Manejo de Roedores e serpentes, criados em Biotério

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FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO DO SUL 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA 
CURSO DE ZOOTECNIA 
 
 
 
EDDIE ALLEN DE MEDEIROS PINTO 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO IV 
“MANEJO DE ROEDORES E SERPENTES CRIADOS EM BIOTÉRIO” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CAMPO GRANDE - MS 
2010 
i 
FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO DO SUL 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA 
CURSO DE ZOOTECNIA 
 
 
 
EDDIE ALLEN DE MEDEIROS PINTO 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO IV 
“MANEJO DE ROEDORES E SERPENTES CRIADOS EM BIOTÉRIO” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CAMPO GRANDE - MS 
2010 
Relatório de estágio apresentado como 
avaliação parcial da disciplina de 
Estágio Supervisionado IV, do Curso 
de Zootecnia, da Faculdade de 
Medicina Veterinária e Zootecnia Prof. 
Haroldo Sampaio Ribeiro da 
Universidade Federal de Mato Grosso 
do Sul. 
 
Orientador: Prof. Dr. Alfredo Sampaio 
Carrijo 
ii 
 
AGRADECIMENTOS 
 
 Agradeço à minha supervisora de estágio Paula Helena Santa Rita, 
coordenadora do biotério da Universidade Católica Dom Bosco (UCDB), pela 
oportunidade, e a todos os colegas de estágio (William, Rôa, Carol, Bruna, Kamilla, 
Gisele, Leonardo, Marry, Herbert, Lucas, Andrew, Vinícius, Paulino e Carreirinha), pelo 
companheirismo. 
 Agradeço aos meus colegas de faculdade, principalmente aqueles que estiveram 
ao meu lado todo o tempo (Kamila, Heber, Juliana, Ricardo, Cristiano). Sinto orgulho de 
tê-los como companheiros de profissão e espero sempre poder contar com sua 
amizade. 
 Ao meu orientador Alfredo Sampaio Carrijo pelo apoio, respeito e 
profissionalismo. Gostaria de demonstrar toda a minha admiração por ele, pois foi uma 
das principais influências na minha formação acadêmica. A todos os profissionais que 
fazem parte do curso, dos quais gostaria de fazer um agradecimento especial aos 
professores: Celso, Estefânia, Charles e Maria da Graça pela dedicação que tiveram na 
minha formação, demonstrando paixão pelo seu trabalho. 
 Aos meus pais (Edson e Conceição), minha irmã (Bárbara) pela confiança que 
depositam em mim, por todo o incentivo e pela educação que me deram. Vocês são o 
meu principal exemplo de vida. Obrigado por fazerem parte de mais uma conquista. 
 
 
 “Agradeço todas as dificuldades que enfrentei; não fosse por elas, eu não teria saído do 
lugar. As facilidades nos impedem de caminhar. Mesmo as críticas nos auxiliam muito” 
(Chico Xavier) 
iii 
 
SUMARIO 
 
1. INTRODUÇÃO............................................................................................................01 
2. DESCRIÇÃO DO LOCAL...........................................................................................03 
3. DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES................................................................................06 
 3.1. Roedores.........................................................................................................06 
 3.1.1. Manejo de Roedores......................................................................10 
 3.1.2. Área Suja (quarentena)..................................................................13 
3.2. Serpentes........................................................................................................17 
 3.2.1. Manejo de Serpentes.....................................................................25 
4 . CONSIDERAÇÕ ES F INAIS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .30 
5 . REF ER ÊNCIAS B IBL IO GRÁF ICAS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .3 1 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iv 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1 - Sala da área limpa........................................................................................04 
Figura 2 - Solar das jibóias-fêmea...............................................................................04 
Figura 3 - Sala das serpentes.......................................................................................04 
Figura 4 - Fosso dos jacarés e cágados.....................................................................05 
Figura 5 - Ratos Wistar.................................................................................................06 
Figura 6 - Camundongos Swiss...................................................................................07 
Figura 7 - Camundongos Black C-57...........................................................................07 
Figura 8 - Sexagem de camundongos por distancia ano-genital.............................09 
Figura 9 - Maravalha antes de ser peneirada..............................................................11 
Figura 10 - Caixas forradas com maravalha...............................................................11 
Figura 11 – Prateleira com camundogos “Convert-H”..............................................13 
Figura 12 - caixa com ração e barrilete de água.........................................................13 
Figura 13 - Cascavel (Caudisona durissa)..................................................................17 
Figura 14 - Jararaca caiçaca (Bothrops moojeni)......................................................17 
Figura 15 – Urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus).............................................17 
Figura 16 - Boca-de-sapo (Bothropoides neuwiedi)..................................................17 
Figura 17 – Localização da fosseta loreal...................................................................20 
Figura 18 – Dentição áglifa...........................................................................................23 
v 
Figura 19 – Dentição opstóglifa...................................................................................23 
Figura 20 – Dentição proteróglifa................................................................................24 
Figura 21 – Dentição solenóglifa.................................................................................24 
Figura 22 – Sexadores..................................................................................................25 
Figura 23 – Esquema de sexagem...............................................................................26 
Figura 24 – Caixa de serpentes....................................................................................26 
Figura 25 – Tubo de acrílico.........................................................................................28 
Figura 26 – Contenção de serpentes...........................................................................29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vi 
 
LISTA DE TABELAS 
 
Quadro 1 - Número de animais para cada tipo de caixa............................................10 
Quadro 2 - Níveis de garantia da ração utilizada........................................................12 
Quadro 3 - Quantidade necessária de ração e água animal/dia...............................12 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. INTRODUÇÃO 
 Bioterismo é um conjunto de técnicas de produção de animais em laboratório 
para fins de estudos científicos. Esses animais podem ser utilizados para ensino 
(pesquisas científicas/teses), exames rotineiros de laboratório, análise de produção de 
fármacos e produção de produtos imunológicos. 
 A instalação de um biotério de serpentes envolve a captura de animais na 
natureza em diferentes regiões, custo elevado para a climatização dos ambientes de 
manutenção, técnicas de manejo adequadas e profissionaisespecializados. Contudo, a 
adaptação das serpentes ainda não é garantida. A criação e manutenção de serpentes 
pode ser de três tipos: intensiva, semi-extensiva e extensiva. Embora a criação 
intensiva não seja a mais adequada quanto aos aspectos econômicos, é a mais 
indicada por permitir a manutenção de animais procedentes de climas diferenciados 
através da climatização dos ambientes cativos. As serpentes peçonhentas dos 
gêneros Bothrops e Crotalus têm sido mantidas em cativeiro com sucesso, visando a 
extração de veneno para a produção de imunobiológicos. A alimentação destas 
espécies é basicamente constituída de roedores, permitindo assim, uma padronização 
das técnicas de manejo (Serapicos & Merusse, 2002). 
 Animais de Laboratório definidos são aqueles criados e produzidos sob 
condições ideais e mantidos em ambiente controlado, com conhecimento e 
acompanhamento microbiológico e genético seguros, obtidos por monitoração regular. 
Os chamados animais de laboratório convencionais podem satisfazer as exigências da 
experimentação biológica, ao passo que os animais obtidos na natureza não as 
satisfazem, pois não são submetidos a nenhum tipo de controle (Andrade, Pinto & 
Oliveira, 2006). 
 Há séculos os animais são utilizados pelo homem, seja na alimentação, na força 
física ou na evolução da ciência na busca de novas terapias. Neste sentido, a melhorias 
e a padronização das condições de manutenção e de experimentação tornam-se 
fatores imprescindíveis para o controle dos resultados e o avanço das técnicas 
empregadas. As pesquisas científicas na área biológica do conhecimento contribuem 
 2 
de forma irrefutável para o bem estar não só do homem como também dos animais. 
Porém, as informações necessárias para o avanço de determinadas pesquisas não 
podem ser obtidas somente pela observação e pelo registro daquilo que normalmente 
acontece e, por isso, a experimentação científica é absolutamente necessária para que 
o ciclo do conhecimento se efetue (Politi et.al., 2008). 
 Para os acadêmicos de zootecnia, a atuação em biotérios, principalmente 
naqueles que trabalham com manejo de serpentes é algo um pouco fora da realidade, 
pois durante a jornada acadêmica, sua visão sobre a profissão é focada em animais de 
produção que trazem benefícios diretos à comunidade, havendo sempre uma estreita 
relação entre a área a ser trabalhada e o retorno econômico da mesma. Quando se 
pensa em animais de experimentação essa realidade torna-se um pouco mais 
complexa, ou seja, o aluno de zootecnia não consegue se identificar com esta atividade 
e talvez por isso haja um pouco de desinteresse por este campo. 
 Um dos motivos por ter escolhido este estágio, foi a curiosidade de saber como 
um profissional de zootecnia pode atuar nesta área, buscando ampliar essa visão que 
adquirimos durante os anos de faculdade. A visão de que os animais de produção são 
aqueles que produzem subprodutos que terão uso direto pelos consumidores, 
esquecendo que por trás disso, existe a área de experimentação que ajuda a construir 
o conhecimento não só da área zootécnica, mas principalmente da área biológica, que 
engloba a medicina, a biologia, a farmácia e as outras ramificações. 
 
 
 
 
 
 
 
 3 
2. DESCRIÇÃO DO LOCAL 
 O estágio foi realizado no biotério, localizado nas dependências da Universidade 
Católica Dom Bosco (UCDB), sob a supervisão da bióloga/médica veterinária Paula 
Helena Santa Rita, no período de 16 de Agosto a 11 de Setembro de 2010, 
completando 160 horas de estágio, atuando no manejo geral de serpentes e roedores. 
 A maioria dos estagiários atuantes no local são alunos do curso de biologia da 
UCDB, mas também havia um acadêmico do curso de farmácia e um acadêmico do 
curso de medicina veterinária. Geralmente as terças feiras ocorriam visitas de 
instituições de ensino, principalmente escolas estaduais. Nessas visitas além de 
apresentar a estrutura do biotério, os estagiários também faziam uma abordagem geral 
sobre manejo de roedores e serpentes e as características de cada espécie. 
 O biotério em questão conta com três solares, uma sala de cirurgia, dois 
depósitos de materiais, uma sala de quarentena para os roedores, quatro salas da área 
limpa (área de reprodução de roedores), dois banheiros com chuveiro (masculino e 
feminino), uma cozinha, duas salas com cobras peçonhentas, um laboratório para 
manejo de toxinas, uma sala administrativa e um fosso. 
 Nas salas da área limpa (figura 1) são mantidos os roedores que estão em 
reprodução, então há todo um cuidado com a biossegurança neste local, a fim de evitar 
contaminações e diminuir o estresse aos quais estes animais são submetidos. Esta sala 
possui duas portas, uma delas fica dentro do corredor da área limpa, onde somente os 
estagiários responsáveis têm acesso. A outra porta fica no corredor de fora é através 
dele que as caixas sujas e os animais que serão destinados à pesquisa ou alimentação 
das serpentes. Estas portas não possuíam maçaneta pela parte de fora, a fim de evitar 
a entrada de pessoas não autorizadas. 
 4 
 
Figura 1 - Sala da área limpa 
 Os solares são divididos da seguinte forma: dois solares para as jibóias 
(Boa constrictor), divididos em machos e fêmeas (Figura 3), e um para o jabuti-piranga 
(Geochelone carbonária). Havia uma sala somente com cascavéis, que fazem parte de 
um projeto da coordenadora Paula Helena Santa Rita, e outra sala com as serpentes 
das quais o veneno é extraído (Figura 2). Nessa última haviam quatro espécies de 
serpentes peçonhentas: cascavel (Caudisona durissa*), jararaca caiçaca 
(Bothrops moojeni), urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus*) e boca-de-sapo 
(Bothropoides neuwiedi*). 
 
 Figura 2 - Solar das jibóias-fêmea Figura 3 - Sala das serpentes 
 
* nova classificação taxonômica, 2010 
 5 
 O biotério possui um fosso (Figura 4), onde há um tanque com água, no qual 
vivem dois jacarés-fêmea da espécie Caimam crocodilus yacare, conhecidos como 
jacaré do pantanal e também dois cágados-fêmea. 
 As jibóias, o jabuti e os jacarés são utilizados somente para fins didáticos. 
 
Figura 4 - Fosso dos jacarés e cágados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 6 
3. DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES 
3.1. Roedores 
 O estágio teve início na área dos roedores, onde são utilizados ratos (Rattus 
norvegicus) da linhagem Wistar (Figura 5) e camundongos (Mus musculus domesticus), 
das linhagens BALB/c, Swiss (Figura 6) e Black-C57 (Figura 7). 
 Os roedores citados possuem corpo fusiforme e uma cauda que em muitas 
raças/linhagens pode chegar a medir mais em comprimento do que o próprio corpo. 
Tanto as patas anteriores como posteriores possuem cinco dedos, não possuem 
glândulas sudoríparas. Em ambientes quentes, procuram locais com sombras ou cavam 
tocas que costumam ser mais frias do que a superfície. Adaptam-se melhor ao frio. 
Também não possuem vesícula biliar. 
 
Figura 5 - Ratos Wistar 
O ciclo estral do rato tem a duração de 4-5 dias e o período de gestação se 
estende de 19 a 22 dias. Após o décimo dia já se pode observar o aumento de volume 
do abdômen. A média de filhotes/parto é de oito, para o rato Wistar, mas podemos 
encontrar ninhadas com até 16 filhotes. 
 Os filhotes de rato nascem desprovidos de pêlos, com exceção das vibrissas 
(responsáveis pelo tato), e com o corpo avermelhado; com olhos fechados, o pavilhão 
auricular também fechado e aderido à cabeça e pesando de 4 a 6g. 
 7 
A pele dos ratos vai clareando ou escurecendo, de acordo com a coloração da 
linhagem, e os pêlos começam a despontar por volta do 3º ao4º dia de vida. Com sete 
dias o corpo está totalmente recoberto de pêlos, as tetas são visíveis nas fêmeas e as 
orelhas já começam a se afastar da cabeça e a se abrirem. Por volta do 10º dia os 
animais abrem os olhos. Aos 16 dias já começam a se alimentar independentemente e 
dos 18 aos 24 dias já estão aptos ao desmame. Nessa idade, são sexados, geralmente 
pesados e separados. O peso varia de 35 a 45g e a sexagem é feita baseada na 
distancia ano-genital, que no macho é bem maior do que nas fêmeas, alem da 
visualização da bolsa escrotal. A puberdade se dá aos 30 dias e a maturidade sexual, 
dos 50 aos 60 dias. Em geral, o acasalamento ocorre nesse período quando os machos 
já pesam de 200g a 250g e as fêmeas, de 150g a 180g. Os animais permanecem em 
reprodução até os 9 meses de idade. Os machos podem atingir de 500g a 600g de 
peso e as fêmeas, de 200g a 400g (Andrade, et. al., 2006). 
 O camundongo é o animal experimental de escolha em várias áreas por ser de 
fácil criação e manipulação, ter uma reprodução rápida e apresentar uma grande 
diversidade genética. Foram criadas linhagens isogênicas, pelo cruzamento entre 
irmãos, durante, pelo menos, 20 gerações, o que deu origem a populações de 
camundongos geneticamente idênticos. Atualmente, existem mais de 400 linhagens 
isogênicas de camundongos disponíveis, cada uma contendo características genéticas 
distintas (Soares et.al., 2001). 
 
 Figura 6 - Camundongos Swiss Figura 7 - Camundongos Black C-57 
 8 
 O ciclo estral dos camundongos tem duração de 4-5 dias e pode ser afetado 
pelas condições de alojamento do animal. Fêmeas alojadas em gaiolas, em regime de 
superpopulação, sem a presença de machos, exibiram uma fase chamada anestro, 
caracterizada pela ausência de ciclos estrais. Quando expostas aos machos e seus 
feromônios começam a ciclar em 48 horas. A este fenômeno se dá o nome de Efeito de 
Whitten. Quando as fêmeas entram em gestação, se expostas a machos de outras 
linhagens ou seus feromônios durante as primeiras 24 horas, ocorre uma reabsorção de 
mais de 50% dos embriões. Esse fenômeno é conhecido como Efeito de Bruce. O 
período de gestação vai de 19 a 21 dias; após o décimo dia, já se observa um aumento 
do abdômen. A média de filhotes/parto é de 8-10 em linhagens outbred e em torno de 
cinco filhotes/parto em linhagens inbred (Andrade, et. al., 2006). 
 Os camundongos nascem desprovidos de pêlos, com exceção das vibrissas 
(pêlos táteis), com o corpo avermelhado, de olhos fechados, com pavilhão auricular 
fechado e aderido à cabeça e pesando, em média, 1g. Após o parto, a fêmea 
amamenta a ninhada e pode-se visualizar o leite no estomago dos animais pela 
mancha branca nos seus abdomens. Se precisarmos fazer algum tipo de seleção ao 
nascimento, esse é um fator importante, já que os animais que mamam, demonstram 
maior habilidade para sobreviver. Sua pele vai clareando ou escurecendo de acordo 
com a coloração da linhagem, e os pêlos começam a aparecer por volta do 3º ou 4º dia. 
Com uma semana de idade seus corpos já estão totalmente recobertos de pêlos e as 
tetas tornam-se visíveis nas fêmeas. As orelhas começam a se afastar da cabeça e a 
se abrir por volta do 3º dia de idade. 
 Os filhotes abrem os olhos aos 10 dias de idade e com 15 dias já começam a se 
alimentar de sólidos (ração) que a mãe traz para o interior da gaiola. Estão aptos ao 
desmame se dá com 4 semanas de idade. No ato do desmame, são sexados, 
separados e pesados. O peso médio aos 21 dias situa-se, em torno de 10-12g, para 
camundongos outbred e 8-10g, para camundongos inbred. 
A sexagem desses animais se baseia na distancia ano-genital e pela 
visualização da bolsa escrotal, assim como descrito na Figura 8. A puberdade se dá 
dos 30 aos 40 dias e a maturidade sexual por volta do 50-60 dias. O acasalamento, 
 9 
geralmente ocorre nesse período e os animais costumam pesar em torno de 18-20g, 
para animais outbred e 15-18g, para animais inbred. Os animais permanecem em 
reprodução por mais ou menos um ano e podem atingir pesos de 40g para machos 
outbred e 30-35g para fêmeas outbred. Os animais inbred atingem pesos menores e 
dificilmente passam de 35g (Andrade, et. al., 2006). 
 
Figura 8 - Sexagem de camundongos por distancia ano-genital 
 Sabe-se que os animais de laboratório conhecem o seu tratador pelo odor e se 
estressam menos quando manipulados por tratadores com quem já tenham tido contato 
anterior. Também é comprovado que pessoas estranhas na sala de experimentação 
podem resultar em um aumento de temperatura corpórea do animal por estresse. Esse 
cuidado é de especial importância quando um experimento está sendo realizado 
(Animais de Laboratório – Biotério, 2010). 
 
 
* inbred – linhagem isogênica (obtida através de mais de 20 gerações de cruzamentos 
endogamicos, promovendo uma alta taxa de homozigoze) 
*outbred – linhagem heterogênica (linhagens feitas através do cruzamento de 
indivíduos pouco aparentados) 
 10 
 É importante que se saiba qual o espaço necessário para cada espécie para 
proporcionar melhor conforto aos animais, evitando principalmente problemas 
comportamentais. O Quadro 1 demonstra a quantidade máxima de animais por caixa, 
para os tipos de caixas mais utilizadas. 
 
Quadro 1 - Número de animais para cada tipo de caixa. 
Número de animais Tipo de caixa Dimensões 
C x L x A* Camundongo Rato jovem Rato adulto 
Pequena 30 x 20 x 13 5 - - 
Grande retangular 49 x 34 x 16 20 8 4 
Grande quadrada 41 x 34 x 16 20 8 4 
*comprimento x largura x altura (cm) 
Fonte: Curso de Manipulação de Animais de Laboratório, FIOCRUZ, 2005. 
3.1.1 Manejo de roedores 
 O primeiro procedimento realizado foi a preparação das caixas onde os animais 
são mantidos, utilizando-se maravalha (Figura 9 e 10). Antes da maravalha ser 
adicionada, ela deve ser peneirada para que seja retirado o pó, pois os animais são 
sensíveis a este pó, podendo causar problemas respiratórios. Haviam três tipos de 
caixa, com tamanhos diferentes, divididas em pequenas, grande sem borda e grande 
com borda que eram utilizadas levando em consideração a quantidade de animais que 
deveriam ir para a caixa. Esses roedores são utilizados para alimentação das 
serpentes, para pesquisa e para fornecimento a pesquisadores da UCDB e também 
para outros profissionais de outras instituições de pesquisa. 
 11 
 
 Figura 9 - Maravalha antes de ser peneirada Figura 10 - Caixas forradas com maravalha 
 As caixas devem ser trocadas a cada dois dias, retirando-se os animais e 
movendo-os para caixas limpas e desinfetadas. As caixas utilizadas são separadas, 
depois se faz a raspagem para retirar a maravalha que está contaminada com fezes e 
urina dos roedores, sempre observando se não há nenhum animal morto no meio, no 
caso de haver algum, este deve ser separado e colocado em um saco branco 
reservado para lixo biológico e infectante. Após a raspagem, adiciona-se hipoclorito de 
sódio nas caixas, onde fica agindo por 30 minutos com o objetivo de desinfetar o 
material. Após esse tempo, a caixa deve ser lavada com sabão neutro e depois 
separada para que haja a secagem desta para futura utilização. 
 Os animais que saiam da área limpa eram transferidos para a área de 
quarentena, onde ficavam até serem destinados para a alimentação das serpentes, 
para encomendas ou para experimento. A sala de quarentena era manejada a cada 
dois dias, trocando-se as caixas de todos os roedores por caixas commaravalha limpa, 
desinfetando e limpando o chão, verificando a quantidade de água e ração. Para 
manejar esta sala deveriam ser tomadas algumas medidas de segurança, estas 
medidas ficavam afixadas na parede, assim como as tarefas a serem desenvolvidas 
neste recinto que serão explicadas no próximo tópico. 
 Os roedores eram alimentados à vontade com um alimento completo para ratos 
e camundongos, que consistia numa ração peletizada com 22% de Proteína bruta, 4% 
de extrato etéreo e 8% de fibra bruta à base de farelo de milho, farelo de soja e farelo 
 12 
de trigo (Quadro 2). A ração era peneirada antes de ser fornecida aos roedores, 
separando-se somente os peletes maiores, pois os menores poderiam passar pela 
grade e cair dentro da caixa, ao fazer essa separação diminui-se a probabilidade de 
que a ração caia dentro da caixa, seja contaminada pelas fezes e urinas e depois 
ingerida pelo animal. O quadro 3 mostra as quantidades de ração e água necessários 
para os animais/dia. 
 
Quadro 2 - Níveis de garantia da Ração utilizada. 
Níveis de Garantia 
Umidade (máx) 12,50% 
Proteína Bruta (min.) 22,00% 
Extrato Etéreo (min.) 4,00% 
Matéria Mineral (máx.) 10,00% 
Matéria Fibrosa (máx.) 8,00% 
Cálcio (máx.) 1,40% 
Fósforo (min.) 0,80% 
 
Quadro 3 - Quantidade necessária de ração e água animal/dia. 
Animal Ração(g) Água (ml) 
ADULTO 
 
Quantidade 
Ingerida 
Consumo 
(Ingerida + Desperdício) 
Quantidade 
Ingerida 
Consumo 
(Ingerida + Desperdício 
Camundongo 3-6 10 3-7 10 
Rato 10-20 25 20-45 50 
Hamster 7-15 25 60-75 90 
Cobaia 20-25 + Vit. C 130 240-300 350 
Fonte: ANDRADE A. et al. (2006). Animais de Laboratório – criação e experimentação. Fiocruz. 
 
 13 
3.1.2 Área Suja (quarentena) 
 Após saírem da área limpa, os animais não podem mais voltar, então são 
levados até uma sala conhecida por quarentena ou área suja, e são mantidos nela até 
que sejam destinados aos seus objetivos, que podem ser alimentação de serpentes, 
pedidos de acadêmicos ou para o experimento “Convert H” (Figura 11) conduzido pela 
orientadora do estágio. 
 Esse experimento com camundongos da linhagem Swiss, onde se utilizava um 
complexo homeopático denominado “Convert H”, que segundo especificações age 
atenuando os vários tipos de estresse aos quais os animais são submetidos, porém o 
experimento ainda está em fase de aplicação e os resultados ainda não foram 
concluídos. Esse complexo líquido é aplicado na água dos animais, na quantidade de 
1% do volume de água. A figura 12 mostra a ração utilizada e o barrilete onde a água 
dos roedores é armazenada. 
 Esta área é manejada a cada dois dias, atentando para a segurança do 
estagiário que fará o manejo, e este deve seguir uma série de procedimentos que se 
encontram afixados na parede desta sala. 
 
Figura 11 – Prateleira com camundongos “Convert-H” Figura 12 - Caixa com ração e barrilete de água 
 Antes de limpar o local, o estagiário deveria atentar para as vestimentas 
adequadas, ou seja, deveria estar trajando jaleco, calça comprida, bota de borracha, 
 14 
touca, luva de látex (troca de caixas), luva de borracha (higienização da sala) e colocar 
máscara. 
 
 Os procedimentos tomados com as caixas são os seguintes: 
 Transportar todas as caixas para a área suja com auxilio do carrinho de 
transporte da respectiva área; 
 Realizar a raspagem, utilizando a espátula, de todo material (cama) contido no 
interior das caixas de polietileno (fazer isso em todas as caixas); 
 Descartar os dejetos em sacos de lixo; 
 Depositar no interior das caixas de polietileno, previamente raspadas, solução de 
hipoclorito de sódio (fazer isso em todas as caixas); 
 Deixar agir a solução de hipoclorito de sódio por no mínimo 30 minutos em todas 
as caixas; 
 Retirar com auxilio da esponja e da piceta com álcool toda marcação deita com 
caneta, existente nas caixas; 
 Mergulhar as caixas no tanque nº 01, previamente preenchido com água; 
 Iniciar lavagem utilizando esponja, sabão líquido; 
 Lavar o interior da caixa de polietileno retirando o excesso de resíduos (fazer 
isso em todas as caixas); 
 Mergulhar novamente a caixa de polietileno no tanque nº 01, soltando os 
resíduos existentes; 
 Realizar a lavagem completa, no interior e exterior, das caixas de polietileno; 
 Depositar as caixas de polietileno, previamente ensaboadas no tanque nº 02; 
 15 
 Realizar o enxágüe completo das caixas de polietileno no tanque nº 02 em água 
corrente até completa ausência de sabão; 
 Empilhar as caixas de polietileno, depois de enxaguadas, próximo à autoclave; 
 Preparar o material para entrada na autoclave (esterilização); 
 
 Além dos procedimentos a serem tomados com as caixas, existiam também 
procedimentos a serem tomados com os bebedouros. Os procedimentos eram 
diferentes para os camundongos normais e para os camundongos do experimento 
“Convert H”. 
 Para os bebedouros normais é feita a seguinte rotina: 
 Transportar todos os bebedouros para a área suja com auxilio do carrinho de 
transporte da respectiva área; 
 Destampar todos os bebedouros; 
 Lavar os bicos com água corrente; 
 Descartar todo o líquido restante dos bebedouros na pia de inox; 
 Enfileirar todos os bebedouros sobre a pia; 
 Fazer a higienização externa e interna de todos os bebedouros; 
 Realizar o enxágüe completo de todos os bebedouros em água corrente até 
completa ausência do sabão, quando necessário; 
 Reabastecer com água corrente; 
 Armazenar os bebedouros abastecidos com água; 
 Preparar o material para entrada na autoclave (esterilização). 
 
 16 
 O funcionamento da autoclave é idêntico ao da panela de pressão sendo a 
temperatura necessária para esterilização de 121ºC, e o tempo de esterilização de 
cerca de 15 minutos. Este tempo de esterilização deverá ser aumentado quando se 
enche bastante a autoclave com meios para esterilizar. 
 O objetivo desse processo é destruir todos os possíveis organismos vivos. As 
soluções ao sair da autoclave estão estéreis. Utiliza-se este tipo de esterilização pelo 
calor úmido para meios de cultura e diversas soluções. Os procedimentos a serem 
seguidos com a água “Convert H” são os seguintes: 
 Retirar todos os bebedouros da estante “Camundongos Convert”, separado dos 
demais; 
 Descartar todo o líquido restante dos bebedouros, na pia de inox; 
 Fazer higienização externa e interna de todos os bebedouros; 
 Realizar o enxágüe completo de todos os bebedouros em água corrente até 
completa ausência de sabão, quando necessário; 
 Preparar o bebedouro, estando este limpo e reabastecido com água; 
 Preparar um recipiente (copo de vidro ou béquer), esterilizando-o rapidamente, 
passando 25 segundos no microondas; 
 Preparar a seringa e sonda, para absorver o convert-H já no recipiente 
esterilizado; 
 Preparar soluções de “Convert-H”, calculando 1% do volume dos bebedouros; 
 Armazenar os bebedouros reabastecidos em suas respectivas caixas. 
 Após todos os procedimentos descritos anteriormente, o chão da sala era 
higienizado, utilizando-se hipoclorito diluído em água, mergulhava-se um pano dentro 
desta solução e então o chão era esfregado com um rodo. A sala não poderia ser 
varrida, para que não levantasse pó, pois isto poderia contaminar a ração dos animais 
além de ser um meio de transportar patógenos pelo ar. 
 17 
3.2 SERPENTES 
 A segunda parte do estágio se deu na área das serpentes, que é o principal foco 
de pesquisa do biotério, contando com algumas espécies de serpentes peçonhentas, 
todas da fauna brasileira. Havia também espécies nãopeçonhentas, as jibóias (Boa 
constrictor), que eram mantidas no biotério para fins didáticos e de preservação. As 
espécies peçonhentas do biotério eram as seguintes: cascavel (Caudisona durissa*), 
jararaca caiçaca (Bothrops moojeni), urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus*) e boca-
de-sapo (Bothropoides neuwiedi*). (Figuras 13, 14, 15 e 16) 
 
 Figura 13 - Cascavel Figura 14 - Jararaca caiçaca 
 
 Figura 15 – Urutu-cruzeiro Figura 16 - Boca-de-sapo 
* nova classificação taxonômica, 2010 
 18 
 Diferente do que ocorre com as espécies de mamíferos, as serpentes ainda não 
têm o status de animais de laboratório ou de produção. Isso se deve, em parte, ao fato 
de terem sido consideradas tradicionalmente animais prejudiciais e foi a muito custo 
que se conseguiu evitar sua matança, para que estas fossem levadas aos serpentários 
e utilizadas como fornecedoras de veneno. A experiência do Brasil, nesse sentido é 
pioneira, e remonta aos primeiros anos do século XX, no Instituto Butantan de São 
Paulo. 
 Pelo fato de os venenos apresentarem uma razoável variação intra-específica, 
individual, ontogenética e geográfica, e significativas diferenças entre as espécies, os 
laboratórios produtores de soros são exigidos a obter uma boa representatividade de 
venenos no pool de imunização dos eqüídeos para a produção dos soros. Isso significa 
contar com serpentários que abriguem centenas de serpentes, pelo menos das 
principais espécies e provenientes de uma área geográfica o mais ampla possível. Em 
um país de dimensões continentais como o Brasil, isso representa um desafio singular, 
pois significa um esforço para a captura, o acondicionamento e o transporte seguros, o 
recebimento e a adaptação ao meio artificial do serpentário. 
 As serpentes como todos os animais da fauna silvestre brasileira, encontram-se 
protegidas por legislação específica (Lei nº/5.197, Brasil, 1967). Sua captura e criação 
são apenas permitidas sob determinadas condições, que estão regulamentadas pelo 
Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA). A 
captura e o transporte para fins científicos só são permitidos por meio de licença 
específica. Existem disposições para sua criação tanto em instituições científicas como 
também em criadouros com finalidade comercial. Existe também a possibilidade de 
estabelecimento de criadouros de fauna silvestre exótica, como consta na Portaria 
IBAMA nº 102/98, de 15 de julho de 1998 (Andrade, et. al., 2006). 
 Pode-se dizer que todas as cobras são carnívoras, comendo pequenos animais 
(incluindo lagartos e outras cobras), aves, ovos ou insetos. Algumas cobras têm uma 
picada venenosa para matar as suas presas antes de as comerem. Outras matam as 
suas presas por estrangulamento. As cobras não mastigam quando comem, elas 
possuem uma mandíbula flexível, cujas duas partes não estão rigidamente ligadas, 
 19 
esse feito se dá graças ao osso quadrado que funciona como uma peça de encaixe, 
que quando necessário ela desarticula sua mandíbula dependendo do tamanho de sua 
presa (ao contrário da crença popular, elas não desarticulam as suas mandíbulas), 
assim como numerosas outras articulações do seu crânio, permitindo-lhes abrir a boca 
de forma a engolir toda a sua presa, mesmo que ela tenha um diâmetro maior que a 
sua cabeça. 
 Depois de comer elas ficam entorpecidas, enquanto decorre o processo da 
digestão. A digestão é uma atividade intensa e, especialmente depois do consumo de 
grandes presas, a energia metabólica envolvida é tanta que na cascavel, sua 
temperatura corporal pode atingir 6ºC acima da temperatura ambiente. Por causa disto, 
se a cobra sofrer algum estresse, depois de recentemente alimentada, irá 
provavelmente vomitar a presa para tentar fugir da ameaça. No entanto, quando não 
perturbada, o seu processo digestivo é altamente eficiente, dissolvendo e absorvendo 
tudo exceto o pêlo e as garras, que são expelidos junto com o excesso de ácido úrico. 
 A pele desses répteis é coberta por escamas. A maioria das cobras usa escamas 
especializadas no ventre para se mover, agarrando-se às superfícies. As escamas do 
corpo podem ser lisas ou granulares. As suas pálpebras são escamas transparentes 
que estão sempre fechadas. As cobras mudam a sua pele periodicamente. Pensa-se 
que a finalidade primordial desta é remover os parasitas externos 
 Apesar da visão não ser particularmente notória (geralmente sendo melhor na 
espécie arbórea e pior a espécie terrestre), não impede a detecção do movimento, pois 
além dos seus olhos, algumas serpentes (crotalíneos - ou cobras-covinhas - e pítons) 
têm receptores infravermelhos sensíveis em sulcos profundos entre a narina e o olho, 
chamados de fossetas loreais (Figura 17) que lhes permite sentir o calor emitido pelos 
corpos. Isto é extremamente útil em lugares com pouca luminosidade. Como as 
serpentes não têm orelhas externas, a audição consegue apenas detectar vibrações, 
mas este sentido está extremamente bem desenvolvido. Uma serpente cheira usando a 
sua língua bifurcada para captar partículas de odor no ar e enviá-las ao chamado órgão 
de Jacobson, situado na sua boca, para examiná-las. A bifurcação na língua dá à 
serpente algum sentido direcional do cheiro (Cobras Brasileiras, 2010). 
 20 
 
Figura 17 – Localização da fosseta loreal 
 O pulmão esquerdo das serpentes é muito pequeno ou mesmo ausente, uma vez 
que o corpo em forma tubular requer que todos os órgãos sejam compridos e estreitos. 
Para que caibam no corpo, só um pulmão funciona. Além disso, muitos dos órgãos que 
são pares, como os rins ou órgãos reprodutivos estão distribuídos ao longo do corpo 
em que um está à frente do outro, sendo um exemplo de exceção da simetria bilateral. 
 As cobras usam quatro métodos de locomoção que lhes permitem uma 
mobilidade substancial mesmo perante a sua condição de répteis sem pernas. Todas 
as cobras têm a capacidade de ondulação lateral, em que o corpo é ondulado de lado e 
as áreas flexionadas propagam-se posteriormente, dando a forma de uma onda de 
seno propagando-se posteriormente. Além disto, as cobras também são capazes do 
movimento de concertina. Este método de movimentação pode ser usado para subir em 
árvores ou atravessar pequenos túneis. 
No caso das árvores, o tronco é agarrado pela parte posterior do corpo, ao passo 
que a parte anterior é estendida. A porção anterior agarra o tronco em seguida e a 
porção posterior é propelida para frente. Este ciclo pode ocorrer em várias secções da 
cobra simultaneamente (este método originou a afirmação errônea de que as cobras 
"andam nas próprias costelas"; na verdade as costelas não movem para frente e para 
trás em nenhum dos quatro tipos de movimento). 
 21 
No caso de túneis, em vez de se agarrar, o corpo comprime-se contra as 
paredes do túnel criando a fricção necessária para a locomoção, mas o movimento é 
bastante semelhante ao anterior. Outro método comum de locomoção é locomoção 
retilínea, em que uma cobra se mantém reta e se propele como de uma mola se 
tratasse, usando os músculos da sua barriga. Este método é usado normalmente por 
cobras muito grandes e pesadas, como pítons e víboras. No entanto, o mais complexo 
e interessante método de locomoção é o zig-zag, uma locomoção ondulatória usada 
para atravessar lama ou areia solta. Nem todas as cobras são capazes de usar todos 
os métodos. Nem todas as cobras vivem em terra; cobras marítimas vivem em mares 
tropicais pouco profundos (Cobras Brasileiras, 2010). 
 A reprodução envolve fenômenos biológicos muito interessantes,que vão desde 
peculiaridades no comportamento, como os combates ritualizados entre machos, até 
adaptações ecológicas, como os ciclos sexuais com periodicidades adaptadas a cada 
clima. As serpentes podem botar ovos (as chamadas espécies ovíparas) ou parir 
filhotes prontos, como os mamíferos (espécies vivíparas). Em quase todas as famílias 
de serpentes existe um predomínio de uma ou outra modalidade, mas as espécies 
ovíparas são maioria. No que se refere a nossas espécies peçonhentas, são ovíparas 
as cobras corais (gênero Micurus e Leptomicurus) e, um caso excepcional entre os 
Viperídeos, a ‘surucucu’ (Lachesis muta). Os demais Viperídeos, dos gêneros Bothrops, 
Bothriopsis, Bothrocophias e Crotalus, são todos vivíparos. 
As espécies ovíparas fazem a postura em troncos ocos em decomposição, em 
tocas no chão, sob pedras ou em formigueiros de formigas cultivadoras, todos 
ambientes com alto teor de umidade e mínima variação de temperatura. Esses dois 
requisitos são fundamentais, em parte porque os ovos têm casca apergaminhada (não 
calcificada), desidratam e contaminam com facilidade, e demoram entre 40 e 70 dias 
para eclodir. As serpentes vivíparas apresentam um período de gestação variável entre 
as diversas espécies, mas que, em nossos Viperídeos, está em torno dos 4 a 5 meses. 
Os filhotes das serpentes, seja qual for a forma de nascimento, são dotados de 
autonomia para sobreviver, o que significa que, nas espécies peçonhentas, já nascem 
com seus aparelhos secretor e inoculador de veneno funcionais. 
 22 
 Os dentes das cobras não possuem raiz e encontram-se ‘cimentados’ em 
depressões superficiais dos ossos dentários. Como são agudos e delicados, costumam 
danificar-se, existindo um mecanismo pelo qual periodicamente são trocados por outros 
novos, que se formam em locais próximos aos de sua implantação. Essa renovação 
ocorre durante toda a vida da serpente. Poderia parecer fácil distinguir as serpentes 
inofensivas, sem glândulas de veneno nem presas inoculadoras, daquelas espécies 
caracteristicamente peçonhentas, como um aparelho extremamente desenvolvido para 
produção e rápida injeção da peçonha. Entretanto, essa facilidade se observa apenas 
nessas situações que, na verdade, são os extremos de um processo evolutivo 
complexo e altamente especializado, o qual espera ainda respostas para muitas 
interrogações. 
Múltiplos estudos da morfologia craniana e das dentições de espécies viventes 
têm tentado explicar como se operou esse processo evolutivo, que partiu das formas 
consideradas mais primitivas, não venenosas com músculos compressores e presas 
com um canal interno fechado, que conduzem as secreções tóxicas até o interior dos 
tecidos das vítimas (Andrade, Pinto & Oliveira, 2006). 
 Classificar as cobras como venenosas ou não venenosas é um equívoco, já que 
todas apresentam veneno, sendo este sua saliva capaz de degradar a presa, já que 
estes animais não mastigam. A diferença entre as cobras tidas como venenosas é a 
presença da peçonha (presa inoculadora de veneno), capaz de injetar sua saliva 
(veneno) diretamente na corrente sanguínea de suas presas. Assim, é correto 
classificá-las como peçonhentas ou não peçonhentas, devido à presença ou ausência 
de peçonha, e não presença ou ausência de veneno (Cobras Brasileiras, 2010). 
 São os diferentes tipos de dentição em serpentes que possibilitam a 
diferenciação das espécies peçonhentas das não-peçonhentas, com total certeza. Elas 
podem apresentar quatro tipos de dentição: áglifa, opistóglifa, proteróglifa e solenóglifa. 
 Áglifa (Figura 18) – é a dentição que, como a etimologia do termo indica, não 
possui presas especializadas na inoculação de saliva tóxica ou veneno. Nesse estágio, 
a glândula supra labial produz uma secreção destinada a lubrificar o alimento. Dentro 
 23 
dessa categoria distinguem-se variadas condições, como homodonte (com todos os 
dentes iguais) e heterodonte (com alguns dentes alongados). Estas serpentes atacam, 
geralmente, por constrição. 
 
 
Figura 18 – Dentição áglifa 
 
 Opistóglifa (Figura 19) – dentição com um ou mais dentes modificados na parte 
posterior da maxila apresentando, assim, perigo altamente reduzido para o homem 
Estas presas possuem sulcos longitudinais, dos quais, por capilaridade, escorre o 
produto de uma glândula especializada na secreção de substâncias ativas, a glândula 
de Duvernoy. 
 
 
Figura 19 – Dentição opistóglifa 
 
 
 
 24 
 Proteróglifa (Figura 20) – dentição em que presas anteriores, no maxilar, 
geralmente com canal de veneno não completamente fechado, estão conectadas à 
glândula venenosa. Alguns gêneros conservam dentes posteriores à presa, mas em 
Micrurus a presa é o único dente maxilar. 
 
 
Figura 20 – Dentição proteróglifa 
 
 Solenóglifa (Figura 21) – dentição com uma condição muito especializada em 
que um único dente funcional em cada maxila, a presa, é extremamente grande, aguda 
e oca, permanecendo paralela ao crânio quando em repouso, mas ao atacar são 
projetadas para fora (giram 90º), permitindo ao animal inocular uma quantidade de 
veneno maior do que uma serpente da família das proteróglifas. Isso agrava ainda mais 
a conseqüência da picada. 
 
Figura 21 – Dentição solenóglifa 
 
 
 25 
3.2.1 Manejo de serpentes 
 Durante o estágio, houve o recebimento de duas Rhinocerophis alternatus (urutu- 
cruzeiro) trazidas por integrantes do corpo de bombeiro. As serpentes dessa espécie 
que chegam ao biotério, geralmente são provenientes da área perto da base aérea e do 
aeroporto internacional de Campo Grande. 
 No biotério não se faz reprodução de serpentes, pois algumas espécies podem 
gerar mais de 30 filhotes e no local não há estrutura para manter tantos animais. As 
serpentes que chegam ganham um número de registro, são identificadas, passam por 
uma biometria, são sexadas, é feita uma vistoria geral para observar se há 
ectoparasitas, são vermifugadas e colocadas dentro de uma caixa, com sua 
identificação colada na tampa da mesma. Na ficha de identificação estão presente a 
data de recebimento do animal, o comprimento total, o comprimento da cauda, o nome 
vulgar, o nome científico, o número de registro e as observações que se julgarem 
necessárias. 
 A sexagem mais comum é pelo sexador (Figura 22), um objeto que é introduzido 
na cloaca da serpente e dependendo do da profundidade que foi introduzida (Figura 23) 
se define o sexo, mas isso varia de tamanho e espécie. No caso das espécies do 
biotério, se o sexador fosse introduzindo mais profundamente o animal seria macho, 
pois os machos possuem uma “bolsa”, onde o hemipênis fica guardado. 
 
Figura 22 – Sexadores 
 26 
 
Figura 23 – Esquema de sexagem 
 Os animais são mantidos dentro de caixas de polipropileno (Figura 24), que 
ficam em prateleiras dentro da sala de serpentes. Essas caixas são forradas com 
papelão ondulado que serve como isolante térmico, além de facilitar a troca e a 
higienização da caixa. As serpentes podem ficar muito tempo sem se alimentar, mas 
não pode faltar água, que é oferecida dentro de um pote metálico. 
 
 Figura 24 – Caixa de serpentes 
 
 27 
 A alimentação ocorre a cada 15 dias para animais jovens e a cada 30 dias para 
animais adultos, mas antes de alimentá-lo verifica-se o estado corporal e 
comportamental do animal. Serpentes em período de troca de pele costumam ficar 
estressadas e por isso não se alimentam. Há uma planilha de controle, onde são 
anotados todos os dados referentes às rotinas de alimentação. 
 Antes de serem alimentadas, as serpentes são pesadas e então se oferece 20% 
do peso da cobra,em peso de camundongo. Antes de oferecê-los, estes roedores são 
pesados e vão sendo fornecidos até que se aproxime da quantidade total de peso 
necessária (20% do peso vivo da serpente). Os camundongos devem ser oferecidos 
vivos e só pode ser oferecido outro após a serpente ter ingerido completamente o 
anterior. Além do que se recomenda não incomodar o animal, enquanto ele se alimenta, 
pois qualquer estresse causado fará com que ele regurgite a presa, interrompendo sua 
rotina de alimentação. 
 Era feita uma vistoria diária em todas as caixas, verificando-se a presença de 
fezes, a quantidade de água, a presença de pele e o estado físico do animal. As caixas 
que continham fezes e pele eram trocadas por caixas limpas, trocando-se também o 
forro de papelão e o pote de água, caso houvesse contaminação. Aplicava-se solução 
com hipoclorito dentro das caixas contaminadas, deixando o produto agir por pelo 
menos 30 minutos, depois as caixas eram lavadas com sabão neutro. 
 O manejo das serpentes sempre deve ser feito levando em consideração as 
medidas de segurança, pois se trata de um animal muito perigoso e rápido. Então todos 
os procedimentos devem ser feitos com muita atenção, quase sempre se utilizando um 
gancho de metal. Utilizavam-se tubos de acrílico (Figura 25), caso fosse necessário 
conter alguma cobra. 
 28 
 
Figura 25 – Tubo de acrílico 
 Havia uma sala com cascavéis, que faziam parte de um experimento com o 
composto homeopático “Convert-H”. Este experimento consistia em testar os efeitos 
desta substância sobre o estresse das serpentes e sempre que estas eram manejadas, 
observava-se o seu comportamento. Dependendo do grau de agitação, era atribuído 
um score, que quanto mais alto maior era o grau de estresse do animal. 
 A extração de veneno de jararaca caiçaca (Bothrops moojeni) é realizada a cada 
30 dias, de acordo com protocolo, estabelecido pelo biotério. Já a extração das outras 
espécies só é feita, mediante pedido. Para fazer essa extração, necessita-se de 
estagiários experientes e por isso, somente alguns deles participavam da extração. 
Antes de extrair o veneno, o animal deve ser contido, para isso são seguidos os 
seguintes procedimentos: 
 
 Coloca-se a serpente no chão com o auxílio do gancho; 
 Coloca-se a serpente dentro de um tubo transparente, feito de acrílico, para 
contê-la com segurança. 
 Pressiona-se a cabeça da serpente de maneira firme, tomando cuidado para não 
machucá-la; 
 29 
 Segura-se a cabeça do animal pela parte mais larga, colocando de um lado o 
dedo indicador e do outro o dedo polegar; a serpente deverá abrir a boca, mas 
não conseguirá fechá-la por causa da pressão dos dedos nos lados da cabeça 
(Figura 26). 
 
 
Figura 26 – Contenção de serpentes 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 30 
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
 Os ratos e camundongos também podem ser utilizados para fins didáticos no 
estudo de melhoramento genético nas universidades, pois esses roedores são animais 
prolíferos e seu intervalo de gerações é pequeno. Isso é importante para o estudo do 
melhoramento genético, pois os resultados podem ser obtidos mais rapidamente. 
 Uma das barreiras para a implantação de serpentários é a mitificação que existe 
ao redor da espécie, pois os estudos na área ainda são pouco divulgados e talvez por 
isso a população tenha certo preconceito em torno do assunto. 
 Com os avanços e novas descobertas da medicina, a criação de serpentes 
visando à extração de veneno pode se tornar uma tendência. Um dos primeiros passos 
pode ser o investimento em pesquisas voltadas para o melhoramento genético visando 
à formação de linhagens comerciais e também buscar a padronização e aumento da 
produção de veneno. 
 Nesse sentido, pode-se concluir que a zootecnia possui um grande campo a ser 
explorado, desde que se abram oportunidades para novas idéias e tecnologias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 31 
5. REF ERÊNCIAS B IBL IO GRÁF ICAS 
 
Andrade, A.; Pinto, S.R.; Oliveira, R.S. Animais de Laboratório: criação e 
experimentação. Rio de Janeiro. 1ª reimpressão, 388 p. Editora Fiocruz, 2006. 
 
Animais de Laboratório – Biotério. Bioclimatologia online. Acessado em 19/09/2010 
<http://bioclima.info/bioterio.php> 
 
Cobras Brasileiras – Características, identificação, tratamento e prevenção. Acessado 
em 05/10/2010 <http://www.cobrasbrasileiras.com.br/serpentes.html> 
 
Curso de Manipulação de Animais de Laboratório, FIOCRUZ, 2005. Acessado em 
05/10/2010 <http://www.bioteriocentral.ufc.br/arquivos/apostilha_manipulacao.pdf> 
 
Politi, F.A.S.; Pietro, R.C.L.R.; Salgado, H.R.N. Caracterização de biotérios, 
legislação e padrões de biossegurança. Revista de Ciências Farmacêuticas Básica e 
Aplicada, v/29, n.1, p/17-28, 2008. 
 
Serapicos, E.O.; Merusse, J.L.B. Variação de peso e sobrevida de Micrurus 
corallinus sob diferentes condições de alimentação em biotério (serpentes, 
elapidae). Iheringia, Sér. Zool., Porto Alegre, 92 n/4; p./105-109, 2002. 
 
Soares, M.B.P.; Carvalho, L.C.P.; Santos, R.R. Banco de Embriões de Camundongos 
Geneticamente Modificados. Biotecnologia Ciência & Desenvolvimento, n/20, p/50-53, 
2001. 
 
 32