garrote da veia cefálica enquanto a
palma de sua mão segura o cotovelo em uma posição imobilizada e estendida. Certifique-
se que o animal permaneça sobre a mesa caso ele resista à imobilizaçãoe tenha que ser
contido à força. Então, a pessoa que realiza a punção venosa segura a pata na região
metacarpiana e inicia a punção no aspecto medial da pata em ponto imediatamente
adjacente à veia cefálica e proximal ao carpo.
Punção Venosa da Veia Jugular: Para uma punção venosa jugular de cães, posicione o paciente
em decúbito esternal com as mãos do assistente postas ao redor do focinho do paciente
para estender dorsalmente o pescoço e o focinho em direção ao teto. Em cães de pelo
curto, geralmente é possível visualizar o percurso da veia jugular desde o ramo da
mandíbula até a entrada torácica no sulco jugular. Pode ser mais difícil visualizar o vaso
em cães de pelo longo ou se houver excesso de gordura subcutânea ou de pele. A pessoa
que realiza a punção venosa deve colocar o dedo polegar da mão não dominante sobre a
veia jugular na entrada torácica ou próximo a ela para fazer a oclusão da drenagem
venosa e, com isso, permitir o preenchimento do vaso. Com a mão dominante, essa
pessoa deve inserir a agulha e a seringa ou Vacutainer® (BD, Franklin Lakes, New Jersey)
no vaso a uma angulação de 15 a 30 graus para realizar a punção venosa.
Para animais menores e de porte muito grande, a veia jugular também pode ser
puncionada pelo posicionamento do paciente em decúbito lateral. O assistente deve
puxar as patas torácicas do animal e estender sua cabeça e pescoço, expondo a jugular à
visualização. A punção venosa pode, então, ser realizada como foi descrito
anteriormente. Em pacientes com trombocitopenia ou intoxicação por rodenticida
antagonista de vitamina K, a punção venosa jugular é contraindicada.
Quanto aos gatos, posicione-os em decúbito esternal. O assistente deve ficar atrás do
paciente de forma que este não consiga se virar para trás fugindo da agulha durante a
punção venosa. O assistente deve estender a cabeça e o pescoço do gato, e, ao mesmo
tempo, conter as patas torácicas do animal com a outra mão. O pelo do gato pode ser
tricotomizado ou umedecido com álcool isopropílico para auxiliar na visualização da veia
jugular conforme ela se eleva no sulco. A pessoa que realiza a punção venosa deve
comprimir o vaso na altura da entrada torácica e inserir a agulha ou o aparelho
Vacutainer® no vaso, como já foi descrito antes, e proceder à coleta sanguínea.
Alternativamente, posicione o gato em decúbito lateral como descrito no parágrafo
anterior.
Punção Venosa da Veia Safena Lateral: Para realizar a punção da veia safena lateral, posicione o
paciente em decúbito lateral. A veia safena lateral pode ser visualizada na porção lateral
do joelho, mais proximal ao tarso. O assistente deve estender o membro pélvico e
pressionar a veia safena lateral no aspecto proximal e caudal ao tarso. A pessoa que
realiza a punção venosa deve segurar a porção distal do membro do paciente com a mão
não dominante e inserir a agulha ou o aparelho Vacutainer® com a mão dominante para
coletar a amostra de sangue.
Punção Venosa da Veia Safena Medial: Para realizar a punção da veia safena medial, posicione o
paciente em decúbito lateral. Movimente a ponta do membro pélvico cranial e
caudalmente para possibilitar a visualização da veia safena medial sobre o aspecto
medial da tíbia e da fíbula. O assistente deve segurar o paciente pela nuca, se este for de
pequeno porte, ou deve posicionar o antebraço sobre o pescoço do paciente para impedir
que ele se levante durante o procedimento. Com a outra mão, o assistente deve
comprimir a veia safena medial na região inguinal. A pessoa que realiza o procedimento
de punção venosa deve segurar a pata ou o jarrete do membro e puxar a pele esticada
para impedir que o vaso se desloque para fora da agulha. O pelo pode ser tricotomizado
ou umedecido com álcool isopropílico para auxiliar na visualização do vaso. A agulha, ou
o aparelho Vacutainer®, pode ser inserida no vaso em um ângulo de 15 a 30 graus para
coletar a amostra de sangue.
Considerações Especiais: Proporções incorretas de sangue e anticoagulante podem resultar em
desvios de água entre plasma e eritrócitos. Tais desvios podem alterar o volume globular
sanguíneo (VG), especialmente quando pequenas quantidades de sangue são acrescidas a
tubos preparados com volumes de anticoagulante adequados para volumes muito
maiores de sangue. Resultados laboratoriais errôneos também podem ser obtidos
quando pequenos volumes de sangue são colocados em um recipiente relativamente
grande. A evaporação da água do plasma e a aderência de células à superfície do
recipiente podem produzir artefatos, alterando os resultados hematológicos.
Se a amostra precisar ser guardada antes de ser transportada ao laboratório, o sangue
misturado ao anticoagulante deve ser refrigerado após a coleta. Os leucócitos e as
contagens de eritrócitos, o VG e a concentração de hemoglobina podem ser
determinados em um prazo de 24 horas após a coleta. A contagem de plaquetas, no
entanto, deve ser realizada até 1 hora após a coleta. Esfregaços de sangue não fixados,
secos, podem ser corados com colorações mais convencionais até 24 a 48 horas após
serem feitos. Se for previsto um atraso considerável entre o momento em que o esfregaço
sanguíneo é feito e o processo de coloração, o mesmo deverá ser fixado por imersão em
metanol absoluto por, no mínimo, 5 minutos. Os esfregaços sanguíneos fixados por esse
método são estáveis por tempo indeterminado.
Nunca coloque sob refrigeração esfregaços sanguíneos não fixados porque a
condensação que se forma após sua retirada do refrigerador os destruirá, tornando-os
inutilizáveis para avaliação citológica. Tenha o cuidado de deixar os esfregaços
sanguíneos não fixados com a face virada para baixo sobre uma bancada ou em uma caixa
fechada. Colorações especiais, como peroxidase, podem requerer esfregaço de sangue
fresco.
Teste Hematológico de Rotina (Ver Também Seção 5)
O anticoagulante de escolha para testes hematológicos é o EDTA. A heparina deve ser
particularmente evitada se forem realizados esfregaços a partir de sangue misturado com
anticoagulante porque o contato do sangue total irá distorcer de forma significativa a
morfologia das células. A heparina é aceitável para a maior parte dos procedimentos que
requerem plasma sanguíneo. O efeito anticoagulante da heparina é transitório. As
amostras podem coagular após 2 ou 3 dias.
Faça esfregaços sanguíneos imediatamente após a coleta porque a morfologia celular
deteriora-se rapidamente após a coleta da amostra. Apesar de os esfregaços sanguíneos
poderem ser feitos após a introdução de sangue no EDTA, uma prática mais adequada é
realizar esfregaços sanguíneos imediatamente da agulha da coleta antes de o sangue
entrar em contato com qualquer anticoagulante. Nunca utilize sangue exposto à heparina
para fazer esfregaços sanguíneos.
Proporções incorretas de sangue e anticoagulante podem resultar em desvios de água
entre plasma e eritrócitos. Tais desvios podem alterar o VG, especialmente quando
pequenas quantidades de sangue são adicionadas a tubos preparados com volumes de
anticoagulante adequados a um volume de sangue muito maior. Resultados laboratoriais
errôneos também podem ocorrer quando pequenos volumes de sangue são
acondicionados em um recipiente relativamente grande. A evaporação da água do plasma
e a aderência das células à superfície do recipiente podem produzir artefatos, alterando
os resultados hematológicos.
Refrigere o sangue misturado ao anticoagulante após a coleta, caso haja atraso na
realização das determinações laboratoriais. As contagens de leucócitos e eritrócitos, o VG
e a concentração de hemoglobina podem ser determinadas em até 24 horas após a coleta
da amostra. A contagem de plaquetas, no entanto, deve ser feita até 1 hora após a coleta.
Esfregaços de sangue não fixados, secos, podem ser corados com colorações mais
convencionais até 24 a 48 horas após serem feitos. Se for previsto um atraso considerável
entre o momento em que o esfregaço sanguíneo é feito e o processo de coloração, o
esfregaço deve ser fixado por imersão em metanol absoluto por, no mínimo,5 minutos.
Os esfregaços sanguíneos fixados por esse método são estáveis por tempo
indeterminado. Nunca coloque sob refrigeração esfregaços sanguíneos não fixados
porque a condensação que se forma após sua retirada do refrigerador os destruirá,
tornando-os inutilizáveis para avaliação citológica. Tenha o cuidado de deixar os
esfregaços sanguíneos não fixados com a face virada para baixo sobre uma bancada ou
em uma caixa fechada. Colorações especiais, como peroxidase, podem requerer esfregaço
sanguíneo fresco.
Teste Bioquímico de Rotina (Ver Também Seção 5)
Preparação do Paciente: Prepare a veia selecionada conforme a descrição anterior.
Técnica: A maior parte dos procedimentos de bioquímica clínica é realizada com soro. O
soro é obtido por meio da coleta de sangue sem adição de qualquer anticoagulante e
permitindo que o sangue coagule em um tubo limpo e seco. Faça a separação do soro e
das células em até 45 minutos após a coleta (punção venosa). Existem frascos especiais
com vácuo que produzem uma barreira de gel entre o coágulo e o soro (tubo separador
de soro), os quais evitam a necessidade de retirar o soro e acondicioná-lo em um frasco
separado. A coagulação do sangue e a retração do coágulo ocorrem de melhor maneira e
com maior quantidade de soro em temperatura ambiente ou em temperatura corpórea. A
refrigeração da amostra retarda a retração do coágulo. Algumas amostras coagulam e
apresentam retração mais rapidamente que outras.
Considerações Especiais: Caso não se utilize um tubo separador de soro, é recomendável que o
coágulo seja separado das paredes do recipiente pelo descolamento das margens com um
palito aplicador. Após a separação do coágulo, deixe que ocorra a sua retração e, então,
centrifugue e retire o soro sobrenadante claro utilizando uma pipeta ou um bulbo de
sucção. Permita que as amostras de sangue total coagulem-se completamente antes de
tentar remover o soro. Se isso não for feito, pode ocorrer uma mistura de plasma e soro
na amostra enviada. A quantidade de soro geralmente corresponde a um terço do volume
de sangue total. Pacientes hipovolêmicos ou desidratados podem apresentar um
rendimento de soro significativamente mais baixo.
Muitos procedimentos de bioquímica clínica podem ser realizados com plasma ou com
soro. A vantagem de se usar plasma é que a separação de células pode ser executada
imediatamente após a centrifugação ou sedimentação, sem a necessidade de se esperar a
formação e retração de coágulo. A desvantagem do plasma é que a presença de
anticoagulante interfere em muitos dos procedimentos de ensaios químicos. O plasma é
menos límpido que o soro, o que pode ser uma desvantagem adicional em ensaios
colorimétricos. O plasma e o soro são praticamente idênticos em termos de composição
química, exceto pela presença de fibrinogênio e anticoagulante no plasma. Para muitos
procedimentos nos quais é possível utilizar plasma ou sangue total, a heparina é o
anticoagulante de escolha. O sangue heparinizado é a única amostra aceitável para
análises de pH sanguíneo e gasometria. Apesar de o sangue com EDTA ser aceitável para
alguns procedimentos bioquímicos, ele não pode ser usado para a determinação dos
eletrólitos plasmáticos porque, além de se confundir com eles, faz o seu sequestro na
amostra. Adicionalmente, o EDTA pode interferir nas concentrações de fosfatase alcalina,
reduzir o dióxido de carbono total e elevar o nitrogênio sanguíneo não proteico.
Consulte o Guia para Seleção de Tubos na Seção 5 para se certificar da escolha do tubo
de coleta adequado para o teste apropriado requerido.
Separe o soro ou plasma e remova-o das células assim que possível após a coleta de
sangue, porque muitos dos constituintes do plasma estão presentes em concentrações
mais altas nos eritrócitos. Com o tempo, essas substâncias fluem para o plasma e
produzem valores falsamente elevados (interferência positiva) e valores falsamente
inferiores (interferência negativa) (Tabela 4-5). O sangue total não deve ser enviado pelo
correio em nenhuma circunstância; o soro derivado dessas amostras geralmente se
encontra hemolisado e os resultados, frequentemente, são imprecisos. Para o transporte,
separe o soro e transfira-o para um tubo limpo e seco.
Tabela 4-5
Exemplos de Interferências Positiva e Negativa Induzidas por Hemólise da Amostra
na Análise Bioquímica
Exame Efeito da Hemólise*
Alanina transaminase Efeito mínimo
Fosfatase alcalina Aumentada
Bilirrubina Aumentada
Cloreto Diminuído
Creatinina Aumentada
Fosfato inorgânico Aumentado
Lipase Diminuída
pH Diminuído
Potássio Nenhum efeito detectável
Cálcio total Aumentado
Proteína total Aumentada
Ureia nitrogenada Aumentada
*O tipo e o grau de interferência varia entre as diferentes modalidades de testes exclusivos de cada laboratório ou
analisador bioquímico hospitalar.
 
Leitura Adicional
Meyer DJ, Harvey JW: Veterinary laboratory medicine, ed 3, St Louis, 2004,
Elsevier.
Raskin R, Meyer DJ, editors: Update on clinical pathology, Vet Clin Noth Am
Small Anim Pract 26:5, September, 1996.
Thomas JS: Introduction to serum chemistries: artifacts in biochemical
determinations. In Willard MD, Tvedten H, editors: Small animal clinical
diagnosis by laboratory methods, ed 4, St Louis, 2004, Elsevier.
Aspiração de Medula Óssea
A coleta de medula óssea pode ser bastante valiosa em doenças hematológicas nas quais
os exames de sangue periféricos revelam células ou contagens celulares anormais.
Condições como leucopenia, trombocitopenia, anemia não regenerativa, agranulocitose,
pancitopenia, leucemias e outros cânceres da medula óssea e doenças infecciosas (p. ex.,
histoplasmose, erliquiose) só podem ser confirmadas pela avaliação da citologia da
medula óssea.
A medula óssea em animais jovens é celular e está presente em ossos chatos (esterno,
costelas, ossos pélvicos e vértebras) e em ossos longos (úmero e fêmur). Conforme o
animal envelhece, o conteúdo celular da medula diminui, especialmente nos ossos
longos. Em animais mais velhos, as células da medula óssea estão presentes nos ossos
chatos; no entanto, em condições de estresse, nas quais há a necessidade de se produzir
novas células sanguíneas em grande quantidade, as células primitivas da medula óssea
de ossos longos tornam-se novamente ativas. A interpretação do esfregaço da medula
óssea pode se dar (1) pela técnica utilizada para a obtenção da amostra da medula óssea
ou (2) pelo conhecimento especializado necessário para interpretar as células da medula
óssea.
A aspiração da medula óssea é muito subutilizada na prática clínica. O procedimento
requer algum grau de habilidade se for exigida alta qualidade das amostras que serão
obtidas, mas o procedimento apresenta baixo risco para o paciente e pode ser
extremamente valioso no estabelecimento de um diagnóstico ou prognóstico.
Cães
Preparação do Paciente: Ocasionalmente, pode ser necessário utilizar um anestésico de curta
duração, mas a tranquilização junto com a infusão de anestésico local geralmente é
suficiente. O local selecionado para aspiração ou biópsia deve ser tricotomizado e
preparado cirurgicamente.
Técnica: A aspiração ou biópsia de medula óssea é um procedimento percutâneo
conduzido e que utiliza técnica estéril.
As técnicas envolvidas incluem biópsia por aspiração medular e biópsia de fragmento
por agulha da medula óssea, sozinhas ou em combinação. Quando a biópsia por
aspiração não consegue produzir a citologia adequada (como na mielofibrose avançada,
neoplasia ou aplasia medular), há indicação para uma biópsia de fragmento por agulha
da medula óssea. Para cães de porte médio, a agulha de aspiração da medula óssea pode
ser uma Rosenthal de calibre 16 ou uma Illinois; para gatos ou cães de pequeno porte,
uma agulha Rosenthal de calibre 18; ou então pode ser usada uma agulha de biópsia
Jamshidi (pronuncia-se Iam-xi-dii) calibre 12 para a maior parte dos cães adultos e calibre
14 para gatos e cães de pequeno porte.
A seleção de agulhas para biópsia por aspiração da medula óssea baseia-se no local da
biópsia,