Guia ilustrado de cateterização vascular em ratos

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<p>2</p><p>Guia ilustrado de cateterização vascular em</p><p>ratos</p><p>3</p><p>FUNDAÇÃO EDITORA DA UNESP</p><p>Presidente do Conselho Curador</p><p>Mário Sérgio Vasconcelos</p><p>Diretor-Presidente</p><p>Jézio Hernani Bomfim Gutierre</p><p>Superintendente Administrativo e Financeiro</p><p>William de Souza Agostinho</p><p>Conselho Editorial Acadêmico</p><p>Danilo Rothberg</p><p>João Luís Cardoso Tápias Ceccantini</p><p>Luiz Fernando Ayerbe</p><p>Marcelo Takeshi Yamashita</p><p>Maria Cristina Pereira Lima</p><p>Milton Terumitsu Sogabe</p><p>Newton La Scala Júnior</p><p>Pedro Angelo Pagni</p><p>Renata Junqueira de Souza</p><p>Rosa Maria Feiteiro Cavalari</p><p>Editores-Adjuntos</p><p>Anderson Nobara</p><p>Leandro Rodrigues</p><p>4</p><p>Patrícia Fidelis de Oliveira</p><p>Guia ilustrado de cateterização vascular em ratos</p><p>5</p><p>© 2018 Editora UNESP</p><p>Direito de publicação reservados à:</p><p>Fundação Editora da Unesp (FEU)</p><p>Praça da Sé, 108</p><p>01001-900 – São Paulo – SP</p><p>Tel.: (00xx11) 3242-7171</p><p>Fax.: (0xx11) 3242-7172</p><p>www.editoraunesp.com.br</p><p>feu@editora.unesp.br</p><p>Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP) de acordo com ISBD</p><p>O48g</p><p>Oliveira, Patrícia Fidelis de</p><p>Guia ilustrado de cateterização vascular em ratos / Patrícia Fidelis de</p><p>Oliveira. São Paulo: Editora Unesp Digital, 2018.</p><p>Inclui bibliografia e anexo.</p><p>ISBN: 978-85-9546-284-7 (eBook)</p><p>1. Medicina. 2. Anatomia. 3. Patologia. 4. Angiologia. 5. Cate-</p><p>terização. 6. Cardiologia. I. Título.</p><p>2018-660 CDD: 616.12</p><p>CDU: 616.12</p><p>Elaborado por Odilio Hilario Moreira Junior – CRB-8/9949</p><p>Índice para catálogo sistemático:</p><p>1. Medicina: Cardiologia 616.12</p><p>2. Medicina: Cardiologia 616.12</p><p>Este livro é publicado pelo projeto Edição de Textos de Docentes e Pós-Graduados da Unesp –</p><p>Pró-Reitoria de Pós-Graduação da Unesp (PROPG) / Fundação Editora da Unesp (FEU)</p><p>Editora Afiliada:</p><p>6</p><p>Ele sempre esteve ao meu lado. Falava com</p><p>uma segurança e certeza que me convencia</p><p>que de fato eu seria capaz de ir adiante e</p><p>enfrentar qualquer obstáculo. De tanto</p><p>ouvi-lo dizer, a segurança passou a ser</p><p>assimilada por mim, graças a ele, Saulo de</p><p>Oliveira (10/10/1929-16/04/2017), meu</p><p>gigante de 1,61 metros, dono de um de</p><p>sorriso largo e de uma voz singular e</p><p>robusta que preenchia meu coração de</p><p>alegria. Sua vida era um musical. Havia</p><p>música para a hora de acordar de manhã,</p><p>música para homenagear os</p><p>aniversariantes, música para anunciar</p><p>quando cruzávamos a divisa de nossa</p><p>querida Minas Gerais, música de sua</p><p>autoria para os filhos, música para</p><p>celebrar o amor. Certamente chegou “do</p><p>outro lado” cantando e acordando quem</p><p>ainda curtia uma soneca.</p><p>Para mim você não se foi. Apenas passou</p><p>para outra vibração e frequência que meus</p><p>olhos não conseguem enxergar, mas meu</p><p>coração pode sentir. Para mim, você esta</p><p>aqui, bem perto. Isso me fortalece e me</p><p>liberta. Em vida terrena lhe dediquei várias</p><p>conquistas. Tive a chance de ver o seu</p><p>sorriso por isso. Agora não poderia ser</p><p>diferente. É para você, paizinho, que</p><p>dedico esta obra. Você é minha referência</p><p>de luta, superação e otimismo. Te amo.</p><p>Estamos conectados para sempre.</p><p>7</p><p>Sumário</p><p>Prefácio</p><p>1 – Aferição de pressão arterial em ratos</p><p>2 – Procedimentos prévios à cateterização vascular</p><p>3 – Aspectos gerais da cateterização vascular em ratos</p><p>4 – Procedimento de cateterização de artéria carótida de rato</p><p>5 – Procedimento de cateterização de artéria e veia femoral de rato</p><p>6 – Cuidados pós-operatórios</p><p>Anexo – Protocolo de confecção de cateteres para cateterização vascular em ratos</p><p>Referências</p><p>8</p><p>Prefácio1</p><p>A apresentação desta obra me remete a uma época nostálgica de muito</p><p>aprendizado. Contextualizar o leitor apresentando um breve histórico de minha</p><p>iniciação na experimentação animal representa gratidão àqueles que participaram</p><p>de minha formação acadêmica assim como motivação para produção deste</p><p>material. Falo de minha vivência como mestranda do programa de pós-graduação</p><p>em fisiologia na Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto da Universidade de São</p><p>Paulo, sob orientação do professor Hélio Cesar Salgado. Fisioterapeuta de</p><p>graduação e com iniciação científica em bioquímica de carboidratos, fui</p><p>surpreendida com o desafio da experimentação cardiovascular em ratos. A</p><p>cateterização vascular e o registro de pressão arterial direta eram os procedimentos</p><p>de cotidiano do “Laboratório de Regulação Cardiocirculatória e Hipertensão</p><p>Arterial” e todos os alunos iniciavam as atividades com o aprendizado desta</p><p>técnica. Trata-se de uma cirurgia para inserção de cateteres de polietileno na artéria</p><p>e veia femoral de ratos, para registro direto da pressão arterial e acesso venoso,</p><p>respectivamente. O registro direto da pressão arterial é considerado de alta precisão</p><p>e sensibilidade, fato que classifica esta técnica como padrão ouro para aquisição de</p><p>parâmetros cardiovasculares.</p><p>Ao visualizar pela primeira vez o minúsculo calibre da artéria femoral de um</p><p>rato, fui tomada por uma certeza absoluta de que eu seria incapaz de realizar aquele</p><p>procedimento. Não bastasse os meus 12 graus de miopia no olho direito, hoje</p><p>parcialmente corrigidos por cirurgia, ainda me exigiria uma habilidade motora</p><p>manual que julguei ser impossível de adquirir. A primeira demonstração do</p><p>procedimento foi feita pela equipe técnica do laboratório. A habilidade da equipe</p><p>técnica era tão impressionante que quase fui convencida que não seria tão difícil.</p><p>Entretanto, minha experiência inicial demonstrou o contrário. Apesar de todos os</p><p>esforços da equipe técnica e dos inúmeros palpites de colegas de pós-graduação, eu</p><p>temo que nenhum outro aluno tenha me superado no fracasso inicial. Devido a</p><p>9</p><p>minha falta de habilidade cirúrgica, minha dissertação de mestrado passou meses e</p><p>meses com “n” (número de amostras independentes) igual a dois em um único</p><p>grupo, número que obviamente alcancei com supervisão técnica que acabou por</p><p>cumprir quase cem por cento das etapas. Evidentemente, depois de muito treino,</p><p>persistência e suporte qualificado, essa realidade mudou, afinal, defendi minha</p><p>dissertação de mestrado (dentro do prazo!), utilizei desta técnica em minha tese de</p><p>doutorado e adquiri conhecimento e habilidade cirúrgica que hoje me permitem</p><p>prefaciar esta obra, cujo objetivo principal é auxiliar didaticamente o aprendizado</p><p>da técnica de cateterização vascular experimental.</p><p>Atualmente, sou docente do departamento de Fisiologia do Instituto de</p><p>Biociências da Unesp de Botucatu, e sinto-me motivada, por questões éticas e</p><p>didáticas, a compartilhar a minha experiência na experimentação cardiovascular</p><p>animal. É fato que a cateterização arterial e venosa em animais de pequeno porte,</p><p>como o rato, é uma cirurgia de considerável dificuldade técnica, exigindo</p><p>habilidade cirúrgica do experimentador, adquirida normalmente com treinos</p><p>utilizando grande número de animais. Em adição, é realidade em nosso país que</p><p>poucas são as instituições de ensino superior que dispõem de recursos humanos</p><p>técnicos qualificados e suficientes para auxílio no treino de procedimentos</p><p>cirúrgicos em pequenos animais. Essa carência de recursos humanos técnicos levou</p><p>laboratórios de diferentes instituições, que estavam iniciando a experimentação</p><p>cardiovascular, a me convidarem para ensinar aos alunos a técnica de cateterização</p><p>vascular. Lamento se não consegui naquele momento atender toda a demanda. Em</p><p>adição, no cotidiano do Laboratório de Terapias Celulares e Doenças</p><p>Cardiovasculares, sob minha coordenação, observamos que o uso de vídeos</p><p>“domésticos” (restritos ao uso interno do laboratório) sobre o procedimento de</p><p>cateterização vascular promovia uma aceleração do aprendizado. De fato, assistir</p><p>por várias vezes ao vídeo, com narrativa de cada passo, resultou no refinamento do</p><p>procedimento, com consequente redução do número de ratos utilizados,</p><p>obedecendo parcialmente ao princípio dos 3Rs (do inglês reduction, refinement</p><p>and replacement), recomendado pelos comitês de ética na utilização de animais de</p><p>experimentação.</p><p>Diante dessa vivência, fui motivada pela equipe do Núcleo de Educação a</p><p>Distância e Tecnologias da Informação em Saúde (Nead.Tis), da Faculdade de</p><p>Medicina da Unesp de Botucatu, a aprimorar os vídeos e produzir um livro</p><p>eletrônico, e-book, com material</p><p>pele. B e C: Amarras fixando o cateter à pele do animal. D:</p><p>Finalização do procedimento com remoção do excedente de linha</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Sutura da Região Anterior do Pescoço</p><p>53</p><p>A sutura da incisão cirúrgica na região anterior do pescoço representa a última</p><p>etapa do procedimento de cateterização de artéria carótida. Trata-se de</p><p>procedimento de sutura simples, sem regras singulares. O experimentador</p><p>necessitará dos instrumentos porta-agulha, linha agulhada curva e pinça dente de</p><p>rato para esta etapa. O objetivo é fechar a incisão realizando pontos na pele do</p><p>animal. Os pontos podem ser feitos: 1) um a um, com arremate de cada ponto ou 2)</p><p>de forma contínua, com arremate ao final. Após a assepsia local com álcool 70%, o</p><p>animal deve ser mantido sob cuidados pós-operatórios conforme discutido no</p><p>capítulo 6.9</p><p>_______________</p><p>1 Os vídeos estão disponíveis nos endereços indicados nas notas de rodapé.</p><p>2 Detalhes deste procedimento inicial podem ser vistos no vídeo Cateterização de artéria carótida</p><p>(parte 1 de 8): posicionamento do animal e tricotomia. Disponível em:</p><p><https://www.youtube.com/watch?v=UUkfup4Rsw4>.</p><p>3 Os procedimentos referentes a essa etapa podem ser vistos em detalhes no vídeo Cateterização de</p><p>artéria carótida (parte 2 de 8): incisão cirúrgica. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=v3Vm83c4dUw>.</p><p>4 As etapas detalhadas deste procedimento podem ser vistas no vídeo Cateterização de artéria carótida</p><p>(parte 3 de 8): isolamento da artéria carótida. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=bTI1e-g3b9Q>.</p><p>5 O vídeo Cateterização de artéria carótida (parte 4 de 8): posicionamento das linhas de tração mostra</p><p>detalhadamente este procedimento. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=KFBBK6wgigc>.</p><p>6 O vídeo Cateterização de artéria carótida (parte 5 de 8): inserção do cateter mostra em visão</p><p>ampliada todo este procedimento. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?v=a-</p><p>pYpqrkJmc>.</p><p>7 O vídeo Cateterização de artéria carótida (parte 6 de 8): fixação da cânula mostra as etapas</p><p>referentes a esse procedimento. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?v=x63ptPB9MJE>.</p><p>8 Esta etapa é demonstrada no vídeo Cateterização de artéria carótida (parte 7 de 8): exteriorização da</p><p>cânula no dorso. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?v=gAAc-OepUII>.</p><p>9 O vídeo Cateterização de artéria carótida (parte 8 de 8): sutura da região anterior do pescoço</p><p>demonstra esse procedimento de finalização. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=44hec7xW2Z8>.</p><p>54</p><p>5</p><p>Procedimento de cateterização de artéria e veia</p><p>femoral de rato</p><p>Este capítulo tem por objetivo abordar de forma detalhada e ilustrada, por</p><p>fotos e vídeos, o procedimento de cateterização de artéria e veia femoral de rato. A</p><p>sistemática de abordagem do assunto seguirá o padrão adotado no capítulo IV,</p><p>referente à cateterização de artéria carótida. Veremos que o princípio da técnica de</p><p>cateterização aplicado à artéria carótida é transferido para os vasos femorais, salvo</p><p>as exceções para a cateterização da veia femoral. O procedimento foi igualmente</p><p>dividido em oito etapas as quais seguem descritas.</p><p>Tricotomia e Posicionamento do animal</p><p>Uma vez que o animal esteja anestesiado e sem resposta a estímulos</p><p>dolorosos, a tricotomia pode ser realizada utilizando-se primeiramente aparelho de</p><p>barbear de humanos e finalizando com lâmina de barbear. As regiões inguinal e</p><p>posterior do pescoço (entre as escápulas) devem ser submetidas à tricotomia para</p><p>limpeza do campo e facilitação da incisão e demais procedimentos cirúrgicos</p><p>(Figura 26). A tricotomia inguinal auxilia na visualização de uma concavidade</p><p>nesta região, referência anatômica para a correta incisão e acesso aos vasos</p><p>femorais (Figuras 2A e 26B). A tricotomia da região posterior do pescoço, assim</p><p>como visto para artéria carótida, visa à passagem da haste guia com os cateteres</p><p>pelo subcutâneo para exteriorização entre as escápulas (Figuras 26C e 26D).</p><p>Figura 26 – Procedimento de tricotomia das regiões inguinal (A e B) e posterior do</p><p>pescoço (C e D) na cirurgia de cateterização de vasos femorais de rato</p><p>55</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>O posicionamento do animal na mesa cirúrgica é aquele descrito</p><p>anteriormente. As patas anteriores e posteriores assim como a cauda do animal são</p><p>fixadas com auxílio de fita crepe. As patas posteriores devem ser levemente</p><p>tracionadas para baixo e para fora de forma que estejam em abdução de</p><p>aproximadamente 45 graus (Figura 27A). Com este procedimento, a concavidade</p><p>inguinal fica mais evidente e a incisão cirúrgica tem maior probabilidade de ser</p><p>feita corretamente (Figura 27B).1</p><p>Figura 27 – Fixação do animal na mesa cirúrgica para realização do procedimento</p><p>de cateterização de vasos femorais. Em B é possível observar em maior detalhe a</p><p>região de concavidade inguinal onde a incisão cirúrgica deverá ser feita</p><p>56</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Incisão cirúrgica</p><p>A incisão cirúrgica visa oferecer acesso para o isolamento dos vasos femorais,</p><p>os quais apresentam localização relativamente superficial, situando-se logo abaixo</p><p>de uma camada de tecido adiposo inguinal. Após realizar a tricotomia da região</p><p>inguinal, o experimentador pode dar leves batidas com o dedo mediano para</p><p>acentuar a região de concavidade inguinal. A incisão cirúrgica para acesso aos</p><p>vasos femorais deve ser feita no ponto de maior concavidade (Figura 28A).</p><p>Utilizando pinça reta e tesoura, a incisão é feita superficialmente, removendo um</p><p>pequeno pedaço da pele (Figuras 28B e 28C). Após a incisão cirúrgica, o</p><p>experimentador pode utilizar uma tesoura média curva para auxiliar no</p><p>divulcionamento e separação da pele do tecido subcutâneo. O movimento da</p><p>tesoura deve ser de entrada na incisão, com a tesoura fechada, seguida de abertura</p><p>da tesoura. Esse procedimento é repetido por 5 a 7 vezes, sempre com a tesoura</p><p>seguindo o plano paralelo ao corpo do animal (Figuras 28D a 28F).</p><p>Após o divulcionamento, é possível observar uma camada de tecido adiposo</p><p>nesta região inguinal (Figura 29A). O excesso desse tecido deve ser removido para</p><p>visualização dos vasos femorais de interesse. Para tanto, o experimentador deverá</p><p>utilizar uma pinça reta e uma pinça pequena do tipo Kelly para remover o excesso</p><p>de tecido adiposo sem ocasionar sangramentos. Neste caso, é preciso promover um</p><p>colabamento dos vasos sanguíneos por meio de pressão exercida pelo fechamento</p><p>da pinça Kelly por alguns segundos (Figuras 29B e 29C). Feito isso, é possível</p><p>observar uma região de estrangulamento no tecido adiposo. Com auxílio de tesoura</p><p>média, é feita a remoção do excesso de tecido adiposo fazendo um corte na região</p><p>57</p><p>de estrangulamento (Figura 29C).2</p><p>Figura 28 – Etapas da realização da incisão cirúrgica no procedimento de</p><p>cateterização de vasos femorais de rato</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 29 – Etapas referentes à remoção de excesso de tecido adiposo da região</p><p>inguinal durante o procedimento de cateterização de vasos femorais de rato</p><p>58</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Em seguida, com auxílio de duas pinças curvas, é possível divulcionar o</p><p>tecido remanescente em busca dos vasos femorais que se encontram abaixo</p><p>(Figuras 29D e 29E). A artéria e veia femorais estão dispostas no mesmo sentido</p><p>longitudinal em que a pata posterior do rato está posicionada (Figura 29F). São</p><p>vasos menos móveis e um pouco mais profundos que outros vasos que aparecem</p><p>logo após a remoção do tecido adiposo. A veia femoral é o vaso de melhor</p><p>visibilidade, pois apresenta maior calibre e coloração arroxeada. Uma vez</p><p>localizados, a próxima etapa será isolar os vasos femorais.</p><p>59</p><p>Isolamento da artéria e veia femoral</p><p>O isolamento da artéria e veia femoral consiste no procedimento de separar</p><p>estes vasos dos tecidos adjacentes e de separar artéria de veia femoral de forma que</p><p>estes vasos se tornem disponíveis individualmente para a inserção dos cateteres.</p><p>Após remoção do tecido adiposo inguinal, é possível visualizar a veia femoral,</p><p>vaso de maior calibre que a artéria</p><p>femoral. Ao lado da veia femoral encontram-se</p><p>a artéria e nervo femoral, menos nítidos devido ao menor calibre e a uma camada</p><p>de tecido conjuntivo que os recobre (Figura 30A). Para isolamento dos vasos</p><p>femorais, é necessário remover esta camada de tecido conjuntivo de característica</p><p>brilhante. Para isso, o experimentador pode utilizar duas pinças curvas que serão</p><p>inseridas primeiramente em um ponto do lado esquerdo da veia femoral (o</p><p>experimentador como referência). O movimento com a pinça curva deve ser</p><p>paralelo ao plano do vaso, com entrada fechada e aberturas sucessivas da pinça.</p><p>Este movimento é repetido até que seja possível observar que a lateral esquerda da</p><p>veia femoral esteja livre de tecido adjacente (Figura 30B). É preciso ter cautela</p><p>durante a manipulação da pinça, pois é comum experimentadores ainda pouco</p><p>experientes perfurarem a veia com a ponta da pinça. Outro erro comum se refere ao</p><p>manuseio grosseiro da pinça nos movimentos de entrada e abertura onde o</p><p>experimentador exagera na força e profundidade de entrada da pinça, promovendo</p><p>lesões na musculatura que se encontra abaixo dos vasos femorais. Essa lesão</p><p>acidental acaba por promover sangramentos que obscurecem o campo cirúrgico,</p><p>dificultando as etapas seguintes. Portanto, os movimentos de separação do vaso de</p><p>tecidos adjacentes precisam ser precisos, porém suaves. Uma vez liberada a lateral</p><p>esquerda da veia femoral, o próximo passo é separar a artéria do nervo femoral.</p><p>Utiliza-se o mesmo procedimento de entrada e abertura da pinça, sempre com</p><p>movimentos paralelos ao eixo longitudinal do vaso. O resultado será a obtenção de</p><p>veia e artéria femorais ainda juntas, porém com as laterais livres de tecidos</p><p>adjacentes de forma que os dois vasos juntos possam enfim ser alçados pela pinça</p><p>curva fina (Figura 30C). O objetivo de alçar veia e artéria femoral juntas é trazer</p><p>estes vasos para um plano mais superficial e conferir uma relativa rigidez</p><p>promovida pela tração com a pinça para que, utilizando de uma pinça curva fina,</p><p>seja possível separar veia de artéria femoral. Neste momento, o experimentador</p><p>trabalha com uma das mãos erguendo os vasos femorais enquanto a outra mão</p><p>realiza movimentos de entrada e abertura da pinça curva no espaço entre veia e</p><p>artéria femoral (Figura 30D). Trata-se de um momento delicado no qual é preciso</p><p>ter cautela para não perfurar nenhum dos vasos femorais. A maior pressão nas</p><p>60</p><p>entradas da pinça deve sempre ser direcionada para o lado da artéria, pois este vaso</p><p>apresenta parede mais espessa e resistente que a veia femoral. Uma vez que o</p><p>experimentador observe que conseguiu um ponto de separação entre estes vasos, a</p><p>atenção deverá ser voltada para a artéria femoral no sentido de alçar isoladamente</p><p>este vaso, devolvendo a veia para o plano anatômico inferior natural (Figura 30E).</p><p>O melhor isolamento entre artéria e veia femoral é obtido por meio de movimentos</p><p>sucessivos de abertura da pinça que alça a artéria femoral (Figura 30F). Devido ao</p><p>fato de artérias serem mais elásticas que veias, este procedimento pode ser aplicado</p><p>Figura 30 – Etapas do procedimento de isolamento dos vasos femorais de rato dos</p><p>tecidos adjacentes (A, B e C) e isolamento individual da artéria femoral (D, E e F)</p><p>61</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>de forma segura. Uma vez que artéria e veia femoral estejam individualmente</p><p>separadas, a próxima etapa de inserção dos cateteres poderá ser iniciada.3</p><p>Cateterização da veia femoral</p><p>A cateterização de veia femoral visa obter acesso venoso para administração</p><p>de substâncias na corrente sanguínea do animal. Os princípios gerais da</p><p>cateterização apresentados para a artéria carótida são aplicáveis aos vasos femorais,</p><p>com a adição das particularidades referentes à canulação de veia.</p><p>Após isolamento da veia femoral, torna-se necessário tracionar o vaso para a</p><p>inserção do cateter. Para isso, uma linha dupla de 30 cm deve ser passada por baixo</p><p>do vaso. Assim como descrito para a canulação de artéria carótida, o</p><p>experimentador deverá erguer o vaso com uma das mãos enquanto passa a linha</p><p>por baixo do vaso (Figuras 31A e 31B). Esta etapa é crucial quando se trata de</p><p>veia, vaso de parede mais fina que artérias e que, portanto, está mais suscetível ao</p><p>colabamento, caso a linha roce a parede do vaso. A linha dupla é então cortada ao</p><p>meio de forma que duas linhas de 15 cm cada uma fiquem disponíveis para</p><p>tracionar o vaso. Essas linhas serão denominadas linha superior (próxima ao</p><p>abdômen do rato) e linha inferior (próxima a pata posterior do animal). A tração</p><p>das linhas deve ser iniciada pela linha superior, visto que o fluxo de sangue na veia</p><p>se dá no sentido de retorno ao coração e, portanto, da linha inferior para a superior.</p><p>A tração da linha superior permite o represamento de sangue na veia, conferindo</p><p>calibre ao vaso e facilitando o procedimento para realização do pique. Em um</p><p>primeiro momento, os nós são preparados e mantidos frouxos para que os arcos de</p><p>nó possam ser manipulados pelo experimentador (Figura 31C). A tração na linha</p><p>superior é obtida prendendo a extremidade da linha a uma pinça do tipo Kelly</p><p>pequena e por meio do posicionamento dessa pinça no sentido de se afastar do</p><p>corpo do animal. Em seguida, a tração deverá ser aplicada à linha inferior</p><p>utilizando uma pinça Kelly média (Figura 31D). O posicionamento das linhas de</p><p>tração confere rigidez e menor mobilidade ao vaso, possibilitando a realização do</p><p>pique e inserção do cateter (Figuras 31E e 31F). Um erro relativamente comum é o</p><p>experimentador utilizar oclusor de vaso para interromper o fluxo na veia.</p><p>Primeiramente, considerando que veias são vasos de complacência e baixa pressão,</p><p>62</p><p>o uso de oclusor não é necessário. De fato, não se deve utilizar oclusor em veias de</p><p>ratos, pois devido ao pequeno calibre e característica histológica da veia, a pressão</p><p>do oclusor irá promover colabamento do vaso, impedindo a inserção do cateter.</p><p>Assim como observado para a artéria carótida, o pique é feito no ponto médio</p><p>do vaso, com um pequeno deslocamento no sentido da linha inferior. Utiliza-se</p><p>para isso uma tesoura pequena reta posicionada em ângulo de 45 graus com o eixo</p><p>longitudinal do vaso (Figura 32A). O extravasamento de sangue pelo orifício</p><p>sinaliza que o acesso ao lúmen vascular foi obtido. Caso seja necessário visualizar</p><p>melhor o orifício para entrada do cateter, o experimentador poderá liberar</p><p>momentaneamente a tração da linha inferior para permitir o fluxo sanguíneo pelo</p><p>vaso, retomando a tração logo que o pique seja visualizado. A inserção do cateter</p><p>utiliza da mesma técnica descrita para artéria carótida. O experimentador deverá</p><p>utilizar uma pinça reta fina para adentrar o pique e a parte inferior dessa pinça</p><p>servirá como guia para a introdução do cateter, o qual deve vir logo abaixo da</p><p>pinça (Figuras 32B). O objetivo final é manter o cateter no interior da veia</p><p>enquanto a pinça é removida (Figuras 32C e 32D). Feito isso, o experimentador</p><p>deverá cuidadosamente liberar a tração da linha superior, trazendo o arco de nó</p><p>para baixo (no sentido da pata do rato) enquanto segura o vaso com o cateter em</p><p>seu interior. Uma vez que a tração seja liberada, a introdução do cateter pode ser</p><p>feita, utilizando uma pinça curva com ranhura, até o ponto de dilatação do cateter.4</p><p>Figura 31 – Isolamento da veia femoral e posicionamento das linhas de tração</p><p>durante o procedimento de cateterização de vasos femorais em rato</p><p>63</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 32 – Etapas de realização do pique e inserção do cateter na veia femoral de</p><p>rato</p><p>64</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>A fixação do cateter é feita pela mesma sequência de nós aplicada à artéria</p><p>carótida. Após a inserção do cateter na veia, o nó da linha de tração inferior poderá</p><p>ser dado definitivamente e esta linha deverá passar para cima do cateter, fixando</p><p>vaso e cateter por meio de dois nós (Figuras 33A e 33B). As linhas superior e</p><p>inferior são então cruzadas por duas vezes e o excesso de linha removido cortando-</p><p>se com tesoura (Figuras 33C e 33D). É preferível cateterizar</p><p>primeiramente a veia</p><p>e depois a artéria femoral, pois sendo a veia uma estrutura mais delicada, torna-se</p><p>mais fácil manipular este vaso sem a presença de outro cateter na adjacência.</p><p>Figura 33 – Etapas de fixação do cateter de veia femoral por meio de nós cruzados</p><p>65</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Cateterização de artéria femoral</p><p>A cateterização de artéria femoral visa obter o registro direto da pressão</p><p>arterial. Os princípios para cateterização deste vaso são os mesmos aplicados à</p><p>artéria carótida. O menor calibre da artéria femoral, entretanto, representa um</p><p>desafio de maior magnitude quando comparado à cateterização de carótida. Em</p><p>adição, a presença do cateter de veia femoral acaba aumentando o grau de</p><p>dificuldade deste procedimento. Entretanto, adotando-se os procedimentos básicos</p><p>padrão, a cateterização de artéria femoral torna-se perfeitamente possível.</p><p>As linhas de tração superior e inferior são obtidas ao se passar uma linha</p><p>dupla de 30 cm abaixo da artéria femoral e cortando o ponto de arco dessa linha</p><p>(Figura 34A). Tratando-se de uma artéria, a interrupção do fluxo é feita</p><p>definitivamente por meio de um nó na linha inferior. Na linha superior, apenas se</p><p>prepara o nó, deixando o arco de nó disponível para manipulação (Figura 34B). O</p><p>oclusor é inserido no espaço atrás do arco de nó de forma que se posicione o mais</p><p>distante possível do nó definitivo, conferindo assim espaço de vaso suficiente para</p><p>66</p><p>a cateterização (Figura 34C).</p><p>Figura 34 – Etapas do procedimento de isolamento e tração da artéria femoral para</p><p>inserção de cateter</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>O pique é feito com auxílio de tesoura pequena reta no ponto médio do vaso,</p><p>com um pequeno deslocamento para baixo no sentido da linha inferior (Figura</p><p>35A). A verificação do pique é feita por meio da inserção da parte inferior da pinça</p><p>reta fina no orifício feito na parede do vaso (Figura 35B). A parte inferior da pinça</p><p>reta funciona como guia para a inserção do cateter que deve ser posicionado abaixo</p><p>da pinça (Figura 35C). Substitui-se a pinça pelo cateter e este é introduzido no vaso</p><p>até ir</p><p>Figura 35 – Etapas da inserção do cateter no orifício feito na artéria femoral</p><p>67</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>de encontro com o oclusor (Figura 35D). Em seguida, o experimentador deve</p><p>liberar cuidadosamente a tração da linha superior, trazendo o arco de nó preparado</p><p>para baixo sem deixar que o cateter escape do vaso.5</p><p>A fixação da ponta do cateter é feita por meio de um nó de pressão mediana</p><p>que deverá permitir a continuidade da inserção do cateter, até o ponto de dilatação</p><p>da cânula. Em animais hipertensos é importante avaliar a necessidade de um nó um</p><p>pouco mais apertado que aquele aplicado em animais normotensos.</p><p>Feito o nó provisório, o experimentador deverá segurar o vaso contendo o</p><p>cateter com uma pinça curva de ranhura enquanto remove cuidadosamente o</p><p>68</p><p>oclusor (Figura 35E). Em seguida, o cateter é então introduzido no vaso até o ponto</p><p>de dilatação (Figura 35F). Feito isso, o nó provisório torna-se definitivo apertando-</p><p>o ainda mais e fazendo um segundo nó de segurança.</p><p>Fixação da cânula</p><p>A correta fixação do cateter arterial é de fundamental importância para a</p><p>aquisição de sinal de pressão arterial em animais não anestesiados. Antes da</p><p>fixação do cateter, o experimentador pode confirmar o acesso ao lúmen arterial</p><p>utilizando uma seringa de 1mL com agulha 22 gauge sem bisel (Figuras 36A e</p><p>36B).</p><p>O procedimento padrão de cruzamento das linhas superior e inferior também é</p><p>adotado para artéria femoral. Para tanto, a linha inferior utilizada para o nó</p><p>definitivo deve passar acima da cânula e dois nós devem ser dados prendendo o</p><p>vaso ao cateter (Figura 37A). Em seguida, são feitos os nós cruzando as linhas</p><p>superior e inferior (Figura 37B e 37C) e o excesso de linha é por fim removido</p><p>(Figura 37D).6</p><p>Figura 36 – Verificação do acesso ao lúmen da artéria femoral durante o</p><p>procedimento de cateterização de vasos femorais de rato.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 37 – Etapas do procedimento de fixação do cateter à artéria femoral</p><p>69</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Exteriorização das cânulas no dorso</p><p>A exteriorização dos cateteres se faz necessária sempre que o protocolo</p><p>experimental solicitar registro de pressão arterial em animais não anestesiados.</p><p>Este procedimento consiste em direcionar os cateteres de veia e artéria femoral</p><p>para a região posterior do pescoço do animal, especificamente entre as escápulas.</p><p>Para isso, utilizamos uma haste guia adaptada de cabo de antenas de televisão.</p><p>Trata-se de um cilindro de metal de aproximadamente 15 cm com 3 a 4 mm de</p><p>diâmetro, cuja extremidade é cortada em serra em formato de bisel para facilitar</p><p>sua inserção pelo subcutâneo do animal (Figura 38).</p><p>A haste guia deve ser introduzida superficialmente na incisão cirúrgica da</p><p>região inguinal e direcionada à incisão localizada entre as escápulas (Figura 39A).</p><p>O caminho feito pela haste transcorre da região inguinal, passando pela frente da</p><p>pata e alcançando a região dorsal do animal até atingir a incisão entre as escápulas</p><p>(Figuras 39B a 39D). Feito isso, a haste é mantida nesta posição e os dois cateteres</p><p>são introduzidos no lúmen da haste (Figuras 40A e 40B). Em seguida, o</p><p>70</p><p>experimentador deverá remover cuidadosamente a haste guia, expondo então os</p><p>cateteres no dorso do animal (Figuras 40C e 40D). É fundamental a certificação de</p><p>que as cânulas não estejam muito tracionadas no interior do animal. Para isso, o</p><p>experimentador poderá segurar as extremidades dos cateteres enquanto faz</p><p>passivamente extensão na pata traseira do animal (Figuras 40E e 40F). O ideal é ter</p><p>comprimento de 2 a 2,5 cm de cateter para fora do animal na condição de extensão</p><p>da pata.7</p><p>Figura 38 – Haste guia metálica confeccionada artesanalmente a partir de antena de</p><p>televisão. É feito corte em bisel em uma das extremidades para facilitar a passagem</p><p>da haste pelo subcutâneo do animal</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 39 – Etapas do procedimento de passagem da haste guia pelo tecido</p><p>subcutâneo do animal seguindo a rota da incisão inguinal até a incisão dorsal entre</p><p>as escápulas</p><p>71</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 40 – Etapas do procedimento de passagem dos cateteres pelo interior da</p><p>haste guia e exteriorização dos mesmos no dorso do animal</p><p>72</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>A fixação dos cateteres na região posterior do pescoço é feita com linha</p><p>previamente preparada e deixada passada na incisão para este fim. Primeiramente é</p><p>dado um nó apenas na pele do animal, reduzindo o orifício da incisão cirúrgica</p><p>(Figura 41A). Em seguida, os cateteres são presos à pele do animal por meio de</p><p>nós aplicados separadamente aos cateteres de artéria e veia femoral (Figuras 41B a</p><p>41D).</p><p>Vale ressaltar que a incisão na região posterior do pescoço não deve remover</p><p>pedaço de pele e deve ser do menor tamanho possível para evitar que os</p><p>movimentos do animal acordado aumentem a probabilidade de o cateter ser</p><p>73</p><p>interiorizado para o subcutâneo do animal. Logo, a pressão dos nós deve ser</p><p>adequada a uma segura fixação, sem risco, portanto, de oclusão do lúmen do</p><p>cateter. É importante que o experimentador utilize algum sistema de identificação</p><p>dos cateteres, diferindo cateter venoso do arterial. Em nossa prática de laboratório,</p><p>adotamos angular a ponta do pino do cateter arterial utilizando pinça Kelly para</p><p>isso. Entretanto, adotamos essa prática depois que os cateteres já foram</p><p>exteriorizados, pois o pino angulado tem dificuldades de passar pelo pequeno</p><p>diâmetro da haste guia. Caso seja necessário, o experimentador poderá remover o</p><p>pino de oclusão para certificar se realmente se trata do cateter arterial.</p><p>Figura 41 – Etapas do procedimento de fixação dos cateteres femorais no dorso do</p><p>animal</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Neste caso, a identificação se faz observando o fluxo de salina que extravasa do</p><p>cateter devido à pressão sanguínea do animal (Figura 42). Uma vez identificado, é</p><p>importante</p><p>que o experimentador introduza pequena quantidade de solução de</p><p>NaCl 0,9% com heparina (500 UI/mL) no cateter arterial, evitando a obstrução do</p><p>cateter por sangue coagulado que eventualmente permaneça no lúmen do cateter.</p><p>74</p><p>Figura 42 – Identificação do cateter arterial de vasos femorais por meio da</p><p>verificação de fluxo ao se retirar o pino de oclusão da extremidade do cateter</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Uma observação importante é certificar que o comprimento de cateter</p><p>disponível para a manipulação e acoplamento do animal ao sistema de aquisição de</p><p>pressão arterial bem como manipulação para administração de drogas pelo cateter</p><p>venoso esteja entre 2 a 2,5 cm (Figura 43). Comprimentos inferiores a isso</p><p>dificultam a operacionalização por parte do experimentador para aquisição de</p><p>sinal. Contrariamente, comprimentos muito maiores que 2,5 cm permitem que os</p><p>cateteres fiquem acessíveis a mordidas e puxões por parte do animal. Feita todas</p><p>essas verificações, a exteriorização dos cateteres está finalizada.</p><p>Figura 43 – Verificação do comprimento de cateter exteriorizado no animal. O</p><p>ideal para operacionalização de acoplamento do animal ao sistema de registro, sem</p><p>riscos de perda acidental do cateter por puxões e mordidas por parte do animal é</p><p>comprimento de 2 a 2,5 cm</p><p>75</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Sutura da região inguinal</p><p>A sutura da região inguinal segue o procedimento padrão de sutura de pele.</p><p>Pode ser dado ponto contínuo ou fazer ponto a ponto. Caso a incisão seja muito</p><p>grande, a sutura ponto a ponto é recomendada. Experimentadores treinados são</p><p>capazes de realizar a cateterização de vasos femorais utilizando de pequena incisão</p><p>inguinal. Neste caso, o ponto contínuo poderá ser adotado. Em nosso laboratório,</p><p>adotamos a sutura por ponto contínuo (Figuras 44A a 44D).</p><p>O procedimento é feito com auxílio de porta agulha, linha agulhada e pinça</p><p>dente de rato. Os pontos são dados continuamente, evitando franzir</p><p>demasiadamente a pele do animal. Finalizado este procedimento, é feita a assepsia</p><p>local com álcool 70% e o animal deve ser mantido sob cuidados pós-operatórios.8</p><p>Figura 44 – Etapas do procedimento de sutura em ponto contínuo da região</p><p>inguinal após cateterização de vasos femorais em ratos</p><p>76</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>_______________</p><p>1 Detalhes deste procedimento inicial podem ser vistos no vídeo “Cateterização de Artéria e Veia</p><p>Femoral – parte 1 de 8: posicionamento do animal e tricotomia. Disponível em:</p><p><https://www.youtube.com/watch?v=RenOBO-P-1U&t=4s>.</p><p>2 Os procedimentos dessa etapa podem ser vistos no vídeo Cateterização de artéria e veia femoral</p><p>(parte 2 de 8): incisão cirúrgica”. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=Pe61pC7Tz_s&t=5s>.</p><p>3 As etapas detalhadas deste procedimento podem ser vistas no vídeo Cateterização de artéria e veia</p><p>femoral – parte 3 de 8: isolamento da artéria e veia femoral. Disponível em:</p><p><https://www.youtube.com/watch?v=ezJ-kV7_mSs>.</p><p>4 O vídeo Cateterização de artéria e veia femoral (parte 4 de 8): canulação de veia femoral mostra</p><p>detalhes e dicas que facilitarão esse procedimento. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=HxcIb2vwuwA>.</p><p>5 Detalhes deste procedimento podem ser vistos no vídeo Cateterização de artéria e veia femoral (5 de</p><p>8): canulação da artéria femoral. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=AD1hqvlIc74>.</p><p>6 Este procedimento pode ser visto no vídeo Cateterização de artéria e veia femoral (parte 6 de 8):</p><p>fixação da cânula. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?v=qlCB7VcpKLg>.</p><p>7 Este procedimento pode ser visto em detalhes no vídeo Cateterização de artéria e veia femoral (etapa</p><p>7 de 8): exteriorização dos cateteres. Disponível em: <https://www.youtube.com/watch?</p><p>v=bU0TYz43wCw>.</p><p>77</p><p>8 Este procedimento pode ser visto no vídeo Cateterização de artéria e veia femoral (parte 8 de 8):</p><p>sutura da região inguinal. Disponível em: < https://www.youtube.com/watch?v=E4GT1MzLNAY>.</p><p>78</p><p>6</p><p>Cuidados pós-operatórios</p><p>A cateterização vascular consiste em um procedimento invasivo, demandando</p><p>de cuidados pós-operatórios os quais devem estar previstos, em termos de tempo e</p><p>custo, no projeto de pesquisa. Esses cuidados compreendem a observação do</p><p>animal durante o período de recuperação da anestesia, administração de</p><p>analgésicos, alocação adequada do animal e oferta hídrica e de alimentos.</p><p>O tempo de recuperação do animal após anestesia varia de acordo com o</p><p>anestésico utilizado. Anestésicos inalatórios como o isoflurano permitem</p><p>recuperação mais rápida do animal no sentido de restabelecimentos de suas</p><p>respostas fisiológicas. Outros anestésicos como os pentobarbitais promovem</p><p>grande depressão do centro respiratório e demandam de maior tempo para</p><p>recuperação do animal. Por isso, o uso de isoflurano e a da combinação de xilasina</p><p>e ketamina têm sido adotados em maior escala nas pesquisas com ratos e</p><p>camundongos. A recuperação da anestesia deve ocorrer em sala silenciosa e com</p><p>temperatura acima de 25º graus. Os animais devem ser mantidos em caixas</p><p>individuais, pois cada animal retorna da anestesia em seu tempo e há risco que um</p><p>machuque o outro. As caixas devem estar limpas, devidamente amaciadas com</p><p>maravalha e equipadas com fonte hídrica e ração. Para facilitar o acesso do animal</p><p>em recuperação à comida e água, alguns pellets de ração poderão ser</p><p>disponibilizados dentro da caixa e os bicos dos bebedores poderão ser mais longos.</p><p>Durante o período de recuperação após anestesia, o animal deverá ser observado</p><p>com frequência pela equipe do laboratório no sentido de verificar frequência</p><p>respiratória, temperatura, recuperação motora e estado geral do animal.</p><p>A dor e desconforto estão associados ao período pós cirúrgico. Trata-se de</p><p>parâmetros de difícil avaliação em pequenos roedores. Entretanto, alguns sinais de</p><p>estresse e dor podem ser identificados pelo experimentador tais como: 1) redução</p><p>da mobilidade na caixa; 2) piloereção; 3) cifose vertebral; 4) cromodacriorreia</p><p>79</p><p>(secreção avermelhada ao redor dos olhos e narinas); 5) redução do</p><p>comportamento exploratório e alimentar; 6) comportamento de proteção,</p><p>esquivando a área dolorosa de manipulação; 7) automutilação (cuidado excessivo</p><p>com alguma região do corpo por meio de lambedura, mordidas, coceiras, etc.); 8)</p><p>vocalização em resposta à manipulação da área operada.</p><p>Idealmente, o pesquisador deve partir da premissa que os animais sentem dor</p><p>de forma similar a humanos, a não ser que haja evidência científica do contrário.</p><p>De acordo com a Diretriz Brasileira para o Cuidado e a Utilização de Animais em</p><p>Atividades de Ensino ou Pesquisa Científica – DBCA, pesquisadores e professores</p><p>são responsáveis por todas as questões relacionadas ao bem-estar dos animais</p><p>utilizados em ensino e pesquisa e devem agir de acordo com os preceitos desta</p><p>diretriz.</p><p>Dentro deste contexto, o cuidado pós-operatório no que se refere à analgesia</p><p>de animais de experimentação tem ganhado maior atenção dos laboratórios de</p><p>pesquisa, mas ainda precisa ser incorporado como conduta fundamental do ponto</p><p>de vista ético e de qualidade dos experimentos. Um estudo de revisão da literatura</p><p>publicado na revista Laboratory Animals em 2009 utilizou a ScienceDirect como</p><p>banco de dados e fez um apanhado de 86 artigos para cada período de avaliação</p><p>(2000 a 2001 e 2005 a 2006) buscando informação sobre o uso ou não de</p><p>analgésicos no período pós-operatório (Stokes; Flecknell; Richardson, 2009). A</p><p>análise das diferentes publicações, compreendidas entre o período de 2000 a 2001,</p><p>mostrou que 10% dos estudos utilizavam algum tipo de analgésico sistêmico após</p><p>os procedimentos cirúrgicos. Esse percentual passou para 20% no período de 2005</p><p>a 2006, fato que mostra um aumento significativo na adesão por partes dos</p><p>pesquisadores à administração deste tipo de droga como cuidado pós-operatório.</p><p>Os motivos apresentados por pesquisadores que se negam a adotar analgesia</p><p>como parte da conduta pós-operatória são diversas, sendo as mais comuns as</p><p>justificativas de interferência sobre os resultados, risco</p><p>de depressão respiratória</p><p>por uso de analgésicos opioides e risco de automutilação no período pós-cirúrgico.</p><p>No que se refere à interferência de analgésicos sobre os resultados do estudo e</p><p>função respiratória, é importante que o experimentador pesquise e escolha a melhor</p><p>opção de analgésico bem como a dose adequada, respeitando janelas de depuração</p><p>da droga se necessário. Vale ressaltar que a dor e estresse do animal no período</p><p>pós-operatório podem, por si só, alterar os resultados de qualquer experimento.</p><p>Portanto, a qualidade dos resultados está diretamente relacionada à minimização do</p><p>sofrimento animal.</p><p>80</p><p>Especificamente em relação à cirurgia de cateterização vascular em ratos,</p><p>trata-se de um procedimento classificado como invasivo com estímulo doloroso</p><p>classificado como “leve a moderado”. Neste caso, é recomendado o uso de anti-</p><p>inflamatórios não esteroidais (AINEs). Os AINEs promovem seu efeito analgésico</p><p>por inibir a formação tecidual de prostaglandinas reduzindo a estimulação de</p><p>nociceptores. Em nossa prática de laboratório, passamos a fazer uso do Flunixin</p><p>Meglumine na dose de 2,5 mg/kg de peso corporal, administrado por via</p><p>subcutânea em uma única dose, logo após o procedimento cirúrgico. Nossos</p><p>protocolos experimentais preveem registros de pressão arterial após 24 horas do</p><p>procedimento cirúrgico, portanto, sendo a administração única suficiente para</p><p>reduzir o estímulo doloroso. Caso o experimentador trabalhe com aquisição de</p><p>pressão arterial e frequência cardíaca para fins de estudo de variabilidade destes</p><p>parâmetros, a aquisição de sinal ocorre normalmente 48 horas após o procedimento</p><p>cirúrgico de cateterização e, neste caso, o Flunixin poderá ser administrado em</p><p>intervalos de 12 em 12 horas ou a cada 24 horas.</p><p>Por fim, o sucesso dos experimentos depende de uma adoção de</p><p>procedimentos que se iniciam no pré-operatório, transcorrem durante a cirurgia e</p><p>finalizam com os cuidados pós-operatórios e condutas éticas durante a realização</p><p>do protocolo experimental. Utilizando do princípio dos 3Rs (do inglês: reduction,</p><p>refinement and replacement), esta obra procurou enfatizar de forma sistemática</p><p>procedimentos técnicos referentes à cateterização vascular em ratos visando</p><p>contribuir para o aprendizado e refinamento da técnica, com possível redução no</p><p>número de animais como consequência do ganho de habilidade cirúrgica.</p><p>Finalizamos esta obra com a esperança que este material seja amplamente</p><p>divulgado e que sirva de instrumento coadjuvante ao aprendizado da técnica de</p><p>cateterização vascular em ratos.</p><p>81</p><p>Anexo</p><p>Protocolo de confecção de cateteres para</p><p>cateterização vascular em ratos</p><p>Material</p><p>• 1 Béquer de 100 mL c/ água</p><p>• 1 Régua de 20 cm</p><p>• Tubo de polietileno (PE50)</p><p>• Tubo de polietileno (PE10)</p><p>• Haste guia de metal</p><p>• Seringa de 1 mL</p><p>• Lâmina de barbear ou bisturi</p><p>• Pinça tipo Kelly</p><p>• Agulha (0,70 x 25mm; 22G x 1”)</p><p>• Ferro de solda</p><p>• Papel para forrar a bancada</p><p>• Arame para fazer os pinos de oclusão</p><p>• Lima para lixar os pinos</p><p>• ~ 500 mL de água quente</p><p>Procedimentos</p><p>Os procedimentos têm por objetivo soldar o PE-10 ao PE-50, sem obstruir o</p><p>lúmen, para obtenção do cateter vascular. Os tamanhos de PE-10 e PE-50 são</p><p>cortados de acordo com o vaso a ser cateterizado, conforme mostra o Quadro 1.</p><p>Quadro 1 – Relação de comprimento (cm) de polietileno PE-10 e PE-50 para</p><p>82</p><p>confecção de cateteres para ratos com peso corporal na faixa de 250-350 g</p><p>VASO Comprimento (cm) de PE-10 Comprimento (cm) de PE-50</p><p>Veia femoral 2,0-2,5 16-18</p><p>Artéria femoral 4,0-4,5 16-18</p><p>Artéria carótida 3,0-4,0 5-6</p><p>A confecção do cateter é feita seguindo os seguintes passos:</p><p>1. Primeiramente, forrar a superfície da bancada com papel e organizar o</p><p>material a ser utilizado;</p><p>2. Cortar o bisel da agulha (0,70 x 25mm; 22G x 1”) por estresse físico do</p><p>metal fazendo movimentos rápido na ponta a ser retirada com auxílio de</p><p>uma pinça do tipo Kelly. Esta agulha sem bisel deve ser encaixada em uma</p><p>seringa de 1 mL a qual é preenchida com água para teste do cateter contra</p><p>vazamento;</p><p>3. Medir com a régua os tamanhos pretendidos de PE-10 e PE-50 de acordo</p><p>com o quadro 1. Utilizar lâmina de barbear ou bisturi para cortar o</p><p>polietileno, deixando-o livre de bisel;</p><p>4. Utilizar a haste guia para inserir a PE-10 dentro da PE-50 deixando uma</p><p>região de intersecção de 0,5 cm (Fig. 1)</p><p>Figura 1 – Esquema ilustrando as disposições da haste guia, PE-50 e PE-10 para</p><p>confecção de cateter vascular de rato</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>83</p><p>Ligar o ferro de solda na tomada.</p><p>1. Aproximar a região de intersecção de 0,5 cm do ferro de solda aquecido e</p><p>em seguida exercer pressão para aproximar as extremidades de PE-50 e PE-</p><p>10 mantendo a haste guia no meio para evitar a oclusão do lúmen do</p><p>cateter;</p><p>2. Retirar a haste guia do interior do cateter para proceder ao teste contra</p><p>vazamentos;</p><p>3. Iniciar o procedimento de teste do cateter. Para isso, derreter a ponta do</p><p>tubo de PE10 utilizando o ferro de solda e em seguida fazer pressão na</p><p>ponta com a mão para ocluir a extremidade do cateter.</p><p>4. Testar o cateter contra vazamentos inserindo a seringa na extremidade de</p><p>tubo PE50 e verificando se há vazamento de água na região de intersecção</p><p>enquanto se faz pressão com a seringa;</p><p>5. Se não houver vazamento, cortar a ponta ocluída da extremidade PE-10</p><p>com tesoura, bisturi ou lâmina de barbear, de forma que esse corte seja</p><p>perpendicular ao eixo do cateter, sem fazer bisel, para evitar perfuração</p><p>acidental do vaso.</p><p>6. Testar o cateter verificando o nível de resistência à passagem de água</p><p>injetada pela seringa. O nível de resistência deve ser pequeno, do contrário,</p><p>significa que o lúmen está parcialmente ocluído.</p><p>7. Se houver vazamento ou se o cateter oferecer grande resistência a passagem</p><p>de água, repete-se o processo de confecção do cateter enquanto houver</p><p>comprimento suficiente de polietileno;</p><p>8. Aquecer cerca de 500 mL de água de torneira próximo a ebulição. Em</p><p>seguida, em uma pia do laboratório, segurar todas as cânulas</p><p>confeccionadas pela extremidade PE-50 e derramar a água quente sobre as</p><p>cânulas. O objetivo é que o filete de água quente derramado sobre as</p><p>cânulas as retifique;</p><p>9. Após a confecção dos cateteres, preparar os pinos de oclusão utilizando</p><p>arame que deve ser cortado por estresse mecânico sobre o metal, com</p><p>auxílio da pinça Kelly, em tamanho de 1,5 cm;</p><p>10. Após cortar o arame, lixar com lima as extremidades para evitar que as</p><p>pontas e farpas de arame furem o PE-50;</p><p>11. Guardar os cateteres até o momento de uso em local apropriado de forma</p><p>que fiquem esticados e sem dobras.</p><p>84</p><p>Referências</p><p>DAMY, S. B.; CAMARGO, R. S.; CHAMMAS, R.; POLI DE FIGUEIREDO, L.F.</p><p>Aspectos fundamentais da experimentação animal – aplicações em cirurgia</p><p>experimental. Revista da Associação Médica Brasileira, v.56, n.1, p.103-11, 2010.</p><p>MINISTÉRIO DA CIÊNCIA, TECNOLOGIA, INOVAÇÕES E COMUNICAÇÕES</p><p>(Concea). Diretriz Brasileira Para o Cuidado e a Utilização de Animais em Atividades</p><p>de Ensino ou de Pesquisa Científica (DBCA). Disponível em:</p><p><http://www.mct.gov.br/upd_blob/0238/238684.pdf>. Acesso em: 1 mar. 2017.</p><p>CENTRO DE REPRODUÇÃO E EXPERIMENTAÇÃO DE ANIMAIS DE</p><p>LABORATÓRIO. Guia de anestesia e analgesia para ratos e camundongos. Instituto de</p><p>Ciências Básicas da Saúde da Universidade Federal do Rio Grande do Sul: Rio Grande</p><p>do Sul, 2016.</p><p>GOVERNO DO BRASIL. Doenças cardiovasculares causam quase 30% das mortes no</p><p>País. Disponível em: <http://www.brasil.gov.br/saude/2011/09/doencas-</p><p>cardiovasculares-causam-quase-30-das-mortes-no-pais>. Acesso em: fev. 2017.</p><p>JESPERSEN, B.; KNUPP. L.; NORTHCOTT, C. A. Femoral Arterial and Venous</p><p>Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure</p><p>and Heart Rate Measurements. Jove – Journal of Visualized Experiments, n.59, e3496,</p><p>doi:10.3791/3496, 2002. Disponível em: <http://www.jove.com/video/3496/>.</p><p>NORMAN, R. A.; COLEMAN, T. C.; DENT, A. C. Continuous monitoring of arterial</p><p>pressure indicates sinoaortic denervated rats are not hypertensive. Hypertension, n.3,</p><p>p.119-25, 1981.</p><p>PARASURAMAN,</p><p>S.; RAVEENDRAN, R. Measurement of invasive blood pressure in</p><p>rats. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics, v.3, n.2, p.172-7, Apr.-Jun.</p><p>2012.</p><p>PATRICK, S.; VILLANO, J. The Laboratory Rat. 2.ed., Boca Raton (Flórida): CRC,</p><p>2013.</p><p>RUSSELL, W. M. S.; BURCH, K. L. The principles of humane experimental technique.</p><p>London: Universities Federation for Animal Welfare, 1992. Disponível em:</p><p><http://altweb.jhsph.edu/>.</p><p>85</p><p>RUSSELL, J. C.; PROCTOR, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: tools</p><p>for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</p><p>Cardiovascular Pathology, n.15, p.318-30, 2006.</p><p>STOKES, E. L.; FLECKNELL, P. A.; RICHARDSON, C. A. Reported analgesic and</p><p>anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</p><p>Laboratory Animals, v.43, n.2, dez. 2008, p.149-54, 2009.</p><p>VLIET, B. N. V.; CHAFE, L. L.; ANTIC, V.; SCHNYDER-CANDRIAN, S.; MONTANI,</p><p>J-P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. Journal of</p><p>Pharmacological and Toxicological Methods, n.44, p.361-73, 2000.</p><p>WORLD HEALTH ORGANIZATION. The top 10 causes of death. Disponível em:</p><p><http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs310/en/>. Acesso em: mar. 2018.</p><p>86</p><p>Auxílio nos procedimentos cirúrgicos</p><p>Lucas Luan de Lima Queiroz da Silva – graduando em Ciências Biológicas do</p><p>Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista (Unesp), campus de</p><p>Botucatu</p><p>Nathália Cristina Soares – graduanda em Ciências Biológicas do Instituto de</p><p>Biociências, Universidade Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Julia Willmersdorf Gonçalves Correa – graduando em Física Médica do Instituto</p><p>de Biociências, Universidade Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Auxílio na captura e edição de imagens</p><p>André Monteiro Londe – mestre em Educação Física pela Universidade Federal do</p><p>Triângulo Mineiro (UFTM) e professor do ensino básico do estado de Minas</p><p>Gerais</p><p>Captura de imagens em vídeo</p><p>Diego Generoso – Unidade Experimental Experimental (Unipex) da Faculdade de</p><p>Medicina, Universidade Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Rafael Victor Francisco e Silva – Seção Técnica de Apoio ao Ensino, Pesquisa e</p><p>Extensão (Staepe) da Faculdade de Medicina, Universidade Estadual Paulista</p><p>(Unesp), campus de Botucatu</p><p>Edição dos vídeos</p><p>Ana Silvia S B S Ferreira – Vice-coordenadora do Núcleo de Educação a Distância</p><p>Tecnologias da Informação em Saúde (Nead.Tis) da Faculdade de Medicina,</p><p>Universidade Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Giuliana Reis Cardoso – Núcleo de Educação a Distância Tecnologias da</p><p>Informação em Saúde (Nead.Tis) da Faculdade de Medicina, Universidade</p><p>Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Assessoria técnico-científica</p><p>Ana Silvia S B S Ferreira– Núcleo de Educação a Distância Tecnologias da</p><p>Informação em Saúde (Nead.Tis) da Faculdade de Medicina, Universidade</p><p>87</p><p>Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Denise de Cássia Moreira Zornoff – Núcleo de Educação a Distância Tecnologias</p><p>da Informação em Saúde (Nead.Tis) da Faculdade de Medicina, Universidade</p><p>Estadual Paulista (Unesp), campus de Botucatu</p><p>Disponibilização da infraestrutura para cirurgia e auxílio na filmagem</p><p>Unidade de Pesquisa Experimental (Unipex) da Faculdade de Medicina de</p><p>Botucatu</p><p>88</p><p>SOBRE O LIVRO</p><p>Tipologia: Horley Old Style 10,5/14</p><p>1ª edição Editora Unesp Digital: 2018</p><p>EQUIPE DE REALIZAÇÃO</p><p>Coordenação Editorial</p><p>Marcos Keith Takahashi</p><p>Edicão de texto</p><p>Grão Editorial</p><p>Editoração eletrônica</p><p>Sergio Gzeschnik</p><p>89</p><p>90</p><p>Índice</p><p>Capa 2</p><p>Frontispício 5</p><p>Créditos 6</p><p>Sumário 8</p><p>Prefácio 9</p><p>1 - Aferição de pressão arterial em ratos 13</p><p>Telemetria 14</p><p>Pletismografia de cauda 16</p><p>Cateterização arterial acoplada a transdutor externo 19</p><p>2 - Procedimentos prévios à cateterização vascular 22</p><p>Confecção artesanal de cateteres e pinos de oclusão 23</p><p>Conferência do material cirúrgico 26</p><p>Preparação do experimentador 30</p><p>3 - Aspectos gerais da cateterização vascular em ratos 31</p><p>4 - Procedimento de cateterização de artéria carótida de</p><p>rato 35</p><p>Tricotomia e Posicionamento do animal 35</p><p>Incisão Cirúrgica 36</p><p>Isolamento da Artéria Carótida 39</p><p>Posicionamento das Linhas de Tração 41</p><p>Inserção do Cateter 43</p><p>Fixação da Cânula 48</p><p>Exteriorização da Cânula no Dorso 50</p><p>Sutura da Região Anterior do Pescoço 53</p><p>5 - Procedimento de cateterização de artéria e veia femoral</p><p>de rato 55</p><p>Tricotomia e Posicionamento do animal 55</p><p>Incisão cirúrgica 57</p><p>Isolamento da artéria e veia femoral 60</p><p>Cateterização da veia femoral 62</p><p>91</p><p>Cateterização de artéria femoral 66</p><p>Fixação da cânula 69</p><p>Exteriorização das cânulas no dorso 70</p><p>Sutura da região inguinal 76</p><p>6 - Cuidados pós-operatórios 79</p><p>Anexo - Protocolo de confecção de cateteres para</p><p>cateterização vascular em ratos 82</p><p>Material 82</p><p>Procedimentos 82</p><p>Referências 85</p><p>Quarta capa 90</p><p>92</p><p>Capa</p><p>Frontispício</p><p>Créditos</p><p>Sumário</p><p>Prefácio</p><p>1 - Aferição de pressão arterial em ratos</p><p>Telemetria</p><p>Pletismografia de cauda</p><p>Cateterização arterial acoplada a transdutor externo</p><p>2 - Procedimentos prévios à cateterização vascular</p><p>Confecção artesanal de cateteres e pinos de oclusão</p><p>Conferência do material cirúrgico</p><p>Preparação do experimentador</p><p>3 - Aspectos gerais da cateterização vascular em ratos</p><p>4 - Procedimento de cateterização de artéria carótida de rato</p><p>Tricotomia e Posicionamento do animal</p><p>Incisão Cirúrgica</p><p>Isolamento da Artéria Carótida</p><p>Posicionamento das Linhas de Tração</p><p>Inserção do Cateter</p><p>Fixação da Cânula</p><p>Exteriorização da Cânula no Dorso</p><p>Sutura da Região Anterior do Pescoço</p><p>5 - Procedimento de cateterização de artéria e veia femoral de rato</p><p>Tricotomia e Posicionamento do animal</p><p>Incisão cirúrgica</p><p>Isolamento da artéria e veia femoral</p><p>Cateterização da veia femoral</p><p>Cateterização de artéria femoral</p><p>Fixação da cânula</p><p>Exteriorização das cânulas no dorso</p><p>Sutura da região inguinal</p><p>6 - Cuidados pós-operatórios</p><p>Anexo - Protocolo de confecção de cateteres para cateterização vascular em ratos</p><p>Material</p><p>Procedimentos</p><p>Referências</p><p>Quarta capa</p><p>didático referente a este procedimento</p><p>experimental. Portanto, a presente obra representa uma ampliação da ideia original</p><p>10</p><p>de utilizar vídeos como recurso didático, e oferece oportunidade para que alunos de</p><p>graduação, pós-graduação, pesquisadores e outros usufruam desse material para</p><p>fins científicos. A obra está organizada em capítulos, iniciando com uma breve</p><p>introdução teórica sobre o método de cateterização vascular e medida direta de</p><p>pressão arterial e evoluindo para questões práticas do procedimento. Neste sentido,</p><p>os textos ilustrados e vídeos abordarão aspectos práticos de cada etapa da técnica</p><p>de cateterização vascular, utilizando de anatomia referenciada por estruturas</p><p>adjacentes e finalizando com a exteriorização dos cateteres bem como cuidados</p><p>pós-operatório com o animal. Para tanto, o assunto referente à cateterização</p><p>vascular foi dividido e subdividido em: 1) cateterização da artéria carótida</p><p>(subdividido em 8 vídeos com etapas sequenciadas) e 2) cateterização de artéria e</p><p>veia femoral (igualmente subdividido em 8 vídeos).</p><p>O presente trabalho é, portanto, uma iniciativa do Laboratório de Terapia</p><p>Celular e Doenças Cardiovasculares em conjunto com 3 alunos de graduação do</p><p>IB, um professor da educação básica e mestre em educação física, com a equipe do</p><p>Nead.Tis e servidores da UNIPEX da Faculdade de Medicina de Botucatu – Unesp.</p><p>Todos os procedimentos cirúrgicos e tomadas de imagem por fotos e vídeos,</p><p>específicos para a produção deste material didático, foram aprovados pela</p><p>Comissão de Ética no Uso de Animais (Ceua) do Instituto de Biociências da Unesp</p><p>de Botucatu sob o protocolo Ceua-832.</p><p>Facilitar o aprendizado, auxiliando no refinamento da técnica de cateterização</p><p>vascular e na qualidade dos experimentos com a vantagem ética de redução do</p><p>número de animais de experimentação foram os desafios assumidos por nossa</p><p>equipe. Espero que este material seja instrumento útil àquele que se inicia na área</p><p>de experimentação animal e que seja um possível coadjuvante àqueles docentes e</p><p>pesquisadores que orientam alunos na área de fisiologia e farmacologia</p><p>cardiovascular. Dentro do universo da ciência, nos é dito que os subconjuntos</p><p>“ensino, pesquisa e extensão” devem estar em constante exercício de intersecção.</p><p>Dentro desta óptica, ao realizar pesquisa na área de fisiologia cardiovascular,</p><p>percebi que o ensino e troca de conhecimentos entre alunos e professor podem</p><p>facilmente transpor as paredes de nosso laboratório e servir de instrumento de</p><p>aprendizagem para outros.</p><p>Boa sorte e sucesso!</p><p>Patrícia Fidelis de Oliveira</p><p>Maio de 2017</p><p>11</p><p>_______________</p><p>1 Disponível em vídeo em: <https://www.youtube.com/watch?v=AIH9nvtILC8>. Acesso em: 2 fev.</p><p>2018.</p><p>12</p><p>1</p><p>Aferição de pressão arterial em ratos</p><p>A técnica de cateterização vascular em ratos tem como principal objetivo</p><p>oferecer acesso direto ao sistema arterial para registro da pressão arterial. Este</p><p>capítulo tem por objetivo, discutir brevemente alguns métodos de aferição de</p><p>pressão arterial, apresentando as vantagens e desvantagens inerentes a cada técnica.</p><p>Dentro deste contexto, será dada ênfase ao método de aferição direta da pressão</p><p>arterial por meio da cateterização arterial, tema central desta obra.</p><p>Inicialmente, é válido que façamos uma reflexão sobre a relevância da</p><p>experimentação cardiovascular em ratos. Para tanto, usando da estatística mundial</p><p>apresentada pela Organização Mundial de Saúde (World Health Organization,</p><p>2015) temos que a principal causa de morte no mundo se dá por doenças</p><p>cardiovasculares. No Brasil, as doenças cardiovasculares são responsáveis por</p><p>cerca de 30% das mortes ao ano, percentual que nos permite dizer que</p><p>aproximadamente 300 mil pessoas morrem ao ano devido a doenças hipertensivas,</p><p>isquêmicas cardíacas e cerebrovasculares (Ministério da Saúde, 2011). Portanto,</p><p>entende-se que esforços científicos, abrangendo tanto a área de ciência básica</p><p>quanto clínica, são bem-vindos.</p><p>No contexto da pesquisa em áreas básicas utilizando da experimentação</p><p>animal, o acesso ao sistema cardiocirculatório representa um método de estudo</p><p>importante para a caracterização de modelos e estudos de respostas fisiológicas e</p><p>farmacológicas. O rato tem sido o animal de experimentação mais utilizado nestes</p><p>estudos e a escolha deste animal justifica-se pelo fato de alguns parâmetros</p><p>cardiovasculares serem semelhantes àqueles observados em humanos, agregado à</p><p>vantagem de ser um animal de pequeno porte e fácil manipulação e manutenção</p><p>em biotérios (Russel; Proctor, 2006).</p><p>Dentre os parâmetros cardiovasculares de maior interesse de mensuração</p><p>13</p><p>destaca-se a pressão arterial (PA). A PA é definida como a força que o sangue</p><p>exerce sobre a parede das artérias. Níveis adequados de PA são responsáveis pela</p><p>função primária do sistema cardiovascular no que se refere à oferta de suprimentos</p><p>aos tecidos. Devido a sua importância, mecanismos fisiológicos regulatórios atuam</p><p>em curto e em longo prazo para manter a PA dentro de uma faixa de normalidade.</p><p>No rato, a pressão arterial sistólica e diastólica são próximas de 120 e 80 mmHg,</p><p>respectivamente, valores similares àqueles observados para humanos.</p><p>Quando se trata de métodos para mensuração e registro de PA de ratos,</p><p>podemos citar o método indireto de plestismografia de cauda e métodos diretos que</p><p>contam com a inserção invasiva de dispositivos e/ou cateteres no interior do</p><p>compartimento arterial do animal (Vliet et al., 2000; Parasuraman; Raveendran,</p><p>2012). Abaixo é apresentada uma breve descrição de três métodos com suas</p><p>respectivas vantagens e desvantagens.</p><p>Telemetria</p><p>Os sistemas de telemetria de registro de PA apresentam a grande vantagem de</p><p>permitir o monitoramento e registro remoto de variáveis fisiológicas, por meio de</p><p>ondas de rádio, em animais conscientes, não sendo necessário nem mesmo retirá-</p><p>los do biotério. O registro remoto permite a aquisição do sinal em horários</p><p>diversos, incluindo períodos noturnos. É possível a realização de protocolos</p><p>crônicos longitudinais, com aquisição de sinal em alta frequência de amostragem.</p><p>São sistemas constituídos de um sensor de pressão, um dispositivo de transmissão</p><p>e uma central eletrônica destinada a receber e processar o sinal (Figura 1). A</p><p>popularidade do método de telemetria tem crescido consideravelmente nos últimos</p><p>10 anos, porém ainda é um sistema caro, existindo poucas instituições no Brasil</p><p>que trabalham com este sistema. Existem dispositivos voltados para registro de</p><p>pressão arterial em pequenos roedores como o camundongo, fato que agregado à</p><p>diversidade de linhagens transgênicas permite diversificar a pesquisa</p><p>cardiovascular experimental. Trata-se de uma técnica invasiva para mensuração</p><p>direta da pressão arterial. Os dispositivos para detecção da pressão permitem que</p><p>os sensores sejam introduzidos no interior da circulação, diferindo dos sistemas de</p><p>registro de PA direta que utilizam cateteres preenchidos com salina acoplados a</p><p>transdutores os quais ficam fora do corpo do animal. A vantagem de ter os sensores</p><p>de pressão no interior do compartimento vascular é a rápida responsividade</p><p>14</p><p>dinâmica do sistema a variações da pressão. A aferição de PA pelo sistema de</p><p>telemetria é, portanto, uma técnica invasiva e o procedimento cirúrgico impõe que</p><p>o animal seja submetido à anestesia e suas respectivas adversidades bem como</p><p>exige habilidade do experimentador. Outra desvantagem do método é a</p><p>possibilidade de perda do sinal durante os protocolos crônicos devido à formação</p><p>de trombos na proximidade do sensor. Há dispositivos com sistema de</p><p>anticoagulação acoplado que visam minimizar este inconveniente. Devido ao fato</p><p>da cateterização venosa não ser possível de ser mantida por longo período de</p><p>tempo, o estudo de administração de substâncias por via endovenosa fica</p><p>comprometido e, muitas vezes, o experimentador opta pela administração</p><p>intraperitoneal, conduta que acaba por exigir contenção momentânea do animal</p><p>com possíveis efeitos reativos da PA. Apesar das vantagens apresentadas pelo</p><p>sistema de telemetria, ainda é um sistema de aquisição</p><p>de alto custo e, portanto,</p><p>sua aquisição e manutenção deve ser ponderada de acordo com os objetivos</p><p>científicos.</p><p>Figura 1 – Esquema do princípio da aferição de pressão arterial pelo método de</p><p>telemetria em animais conscientes</p><p>Fonte: modificado pelo autor a partir de <http://www.pelvipharm.com/services,article-</p><p>52,experimental-skills-in-vivoexperiments-conscious-animals-telemetry-telemetry,measurement-of-</p><p>blood-pressure-pressor-response-and-endothelial-reactivity-in-conscious-animals-rat-mouse-using-</p><p>radiotelemetry.html>.</p><p>15</p><p>Pletismografia de cauda</p><p>A plestismografia de cauda representa um método de aferição indireta da PA,</p><p>utilizando do princípio da pletismografia no qual um manguito é inserido ao redor</p><p>da cauda do animal, semelhante ao procedimento de posicionamento do manguito</p><p>no braço de humanos. Para essa medida é utilizado um aparelho denominado</p><p>Pletismógrafo, específico para ratos e camundongos, que contém normalmente um</p><p>recipiente para contenção física do animal, expondo a cauda para o experimentador</p><p>(Figura 2).</p><p>O manguito é posicionado na base da cauda do animal para realização dos</p><p>procedimentos de insuflação e desinsuflação gradativa de forma que ocorra</p><p>obstrução e liberação do fluxo sanguíneo, respectivamente. Um sensor de fluxo,</p><p>colocado abaixo da zona de obstrução, é responsável por detectar o aparecimento</p><p>de fluxo na cauda do animal durante o procedimento de desinsuflação do</p><p>manguito, comandado pela central do pletismógrafo (Figura 3). A pressão do</p><p>manguito correspondente ao aparecimento de fluxo sanguíneo detectado pelo</p><p>sensor equivale à pressão arterial sistólica (PAS) do rato enquanto o valor de</p><p>pressão do manguito no qual se dá a normalização do fluxo se aproxima do valor</p><p>da pressão arterial diastólica (PAD). Trata-se, portanto, de um método de medida</p><p>indireta de PA uma vez que se utiliza da pressão do manguito para inferir sobre a</p><p>PAS do animal. Esta técnica, por não ser invasiva, apresenta a grande vantagem de</p><p>permitir aferições seriadas da PA, viabilizando a realização de estudos</p><p>longitudinais onde se deseja avaliar, por exemplo, o efeito de uma droga ao longo</p><p>do tempo sobre a PA de ratos. Em adição, existem protocolos experimentais para</p><p>estudo de tratamento anti-hipertensivo que necessitam, primeiramente, selecionar</p><p>ratos já com hipertensão constatada. Neste caso de modelos de hipertensão em</p><p>ratos, o aumento nos níveis pressóricos é determinado geneticamente a partir de</p><p>algumas semanas de vida ou pode ser induzido experimentalmente. Independente</p><p>do modelo de hipertensão, a pletismografia de cauda torna-se ferramenta</p><p>fundamental para confirmar a hipertensão e obter dados basais pré-tratamento bem</p><p>como avaliar o efeito do tratamento ao longo do tempo. Outra vantagem deste</p><p>método é o fato de ser economicamente barato, quando comparado aos demais, e</p><p>não exigir grande habilidade técnica do experimentador. Entretanto, esta</p><p>metodologia apresenta limitações importantes. O posicionamento do manguito</p><p>exige a contenção física do animal durante todo o procedimento de aferição, fator</p><p>que isoladamente já representa uma fonte de estresse, com consequente influência</p><p>16</p><p>sobre os níveis pressóricos. Em adição, a mensuração da PAS exige que o animal</p><p>seja previamente aquecido para promover dilatação vascular e fluxo sanguíneo</p><p>suficiente para detecção, fato que por si só também gera estresse ao animal.</p><p>Estudos na literatura (NORMAN; COLEMAN; DENT, 1981) e minha experiência</p><p>com a utilização desta técnica mostram que a PAS pode ser superestimada em até</p><p>40 mmHg, em consequência do estresse térmico e físico por contenção do animal.</p><p>É possível atenuar tais efeitos estressantes adaptando o animal ao procedimento, ao</p><p>longo de uma semana, por meio da aferição de PA sem a intenção de registros</p><p>experimentais.</p><p>Mas ainda assim, é preciso considerar que alterações de PA em protocolos</p><p>experimentais de avaliação de tratamento, por exemplo, não sejam decorrentes</p><p>apenas do tratamento em si, mas também da reatividade cardiocirculatória ao</p><p>estresse induzido pela contenção física e aquecimento do animal. Vale ressaltar,</p><p>que embora vários pletismógrafos façam uma estimativa da pressão arterial</p><p>diastólica (PAD) e cálculos para obtenção indireta da pressão arterial média (PAM)</p><p>a partir da PAS e PAD, apenas a PAS segue o princípio fidedigno da</p><p>pletismografia. Devido à grande variação da PA induzida pelo método, a validação</p><p>de estudos sobre efeito de substâncias ao longo do tempo sobre os níveis</p><p>pressóricos exige a confirmação, ao final do estudo, por aferição direta da PA por</p><p>meio de cateterização arterial.</p><p>Figura 2 – Componentes utilizados para aferição da pressão arterial de ratos pelo</p><p>método da pletismografia de cauda.</p><p>17</p><p>A: O manguito de cauda é posicionado ao redor da base da cauda do animal e o sensor de fluxo</p><p>sanguíneo e posicionado logo abaixo do manguito. B: Detalhe do sensor de fluxo em conformação</p><p>de um clipe o qual envolve a cauda do animal no momento da medida de pressão arterial. C e D:</p><p>visão transversal do manguito de cauda desinsuflado e insuflado pelo comando dado pela central de</p><p>controle do pletismógrafo. E: dispositivo em acrílico para contenção do animal no momento de</p><p>aferição da pressão arterial. F: Central de controle do pletismógrafo com comando para insuflação</p><p>do manguito e sistema de registro da pressão do manguito e do pulso detectado pelo sensor de</p><p>fluxo.</p><p>Fonte: elaborado pela autora</p><p>Figura 3 – Exemplo de tela de um software utilizado para aferição de pressão</p><p>arterial por pletismografia de cauda em rato.</p><p>18</p><p>O Traçado superior mostra o pulso detectado pelo sensor de fluxo. O traçado inferior, por sua vez,</p><p>mostra os valores de pressão registrados no manguito durante o procedimento de insuflação e</p><p>desinsuflação. A pressão arterial sistólica (PAS) do rato é estimada a partir da pressão do manguito</p><p>equivalente ao momento de retorno do sinal de pulso durante a desinsuflação gradativa do</p><p>manguito. A pressão arterial diastólica (PAD) é estimada a partir do valor de pressão do manguito</p><p>correspondente ao momento de retorno da normalidade do pulso.</p><p>Fonte: modificado pela autora a partir de</p><p><https://www.adinstruments.com/research/application/blood-pressure-non-invasive></p><p>Cateterização arterial acoplada a transdutor externo</p><p>Este será o método descrito em detalhes nesta obra nos próximos capítulos.</p><p>Trata-se de um método invasivo onde um cateter de polietileno, fabricado</p><p>artesanalmente, é inserido em uma artéria do rato, normalmente, na artéria carótida</p><p>ou artéria femoral. Para registro da pressão arterial, o cateter é conectado, por meio</p><p>de extensões de tubo de polietileno a um transdutor mecanoelétrico localizado</p><p>externamente ao corpo do animal. É necessário que o cateter e tubos extensores</p><p>estejam preenchidos em sua totalidade por solução fisiológica de NaCl 0,9%. A</p><p>19</p><p>pulsatilidade do sangue é então transmitida à coluna líquida que preenche o cateter</p><p>e tubulações externas e assim transferida a uma membrana do transdutor que</p><p>converte a oscilação mecânica em um sinal elétrico que por sua vez é amplificado,</p><p>convertido de analógico para digital e lido por um programa computacional</p><p>específico (Figura 4).</p><p>Uma vez que o líquido apresenta a propriedade física de não ser compressível,</p><p>a oscilação mecânica é transmitida ao transdutor de pressão. Portanto, é importante</p><p>garantir a ausência de bolhas de ar ao longo dos cateteres e tubulações externas</p><p>para evitar deformidades no pulso de pressão. Devido ao fato do transdutor se</p><p>posicionar externamente ao animal, a transferência de sinal é confiada à coluna</p><p>líquida que acaba por ser menos precisa e dinâmica quando se trata de oscilações</p><p>rápidas da pressão sanguínea. Devido ao procedimento cirúrgico, há necessidade</p><p>de anestesiar o animal e o experimentador deve se preocupar em utilizar</p><p>anestésicos com menor impacto sobre a PA e frequência cardíaca dos animais. Em</p><p>adição, o uso correto de instrumentação cirúrgica estéril e delicadeza e precisão</p><p>cirúrgica garantem um melhor estado geral do animal, com minimização da dor e</p><p>inflamação no período</p><p>pós-operatório. Os registros de pressão arterial são</p><p>realizados, normalmente, de 24 a 48 horas após o procedimento cirúrgico para</p><p>obtenção de parâmetros cardiovasculares em animais acordados e sem efeito de</p><p>anestesia. Há também a possibilidade de obtenção de registro de PA em animais</p><p>anestesiados. A escolha do protocolo de registro fica a critério do experimentador e</p><p>na dependência da exigência experimental em questão. Vale ressaltar que está</p><p>técnica é preferencialmente utilizada em protocolos que visam aquisição única ou</p><p>em curto prazo da PA. Devido ao fato da técnica de cateterização arterial promover</p><p>obstrução do fluxo sanguíneo abaixo do ponto de inserção do cateter, quadros</p><p>isquêmicos locais acabam por se instalar, inviabilizando a utilização desta técnica</p><p>para protocolos de estudos longitudinais. Ainda que a literatura apresente</p><p>protocolos adaptados de cateterização para uso crônico, normalmente, o período de</p><p>tempo de viabilidade se resume a dias, não ultrapassando 15 a 20 dias. Portanto, é</p><p>uma técnica normalmente utilizada para estudos com protocolos de intervenção</p><p>aguda ou ao final de protocolos crônicos.</p><p>A inserção de cateteres no interior da circulação do animal apresenta o</p><p>inconveniente de induzir a formação de trombos, podendo levar ao entupimento do</p><p>cateter e perda de sinal. Este inconveniente é normalmente prevenido com a</p><p>utilização de solução salina de NaCl 0,9% contendo heparina (100 a 500 UI/mL).</p><p>Um desafio do método se refere ao fato do implante dos cateteres exigir grande</p><p>20</p><p>habilidade cirúrgica do experimentador, requisito que tentaremos viabilizar com a</p><p>presente obra. Por fim, este método permite registros de alta qualidade agregado à</p><p>menor custo que o sistema de telemetria, sendo, portanto, o sistema de aquisição de</p><p>pressão arterial mais utilizado no mundo.</p><p>Figura 4 – Esquema do sistema de aquisição de pressão arterial direta por meio de</p><p>cateterização vascular acoplada a transdutor externo</p><p>O cateter arterial é conectado ao transdutor de pressão por meio de conexões de tubo de polietileno</p><p>preenchidas com solução NaCl 0,9%. O transdutor transforma a oscilação mecânica da pulsatilidade</p><p>do sangue em um sinal elétrico que é amplificado e convertido de analógico para digital por meio</p><p>de uma placa conversora A/D. Um software específico mostra o sinal digital em uma tela de</p><p>computador</p><p>Fonte: o próprio autor</p><p>21</p><p>2</p><p>Procedimentos prévios à cateterização vascular</p><p>Todo experimento científico exige uma preparação inicial que não deve ser</p><p>negligenciada. Vale sempre ressaltar que toda pesquisa deve ser previamente</p><p>submetida à análise por um comitê de ética. Neste sentido, é importante que o</p><p>pesquisador estime a quantidade de animais a ser utilizada considerando inclusive</p><p>o número destinado à aprendizagem da técnica por parte da equipe envolvida.</p><p>Assumindo-se que o projeto de pesquisa esteja em regularidade com os preceitos</p><p>éticos e considerando que a cateterização vascular faça parte de um protocolo</p><p>experimental, é necessário que o experimentador adote condutas no sentido de</p><p>garantir o sucesso da cirurgia e a qualidade dos experimentos. Dentro deste</p><p>contexto, o objetivo deste capítulo é discutir brevemente condutas prévias à</p><p>cirurgia de cateterização vascular.</p><p>Previamente ao dia da cirurgia, sugerimos que o experimentador siga uma</p><p>lista de verificação (checklist) para conferência de todos os itens necessários para a</p><p>realização do procedimento cirúrgico. Neste sentido, nosso laboratório adota uma</p><p>lista de verificação que visa conferir: 1) peso prévio e condição geral dos animais</p><p>destinados à cirurgia; 2) anestésico: checar se há quantidade suficiente para o</p><p>procedimento cirúrgico, prevendo inclusive a eventual necessidade de</p><p>suplementação da dose; 3) soluções de uso para o experimento; 4) material</p><p>cirúrgico: verificar se o material está limpo e se contem todos os itens necessários à</p><p>cirurgia; 5) cateteres e pinos de oclusão: estes itens devem ser confeccionados em</p><p>número suficiente, prevendo eventuais perdas, e previamente testados contra</p><p>vazamentos.</p><p>Em seguida, apresentamos a descrição geral para confecção artesanal de</p><p>cateteres e uma sugestão de material cirúrgico mínimo necessário para o</p><p>procedimento cirúrgico de cateterização vascular. Em nosso laboratório, utilizamos</p><p>protocolos impressos para auxiliar os alunos em diversos procedimentos do</p><p>22</p><p>cotidiano, tais como preparo de soluções, confecção de cateteres, procedimentos</p><p>cirúrgicos e outros. Na presente obra, compartilho nosso protocolo de confecção de</p><p>cateteres como ANEXO, em versão pronta para impressão. Esse protocolo está</p><p>redigido na forma de tópicos e visam orientar o experimentador com o passo a</p><p>passo de cada procedimento.</p><p>Confecção artesanal de cateteres e pinos de oclusão</p><p>A cateterização vascular de artérias e veias em ratos utiliza de cateteres de</p><p>polietileno (PE) que podem ser confeccionados artesanalmente. A escolha pelo</p><p>material polietileno justifica-se pelo fato de se tratar de um tubo plástico flexível e</p><p>não distensível, permitindo assim que seja introduzido no sistema circulatório do</p><p>rato para aquisição de pressão arterial (cateterização arterial) e acesso venoso</p><p>(cateterização de veia).</p><p>Em ratos, normalmente se utiliza de PE de dois calibres diferentes,</p><p>identificados como PE-50 (diâmetro interno de 0,58mm e externo de 0,965 mm) e</p><p>PE-10 (diâmetro interno 0,28mm e externo 0,61mm). O cateter é construído por</p><p>meio da junção destes dois tubos, com auxílio de um ferro de solda e uma haste</p><p>guia metálica. Os tamanhos de polietileno necessários para confecção dos cateteres</p><p>variam de acordo com o vaso a ser cateterizado e com o tamanho do animal</p><p>(Quadro 1). A extremidade PE-10 é de menor tamanho em veias que em artérias.</p><p>Isso é justificado pelo fato do acesso venoso exigir apenas um comprimento</p><p>mínimo para garantir a administração endovenosa sem risco de perfuração do vaso.</p><p>Quadro 1 – Relação de comprimento (cm) de polietileno PE-10 e PE-50 para</p><p>confecção de cateteres para ratos com peso corporal na faixa de 250-350 g</p><p>VASO Comprimento (cm) de PE-10 Comprimento (cm) de PE-50</p><p>Veia femoral 2,0-2,5 16-18</p><p>Artéria femoral 4,0-4,5 16-18</p><p>Artéria carótida 3,0-4,0 5-6</p><p>Fonte: o próprio autor</p><p>23</p><p>A Figura 5 mostra esquematicamente as disposições da haste guia, do PE-50 e</p><p>PE-10 para confecção do cateter. Após cortar os tubos de PE-10 e PE-50 nos</p><p>tamanhos adequados ao tipo de cateterização, a construção do cateter se inicia</p><p>introduzindo uma haste guia de metal com diâmetro suficiente para adentrar o</p><p>lúmen dos dois tubos. A inserção da haste guia é feita de forma que o PE-10 fique</p><p>dentro da PE-50, deixando uma região de intersecção de aproximadamente 0,5 cm</p><p>(Figura 5). Em seguida, a região de intersecção dos tubos é aproximada do ferro de</p><p>solda aquecido, fazendo-se um movimento giratório do tubo sobre seu próprio eixo</p><p>e ao mesmo tempo, aproximando as extremidades de PE-50 e PE-10. Vale ressaltar</p><p>que é preciso manter a haste guia no interior da região de intersecção durante este</p><p>procedimento para evitar a oclusão do lúmen do cateter.</p><p>O resultado é um cateter com duas extremidades (Figura 6A): uma</p><p>extremidade mais delgada, constituída da porção de PE-10, a qual é inserida no</p><p>lúmen vascular e outra extremidade de maior diâmetro a qual é conectada ao</p><p>sistema de aquisição de PA (para cateterização arterial) ou a uma seringa, no</p><p>momento de administração endovenosa (para cateterização venosa).</p><p>Após a confecção do cateter, é fundamental testá-lo contra vazamentos para</p><p>evitar transtornos como perda de sangue no cateter arterial ou falha de acesso</p><p>venoso, no caso de cateter de veia. Para o teste contra vazamento, é necessário</p><p>primeiramente ocluir a ponta PE-10.</p><p>Figura 5 – Esquema ilustrando as disposições da haste guia, PE-50 e PE-10 para</p><p>confecção de cateter vascular de rato</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Isso é facilmente obtido derretendo-se a extremidade da PE-10 no ferro de</p><p>24</p><p>solda e pressionando com os dedos por alguns segundos para que o polietileno</p><p>grude e oclua a extremidade. Em seguida, injeta-se água</p><p>pela porção PE-50, com</p><p>auxílio de seringa (1mL) e agulha sem bisel (0,70 x 25mm; 22G x 1”) (Fig. 6B) e</p><p>então observa se há vazamentos na região de junção entre os tubos PE-10 e PE-50.</p><p>Figura 6 – Cateter de polietileno (PE) para cateterização de carótida confeccionado</p><p>artesanalmente a partir de PE-10 e PE-50</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Caso exista vazamentos, é necessário iniciar o procedimento de confecção da</p><p>cânula desde o primeiro passo, podendo aproveitar os fragmentos de PE-10 e PE-</p><p>50, se estes ainda tiverem tamanho suficiente, conforme especificado no Quadro 1.</p><p>Uma vez que os cateteres sejam testados, a ponta ocluída deve ser removida</p><p>cortando-se com tesoura, bisturi ou lâmina de barbear. Importante que esse corte</p><p>seja perpendicular ao eixo do cateter, sem fazer bisel, para evitar perfuração</p><p>acidental do vaso.</p><p>Veremos que utilizando de uma boa técnica, não é necessário bisel para</p><p>introduzir o cateter no vaso. Após cortar a extremidade ocluída, o experimentador</p><p>pode fazer um último teste do cateter que se refere em observar o nível de</p><p>25</p><p>resistência que a cânula oferece à injeção de água com a seringa de 1 mL. A água</p><p>deve fluir sem grande resistência pelo cateter, do contrário, o lúmen pode ter sido</p><p>parcialmente obstruído em algum ponto e isso irá atenuar o sinal de aquisição de</p><p>PA ou comprometer as administrações endovenosas.</p><p>Uma vez conferidos todos os cateteres, o experimentador pode utilizar de um</p><p>artifício final para retificar os tubos de polietileno, os quais podem apresentar</p><p>curvaturas devido à forma de armazenamento na embalagem de fábrica. Este</p><p>procedimento de retificação consiste em derramar água aquecida pelo lado externo</p><p>do cateter enquanto se segura as extremidades de PE-50. O jato de água aquecida</p><p>ao escorrer pelos cateteres irá retificá-los.</p><p>Imediatamente antes de iniciar a cirurgia, os cateteres devidamente testados</p><p>devem ser preenchidos com solução fisiológica de NaCl 0,9% contendo heparina</p><p>(100 a 500 UI/mL) e por fim, ocluídos na extremidade PE-50 por um pino metálico</p><p>(Fig. 6B). Este pino é também confeccionado artesanalmente a partir de arame com</p><p>calibre suficiente para ocluir totalmente o lúmen da PE-50. Corta-se, por estresse</p><p>metálico (para evitar formação de pontas finas), pedaços de arame de</p><p>aproximadamente 1,5 cm. Em seguida, estes pinos devem ser lixados em suas</p><p>extremidades com auxílio de uma lima para evitar perfuração acidental do cateter.</p><p>Conferência do material cirúrgico</p><p>Certamente, o sucesso da cirurgia está condicionado ao uso de ferramenta</p><p>cirúrgica apropriada. Portanto, é de fundamental importância que o experimentador</p><p>verifique previamente se o material cirúrgico está completo e pronto para uso.</p><p>Certifique-se que as tesouras estejam afiadas e as pinças com as pontas íntegras.</p><p>Todo o material deve estar limpo e, preferencialmente, autoclavado. Caso não</p><p>exista autoclave disponível no laboratório, a fervura por 15 minutos poderá ser</p><p>adotada. A assepsia do material cirúrgico limpo pode ser feita imediatamente antes</p><p>da cirurgia utilizando álcool 70%. Todos esses cuidados com a limpeza do material</p><p>cirúrgico previnem infecções e são ainda mais importantes quando se trata de</p><p>procedimentos em que será feita a aquisição de PA em animais não anestesiados</p><p>após 24 a 48 horas do procedimento cirúrgico.</p><p>As Figuras 7A e 7B ilustram um campo cirúrgico, preparado para a cirurgia</p><p>de cateterização vascular, contendo uma sugestão de material mínimo necessário</p><p>26</p><p>para o procedimento. Além do material cirúrgico, são utilizados materiais</p><p>acessórios tais como luminária, mesa cirúrgica para apoio do rato, linha de costura,</p><p>hastes flexíveis de algodão (cotonetes), gaze, fita crepe e béquer pequeno contendo</p><p>solução de NaCl 0,9%.</p><p>O material cirúrgico mínimo sugerido para a cirurgia de cateterização vascular</p><p>e suas respectivas funções são:</p><p>• Pinça reta com ranhuras: utilizada para segurar a pele do animal</p><p>auxiliando na incisão cirúrgica inicial;</p><p>• Tesoura reta grande: utilizada para cortar a pele do animal na incisão</p><p>cirúrgica inicial;</p><p>• Tesoura curva média: utilizada para divulcionar pele do tecido subcutâneo,</p><p>após a incisão cirúrgica;</p><p>• Pinça Kelly pequena: utilizada como ferramenta hemostática para ocluir</p><p>vasos sanguíneos de tecido adiposo. Quando este tecido está em excesso na</p><p>região inguinal do rato, é possível retirar uma quantidade mínima que</p><p>permita a visualização das artérias e veias femorais que se localizam logo</p><p>abaixo. Esta pinça também é utilizada como acessório para tracionar as</p><p>linhas que estão ao redor dos vasos sanguíneos alvos da cateterização;</p><p>• Pinças curvas com ranhuras: são utilizadas para divulcionar tecido</p><p>conjuntivo adjacente aos vasos alvos de cateterização. Também são de</p><p>fundamental importância durante o procedimento de inserção do cateter,</p><p>pois a ranhura auxilia o experimentador a segurar o vaso e a cânula sem que</p><p>ocorram deslizamentos acidentais;</p><p>• Pinça curva fina: é utilizada para refinar o procedimento de isolamento dos</p><p>vasos de tecidos adjacentes;</p><p>• Tesoura pequena reta: após isolamento do vaso, esta tesoura é utilizada</p><p>para fazer o pique na parede do vaso para que o cateter seja inserido em seu</p><p>interior;</p><p>• Pinça relojoeiro reta: ferramenta de fundamental importância para adentrar</p><p>o interior do pique e facilitar a introdução do cateter no vaso;</p><p>• Protetores de pinça Kelly: utilizados nas extremidades da pinça Kelly com</p><p>o objetivo de atenuar a pressão das ranhuras sobre as superfícies alvo. Pode</p><p>ser utilizado quando se deseja ocluir a extremidade de um cateter, por</p><p>exemplo, já inserido no animal ou mesmo no momento em que as pinças</p><p>Kelly, presas as linhas, auxiliam na tração do vaso;</p><p>• Linha de costura: utilizada para tracionar e prender o cateter ao vaso após a</p><p>27</p><p>cateterização;</p><p>• Oclusor: utilizado para obstruir o fluxo sanguíneo em artérias, previamente</p><p>à realização do pique;</p><p>• Guia de exteriorização do cateter: haste metálica utilizada para auxiliar na</p><p>exteriorização de cateter de carótida. A presença do sulco em sua estrutura</p><p>serve de corredor para a passagem do cateter. Quando se trata de canulação</p><p>de artéria e veia femorais, onde o trajeto pelo território subcutâneo do</p><p>animal é mais longo, utilizamos um cano metálico improvisado a partir de</p><p>antenas de televisão. Este cano funciona como “túnel” guia que percorre</p><p>posteriormente o subcutâneo do animal, da região inguinal até a porção</p><p>atrás do pescoço, entre as escápulas;</p><p>• Porta agulha: ferramenta auxiliar no momento de sutura da pele do animal.</p><p>Neste caso, uma pinça dente de rato (objeto não mostrado na figura)</p><p>também é utilizada para segurar a pele do animal;</p><p>• Pinças Kelly grande: utilizadas para auxiliar no momento de tração das</p><p>linhas que envolvem os vasos sanguíneos alvos da cateterização.</p><p>Figura 7 – Campo cirúrgico com sugestão de material mínimo necessário para a</p><p>cirurgia de cateterização vascular em ratos. A: ênfase para o material acessório; B:</p><p>ênfase para o material cirúrgico</p><p>28</p><p>29</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Preparação do experimentador</p><p>A cirurgia de cateterização vascular em ratos exige treinamento por parte do</p><p>experimentador. O principal objetivo desta obra é exatamente otimizar esta prática</p><p>para que o experimentador acelere sua aquisição de habilidade utilizando o menor</p><p>número possível de ratos para este fim. Em nosso laboratório, o treinamento inicia-</p><p>se com a observação visual do procedimento realizado por uma pessoa já</p><p>capacitada. Assistir aos vídeos acompanhando um roteiro com o passo a passo da</p><p>cirurgia por várias vezes é uma conduta que certamente irá acelerar o aprendizado</p><p>da técnica. Por isso, esta obra convida você leitor a se preparar para este</p><p>procedimento utilizando da vantagem didática que textos ilustrados e vídeos</p><p>oferecem no sentido de acelerar o aprendizado desta técnica.</p><p>30</p><p>3</p><p>Aspectos gerais da cateterização vascular em ratos</p><p>A presente obra irá apresentar aspectos práticos referentes à cateterização</p><p>vascular de artéria carótida e artéria e veias femorais, visando facilitar o cotidiano</p><p>de pessoas que</p><p>trabalham em área de pesquisa de fisiologia e farmacologia</p><p>cardiovascular. O objetivo deste capítulo é discutir brevemente aspectos gerais</p><p>relacionados à cateterização vascular em ratos, preparando o leitor para a descrição</p><p>detalhada do procedimento cirúrgico abordado nos dois próximos capítulos.</p><p>O termo cateterização vascular se refere à técnica de inserção de um cateter no</p><p>lúmen de artérias e veias para registro de pressão arterial direta e administração</p><p>endovenosa, respectivamente. Em ratos, a aferição de pressão arterial direta é feita</p><p>normalmente por meio da cateterização de artéria carótida ou femoral. O acesso</p><p>venoso, por sua vez, pode ser obtido por cateterização de veia jugular ou femoral.</p><p>A escolha dos vasos alvos depende dos objetivos da pesquisa e do modelo</p><p>experimental utilizado.</p><p>A carótida representa uma via de acesso arterial menos utilizada para ratos</p><p>que a artéria femoral, entretanto, devido ao seu maior calibre, é a via de preferência</p><p>para camundongos. É importante considerar que a cateterização arterial,</p><p>independente da via, impõe a interrupção do fluxo para a região irrigada pelo vaso</p><p>alvo. Neste sentido, a cateterização de artéria carótida comum direita acaba por</p><p>interromper o fluxo por este vaso. Para o rato, esta interrupção de fluxo sanguíneo</p><p>não afeta significantemente a perfusão cerebral, pois a irrigação cerebral se dá</p><p>principalmente pelas artérias vertebrais em murinos. A cateterização de carótida é</p><p>também utilizada preferencialmente em relação à artéria femoral quando se trata de</p><p>modelos experimentais onde o fluxo sanguíneo de patas posteriores é reduzido por</p><p>questão do modelo experimental adotado. Por exemplo, modelos experimentais de</p><p>coartação da aorta e pré-eclampsia em ratos podem dificultar a aferição de pressão</p><p>arterial pela artéria femoral e, portanto, nestes casos, o acesso arterial via carótida é</p><p>31</p><p>preferível. Em nosso laboratório, adotamos a cateterização de carótida como</p><p>procedimento inicial para alunos que estão iniciando o treinamento cirúrgico.</p><p>Ainda que a referência anatômica para isolamento do vaso seja completamente</p><p>diferente, o maior calibre da artéria carótida em relação aos vasos femorais facilita</p><p>a inserção do cateter. Uma vez que o aluno demonstre ter adquirido esta</p><p>habilidade, avançamos para a cateterização de vasos femorais, transferindo o</p><p>aprendizado prévio adquirido com a cateterização de carótida para uma região de</p><p>menor tamanho.</p><p>A cateterização de artéria femoral é a via mais utilizada para mensuração</p><p>direta de pressão arterial em ratos. Este método permite que o cateter avance com</p><p>segurança até a aorta abdominal. Também há interrupção de fluxo sanguíneo que,</p><p>no caso, se restringe à pata posterior do animal. Portanto, é um método utilizado</p><p>para registros pontuais de pressão arterial, não sendo recomendado manter o</p><p>animal cateterizado por período superior a 48 horas. Trata-se de uma via de mais</p><p>fácil acesso, do ponto de vista técnico e cirúrgico, com menor risco de lesão</p><p>acidental de estruturas adjacentes. No caso, da carótida, por exemplo, sua</p><p>localização é mais profunda quando comparada à artéria femoral, fato que pode</p><p>oferecer mais dificuldade para isolamento do vaso. Em relação a estruturas</p><p>adjacentes, o isolamento de artéria carótida exige cuidadoso manuseio das pinças,</p><p>pois ao lado da carótida está o nervo vago, estrutura constituída por porções</p><p>aferentes e eferentes que inervam diferentes regiões do organismo, incluindo o</p><p>coração. Já a artéria femoral, tem o nervo femoral como estrutura adjacente sendo,</p><p>portanto, uma inervação de menor complexidade e com consequências de menor</p><p>magnitude em caso de lesão acidental.</p><p>Um aspecto importante a ser considerado na cateterização vascular se refere à</p><p>diferença funcional e estrutural entre artérias e veias. A Figura 8 destaca a</p><p>diferença histológica entre uma artéria e uma veia. É preciso que o experimentador</p><p>utilize deste conhecimento para a prática de isolamento dos vasos. Do ponto de</p><p>vista estrutural, artérias são vasos que apresentam parede de maior espessura e são</p><p>estruturas elásticas. Veias, por sua vez, apresentam parede vascular mais fina e são</p><p>menos elásticas. Na prática, este conhecimento nos orienta a sermos especialmente</p><p>cuidadosos ao divulcionar veias, evitando excesso de manipulação do vaso e risco</p><p>de colabamento ou perfuração acidental. Artérias permitem manuseio mais</p><p>grosseiro. Movimentos sucessivos de abertura e fechamento da pinça sob a artéria</p><p>femoral, por exemplo, permitem visualizar sua elasticidade e são necessários no</p><p>processo de separação de tecido conjuntivo que mantém artéria e veia femorais</p><p>32</p><p>unidas. A parede mais espessa da artéria também permite uma melhor visualização</p><p>do pique feito para a inserção do cateter.</p><p>No contexto funcional, veias são vasos que partem dos tecidos direcionando o</p><p>sangue para o coração e artérias são vasos que partem do coração e direcionam</p><p>sangue para os tecidos. Artérias, portanto, são vasos que suportam grandes</p><p>pressões e veias são vasos complacentes de baixa pressão. Na prática, isso orienta</p><p>o experimentador a utilizar o oclusor apenas em artérias e a ficar em alerta em</p><p>relação à pressão do sangue contra a introdução do cateter em uma artéria.</p><p>Uma vez finalizada a introdução dos cateteres no lúmen vascular, os</p><p>procedimentos seguintes dependem do protocolo experimental. Em estudos com o</p><p>animal anestesiado, os animais são conectados aos sistemas de aquisição para</p><p>registro de pressão arterial sem a necessidade de exteriorização dos cateteres e</p><p>sutura das incisões cirúrgicas. Finalizado o registro de pressão arterial, o destino do</p><p>animal também depende do protocolo experimental.</p><p>Figura 8 – Corte histológico de um tecido mostrando em corte transversal uma</p><p>artéria e uma veia e a diferença estrutural entre as paredes desses vasos.</p><p>Fonte: modificado de <http://www.siumed.edu/~dking2/crr/CR019b.htm>. Acesso em: 29 mar.</p><p>2017</p><p>Caso esteja previsto o registro também em animal acordado ou algum</p><p>33</p><p>procedimento nas próximas 24 a 48 horas, a exteriorização dos cateteres entre as</p><p>escápulas é adotada para impedir que o rato tenha acesso e danifique o cateter.</p><p>Caso o protocolo experimental se encerre logo após a mensuração de pressão</p><p>arterial, o acesso venoso poderá ser adotado para administração de supradosagem</p><p>de anestésico e morte do animal.</p><p>Enfim, considerando que o experimentador se preparou para o procedimento</p><p>cirúrgico no que se refere à confecção de cateteres e estudo dos aspectos gerais</p><p>relacionados à cateterização vascular, chega o momento de convidar o leitor a</p><p>evoluir para os próximos capítulos que irão abordar aspectos práticos da cirurgia de</p><p>cateterização vascular em ratos.</p><p>34</p><p>4</p><p>Procedimento de cateterização de artéria carótida</p><p>de rato</p><p>Este capítulo, assim como o próximo, representa o cerne desta obra, pois tem</p><p>por objetivo abordar de forma detalhada e ilustrada, por fotos e vídeos1, o</p><p>procedimento de cateterização de artéria carótida de rato. Para tanto, o</p><p>procedimento foi dividido em oito etapas as quais seguem descritas.</p><p>Tricotomia e Posicionamento do animal</p><p>Consideraremos como primeira etapa para iniciar o procedimento de</p><p>cateterização a tricotomia e posicionamento do animal, partindo da premissa que o</p><p>animal esteja devidamente anestesiado. Uma vez que o animal esteja anestesiado e</p><p>sem resposta a estímulos dolorosos, a tricotomia pode ser realizada utilizando-se</p><p>um aparelho de barbear de humanos designado para este fim (Figura 9). As regiões</p><p>anterior e posterior do pescoço (entre as escápulas) devem ser submetidas à</p><p>tricotomia para facilitar a incisão e demais procedimentos cirúrgicos. A tricotomia</p><p>da região anterior do pescoço auxilia a visualização das glândulas salivares sob a</p><p>pele, estruturas que são referência para a correta incisão na região do pescoço de</p><p>forma a permitir o acesso à carótida (Figuras 9A e 9B). A tricotomia da região</p><p>posterior do pescoço (Figuras 9C e 9D), por sua vez, tem por objetivo expor a pele</p><p>desta região para a incisão cirúrgica que irá permitir a passagem da haste guia com</p><p>o cateter</p><p>pelo subcutâneo para exteriorização entre as escápulas.</p><p>Figura 9 – Procedimento de tricotomia em ratos para realização de cateterização de</p><p>artéria carótida</p><p>35</p><p>A e B: Tricotomia da região anterior do pescoço; C e D: Tricotomia da região posterior do pescoço</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Após tricotomia com o aparelho de barbear para retirada de excesso de pelos,</p><p>é possível refinar este procedimento. Para tanto, o animal é posicionado em</p><p>decúbito dorsal sobre a mesa cirúrgica e as patas anteriores e posteriores assim</p><p>como a cauda são fixadas à mesa com auxílio de fita crepe em comprimento</p><p>suficiente para garantir uma boa fixação do animal. Em seguida, utilizando água</p><p>com detergente neutro as regiões são umedecidas e a remoção de pelos</p><p>remanescentes é feita com auxílio de lâmina de barbear.2</p><p>Incisão Cirúrgica</p><p>A incisão cirúrgica visa oferecer acesso para o isolamento da artéria carótida</p><p>direita, a qual apresenta uma localização profunda na região anterior do pescoço,</p><p>ao lado da traqueia. As referências anatômicas neste momento são muito</p><p>importantes para uma incisão adequada. Após realizar a tricotomia da região</p><p>anterior do pescoço e palpando essa região é possível observar, sob a pele, uma</p><p>estrutura globular de dois lóbulos que se movimenta para as laterais mediante</p><p>36</p><p>manipulação. Esta estrutura é uma glândula salivar do rato e não deve ser</p><p>danificada. A incisão cirúrgica para acesso à carótida deve ser feita na região</p><p>anterior do pescoço, deslocada em aproximadamente 0,5 cm da linha média do</p><p>pescoço, conforme ilustrado na Figura 10. Utilizando pinça reta e tesoura, a incisão</p><p>é feita superficialmente, removendo um pequeno pedaço da pele. Após a incisão</p><p>cirúrgica, o experimentador pode utilizar uma tesoura média curva para auxiliar no</p><p>divulcionamento e separação da pele do tecido subcutâneo. O movimento da</p><p>tesoura deve ser de entrada na incisão, com a tesoura fechada, seguida de abertura</p><p>da tesoura. Esse procedimento é repetido por 2 a 3 vezes, sempre com a tesoura</p><p>seguindo o plano paralelo ao corpo do animal (Figura 11).3</p><p>Figura 10 – Incisão cirúrgica na região anterior do pescoço de rato para</p><p>procedimento de cateterização de artéria carótida direita</p><p>A: ilustração da região de incisão, deslocada em aproximadamente 0,5 cm da linha média do</p><p>pescoço. B: Incisão cirúrgica.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 11 – Procedimento demonstrando o divulcionamento da pele do tecido</p><p>subcutâneo com auxílio de tesoura média curva e pinça reta</p><p>37</p><p>A: Entrada da tesoura fechada no local da incisão. B: movimento subsequente de abertura da</p><p>tesoura para divulcionamento da pele, separando-a do tecido subjacente.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>A primeira estrutura a ser visualizada após o divulcionamento é uma glândula</p><p>salivar (Figura 12A). Utilizando de duas pinças curvas, esta estrutura pode ser</p><p>deslocada para a esquerda enquanto o restante de tecido subcutâneo deve ser</p><p>afastado para a direita. O objetivo neste momento é afastar os tecidos mais</p><p>superficiais para a visualização de dois músculos da região anterior do pescoço. Há</p><p>um músculo superficial com orientação longitudinal e paralelo à traqueia, o</p><p>músculo esterno-hioideo, e um segundo músculo de orientação ligeiramente</p><p>oblíqua (da direita para a esquerda), o músculo esternocleidomastoideo, que passa</p><p>por cima do músculo esterno-hioideo. É possível, mesmo antes de divulcionar as</p><p>fáscias, visualizar uma suave linha branca que demarca a separação destes dois</p><p>músculos (Figura 12B). A artéria carótida direita se localiza profundamente abaixo</p><p>destes músculos. É comum experimentadores ainda não experientes na cirurgia</p><p>cometerem o erro de danificar esses músculos com as pinças ao procurar pela</p><p>carótida. A lesão dos músculos do pescoço acaba provocando sangramentos e</p><p>prejuízo da visualização com consequente perda da referência anatômica para</p><p>localização da carótida. Portanto, ao afastar a glândula salivar para a esquerda e</p><p>demais tecidos para a direita, é preciso ter cuidado na manipulação das pinças no</p><p>sentido de conservar essas musculaturas. O ideal é apenas afastar as estruturas</p><p>superficiais para a visualização desses músculos, os quais estarão a priori cobertos</p><p>por fáscia, tecido conjuntivo que conforme é divulcionado, permite uma melhor</p><p>visualização do ventre dos músculos do pescoço.</p><p>A visualização dos músculos anteriores do pescoço demonstra que a incisão</p><p>cirúrgica foi feita no local correto e que, portanto, o passo seguinte de isolamento</p><p>da artéria carótida pode ser realizado facilmente.</p><p>Figura 12 – Incisão cirúrgica para isolamento e cateterização de artéria carótida</p><p>direita de rato</p><p>38</p><p>A: incisão cirúrgica demonstrando a glândula salivar do rato. B: incisão cirúrgica demonstrando os</p><p>músculos da região anterior do pescoço e a orientação relativa destas estruturas. A artéria carótida</p><p>se localiza abaixo destes músculos.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Isolamento da Artéria Carótida</p><p>O isolamento da artéria carótida consiste no procedimento de separá-la dos</p><p>tecidos adjacentes, tornando-a disponível para a inserção do cateter. Inicia-se o</p><p>procedimento com a referencia anatômica dos músculos anteriores do pescoço,</p><p>esternohioideo e esternocleidomastoideo. Com auxilio das pinças curvas com</p><p>ranhura, o experimentador deve separar estes dois músculos do tecido conjuntivo</p><p>adjacente de forma que o ventre destes dois músculos fique evidente (Figura 13A e</p><p>13B). Em seguida, o objetivo é afastar esses dois músculos para a visualização da</p><p>carótida que se encontra abaixo. Para isso, use a pinça da mão direita para afastar o</p><p>músculo esternocleidomastoideo para a direita, mantendo este afastamento, e</p><p>utilize a pinça da mão esquerda para afastar o músculo esternohioideo, mantendo a</p><p>pinça aberta para isso (Figura 13C). Ao abrir o campo cirúrgico, é possível</p><p>visualizar uma região com pulsatilidade na qual se encontra a carótida. Ao lado da</p><p>carótida está o nervo vago, estrutura de aspecto esbranquiçado (Figura 13D).</p><p>Uma vez visualizada a artéria carótida, o próximo passo é remover o tecido</p><p>conjuntivo que se encontra acima dela para enfim obter o isolamento deste vaso</p><p>dos tecidos adjacentes. Para isso, a sugestão (para destros) é manter o campo</p><p>aberto com a pinça da mão esquerda e divulcionar com a pinça da mão direita,</p><p>realizando movimentos de entrada e abertura da pinça, sempre em orientação</p><p>paralela à carótida.4</p><p>39</p><p>Figura 13 – Etapas do procedimento para localização da artéria carótida direita de</p><p>rato</p><p>A: Os músculos esterno-hioideo (1) e esternocleidomastoide (2) são as referências para a</p><p>localização da carótida que se encontra abaixo destas estruturas. Após dissecção da fáscia, é</p><p>possível observar com nitidez a linha de divisão entre o ventre desses dois músculos. B: ilustração</p><p>do procedimento para afastar os músculos 1 e 2 para localização da artéria carótida direita. C:</p><p>visualização da artéria carótida na região anterior do pescoço. D: aumento da região anterior do</p><p>pescoço mostrando a localização relativa de a. carótida e nervo vago</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Este procedimento é feito do lado direito e esquerdo da a. carótida, de forma</p><p>repetitiva, até que seja possível alçar este vaso isoladamente com a pinça. É</p><p>comum o nervo vago permanecer adjacente à carótida. Neste caso, o</p><p>experimentador deverá alçar as duas estruturas juntas (Figura 14A) com a pinça e</p><p>realizar a separação fina entre a. carótida e n. vago utilizando para isso uma pinça</p><p>curva fina sem ranhuras (Figura 14B). Em uma das mãos o experimentador irá</p><p>utilizar uma pinça de sustentação das estruturas a serem separadas. Para isso, as</p><p>estruturas alçadas (n. vago e a. carótida) devem ser trazidas do plano profundo para</p><p>um plano mais superficial, suspendendo cuidadosamente a pinça de apoio. É</p><p>importante que o experimentador seja incisivo nos movimentos de</p><p>divulcionamento da carótida dos tecidos adjacentes e ao mesmo tempo</p><p>40</p><p>extremamente cauteloso para evitar lesões no n. vago e/ou perfurações acidentais</p><p>da a. carótida. Um acidente relativamente comum</p><p>se refere ao fato do</p><p>experimentador erroneamente exagerar na tração das estruturas, trazendo o nervo e</p><p>a artéria para um plano superior muito alto. Portanto, é preciso cuidado no sentido</p><p>de evitar a ruptura dessas estruturas. A suave tração das estruturas, promovida com</p><p>a abertura da pinça de apoio, facilita o divulcionamento feito com a pinça curva</p><p>fina para separação da a. carótida do n. vago e demais tecidos adjacentes. Feito</p><p>isso, o nervo vago e demais estruturas adjacentes são reposicionadas no plano</p><p>anatômico natural. O isolamento da carótida finaliza quando apenas esta artéria se</p><p>encontra alçada pela pinça (Figura 14C).</p><p>Figura 14 – Etapas do procedimento de isolamento da artéria carótida direita de</p><p>rato</p><p>A: Imagem mostrando a artéria carótida e o nervo vago antes do divulcionamento; B: Procedimento</p><p>para separação do nervo vago da artéria carótida por meio do divulcionamento com pinça curva fina</p><p>em movimentos delicados de entrada e abertura da pinça, sempre em orientação paralela ao nervo e</p><p>ao vaso; C: Artéria carótida direita isolada</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Posicionamento das Linhas de Tração</p><p>41</p><p>Uma vez que a artéria carótida esteja isolada, o próximo passo consiste em</p><p>tracionar o vaso com auxílio de linhas para que esse relativo enrijecimento do vaso</p><p>obtido com a tração permita o pique e a inserção do cateter. Sugerimos utilizar</p><p>linha de costura no comprimento aproximado de 60 cm dobrada ao meio (linha</p><p>dupla) de forma que cada ponta tenha 30 centímetros de comprimento (Figura 15).</p><p>O comprimento da linha deve ser longo, permitindo liberdade para o</p><p>posicionamento das pinças Kelly no momento da tração. A linha dobrada ao meio</p><p>deve ser posicionada abaixo da artéria carótida. Para isso, o experimentador deverá</p><p>erguer levemente a artéria carótida com a pinça curva de ranhura da mão esquerda</p><p>enquanto passa a linha dupla puxando pelo ponto de dobra com a pinça da mão</p><p>direita (Figura 16). A passagem da linha sob a artéria carótida determina que fique</p><p>15 cm de linha de cada lado do vaso. É preciso erguer levemente a artéria evitando</p><p>que a linha roce sobre sua parede. Entretanto, este procedimento deve ser feito com</p><p>cautela para evitar ruptura acidental da carótida e morte do animal. A linha dobrada</p><p>ao meio deve ser cortada em seu ponto de dobra para obtenção de duas linhas as</p><p>quais são denominadas: 1) linha cranial (linha direcionada para a cabeça do</p><p>animal) e 2) linha caudal (linha direcionada para as patas posteriores do animal).</p><p>Conforme mencionado anteriormente, a cateterização arterial exige a interrupção</p><p>do fluxo sanguíneo pela artéria de interesse. Por isso, é dado um nó permanente na</p><p>linha cranial, trazendo o nó para uma posição o mais cranial possível de forma a</p><p>garantir comprimento de carótida adiante para canulação. Na linha caudal, o</p><p>experimentador deve preparar apenas o nó deixando visível um arco (loop) obtido</p><p>pela frouxidão do nó (Figura 17A).5</p><p>Uma vez que as linhas de tração estejam posicionadas adequadamente, o</p><p>próximo passo consiste em aplicar tração a essas linhas para permitir a realização</p><p>do pique e inserção do cateter.</p><p>Figura 15 – Linha de costura de 60 cm dobrada ao meio utilizada para tracionar a</p><p>artéria carótida durante o procedimento de cateterização</p><p>42</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 16 – Composição de imagens (A-D) mostrando a passagem das linhas de</p><p>tração sob a artéria carótida de rato durante o procedimento de cateterização</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Inserção do Cateter</p><p>A inserção do cateter visa permitir acesso direto à circulação arterial para</p><p>mensuração da pressão arterial. O procedimento preconiza que seja feita uma</p><p>pequena incisão no vaso (pique) para acesso ao lúmen. Muitos experimentadores</p><p>relatam que está é uma das etapas de maior complexidade. De fato, o pequeno</p><p>calibre do vaso representa um desafio. Entretanto, veremos que seguindo algumas</p><p>orientações cruciais, este procedimento se torna mais fácil. Primeiramente, é</p><p>imprescindível que a artéria carótida esteja tracionada por meio das linhas de</p><p>tração. Essa tensão aplicada à carótida irá limitar o grau de mobilidade do vaso e</p><p>também irá conferir relativa rigidez, aspectos estes que facilitam o pique e a</p><p>inserção do cateter.</p><p>A tração da carótida é obtida utilizando pinças Kelly as quais devem ser</p><p>presas às extremidades das linhas craniais e caudais (Figura 17). A pinça Kelly de</p><p>43</p><p>tamanho grande, presa à linha cranial, repousa sobre a mesa de apoio, ficando</p><p>abaixo do plano da mesa cirúrgica do rato. A pinça Kelly pequena (protegida nas</p><p>extremidades) traciona a linha caudal e pode ser posicionada sobre o corpo do</p><p>animal.</p><p>Ao tracionar as linhas, o experimentador terá condições de avaliar se há</p><p>comprimento suficiente do vaso que permita a inserção do cateter. Neste momento,</p><p>caso o experimentador perceba que o espaço para a canulação esteja pequeno,</p><p>deve-se liberar a tensão sobre as linhas de tração e em seguida alçar a carótida com</p><p>auxílio de pinça curva fazendo em seguida movimentos de fechamento e abertura</p><p>da pinça com o objetivo de melhor separar a carótida de tecidos adjacentes. Pelo</p><p>fato da característica estrutural elástica das artérias, este movimento de abre e fecha</p><p>com a pinça pode ser feito repetidas vezes.</p><p>Uma vez visualizado que há espaço suficiente para o procedimento de</p><p>cateterização, o próximo passo é interromper o fluxo sanguíneo da artéria carótida</p><p>por meio da inserção de um oclusor de vaso. Esta etapa é fundamental quando se</p><p>trata de cateterização de artérias. O oclusor deve ser posicionado atrás da linha, o</p><p>mais “caudalmente” possível, pois dessa forma, o tamanho de vaso disponível para</p><p>a realização do pique se torna maior (Figura 18). O experimentador pode utilizar o</p><p>arco da linha de nó preparado para erguer a carótida e assim posicionar o oclusor</p><p>atrás da linha.</p><p>Após verificação de interrupção do fluxo sanguíneo pelo posicionamento do</p><p>oclusor, o experimentador pode retomar a tração das linhas com o</p><p>reposicionamento das pinças Kelly. O pique pode ser feito utilizando uma tesoura</p><p>pequena reta ou uma tesoura oftálmica. A localização do pique deve ser</p><p>discretamente deslocada do ponto médio em direção ao nó cranial, pois assim resta</p><p>tamanho de vaso adiante para aprisionar o cateter. A tesoura deve estar em um</p><p>ângulo de 45 graus com o eixo do vaso (Figura 19). Utilizar um dedo da mão</p><p>oposta a que segura a tesoura ajuda a dar estabilidade enquanto o pique é feito. A</p><p>visualização do pique é importante e pode ser auxiliada pelo pequeno</p><p>extravasamento de sangue no ponto da incisão. O pique irá ganhar maior calibre</p><p>com a inserção da parte inferior da pinça reta. Muitas vezes, o experimentador, por</p><p>medo de romper a carótida, faz um pique muito superficial de forma que a incisão</p><p>fica apenas sobre a parede do vaso. Portanto, esta etapa de introdução da pinça reta</p><p>é de fundamental importância para confirmar a acessibilidade ao lúmen do vaso e</p><p>facilitar a introdução do cateter.</p><p>44</p><p>Figura 17 – Posicionamento das linhas de tração durante o procedimento de</p><p>cateterização de artéria carótida de rato</p><p>A: ênfase no espaço de vaso disponível para inserção do cateter. B: Visão geral da disposição das</p><p>linhas de tração</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Figura 18 – Composição de imagens (A-C) mostrando o posicionamento do</p><p>oclusor na artéria carótida de rato durante o procedimento de cateterização</p><p>vascular.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>45</p><p>Figura 19 – Procedimento para obtenção do pique e acesso ao lúmen do vaso</p><p>durante a cirurgia de cateterização da artéria carótida de rato</p><p>A e B: Posicionamento da tesoura reta pequena em relação ao eixo longitudinal do vaso para</p><p>obtenção do pique. C: Círculo amarelo destacando a presença do pique na artéria carótida</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>A introdução do cateter é guiada pela pinça reta fina e esta é a crucial</p><p>estratégia para o sucesso da cateterização vascular (Figura 20). Portanto, o</p><p>experimentador deve, em uma das mãos, posicionar o cateter na pinça curva com</p><p>ranhuras enquanto a outra</p><p>mão abre a abertura do pique por meio da introdução da</p><p>pinça reta fina. A quantidade de cateter que fica para fora e adiante da pinça curva</p><p>é de aproximadamente 2mm. Comprimentos muito superiores a isso passa a falsa</p><p>impressão de melhor condição para inserção no pique. Entretanto, é importante</p><p>lembrar que o cateter é flexível e que, portanto, comprimentos excessivos irão</p><p>conferir mobilidade não desejável ao cateter dificultando mirá-lo e introduzi-lo no</p><p>pique. Portanto, sugere-se que apenas 2 mm do cateter fique para frente do ponto</p><p>de preensão da pinça. A habilidade do experimentador deve se concentrar em</p><p>adentrar o pique com a parte inferior da pinça reta (Figura 20A), erguendo-a</p><p>levemente para permitir espaço para a introdução da ponta do cateter que deve vir</p><p>abaixo da ponta da pinça (Figura 20B). Portanto, a pinça funciona como uma guia</p><p>para introdução do cateter. Existe um breve momento onde pinça e cateter estão no</p><p>46</p><p>interior do lúmen do vaso (Figura 20C). Em seguida, o experimentador deve</p><p>cuidadosamente remover a pinça, deixando apenas o cateter no lúmen da carótida</p><p>(Figura 20D).6</p><p>Figura 20 – Introdução do cateter na incisão do vaso durante a cirurgia de</p><p>cateterização da artéria carótida de rato</p><p>A: Inserção da parte inferior da pinça reta fina no lúmen do vaso. B: Pinça reta fina funcionando</p><p>como guia para introdução do cateter que se posiciona abaixo da pinça. C: Imagem do momento no</p><p>qual é possível observar pinça e cateteres no interior do vaso. D: Retirada da pinça e manutenção do</p><p>cateter no lúmen do vaso.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Uma vez que o cateter esteja no lúmen do vaso, é possível avançar o cateter</p><p>até o oclusor (Figura 21A). Em seguida, o experimentador deve liberar a tração da</p><p>linha caudal e trazer o arco da linha com o nó preparado em direção à região do</p><p>pique para que enfim o nó seja dado (Figura 21B). A pressão do nó deve ser</p><p>mediana de forma que permita avançar com o cateter para dentro do vaso, mas</p><p>também suficiente para garantir que a pressão sanguínea do animal não expulse o</p><p>cateter. Feito isso, o experimentador irá utilizar a pinça com ranhura para segurar o</p><p>vaso contendo o cateter, posicionando a pinça no espaço entre o nó e o oclusor, e</p><p>com a outra mão irá cuidadosamente retirar o oclusor (Figura 21C). Após liberação</p><p>47</p><p>do lúmen do vaso e ainda segurando a região do vaso com o cateter em seu</p><p>interior, o experimentador irá utilizar a outra mão para</p><p>Figura 21 – Inserção do cateter, até o ponto de dilatação da cânula, no lúmen do</p><p>vaso durante a cirurgia de cateterização da artéria carótida de rato.</p><p>A: Liberação da tração na linha caudal. B: Nó de pressão mediana na linha caudal. C: Momento de</p><p>retirada do oclusor para liberação do lúmen vascular. D: Cateter vascular inserido no lúmen até o</p><p>ponto de dilatação da cânula.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>introduzir cuidadosamente o restante de comprimento de PE-10 para dentro da</p><p>carótida, até o ponto de dilatação entre os polietilenos (Figura 21D). Na sequência,</p><p>o nó pode ser atado com maior pressão e um segundo nó deve ser feito para</p><p>garantir que o cateter permaneça no vaso.</p><p>Fixação da Cânula</p><p>48</p><p>Após a inserção do cateter, são realizados procedimentos que visam fixá-lo de</p><p>forma segura no vaso, evitando que movimentos do animal provoquem</p><p>deslocamentos da cânula (Figura 22).</p><p>Antes da fixação definitiva, o experimentador poderá certificar se o cateter</p><p>está de fato no interior do lúmen da artéria carótida. Para tanto, utiliza-se uma</p><p>seringa de 1mL com agulha sem bisel (22G x 1”, 0,70x25mm) preenchida com</p><p>solução de NaCl 0,9%. Com auxílio de pinça Kelly protegida, o experimentador</p><p>deve ocluir o cateter, remover o pino e encaixar a seringa. Em seguida, injeta-se</p><p>pequena quantidade de salina (0,1 mL) e faz movimento de sucção com a seringa</p><p>para verificar se o sangue se movimenta na cânula.</p><p>Feita a confirmação do acesso ao lúmen da carótida, o cateter poderá ser</p><p>fixado de forma permanente ao vaso. Este procedimento consiste em dar nós</p><p>cruzando as linhas de fixação. Primeiramente, o experimentador deverá dar dois</p><p>nós prendendo a linha cranial ao cateter localizado acima dela (Figuras 22A e</p><p>22B). Em seguida, é feito um nó entre as linhas direita cranial e esquerda caudal</p><p>(Figuras 22C e 22D), repetindo esse procedimento entre a linha esquerda cranial e</p><p>direita caudal (Figuras 22E e 22F). O cruzamento dessas linhas levará a formação</p><p>visual de um “X”. Este procedimento é por fim repetido, sempre sem exercer força</p><p>sobre os nós, e o excesso de linha é cortado com auxílio de tesoura.7</p><p>Figura 22 – Fixação do cateter no vaso durante o procedimento de cateterização de</p><p>artéria carótida de rato</p><p>49</p><p>A e B: Nó da linha cranial acima do cateter. C e D: Demonstração do 1º nó cruzado por meio da</p><p>amarra entre linha cranial direita e caudal esquerda. E e F: Demonstração do 2º nó cruzado por meio</p><p>da amarra entre linha cranial esquerda e caudal direita</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Exteriorização da Cânula no Dorso</p><p>A exteriorização da cânula no dorso do animal é necessária quando o</p><p>protocolo experimental preconiza registros de pressão arterial direta em animais</p><p>não anestesiados e movendo-se livremente na caixa.</p><p>50</p><p>O objetivo desta etapa é direcionar a ponta PE-50 do cateter de carótida para a</p><p>região dorsal do pescoço, especificamente entre as escápulas (Figura 23). Para isso,</p><p>é necessário fazer uma incisão nesta região de tamanho suficiente apenas para</p><p>passagem dos cateteres. Neste sentido, é feito um corte na pele do dorso, sem</p><p>remoção de tecido (Figura 23A). Feita a incisão, o experimentador deverá passar</p><p>uma linha (aproximadamente 10 a 12 cm) que servirá para amarrar o cateter na</p><p>pele (Figuras 23B e 23C). Para exteriorização do cateter, utiliza-se uma haste</p><p>metálica com um sulco no meio o qual servirá de corredor guia para a passagem da</p><p>cânula (Figura 24). A ponta da haste metálica é introduzida na incisura anterior do</p><p>pescoço ocupando o plano subcutâneo (Figura 24A).</p><p>Figura 23 – Incisão no dorso do animal para exteriorização do cateter entre as</p><p>escápulas durante o procedimento de cateterização de artéria carótida de rato</p><p>A: Incisão sem remoção de pele, de menor tamanho possível. B e C: Passagem de linha através da</p><p>incisão para amarra do cateter.</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>Com aplicação de força leve, o experimentador deve direcionar a haste metálica</p><p>para o dorso do animal de forma que a ponta da haste saia pela incisão posterior</p><p>51</p><p>feita na região entre as escápulas (Figuras 24B e 24C). É preciso assegurar-se que o</p><p>trajeto seja subcutâneo, sem lesão de músculos ou outras estruturas adjacentes</p><p>como a orelha do animal. Uma vez que a haste metálica alcance o</p><p>Figura 24 – Procedimento de introdução da haste guia e exteriorização do cateter</p><p>entre as escápulas durante o procedimento de cateterização de artéria carótida de</p><p>rato</p><p>A, B e C: Demonstração da introdução subcutânea da haste guia a qual é direcionada à incisão no</p><p>dorso do animal. D e E: Introdução do cateter pelo corredor formado entre o tecido subcutâneo e a</p><p>haste guia. F: Finalização do procedimento no qual a haste guia foi removida, permanecendo</p><p>exteriorizado apenas o cateter</p><p>Fonte: elaborada pela própria autora</p><p>52</p><p>destino na região dorsal do pescoço, movimentos de “vai-e-vem” podem ser</p><p>realizados com a haste a fim de garantir que um corredor de passagem para a</p><p>cânula tenha sido formado entre o subcutâneo e a haste metálica. Por fim, o cateter</p><p>é introduzido neste corredor de passagem e exteriorizado no dorso do pescoço do</p><p>animal (Figuras 24D, E e F). A fixação do cateter à pele se dá por meio de uma</p><p>sequência de nós (Figura 25). Primeiro são dados dois nós apenas na pele do</p><p>animal para em seguida dar mais dois nós unindo pele e cateter (Figuras 25A e</p><p>25B). O excesso de linha é cortado e finaliza-se o procedimento de exteriorização</p><p>do cateter (Figuras 25C e 25D).8</p><p>Figura 25 – Fixação do cateter entre as escápulas durante o procedimento de</p><p>cateterização de artéria carótida de rato</p><p>A: Ponto primeiramente dado na</p>