Apostila parasitologia

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Instituto Metropolitato de Ensino – IME
Centro Universitário Fametro
APOSTILA DE TÉCNICAS DIAGNÓSTICAS PARASITOLÓGICAS
1. TÉCNICA DIRETA COM SALINA E LUGOL
Objetivo
Permitir a observação de protozoários e helmintos presentes nas fezes por meio da preparação direta de esfregaços utilizando soluções de salina e Lugol.
Materiais Necessários
· Amostra de fezes frescas
· Lâminas e lamínulas
· Solução salina 0,85%
· Solução de Lugol
· Pipeta Pasteur
· Palito de madeira 
· Microscópio
Procedimento
1. Em uma lâmina limpa, colocar uma gota de solução salina.
2. Com um bastão, adicionar uma pequena quantidade de fezes e misturar bem.
3. Cobrir com lamínula e observar ao microscópio inicialmente em objetiva de 10x e depois em 40x.
4. Repetir o procedimento utilizando solução de Lugol em vez de salina para evidenciar estruturas internas de protozoários e ovos de helmintos.
Interpretação dos Resultados
· Solução salina: Permite observar trofozoítos de protozoários em movimento, larvas de helmintos e ovos.
· Solução de Lugol: Torna mais fácil visualizar cistos de protozoários e ovos de helmintos, pois cora o glicogênio e destaca as estruturas internas.
2. TÉCNICA DE HOFFMAN (SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA)
Objetivo
Concentrar ovos e larvas de helmintos pesados que sedimentam naturalmente na amostra de fezes.
Materiais Necessários
· Amostra de fezes frescas
· Copo de sedimentação ou tubo cônico
· Gaze ou peneira fina
· Palito de madeira
· Pipeta Pasteur
· Lâminas e lamínulas
· Microscópio
· Água destilada
· lugol
Procedimento
1. Diluir as fezes em água destilada no próprio coletor.
2. Misturar bem e filtrar através de gaze ou peneira fina para remover partículas grandes.
3. Transferir o filtrado para um tubo cônico ou copo de sedimentação.
4. Deixar em repouso por pelo menos 2 horas para sedimentação dos ovos e larvas.
5. Descartar cuidadosamente o sobrenadante e coletar o sedimento do fundo com uma pipeta Pasteur.
6. Transferir para uma lâmina, adicionar uma gota de lugol e cobrir com lamínula.
7. Observar ao microscópio inicialmente em objetiva de 10x e depois em 40x.
Interpretação dos Resultados
· Ovos pesados, como os de Trichuris trichiura, Schistosoma mansoni, Taenia sp. e ovos inférteis de Ascaris lumbricoides serão recuperados.
· Larvas de Strongyloides stercoralis também podem ser observadas.
3. TÉCNICA DE WILLIS (FLUTUAÇÃO)
Objetivo
Permitir a recuperação de ovos leves de helmintos que flutuam em solução de alta densidade.
Materiais Necessários
· Amostra de fezes frescas
· Solução de cloreto de sódio saturada (40%)
· Tubo de ensaio ou copo cônico
· Palito de madeira
· Lâmina e lamínula
· Microscópio
· lugol
Procedimento
1. Misturar 2 g de fezes em 5 mL de solução saturada de cloreto de sódio em um tubo cônico (falcon de 10mL).
2. Homogeneizar bem a amostra com palito de madeira
3. Completar o tubo com a solução até formar um menisco convexo na borda.
4. Colocar delicadamente uma lâmina sobre o menisco e deixar por 5 a 10 minutos.
5. Retirar a lâmina, adicionar lugol e cobrir com lamínula.
6. Observar ao microscópio inicialmente em objetiva de 10x e depois em 40x.
Interpretação dos Resultados
· Recupera ovos leves, como Ascaris lumbricoides (ovos férteis), Ancylostoma duodenale, Necator americanus, Toxocara sp. e Enterobius vermicularis.
4. PREPARO DAS SOLUÇÕES
4.1 Solução Salina 0,85%
· Dissolver 8,5 g de cloreto de sódio (NaCl) em 1 litro de água destilada.
· Armazenar em frasco limpo e identificado.
4.2 Solução de Cloreto de Sódio Saturada (Willis)
· Aquecer 100 mL de água destilada.
· Dissolver 40-50 g de NaCl até saturar completamente.
· Filtrar e armazenar em frasco fechado.
5. REGISTRO DE AMOSTRAS POSITIVAS
	Número da Amostra
	Parasita Identificado
	Observação
	1
	
	
	2
	
	
	3
	
	
	4
	
	
	5
	
	
Observação: Espaço para anotação dos parasitas identificados nas amostras analisadas durante a prática.
Prof. Naira Sulany
Parasitologia Clínica 
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