tipos de amostras coleta e material biologico

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BIOQUIMICA 
CLÍNICA
Tipos de amostras: 
coleta e material 
biológico
Ana Daniela Coutinho Vieira
OBJETIVOS DE APRENDIZAGEM
 > Identificar os principais fluidos utilizados no setor de bioquímica clínica.
 > Reconhecer a importância da manipulação correta das amostras e as pre-
cauções que devem ser tomadas quanto à segurança.
 > Diferenciar os processos envolvidos na coleta e no manuseio de amostras 
no setor bioquímica clínica.
Introdução
A qualidade de um exame bioquímico está diretamente ligada à qualidade da 
amostra biológica recebida. Quanto mais adequada e bem preservada for a amos-
tra, maior será a chance de o resultado representar, com fidelidade e segurança, 
o estado metabólico do paciente, seja em condições fisiológicas ou patológicas.
Neste capítulo você conhecerá quais são as principais amostras biológicas 
utilizadas em análises do setor de bioquímica. Também verá de que forma essas 
amostras podem ser obtidas e a que critérios a sua coleta e o seu manuseio devem 
obedecer para manter a integridade dos analitos de interesse.
Amostras biológicas utilizadas 
em bioquímica clínica
A maioria dos exames bioquímicos utiliza amostras de sangue ou de urina, 
devido à facilidade de obtenção desses espécimes. Entretanto, em caso de 
necessidade, outras amostras podem ser utilizadas, tais como: fezes, líquido 
cefalorraquidiano (LCR), saliva, líquido pleural, líquido ascítico, líquido sino-
vial e aspirados, além de, mais raramente, fragmentos de cálculos e tecidos.
As amostras de sangue destacam-se, pois além de serem facilmente 
colhidas, podem ser utilizadas de diferentes formas, como o soro, plasma, 
sangue total venoso ou arterial e de sangue capilar. O soro é a forma mais 
utilizada em bioquímica e é obtido a partir da centrifugação do sangue total. 
Neste caso, o sangue deve ser coletado sem anticoagulantes e, após a coa-
gulação, é centrifugado para que as células se depositem na porção inferior 
do tubo de amostra, gerando um sobrenadante, o soro. Para este tipo de 
amostra, deve-se levar em consideração o tempo decorrente entre a coleta 
sanguínea e a obtenção do soro, pois analitos mais instáveis podem perder 
suas características. Já as amostras de plasma são obtidas a partir da coleta 
com o uso de tubos com anticoagulantes, para evitar que ocorra a coagulação 
e, também, para conservação de determinados analitos. São centrifugadas, 
posteriormente, da mesma forma que as amostras de soro, diferindo apenas 
no fato de que o sobrenadante será chamado de plasma, pois ainda mantém 
intactos os fatores de coagulação e o fibrinogênio (Figura 1) (MCPHERSON; 
PINCUS, 2012; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Figura 1. Após o procedimento de centrifugação do sangue total, obtém-se sobrenadantes 
de soro (sem anticoagulante) ou plasma (com anticoagulante).
Fonte: Adaptada de Soleil Nordic/Shutterstock.com.
Tipos de amostras: coleta e material biológico2
Por sua vez, as amostras de urina são ainda mais fáceis de serem obtidas, 
não necessitando de dispositivos invasivos de coleta, na maioria dos casos. Em 
geral, a colheita é feita pelo próprio paciente e pode apresentar especificidades 
de acordo com o exame a ser realizado. Em bioquímica, as amostras urinárias 
mais utilizadas são a urina de 24 horas e a urina aleatória. A urina de 24 horas 
é obtida a partir da segunda micção da manhã (a primeira deve ser descartada) 
e deve compreender todas as micções subsequentes no período de 24 horas 
(esvazia-se a bexiga, marca-se o horário e, a partir daí, coleta-se toda a urina 
produzida, armazenando-a em um frasco; quando se completam as 24 horas, 
esvazia-se a bexiga, armazenando a última urina produzida). Para isso, frascos 
com capacidade de, pelo menos, 1 litro são fornecidos pelo laboratório para 
acondicionamento da amostra. Dependendo do caso podem ser adicionados con-
servantes para evitar contaminação microbiana ou alterações nos metabólitos.
As urinas aleatórias, por sua vez, são coletadas uma única vez, em recipien-
tes conhecidos como coletores universais. Este tipo de amostra é utilizada 
também nos setores de urinálise e microbiologia. Quando é destinada para 
análises bioquímicas, porém, deve preferencialmente ser coletada pela ma-
nhã, pois é o momento em que os seus elementos constituintes estão mais 
concentrados, devido ao tempo prolongado sem micção durante a noite, e o 
seu pH está reduzido, em decorrência da diminuição da frequência respiratória 
durante o sono (MCPHERSON; PINCUS, 2012; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Em alguns casos especiais, a amostra de urina pode ser obtida por outros 
procedimentos. Para pacientes com comprometimento do controle de micção, 
como em crianças, a coleta pode ser realizada utilizando-se um saco coletor 
específico. Em alguns casos, entretanto, procedimentos mais invasivos são 
necessários para que se obtenha amostras de urina diretamente da bexiga 
ou dos ureteres. Para isso, são utilizados os seguintes procedimentos: ca-
teterismo vesical, no qual um cateter é introduzido na uretra e segue até 
os ureteres, passando pela bexiga; e punção suprapúbica, na qual a urina é 
coletada a partir da introdução de uma agulha na região do abdômen para a 
obtenção de amostra diretamente da bexiga. O cateterismo pode ser utilizado 
para obter amostras para avaliações da função renal individual de cada rim, 
e a punção suprapúbica é mais utilizada para investigações microbiológicas. 
Estes tipos de coletas são menos frequentes e devem ser realizadas por 
profissionais capacitados para tal (RECOMENDAÇÕES..., 2017).
A obtenção de amostras de outros líquidos corporais como aspirados, LCR, 
líquido sinovial, ascítico ou pleural, são procedimentos médicos e, portanto, a 
amostra não é coletada nem pelo paciente e nem pelo laboratório. As amos-
tras de LCR são obtidas através de uma punção lombar e, geralmente, são 
Tipos de amostras: coleta e material biológico 3
utilizadas para investigação de meningites, hemorragias e doenças malignas 
ou neurodegenerativas. No setor de bioquímica, as principais dosagens em 
LCR são glicose, proteínas e lactato (MCPHERSON; PINCUS, 2012; BARCELOS; 
AQUINO, 2018). 
Os demais líquidos corporais também são obtidos por procedimentos 
específicos. O líquido ascético, por paracentese e utilizado para avaliação 
de derrames peritoneais e distúrbios no transporte de líquidos e eletrólitos; 
o líquido pleural, por toracentese para a avaliação de derrames pleurais; o 
líquido sinovial, por artrocentese e utilizado para o diagnóstico de doenças 
articulares, como artrites infecciosas ou induzidas por cristais; o líquido 
amniótico, por amniocentese e utilizado para avaliação do estado de saúde 
do feto em diagnósticos pré-natais e avaliações de maturidade e sofrimento 
fetal; e também o líquido seminal, que pode ser utilizado em análises bio-
químicas, principalmente para investigações de infertilidade. De preferência, 
estas coletas devem ser realizadas pelo paciente no laboratório, pois a aná-
lise deve ser realizada o mais brevemente possível após a coleta. Em casos 
de impossibilidade, as amostras coletas em casa devem ser entregues ao 
laboratório em, no máximo, 30 minutos (BARCELOS; AQUINO, 2018).
Obtenção e manipulação de amostras 
biológicas
A coleta de materiais biológicos é uma das primeiras etapas do diagnóstico, 
e acontece efetivamente no laboratório de análises clínicas, dentro da fase 
pré-analítica. Para que uma amostra biológica seja representativa na real 
situação do paciente, é necessário que haja uma correlação entre a indicação 
clínica da solicitação, a amostra obtida e os exames realizados. Ou seja, qual 
foi a amostra solicitada? Há alguma especificação em relação ao momento 
da coleta? Esta é a amostra mais adequada para esta suspeita clínica? Nesse 
momento, uma boa comunicação entre laboratório, paciente e médico é fun-
damental (XAVIER; DORA; BARROS, 2016; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
O cadastro e a identificação das amostras são etapas críticas e devem ser 
focados
no máximo de segurança de informações possível. Recomenda-se, 
pela Resolução de Diretoria Colegiada 302/2005 da Anvisa, que o cadastro do 
paciente inclua: número de identificação do paciente no sistema do laborató-
rio, nome completo, idade, sexo e local de procedência do paciente, telefone 
e endereço (em coletas ambulatoriais, principalmente), nome e contato do 
responsável em caso de menores de idade ou incapacitados, data e horário 
Tipos de amostras: coleta e material biológico4
da coleta, nome do solicitante, exames requisitados e tipo de amostra. Além 
destes dados obrigatórios, recomenda-se que no momento do cadastro do 
paciente e de seus exames, logo antes da coleta, sejam disponibilizadas e 
conferidas as informações referentes a jejum, dieta, uso de medicamentos, 
etilismo, tabagismo, atividades físicas e quaisquer outras informações que 
possam auxiliar na interpretação posterior dos resultados.
Nas coletas que são realizadas no laboratório, sempre que possível, o 
paciente deve ficar em repouso de 15 a 20 minutos antes do procedimento 
de coleta, para minimização de interferentes. Em alguns casos o repouso 
requisitado pode ser maior, como nas dosagens de prolactina, catecolaminas 
plasmáticas e testes funcionais, em que o ideal é um repouso de 30 minutos. 
Após esse descanso o paciente deve ser acomodado em uma cadeira própria, 
preferencialmente com um apoio para o braço. Em ambientes hospitalares 
a coleta também é realizada no leito. Nesse momento, é importante que 
haja uma conferência da identificação do paciente, com apresentação de 
documento com foto, e uma confirmação das identificações dos tubos e 
recipientes de coleta pelo paciente e pelo coletador, a fim de evitar possíveis 
trocas de amostra e erros pré-analíticos. É nesta etapa também que o pro-
fissional responsável pela coleta deve conferir se possui todos os materiais 
necessários para o procedimento à disposição e com fácil acesso. Atualmente, 
todos os materiais utilizados na coleta sanguínea são descartáveis, para 
evitar possíveis contaminações e garantir uma maior biossegurança para o 
paciente e para os profissionais (MCPHERSON; PINCUS, 2012; XAVIER; DORA; 
BARROS, 2016, FLEURY, 2019).
A venopunção, ou flebotomia, é a técnica pela qual o sangue venoso é 
coletado, e exige uma série de cuidados que serão abordados de forma mais 
detalhada a seguir (XAVIER; DORA; BARROS, 2016; FLEURY, 2019).
Escolha do local de punção — Tradicionalmente a coleta é realizada na fossa 
antecubital, na área anterior do antebraço. As veias preferenciais são a cubital 
mediana e a cefálica. Outras opções também podem ser utilizadas para a 
venopunção, como as veias do dorso da mão (arco venoso dorsal tem maior 
calibre). Outras veias localizadas no membro superior podem ser utilizadas, 
em últimos casos, mas não são as mais recomendadas pois causam maior 
desconforto e dor ao paciente, com maior probabilidade de desenvolvimento 
de hematomas.
Tipos de amostras: coleta e material biológico 5
Visualização da veia — As veias nem sempre são visualmente identificáveis, 
por isso a palpação é um recurso útil na sua localização. A aplicação do 
torniquete também facilita consideravelmente a visualização das veias. Mais 
recentemente, foram desenvolvidos sistemas de visualização transdérmica 
para uma localização mais precisa das veias, e a cada dia esses dispositivos 
são mais utilizados.
Torniquete — O torniquete deve ser posicionado a, aproximadamente, 7 cm 
acima do local de punção, e não deve exceder o tempo de 1 minuto, pois pode 
gerar erros analíticos, o que será abordado mais adiante neste capítulo. Caso 
seja necessário utilizar o torniquete novamente, deve ser respeitado um tempo 
de 2 minutos de intervalo. Recomenda-se também que as amostras para 
dosagens de lactato e cálcio sejam colhidas sem a utilização de torniquete.
Assepsia — Após a determinação de local da coleta e a visualização da veia, 
deve ser realizada uma assepsia local com gaze ou algodão umedecido com 
solução asséptica (ex.: álcool 70%, álcool isopropílico), em movimentos rota-
tórios de dentro para fora. Deve-se aguardar que a solução asséptica seque 
completamente antes de iniciar a punção, e tomar cuidado para não tocar 
mais no local higienizado.
Coleta de amostra — Existem duas técnicas principais para a coleta de amos-
tras de sangue: com seringa e agulha e a vácuo. Entretanto, a coleta a vácuo é 
extensivamente mais recomendada, pois é mais segura e eficaz. Mais segura, 
por tratar-se de um sistema de coleta fechado, e portanto, com uma tendência 
menor de acidentes perfurocortantes e de manipulação da amostra. E mais 
eficaz pois gera amostras de maior qualidade, uma vez que respeita a relação 
entre os níveis de amostra e aditivo pela aspiração do volume adequado 
de sangue, evitando a formação de microcoágulos e a diluição da amostra.
Um passo a passo detalhado sobre as técnicas de coleta a vácuo e 
com seringa estão disponíveis no “Manual de Coleta em Laboratório 
Clínico”, de Fleury, do Programa Nacional de Controle de Qualidade.
Os principais tubos de coleta utilizados em bioquímica estão discriminados 
no Quadro 1, juntamente com os mecanismos de ação pelos quais obtém-se 
amostras de soro ou plasma. Mas além da escolha do aditivo correto, a ordem 
Tipos de amostras: coleta e material biológico6
dos tubos também é um possível interferente importante. Por isso, há uma 
ordem predefinida para os tubos de coleta, que ocorre da seguinte forma:
1. frascos de hemocultura (Microbiologia);
2. tubo sem aditivo
3. tubo de sódio-citrato (Hematologia);
4. tubos de soro com ativador de coágulo ou gel separador (Bioquímica 
e Imunologia);
5. tubos com EDTA (Hematologia)
6. tubos com heparina (Bioquímica);
7. tubos com fluoreto (Bioquímica).
Esse protocolo existe para evitar que o aditivo de um tubo exerça in-
fluência em amostras de outro tubo, como será abordado mais adiante na 
seção de interferentes analíticos. Ainda na etapa de coleta de sangue, outro 
ponto importante é a escolha da agulha, uma vez que agulhas com calibres 
inferiores ao necessário para o volume de sangue a ser coletado também 
podem causar hemólise (MCPHERSON; PINCUS, 2012; XAVIER; DORA; BARROS, 
2016; FLEURY, 2019).
Quadro 1. Principais tubos de coleta utilizados em bioquímica e seus me-
canismos de ação
Cor da tampa 
do tubo Aditivo Amostra Aplicação
Mecanismo 
de ação
Vermelha Sem aditivo 
ou ativador de 
coagulação.
Soro Bioquímica e 
Imunologia
Ativação da 
coagulação com 
sílica.
Verde Heparina lítica 
ou sódica.
Plasma Bioquímica Inibição da 
coagulação 
pela ação da 
antitrombina III, 
neutralizando 
a trombina 
e evitando a 
formação de 
fibrina. (Continua)
Tipos de amostras: coleta e material biológico 7
Cor da tampa 
do tubo Aditivo Amostra Aplicação
Mecanismo 
de ação
Azul royal Heparina 
sódica + 
Na2EDTA
Plasma Bioquímica e 
Toxicologia
Inibição da 
coagulação 
pela inibição 
da formação 
de trombina 
pela heparina e 
quelação do cálcio 
pelo Na2EDTA.
Cinza Fluoreto 
de sódio + 
Iodoacetato de 
lítio
Plasma Bioquímica 
(glicemia)
Inibição da via 
glicolítica.
Fonte: Adaptado de McPherson e Pincus (2012).
Após a coleta, as amostras sanguíneas devem ser encaminhadas para o 
setor analítico o mais brevemente possível, tanto pela estabilidade dos ana-
litos quanto pela necessidade de centrifugação e separação das amostras. A 
menos que haja recomendação específica, as amostras recém coletadas devem 
ser mantidas em temperatura ambiente. Entretanto, o soro e o plasma não 
devem ser mantidos à temperatura ambiente por mais de 8 horas, por isso, 
caso não seja possível realizar a coleta dentro deste período, as amostras 
devem ser refrigeradas em temperatura entre 2 e 8°C (FLEURY, 2019).
A coleta de sangue arterial, utilizada principalmente em dosagens de 
gases sanguíneos, é mais incomum e pode ser mais complexa que a coleta 
venosa. Primeiramente, pelo cuidado necessário para a localização das arté-
rias e pela dificuldade de estancamento
do fluxo sanguíneo, pois as artérias 
exercem uma maior pressão do que as veias. Em segundo, essas coletas são 
mais dolorosas para o paciente. Mas o ponto mais crítico neste tipo de coleta 
é a atenção para a ocorrência de espasmo arterial, que é uma constrição 
reflexiva da artéria, com potencial para causar danos e comprometimento 
à circulação local. Para as análises de gasometria, utilizam-se seringas com 
o anticoagulante heparina, e, após a obtenção da amostra, o material deve 
ser corretamente vedado para evitar evaporação de gases e alterações de 
pH, e deve ser enviado ao laboratório o mais rápido possível, para que sua 
análise ocorra, preferencialmente, em até 15 minutos (MCPHERSON; PINCUS, 
2012; XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
(Continuação)
Tipos de amostras: coleta e material biológico8
Já a coleta de sangue capilar é bastante simples e é realizada, principal-
mente, em pacientes pediátricos. Em geral, essas punções são realizadas com 
uma lanceta na superfície lateral ou medial do calcanhar, para lactentes, ou na 
superfície palmar dos dedos das mãos para crianças maiores e adultos. Devido 
ao pequeno volume obtido por essa técnica, seu uso é mais limitado em relação 
às amostras obtidas por flebotomia (MCPHERSON; PINCUS, 2012; FLEURY, 2019).
Quanto às amostras de urina, por serem coletadas pelo próprio paciente, 
é imprescindível que o laboratório forneça orientações claras quanto ao 
procedimento de coleta e acondicionamento da amostra, preferencialmente 
de forma verbal e escrita. O paciente deve ser orientado quanto ao melhor 
horário para a coleta: primeira da manhã ou após, pelo menos, 2 horas da 
última micção, para amostras aleatórias; ou, ainda, a coleta durante 24 horas. 
Também deverá ser orientado quanto à necessidade de uma rigorosa higiene 
dos órgãos genitais previamente à coleta, a fim de evitar contaminações e 
comprometimento da amostra (deve-se iniciar com a higienização das mãos, 
e posteriormente realizar uma cuidadosa higienização dos órgãos genitais, 
ambos com água e sabão). Para a coleta propriamente dita, o paciente deve 
desprezar o primeiro jato de urina e coletar o restante no recipiente ade-
quado. Estes recipientes deverão ser os fornecidos pelo laboratório, limpos, 
de boca larga, com tampa rosqueável, à prova de vazamentos e corretamente 
identificados. Preferencialmente, a amostra deve ser mantida em tempera-
tura ambiente, mas caso a entrega ao laboratório não possa ser feita em 
até 2 horas, a amostra deve ser refrigerada e protegida da luz, e enviada ao 
laboratório o quanto antes (RECOMENDAÇÕES..., 2017).
Interferentes analíticos
Para que os exames gerem resultados fidedignos e correlacionados com 
a situação clínica do paciente, é imprescindível que as amostras que che-
gam ao setor analítico sejam as melhores possíveis. Para isso, as etapas 
de requisição, preparo, cadastro, coleta e acondicionamento das amostras 
devem ser realizadas com o máximo de cuidado e atenção às recomendações. 
Entretanto, é justamente na etapa pré-analítica que ocorrem a maioria dos 
erros e interferentes laboratoriais.
Por isso, nesta seção abordaremos as principais causas de erros pré-analíticos, 
com que alterações elas se correlacionam e de que forma podem ser evitadas. 
Para uma melhor didática, essas causas serão divididas em fatores relacionados 
ao paciente e fatores relacionados ao procedimento de coleta propriamente dito.
Tipos de amostras: coleta e material biológico 9
Fatores inerentes ao paciente
Antes de um aprofundamento em relação a estes fatores, é importante salien-
tar que, apesar de serem relacionados ao paciente, a prevenção e o manejo de 
tais erros é de responsabilidade do laboratório, que deve informar e orientar 
corretamente o paciente e também conferir e questionar as informações no 
momento do cadastro dos exames.
As recomendações pré-coleta iniciam geralmente com a determinação 
do tempo de jejum necessário, que costuma ser de 8 horas sem a ingestão 
de qualquer tipo de alimento, mas podem ser adequadas para até 4 horas 
dependendo da especificidade de cada caso. Em crianças e lactantes, por 
exemplo, há uma dificuldade maior em manter um jejum prolongado, por 
isso, nestes casos geralmente a duração do jejum pode ser reduzida. Vale 
lembrar que a ingestão de água e de medicamentos de uso contínuo deve 
ser mantida, a não ser que haja solicitação médica para a sua suspensão.
Por outro lado, em casos de jejum prolongado (acima de 12 horas) pode 
ocorrer uma indução ao estresse fisiológico no corpo, causando alterações 
hormonais como elevação de cortisol e redução de TSH (hormônio esti-
mulador da tireoide), LH (hormônio luteinizante) e FSH (hormônio folículo 
estimulante). Dosagens bioquímicas de bilirrubina, triglicerídeos, glicerol 
ácidos graxos, ureia e ácido úrico também podem sofrer alterações devido 
ao jejum excessivo (XAVIER; DORA; BARROS, 2016; BARCELOS; AQUINO, 2018; 
MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Em 2016, um conjunto de sociedades brasileiras relacionadas aos setores 
de análises clínicas e de medicina uniram-se na elaboração e publicação do 
“Consenso Brasileiro para a Normatização da Determinação Laboratorial do 
Perfil Lipídico”. Este documento faz uma atualização em relação à possibilidade 
de flexibilização do jejum para os testes de perfil lipídico, tais como coles-
terol total, colesterol LDL, colesterol HDL, colesterol não HDL e triglicérides 
(CONSENSO..., [2016]). Segundo esta nova recomendação, mediante solicitação, 
poderá ser realizada a dosagem destes analitos sem a necessidade de jejum, 
desde que esta condição esteja especificada no laudo e que não sejam dosados 
outros analitos que requisitem jejum. Essa decisão levou em consideração 
o fato de que é o estado alimentado que perdura durante a maior parte do 
dia, e não o jejum, podendo, assim, o exame (neste formato) fornecer uma 
representação mais realista do risco cardiovascular do paciente. Além disso, 
considerou a modernização das técnicas analíticas, que atualmente sofrem 
menor interferência pela turbidez das amostras e a praticidade de uma maior 
amplitude de horários para a realização de exames.
Tipos de amostras: coleta e material biológico10
A dieta adotada pelo paciente também pode influenciar nos resultados la-
boratoriais, mesmo que o jejum seja efetuado. Pessoas com hábitos alimentares 
vegetarianos, por exemplo, podem apresentar redução das lipoproteínas LDL 
e VLDL, além de colesterol total e triglicérides. Já pessoas com dietas ricas em 
carnes vermelhas e outras fontes proteicas podem apresentar elevações nos 
níveis séricos de ureia e amônia, e se a dieta rica em proteínas for acompanhada 
de quantidades diminutas de carboidratos, há um aumento na concentração 
urinária de cetonas.
Já dietas ricas em lipídios e carboidratos podem gerar amostras com 
lipemia, que também é um interferente bastante frequente nas amostras 
sanguíneas. A lipemia pode ser descrita como a presença de lipídios em 
excesso no sangue, e pode ocorrer em amostras de coleta pós-prandial, ou 
seja, logo após uma refeição. Esses níveis elevados de lipídios consistem em 
um interferente laboratorial pelo fato de causarem turbidez na amostra, em 
decorrência das numerosas partículas lipídicas, e interferirem em metodolo-
gias turbidimétricas, como em dosagens de colesterol, bilirrubinas, colesterol, 
albumina, enzimas hepáticas, cálcio, creatinina, entre outras. Esse aspecto 
turvo ou leitoso geralmente ocorre a partir de níveis de triglicérides acima de 
400 mg/dL e pode ser devido a distúrbios metabólicos ou a jejum inadequado 
(MCPHERSON; PINCUS, 2012; XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
Outra alteração relacionada ao aspecto do soro é a hiperbilirrubinemia. 
Ela ocorre quando a concentração sérica de bilirrubinas totais se encontra 
acima de 2,5 mg/dL, fazendo com que o plasma e o soro adquiram colorações 
alaranjadas (ictéricas). Também pode interferir em dosagens colorimétricas 
(XAVIER; DORA; BARROS, 2016).
O consumo de álcool e cigarro também interfere
nas análises laborato-
riais. A ingestão de bebidas alcoólicas pode causar alterações nos níveis de 
glicose, lactato e triglicérides, quando a ingestão é esporádica, mas próxima 
do momento da coleta. Já a ingestão crônica costuma elevar os níveis séricos 
de GGT (enzima gama glutamiltransferase). Enquanto o tabagismo relaciona-
-se com o aumento dos níveis de cortisol, adrenalina, GH, lactato, insulina e 
com a redução do colesterol HDL.
O exercício físico, apesar de ser altamente recomendado para a manuten-
ção da saúde, é contraindicado na véspera da colheita de material biológico. 
Dependendo da intensidade e do condicionamento do paciente, o exercício 
pode causar alterações bioquímicas consideráveis, como a elevação do lactato 
e de enzimas relacionadas ao metabolismo muscular como creatina quinase 
Tipos de amostras: coleta e material biológico 11
(CK), aldolase e aspartato aminotransferase (AST). Também pode haver redu-
ção dos níveis séricos de glicose (MCPHERSON; PINCUS, 2012; XAVIER; DORA; 
BARROS, 2016; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Para alguns analitos, a posição corporal também exerce grande influência 
nos resultados dos exames. Quando um paciente muda a posição, de decúbito 
para uma posição ereta, por exemplo, pode ocorrer extravasamento de líquido 
(água e substâncias filtráveis) do espaço intravascular para o intersticial, 
elevando a concentração do sangue. Com essa falsa concentração, podem 
ocorrer dosagens erroneamente elevadas de proteínas, especialmente albu-
mina, e lipoproteínas como HDL, LDL e VLDL.
Alguns analitos podem apresentar variações em suas dosagens devido a va-
riações cronobiológicas, ou seja, que são relacionadas com os ciclos circadiano, 
ultradiano e infradiano. O ciclo circadiano pode ser descrito como um ciclo de 
variabilidade que ocorre em um período de um dia - 24 horas, e determina as 
recomendações para uma série de exames bioquímicos. Como exemplos, tem-se 
as dosagens séricas de ferro, creatinina e ACTH (hormônio adrenocorticotrófico), 
que devem ser realizadas no período da manhã, pois é quando apresentam 
seus níveis mais elevados, proporcionando condições ótimas de resultados. De 
forma semelhante, a maioria dos eletrólitos, como sódio, potássio e fosfato, 
apresenta maiores concentrações em urinas coletadas pela manhã.
O ciclo ultradiano, por sua vez, engloba alterações que ocorrem em um 
período inferior a 24 horas, como é o caso dos picos hormonais de testosterona. 
Já o ciclo infradiano envolve variações mais espaçadas, acima de 24 horas, como 
a variação hormonal durante o ciclo menstrual, por exemplo (XAVIER; DORA; 
BARROS, 2016; BARCELOS; AQUINO, 2018; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
O conhecimento sobre o horário de coleta é crítico, principalmente em exames 
hormonais, e por isso sempre que possível deve ser realizado um agendamento 
para data e horários de coleta. Porém, quando não for possível realizar a coleta 
nos parâmetros recomendados, sugere-se que o horário da coleta seja liberado 
juntamente com o resultado no laudo, para uma melhor interpretação clínica.
Os medicamentos utilizados pelo paciente também podem causar alterações 
in vivo e in vitro nos exames laboratoriais. Um exemplo de interferência in vivo, 
ou seja, que afeta o metabolismo do paciente, é a administração de glicocor-
ticoesteroide, que pode causar uma elevação na concentração de glicose no 
sangue, por ser um medicamento diabetogênico. Porém, com a suspensão da 
medicação, os níveis provavelmente retornariam ao normal, pois não se trata de 
um quadro diabético verdadeiro, apesar de o resultado de um exame realizado 
durante esta terapia possivelmente indicar isso. Outras formas de alterações 
medicamentosas in vivo podem ocorrer pela lesão tecidual e por alterações 
Tipos de amostras: coleta e material biológico12
de funções dos órgãos, como acontece com uma série de medicamentos que 
sobrecarregam o fígado e geram alterações nos marcadores hepáticos (XAVIER; 
DORA; BARROS, 2016; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Já as alterações in vitro são relacionadas à interferência pela interação 
entre um determinado medicamento e a técnica analítica usada na amostra já 
coletada. Por exemplo, doses elevadas de ácido ascórbico (vitamina C) podem 
interferir em metodologias de dosagem de glicose que sejam baseadas em 
reações redutoras, causando resultados falsamente elevados. A presença 
de paracetamol em doses elevadas na corrente sanguínea também é um 
bom exemplo, pois pode causar valores reduzidos nas dosagens de analitos 
quando a metodologia é baseada na reação de Trinder, como pode ser o caso 
de testes de creatinina, glicose, LDH (lactato desidrogenase) e alguns lipídios 
(XAVIER; DORA; BARROS, 2016; MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Ainda neste tópico, para a monitorização dos níveis de medicamentos 
terapêuticos, o planejamento da coleta de material biológico deve adequar-
-se à farmacocinética do medicamento e, também, informar no laudo a data 
e o horário da última administração.
Existem, também, variações biológicas devido ao sexo do paciente. Homens 
e mulheres apresentam principalmente condições hormonais distintas, mas 
também existem características metabólicas e bioquímicas diferentes. Por 
exemplo, os níveis médios de hemoglobina, fosfatase alcalina, ácido úrico, 
creatinina quinase, AST (aspartato aminotransferase) e ALT (alanina amino-
transferase), costumam ser mais baixos em mulheres do que em homens.
Da mesma forma, a faixa etária do paciente altera os parâmetros espe-
rados para diversos exames, especialmente em neonatos, crianças e idosos. 
Novamente, ocorrem variações hormonais esperadas com o passar da idade, 
como a diminuição dos níveis do hormônio do crescimento (GH) após a pu-
berdade e de T3 (tri-iodotironina) e ACTH em idosos. Mas além das variações 
hormonais, alguns analitos bioquímicos também variam com a idade, pois 
dependem de maturidade e capacidade funcional de órgãos e sistemas, e 
massa corporal. Neste sentido, as dosagens de ureia são um bom exemplo, 
visto que a função renal costuma sofrer um decréscimo nos idosos, causando 
um aumento nos níveis séricos de ureia (BARCELOS; AQUINO, 2018; MURPHY; 
SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Gestantes também passam por transformações metabólicas que causam 
mudanças nos exames bioquímicos. Devido à retenção hídrica, por exemplo, 
pode ocorrer diluição do sangue (hemodiluição) e consequente falsa redução 
nos níveis séricos de proteínas.
Tipos de amostras: coleta e material biológico 13
Fatores inerentes ao procedimento de coleta
Coletas difíceis ou demoradas podem causar hemólise, ou seja, destrui-
ção das hemácias com liberação do seu conteúdo intracelular para o meio 
externo. Esse é um dos principais interferentes laboratoriais, pois além da 
liberação de componentes intracelulares, a coloração avermelhada que as 
amostras de soro e plasma adquirem após a hemólise pode comprometer 
análises colorimétricas, dependendo da metodologia e do grau de hemólise. 
Os exemplos de analitos bioquímicos que podem ser comprometidos pela 
ocorrência de hemólise são variados, destacando-se o falso aumento de 
glicose, bilirrubinas, albumina, potássio, sódio, cálcio, ferro e LDH, e a redução 
errônea de insulina (MCPHERSON; PINCUS, 2012; XAVIER; DORA; BARROS, 2016; 
MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
O torniquete, ou garroteamento prolongado pode gerar extravasamento 
de líquido intravascular (do plasma) para o espaço intersticial, pela estease 
sanguínea. Isso faz com que a amostra de sangue obtida na coleta seja mais 
concentrada (hemoconcentração), pela perda de água, especialmente no que 
diz respeito à dosagem de proteínas e substâncias ligadas a proteínas, que 
estarão falsamente elevadas.
Outro interferente no momento da coleta são as amostras com volume 
reduzido, que frequentemente são obtidas em pacientes neonatos, mas podem 
não ser suficientes para a realização de todos os exames solicitados. Além 
disso, deve-se atentar à proporção entre amostra e aditivos.
No
momento da coleta, deve-se atentar também para o local onde será 
realizada a punção. Membros em que houver infusão de terapias intraveno-
sas (soro, por exemplo) devem ser evitados, assim como locais próximos a 
hematomas preexistentes, queimaduras e membros com possível linfostase 
— remoção de linfonodos em decorrência de mastectomia, pois a resposta 
imunológica local pode ser deficitária (XAVIER; DORA; BARROS, 2016; MURPHY; 
SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
A utilização de anticoagulantes e aditivos, além de exigir atenção quanto 
às proporções, requer um cuidado na escolha do produto para o adequado 
fim. Existe uma variedade de produtos que podem ser utilizados como 
anticoagulantes, e cada um possui uma especificidade que será mais ou 
menos adequada à dosagem de um analito. Por exemplo, para as dosagens 
de glicose, recomenda-se a utilização de fluoreto de sódio + iodoacetato 
de lítio, que inibem a ocorrência da glicólise, preservando os níveis do 
analito para a dosagem. Já o EDTA, um anticoagulante muito utilizado em 
hematologia para a preservação da morfologia celular, pode gerar níveis 
Tipos de amostras: coleta e material biológico14
falsamente elevados de potássio e falsamente reduzidos de cálcio, caso 
seja erroneamente utilizado em bioquímica. A heparina, por sua vez, é 
bastante útil para as análises de íons, porém deve haver um cuidado na 
escolha do tipo de heparina: a heparina sódica não pode ser utilizada em 
dosagens de sódio, e a heparina lítica não pode ser utilizada em dosagens 
de lítio; pois estas substâncias estarão falsamente elevadas por serem 
constituintes da substância anticoagulante (MCPHERSON; PINCUS, 2012; 
MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019). Mais exemplos de interferências em 
dosagens bioquímicas pelo uso de anticoagulantes podem ser observadas 
no Quadro 2.
Quadro 2. Interferências pelo uso de anticoagulantes em dosagens 
bioquímicas
Aditivo/
Anticoagulante Dosagem Efeito
EDTA � Fosfatase alcalina
 � Creatina quinase (CK)
 � Cálcio
 � Ferro
 � Sódio
 � Potássio
 � Inibição
 � Inibição
 � Diminuição
 � Diminuição
 � Aumento
 � Aumento
Citrato � Alanina aminotransferase (ALT)
 � Aspartato aminotransferase (AST)
 � Fosfatase alcalina
 � Fosfatase ácida
 � Amilase
 � Cálcio
 � Sódio
 � Potássio
 � Inibição
 � Inibição
 � Inibição
 � Estimulação
 � Diminuição
 � Diminuição
 � Aumento
 � Aumento
Heparina � Tri-iodotironina (T3)
 � Tiroxina (T4)
 � Aumento
 � Aumento
Fluoreto � Fosfatase ácida
 � Fosfatase alcalina
 � Amilase
 � Creatina quinase (CK)
 � Alanina aminotransferase (ALT)
 � Aspartato aminotransferase (AST)
 � Diminuição
 � Diminuição
 � Diminuição
 � Diminuição
 � Diminuição
 � Diminuição
Fonte: Adaptado de McPherson e Pincus (2012).
Tipos de amostras: coleta e material biológico 15
Mesmo após o procedimento de coleta, alguns interferentes podem causar 
alterações nas amostras clínicas. A temperatura de armazenamento da amostra 
até o seu processamento deve seguir as recomendações de cada caso. A refri-
geração de amostras de sangue total, por exemplo, pode gerar extravasamento 
do líquido intracelular para o meio extracelular (no plasma), gerando falsas 
elevações nas dosagens de potássio, fosfato e lactato desidrogenase, pois são 
compostos originalmente em maior concentração intracelular. Temperaturas 
de refrigeração (entre 2 e 8˚C) inibem o metabolismo celular e auxiliam na 
preservação de diversos analitos (MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
Substâncias fotossensíveis, como bilirrubina e algumas vitaminas, devem 
ser protegidas do contato com a luz, do momento da coleta até a realização da 
análise. Caso essa medida não seja realizada, podem ocorrer falsas reduções 
em suas dosagens.
Nos casos de urina, também podem ocorrer interferentes. Na urina de 24 
horas pode haver falha na precisão da duração do período de coleta (tempo 
prolongado ou reduzido). Em relação à temperatura de armazenamento, 
se as amostras urinárias não puderem ser analisadas rapidamente após a 
coleta, devem ser mantidas sob refrigeração e entregues ao laboratório o 
mais brevemente possível (MURPHY; SRIVASTAVA; DEANS, 2019).
O conhecimento destes interferentes permite que padronizações e proto-
colos de manuseio e rejeição de amostras sejam mais assertivos, e favorece 
a escolha de técnicas mais adequadas para o diagnóstico, uma vez que um 
determinado interferente pode causar alterações mais significativas em uma 
metodologia, mas ser indiferente em outra.
Referências
BARCELOS, L. F.; AQUINO, J. L. (ed.). Tratado de análises clínicas. Rio de Janeiro: Atheneu, 2018.
CONSENSO brasileiro para a normatização da determinação laboratorial do perfil 
lipídico. [2016]. Disponível em: http://www.sbpc.org.br/upload/conteudo/consenso_je-
jum_dez2016_final.pdf. Acesso em: 26 ago. 2020.
FLEURY, M. K. Manual de coleta em laboratório clínico. 3. ed. [Rio de Janeiro]: Programa 
Nacional de Controle de Qualidade, 2019.
MCPHERSON, R. A.; PINCUS, R. M. Diagnósticos clínicos e tratamento por métodos 
laboratoriais de Henry. 21. ed. Barueri: Manole, 2012.
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MURPHY, M.; SRIVASTAVA, R.; DEANS, K. Bioquímica clínica. 6. ed. Rio de Janeiro: Gua-
nabara Koogan: 2019.
RECOMENDAÇÕES da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial 
(SBPC/ML): realização de exames em urina. Barueri: Manole, 2017.
XAVIER, R. M.; DORA, J. M.; BARROS, E. (org.). Laboratório na prática clínica. 3. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2016. (Consulta Rápida).
Leitura recomendada
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução de Dire-
toria Colegiada – RDC nº 302, de 13 de outubro de 2005. Dispõe sobre Regulamento Técnico 
para funcionamento de Laboratórios Clínicos. Brasília, DF: Ministério da Saúde, 2005. Dis-
ponível em: http://portal.anvisa.gov.br/documents/10181/2718376/RDC_302_2005_COMP.
pdf/7038e853-afae-4729-948b-ef6eb3931b19. Acesso em: 2 set. 2020.
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