Avaliação de Reposição Volêmica em Equinos

Prévia do material em texto

<p>UNIVERSIDADE FEDERAL DE MINAS GERAIS</p><p>ESCOLA DE VETERINÁRIA</p><p>Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal</p><p>Juliana Haddad Giffoni</p><p>AVALIAÇÃO IN VITRO DE SISTEMAS DE REPOSIÇÃO</p><p>VOLÊMICA INTRAVENOSA RÁPIDA NA ESPÉCIE EQUINA.</p><p>Belo Horizonte</p><p>2019</p><p>Juliana Haddad Giffoni</p><p>AVALIAÇÃO IN VITRO DE SISTEMAS DE REPOSIÇÃO</p><p>VOLÊMICA INTRAVENOSA RÁPIDA NA ESPÉCIE EQUINA.</p><p>Versão Final</p><p>Dissertação apresentada ao Programa de Pós-</p><p>Graduação em Ciência Animal da Escola de</p><p>Veterinária da UFMG como requisito parcial para</p><p>obtenção de título de Mestre na área de</p><p>concentração em Medicina e Cirurgia</p><p>Veterinárias.</p><p>Orientador: Prof.ª Maristela Silveira Palhares</p><p>Coorientador: Prof.ª Raffaella Bertoni C. Teixeira</p><p>Prof.ª Renata de P.A. Maranhão</p><p>Belo Horizonte</p><p>2019</p><p>AGRADECIMENTO</p><p>Quero iniciar agradecendo a Deus, por me capacitar para a realização desta etapa tão</p><p>desejada em minha vida.</p><p>Agradeço a meus pais, Ibsen e Georgete por todo o carinho, apoio e orientações.</p><p>Às minhas lindas filhas Gabriela e Alice, por me entenderem e me apoiarem em tudo.</p><p>Aos meus irmãos Junia, Daniel e Cícero, por todo incentivo e apoio.</p><p>À querida Jaqueline, pelas orientações técnicas e conselhos especiais e à minha amiga</p><p>Marina, por toda ajuda, sem poupar esforços, durante toda essa trajetória.</p><p>À profª Maristela Palhares, orientadora querida, por toda a motivação,</p><p>acompanhamento, ensinamento, suporte e exemplo de vida, durante o tempo em que</p><p>esteve responsável por minha orientação.</p><p>À profª. Orientadora Raffaella Teixeira pela gentileza no acolhimento, orientações</p><p>sábias, sinceridade e carinho em todo este período.</p><p>À profª Renata Maranhão, sempre querida e disposta em ensinar; e ao prof. Raphael</p><p>Wenceslau pela atenção e orientação na análise estatística.</p><p>Aos professores Valentim Gheller e Geraldo Eleno Alves, pelos ensinamentos e</p><p>motivação que me acompanham desde a minha graduação.</p><p>Aos meus colegas de mestrado, em especial Jorge e aos residentes, especialmente à</p><p>Jéssica pela parceria e por contribuírem sempre positivamente para a realização desta</p><p>etapa.</p><p>Aos estagiários, Beatriz, Camilo Osório, Felipe, Luis Ernesto, e à querida Melina, aluna</p><p>de graduação, por disponibilizarem tempo e ajudas preciosas, me dando suporte durante</p><p>todo o experimento.</p><p>Aos funcionários, em especial ao Tião pela disposição, instruções, paciência e</p><p>companheirismo.</p><p>Aos meus amigos que muito contribuíram, cada um a sua maneira, obrigada de coração!</p><p>A toda a equipe da Escola de Veterinária da UFMG.</p><p>Toda minha gratidão e respeito!</p><p>Ao Grupo Medika pelo suporte técnico e fornecimento dos cateteres para o estudo;</p><p>À Vitrocell, em especial ao Acácio, por todo material enviado, apoio e prestatividade;</p><p>A toda equipe do LEC (Laboratório de Ensaio de Combustão da UFMG), coordenada</p><p>pela prof.Vânia, por todo suporte e orientações;</p><p>E à Vet Medical, especialmente à Elizete Fernandes, pelo acompanhamento e cuidados</p><p>constantes;</p><p>Meus agradecimentos especiais.</p><p>Mesmo quando tudo parece desabar, cabe</p><p>a mim decidir entre rir ou chorar,</p><p>ir ou ficar, desistir ou lutar; porque</p><p>descobri, no caminho incerto da vida,</p><p>que o mais importante é o decidir.</p><p>Cora Coralina</p><p>RESUMO</p><p>Na clínica de equinos, a capacidade de reposição volêmica intravenosa rápida de</p><p>grandes volumes é limitada. Como os sistemas comumente usados não oferecem fluxo</p><p>ideal, o veterinário se vê, muitas vezes, obrigado a acessar mais de um vaso para seguir</p><p>o plano fluidoterapêutico adequado. Neste estudo foram avaliados seis tipos de cateteres</p><p>intravenosos centrais duplo lúmen em poliuretano, de um mesmo fabricante, dois tipos</p><p>de soluções com diferentes viscosidades (solução salina NaCl 0,9% e solução colóide</p><p>Voluven® 6,0%) e dois tipos de infusão (com e sem a utilização de bolsas pressóricas),</p><p>em um esquema fatorial 6 x 2 x 2, em triplicata. Os testes foram realizados in vitro, com</p><p>a mensuração da taxa de fluxo. Os fluxos máximos através dos cateteres venosos</p><p>centrais de duas vias foram influenciados pelo diâmetro, comprimento e tipo de ponta</p><p>do cateter, pela viscosidade das soluções utilizadas e da presença ou ausência da bolsa</p><p>pressórica e variaram entre 395 ml/ minuto (mínimo) a 1580 ml/ minuto (máximo). As</p><p>taxas de fluxos máximas foram alcançadas utilizando-se fluido de menor viscosidade</p><p>(solução salina 0,9%), cateteres de maior diâmetro (13Fr), com ponta elíptica (High</p><p>Flow), menor comprimento (15cm) e utilização de bolsas pressóricas.</p><p>Palavras-chave: Fluidoterapia, cateteres, fluxo, viscosidade, bolsa pressórica, fluido de</p><p>ressuscitação.</p><p>ABSTRACT</p><p>The capacity to administer high volumes of intravenous fluids in horses is limited. Since</p><p>the administration systems commonly used do not provide the high volume that is</p><p>needed, very often veterinarians have to place catheters in more than one vein. This</p><p>study evaluated six types of polyurethane double lumen central catheters (from the same</p><p>manufacturer), two solutions with different viscosity (saline NaCl 0,9% and coloid 6%),</p><p>two types of infusion (with or without pressure infusion bags), on a factorial scheme 6 x</p><p>2 x 2, in triplicate. Tests were performed in vitro, by the measurement of flow rates. The</p><p>maximum fluid rates, in a one-minute interval, were influenced by the diameter, length,</p><p>catheter tip, viscosity of the solution and presence or absence of infusion bags. The</p><p>minimum flow obtained was 395 ml/minute and the maximum was 1580 ml/minute.</p><p>The highest flow was obtained when a dual lumen central catheter, with 13 Fr external</p><p>diameter, high flow tip, 15 cm length was used, in association with pressure bags.</p><p>Key-words: fluid therapy, catheters, flow, viscosity, resuscitation volume.</p><p>LISTA DE FIGURAS</p><p>Figura 1 Tipos de Cateteres Vasculares 26</p><p>Figura 2 Cateter Venoso Central 27</p><p>Figura 3 Kit de Cateter Venoso Central embalado em blister 28</p><p>Figura 4 Cateter Central Duplo Lúmen com ponta “high flow” 28</p><p>Figura 5 Cateter Central Duplo Lúmen com ponta convencional 29</p><p>Figura 6</p><p>Comparação do diâmetro interno de silicone versus</p><p>poliuretano</p><p>30</p><p>Figura 7 Exemplos de tipos de pontas de cateteres 33</p><p>Figura 8 Exemplos de tipos de extensões de cateteres 34</p><p>Figura 9 Cateteres utilizados no experimento 36</p><p>Figura 10 Bolsas com as soluções utilizadas no experimento 36</p><p>Figura 11 Bolsas para infusão em PVC conectadas a equipos2 vias 37</p><p>Figura 12 Equipos em Y utilizados no experimento 38</p><p>Figura 13 Bolsa infusora de pressão INFUSE IT® 38</p><p>Figura 14</p><p>Projeto suporte para fluidoterapia conforme proposto por</p><p>Nolen-Walston (2012)</p><p>39</p><p>Figura 15 Estrutura utilizada para a realização do experimento 39</p><p>Figura 16</p><p>Procedimentos de medição do cavalo para projetar a</p><p>estrutura construída para o experimento</p><p>40</p><p>Figura 17 Detalhes da estrutura construída para o experimento 41</p><p>Figura 18 Definição do posicionamento do cateter 41</p><p>Figura 19</p><p>Termômetro de bulbo seco utilizado para medição de</p><p>temperatura, umidade ambiente e hora</p><p>42</p><p>Figura 20 Insuflação das bolsas pressóricas 43</p><p>Figura 21 Detalhes do momento da infusão no experimento 44</p><p>Figura 22</p><p>Figura 22: Provetas utilizadas nas medições do fluxo</p><p>coletado, em cada repetição</p><p>45</p><p>LISTA DE TABELAS</p><p>Tabela 1 Parâmetros utilizados na avaliação do grau de desidratação 22</p><p>Tabela 2</p><p>Características de diferentes tipos de cateteres, de acordo</p><p>com a trombogenicidade, tempo de permanência e presença</p><p>de memória a dobras</p><p>31</p><p>Tabela 3 Tabela de conversão de medidas 32</p><p>Tabela 4</p><p>Tipos de cateteres utilizados, com suas respectivas pontas,</p><p>diâmetro externo e comprimento</p><p>35</p><p>Tabela 5 Combinações de tratamentos realizadas em triplicata 43</p><p>Tabela 6</p><p>Média, desvio</p><p>do que C3 com o</p><p>uso da solução salina e sem a bolsa pressórica, e 5% menor com a utilização da bolsa.</p><p>Com a solução colóide, sem uso da bolsa pressórica, C4 demonstrou fluxo médio 19%</p><p>menor que C3. Com o uso da bolsa essa diferença foi reduzida para 7%. O fluxo de C5</p><p>foi 1% menor do que o fluxo de C6, utilizando-se solução salina, com ou sem pressão.</p><p>Com a solução colóide, C5 demonstrou fluxo médio 3% e 7% menor que C6, sem e</p><p>com o uso da bolsa pressórica, respectivamente. O comprimento do cateter apresentou</p><p>influência negativa no fluxo de infusão, pois os cateteres de 20 cm apresentaram menor</p><p>fluxo do que os de 15 cm. Entre os cateteres C5 e C6 não houve diferença (p > 0,05) no</p><p>fluxo médio.</p><p>A influência do tipo de ponta do cateter sobre a velocidade de fluxo foi avaliada</p><p>comparando-se os cateteres de mesmo comprimento, mesmo diâmetro e tipos de pontas</p><p>diferentes (High Flow e Convencional) (Tabela 6). O cateter C3 (ponta High Flow)</p><p>apresentou fluxo médio, com solução salina, 21% maior sem uso da bolsa pressórica e</p><p>24% maior com bolsa pressórica, quando comparado a C5 (ponta Convencional). Com a</p><p>solução colóide, C3 demonstrou fluxo médio 37% maior (sem uso da bolsa pressórica) e</p><p>17% maior (com pressão) em comparação a C5. Observou-se diferença semelhante</p><p>comparando-se o fluxo de C4 (ponta High Flow) com C6 (ponta Convencional). C4</p><p>apresentou fluxo médio, com solução salina, 16% maior sem a bolsa pressórica e 19%</p><p>maior com bolsa pressórica, quando comparado a C6. Com a solução colóide, C4</p><p>demonstrou fluxo médio 20% e 18% maior que C6, sem e com pressão,</p><p>respectivamente. O tipo de ponta do cateter apresentou grande influência sobre a</p><p>velocidade de fluxo. A ponta High Flow apresentou fluxo maior do que a convencional.</p><p>49</p><p>Esses resultados reforçam a observação de Wachter et al, (2001), de que o cateter com</p><p>ponta cônica (convencional) aumenta a pressão e o turbilhonamento. A ponta elíptica</p><p>(High Flow), sem orifícios laterais, proporciona um fluxo laminar, com taxas reduzidas</p><p>de turbulência, cisalhamento celular e recirculação, garantindo a otimização do fluxo.</p><p>A viscosidade da solução infundida influenciou a taxa de fluxo do cateter. A média do</p><p>fluxo foi maior para a solução salina, em comparação ao coloide, com e sem a bolsa</p><p>pressórica. Observou-se um fluxo 24,95% maior nas infusões de solução salina sem</p><p>bolsas pressóricas, e 9,87% maior durante as infusões com bolsas pressóricas, quando</p><p>comparadas ao colóide (Tabela 7). A viscosidade é definida como a resistência de um</p><p>fluido ao fluxo, portanto líquido menos viscoso pode apresentar menor resistência ao</p><p>escoamento (Vaz et al., 2012), conforme observado nesse estudo onde a viscosidade da</p><p>solução salina foi menor em comparação à solução coloide.</p><p>Tabela 7: Análise de fluxo em função do efeito bolsa-fluido.</p><p>Com Bolsa Pressórica Sem Bolsa Pressórica</p><p>Tipo de Solução Média (ml/min) Ep Média (ml/min) Ep</p><p>Salina 1248,84</p><p>aA</p><p>10,65 731,65</p><p>bA</p><p>10,22</p><p>Coloide 1125,53</p><p>aB</p><p>9,44 549,13</p><p>bB</p><p>10,27</p><p>Ep=erro padrão; Letras minúsculas referem-se às médias distintas nas linhas por meio do teste T (P 0,05) no fluxo médio quando a mesma solução foi utilizada.</p><p>50</p><p>Tabela 8: Análise de fluxo em função do efeito fluido-cateter. Médias marginais do fluxo em</p><p>função do efeito da solução e do cateter.</p><p>Solução Salina Solução Colóide</p><p>Cateter Média (ml/min) Ep. Média (ml/min) Ep.</p><p>C1 1221,17</p><p>aA</p><p>16,64 1061,92</p><p>bA</p><p>16,74</p><p>C2 1145,53</p><p>aB</p><p>16,65 998,39</p><p>bB</p><p>16,81</p><p>C3 1020,61</p><p>aC</p><p>16,64 848,41</p><p>bC</p><p>16,69</p><p>C4 969,15</p><p>aD</p><p>16,75 794,79</p><p>bD</p><p>16,66</p><p>C5 788,00</p><p>aE</p><p>16,64 671,82</p><p>bE</p><p>16,71</p><p>C6 797,02</p><p>aE</p><p>16,67 648,65</p><p>bE</p><p>16,76</p><p>C1 = cateter venoso central (CVC) 13 Fr x 15 cm, com ponta High Flow; C2 =CVC 13 Fr x 20 cm, com</p><p>ponta High Flow; C3 = CVC 11 Fr x 15 cm, com ponta High Flow; C4 = CVC 11 Fr x 20 cm, com ponta</p><p>High Flow; C5 = CVC 11 Fr x 15 cm, com ponta convencional; C6 = CVC 11 Fr x 20 cm, com ponta</p><p>convencional; Ep=erro padrão. Médias seguidas por letras diferentes, minúsculas na linha e maiúsculas na</p><p>coluna, diferem (P</p><p>C1 apresentou maior taxa de fluxo, independentemente do tipo de fluido e</p><p>presença ou ausência de bolsa pressórica, seguido do cateter C2. Os cateteres C3 e C4</p><p>tiveram a terceira maior velocidade de infusão. O fluxo do cateter C3 foi superior a C4</p><p>52</p><p>apenas com o uso da bolsa pressórica. Os cateteres C3 e C4 possuem mesmo tipo de</p><p>ponta (high flow), mesmo diâmetro (11 Fr) e comprimentos diferentes. O cateter C3 é</p><p>mais curto, o que possivelmente explica a diferença de fluxo observada apenas na</p><p>presença de pressão. Estes achados não se repetiram com C5 e C6, que são os cateteres</p><p>com menores volumes de evasão. Ambos cateteres apresentaram mesma taxa de fluxo,</p><p>com e sem a bolsa pressórica, apesar de C5 ter menor comprimento. Os cateteres C5 e</p><p>C6 apresentam ponta convencional e o mesmo diâmetro dos cateteres C3 e C4 (11 Fr).</p><p>Acredita-se, portanto, que a ponta convencional seja um fator limitante para um maior</p><p>fluxo, mesmo na presença da bolsa pressórica.</p><p>Os achados do presente estudo são consistentes com as relações na equação de Hagen-</p><p>Poiseuille. Gotthif Hagen (fisiologista alemão) e Jean Louis Marie Poiseuille (médico</p><p>francês), na metade do século XIX, que trabalhando separadamente, observaram as</p><p>propriedades do fluxo através de tubos rígidos. Ambos constataram que o fluxo (Q)</p><p>através de um tubo rígido é uma função do raio interno do tubo (r), o comprimento do</p><p>tubo (L), a viscosidade do fluido (µ) e a pressão (P). Suas observações são expressas na</p><p>equação conhecida como a equação de Hagen-Poiseuille Q = ∆P × (πr4 /8 µL) (Marino,</p><p>2005). Essa equação afirma que a velocidade de fluxo estável (Q) em um tubo rígido</p><p>está diretamente relacionada com a quarta potência do raio interno do tubo (r4) e é</p><p>inversamente relacionada com o comprimento do tubo (L) e com a viscosidade do tubo</p><p>(µ). O termo entre parênteses (πr4 /8 µL) é equivalente a recíproca da resistência (1/R)</p><p>de modo que a resistência ao fluxo pode ser expressa como R = 8 µL/πr4. A velocidade</p><p>de fluxo é diretamente proporcional ao diâmetro de um cateter e inversamente</p><p>proporcional ao comprimento do cateter, sendo que o raio interno de um cateter tem</p><p>uma influência muito maior na velocidade de fluxo do que o comprimento do cateter.</p><p>Sendo assim, pequenas mudanças no diâmetro do cateter ou no equipo tem efeito</p><p>profundo no fluxo.</p><p>53</p><p>6. CONCLUSÕES</p><p>Para uma reposição volêmica rápida em animais de grande porte, o cateter mais</p><p>indicado é o de maior diâmetro (13Fr), com ponta elíptica (High Flow), menor</p><p>comprimento (15cm), associado à bolsa pressórica.</p><p>Levando-se em consideração que a escolha do tamanho do cateter a ser utilizado</p><p>depende do tamanho do animal, deve-se ressaltar a importância de selecionar o cateter</p><p>não somente pela compatibilidade com o vaso, mas também pela taxa de vazão do</p><p>dispositivo para atender o volume desejado.</p><p>54</p><p>8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS</p><p>ALVES, G.E.S.; BOTTEON, P.T.L.; FILHO, J.D.R.; OLIVEIRA, H.P. Fluidoterapia</p><p>em equinos. Revista Brasileira de Medicina Equina, v. 3, p.14-24, 2013.</p><p>ARAUJO, S. Acessos venosos centrais a arteriais periféricos – aspectos técnicos e</p><p>práticos. RTBI. Revista Brasileira de Terapia Intensiva, v. 15, n. 2, p.70-82, 2003.</p><p>BARBOSA, R.G.; BORGHESAN, A.C.; CERQUEIRA, N.F. et al. Fisiopatologia da</p><p>trombose da veia jugular em equinos: revisão. Veterinária e Zootecnia, v. 16, n. 1, p.26-</p><p>37, 2009.</p><p>BEAL, M.W.; HUGHES, D. Vascular access: theory and techniques in the small animal</p><p>emergency patient. Clinical Techmques in Small Animal Practice, v. 15, n. 2, p.101-</p><p>109, 2000.</p><p>CARLOTTI, A.P.C.P. Acesso vascular. Medicina, v. 45, n. 2, p.208-14, 2012.</p><p>CHALHOUB, S.; LANGSTON, C.E.; POEPPEL, K. Vascular access for extracorporeal</p><p>renal replacement therapy in veterinary patients. Veterinary Clinics: Small Animal, v.</p><p>41, n. 1, p.147-161, 2011.</p><p>CONTE, T. C.; SOVINSKI, A.; SNAK, A. et al. Indicações, complicações e cuidados</p><p>no uso de cateteres periféricos em pequenos animais. Veterinária em Foco, v. 15, n. 1,</p><p>2017.</p><p>DEARO, A.C.O.; REICHMANN, P. Fluidoterapia em grandes animais - Parte 11:</p><p>quantidade e vias de administração. Revista de Educação Continuada CRMV-SP, v. 4,</p><p>n. 3, p.3-11, 2001.</p><p>DIBARTOLA, S.P.; BATEMANN, S. Introduction to fluid therapy. In DIBARTOLA,</p><p>S.P. Fluid, eletrolyte and acid - base disorders in small practice. Sounders: Elsevier,</p><p>2011. Cap. 14, p.331-350, 2011.</p><p>DOBBINS, B. M.; CATTON, J. A.; KITE, P. et al. Each lumen is a potential source of</p><p>central venous catheter - related bloodstream infection: Critical Care Medicine, v. 31, n.</p><p>6, p.1688 - 1690, 2003.</p><p>DOMBUSCH, P.T.; HUSSNI, C. A.; ALVES, A. G. et al. Tromboflebite jugular nos</p><p>equinos. Revista de Educação Continuada CRMV-SP, v. 3, n. 2, p.47-53, 2000.</p><p>FERREIRA, V.; COSTA, J. A.; CYRILLO, R. et al. Infecção de cateter temporário</p><p>duplo em pacientes com lesão renal aguda submetidos à hemodiálise. Centro de Terapia</p><p>Intensiva da Unidade de Emergência do HCFMRP-USP, Revista Qualidade HC, n. 2,</p><p>p.93-98, 2011.</p><p>FERREIRA, F.M.; PACHALY, J.R. Manual de fluidoterapia em pequenos animais.</p><p>São Paulo: Guará, 2000.</p><p>FIELDING, C. L. Fluid overload; In: FIELDING, C. L.; MAGDESIAN, E. G. Equine</p><p>fluid therapy. Davis, CA, USA: John Wiley & Sons, Inc., 2015; Section 2: Chapter 11;</p><p>p.152.</p><p>https://www.vetsmall.theclinics.com/</p><p>55</p><p>FORTUNA, A.O. Técnicas Computacionais para dinâmica dos fluidos. Conceitos</p><p>básicos e aplicações. São Paulo: Editora da Universidade de São Paulo, 2000.</p><p>GIFFONI, J.H. Próteses e acessos invasivos para o equino em terapia intensiva. In:</p><p>CONGRESSO LATINO AMERICANO DE EMERGÊNCIAS E CUIDADOS</p><p>INTENSIVOS VETERINÁRIOS, 8, 2015. Anais ... LAVECCS, São Paulo.</p><p>GOMES, C. Reposição volêmica na terapia intensiva. In: RABELO, R.C.; CROWE Jr.,</p><p>D.T. Fundamentos de terapia intensiva veterinária em pequenos animais: conduta no</p><p>paciente crítico. Rio de Janeiro: LF Livros, 2005, p.631 - 650.</p><p>GRECO, D.S. The distribution of body water and general approach to the patient.</p><p>Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, v. 28, n. 1, p.473-482,</p><p>1998.</p><p>HIGGINS, J. Preparation, supplies, and catheterization; In: FIELDING, C. L.;</p><p>MAGDESIAN, E. G. Equine fluid therapy. Davis, CA, USA: John Wiley & Sons, Inc.,</p><p>2015; Section 2: Chapter 9; p.129.</p><p>HUGHES, D. Transvascular fluid dynamics.Veterinary Anaesthesia and Analgesia,</p><p>v.27, n. 1, p.63-69, 2000.</p><p>ISERSON, J. V.; CRISS, E. Combined effect of catheter and tubing size on fluid flow.</p><p>American Journal of Emergency Medicine, v. 4, n. 3, p.238-240, 1986.</p><p>JESUS, P.O.B.; FREITAS, M.V.; FERREIRA, F.S.; SILVA, J.F.S. Acesso venoso</p><p>central em cães e gatos – uma revisão. Revista Científica de Medicina Veterinária –</p><p>Pequenos Animais de Estimação, v.8, n.27, p.736-741, 2010.</p><p>LOPES, M. A. F., Enteral fluid therapy; In: FIELDING, C. L.; MAGDESIAN, E. G.</p><p>Equine fluid therapy. Davis, CA, USA: John Wiley & Sons, Inc., 2015; Section 2:</p><p>Chapter 21; p.261.</p><p>MAGDESIAN, K.G. Replacement fluids therapy in horses; In: FIELDING, C. L.;</p><p>MAGDESIAN, E. G. Equine fluid therapy. Davis, CA, USA: John Wiley & Sons, Inc.,</p><p>2015; Section 2: Chapter 12; p.161.</p><p>MARINO, P. L. Compêndio de UTI. 4. ed. Porto Alegre: Artmed, 2015.</p><p>McGEE, D.C; GOULD, M.K. Preventing complications of central venous</p><p>catheterization.; The New England Journal of Medicine, v. 348, n. 1, p.1123-1133,</p><p>2003.</p><p>MICKLEY, V. Central venous catheters: many questions, few answer. Nephrology</p><p>Dialysis Transplantation, v. 17, p.1368-1373, 2002.</p><p>NICOLAO, C.; PACZKOSKI, R.F.; ELLENSOHN, L. A história da venopunção: a</p><p>evolução dos cateteres agulhados periféricos ao longo dos tempos. Revista</p><p>Conhecimento On Line, v. 5, n. 1, p.1-11, 2013.</p><p>NOLEN-WALSTON, R.D..Flow rates of large animal fluid delivery systems used for</p><p>high-volume crystalloid resuscitation. Journal of Veterinary Emergency and Critical</p><p>Care, v. 22, n. 6, p.661-665,</p><p>2012.</p><p>https://www.nejm.org/</p><p>https://academic.oup.com/ndt</p><p>https://academic.oup.com/ndt</p><p>56</p><p>OLIVEIRA, J.; PALHARES, M.S., FROSSLER, T.C. et al. Adequação de um sistema</p><p>de hemodiálise em equinos. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.</p><p>60, n. 6, p.1346 - 1357, 2008.</p><p>ORTEGA, R.; SEKHAR, P.; SONG, M. et al. Peripheral intravenous cannulation. The</p><p>New England Journal of Medicine, v. 359, p.26, 2008.</p><p>PALHARES, M.S.; FANTINI, P.Fluidoterapia em equinos. Anais do II Simpósio de</p><p>Equideocultura (SIMEC), v.1, p.50-74, 2009.</p><p>PATEL, N.H.; REVANUR, V.K; KHANNA, A. et al. Vascular access for</p><p>hemodialysis: an indepth review. Journal of Nephrology, v.14, n.3, p.146-156, 2001.</p><p>PHILIP, J.H. Model for the physics and physiology of fluid administration. J Clin</p><p>Monit, v.5, n.2, p.123–134, 1989.</p><p>PHILLIPS, L.D. Manual de terapia intravenosa. 2. ed. Porto Alegre, RS: Artmed, 2001.</p><p>RUDLOFF, E.; KIRBY, R. Fluid therapy. Veterinary Clinics of North America: Small</p><p>Animal Practice, v. 28. n. 2, p.297 – 328, 1998.</p><p>SANTALUCIA, S.; NETO, H.; CRISSIUMA, A. L. et al. Fisiologia dos Líquidos</p><p>Corporais em Cães e Gatos. Physiology of Body Fluids in dogs and cats. Revista da</p><p>FZVA, v. 19, n.1, p.61-78, 2013.</p><p>SAS Institute Inc. 2018. SAS® University Edition Quick Start Guide for Students with</p><p>Visual Impairments. Cary, NC: SAS Institute Inc.</p><p>TENNENT-BROWN, B. Monitoring fluid therapy In: FIELDING, C. L.;</p><p>MAGDESIAN, E. G. Equine fluid therapy. Davis, CA, USA: John Wiley & Sons, Inc.,</p><p>2015; Section 2: Chapter 10; p.142.</p><p>URBANETTO, J.S.; RODRIGUES, A.B.; OLIVEIRA, D.J. et al. Prevalência de</p><p>flebites em pacientes adultos com cateter venoso periférico. Revista de Enfermagem da</p><p>UFSM, v. 1, n. 3, p.440-448, 2011.</p><p>VAZ, E. L. S.; ACCIARI, H. A.; ASSIS, A. et al. In: Química nova na escola: uma</p><p>experiência didática sobre viscosidade e densidade, v. 34, n. 3, p.155-158, 2012.</p><p>VERBALIS, J.G. Disorders of body water homeostasis. Best Practice & Research</p><p>Clinical Endocrinology & Metabolism, v.17, n. 4, p.471-503, 2003.</p><p>WACHTER, D.; DESERRANNO, D.; VERDONCK, P. The role of side holes in dual</p><p>lumen catheters: a computational study, London. Vascular Access Society, 2001.</p><p>WENTLING, A.G. Hemodialysis catheters: materials, design and manufacturing. In C.</p><p>Ronco & N.W.Levin (Eds), Hemodialysis Vascular Access and Peritoneal Dialysis</p><p>Access (1st ed.) (pp.112-127). Switzerland: Karger, 2004</p><p>https://www.nejm.org/</p><p>https://www.nejm.org/</p><p>57</p><p>9. ANEXOS</p><p>ANEXO A – Ficha para coleta de dados</p><p>Tipos de Cateteres Tipos de Solução Tipos de Pressão</p><p>C1- PKHF1315 Ss- solução salina BPc- com bolsa pressórica</p><p>C2- PKHF1320 Sc- solução coloide BPs- sem bolsa pressórica</p><p>C3- PKHF1115</p><p>C4- PKHF1120</p><p>C5- KDL1115</p><p>C6- KDL1120</p><p>Tabela 3. Tipos de cateteres, solução e pressão utilizadas no experimento.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor– autorizado pelos autores.</p><p>Coleta de dados: Data:</p><p>Tratamento</p><p>Solução +</p><p>Bolsa Pressórica +</p><p>Cateter</p><p>Temp Umid Hora</p><p>Volume</p><p>coletado</p><p>Observações</p><p>1 Ss+BPs+C1</p><p>2 Ss+BPs+C2</p><p>3 Ss+BPs+C3</p><p>4 Ss+BPs+C4</p><p>5 Ss+BPs+C5</p><p>6 Ss+BPs+C6</p><p>7 Ss+BPc+C1</p><p>8 Ss+BPc+C2</p><p>9 Ss+BPc+C3</p><p>10 Ss+BPc+C4</p><p>11 Ss+BPc+C5</p><p>12 Ss+BPc+C6</p><p>13 Sc+BPs+C1</p><p>14 Sc+BPs+C2</p><p>15 Sc+BPs+C3</p><p>16 Sc+BPs+C4</p><p>17 Sc+BPs+C5</p><p>18 Sc+BPs+C6</p><p>19 Sc+BPc+C1</p><p>20 Sc+BPc+C2</p><p>21 Sc+BPc+C3</p><p>22 Sc+BPc+C4</p><p>23 Sc+BPc+C5</p><p>24 Sc+BPc+C6</p><p>58</p><p>ANEXO B – TIPOS DE CATETER, SOLUÇÃO E PRESSÃO</p><p>Tipos de Cateter Tipos de Solução Tipos de Pressão</p><p>C1- PKHF1315 Ss- solução salina BPc- com bolsa pressórica</p><p>C2- PKHF1320 Sc- solução coloide BPs- sem bolsa pressórica</p><p>C3- PKHF1115</p><p>C4- PKHF1120</p><p>C5- KDL1115</p><p>C6- KDL1120</p><p>padrão, mínimo e máximo do fluxo (ml/min)</p><p>em função do cateter, solução e presença ou não de bolsa</p><p>pressórica</p><p>47</p><p>Tabela 7 Análise de fluxo em função do efeito fluido-bolsa 49</p><p>Tabela 8</p><p>Análise de fluxo em função do efeito fluido-cateter. Médias</p><p>marginais do fluxo em função do efeito da solução e do</p><p>cateter</p><p>49</p><p>Tabela 9 Análise de fluxo em função do efeito bolsa-cateter 50</p><p>LISTA DE ABREVIATURAS</p><p>cm - Centímetro</p><p>Fr - French</p><p>Ga - Gauge</p><p>Pol - Polegada</p><p>g - Grama</p><p>Kg - Quilograma</p><p>ml - Mililitro</p><p>l - Litro</p><p>h - Horas</p><p>mgHg - Milímetro de mercúrio</p><p>SS - Solução salina</p><p>SC - Solução colóide</p><p>PV - Peso vivo</p><p>IV - Intravenoso</p><p>TRAT - Tratamento</p><p>CVC - Cateter venoso central</p><p>SOL - Solução</p><p>PRESS - Pressórica</p><p>DIÂM - Diâmetro</p><p>COMP - Comprimento</p><p>FEC - Fluido extracelular</p><p>FIC - Fluido intracelular</p><p>C1 -</p><p>PKHF1315 - Cateter Central Duplo Lúmen com ponta high flow, 13Fr</p><p>de diâmetro externo, sendo cada via 10 Ga de diâmetro interno e 15cm</p><p>de comprimento.</p><p>C2 -</p><p>PKHF1320 - Cateter Central Duplo Lúmen com ponta high flow, 13Fr</p><p>de diâmetro externo, sendo cada via 10 Ga de diâmetro interno e 20 cm</p><p>de comprimento.</p><p>C3 -</p><p>PKHF1115 - Cateter Central Duplo Lúmen com ponta high flow, 11Fr</p><p>de diâmetro externo, sendo cada via 12 Ga de diâmetro interno e 15cm</p><p>de comprimento.</p><p>C4 -</p><p>PKHF1120 - Cateter Central Duplo Lúmen com ponta high flow, 11Fr</p><p>de diâmetro externo, sendo cada via 12 Ga de diâmetro interno e 20cm</p><p>de comprimento.</p><p>C5 -</p><p>KDL1115 - Cateter Central Duplo Lúmen com ponta convencional, 11Fr</p><p>de diâmetro externo, sendo cada via 12 Ga de diâmetro interno e 15cm</p><p>de comprimento.</p><p>C6 -</p><p>KDL1120 - Cateter Central Duplo Lúmen com ponta convencional, 11Fr</p><p>de diâmetro externo, sendo cada via 12 Ga de diâmetro interno e 20cm</p><p>de comprimento.</p><p>SUMÁRIO</p><p>1. INTRODUÇÃO................................................................................ 15</p><p>2. OBJETIVOS..................................................................................... 16</p><p>3. REVISÃO DE LITERATURA....................................................... 17</p><p>3.1 DINÂMICA DOS FLUIDOS CORPORAIS..................................... 17</p><p>3.2 FLUIDOTERAPIA............................................................................. 19</p><p>3.2.1 Vias de admistração........................................................................... 19</p><p>3.2.2 Tipos de fluido................................................................................... 20</p><p>3.2.3 Taxas de infusão................................................................................ 21</p><p>3.2.4 Fluido de reposição............................................................................ 21</p><p>3.3 ACESSO VASCULAR...................................................................... 24</p><p>3.3.1 História.............................................................................................. 24</p><p>3.3.2 Vias de acesso vascular...................................................................... 25</p><p>3.3.3 Tipos de cateteres vasculares............................................................. 26</p><p>3.3.4 Material e tamanho dos cateteres....................................................... 29</p><p>3.3.5 Diâmetro............................................................................................ 31</p><p>3.3.6 Tipos de pontas.................................................................................. 33</p><p>3.3.7 Tipos de lúmens................................................................................. 33</p><p>3.3.8 Comprimento..................................................................................... 34</p><p>4. MATERIAL E MÉTODOS........................................................... 35</p><p>5. RESULTADOS E DISCUSSÃO..................................................... 46</p><p>6. CONCLUSÕES................................................................................ 53</p><p>7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................... 54</p><p>8. ANEXOS........................................................................................... 57</p><p>15</p><p>1. INTRODUÇÃO</p><p>A fluidoterapia é uma prática comum no tratamento de suporte na medicina veterinária</p><p>e tem como principais objetivos reestabelecer e manter a volemia, corrigir</p><p>desequilíbrios hídricos e eletrolíticos, além da suplementação calórica e nutricional</p><p>(Dibartola e Batemann, 2011). O tipo de solução e o volume a serem administrados, a</p><p>velocidade de infusão, a via de administração e a presença de distúrbios</p><p>hidroeletrolíticos devem ser levados em consideração para maior eficácia dessa terapia</p><p>(Alves et al., 2013).</p><p>Animais de grande porte necessitam de grandes volumes de infusão em casos de</p><p>reposição volêmica rápida, como no estado de choque hipovolêmico. A capacidade de</p><p>fornecer grandes volumes intravenosos, em um curto período de tempo, é um desafio na</p><p>clínica de equinos. A taxa de reposição nesses casos pode ultrapassar 100 ml/kg/hora</p><p>(Nolen-Walston, 2012).</p><p>Dentre os fatores que afetam a velocidade do fluxo da solução a ser administrada,</p><p>durante a fluidoterapia intravenosa, destacam-se a resistência intrínseca do circuito do</p><p>sistema e a pressão de infusão. Fazem parte da tubulação: o cateter, a extensão e o</p><p>equipo de infusão. O diâmetro e comprimento do cateter tem grande influência na</p><p>velocidade do fluxo. A pressão de infusão pode ser influenciada pela gravidade,</p><p>utilização de bolsas pressóricas e/ou bombas de infusão e resistência da circulação</p><p>venosa (Philip, 1989).</p><p>Cateteres de diversos modelos estão disponíveis no mercado. Dentre eles destacam-se</p><p>os cateteres venosos centrais, que possuem tecnologia avançada, acesso mais seguro</p><p>para infusão de grandes volumes, presença de diversas vias, além de serem</p><p>confeccionados em materiais biocompatíveis. O conhecimento dos tipos de cateteres</p><p>venosos centrais disponíveis e suas respectivas taxas de infusão são de extrema</p><p>importância para melhor adequação dos sistemas de administração volêmica rápida em</p><p>equinos. Os sistemas comumente usados não proporcionam o fluxo necessário para</p><p>administração de grandes volumes de fluido em curtos períodos (Nolen-Walston, 2012).</p><p>Desta forma, o clínico se vê obrigado a utilizar a jugular oposta ou outro acesso venoso</p><p>como auxiliar. Apesar de eficaz para maior taxa de administração de fluido, o acesso</p><p>venoso concomitante das jugulares direita e esquerda pode levar a tromboflebite</p><p>bilateral e suas consequências, como a diminuição do retorno venoso da cabeça e</p><p>progressão para tromboflebite séptica. Assim, torna-se necessário o estudo da taxa de</p><p>16</p><p>fluxo de cateteres venosos centrais disponíveis no mercado, levando-se em consideração</p><p>a capacidade de administração de grandes volumes de fluido em curto período de</p><p>tempo, sem a necessidade de se canular mais de uma veia concomitantemente.</p><p>2. OBJETIVOS</p><p> Determinar o fluxo máximo de cateteres venosos centrais de duas vias, in vitro.</p><p> Determinar a influência do tipo de ponta e comprimento do cateter sobre o fluxo</p><p>da solução infundida, in vitro.</p><p> Determinar o fluxo de infusão de soluções com diferentes viscosidades, in vitro.</p><p> Determinar a influência da utilização da bolsa pressórica, na taxa de infusão de</p><p>soluções com diferentes viscosidades, in vitro.</p><p>17</p><p>3. REVISÃO DE LITERATURA</p><p>3.1. Dinâmica dos fluidos corporais</p><p>O conhecimento da dinâmica dos fluidos corporais, assim como a distribuição dos tipos</p><p>de soluções administradas na fluidoterapia são requisitos básicos para a identificação e</p><p>controle do déficit hídrico-eletrolítico, permitindo ao veterinário maior eficácia na</p><p>elaboração de um plano fluidoterápico (Alves et al., 2013).</p><p>Os equinos apresentam cerca de 60% de água corporal distribuída em dois grandes</p><p>compartimentos principais: fluido intracelular (FIC) e fluido extracelular (FEC), que</p><p>estão separados por membranas celulares semipermeáveis,</p><p>permitindo a passagem de</p><p>água e de alguns solutos entre os compartimentos. Em equinos adultos, cerca de 66% do</p><p>peso corporal estão distribuídos no FIC e a homeostasia é mantida por meio do</p><p>deslocamento da água, solutos e outras substâncias através da membrana celular. O FEC</p><p>constitui-se do espaço intravascular e intersticial separados pelas membranas das células</p><p>endoteliais, representando aproximadamente 32% do peso corpóreo em equinos adultos.</p><p>O Fluido Transcelular ou Terceiro Espaço é um pequeno compartimento de líquido, que</p><p>representa 2% do volume de água corporal. Estão presentes nos espaços cérebro</p><p>espinhal, sinovial, peritoneal, pericárdico, gastrintestinal, geniturinário, intraocular,</p><p>vesícula biliar e secreções respiratórias (Rudloff e Kirby, 1998; Fielding, 2015;</p><p>Magdesian, 2015).</p><p>O balanço hídrico do organismo não tem grandes variações durante o dia e é controlado</p><p>por um sistema integrado que regula a água ingerida e a água excretada (Ferreira et al,</p><p>2011). Esta perda de água é resultante da micção, evacuação, sudorese e respiração.</p><p>Esse sistema é uma complexa interação entre a osmolaridade do plasma, o volume do</p><p>fluido no compartimento vascular, o centro da sede, os rins, a hipófise e o hipotálamo</p><p>(Verbalis, 2003).</p><p>O movimento do fluido por entre esses espaços é definido pelo conjunto das pressões</p><p>hidrostática, osmótica e coloidosmótica, que atuam nos fluidos corporais (Gomes,</p><p>2005). A força mais importante que regula a saída dos líquidos dos vasos é a pressão</p><p>hidrostática, sendo a pressão que o movimento do sangue faz nas paredes dos vasos. A</p><p>pressão hidrostática é regulada pelas vias miogênica, neurogênica e humoral através das</p><p>18</p><p>resistências arteriais e venosas (Hughes, 2000). A pressão osmótica também exerce</p><p>papel relevante no movimento do fluido corporal e é alcançada através dos solutos</p><p>dissolvidos nos fluidos corporais (Gomes, 2005). A osmose, movimento da água através</p><p>de uma membrana celular, associada à capacidade das partículas em atrair água, resulta</p><p>na pressão osmótica. Através da difusão os solutos que são capazes de atravessar a</p><p>membrana celular, normalmente passam de uma solução mais concentrada para outra</p><p>menos concentrada. Quando os solutos não conseguem atravessar a membrana celular,</p><p>eles buscam atrair a água para o compartimento em que estão localizados. Estes</p><p>elementos, como exemplos a glicose e o sódio, são conhecidos como osmoles efetivos.</p><p>A tonicidade é a osmolaridade efetiva de uma solução, sendo hipotônicas as soluções</p><p>em que a tonicidade é menor que a do plasma, isotônicas aquelas cuja tonicidade é</p><p>semelhante e hipertônicas são as que apresentam maior tonicidade (Ferreira e Pachaly,</p><p>2000). Pressão oncótica é a pressão osmótica gerada pelas proteínas no plasma</p><p>sanguíneo, especialmente as albuminas e globulinas, também conhecida como pressão</p><p>coloidosmótica, pois é gerada por colóides. A pressão coloidosmótica é a diferença</p><p>entre a pressão osmótica exercida pelas proteínas plasmáticas (pressão osmótica</p><p>coloidal) no plasma sanguíneo e a pressão exercida pelas proteínas fluidas no tecido. A</p><p>pressão coloidosmótica é essencial para a integridade vascular pois está associada à</p><p>manutenção do volume vascular e na prevenção de formação de edemas (Gomes, 2005).</p><p>Em um animal saudável, as pressões oncótica e hidrostática encontram-se em equilíbrio</p><p>para manutenção do balanço hídrico corporal. Desta forma, fatores que interferem</p><p>nessas pressões desequilibram a distribuição de fluidos entre os compartimentos</p><p>teciduais (Greco, 1998). Os eletrólitos presentes no FEC e no FIC também são</p><p>responsáveis pela manutenção da homeostasia hídrica do organismo, podendo sofrer</p><p>alterações durante os processos patológicos (Rudloff e Kirby, 1998).</p><p>Nos quadros de inflamações, os mediadores inflamatórios podem provocar a contração</p><p>das células endoteliais aumentando seu distanciamento e produzindo grandes espaços,</p><p>podendo ocorrer também a separação das junções endoteliais, com aumento do número</p><p>e tamanho dos poros da membrana capilar durante a fase de reperfusão tissular,</p><p>resultando numa perda de albumina e fluidos pelas paredes dos capilares para espaço</p><p>intersticial (Rudloff e Kirby, 1998).</p><p>A hipovolemia ocorre quando há perda de água do espaço intravascular, resultando no</p><p>aumento da pressão oncótica capilar e diminuição da pressão hidrostática. A</p><p>19</p><p>desidratação reflete a perda de fluido corporal total (intravascular, intersticial ou</p><p>intracelular). Ambas apresentam sinais clínicos perceptíveis ao exame físico do paciente</p><p>de acordo com a sua intensidade (Santalucia et al., 2013).</p><p>A redução do volume intravascular em cavalos está relacionada a diminuição da pressão</p><p>venosa central em 2,2 centímetro (cm) de H2O para cada 1% de desidratação, com</p><p>consequentente aumento do gradiente de pressão entre as bolsas de fluido e o espaço</p><p>intravascular (Nolen-Walston, 2012).</p><p>Portanto, faz-se necessário a compreensão da dinâmica dos fluidos para a escolha do</p><p>sistema de administração mais eficaz para cada situação clínica.</p><p>3.2. Fluidoterapia</p><p>3.2.1. Vias de administração</p><p>As principais vias para admininstração de fluidos em equinos são enteral e intravenosa.</p><p>A fluidoterapia enteral é realizada através da administração de fluidos por sondagem</p><p>naso-esofágica ou nasogástrica (Lopes, 2015), o que faz com que os custos sejam</p><p>menores em comparação a via intravenosa. Apesar das vantagens, é necessário que o</p><p>paciente não apresente alterações gastrointestinais que inviabilizem seu uso, como</p><p>presença de refluxo, atonia e obstruções. Também não é indicada em casos onde a</p><p>reposição volêmica rápida é necessária. A via intravenosa é a mais indicada nestes</p><p>casos, pois a infusão de fluido é realizada diretamente na circulação sistêmica. Outras</p><p>vias, menos utilizadas, são a intraóssea, intraperitoneal e subcutânea (Urbanetto et al.,</p><p>2011). Como o presente trabalho tem por objetivo a avaliação da reposição volêmica</p><p>rápida, como nos casos de choque, o foco da discussão será a via intravenosa (IV).</p><p>Os acessos venosos comumente utilizados no equino, para a administração de fluidos,</p><p>são as veias: Jugular, Safena, Torácica Lateral e Cefálica (Palhares e Fantini, 2009). Em</p><p>virtude da facilidade do acesso e maior calibre a veia jugular é a mais utilizada, e o</p><p>acesso ideal nos casos onde a reposição de grandes volumes de fluido é indicada</p><p>(Barbosa et al., 2009).</p><p>20</p><p>3.2.2. Tipos de fluido</p><p>As soluções disponíveis para fluidoterapia são classificadas em cristalóides e colóides.</p><p>Os cristaloides são utilizados para correção de desequilíbrios hidroeletrolíticos e ácido-</p><p>base. Eles podem se distribuir por todos os compartimentos do corpo e são classificados</p><p>em isotônicos, hipertônicos ou hipotônicos. Os colóides são utilizados para</p><p>reestabelecer a pressão oncótica, principalmente na condição de hipoproteinemia,</p><p>possuem o peso molecular elevado permitindo sua permanência no compartimento</p><p>intravascular. O plasma, o dextrane e o hidroxi-etil-starch são exemplos de colóide</p><p>(Alves et al., 2013).</p><p>Os cristalóides mais utilizados na clínica de equinos, no Brasil, são a solução de Ringer</p><p>com lactato de sódio, NaCl 0,9%, NaCl a 7,5%, solução glicosada a 5% e o bicarbonato</p><p>de sódio a 1,3%. Dentre essas o Ringer com lactato de sódio é o que mais se assemelha</p><p>ao plasma equino, portanto, o mais utilizado para reposição e manutenção volêmica. O</p><p>NaCl 0,9% possui concentrações de sódio e cloro maiores do que o plasma podendo</p><p>levar a quadros de acidose metabólica. A solução hipertônica de NaCl a 7,5% pode ser</p><p>utilizada como expansora plasmática de curta duração, com o objetivo de aumentar o</p><p>volume circulante rapidamente, melhorando a hipotensão em pacientes gravemente</p><p>hipovolêmicos. Sua administração deve ser sempre seguida da administração de grandes</p><p>volumes de solução cristalóide isotônica. A solução glicosada a 5% não é balanceada,</p><p>pois não possue eletrólitos, apenas glicose e água. Pode ser utilizada em casos de</p><p>hipoglicemia, porém não deve ser o fluido de escolha para reposição e manutenção</p><p>volêmica. Quando há perda de bicarbonato, a solução de bicarbonato de sódio tem sua</p><p>principal indicação, porém em casos onde a acidose é resultante de baixa perfusão, esta</p><p>solução é contra-indicada e não deve ser utilizada na forma de bolus (Alves et al.,</p><p>2013).</p><p>O uso de colóides em equinos deve ser considerado em casos onde a pressão oncótica</p><p>encontra-se diminuída, como nas hipoproteinemias. Seu uso, na fluidoterapia de</p><p>reposição, é recomendado em pacientes que apresentam choque e diminuição da pressão</p><p>oncótica concomitantemente (Magdesian, 2015).</p><p>21</p><p>3.2.3. Taxas de infusão</p><p>O plano fluidoterápico deve ser considerado um processo dinâmico, levando-se em</p><p>conta as necessidades hidro-eletrolíticas do paciente devidamente monitorado, para se</p><p>alcançar as metas terapêuticas planejadas, evitando-se despesas desnecessárias ao</p><p>proprietário. A taxa de infusão deve ser guiada pelos parâmetros que definiram o plano</p><p>fluidoterapêutico inicial, após minuciosa avaliação clínica do paciente e de testes</p><p>laboratoriais (Tennent-Brown, 2015). Tanto a sobrecarga de fluidos como a</p><p>hipovolemia persistente são prejudiciais e podem resultar em disfunção orgânica</p><p>(Santalucia et al., 2013).</p><p>Este plano fluidoterápico deve compreender a fluidoterapia de reposição, de</p><p>manutenção e as perdas futuras. O principal objetivo da fluidoterapia de reposição é</p><p>reestabelecer a perfusão tecidual, através da restauração do volume circulante</p><p>(Magdesian, 2015). A fluidoterapia de manutenção é realizada, após o</p><p>reestabelecimento da volemia, para o suprimento de fluidos e eletrólitos necessários</p><p>para manter a homeostase corporal. A velocidade da fluidoterapia de manutenção de 2-3</p><p>ml/kg de peso vivo (PV) /hora (h) (ou 40 a 60 ml/kg de PV/dia) é rotineiramente</p><p>utilizada na clínica médica de equinos, sendo considerada uma taxa de mantença</p><p>adequada para cavalos adultos (Magdesian, 2015). O volume a ser resposto pelas</p><p>“perdas futuras” deve ser calculado levando-se em consideração as perdas de fluido que</p><p>o animal apresenta, como nos casos de diarreia e refluxo gastrointestinal (Magdesian,</p><p>2015).</p><p>3.2.4. Fluido de reposição</p><p>A correção do volume sanguíneo e das deficiências intersticiais é a base da fluidoterapia</p><p>de reposição. Cólica, colite, hemorragia aguda, endotoxemia e sepse, estão entre os</p><p>distúrbios mais frequentes em equinos, que podem levar ao estado de choque,</p><p>necessitando de reposição volêmica rápida (Magdesian, 2015).</p><p>O grau de desidratação é avaliado através de parâmetros tais como as características</p><p>visíveis das membranas mucosas, tempo de preenchimento capilar, posição do globo</p><p>ocular, preenchimento da jugular, elasticidade da pele, característica do pulso,</p><p>temperatura das extremidades e frequência cardíaca. A associação desses dados, apesar</p><p>de subjetiva, fornece uma estimativa da necessidade de fluido e um ponto de partida</p><p>22</p><p>para o plano fluidoterapêutico de resposição (Tennent-Brown, 2015). As correlações</p><p>desses parâmetros com suas respectivas estimativas de graus de desidratação estão</p><p>descritos na Tabela 1. Vale ressaltar que estes parâmetros refletem o estado hídrico do</p><p>compartimento extracelular e que, geralmente, alterações são evidenciadasa partir da</p><p>taxa de 5% de desidratação (Alves et al., 2013). Através desse método pode-se calcular</p><p>o volume de reposição necessário para correção do déficit hídrico, multiplicando-se a %</p><p>de desidratação pelo peso vivo do animal. Como exemplo, um equino de 500 Kg e 10%</p><p>desidratado, deve receber 50 litros de fluido de reposição. Deve-se levar em</p><p>consideração a rapidez e a gravidade das perdas para calcular a velocidade de</p><p>administração dos fluidos, pois quanto mais rápidas e graves forem às perdas, mais</p><p>rapidamente o déficit deverá ser reposto (Rudloff e Kirby, 2008). Nos casos em que há</p><p>choque hipovolêmico, a velocidade de reposição pode ultrapassar 100 ml/kg de PV/h</p><p>(Nolen-Walston, 2012). Um marcador importante utilizado para adequação da taxa de</p><p>fluido é a produção de urina, que demonstra de maneira indireta a perfusão de órgãos</p><p>(Magdesian, 2015).</p><p>Tabela 1: Parâmetros utilizados na avaliação do grau de desidratação.</p><p>Grau</p><p>% de</p><p>desidratação</p><p>Pregas de</p><p>pele</p><p>Membranas/</p><p>Mucosas</p><p>TPC (s) FC (bpm) Outros</p><p>Leve 5% 1 – 3</p><p>Ligeiramente</p><p>aderente</p><p>5 Seca > 4 ≥ 60</p><p>Distensibilidade</p><p>jugular; olhos fundos</p><p>TPC = Tempo de preenchimento capilar; FC = Frequencia cardíaca.</p><p>Adaptado de Tennent-Brown, 2015.</p><p>Dentre os exames laboratoriais mais utilizados como indicadores de desidratação estão</p><p>o hematócrito e a concentração de proteínas plasmáticas totais, densidade urinária,</p><p>uréia, creatinina e L-lactato sérico. Essas variáveis podem ser influenciadas por vários</p><p>fatores além do estado hídrico do animal (Alves et al., 2013). A pressão arterial média,</p><p>que deve se manter em 60 mgHg (milímetro de mercúrio) ou acima, também é um</p><p>marcador potencial de perfusão tecidual. A pressão venosa central é considerada um</p><p>indicador, porém não muito sensível, para o limite da reposição volêmica. Outros</p><p>23</p><p>marcadores, porém, também menos sensíveis, do limite de administração de fluidos tais</p><p>como a diminuição da saturação arterial de oxigênio e o aumento da taxa respiratória,</p><p>podem ser usados para evitar o desenvolvimento de edema pulmonar e sobrecarga de</p><p>fluidos (Magdesian, 2015). O monitoramento da pressão osmótica coloidal deve ser</p><p>considerado em animais hipoproteinêmicos, recebendo colóides naturais ou sintéticos</p><p>(Tennent-Brown, 2015).</p><p>Uma outra opção de cálculo de fluido de reposição, simples e segura para pacientes</p><p>hipovolêmicos, utilizado na medicina humana, é a prova de cargas. Essa prova propõe o</p><p>inicio da fluidoterapia com um desafio usando-se uma solução isotônica cristalóide,</p><p>com um fluxo de 6 – 20 ml/kg (depende do grau de hipovolemia e sinais de choque),</p><p>durante 20 - 30 minutos (min), seguida de reavaliação dos parâmetros clínicos e</p><p>laboratoriais de perfusão. Essas infusões são repetidas com intervalos entre 30 - 60 min,</p><p>até que melhorem os parâmetros de perfusão acompanhados por exame clínico e</p><p>laboratorial (Magdesian, 2015). Este método é também amplamente utilizado em</p><p>equinos, onde de um a quatro bolus de 10 - 20 ml/kg de PV são infundidos durante 20 -</p><p>30 min cada. Ao final de cada bolus reavalia-se a necessidade do próximo, com base na</p><p>melhora das alterações clínicas e achados laboratoriais previamente detectados como</p><p>alterados. Novamente, o aumento da produção de urina é um marcador importante e</p><p>envidencia melhora na perfusão dos tecidos. Grande parte dos animais apresenta</p><p>melhora significativa da perfusão tecidual após a administração do segundo bolus</p><p>(Magdesian, 2015).</p><p>Uma reposição volêmica com fluxo de 80 ml/kg de PV/h é bem tolerada em equinos</p><p>saudáveis, mas vale lembrar que dependendo da enfermidade em questão, os pacientes</p><p>podem não tolerar grandes volumes e a administração excessiva pode causar uma</p><p>sobrecarga de fluido. Como ainda não existem estudos bem documentados com relação</p><p>à administração de altas taxas de cristalóides, a administração prolongada de fluxo</p><p>acima de 20 - 40 ml/kg de PV/h não é recomendada, principalmente em pacientes</p><p>nefropatas, cardiopatas e com alterações consideráveis na concentração de sódio</p><p>(Fielding, 2015).</p><p>Se os colóides forem selecionados como parte do plano fluidoterápico de reposição,</p><p>estes devem ser administrados juntamente ou logo após a administração de fluidos</p><p>isotônicos (Tennent-Brown, 2015). Doses de 3-10 ml / kg de PV em bolus de 2 horas</p><p>podem ser usadas para hetastarch, embora uma dose diária total de 10 ml/ kg de PV não</p><p>24</p><p>pode ser excedida</p><p>devido ao risco de coagulopatias (Magdesian, 2015). O volume de</p><p>colóide administrado deve substituir três a quatro vezes o volume de cristaloides</p><p>isotônicos, pois apenas aproximadamente um quarto do cristalóide isotônico</p><p>permaneceria dentro do espaço vascular. Por exemplo, no plano inicial de fluidoterapia,</p><p>um litro de hetastarch deve substituir aproximadamente três litros de Ringer lactato</p><p>(Magdesian, 2015).</p><p>3.3. Acesso vascular</p><p>3.3.1. História</p><p>A venopunção teve seu início no período do Renascimento (1438-1660) com a</p><p>descoberta da circulação sanguínea (Phillips, 2001). O primeiro momento documentado</p><p>do uso de um cateter venoso central (CVC) foi em um pequeno hospital alemão em</p><p>1929, onde um estudante de residência de cirurgia médica inseriu um cateter uretral</p><p>plástico na veia basílica do seu braço direito e avançou o cateter até seu átrio direito.</p><p>Esse evento dramático foi o ponto de partida para o uso padronizado de agulhas e</p><p>cânulas de metal rígido para acesso vascular, dando inicio a uma nova era moderna de</p><p>canulação vascular com a utilização de cateteres plásticos flexíveis (Marino, 2015). Em</p><p>1945 foi implantado pela primeira vez um cateter sob agulha para a terapia intravenosa</p><p>de longa duração, trazendo como benefícios a diminuição dos riscos das infiltrações,</p><p>mais facilidade na fixação do cateter e principalmente maior mobilidade e conforto ao</p><p>paciente (Phillips, 2001). Com sua utilização em grande escala aumentaram as</p><p>intercorrências como infiltração e repunção com agulha contaminada. Com isso,</p><p>profissionais da área de enfermagem influenciaram na formação e na implantação de</p><p>cateteres com novas tecnologias que melhor se adaptaram ao manuseio, à administração</p><p>e ao cuidado com a terapia intensiva (Nicolao, et al., 2013). O uso de cateteres de</p><p>acesso vascular para retirada e retorno do sangue em procedimentos de diálise aumentou</p><p>nos meados de 1970 e as indústrias de equipamentos para acesso vascular vêm</p><p>acompanhando esse crescimento tentando aprimorar cada vez mais a qualidade e</p><p>segurança dos dispositivos (Wentling, 2004).</p><p>3.3.2. Vias de acesso vascular</p><p>O acesso vascular é a chave do sucesso para a recuperação de pacientes na emergência</p><p>veterinária, portanto, a escolha da via de acesso, da técnica, do cateter, sua mantença e</p><p>25</p><p>uso, devem ser assertivas. As diferenças entre os acessos incluem o local de</p><p>implantação, o tipo do cateter, o objetivo do acesso, o volume e o tempo de infusão</p><p>(Jesus et al., 2010).</p><p>O acesso vascular apresenta duas formas distintas: o acesso periférico e o acesso central</p><p>e a cateterismo intravascular pode ser venoso ou arterial (Araujo, 2003). Em casos de</p><p>fluidoterapia, recomenda-se a cateterismo venoso (Dearo e Reichmann, 2001).</p><p>A cateterização venosa central proporciona acesso mais seguro à circulação sistêmica</p><p>quando comparada a um acesso venoso periférico. Além disso, permite a administração</p><p>de grandes volumes de fluido, medicamentos, vasopressores e soluções hipertônicas de</p><p>bicarbonato de sódio e cálcio, substâncias potencialmente lesivas aos tecidos que podem</p><p>extravasar a partir de uma veia periférica (Ortega et al., 2008).</p><p>O local mais indicado para implantação do cateter no equino é a veia jugular direita, no</p><p>ponto de junção entre terço cranial e dois terços caudais da região cervical. A veia</p><p>jugular está localizada no sulco jugular, dorsalmente aos músculos braquiocefálicos e</p><p>ventralmente ao esterno mandibular. Encontra-se posicionada lateralmente a traqueia,</p><p>arteria carótida e tronco vago simpático. O cateterismo da veia jugular esquerda</p><p>associada com irritação perivascular causada por extravazamento de medicamentos foi</p><p>associada à hemiplegia laríngea esquerda. A veia jugular esquerda também está</p><p>posicionada próxima ao esôfago, não sendo indicada por alguns veterinários para</p><p>punção em animais de alto desempenho. A patência de ambas as veias jugulares deve</p><p>ser verificada antes da colocação de um cateter intravenoso. Se uma delas estiver</p><p>comprometida (inflamação significativa ou trombose completa), a outra veia jugular não</p><p>deve ser usada para cateterismo (Higgins, 2015).</p><p>A veia cefálica proximal e a torácica lateral são vias alternativas para cateterização,</p><p>porém, por possuírem menores calibres não são ideais para administração de grandes</p><p>volumes de fluido (Higgins, 2015).</p><p>26</p><p>3.3.3. Tipos de cateteres vasculares</p><p>A escolha do cateter, normalmente, é baseada no tamanho, na velocidade necessária</p><p>para a administração do fluido, no tempo de permanência, na fragilidade das veias a</p><p>serem usadas e no custo (Dearo e Reichmann, 2001; Palhares e Fantini, 2009). Vários</p><p>tipos de cateteres vasculares estão disponíveis no mercado, com diferentes materiais e</p><p>tamanhos, o que facilita a adaptação ao porte do paciente (Patel et al., 2001; Mickley,</p><p>2002).</p><p>A maioria dos médicos veterinários está mais familiarizada com cateteres periféricos,</p><p>mas o desenvolvimento tecnológico trouxe muitas opções para o acesso vascular, como</p><p>os cateteres venosos centrais (CVCs), mono ou multilúmem, cateter venoso central de</p><p>inserção periférica (PICC), cateteres intraósseos, cateteres umbilicais, cateteres de</p><p>artéria pulmonar, entre outros (Figura 1).</p><p>Figura 1: A. cateteres periféricos; B. cateter central de inserção periférica (PICC); C. cateter venoso</p><p>central; D. cateter venoso central para hemodiálise; E.cateter venoso central de longa permanência semi-</p><p>implantável; F. cateter central totalmente implantável.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>27</p><p>O cateter venoso central (CVC), foco do presente estudo, pode ser semi-implantável ou</p><p>totalmente implantável, quando não apresenta parte exposta após a implantação. Os</p><p>CVCs mono ou multilúmen são dispositivos intravenosos de curta permanência (até 4</p><p>semanas) ou de longa permanência (acima de 4 semanas), utilizados comumente em</p><p>casos de infusão intermitente ou contínua de fluidos e nutrição parenteral, terapia renal</p><p>substitutiva, administração de medicamentos e soluções de alta osmolaridade (acima de</p><p>800 a 900mOsm/L) capazes de lesionar a camada interna da veia, coleta de sangue,</p><p>além de monitorização de parâmetros fisiológicos (Oliveira et al., 2008; Marino, 2015).</p><p>Os CVCs são pequenos tubos biocompatíveis feito por materiais termosensíveis que em</p><p>contato com a temperatura vascular tornam-se mais macios e flexíveis, promovendo</p><p>melhor adaptação à rede venosa. Possuem uma, duas ou três vias de infusão (lúmens).</p><p>Os cateteres multilúmen possibilitam a administração de altas taxas de fluido, bem</p><p>como a administração concomitante de medicamentos e coleta de sangue (Wentling,</p><p>2004).</p><p>Os CVCs (Figura 2) são constituídos pela porção endovenosa da cânula (de lúmen</p><p>simples, duplo ou triplo), do eixo hub (componente do cateter venoso, cuja função é</p><p>envolver a transição entre a cânula endovenosa e as extensões do cateter), das extensões</p><p>que são tubos transparentes que fazem a comunicação do cateter venoso com os canais</p><p>de circulação sanguínea, das braçadeiras para controle do fluxo sanguíneo, do mandril</p><p>interno, dos conectores (luers) que se adaptam aos canais de circulação sanguínea por</p><p>um mecanismo de rosca, das abas de sutura utilizadas para estabilizar o cateter à pele,</p><p>um clamp para cada extensão, com identificação informando a quantidade de solução de</p><p>preenchimento e em alguns casos um cuff (não insuflável) (Wentling, 2004).</p><p>Figura 2: Cateter Venoso Central. Em 1, corpo do cateter, em poliuretano. Em 2, Hub. Em 3, extensões do</p><p>cateter. Em 4, conexões luer. Em 5, clamps. Em 6, anel giratório de sutura. Em 7, demarcação da</p><p>profundidade de inserção do cateter. Em 8, ponta do cateter elíptica com mandril interno.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>28</p><p>Estão disponíveis no mercado sob a forma de kits compostos pela agulha de introdução,</p><p>o fio guia com a peça introdutora ou introdutor, o dilatador, o cateter e em alguns kits,</p><p>uma lâmina de bisturi (Wentling, 2004; Chalhoub et al., 2011) (Figura 3).</p><p>Figura 3: Kit de Cateter Venoso Central, embalado em blister.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>Cateter Central Duplo Lúmen possui ponta high flow ou convencional. A ponta high</p><p>flow (Figura 4) possui um novo “design” para otimização do fluxo sanguíneo. A</p><p>extremidade distal em elipse, sem orifícios laterais, reduz a formação de coágulos e a</p><p>aderência à parede do vaso, além de minimizar o trauma na inserção. A ausência de</p><p>orifícios laterais fornece um fluxo laminar com taxas reduzidas de turbulência,</p><p>cisalhamento e recirculação. O mandril pré-inserido no cateter proporciona uma</p><p>inserção fácil e atraumática e o guia metálico em nitinol garante alta flexibilidade e</p><p>resistência a dobras. A superfície mais lisa do cateter impede a aderência e formação de</p><p>trombos.</p><p>O Cateter Central Duplo Lúmen com ponta convencional (Figura 5) possui uma ponta</p><p>em forma cônica para facilitar a sua inserção, e na sua extremidade distal possui</p><p>orifícios laterais com superfície mais lisa que impede a aderência e formação de</p><p>trombos.</p><p>Figura 4: Cateter Central Duplo Lúmen com ponta high flow.</p><p>Em A, cateter. Em B, detalhe da ponta modelo high flow.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor</p><p>B</p><p>A</p><p>B</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>29</p><p>Figura 5: Cateter Central Duplo Lúmen com ponta convencional.</p><p>Em A, cateter. Em B, detalhe da ponta modelo convencional.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>Na medicina veterinária os cateteres vasculares são usados para diversas finalidades,</p><p>sendo os cateteres periféricos os mais utilizados. O cateter venoso central ainda é pouco</p><p>empregado, mesmo sendo uma técnica de acesso vascular relativamente simples.</p><p>Acredita-se que muitas vezes não é empregada pelo clínico veterinário por falta de</p><p>conhecimento e domínio, ficando restrita aos centros de grande estrutura ou instituições</p><p>de ensino (Jesus et al., 2010; Conte et al., 2017).</p><p>3.3.4. Material e tamanho dos cateteres</p><p>A escolha do material é um fator muito importante para a confecção do cateter. O</p><p>material selecionado não deve promover a coagulação e nem causar danos para as</p><p>proteínas, enzimas e células sanguíneas (Wentling, 2004).</p><p>Os cateteres vasculares recentemente desenvolvidos são confeccionados de polímeros</p><p>sintéticos que possuem menor trombogenicidade e que favorecem o fluxo sanguíneo</p><p>(Patel et al., 2001; Mickley, 2002). Os materiais usualmente utilizados, e que possuem</p><p>elevado grau de compatibilidade são, em primeiro lugar o elastômero de silicone,</p><p>seguido pelo poliuretano e hidrogelelastomérico. Esses materiais são quimicamente</p><p>inertes, biocompatíveis e resistentes à degradação química e térmica (Marino, 2015). O</p><p>silicone e o poliuretano são os materiais mais utilizados na confecção dos CVC</p><p>(Wentling, 2004).</p><p>O poliuretano promove força de tensão suficiente para atravessar a pele e tecidos</p><p>subcutâneos sem a ocorrência de dobras, facilitando sua inserção (Marino, 2015). O</p><p>A</p><p>B</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>30</p><p>cateter em poliuretano termossensível torna-se mais flexível e macio quando em contato</p><p>com a temperatura corporal, proporcionando melhor acomodação do cateter no leito do</p><p>vaso sanguíneo, evitando a estenose de vasos e preservando a rede vascular (Chalhoub</p><p>et al., 2011). Outra vantagem é possuir paredes mais finas proporcionando um diâmetro</p><p>interno superior quando comparados aos cateteres de silicone (Figura 6) e</p><p>consequentemente fluxo maior (Wentling, 2004). É isento de látex, visando reduzir a</p><p>hipersensibilidade e oferecer maior conforto ao paciente. Os cateteres venosos centrais</p><p>de poliuretano são conhecidos como cateteres temporários de curta permanência,</p><p>podendo ficar até 4 semanas no paciente (Marino, 2015).</p><p>Figura 6: Comparação do diâmetro interno de silicone “versus” poliuretano.</p><p>Fonte: Adaptado de Wentling, 2004.</p><p>O silicone é um polímero que contém o elemento químico silicone junto com</p><p>hidrogênio, oxigênio e carbono. Os cateteres de silicone são indicados para acesso</p><p>vascular de longa duração (semanas a meses) para administração prolongada de</p><p>quimioterápicos, antibióticos e soluções de nutrição parenteral (Marino, 2015). O</p><p>silicone, além de resistente à maior parte dos químicos, é também o material menos</p><p>trombogênico, mais flexível e menos irritante para o endotélio vascular reduzindo,</p><p>assim, o risco de lesão vascular induzida pelo cateter (Wentling, 2004). Como são</p><p>extremamente macios e flexíveis, necessitam de introdutor do tipo “peel-away” para</p><p>sua inserção (Patel et al., 2001; Wentling, 2004).</p><p>Outros materiais usados na produção de cateteres é o polietileno e o</p><p>politetrafluoroetileno. Esses materiais são menos flexíveis, mais trombogênicos que o</p><p>poliuretano e tem baixa resistência a dobras (Wentling, 2004).</p><p>O teflon também é um material rígido, com baixa resistência a dobras e está mais</p><p>associado ao aumento do risco de infiltração, formação de trombos, casos de flebite e</p><p>insucesso na primeira tentativa de punção (McGee et al., 2003). O teflon não é</p><p>considerado apropriado para tratamentos de longo prazo, apenas utilizações temporárias</p><p>(Chalhoub et al., 2011) (Tabela 2).</p><p>31</p><p>Apesar das desvantagens, os materiais mais utilizados na rotina clínica veterinária são</p><p>os cateteres de teflon, devendo ser substituídos a cada 48 horas, com o período máximo</p><p>de utilização de cinco dias (Palhares e Fantini, 2009). Um dos benefícios deste cateter é</p><p>o baixo custo (Beal e Hughes, 2000).</p><p>Tabela 2: Características de diferentes tipos de catéteres, de acordo com a trombogenicidade,</p><p>tempo de permanência e presença de memória a dobras.</p><p>Material Tamanho Trombogenicidade</p><p>Tempo de</p><p>permanência</p><p>Memória a</p><p>dobras</p><p>Polipropileno - FEP 10 e 12Ga +++++ 30 dias Não</p><p>Silicone - SIC</p><p>14, 16 e 18Ga</p><p>14, 9,6Fr</p><p>+ >30 dias Não</p><p>Fonte: Adaptado de Palhares e Fantini (2009) e Giffoni (2015).</p><p>3.3.5. Diâmetro</p><p>O tamanho do cateter vascular é definido pelo seu diâmetro externo (DE). As unidades</p><p>de medida utilizadas para cateteres são: gauge (Ga), french (Fr), polegada (Pol) e</p><p>milímetro (mm) (Giffoni, 2015). O tamanho gauge varia inversamente com o diâmetro</p><p>externo (DE) do cateter, ou seja, quanto maior o tamanho gauge, menor o DE. São</p><p>usados normalmente para cateteres periféricos e para as vias de infusão de cateteres</p><p>multilúmen (Marino, 2015).</p><p>O sistema french dos cateteres vasculares (nome dado pelo país de origem) é superior ao</p><p>sistema gauge devido a sua simplicidade e uniformidade. A escala french (Fr) inicia em</p><p>zero, e cada aumento de uma unidade Fr representa um aumento de 1/3 (0,33) de</p><p>milímetro no DE, ou seja, a unidade de medida Fr x 0,33 = DE (mm). Assim, um cateter</p><p>de tamanho 12 Fr possui o DE de 12 x 0,33 = 3,96mm (Marino, 2015).</p><p>32</p><p>O tamanho (Fr) pode aumentar infinitamente, mas a maioria dos cateteres vasculares</p><p>possui um diâmetro entre 4 e 15 Fr. Os tamanhos em Fr geralmente são usados para</p><p>cateteres multilúmen (Marino, 2015; Giffoni, 2015).</p><p>Para se efetuar correta conversão das unidades de medidas, é necessária uma Tabela de</p><p>Conversão (Giffoni, 2015) (Tabela 3).</p><p>Tabela 3: Tabela de conversão de medidas.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>Para definir o diâmetro do cateter, deve-se levar em consideração o calibre da veia, a</p><p>idade e a condição</p><p>clínica do paciente e o tipo de fluido a ser administrado. Recomenda-</p><p>se cateteres com diâmetro de 10 a 14 Ga para equinos adultos e para potros cateteres de</p><p>16 e 18 Ga (Palhares e Fantini, 2009). O diâmetro também influencia a velocidade de</p><p>reposição dos fluidos. Para rápida reposição os cateteres de maior diâmetro, geralmente,</p><p>são mais utilizados (Ortega et al., 2008). Deve-se também considerar a osmolaridade da</p><p>solução a ser infundida. Os cristaloides, soluções com baixo peso molecular, não</p><p>exigem cateteres de diâmetro maior como aquele necessário para os colóides que</p><p>possuem alto peso molecular (Palhares e Fantini, 2009).</p><p>Os cateteres mais finos desenvolvem menos complicações quando comparados aos mais</p><p>calibrosos, pois causam menos trauma ao tecido (Ortega et al., 2008; Palhares e Fantini,</p><p>2009). Os cateteres de maior diâmetro geram maior risco de trombose (Marino, 2015;</p><p>Higgins, 2015). Em pacientes desidratados ou quando a veia é difícil de ser visualizada,</p><p>os cateteres de menor calibre (18 Ga) podem ser utilizados numa situação de</p><p>33</p><p>emergência e quando necessário, um fio guia pode ser passado através desse cateter para</p><p>implantação de um cateter de maior diâmetro (Higgins, 2015).</p><p>3.3.6. Tipos de pontas</p><p>A configuração da ponta do cateter também deve ser considerada. A abertura da porção</p><p>endovenosa da cânula poderá ser única (lateral ou na extremidade distal da cânula) ou</p><p>constituída por múltiplos poros laterais (Wentling, 2004). (Figura 7)</p><p>Wachter et al. (2001) advertem que o cateter com ponta cônica aumenta a pressão e o</p><p>turbilhonamento, já aqueles com a extremidade distal da ponta em elipse, sem orifícios</p><p>laterais, reduzem a formação de coágulos e a aderência à parede do vaso, além de</p><p>minimizar o trauma na inserção. A ausência de orifícios laterais fornece um fluxo</p><p>laminar com taxas reduzidas de turbulência, cisalhamento e recirculação, o que garante</p><p>a otimização do fluxo, além de proporcionar mais conforto ao paciente. Algumas pontas</p><p>de cateteres são feitas de um elastômero de silicone para evitar danos endoteliais.</p><p>Figura 7: Exemplos de tipos de pontas de cateteres.</p><p>Em A, ponta convencional com ponta macia. Em B, ponta convencional com orifícios laterais. Em C,</p><p>ponta high flow.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>3.3.7. Tipos de lúmens</p><p>Os cateteres podem ser do tipo monolúmen ou multilúmen. Os lúmens internos possuem</p><p>uma superfície lisa para evitar aderências e hemólises e estão disponíveis no mercado</p><p>em vários formatos (Wentling, 2004) (Figura 8).</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>34</p><p>Figura 8: Exemplos de tipos de extensões de cateteres.</p><p>Em A, monolumen. Em B, duplo lúmen. Em C, triplo lúmen.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>Os cateteres multilúmen possuem entre duas a quatro vias dentro do corpo do cateter</p><p>que não se comunicam, podendo cada uma delas ser conectada diretamente a uma</p><p>tubulação individual permitindo a administração de medicamentos, coleta de sangue,</p><p>reposição de fluidos e monitoramento do animal simultaneamente (Higgins, 2015).</p><p>Quanto maior o número de vias maior o risco de infecção causada por cateter, sendo</p><p>assim o cateter deve ter o menor número de lumens necessário (Dobbins, 2003; Carlotti,</p><p>2012).</p><p>Porém, de acordo com Marino (2015), o uso de múltiplos canais de infusão não</p><p>aumenta a ocorrência de infecções relacionadas ao cateter, mas os cateteres multilúmen</p><p>de maior diâmetro geram um maior risco de trombose induzida pelo cateter.</p><p>3.3.8. Comprimento</p><p>O comprimento total do cateter é a medida da luz da ponta até o anel de fixação. As</p><p>extensões não são consideradas no comprimento (Wentling, 2004).</p><p>Na definição do comprimento do material deve-se levar em consideração a</p><p>profundidade de inserção em relação aos pontos de referência anatômicos do paciente</p><p>(Carlotti, 2012). Quanto mais longo for o cateter maior o trauma ao endotélio</p><p>(Dombusch et al., 2000). Em contrapartida, os cateteres curtos, podem fornecer fluidos</p><p>mais rapidamente, porém podem se deslocar do vaso, extravasar medicamentos, e seu</p><p>excessivo movimento pode induzir a inflamação da parede do vaso (Higgins, 2015).</p><p>http://www.vetmedical.com.br/</p><p>35</p><p>4. MATERIAL E MÉTODOS</p><p>O experimento foi realizado no galpão de ensino, pesquisa e extensão em equinos de</p><p>tração (LEPET) da Escola de Veterinária da Universidade Federal de Minas Gerais</p><p>(UFMG). A coleta de dados foi realizada nos meses de fevereiro e março de 2019.</p><p>Foram testados seis tipos de cateteres intravenosos centrais duplo lúmen de um mesmo</p><p>fabricante, dois tipos de soluções com diferentes viscosidades (um cristaloide: solução</p><p>salina 0,9% e um colóide:Voluven® 6,0%) e dois tipos de infusão (com e sem a</p><p>utilização de bolsas pressóricas), em um esquema fatorial 6 x 2 x 2, em triplicata. Os</p><p>testes foram realizados in vitro, com a mensuração da taxa de fluxo.</p><p>Cateteres</p><p>Foram utilizados seis tipos de cateteres venosos centrais de duplo lúmen, com diâmetro</p><p>de 11 e 13 Fr, comprimento de 15 e 20 cm e ponta convencional (cônica) e high flow</p><p>(elíptica). A descrição específica de cada cateter encontra-se na Tabela 4. Estes</p><p>cateteres¹ são confeccionados em poliuretano.</p><p>Tabela 4: Tipos de cateteres utilizados, com suas respectivas pontas, diâmetro externo e</p><p>comprimento.</p><p>Cateter Ponta Diâmetro Externo Comprimento</p><p>C1 High Flow 13Fr 15cm</p><p>C2 High Flow 13Fr 20cm</p><p>C3 High Flow 11Fr 15cm</p><p>C4 High Flow 11Fr 20cm</p><p>C5 Convencional 11Fr 15cm</p><p>C6 Convencional 11Fr 20cm</p><p>C1 = Cateter venoso central duplo lúmen (PKHF1315); C2 = Cateter venoso central duplo lúmen</p><p>(PKHF1320); C3 = Cateter venoso central duplo lúmen (PKHF1115); C4 = Cateter venoso central duplo</p><p>lúmen (PKHF1120); C5 = Cateter venoso central duplo lúmen (KDL1115); C6 = Cateter venoso central</p><p>duplo lúmen (KDL1120).</p><p>As duas vias internas (lúmen) dos cateteres são independentes, medindo 10Ga cada nos</p><p>cateteres C1, C2 e 12Ga cada nos cateteres C3, C4, C5 e C6 (Figura 9).</p><p>1</p><p>Joline</p><p>®</p><p>, Alemanha.</p><p>36</p><p>Figura 9: Cateteres utilizados no experimento.</p><p>Em C1, cateter PKHF1315. Em C2, cateter PKHF1320. Em C3, cateter PKHF1115. Em C4, cateter</p><p>PKHF1120. Em C5, cateter KDL1115. Em C6, cateter KDL1120.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Fluido</p><p>Foram utilizados dois tipos de fluido (Figura 10), um cristaloide (solução salina 0,9%) e</p><p>um colóide (6% hydroxyethylstarch; Voluven®). A viscosidade cinemática das soluções</p><p>utilizadas no experimento foi mensurada no Laboratório de Ensaio de Combustão da</p><p>UFMG (LEC), através de um viscosímetro do tipo Cannon Fenoke Rotina (norma</p><p>ASTMD445). O procedimento foi realizado em triplicata e a viscosidade cinemática foi</p><p>calculada através da fórmula: V=KxT, onde V é a viscosidade expressa em (mm²)/s, K é</p><p>a constante (0,004) expressa em (mm²/s²) x (s) e T é o tempo expresso em (s).</p><p>Figura 10: Soluções utilizadas no experimento.</p><p>Em A, frasco contendo solução salina 0,9%; em B, frasco contendo solução colóide Voluven® 6,0%.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>A</p><p>A</p><p>B</p><p>A</p><p>C1</p><p>A</p><p>C2</p><p>A</p><p>C3</p><p>A</p><p>C4</p><p>A</p><p>C5</p><p>A</p><p>C6</p><p>A</p><p>37</p><p>Bolsas de fluido</p><p>A solução salina 0,9% e o colóide foram colocados em bolsas de infusão de soluções</p><p>parenterais de grande volume, fabricadas a base de PVC. Cada bolsa foi preenchida com</p><p>três litros solução. Utilizaram-se quatro bolsas, com mesmo tipo de fluido, para cada</p><p>repetição do procedimento. Estas bolsas possuem um sistema do tipo fechado que evita</p><p>o contato do fluido com o ambiente externo, proporcionando maior segurança aos</p><p>técnicos e pacientes (Figura 11).</p><p>Figura 11: Bolsas para infusão em PVC conectadas a equipos de 2 vias.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Equipos</p><p>As quatro bolsas de</p><p>fluido foram conectadas em dois equipos de duas vias cada,</p><p>empregados para a administração de soluções parenterais de grande volume. Estes são</p><p>tubos em Y confeccionados em PVC cristal possuindo duas vias, com 144 cm de</p><p>comprimento total e 26 Fr de diâmetro externo, ponta perfurante com tampa protetora</p><p>adaptável em bolsas de fluido ou frascos de soluções. Possuem sistema corta-fluxo do</p><p>tipo presilha e são similares ao equipo de artroscopia da linha humana (Figura 12).</p><p>Foram utilizados dois equipos para cada repetição do experimento, cada um conectado a</p><p>um lúmen do cateter duplo lúmen.</p><p>38</p><p>Figura 12: Equipos em Y utilizados no experimento.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>A transparência dos produtos utilizados possibilitou avaliar com precisão o que se</p><p>passava dentro do sistema à base de PVC, facilitando a identificação de bolhas de ar,</p><p>obstruções ou incrustações e permitindo rápidas correções quando necessário.</p><p>Bolsa Pressórica</p><p>Foram ultilizadas quatro bolsas de pressão (INFUSE IT®) fabricadas em tecidos</p><p>especiais compostos por nylon de um lado e poliuretano do outro. As bolsas de infusão</p><p>com três litros de solução cada foram inseridas dentro das bolsas pressóricas, onde cria-</p><p>se pressão controlada para infusão rápida. A pressão pode ser verificada pelo indicador</p><p>de cor da seguinte forma: amarela (pressão de 0 a 175 mmHg), verde (pressão de 175</p><p>mmHg até 300 mmHg) e vermelha (acima de 300 mmHg – indicando pressão</p><p>excessiva). Para insuflação e desinsuflação, a bolsa possui uma torneira de três vias que</p><p>controla a passagem de ar (Figura 13).</p><p>Figura 13: Bolsa infusora de pressão INFUSE IT®.</p><p>Fonte: www.vetmedical.com.br – autorizado pelo autor.</p><p>39</p><p>Suporte para administração do fluido in vitro</p><p>Um suporte de madeira foi projetado e confeccionado com o objetivo de simular a altura</p><p>e ângulo adequados para a infusão de fluidos na veia jugular de equinos adultos, de</p><p>acordo com o proposto por Nolen-Walston (2012) (Figura 14).</p><p>Figura 14: Projeto de suporte para fluidoterapia, conforme proposto por Nolen-Walston (2012).</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Um cavalo de 350 kg de peso vivo foi colocado no tronco lateral ao tronco utilizado</p><p>para o experimento, para orientação dos ângulos e alturas do suporte (Figura 15).</p><p>Figura 15: Estrutura utilizada para a realização do experimento.</p><p>Em A, estrutura em madeira projetada e montada em tronco utilizado para exames clínicos; em B,</p><p>representação do ângulo da estrutura de madeira em comparação com a anatomia de um cavalo modelo.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>A B</p><p>A</p><p>A</p><p>B</p><p>A</p><p>40</p><p>As medidas da altura e ângulo da jugular do animal utilizado como modelo foram</p><p>mensuradas e aferidas utilizando fita métrica e nível (Figura 16).</p><p>Figura 16: Procedimentos de medição do cavalo para projetar a estrutura construída para o experimento.</p><p>Em A, medição da circunferência do tronco do cavalo modelo; em B, medição da altura estipulada com</p><p>régua e plano.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Um suporte de madeira foi projetado no tronco de contenção de equinos (Figura 17)</p><p>para pendurar as quatro bolsas de solução, para que a borda inferior de cada bolsa</p><p>permanecesse a uma altura de 210 cm em relação ao solo. As medidas da altura da bolsa</p><p>foram aferidas utilizando-se uma mangueira de nível d´água. Esse sistema escolhido</p><p>facilita o início da fluidoterapia enquanto o animal está sendo examinado e também</p><p>possibilita a alimentação das bolsas durante o tratamento.</p><p>A</p><p>A</p><p>B</p><p>A</p><p>41</p><p>Figura 17: Detalhes da estrutura construída para o experimento.</p><p>Em A, parte destinada ao apoio das bolsas penduradas; em B, marcação da altura da bolsa de pressão; em</p><p>C, medição de nível com mangueira d’água.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Um tubo transparente foi fixado no “trilho” da armação (região que mimetiza a altura e</p><p>ângulo da jugular), permitindo que o cateter se encaixe a uma altura de 148cm do “hub”</p><p>em relação ao chão, com uma inclinação de 45º, a uma distância final de 63cm entre a</p><p>base das bolsas de fluido e do “hub” (Figura 18).</p><p>Figura 18: Definição do posicionamento do cateter.</p><p>Em A, cateter posicionado dentro do tubo conforme altura projetada; em B, medição do ângulo.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>B</p><p>A</p><p>A</p><p>A</p><p>C</p><p>A</p><p>A</p><p>A</p><p>B</p><p>A</p><p>42</p><p>Ensaio</p><p>A pesquisa foi conduzida no mesmo ambiente, em dias subsequentes, com monitoração</p><p>das variações de temperatura e umidade. A temperatura e a umidade ambiente foram</p><p>mensuradas com termômetro de bulbo seco, durante a realização de cada ensaio</p><p>experimental (Figura 19).</p><p>Figura 19: Termômetro de bulbo seco utilizado para medição de temperatura, umidade ambiente e hora.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Foram realizadas 24 combinações (6 tipos de cateteres, 2 tipos de fluido, com ou sem</p><p>pressão), em triplicata, totalizando 72 tratamentos (Tabela 5). Todos os seis modelos de</p><p>cateter avaliados foram submetidos a infusões de 60 segundos com solução salina e sem</p><p>bolsa pressórica; com solução salina e com bolsa pressórica; com solução colóide e sem</p><p>bolsa pressórica; com solução colóide e com bolsa pressórica. O volume originado em</p><p>cada tempo de 60 segundos foi coletado em proveta graduada.</p><p>A ordem dos tratamentos foi realizada aleatoriamente. Uma ficha para registro da coleta</p><p>de dados foi preenchida pela mesma pessoa registrando a data, o número do tratamento,</p><p>a temperatura, a umidade, a hora, o volume coletado e observações, conforme</p><p>apresentado no Anexo 1.</p><p>43</p><p>Tabela 5: Combinações de tratamentos realizadas em triplicata.</p><p>C1+Ss+BPs C1+Ss+BPc C1+Sc+BPS C1+Sc+BPc</p><p>C2+Ss+BPs C2+Ss+BPc C2+Sc+BPS C2+Sc+BPc</p><p>C3+Ss+ BPs C3+Ss+BPc C3+Sc+BPS C3+Sc+BPc</p><p>C4+Ss+BPs C4+Ss+BPc C4+Sc+BPS C4+Sc+BPc</p><p>C5+Ss+BPs C5+Ss+BPc C5+Sc+BPS C5+Sc+BPc</p><p>C6+Ss+BPs C6+Ss+BPc C6+Sc+BPS C6+Sc+BPc</p><p>C1 = Cateter venoso central duplo lúmen (PKHF1315); C2 = Cateter venoso central duplo lúmen</p><p>(PKHF1320); C3 = Cateter venoso central de duplo lúmen (PKHF1115); C4 = Cateter venoso central de</p><p>duplo lúmen (PKHF1120); C5 = Cateter venoso central de duplo lúmen (KDL1115); C6 = Cateter venoso</p><p>central de duplo lúmen (KDL1120); Ss = Solução salina; Sc = Solução colóide; BPs = Sem bolsa</p><p>pressórica; BPc = Com bolsa pressórica.</p><p>Em cada tratamento, quatro bolsas foram preenchidas com três litros de solução salina</p><p>0,9% ou solução colóide (Voluven® 6%), à temperatura ambiente e o volume foi</p><p>aferido através da pesagem de cada bolsa numa balança digital, marca Filizola</p><p>(verificação inicial INMETRO nº 4.223.331-1).</p><p>Dois equipos de infusão “tipo Y”, de duas vias cada, foram conectados diretamente às</p><p>quatro bolsas de fluido e foram preenchidos (priming) com a solução utilizada no</p><p>tratamento seguido da retirada do ar do sistema (bolsa e equipo). Nos tratamentos com</p><p>utilização de bolsas infusoras de pressão, as quatro bolsas de fluido foram inseridas</p><p>dentro das bolsas pressóricas e estas insufladas manualmente através de uma bomba de</p><p>insuflação até a linha amarela com marcação de 175 mmHg. A insuflação e</p><p>desinsuflação do ar contido na bolsa pressórica foram realizadas através de uma torneira</p><p>de três vias presente na bolsa (Figura 20).</p><p>Figura 20: Insuflação das bolsas pressóricas.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>44</p><p>O conjunto com as quatro bolsas para fluidoterapia intravenosa preenchidas com as</p><p>soluções, conectadas aos dois equipos, com ou sem bolsa pressórica, foram penduradas</p><p>no suporte</p><p>projetado a uma altura de 210 cm em relação ao chão (borda inferior da</p><p>bolsa).</p><p>O terço inferior de cada equipo foi fixado a uma haste a 160 cm do chão para simular a</p><p>fixação do equipo na crina do cavalo. As conexões dos cateteres foram acopladas</p><p>diretamente aos equipos tipo Y para diminuir a resistência gerada pelos conectores “luer</p><p>lock”, proporcionando menor turbulência e um fluxo laminar através do sistema. O</p><p>cateter testado foi posicionado no tubo transparente e seu hub fixado ao “trilho” com a</p><p>inclinação de 45 graus e na altura de 148 cm em relação ao chão (Figura 21). Cada via</p><p>do cateter foi conectada diretamente na parte distal dos equipos. Em seguida, foi</p><p>realizado o “priming” das duas vias, abrindo os clamps de cada via do cateter e</p><p>fechando imediatamente após a saída da solução pela ponta do cateter.</p><p>A extremidade distal do cateter foi posicionada no interior de uma proveta de 2000 ml</p><p>para coleta da solução testada. O cronômetro digital foi ligado no momento zero,</p><p>juntamente com a abertura dos clamps das duas vias do cateter e no momento 60</p><p>segundos, os clamps foram fechados simultaneamente, para que nenhuma gota</p><p>excedente caísse na proveta.</p><p>Figura 21: Detalhes do momento da infusão no experimento.</p><p>Em A. cateter posicionado e com os equipos afixados; em B, cateter de ponta cônica escoando a solução</p><p>na proveta.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>A proveta com a solução coletada foi posicionada numa superfície lisa e a leitura foi</p><p>feita após a superfície do líquido ficar totalmente estável. Foram utilizadas provetas de</p><p>5, 25, 250, 500 e 2000 ml para mensuração do volume final do fluido coletado durante o</p><p>intervalo de 60 segundos (Figura 22).</p><p>45</p><p>Figura 22: Provetas utilizadas nas medições do fluxo coletado, em cada repetição.</p><p>Fonte: EV-UFMG/ Clínica Médica de Equídeos.</p><p>Análises Estatísticas</p><p>O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso em um esquema fatorial 6 x 2 x</p><p>2 (seis tipos de cateteres x dois tipos de soluções x utilização ou não de bolsa</p><p>pressórica). A variável fluxo médio do fluído foi descrita por tratamento por meio da</p><p>média e desvio-padrão. Para avaliação do efeito da presença de bolsa pressórica, tipo de</p><p>cateter e fluido sobre o fluxo, foi realizada análise de variância considerando os efeitos</p><p>principais das variáveis explicativas, além das suas interações duplas. Para as variáveis</p><p>em que efeito significativo foi constatado (p</p>