Apostila farmacobotanica

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FARMACOBOTÂNICA
E FARMACOGNOSIA
PROF.A MA. NAIARA CÁSSIA GANCEDO
Reitor: 
Prof. Me. Ricardo Benedito de 
Oliveira
Pró-reitor: 
Prof. Me. Ney Stival
Gestão Educacional:
Prof.a Ma. Daniela Ferreira Correa
PRODUÇÃO DE MATERIAIS
Diagramação:
Alan Michel Bariani
Thiago Bruno Peraro
Revisão Textual:
Gabriela de Castro Pereira
Letícia Toniete Izeppe Bisconcim 
Mariana Tait Romancini 
Produção Audiovisual:
Heber Acuña Berger 
Leonardo Mateus Gusmão Lopes
Márcio Alexandre Júnior Lara
Gestão da Produção: 
Kamila Ayumi Costa Yoshimura
Fotos: 
Shutterstock
© Direitos reservados à UNINGÁ - Reprodução Proibida. - Rodovia PR 317 (Av. Morangueira), n° 6114
 Prezado (a) Acadêmico (a), bem-vindo 
(a) à UNINGÁ – Centro Universitário Ingá.
 Primeiramente, deixo uma frase de 
Sócrates para reflexão: “a vida sem desafios 
não vale a pena ser vivida.”
 Cada um de nós tem uma grande 
responsabilidade sobre as escolhas que 
fazemos, e essas nos guiarão por toda a vida 
acadêmica e profissional, refletindo diretamente 
em nossa vida pessoal e em nossas relações 
com a sociedade. Hoje em dia, essa sociedade 
é exigente e busca por tecnologia, informação 
e conhecimento advindos de profissionais que 
possuam novas habilidades para liderança e 
sobrevivência no mercado de trabalho.
 De fato, a tecnologia e a comunicação 
têm nos aproximado cada vez mais de pessoas, 
diminuindo distâncias, rompendo fronteiras e 
nos proporcionando momentos inesquecíveis. 
Assim, a UNINGÁ se dispõe, através do Ensino a 
Distância, a proporcionar um ensino de qualidade, 
capaz de formar cidadãos integrantes de uma 
sociedade justa, preparados para o mercado de 
trabalho, como planejadores e líderes atuantes.
 Que esta nova caminhada lhes traga 
muita experiência, conhecimento e sucesso. 
Prof. Me. Ricardo Benedito de Oliveira
REITOR
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01
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO5
1 - A CÉLULA VEGETAL .............................................................................................................................................. 6
1.1. CONSTITUINTES CELULARES ............................................................................................................................ 6
1.1.1 PAREDE CELULAR ............................................................................................................................................... 6
1.1.2. MEMBRANA PLASMÁTICA .............................................................................................................................. 8
1.1.3. CITOPLASMA ..................................................................................................................................................... 8
1.1.4. VACÚOLO ............................................................................................................................................................ 8
1.1.5. PLASTÍDIOS ....................................................................................................................................................... 9
1.1.6. COMPLEXO DE GOLGI ..................................................................................................................................... 10
1.1.7. MITOCÔNDRIA .................................................................................................................................................. 11
1.1.8. RIBOSSOMO .................................................................................................................................................... 12
INTRODUÇÃO A BOTÂNICA I
PROF.A MA. NAIARA CÁSSIA GANCEDO
ENSINO A DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
FARMACOBOTÂNICA
E FARMACOGNOSIA
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1.1.9. RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO ...................................................................................................................... 12
1.1.10. NÚCLEO ........................................................................................................................................................... 12
1.2 MICROTÉCNICA VEGETAL ................................................................................................................................. 12
1.3 MORFOLOGIA E ANATOMIA DE FOLHAS ......................................................................................................... 13
1.3.1. MORFOLOGIA DE FOLHAS .............................................................................................................................. 14
1.3.2. ANATOMIA DE FOLHAS ................................................................................................................................. 21
1.3.2.1. ANEXOS EPIDÉRMICOS ............................................................................................................................. 23
2 - CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................................................................. 24
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INTRODUÇÃO
As células são as unidades estruturais funcionais que constituem os organismos vivos. 
A Unidade 1 descreverá as principais estruturas presentes em uma célula eucariótica vegetal, 
assim como as etapas necessárias durante o preparo do material vegetal após a sua coleta e as 
características que devem ser consideradas quando se pretende realizar o controle de qualidade 
de plantas, iniciando pela análise morfológica e anatômica de folhas. 
Como pode ser observado na Figura 1, muitas estruturas presentes na célula vegetal são 
semelhantes às da célula animal. Entretanto, algumas estruturas são características da célula 
vegetal, explica Kraus (2006). 
Figura 1 - Organização da célula vegetal. Fonte: Só Biologia (2018).
A parede celular, os vacúolos e os plastídeos são estruturas características de 
uma célula vegetal] (KRAUS et al., 2006).
Uma revisão interessante de como uma célula vegetal é organizada pode ser vista 
no vídeo: Brasil Escola. Célula vegetal. 2017. 
Disponível em: .
Acesso em: 10 jun. 2018].
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1 - A CÉLULA VEGETAL
1.1. Constituintes Celulares
1.1.1 Parede Celular
A parede celular é uma estrutura característica da célula vegetal e envolve externamente 
a membrana plasmática e o conteúdo celular. É formada por microfibrilas de celulose, imersas 
em uma matriz constituída de polissacarídeos não-celulósicos: hemiceluloses e pectinas. Outras 
substâncias também podem ser encontradas na perede celular, como as substâncias orgâncias 
lignina, proteínas e lipídeos e as inorgânicas, como cristais e sílica (Figura 2). Como exemplos 
de substâncias lipídicas que atuam tornando a parede celular impermeável, tem-se a suberina, a 
cutina e a cera, sendo que as duas últimas constituem o que chamamos de cutícula, estrutura que 
reveste a parede externa das células epidérmicas (KRAUS et al., 2006). 
A parede celular é uma estrutura permeável a água e outras substâncias. Algumas das 
funções da parede celular incluem a de conferir forma e rigidez a célula, prevenir a ruptura da 
membrana plasmática, atuar na defesa contra bactérias, fungos e demais patógenos, coloca Kraus 
(2006). 
Figura 2 - Estrutura da parede celular vegetal. Fonte: Biologia Interativa (2018).
As primeiras camadas formadas constituem a parede primária. Entre a parede primária 
de duas células está presente a lamela média, responsável por unir as células adjacentes. A 
intercomunicação celular ocorre por meio de pontoação ou campos de pontoação primária, que 
darão origem ao plasmodesmo. Em muitas células, a parede primária é a única que permanece 
porém, em outras células ocorre internamente a parede primária, a deposição de camadas 
adicionais, dando origem a parede secundária e iniciando o processo de lignificação (Figura 3), 
segundo KRAUS (2006).Também será possível identificar os caracteres e variações morfológicas de flores, frutos e 
sementes. Concluindo, dessa forma, os assuntos relacionados com uma das etapas de controle 
de qualidade de um material vegetal: a análise morfológica e anatômica de órgãos vegetativos e 
reprodutivos. 
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03
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO .......................................................................................................................................................... 45
1- PREPARO DO MATERIAL VEGETAL .................................................................................................................... 47
1.1. COLETA DO MATERIAL VEGETAL ...................................................................................................................... 47
1.1.1. HERBORIZAÇÃO DO MATERIAL VEGETAL ................................................................................................... 48
1.1.2. ESTABILIZAÇÃO E SECAGEM DO MATERIAL VEGETAL ............................................................................. 49
1.1.3. COMINUIÇÃO DO MATERIAL VEGETAL ................................................................................................... 51
1.1.4. AMOSTRAGEM DO MATERIAL VEGETAL ................................................................................................ 54
1.2 METABÓLITOS SECUNDÁRIOS EM PLANTAS ................................................................................................ 55
1.3.2. ANÁLISE ORGANOLÉPTICA DO MATERIAL VEGETAL ................................................................................ 57
1.3.3. ANÁLISE DOS CARACTERES BOTÂNICOS MACROSCÓPICOS E MICROSCÓPICOS ............................... 57
2 - CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................................................................. 59
CONTROLE DE QUALIDADE 
DE DROGAS VEGETAIS I
PROF.A MA. NAIARA CÁSSIA GANCEDO
ENSINO A DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
FARMACOBOTÂNICA
E FARMACOGNOSIA
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INTRODUÇÃO
A qualidade de um material vegetal está relacionada com um conjunto de parâmetros que 
caracterizam a matéria-prima. O objetivo final da realização do controle de qualidade de uma 
matéria-prima vegetal é servir como um determinante inicial da qualidade do produto final em 
questão, ou seja, do fitoterápico, cita Farias (2004). 
Os parâmetros de qualidade farmacêutica são estabelecidos pelas Farmacopeias e 
Códigos oficiais. A Farmacopeia Brasileira é o Código Oficial Farmacêutico do País, em que 
estão estabelecidos os requisitos mínimos de qualidade para fármacos, insumos, drogas vegetais, 
medicamentos e produtos para a saúde, conforme Brasil (2014). Dessa forma, espécies vegetais 
com estudos químicos e farmacológicos, tem monografias que definem os critérios de identidade, 
pureza e teor e estão descritas nas Farmacopeias, podendo ser a Brasileira ou a de outros países 
dependendo da origem do material vegetal, como a Farmacopeia Europeia, Farmacopeia 
Americana, Farmacopeia Britânica, entre outras, informa Farias (2004). A Farmacopeia Brasileira 
5ª edição (2010) é a vigente no país, dessa forma, espécies vegetais que não estão descritas nesta 
Farmacopeia, mas são utilizadas para a produção de fitoterápicos, é essencial que a empresa 
responsável pelo medicamento elabore uma monografia, estabelecendo os padrões de qualidade 
do material vegetal.
Na Unidade 3, serão abordados assuntos relacionados desde a coleta até o preparo da 
matéria-prima, além de introduzir algumas das análises realizadas com o objetivo de determinar 
a qualidade do material vegetal.
Um medicamento fitoterápico pode conter na sua formulação substâncias 
isoladas? Não! De acordo com a Resolução da Diretoria Colegiada (RDC) nº26 de 
2014 da ANVISA, o termo fitoterápico é definido como um produto obtido de matéria-
prima ativa vegetal, exceto substâncias isoladas. Possui as seguintes finalidades: 
profilática, curativa ou paliativa e pode ser considerado simples, quando o ativo é 
proveniente de uma única espécie vegetal medicinal, ou composto, quando o ativo 
é proveniente de mais de uma espécie vegetal] (BRASIL, 2014).
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Para mais informações do tema Farmacopeia Brasileira, acessar: BRASIL, 2017. 
Segundo suplemento da Farmacopeia Brasileira
Disponível em: ].
“Indicação de vídeo” [Uma revisão interessante do tema Controle de Qualidade de 
fitoterápicos pode ser vista no vídeo: GUIDONI, M. 2017. Controle de qualidade - 
Fitoterápicos. 
Disponível em: . 
Acesso em: 26 fev. 2018].
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1- PREPARO DO MATERIAL VEGETAL
Quando se trabalha com estudos que envolvem plantas medicinais, seja na área de 
farmacognosia, fitoquímica ou farmacologia, alguns procedimentos devem ser realizados, 
incluindo as etapas de coleta, herborização, estabilização, secagem, cominuição e amostragem 
do material vegetal.
1.1. Coleta do material vegetal
A primeira etapa quando se pretende trabalhar com um material vegetal é a coleta da 
matéria-prima. Neste processo uma ou mais plantas, integras ou partes delas, são coletadas do 
seu habitat natural, mediante autorização. Quando se realiza a coleta do material vegetal, deve-
se ter o cuidado de coletar juntamente com o órgão de interesse as estruturas reprodutivas que 
serão utilizadas na etapa de herborização, como flores e frutos. Em 2007, o Instituto Brasileiro do 
Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA) estabeleceu a regulamentação da 
coleta e do transporte de material biológico para fins científicos e didáticos por meio da Instrução 
Normativa (IN) nº154 de 01 de março de 2007, segundo Silva (2012). 
Alguns cuidados devem ser tomados antes da realização da coleta do material vegetal, 
sendo necessário observar se a planta desejada é o único exemplar da região e se existe uma 
quantidade suficiente, descartando a possibilidade desta espécie estar em risco de extinção. 
Quando o objetivo da coleta é identificar uma espécie, pouco material vegetal é necessário, porem 
quando se pretende obter extratos ou substâncias ativas, uma quantidade maior da planta se 
torna necessário, devendo-se aumentar os cuidados relacionados com a preservação da espécie. 
Além disso, outros cuidados devem ser tomados, como evitar a coleta de partes afetadas com 
doenças e/ou parasitas, como por exemplo fungos. Também é importante observar a presença de 
materiais estranhos, como partes de outras plantas ou até mesmo partes da mesma espécie que 
não sejam de interesse. 
Durante a coleta alguns dados devem ser registrados, incluindo o local (dados de latitude 
e longitude obtidos com a ajuda de um GPS, Global Position System), a hora e a data da coleta, 
pois a produção dos metabólitos vegetais sofrem influência dependendo do horário do dia ou 
da época do ano em que a coleta foi realizada, segundo Mentz e Bordignon (2004). A tabela 1 
apresenta um exemplo de ficha que contém algumas das informações necessárias e que devem ser 
anotadas durante a etapa de coleta do material vegetal.
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Tabela 1: Exemplo de ficha agronômica. Fonte: Farias (2004).
1.1.1. Herborização do material vegetal
A segunda etapa realizada após a coleta do material vegetal engloba a herborização. A 
herborização consiste no preparo do material coletado, colocando os ramos ou as plantas inteiras 
contendo as estruturas reprodutivas entre folhas de papel de jornal, separando-oscom cartões de 
papelão. Em seguida, o material deve ser montado entre duas lâminas de madeira, formando uma 
prensa. Esta prensa tem como função manter o material coletado apertado, para que os ramos, 
folhas e frutos permaneçam distendidos durante todo o processo de secagem que ocorrerá dentro 
de uma estufa, expõe Mentz e Bordignon (2004). 
Cada espécie vegetal possui um tempo de secagem que irá depender da quantidade de 
água presente na planta. Após seco o material vegetal é acondicionado em uma pasta ou folha 
de papel, recebendo o nome de exsicata, que será depositada em herbários nacionais localizados 
em Universidades, Jardins Botânicos e demais instituições de pesquisa. A exsicata deve conter na 
porção inferior e direita da pasta a etiqueta de coleta, contendo todas as informações da planta 
como o nome científico, família botânica, nome popular, local e data da coleta, nome do coletor, 
número de registro da coleta do material vegetal, nome do botânico que identificou a espécie e 
dados referentes ao aspecto da planta quando fresca, como cor e aroma das folhas, flores, frutos, 
comenta Mentz e Bordignon (2004). 
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1.1.2. Estabilização e Secagem do material vegetal
O material vegetal coletado destinado ás análises fitoquímicas, ou seja, ao estudo de grupos 
de metabólitos secundários e caracterização dos constituintes químicos presentes na espécie 
vegetal a ser estudada, pode ser utilizado tanto fresco ou seco. Entretanto, o processo de secagem 
é mais utilizado em função de suas vantagens de fornecer maior estabilidade microbiológica e 
facilitar o processo de cominuição. 
Primeiramente, deve-se ser realizado o processo de seleção, onde as partes que não 
constituem o farmacógeno (parte da planta responsável pela atividade biológica) são removidas e 
descartadas. Por exemplo, se a matéria prima são as folhas estas devem ser separadas dos galhos, 
flores e qualquer parte que seja considerado contaminante. Para dar continuidade ao preparo do 
material vegetal, em seguida, deve-se realizar os processos de estabilização e secagem, explica 
Falkenberg (2004) e Bassani & Petrovick (2017).
Logo após a coleta, a planta inicia o processo de decomposição, ocasionado pela ação de 
enzimas e até mesmo, de micro-organismos, devido a presença de água. Para evitar a alteração 
da composição química do material, realiza-se a estabilização, que visa a inativação enzimática e 
a retirada do meio de reação, a água. A inativação enzimática pode ocorrer pela ação de agentes 
desidratantes, como o etanol ou pela ação do calor, levando a desnaturação proteica das enzimas 
celulares. A inativação enzimática também pode ser realizada pelo método de criopreservação, 
mantendo o produto em ambientes refrigerados ou pelo método de termoestabilização, 
utilizando a secagem em temperatura acima de 60ºC por um curto período de tempo, podendo 
ser empregado calor seco ou úmido na forma de vapores de água ou etanol. 
A secagem tem como objetivo final, remover a água até um teor que não favoreça a 
ocorrência de reações de hidrólise ou de crescimento microbiano. Cada espécie vegetal possui 
um tempo de secagem que irá depender da quantidade de água presente na planta. A Tabela 2 
apresenta os teores de umidade de diferentes órgãos vegetais, tanto do material fresco como a 
porcentagem de umidade ideal após a realização da etapa de secagem do órgão vegetal. 
[As amostras destinadas a herborização, ou seja, montagem de exsicatas, devem 
ser coletadas com 30 cm a 40 cm de comprimento, nas quais as folhas estejam 
maduras e existam órgãos reprodutivos (flores e/ou frutos), pois, estes órgãos são 
indispensáveis durante a realização da identificação taxonômica. As amostras são 
dispostas para secar em folhas de jornal dobradas ao meio, com papelão cortado 
do tamanho das prensas, intercalando entre as folhas de jornal que contêm as 
amostras coletadas] (EMBRAPA, 2018).
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Tabela 2 - Especificação para teor de umidade para os diversos órgãos vegetais. Fonte: Oliveira (1998).
O processo de secagem é realizado por meio da exposição do material vegetal a 
temperaturas mais brandas, menores que 60ºC, por um longo tempo de exposição, em geral 7 
dias. A fragmentação do material favorece o processo de secagem, pois aumenta a superfície de 
evaporação. A etapa de secagem do material vegetal pode ser realizada ao ar livre, à sombra, em 
local seco e protegido de contaminantes ou com a utilização de ar quente, em estufas, como os 
modelos de circulação forçada de ar (Figura 1), que permitem a renovação do ar, removendo 
dessa forma, o ar saturado de umidade. O processo de secagem leva a redução de volume e de 
peso, além de facilitar a moagem do material vegetal, cita Falkenberg, Santos e Simões (2004); 
Bassani e Petrovick (2017).
Figura 1 - Modelo de estufa de circulação forçada de ar. Fonte: Dellta (2018).
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1.1.3. Cominuição do material vegetal
A cominuição, também denominada de moagem, é um processo comumente empregado 
para redução da matéria-prima a fragmentos menores ou pós. Está operação tem como objetivo 
tornar o material vegetal adequado às próximas operações de transformação, além de facilitar 
o manuseio, transporte e armazenamento do mesmo. Entretanto, se o material de interesse for 
sementes ou partes da planta rica em óleos essenciais, como flores, frutos e cascas, recomenda-
se que os mesmos sejam armazenados íntegros. Os equipamentos empregados são os moinhos. 
Os moinhos são divididos de acordo com o princípio de cominuição, podendo agir por meio de 
concussão (impacto), atrito, corte (cisalhamento), pressão ou pela mistura de um ou mais desses 
tipos, cita Sonaglio (2004) e Bassani & Petrovick (2017). 
 Na escolha do equipamento mais adequado para ser utilizado na etapa de 
cominuição, devem ser levadas em consideração algumas características do material vegetal, como 
a sua textura (fibroso, friável), além das propriedades químicas e estabilidade dos constituintes 
de interesse. Também deve ser levado em conta o princípio de funcionamento de cada tipo de 
moinho. Quando esses aspectos não são levados em consideração, pode-se ocorrer a obtenção 
de pós com propriedades tecnológicas inadequadas e, até mesmo, a perda de substâncias de 
interesse, como no caso de substâncias termolábeis ou voláteis, pelo fato da moagem ser uma 
operação exotérmica (reação que libera calor), conforme Sonaglio (2004) e Bassani & Petrovick 
(2017). As tabelas 3 e 4 contém os tipos de moinhos mais utilizados no processo de cominuição.
Tabela 3 - Características e tipos de moinhos mais utilizados. Fonte: Sonaglio (2004) e Portal Metalica 
(2018).
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Tabela 4 - Características e tipos de moinhos mais utilizados Fonte: Sonaglio (2004) e Portal Metalica 
(2018).
O grau de divisão do material obtido após o processo de cominuição é determinado 
realizando-se uma análise granulométrica, estabelecendo, dessa forma, o tamanho médio das 
partículas que constituem o pó. A análise granulométrica é considerada fundamental para o 
desenvolvimento tecnológico de qualquer produto farmacêutico. 
A determinação da granulometria dos pós pode ser realizada seguindo a metodologia 
descrita na Farmacopeia Brasileira, expõe Brasil (2010). Nesta metodologia são utilizados 
tamises que funcionam como peneiras, retendo os pós de acordo com a abertura da malha que 
compõe cada tamis, com o auxílio de um agitador mecânico que produz movimentos horizontais 
e verticais. Deve-se separar pelo menos 4 tamises de diferentes aberturas de malha, empilhando-
os de forma que o tamis que possui maior abertura de malhafique na superfície e que no final 
seja colocado o coletor, como demonstrado na figura 2. 
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Figura 2 - Agitador mecânico contendo tamises. Fonte: Tecnofund (2018).
Por fim, calcula-se o percentual de amostra retida em cada tamis, utilizando o seguinte 
cálculo:
Onde: 
P1 = Peso da amostra retida em cada tamis (g)
P2 = Soma dos pesos retidos em cada tamis e no coletor (g)
100 = Fator de porcentagem 
De acordo com a Farmacopeia Brasileira (2010), os pós podem ser classificados em:
• Pó grosso: quando o pó não fica retido no tamis com abertura de malha de 1,70 mm e, 
no máximo 40% do pó passa pelo tamis com abertura de malha de 355 µm;
• Pó moderadamente grosso: quando o pó não fica retido no tamis com abertura de 
malha de 710 µm e, no máximo 40% do pó passa pelo tamis com abertura de malha de 250 µm;
• Pó semifino: quando o pó não fica retido no tamis com abertura de malha de 355 µm e, 
no máximo 40% do pó passa pelo tamis com abertura de malha de 180 µm;
• Pó fino: quando o pó não fica retido no tamis com abertura de malha de 180 µm;
• Pó finíssimo: quando o pó não fica retido no tamis com abertura de malha de 125 µm.
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1.1.4. Amostragem do material vegetal
A amostragem é um processo realizado quando se pretende analisar a qualidade de um 
lote de matéria-prima. Um fator determinante para a realização deste processo é a tomada da 
amostra, pois a mesma deve ser representativa do todo. De cada embalagem a ser analisada, 
devem ser retiradas 3 amostras iguais, correspondendo as regiões superior, intermediária e 
inferior do recipiente. As 3 amostras são então misturadas e dessa mistura obtém-se a amostra 
para análise por quarteamento, aponta Simões (2004). 
No quarteamento a mistura obtida das 3 amostras é distribuída uniformemente sobre 
uma área quadrada, dividindo-a em quatro partes iguais. As porções contidas nos dois quadrados 
opostos diagonalmente são retiradas. Caso seja necessário, as duas porções podem ser misturadas 
e, então, repete-se a distribuição e a divisão (Figura 3), segundo Simões (2004).
Figura 3 - Representação do processo de quarteamento. Fonte: o autor
As análises realizadas com a amostra proveniente do processo de amostragem determinarão 
a qualidade do material vegetal. Pode-se, por exemplo, remover e pesar uma quantidade dessa 
amostra e analisar em estereomicroscópico a presença ou ausência de material estranho (Figura 
4), cujo teor aceitável para cada espécie de planta está estabelecido em monografias descritas na 
Farmacopeia Brasileira 5ª edição, expõe Brasil (2010). 
De acordo com World Health Organization – WHO (2011), material estranho consiste 
em partes do material ou outros materiais que não os mencionados nos limites especificados para 
o material vegetal em questão; qualquer organismo, parte ou produto de um organismo, que não 
o mencionado na especificação e descrição do material vegetal em questão; aditivos minerais, 
como solo, pedras, areia e poeira. 
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Figura 4 - Exemplo de um estereomicroscópio binocular. Fonte: PROLAB (2018).
1.2 Metabólitos Secundários em Plantas
Neste tópico, pretende-se introduzir as principais classes de metabólitos secundários 
que são objeto de estudo e de identificação em Farmacognosia, por meio da realização de testes 
histoquímicos e de análises qualitativas e quantitativas das substâncias químicas presentes em 
plantas. 
Ao conjunto de reações químicas que ocorrem a nível celular, dá-se o nome de 
metabolismo. Durante as reações enzimáticas anabólicas, catabólicas ou de biotransformação, 
compostos químicos são formados, degradados ou transformados, respectivamente, sendo 
tais compostos chamados de metabólitos. Enzimas específicas direcionam a produção de 
determinados metabólitos, por meio de rotas denominadas de rotas metabólicas. Essas reações 
objetivam, primariamente, o aproveitamento de nutrientes, suprindo as necessidades celulares de 
energia (necessidade de Trifosfato de Adenosina, ATP), poder redutor e biossíntese de substâncias 
essenciais à sua sobrevivência, chamadas de macromoléculas celulares, mostra Santos (2004). 
As principais macromoléculas são os carboidratos, lipídeos, proteínas e ácidos nucléicos, e 
por serem considerados essenciais à vida são definidos como integrantes do metabolismo primário. 
Porém, as plantas também são capazes de produzir, transformar e acumular metabólitos de baixa 
massa molecular, determinados de metabólitos secundários, também designados de especiais, que 
embora não sejam considerados essenciais para o organismo produtor, determinam vantagens 
para a sobrevivência da espécie, além de poderem apresentar atividades biológicas e terapêuticas 
interessantes. Algumas das diversas funções reconhecidas dos metabólitos secundários são a 
defesa contra herbívoros e micro-organismos, a proteção contra a radiação ultravioleta (UV) e a 
atração de polinizadores, coloca Santos (2004).
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As rotas do metabolismo secundário podem ser ativadas por diferentes fatores, como 
em alguns estágios particulares de crescimento e desenvolvimento ou, até mesmo, em períodos 
de estresse causados, por exemplo, por limitações nutricionais ou ataque de micro-organismos. 
É importante ressaltar que, embora as reações sejam classificadas em metabolismo primário e 
secundário, estas reações não ocorrem de forma independente e que, alterações no metabolismo 
primário podem afetar o metabolismo secundário, comenta Santos (2004). 
A figura 5 mostra a origem de todos os metabólitos secundários, que pode ser resumida 
a partir do metabolismo da glicose via dois intermediários principais, o ácido chiquímico e o 
acetato (Acetil-CoA), sendo que alguns metabólitos secundários, derivam não apenas de um 
desses intermediários, sendo produtos da combinação de uma unidade de ácido chiquímico e 
uma ou mais unidades de acetato ou derivados deste, como é o caso dos metabólitos secundários 
da classe das antraquinonas, dos flavonoides e dos taninos condensados, mostra Santos (2004). 
O ácido chiquímico origina os aminoácidos aromáticos, precursores de grande parte dos 
metabólitos secundários aromáticos. Os derivados do acetato podem ser classificados em derivados 
do acetato via ciclo do ácido cítrico, via mevalonato e pela via dos produtos de condensação do 
acetato. Os metabólitos secundários podem ser encontrados na forma livre, sendo denominados 
de agliconas, ou estarem ligados a uma ou mais unidades de açúcar, formando os heterosídeos 
(SANTOS, 2004).
Figura 5 - Ciclo biossintético dos metabólitos secundários. Fonte: Santos (2004).
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1.3.2. Análise organoléptica do material vegetal
A análise organoléptica, também denominada análise sensorial, engloba a avaliação da 
cor, do sabor, do odor e da textura de matérias-primas vegetais. É um método simples e rápido 
de verificar parâmetros de qualidade de identidade e pureza, pois o analista pode constatar, por 
exemplo, o odor de material em decomposição. Sempre que possível, os aspectos analisados 
devem ser comparados com uma amostra padrão da mesma espécie ou com dados presentes em 
monografias farmacopeicas ou em literatura especializada, explica Farias (2004). 
Um exemplo de análise organoléptica é a de Cymbopogon citratus (Figura 6), nome 
científico do Capim Limão, espécie pertencente à família Poaceae, com monografia descrita na 
Farmacopeia Brasileira, segundo Brasil (2010). As características organolépticas de C. citratus 
estão descritas na Farmacopeia Brasileira da seguinte forma“As folhas secas apresentam odor 
característico de citral e sabor cítrico” (BRASIL, 2010).
Figura 6 - Cymbopogon citratus (DC) Stapf. Fonte: Stang (2006).
1.3.3. Análise dos caracteres botânicos macroscópicos e 
microscópicos
Quando se pretende determinar a autenticidade de uma amostra vegetal, avaliam-se 
parâmetros de identidade botânica, realizando-se ensaios macroscópicos e microscópicos, além 
da determinação dos constituintes químicos característicos da espécie. A análise dos caracteres 
botânicos de uma determinada espécie de planta medicinal é, normalmente, realizada no seu 
respectivo farmacógeno, ou seja, parte da planta com atividade biológica, sendo necessária a 
utilização de literaturas específicas contendo a descrição da parte empregada farmaceuticamente. 
Deve-se dar preferência para as matérias-primas integras, pelo fato da análise de amostras 
pulverizadas ser mais complexa. O material destinado ao estudo anatômico e morfológico deve 
ser proveniente de diversos exemplares da espécie vegetal, cita Oliveira (1998). 
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A análise dos caracteres botânicos macroscópicos pode ser realizada a olho nu ou com 
o auxílio de um estereomicroscópico, sendo necessário os conhecimentos básicos de botânica 
previamente discutidos nas Unidades 1 e 2 de Introdução a Botânica. Estes conhecimentos auxiliam 
tanto na caracterização morfológica da planta íntegra ou pulverizada, quanto na descrição dos 
caracteres anatômicos e, até mesmo, no reconhecimento dos principais adulterantes. Além disso, 
durante a realização da análise das características morfológicos e anatômicos, pode-se buscar 
auxílio em literatura especializada, utilizando material de comparação, como exsicatas e, até 
mesmo, em desenhos ou fotos, disponibilizados em monografias e artigos científicos (FARIAS, 
2004). Algumas referências que podem ser utilizadas para auxiliar nas análises de morfologia e 
anatomia são os trabalhos de Oliveira & Akisue (1989) e Oliveira (2014). 
Como exemplo de monografia disponibilizada na Farmacopeia Brasileira (2010), tem-
se a análise das cascas da espécie Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville. S. adstringens é 
conhecido popularmente como Barbatimão e pertence à família Fabaceae. O farmacógeno desta 
espécie é constituído das cascas caulinares e, de acordo com a Farmacopeia Brasileira (2010), deve 
conter no mínimo 8 % de taninos totais, expressos em pirogalol. A presença de taninos explica o 
sabor fortemente adstringente de suas cascas caulinares. Algumas características macroscópicas 
das cascas de S. adstringens são, conforme Brasil (2010):
• Súber com intensa coloração marrom-avermelhada. Quando jovem, o súber possui, em 
vista frontal, coloração escura e aspecto granuloso, com fissuras estreitas e profundas em secção 
transversal;
• A casca apresenta fratura do tipo granulosa na região do súber e fibrosa na região 
floemática (Figura 7).
Figura 7 - Aspectos macroscópicos da superfície externa e interna da casca de ramo mais novo (A e B) e 
superfície externa de ramo mais velho (C) de Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville. li: líquens. Fonte: Brasil 
(2010).
A Figura 8 mostra algumas características observadas na análise dos caracteres 
microscópicos das cascas de S. adstringens, comenta Brasil (2010):
• Súber com 20 a 30 estratos de células tabulares com paredes delgadas e conteúdo 
marrom;
• Parênquima constituído de células de formato isodiamétrico ou pouco alongadas. A 
maioria das células apresentam conteúdo de coloração marrom-avermelhado que não se descora 
com solução de hipoclorito 30% (p/v) e que não alteram de cor na presença de cloreto férrico;
• Grupos de macroesclereídes dispersos pelo parênquima;
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• Fibras gelatinosas com idioblastos adjuntos e grãos de amido ocorrem na região do 
floema;
• Células ao redor dos raios parenquimáticos reagem positivamente na presença de 
cloreto férrico.
Figura 8 - Aspectos microscópicos em Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville. Região do súber 
em secção transversal contendo os estratos de células tabulares (ct), macroesclereídes e parênquima (pa). Fonte: 
Adaptado de BRASIL (2010).
Na realização do controle de qualidade de uma planta medicinal, além da análise das 
características morfológicas e anatômicas da espécie, outros parâmetros também devem ser 
determinados. Na monografia de Stryphnodendron adstringens, devem ser realizados em adição 
a análise dos caracteres morfoanatômicos os ensaios de pureza, que incluem a determinação da 
porcentagem de material estranho; teor de água e a porcentagem de cinzas totais, ou seja, de 
material inorgânico, expõe Brasil (2010). No final de todas as análises realizadas com o objetivo 
de determinar a qualidade e autenticidade do material vegetal, este será considerado aprovado 
ou reprovado.
2 - CONSIDERAÇÕES FINAIS
Após ter lido os conteúdos abordados na Unidade 3 da apostila de Farmacobotânica 
e Farmacognosia, você será capaz de compreender e realizar as principais etapas relacionadas 
com o preparo do material vegetal, incluindo os processos de coleta, herborização, estabilização, 
secagem, cominuição e amostragem. Além de saber diferenciar os grupos de metabólitos 
primários e secundários relacionados com o metabolismo das plantas. Por fim, será possível 
colocar em prática os conhecimentos de morfologia e anatomia adquiridos nas Unidades 1 e 2 
desta apostila.
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04
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO ............................................................................................................................................................ 61
1 - ENSAIOS DE QUALIDADE DO MATERIAL VEGETAL II ..................................................................................... 62
1.1. VERIFICAÇÃO DA PUREZA DA AMOSTRA ....................................................................................................... 62
1.1.1. PESQUISA DE MATERIAL ESTRANHO ........................................................................................................... 62
1.1.2.DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE ..................................................................................................... 62
1.1.3.DETERMINAÇÃO DO TEOR DE CINZAS ......................................................................................................... 63
1.2. AVALIAÇÃO QUALITATIVA E QUANTITATIVA DOS CONSTITUINTES QUÍMICOS ....................................... 63
1.2.1. REAÇÃO HISTOQUÍMICA ............................................................................................................................... 64
1.1.2 REAÇÕES QUÍMICAS DE CARACTERIZAÇÃO DOS METABÓLITOS SECUNDÁRIOS .................................. 66
1.1.3 ANÁLISES QUANTITATIVAS E SEMI-QUANTITATIVAS DE SUBSTÂNCIAS QUÍMICAS ............................. 67
1.1.4 MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS .................................................................................................................... 69
2 - CONSIDERAÇÕES FINAIS .................................................................................................................................. 74
CONTROLE DE QUALIDADE 
DE DROGAS VEGETAIS II
PROF.A MA. NAIARA CÁSSIA GANCEDO
ENSINO A DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
FARMACOBOTÂNICA
E FARMACOGNOSIA
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INTRODUÇÃO
Na Unidade 3, foram discutidos os principais tópicos relacionados com a etapa de 
preparo da matéria-prima vegetal e em seu último tópico, introduziram-se os ensaios realizados 
quando se pretende determinar a qualidade do material vegetal coletado. Nesta unidade, será 
dada continuidade aos ensaios realizados quando se pretende determinar e realizar o controle de 
qualidade de uma determinada espécievegetal, sendo que todas as análises devem ser realizadas 
após a etapa de amostragem. 
Os ensaios de qualidade preconizados na Farmacopeia e em outras literaturas científicas 
objetivam a verificação da identidade botânica do material, da pureza e a caracterização dos 
constituintes químicos da espécie, em especial das substâncias relacionadas com a atividade 
biológica. A qualidade de um material vegetal está relacionada com um conjunto de parâmetros 
pré-definidos que caracterizam a matéria-prima, como o estado de conservação, teor de princípios 
ativos e a pureza. Alguns dos parâmetros da qualidade de determinadas espécies estão descritos 
em monografias farmacopeicas, como no segundo volume da Farmacopeia Brasileira, conforme 
Brasil (2010), trazendo os limites mínimos e máximos aceitáveis dos ensaios de qualidade 
específicos para cada espécie analisada, além das bases científicas que auxiliam quando o material 
vegetal é proveniente de espécies que não constam em uma Farmacopeia.
Na Unidade 4, também serão abordadas as reações histoquímicas que permitem a 
caracterização de grupos de constituintes químicos que auxiliam na identificação de estruturas 
microscópicas, além dos ensaios relacionados com a caracterização qualitativa e quantitativa dos 
metabólitos secundários. 
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1 - ENSAIOS DE QUALIDADE DO MATERIAL VEGETAL II
1.1. Verificação da Pureza da Amostra
Alguns critérios são estabelecidos para verificar a pureza de uma amostra vegetal, tais 
como a pesquisa de materiais estranhos, teor de umidade, cinzas e extrativos e em alguns casos 
especiais, determina-se os índices de intumescimento, amargor e espuma (afrogenicidade). 
Outros testes considerados adicionais para a determinação de contaminantes não são 
inseridos nas monografias específicas, mas são considerados métodos gerais para todas as drogas 
vegetais, como resíduo de metais pesados, resíduo de pesticidas, contaminação microbiana e 
micotoxinas. 
1.1.1. Pesquisa de material estranho
A pesquisa de matéria estranha engloba todos os aditivos que são considerados indesejáveis, 
como fungos, insetos, detritos animais e minerais, outras partes da mesma planta, mas que não 
faz parte do farmacógeno ou, ainda, partes de outras espécies vegetais. Está análise pode ser feita a 
olho nu ou com o auxílio de uma lupa, objetivando pesquisar, identificar e determinar o percentual 
de elementos estranhos na amostra. Quando o material estiver pulverizado, deve-se realizar uma 
pesquisa microscópica dos elementos estranhos, com a ajuda de um estereomicroscópico, cita 
Simões (2004). 
De acordo com a Farmacopeia Brasileira (2010), caso o teor de matéria estranha não 
esteja especificado em uma monografia, a porcentagem de matéria estranha não deve ultrapassar 
2% (m/m). Para a realização desta análise, a amostra é obtida pelo processo de quarteamento 
descrito na Unidade 3. A Farmacopeia Brasileira (2010) classifica os elementos estranhos em três 
categorias:
• Partes do organismo ou organismos dos quais a matéria-prima vegetal deriva, exceto 
aqueles incluídos na definição e descrição da planta, acima do limite de tolerância especificado 
na monografia;
• Quaisquer organismos, porções ou produtos de organismos além daqueles especificados 
na descrição da planta em sua monografia;
• Impurezas de natureza mineral não inerentes à planta, como pedras, areia ou terra.
1.1.2. Determinação do teor de umidade
O teor de umidade, outro aspecto a ser determinado na verificação da pureza da amostra, 
constitui um parâmetro importante para a manutenção da qualidade da matéria-prima vegetal, 
pois o excesso de água proporciona um ambiente favorável para o desenvolvimento de micro-
organismos, levando a deterioração da droga vegetal. 
De maneira geral, os teores de umidade estabelecidos em monografias variam de 8-14%. 
Uma forma de determinar o teor de água é por meio do método gravimétrico, onde o teor de 
água residual é determinado por gravimetria após secagem em estufa a 105ºC. Embora seja um 
método simples, pode levar horas, pois são necessários ciclos de aquecimento-resfriamento, até 
alcançar peso constante. 
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Uma forma de reduzir o tempo de análise é utilizando analisadores de umidade por 
infravermelho (SIMÕES et al., 2004).
1.1.3. Determinação do teor de cinzas 
A determinação do teor de cinzas permite ao analista verificar a presença de impurezas 
inorgânicas não voláteis que podem estar presentes na matéria prima vegetal como contaminantes. 
Tais contaminantes inorgânicos de origem externa incluem areia, pedra, terra, entre outros. Para 
a determinação do teor de cinzas, o material é colocado em cadinho de porcelana previamente 
tarado, e após é incinerado até peso constante. Esse ensaio deve ser realizado em triplicata, sendo 
que a técnica está detalhadamente descrita na Farmacopeia Brasileira (2010), como descritar: 
Pesar 3 g da amostra pulverizada ou a quantidade especificada na monografia da espécie vegetal. 
Transferir para cadinho previamente tarado. Distribuir a amostra uniformemente no cadinho e 
incinerar em mufla aumentando, gradativamente, a temperatura até, no máximo, 600 ± 25 ºC, até 
que todo o carvão seja eliminado. Resfriar em dessecador e pesar. 
1.2. Avaliação Qualitativa e Quantitativa dos Constituintes 
Químicos
Todos os métodos analíticos utilizados na determinação dos constituintes químicos de 
um material vegetal, devem ser validados, sendo considerado estatisticamente as variações nos 
resultados dos ensaios quantitativos. Todas as análises da matéria-prima devem ser realizadas em 
triplicata, calculando-se a média e o coeficiente de variação de cada análise. 
A precisão de um método analítico pode ser expressa com a determinação do desvio 
padrão ou desvio padrão relativo, também denominado de coeficiente de variação (CV) de uma 
série de medidas, não se admitindo valores superiores a 5%. Neste tópico, serão abordados os 
principais testes e reações utilizadas para a identificação qualitativa, ou seja, para a determinação 
da classe de metabólitos secundários que determinada substância pertence (reações histoquímicas 
e reações de caracterização química), além da avaliação quantitativa destas substâncias. 
A validação analítica é definida como “a avaliação sistemática de um método 
por meio de ensaios experimentais de modo a confirmar e fornecer evidências 
objetivas de que os requisitos específicos para seu uso pretendido são atendidos”, 
demonstrando que o método analítico produz resultados confiáveis e que a 
metodologia está adequada para a finalidade a que se destina (BRASIL, 2017).
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1.2.1. Reação histoquímica
É definida como o ramo da histologia que estuda a constituição química das células e dos 
tecidos, cujo objetivo é evidenciar a natureza das paredes e inclusões celulares. 
A partir das análises histoquímicas, é possível realizar uma avaliação qualitativa dos 
constituintes químicos presentes no material vegetal, além de permitir que o analista identifique 
o local onde os compostos de interesse estão distribuídos. Não é recomendado o uso de material 
vegetal preparado em água fervente, sendo preferido a utilização de material fresco. É indispensável 
analisar um controle em cada teste histoquímico, seja pela remoção do composto que se deseja 
detectar ou comparando o resultado obtido no teste com algum órgão que sabidamente apresente 
o composto. Deve-se, também, observar o corte fresco em água, com o objetivo de reconhecer 
a coloração natural do material. Caso o material foi previamente fixado, este deve ser cortado e 
observado em água, garantindo que não haja confusão ou um resultado errôneo do teste, devido 
a presença de artefatos coloridos produzidospela fixação ou conservação da amostra, segundo 
Oliveira (1998). Os principais reativos empregados nas reações histoquímicas estão descritos nas 
Tabelas 1 e 2, afirma Soares e Farias (2017). 
De acordo com a Farmacopeia Brasileira (2010), para Cymbopogon citratus (Capim Limão), 
nas análises histoquímicas as células secretoras da bainha e da lâmina foliar são visualizadas em 
reação com lugol, comprovando a presença de grãos de amido, em material fresco ou seco. 
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Tabela 1 - Reagentes e constituintes analisados em reações histoquímicas. Fonte: Soares e Farias (2017).
Tabela 2 - Reagentes e constituintes analisados em reações histoquímicas. Fonte: Soares e Farias (2017).
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1.1.2 Reações químicas de caracterização dos metabólitos 
secundários
As reações químicas de caracterização permitem identificar a presença de grupos 
de substâncias pertencentes ao metabolismo secundário em plantas, como por exemplo, 
flavonoides, alcaloides, esteroides, taninos, entre outros. Estas reações podem ser inespecíficas, 
quando ocorrem por meio de grupos funcionais ou estruturas comuns a várias substâncias, ou 
consideradas reações específicas, quando ocorrem somente com estruturas típicas e características 
de uma única classe de substâncias. 
A análise dos metabólitos secundários exige uma extração prévia e, em alguns casos, 
necessita de metodologias específicas como na análise dos metabólitos secundários da classe 
dos alcaloides, segundo Farias (2004) e Soares & Farias (2017). As tabelas 3 e 4 contém alguns 
exemplos de reações de caracterização dos principais metabólitos secundários.
Tabela 3 - Exemplo de Reações Químicas de caracterização de constituintes vegetais. Fonte: Farias (2004).
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Tabela 2 - Reagentes e constituintes analisados em reações histoquímicas. Fonte: Soares e Farias (2017).
1.1.3 Análises quantitativas e semi-quantitativas de substâncias 
químicas
Os ensaios quantitativos e semi-quantitativos são utilizados quando se pretende determinar 
o teor de substâncias ativas presentes em drogas vegetais. Normalmente, determina-se o teor de 
um grupo de substâncias, como por exemplo, alcaloides totais, taninos totais, polifenóis totais. 
Deve-se levar em consideração que o teor dos constituintes químicos de determinada 
espécie vegetal pode variar dependendo da época, horário e local de coleta, formas de cultivo, 
condições climáticas, idade do material vegetal, período e condição de armazenamento, como 
pode ser visualizado na Figura 2. Portanto, torna-se necessário a definição do limite mínimo 
aceitável, que se baseia em estudos científicos sistemáticos que permitem a definição dos teores 
mínimos aceitáveis em matérias-primas vegetais, conforme Farias (2004). 
“Indicação de leitura” [Para mais informações do tema reações químicas de 
caracterização de metabólitos secundários, acessar o site da Sociedade Brasileira 
de Farmacognosia, 2018.
Disponível em: ].
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Como exemplo, tem-se a monografia da espécie Cymbopogon citratus (DC.) Stapf 
(Capim Limão) descrita na Farmacopeia Brasileira (2010): “A droga vegetal é constituída de 
folhas dessecadas contendo, no mínimo, 0,5% de óleo volátil. O óleo volátil é constituído de, no 
mínimo, 60% de citral”.
Figura 2 - Principais fatores que podem influenciar o acúmulo de metabólitos secundários em plantas. 
Fonte: Gobbo-Neto e Lopes (2007).
O doseamento dos constituintes químicos é realizado de acordo com o tipo de substância, 
por meio do emprego de metodologias adequadas. Para drogas contendo óleos voláteis, preconiza-
se a extração do óleo essencial pela metodologia de arraste de vapor d’água, utilizando, por 
exemplo, o aparelho de Clevenger (Figura 3). Flavonoides, taninos, alcaloides, antraquinonas, 
podem ser dosados com o emprego de métodos espectroscópicos. Estes métodos exigem a 
extração e tratamento específico para cada grupo de substâncias. Entretanto, a generalização 
destas técnicas nem sempre é possível, sendo necessárias adaptações da metodologia para uma 
droga específica e realização da validação da metodologia usada, afirma Farias (2004). 
Figura 3 - Extração de óleos essenciais pelo aparelho de Clevenger. Fonte: UNIFASV (2018).
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Para alguns compostos podem ser empregados métodos semi-quantitativos, baseados em 
atividades biológicas ou propriedades físico-químicas, como o índice de intumescimento, para 
drogas que contem mucilagens; o índice de amargor, para plantas amargas e o índice de espuma, 
para drogas contendo saponinas, menciona Farias (2004). 
Uma das estratégias mais importantes para o controle de qualidade de matérias-primas e 
produtos derivados de material vegetal é a identificação e quantificação de compostos químicos 
específicos, também denominados de marcadores. Normalmente são determinados um ou mais 
compostos que sejam responsáveis pela atividade terapêutica; ou que apresentem evidências de 
suas contribuições para a resposta clínica (marcadores ativos) ou aqueles que são quimicamente 
relevantes (marcadores analíticos). Existem também compostos que trazem risco aos usuários e 
que devem estar dentro dos limites máximos (marcadores negativos), coloca Farias (2004). 
1.1.4 Métodos cromatográficos
A avaliação quantitativa dos metabólitos secundários e de marcadores, pode ser realizada 
por meio de uma caracterização cromatográfica. É muito comum a utilização de métodos analíticos 
cromatográficos, devido a eficiência na separação de uma mistura química complexa, além de 
serem capazes de detectar compostos em concentrações reduzidas devido a alta sensibilidade 
destes métodos. Os métodos cromatográficos permitem a separação e isolamento de substâncias 
químicas (cromatografia preparativa), além de servirem para fins de identificação e análise de 
misturas e de substâncias isoladas (cromatografia analítica), aponta Falkenberg (2004). 
Durante a passagem da fase móvel sobre a fase estacionária, os componentes da mistura são 
distribuídos pelas duas fases, sendo as substâncias retidas de forma seletiva pela fase estacionária, 
resultando em migrações diferenciais. Dependendo da forma física do sistema de cromatografia, 
tem-se a cromatografia em coluna e a cromatografia planar. Quando é considerado o estado físico 
da fase móvel utilizada, tem-se a cromatografia líquida (fase móvel é um líquido) e cromatografia 
gasosa (fase móvel é um gás) (Figura 4).
A cromatografia constitui um processo físico-químico utilizado para a separação 
dos componentes de uma mistura, realizada por meio da distribuição dos 
compostos em duas fases que estão em contato íntimo: fase estacionária e fase 
móvel] (COLLINS, 2006).
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Figura 4 - Aparelho de Cromatografia Gasosa (CG). Fonte: Nicésio (2012).
A cromatografia líquida ainda se divide em cromatografia clássica, feita em colunas de 
vidro, sob pressão atmosférica (Figura 5) e em cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE) 
(Figura 6), que utiliza coluna metálicas e altas pressões. Chama-se de cromatografia líquida de 
fase normal, quando a fase estacionária é mais polar que a fase móvel, e de cromatografia líquida 
de fase reversa, quando a fase móvel é mais polar que a fase estacionária, expõe Collins (2006).
Figura 5 - Cromatografia Clássica (CC). Fonte: Nisecio (2012).
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Figura 6 - Esquema de Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE). Fonte: Nicesio (2012).
A cromatografia também pode ser classificada de acordo com o mecanismo de separação, 
que pode ser físico, químico ou mecânico. Dentre os processos físicos, tem-se a adsorção, na qual 
a fase estacionária pode ser de sílica ou de alumina, um exemplo é a cromatografia em camada 
delgada e a absorção ou partição, tendo como exemplo a cromatografia em papel (Figura 7). 
Em relação aos processos químicos, tem-se a cromatografia por troca iônica (Figura 8) e nos 
processos mecânicos, um exemplo é a cromatografia por exclusão (Figura 9), como exemplo a 
utilização de Sephadex® como fase estacionária, mostra Collins (2006). 
Figura 7 - Mecanismo cromatográfico de adsorção (A) e partição/absorção (B). Fonte: Colins (1997).
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Figura 8 - Mecanismo cromatográfico de troca iônica. Fonte: Colins (1997).
Figura 9 - Mecanismo cromatográfico de exclusão. Fonte: Colins (1997).
Pelo fato de ser um método útil e fácil de ser realizado, neste tópico será dada ênfase ao 
método de cromatografia em camada delgada (CCD).
A cromatografia em camada delgada (CCD) consiste na separação dos componentes de 
uma mistura, por meio da migração diferencial das substâncias sobre uma camada delgada de 
adsorvente retido sobre uma superfície plana, que constitui a fase estacionária. Algumas das 
vantagens desta técnica são: fácil compreensão e execução, permite separações rápidas, apresenta 
reprodutibilidade e baixo custo. Além disso, a cromatografia em camada delgada pode ser uma 
técnica analítica (qualitativa) ou preparativa (quantitativa), segundo Collins (2006).
[Uma revisão interessante do tema Cromatografia pode ser vista no vídeo: PINTO, 
G.A. 2014. Cromatografia em Camada Delgada 
.
Acesso em: 24 jun. 2018].
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O processo de separação na CCD, normalmente é o de adsorção, podendo ocorrer também 
partição ou troca iônica, quando são utilizadas fase estacionárias tratadas. Entre os adsorventes 
disponíveis, ou seja, a fase estacionária, tem-se a sílica (SiO2), alumina (Al2O3), poliamida e 
celulose. A sílica é um dos adsorventes mais utilizados em cromatografia em camada delgada, 
sendo empregada na separação de compostos lipofílicos como aldeídos, cetonas, fenóis, ácidos 
graxos, aminoácidos, alcaloides, terpenoides e esteroides, usando o mecanismo de adsorção, 
aponta Collins (2006). 
Em alguns casos, pode ser necessário a ativação das placas de CCD. A sílica e alumina, 
podem ser ativadas a 105-110ºC por 30-60 min. Outra etapa importante é a escolha da fase móvel, 
devendo ser considerado a natureza química das substâncias a serem separadas e a polaridade 
da fase móvel, que pode ser pura ou uma mistura de solventes. As amostras são aplicadas nas 
cromatoplacas na forma de soluções, com o auxílio de capilares, utilizando solventes bem voláteis, 
que são facilmente eliminados após a aplicação e com a distância de 1 cm entre cada amostra. As 
placas são então colocadas em uma cuba, contendo a fase móvel cobrindo todo o fundo da cuba 
em uma altura inferior a aplicação das amostras. Junto as paredes da cuba são colocados pedaços 
de papel filtro que permitem que a fase móvel suba por ele e sature o interior da cuba, mostra 
Collins (2006). 
Após o desenvolvimento das cromatoplacas, as placas são secas e reveladas, para que 
seja possível visualizar as substâncias incolores presentes na amostra. Os métodos de revelação 
empregados podem ser físicos e não destrutivos, como a luz UV nos comprimentos de 254 nm 
e 366 nm, câmara de iodo e vapores de amônia ou métodos químicos e destrutivos, como o uso 
de ácido sulfúrico (H2SO4), vanilina sulfúrica e cloreto férrico (FeCl2), seguida de aquecimento, 
100-120°C, para que a reação cromogênica ocorra. Não se deve esquecer de marcar a distância 
percorrida pela fase móvel e pela amostra para realizar o cálculo do Rf (fator de retenção). O valor 
de retenção é considerado um parâmetro físico que ajuda na identificação de uma substância 
específica (Figura 10). 
[Um medicamento fitoterápico pode conter na sua formulação substâncias 
isoladas? Não! De acordo com a Resolução da Diretoria Colegiada (RDC) nº26 de 
2014 da ANVISA, o termo fitoterápico é definido como um produto obtido de matéria-
prima ativa vegetal, exceto substâncias isoladas. Possui as seguintes finalidades: 
profilática, curativa ou paliativa e pode ser considerado simples, quando o ativo é 
proveniente de uma única espécie vegetal medicinal, ou composto, quando o ativo 
é proveniente de mais de uma espécie vegetal] (BRASIL, 2014).
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Figura 10 - Cromatoplaca obtida pelo método de Cromatografia em Camada Delgada. Fonte: Química 
Suprema, 2018.
 
2 - CONSIDERAÇÕES FINAIS
Com os conteúdos abordados na Unidade 4 da apostila de Farmacobotânica e 
Farmacognosia, você será capaz de compreender e realizar os principais ensaios quando se 
pretende determinar o controle de qualidade de uma determinada espécie vegetal, relacionados 
com a caracterização dos constituintes químicos pertencentes ao metabolismo primário de 
plantas, abordados nos tópicos: histoquímica vegetal, testes qualitativos de caracterização 
química e ensaios quantitativos e semi-quantitativos, incluindo os métodos cromatográficos. 
Dessa forma, após ter lido e estudado todos os tópicos abordados nesta apostila, você será capaz 
de realizar e compreender cada metodologia desenvolvida durante a determinação do controle 
de qualidade de matérias-primas de origem vegetal.
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Figura 3 - Arranjo das microfibrilas na parede celular primária (A) e na parede celular primária e secundária 
(B). Fonte: Kraus (2006).
Diferentes tipos de pontoações podem ser formados como consequência da deposição 
diferencial da parede secundária sobre a primária, sendo os dois tipos mais comuns a pontoação 
simples e a pontoação areolada (Figura 4), informa KRAUS (2006). 
Figura 4 - Esquema de tipos de pontoações. Pontoação simples (A). Pontoação areolada (B). Pontoação 
areolada com toro (C). Pontoação semi-areolada (D). Fonte: Kraus (2006).
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1.1.2. Membrana Plasmática
A membrana plasmática está depositada internamente a parede celular e envolve o 
citoplasma. É composta por uma bicamada lipídica fluída, com proteínas inseridas, além de 
carboidratos e alguns lipídeos ligados a estas proteínas (Figura 5). A camada lipídica possui 
uma porção polar, voltada para fora e uma porção apolar, voltada para dentro. A composição 
da membrana plasmática varia em diferentes células, porém os lipídeos mais abundantes 
são os fosfolipídios. A membrana plasmática tem como função controlar a entrada e a saída 
de substâncias da célula, é considerada semipermeável e seletiva e é responsável por manter a 
integridade física e funcional da célula, explica Kraus (2006). 
Figura 5 - Estrutura da membrana plasmática. Fonte: Aleixo (2018).
1.1.3. Citoplasma
O citoplasma é constituído por uma matriz fluída onde estão inseridos o núcleo e as 
organelas, local chamado de citosol, sendo delimitado pela membrana plasmática. A água é o seu 
principal componente, além da presença de proteínas, carboidratos, lipídios, íons e metabólitos 
secundários. Diversas são as funções do citoplasma, como a de realizar as reações bioquímicas 
necessárias à vida da célula; facilitar a troca de substâncias dentro da célula e entre as células 
adjacentes; acumular substâncias do metabolismo primário e secundário da planta, afirma Kraus 
(2006). 
1.1.4. Vacúolo
O vacúolo é uma estrutura característica da célula vegetal, sendo delimitado por 
uma única membrana, o tonoplasto. As células meristemáticas contêm numerosos vacúolos 
pequenos que se fundem em um único vacúolo conforme a célula expande. É constituído por 
água, substâncias inorgânicas como íons de cálcio, potássio, cloro, sódio e fosfato; e orgânicas 
como açúcares, ácidos orgânicos, proteínas, pigmentos, alcaloides, entre outras. Muitas dessas 
substâncias encontram-se dissolvidas em água. O conteúdo vacuolar é ácido, com pH próximo 
de 5, comenta Kraus (2006).
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 O vacúolo participa de vários processos metabólicos celulares, possuindo diferentes 
funções e propriedades, como ser osmoticamente ativo; participar da manutenção do pH da 
célula; responsável pela autofagia, ou seja, digestão de outros componentes celulares; serve 
como compartimento de armazenamento, no qual íons, proteínas e metabólitos secundários 
são acumulados; pode acumular inclusões na forma de cristais prismáticos, drusas, estiloides e 
ráfides de oxalato de cálcio ou outros compostos (Figura 6), conforme Kraus (2006).
Figura 6 - Células de Struthanthus vulgaris com vacúolo contendo substâncias fenólicas (A) (seta) e célula 
parenquimática de Pilea cardierei contendo drusa (B), ambos em secção transversal. Fonte: Kraus (2006).
1.1.5. Plastídios
Os plastídios são característicos das células vegetais, derivam do proplastídio e possuem 
formas e tamanhos diferentes. Classificam-se de acordo com a presença ou ausência de pigmento 
ou com o tipo de substância que acumulam. Os plastídios são divididos em três grupos: 
cloroplastos, cromoplastos e leucoplastos. Os cloroplastos e os cromoplastos possuem pigmento, 
já os leucoplastos não possuem pigmento e acumulam substâncias, cita Kraus (2006).
Na presença de luz, o proplastídio transforma-se em cloroplasto; na ausência desta, origina 
o estioplasto. O proplastídio pode dar origem ao amiloplasto e ao cromoplasto na presença ou 
ausência de luz. O cloroplasto pode se transformar em amiloplasto e cromoplasto e vice-versa. 
O amiloplasto transforma-se em cromoplasto, mas não ocorre o inverso (Figura 7), expõe Kraus 
(2006). 
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Figura 7 - Esquema dos diferentes tipos de plastídio, sua formação e interconversão. Fonte: Kraus (2006).
 Os cloroplastos possuem pigmento importante para a fotossíntese, as clorofilas e são 
encontrados em todas as partes verdes da planta. Os cromoplastos são plastídios portadores 
de pigmentos carotenoides. Na maioria das vezes, podem ser encontrados nas flores, frutos e 
algumas raízes, sendo responsáveis pelas cores amarelo, laranja ou vermelho. Os leucoplastos 
são plastídios que não possuem pigmentos e armazenam substâncias. Quando os leucoplastos 
armazenam amido são chamados de amiloplastos e são encontrados em tecidos ou órgãos de 
reserva, como no tubérculo da batata (Solanum tuberosum L.) e na raiz da mandioca (Manihot 
esculenta Crantz.). Os amiloplastos podem ser simples, quando contêm um único grão de amido 
ou composto, contêm vários grãos de amido. Quando os leucoplastos armazenam proteínas, são 
denominados proteinoplastos, mostra Kraus (2006). 
1.1.6. Complexo de Golgi
Nas células vegetais a função do complexo de Golgi está associada à síntese de compostos 
não-celulósicos da parede celular, como pectinas e hemicelulose, além da síntese de vesículas 
secretoras, cita Kraus (2006).
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Figura 7- Esquema do complexo de Golgi, secionado longitudinalmente (A) e do sistema de endomembranas 
(B). Fonte: Kraus (2006). 
1.1.7. Mitocôndria
As mitocôndrias são responsáveis pela respiração aeróbica celular e, assim como os 
plastídeos são delimitadas por duas membranas. A partir das moléculas orgânicas de piruvato, 
originadas da quebra da glicose no citoplasma, obtém-se energia na forma de moléculas de ATP 
(adenosina trifosfato), que serão utilizadas pela célula em atividades que demandem energia 
(Figura 8), informa Kraus (2006). 
Figura 8 - Esquema de mitocôndria em secção transversal. Fonte: Kraus (2006).
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1.1.8. Ribossomo
 Os ribossomos são estruturas pequenas, constituídos de proteínas e RNA. Constituem 
o sítio de associação dos aminoácidos, sendo responsáveis pela síntese proteica, coloca Kraus 
(2006).
1.1.9. Retículo endoplasmático
O retículo endoplasmático, quando associado ao ribossomo é denominado de retículo 
endoplasmático rugoso, sendo importante para a síntese proteica de exportação. Quando não 
está associado ao ribossomo é chamado de retículo endoplasmático liso, tendo papel importante 
na síntese lipídica. O retículo endoplasmático funciona como um sistema de comunicação, 
possibilitando a distribuição de substâncias, menciona Kraus (2006). 
1.1.10. Núcleo
No núcleo está contido a maior parte da informação genética da célula. O núcleo é 
responsável por controlar todas as atividades da célula, determinando quando e quais proteínas 
devem ser produzidas, regulando assim, o metabolismo celular. É responsável pela formação de 
todos os ribossomos da célula, exceto os presentes nos plastídios e nas mitocôndrias, comenta 
Kraus (2006). 
1.2 Microtécnica Vegetal
 O conjunto de operações relacionadas com a preparação de materiais de origem vegetal 
para o estudo microscópico é denominado de microtécnica vegetal, aponta Oliveira & Akissue 
(2000) e Oliveira (1998). 
Após ser realizada a coleta do material vegetal este deve ser fragmentadoem pedaços 
menores com o objetivo de facilitar a penetração do fixador. A fixação tem como finalidade 
preservar e fixar os detalhes do material. Os ingredientes presentes nas formulações utilizadas no 
processo de fixação permitem o equilíbrio entre as reações de plasmólise e turgência, conferindo 
rigidez ao material. 
Como pode ser definido os termos plasmólise e turgência? Na plasmólise ocorre 
a retração do volume celular por perda de água. Já a turgência é a distensão da 
parede de uma célula vegetal por ganho de água (OLIVEIRA e AKISSUE, 2000; 
OLIVEIRA et al., 1998)
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O fixador mais utilizado é o FAA (Formaldeído 37%, ácido acético glacial e álcool etílico 
50 ou 70% (5:5:9, v/v)), trata-se de um fixador energético e rápido (JOHANSEN, 1940). Após a 
etapa de fixação (48 h), o material é lavado para que todo o fixador seja removido e, em seguida, 
realiza-se a desidratação do material vegetal. O agente desidratante comumente utilizado é o 
álcool etílico, devendo ser realizada uma série alcoólica com intervalos de 30 minutos de álcool 
30, 40, 50, 60 e 70%. O material conservado em etanol 70% será seccionado a mão livre com 
a ajuda de uma lâmina de barbear nova. Outra opção é a montagem do material em parafina 
e a realização das secções em micrótomo, porém este método é mais trabalhoso e demorado, 
segundo Oliveira & Akissue (2000) e Oliveira (2014). 
Com o auxílio de um pincel, os cortes são depositados em um recipiente contendo água 
destilada e após escolher os melhores (cortes finos e transparentes), realiza-se o clareamento, 
utilizando uma solução de hipoclorito de sódio 30% ou 50 %, dependendo da consistência do 
material vegetal. Após descolorido o material é lavado com água destilada e, em seguida, corado, 
explica Oliveira & Akissue (2000) e Oliveira (1998 e 2014). 
Segundo a Farmacopeia Brasileira (2010), os métodos de coloração podem ser classificados 
em simples, quando se utiliza somente um corante, ou composto, quando são utilizados dois 
ou mais corantes diferentes. Alguns exemplos de coloração simples disponíveis na Farmacopeia 
Brasileira (2010) incluem:
• Solução de safranina a 1% (p/v) em etanol: coloração de cutina, lignina e suberina;
• Solução de Fast Green a 0,5% (p/v) em etanol: coloração de celulose;
• Azul de Astra a 1% (p/v) em etanol: coloração de compostos pécticos da lamela média 
e parede.
Como exemplo de mistura de corantes tem-se a safranina e o Azul de Astra, que colorem 
a lignina de vermelho e a celulose de azul, respectivamente. Por fim, o material vegetal é montado 
entre lâmina e lamínula em gelatina com glicerina, estando pronto para a análise microscópica, 
comenta Brasil (2010). 
1.3 Morfologia e Anatomia de Folhas
Em um estudo morfológico e anatômico de folhas, colhem-se amostras de diversos ramos, 
realizando-se a análise macroscópica. Após a montagem das lâminas, as amostras estão prontas 
para a análise dos caracteres microscópicos. 
Para mais informações e melhor entendimento do tema microtécnica vegetal, 
acessar: BRASIL, 2010. Métodos de Farmacognosia.
Disponível em: ].
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1.3.1. Morfologia de folhas
Segundo Oliveira e Akissue (2000), três regiões devem ser levadas em consideração nos 
estudos morfológicos de folhas: o limbo ou lâmina foliar, o pecíolo e a base foliar. 
Uma folha é considerada completa quando possui bainha (porção basal alargada), pecíolo 
(pedúnculo da folha) e limbo (lâmina da folha), podendo ou não apresentar estípulas. Uma folha 
é incompleta quando apresenta bainha e limbo (comum em monocotiledôneas), sendo chamada 
de invaginante. A folha que possui somente limbo é chamada de séssil e a que possui apenas 
pecíolo achatado é denominada filódio. A folha ainda pode ser simples ou composta, nesta última 
possui o limbo formado por folíolos (Figura 9), coloca Menezes (2006). 
Figura 9 - Exemplo de folha simples incompleta e composta completa. Fonte: Ciências Biológicas (2016).
Segundo Oliveira (2014), uma folha simples pode apresentar o limbo subdividido e ser 
denominada:
• Lobada: folha com limbo parcialmente dividido em um número de segmentos que 
podem ser iguais entre si ou não; 
• Fendida: folha com recortes que chegam bem próximos ou até a metade do limbo; 
• Partida: folhas com recortes que vão além da metade do limbo;
• Secta: folhas com recortes profundos que atingem a nervura principal, porém, não 
formam folíolos.
As folhas compostas podem ser classificadas quanto à composição, ou seja, em relação ao 
arranjo dos folíolos nos pecíolos. De acordo com Oliveira (2014) e as definições de Golçalves e 
Lorenzi (2011), os tipos de folhas compostas mais comuns são:
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• Folha pinada: podendo ser paripenada (folha composta cujo ápice sempre termina em 
um par de folíolos) ou imparipenada (folha composta com ápice terminando sempre com um 
número ímpar de folíolos);
• Folha trifoliada: folha composta que apresenta três folíolos;
• Folha digitada ou palmada: folha composta onde duas ou mais nervuras irradiam de um 
mesmo ponto na base, formando uma estrutura semelhante a palma da mão.
Uma forma de diferenciar a folha dos folíolos é o fato de que, somente a folha apresenta em 
sua base uma gema axilar, cita Menezes (2006). Para determinar as características morfológicas 
de folhas são realizadas análises relacionadas com o aspecto geral, consistência, forma, tamanho, 
transparência, superfície, cor, sabor e odor, expõe Oliveira & Akisue (2000) e Oliveira (2014).
De acordo com Oliveira (2014), a consistência está relacionada com a resistência que a 
planta apresenta a certas ações mecânicas, como flexão e pressão, podendo a folha ser classificada 
como dura, mole, friável e flexível. A folha também pode ser classificada como:
• Coriácea: consistência endurecida, semelhante de couro – exemplo: Abacate (Persea 
americana Miller);
• Membranácea: consistência de membrana – exemplo: Sene (Cassia angusfolia Vahl);
• Papirácea: consistência de papel – exemplo: Malva (Malva sylvestris L.);
• Carnosa ou Suculenta – exemplo: Guaco (Mikania glomerata Sprengel);
• Herbácea: sinonímia de consistência membranácea e papirácea.
De acordo com Oliveira (2014) e as definições de Gonçalves e Lorenzi (2011), em relação 
ao contorno foliar as folhas podem ser classificadas como (Figura 10): 
• Lanceolada: limbo mais largo próximo à base, razão comprimento: largura está entre: 
6:1 e 3:1;
• Oval: limbo mais largo próximo a base, razão comprimento: largura está entre: 2:1 e 3:2;
• Elíptica: limbo mais largo na região mediana, razão comprimento: largura está entre: 
2:1 e 3:2;
• Orbicular: limbo com contorno perfeitamente circular;
•Cordiforme ou cordada: limbo apresenta formato de coração, possui ápice pontiagudo 
e lobos basais arredondados;
• Falciforme: limbo levemente curvado com um lado mais estreito que o outro;
• Reniforme: limbo em formato semelhante de um rim, com as extremidades arredondadas; 
• Romboidal ou Rômbica: limbo em formato de um losango; 
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• Linear: limbo de estrutura estreita, com as duas margens paralelas no sentido de seu 
comprimento;
• Oblonga: limbo com ápice e base obtusos e margens paralelas;
• Subulada: limbo linear com um ápice longamente estreitado;
• Orbicular-peltada;
• Oboval: limbo mais largo próximo ao ápice, razão comprimento: largura está entre: 2:1 
e 3:2;
• Acicular: limbo reduzido, semelhante a uma agulha.
Figura 10 - Formas de folhas quanto ao contorno. Fonte: Oliveira (2014).
A região doápice está localizada na parte extrema da folha, ou seja, sua parte terminal. 
De acordo com Oliveira et al. (2014) e as definições de Golçalves e Lorenzi (2011), os principais 
tipos de ápice são (Figura 11):
• Emarginado: ápice arredondado, contendo uma incisão aguda na extremidade;
• Acuminado: ápice com margens que se afilam em um ângulo obtuso e passam a afilar-
se, abruptamente, em um ângulo agudo, formando uma projeção; 
• Agudo: folha cuja as margens são retas e aproximam-se entre si em um ângulo de 90º;
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• Obtuso: as margens foliares (retas ou redondas) aproximam-se entre si em um ângulo 
maior que 90º;
• Mucronado: ápice foliar que se apresenta continuado por uma porção pontiaguda, 
rígida, representada pela nervura central;
• Truncado: ápice que termina abruptamente.
Figura 11 - Formas de folhas quanto ao ápice. Fonte: Oliveira (2014).
A região da base é a porção foliar onde o pecíolo está inserido. De acordo com Oliveira 
et al. (2014) e as definições de Golçalves e Lorenzi (2011), os principais tipos de base são (Figura 
12):
• Atenuada: base cujas margens retas ou levemente curvadas transitam para um apêndice 
longo e agudo; 
• Arredondada: base foliar que se apresenta como um semi-circulo;
• Amplexicaule: base da folha é uma bainha que envolve totalmente o caule;
• Cuneata: base foliar com margens que se juntam em um ângulo de 45º em relação a 
nervura central;
• Decorrente: limbo se prolonga abaixo do ponto de inserção, tornando-se mais estreita 
em direção a base; 
• Reentrante; 
• Assimétrica;
• Simétrica.
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Figura 12 - Tipos de base foliar. Fonte: Oliveira (2014).
A margem foliar corresponde ao limite externo do limbo. De acordo com Oliveira (2014) 
e as definições de Golçalves e Lorenzi (2011), as folhas podem possuir margem (Figura 13):
• Inteira (lisa): margem praticamente destituída de divisão ou ondulação marcante;
• Sinuada: margem foliar que apresentam uma sucessão de concavidades e convexidades;
• Crenada: margem foliar dividida em pequenos lobos arredondados e obtusos;
• Denteada: margem foliar dividida em pequenos lobos agudos;
• Serrilhada: margem foliar dividida em pequenos lobos agudos direcionados para o 
ápice;
• Revoluta: margem enrolada em direção a face abaxial; 
• Mucronato-serrata.
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Figura 13 - Tipos de folhas quanto ao recorte da margem. Fonte: Oliveira (2014).
O limbo contém nervuras que podem ser classificadas dependendo de como estão 
dispostas na folha. De acordo com Oliveira (2014) e as definições de Golçalves e Lorenzi (2011), 
os principais tipos de venação são (Figura 14):
• Univérvia: folha que possui uma única nervura saliente;
• Peninérvia: as nervuras formam um arranjo semelhante a uma pena;
• Palmatinérvia: as nervuras formam um formato semelhante à palma da mão; 
• Curvinérvia: tipo de venação onde as nervuras secundárias surgem desde a base e 
paralelas à nervura central, semelhante a uma curva;
• Paralelinérvea: tanto as nervuras principais quanto as menores são paralelas entre si;
• Mista.
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Figura 14 - Tipos de folhas quanto à nervação. Fonte: Oliveira (2014).
Além da análise morfológica do limbo foliar, o pecíolo, quando presente, também deve 
ser analisado. O pecíolo é o pedúnculo que liga a lâmina foliar ao caule, podendo ou não estar 
inserido na margem do limbo. Em uma análise farmacognóstica, alguns aspectos morfológicos 
do pecíolo são importantes quando se pretende identificar uma espécie vegetal, incluindo o 
aspecto geral (inserção, secção transversal, odor, sabor), superfície, tamanho e transparência, 
segundo Oliveira (2014).
De acordo com Oliveira (2014), quanto ao aspecto geral, os pecíolos podem ter a forma 
achatado, torcido, curvo ou reto. Em relação a inserção do pecíolo no limbo, pode ser central ou 
lateral (marginal). Em secção transversal os pecíolos podem apresentar forma circular, obtuso 
triangular, obtuso quadrangular, côncavo-convexo, biconvexo e circular (Figura 15).
Figura 15 - Pecíolo quanto a secção transversal. Circular (1). Obtuso triangular (2). Obtuso quadrangular 
(3). Côncavo-convexo (4). Biconvexo (5). Oval (6). Fonte: Oliveira (2014).
A superfície do limbo pode ser classificada quanto ao tato em lisa, áspera, sedosa, 
lanuginosa (superfície coberta por tricomas longos, densos, curvados com aspecto de lã), 
tomentosa (superfície coberta de tricomas curtos, rígidos e densos) e, quanto à visão em glabra 
(superfície sem tricomas), pubescente (superfície coberta de tricomas curtos, frágeis e densos), 
rugosa (superfície cobertas com elevações côncavas), ondulada, pilosa (superfície com tricomas) 
e verrucosa (superfície coberta por proeminências irregulares), afirma Oliveira (2014). 
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1.3.2. Anatomia de folhas
De acordo com Menezes (2006), as folhas são constituídas pelos seguintes tecidos: 
• Sistema dérmico: diferenciado da protoderme, constitui a epiderme e reveste a superfície 
foliar, normalmente composta por uma única camada de células, ou seja, unisseriada, mas podendo 
ser também multisseriada ou estratificada (Figura 16), com paredes celulares retas, ondeadas ou 
sinuosas. Denominam-se de epiderme adaxial (epiderme superior) e abaxial (epiderme inferior). 
Uma característica importante das células epidérmicas é a cutícula, constituída de cutina e cera. 
A principal função da epiderme é a de revestimento, impedindo a ação de choques mecânicos, a 
invasão de agentes patogênicos, além de restringir a perda de água;
• Sistema fundamental: originado do meristema fundamental, constitui o mesofilo da 
lâmina foliar e o córtex da nervura mediana e do pecíolo;
• Sistema vascular (xilema e floema): proveniente do procâmbio, constitui os tecidos 
vasculares das nervuras, sendo comum a presença de fibras envolvendo os feixes vasculares. As 
fibras são células longas, com paredes celulares secundárias grossas, geralmente lignificadas e 
com as extremidades afiladas. O xilema é o tecido que é responsável pelo transporte de água e 
solutos a longa distância, enquanto que o floema é o principal tecido de condução de materiais 
orgânicos e inorgânicos em solução nas plantas vasculares. As substâncias presentes na solução 
floemática incluem água, carboidratos na forma de sacarose, substâncias nitrogenadas como 
aminoácidos e amidas, lipídios, ácidos orgânicos, ácidos nucléicos, substâncias reguladoras de 
crescimento, vitaminas e íons inorgânicos. 
Figura 16 - Epidermes em vista paradérmica. Parede sin…uosa (A). Parede reta (contorno poligonal) (B). 
Parede ondeada (C). Parede reta espessada (D). Fonte: Oliveira (2014).
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[Uma revisão interessante do tema histologia vegetal pode ser vista no vídeo: 
Canal de Biologia professor Guilherme. Histologia Vegetal: Introdução – Aula 08 
– Módulo V: Botânica. 2016. 
Disponível em: . 
Acesso em: 10 jun. 2018].
O mesofilo compreende os tecidos presentes entre as epidermes adaxial e abaxial e o 
sistema vascular da folha, sendo classificado em mesofilo homogêneo, quando as células do 
parênquima clorofiliano são aproximadamente iguais ou heterogêneo, quando o parênquima 
clorofiliano está diferenciado em parênquima paliçádico e lacunoso, segundo Oliveira (2014). 
Em eudicotiledôneas, o mesofilo está constituído de dois tipos de parênquima 
clorofiliano: o parênquima paliçádicoe o parênquima esponjoso. O parênquima paliçádico 
está localizado abaixo da epiderme ou, quando presente, abaixo da hipoderme. É constituído 
por células alongadas, quando visualizadas em secção transversal e arredondadas, quando em 
secções paradérmicas e, normalmente, está voltado para a superfície adaxial, porém também 
pode estar voltado para a superfície abaxial ou para ambas as superfícies, adaxial e abaxial. A 
folha na qual o mesofilo é heterogêneo, sendo constituído de parênquima paliçádico de um 
lado e parênquima espojoso do outro, é denominado de dorsiventral; quando o parênquima 
paliçádico está em ambas as superfícies, o mesofilo é chamado de isobilateral e quando não se 
distingue o parênquima paliçádico do esponjoso, diz-se que o mesofilo é homogêneo (Figura 17). 
As células do parênquima esponjoso possuem formas variadas, podendo ser isodiamétricas ou 
alongadas, com a presença ou não de projeções braciformes e a presença de espaços intercelulares 
(MENEZES et al., 2006).
Figura 17 - Secções transversais de mesofilo dorsiventral (A) e isobilateral (B). Fonte: Oliveira (2014).
No pecíolo podem ser observados a epiderme, o córtex e a endoderme, camada mais 
interna do córtex que envolve o sistema vascular, cuja camada mais externa é denominada de 
periciclo, afirma Menezes (2006).
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1.3.2.1. Anexos epidérmicos
Os anexos epidérmicos são de dois tipos: tricomas e estômatos. Os tricomas, quando 
presentes, apresentam grande significado na identificação de plantas, possuem uma variedade de 
formas e podem ser classificados como tectores ou não glandulares e glandulares. As paredes dos 
tricomas são normalmente celulósicas e possuem conteúdo diversificado. Os tricomas tectores 
podem ser unicelulares ou simples e multicelulares. Os tricomas glandulares estão envolvidos 
na secreção de diferentes substâncias, como óleo essencial, néctar e mucilagem. A extremidade 
destes tricomas é formada por uma cabeça uni ou multicelular, de tamanhos e formas diferentes. 
A cabeça está unida à epiderme por meio de um pedúnculo uni ou multicelular de diferentes 
tamanhos, aponta Alquini (2006).
Os estômatos têm como origem uma célula protodérmica e estão relacionados com as 
trocas gasosas. Os estômatos são compostos por duas células que delimitam uma fenda na região 
central (ostíolo), a qual se dá a comunicação do interior do órgão com o ambiente externo, 
formada pelas células-guarda e envolta pelas células subsidiárias, que se diferem das demais 
células epidérmicas, expõe Alquini (2006). Os estômatos podem ser classificados de acordo com 
o número de células subsidiárias (Figura 18), sendo considerado quatro tipos básicos segundo 
Metcalf e Chalk (1950):
• Diacítico: Estômato envolvido por duas células subsidiárias posicionadas de modo 
que o seu maior eixo forma um ângulo reto com a fenda estomática. Encontra-se presente nas 
Acanthaceae, Amaranthaceae e outras famílias;
• Anisocítico: Estômato circundado por três células subsidiárias de tamanhos diferentes. 
É comum nas Brassicaceae, Solanaceae e Begoniaceae;
• Paracítico: Estômato acompanhado, de cada lado, por uma ou mais células subsidiárias 
posicionadas de forma que o seu eixo longitudinal fica paralelo à fenda estomática. Esse tipo é 
encontrado em várias famílias, como: Rubiaceae, Magnoliaceae, Convolvulaceae e Mimosaceae;
• Anomocítico: Estômato envolvido por um número variável de células que não 
diferem em formato e tamanho das demais células epidérmicas. Esse tipo é comum nas famílias 
Ranunculaceae, Geraniaceae, Capparidaceae, Cucurbitaceae, Malvaceae, Scrophulariaceae, 
Tamariaceae e Papaveraceae.
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Figura 18 - Tipos de estômatos. Estômato diacítico (A). Estômato anisocítico (B). Estômatoa paracítico 
(C). Estômato anomocítico (D). Fonte: Oliveira (1998).
No tecido foliar também podem ser visualizadas inclusões celulares, consideradas 
importantes na análise de determinadas espécies vegetais, podendo ser inorgânicas, como cristais 
do tipo drusas, estiloides, rafídeos, cristais prismáticos e areia cristalina de oxalato de cálcio ou 
cistólitos de carbonato de cálcio; ou orgânicas, como grãos de amido e inclusões teciduais como 
glândulas, idioblastos (células especiais) e canais secretores, coloca Oliveira (2014). 
2 - CONSIDERAÇÕES FINAIS
Após ter lido os conteúdos abordados na Unidade 1 da apostila de Farmacobotânica 
e Farmacognosia, você será capaz de reconhecer as principais estruturas que constituem uma 
célula vegetal e suas respectivas funções. Além de saber que, tanto a parede celular quanto os 
vacúolos e plastídeos são estruturas características da célula vegetal.
Também será possível discutir as etapas necessárias e o conjunto de operações relacionadas 
com a preparação de materiais de origem vegetal para o estudo microscópico, temas abordados 
no tópico de microtécnica vegetal. Por fim, será possível descrever as principais características 
morfológicas e anatômicas de folhas, sabendo identificar as células e os diferentes tecidos que 
constituem este órgão. 
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02
SUMÁRIO DA UNIDADE
INTRODUÇÃO ........................................................................................................................................................... 27
1 - DO EMBRIÃO À PLANTA ADULTA ..................................................................................................................... 28
1.1 MERISTEMAS E DIFERENCIAÇÃO .................................................................................................................... 28
2 - MORFO-ANATOMIA DE RAIZ E CAULE ............................................................................................................ 29
2.1.MORFOLOGIA E ANATOMIA DE RAIZ ............................................................................................................... 29
2.1.1. MORFOLOGIA DE RAIZ ................................................................................................................................... 29
2.1.2. ANATOMIA DE RAIZ ....................................................................................................................................... 31
2.2. MORFOLOGIA E ANATOMIA DE CAULE ......................................................................................................... 33
2.2.1. MORFOLOGIA DE CAULE ............................................................................................................................... 33
2.2.2. ANATOMIA DE CAULE ................................................................................................................................... 35
INTRODUÇÃO A BOTÂNICA II
PROF.A ME. NAIARA CÁSSIA GANCEDO
ENSINO A DISTÂNCIA
DISCIPLINA:
FARMACOBOTÂNICA
E FARMACOGNOSIA
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2.3. ANÁLISE DE ÓRGÃOS VEGETATIVOS: FLOR, FRUTO E SEMENTE ............................................................. 39
2.3.1. FLOR ................................................................................................................................................................ 39
2.3.1.1. CÁLICE ........................................................................................................................................................... 39
2.3.1.2. COROLA ....................................................................................................................................................... 40
2.3.1.3. ANDROCEU ................................................................................................................................................... 41
2.3.1.4. GINECEU ...................................................................................................................................................... 41
2.3.1.5.RECEPTÁCULOE PEDÚNCULO FLORAL .................................................................................................... 42
2.3.1.6. INFLORESCÊNCIAS .................................................................................................................................... 42
2.3.2. FRUTO ........................................................................................................................................................... 42
2.3.3. SEMENTE ....................................................................................................................................................... 42
3 - CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................................................................. 43
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INTRODUÇÃO
A Unidade 2 abordará o tema histologia vegetal e as principais características que devem 
ser consideradas quando se pretende realizar uma análise morfológica de frutos, flores e sementes 
e uma análise morfo-anatômica de raízes e caules, com o objetivo de determinar o controle de 
qualidade de uma matéria-prima vegetal constituída destes órgãos. Em Farmacogosia, drogas 
formadas por raízes, rizomas e bulbos são consideradas constituídas de órgãos subterrâneos. 
Droga vegetal é a planta medicinal ou seus órgãos que foram coletados e submetidos ao 
processo de estabilização e que contenham as substâncias responsáveis pela atividade biológica 
(BRASIL, 2014). Segundo Oliveira (2014), os órgãos subterrâneos podem ser classificados de 
acordo com a sua natureza em: 
• Radicial: não apresentam gemas e folhas modificadas, podendo ser de dois tipos, 
dependendo da quantidade de acúmulo de material de reserva, raízes tuberosas (ex.: mandioca, 
cenoura e beterraba) e raízes não tuberosas;
• Caulinar: apresentam gemas e folhas modificadas, em conformidade com o tipo de 
crescimento são denominadas de túberas (ex.: batata inglesa e rabanete) e rizomas (ex.: gengibre);
• Complexa: estão incluídos aqui os bulbos. Os bulbos são classificados em: tunicado (ex.: 
cebola e alho), escamoso (ex.: Bulbo de Lírio) e sólido (ex.: Bulbo de Colchico). 
[Rizoma seria um tipo de raiz? Não! Um rizoma é considerado um tipo de caule 
subterrâneo com função de armazenamento de nutrientes] (NOGUEIRA, 2018).
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1 - DO EMBRIÃO À PLANTA ADULTA
1.1 Meristemas e Diferenciação
O desenvolvimento de uma planta se origina a partir da germinação da semente, que 
contém em seu interior o embrião. O embrião maduro consiste de um eixo axial, denominado de 
eixo hipocótilo-radicular, provido de um ou mais cotilédones, contendo uma região de meristema 
caulinar na extremidade superior e uma região de meristema radicular na extremidade inferior 
(Figura 1). Os meristemas são constituídos de células que se 
dividem repetidamente. Em muitas plantas, o meristema apical 
encontra-se recoberto por uma coifa. Pelo fato da estrutura 
primária dos órgãos vegetativos (raiz, caule e folha) ser constituída 
dos mesmos tecidos primários, Sachs em 1875 estabeleceu os três 
sistemas de tecidos: o dérmico, o fundamental e o vascular. O 
sistema vascular está envolvido pelo sistema fundamental e o 
sistema dérmico é responsável por revestir a planta. As principais 
variações encontradas dependem do padrão de distribuição 
do sistema vascular no sistema fundamental, expõe Carmello-
Guerreiro e Appezato-da-Glória (2006).
A atividade dos tecidos meristemáticos primários resultará 
no desenvolvimento da estrutura primária de uma planta (Figura 
2). Os tecidos meristemáticos primários incluem a protoderme, 
que dará origem a epiderme; o meristema fundamental, que 
forma os tecidos de parênquima, colênquima e esclerênquima e 
o procâmbio, que origina o floema e xilema primários. A maioria 
das eudicotiledôneas apresentaram crescimento em espessura, 
proveniente da atividade do câmbio, sendo denominado de 
crescimento secundário. Tanto o câmbio como o felogênio são 
denominados de meristemas laterais ou secundários (Figura 2), 
cita Carmello-Guerreiro e Appezato-da-Glória (2006).
Figura 2 - Esquema de crescimento primário. Fonte: Carmello-Guerreiro e Appezato-da-Glória (2006).
Figura 1 - Embrião de Lepidium
 sp. Fonte: Castro (2018).
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2 - MORFO-ANATOMIA DE RAIZ E CAULE
2.1.Morfologia e Anatomia de Raiz
As raízes são órgãos que são responsáveis pela fixação da planta no solo e pela absorção, 
reserva e condução de nutrientes. Quando uma semente germina, tem-se o desenvolvimento do 
embrião e é a porção denominada de radícula que dará origem a raiz primária da planta. Em 
eudicotiledôneas, tem-se o sistema radicular pivotante e em monocotiledôneas a raiz primária 
se desenvolve dando origem ao sistema radicular fasciculado. Dependendo do maior ou menor 
acúmulo de substâncias, as raízes podem ser de dois tipos: raízes tuberosas (de reserva) e raízes 
não-tuberosas. Alguns tipos de raízes precisaram se adaptar para conseguir desenvolver suas 
funções, dando origem aos seguintes tipos de raízes: grampiformes ou aderentes; cinturas ou 
estranguladoras; pneumatóforos; tabular; escora; haustório, entre outras, cita Apezzato-da-Glória 
e Hayashi (2006). 
2.1.1. Morfologia de raiz
Em uma análise dos caracteres macroscópicos ou morfológicos de raízes, devem-se levar 
em consideração o aspecto global, a forma, o aspecto externo, a secção transversal, as dimensões, 
a fratura e os caracteres organolépticos, que estão relacionados com a cor, o sabor e odor, explica 
Oliveira (2014). 
” [Uma revisão interessante do tema histologia vegetal pode ser vista no vídeo: 
Canal de Biologia professor Guilherme. Histologia Vegetal: Introdução – Aula 08 
– Módulo V: Botânica. 2016.
Disponível em: .
Acesso em: 10 jun. 2018].
Para mais informações do tema morfologia e anatomia de raiz, acessar: CASTRO, 
N.M. Raiz.
Disponível em: .
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Ao analisar o aspecto externo, as raízes podem apresentar estrias no sentido longitudinal 
e, com menor frequência, podem apresentar sulcos ou ranhuras transversais. A secção transversal 
de uma raiz, à vista desarmada, fornece informações que podem auxiliar na sua diagnose. No 
caso de raízes não tuberosas, normalmente a região central não apresenta medula, sendo ocupada 
pelo xilema primário. Já nas raízes tuberosas, há predominância de tecidos parenquimáticos de 
reserva, conforme Oliveira (2014). 
As regiões que constituem a morfologia externa de raízes incluem a coifa, zona lisa ou de 
crescimento, zona pilífera e zona de ramificação ou suberosa (Figura 3). A coifa recobre o ápice 
da raiz, sendo uma estrutura protetora do meristema apical em crescimento, sendo formado 
por células parenquimáticas que secretam mucilagem, auxiliando na proteção e na penetração 
da raiz no solo. Com a eliminação de células da coifa, novas células são adicionadas ao sistema 
apical. Uma característica importante e que ajuda a diferenciar, morfologicamente, uma raiz de 
um caule, é o fato das raízes não apresentam gemas e folhas, coloca Apezzato-da-Glória e Hayashi 
(2006). 
Figura 3 - Partes da raiz. Fonte: Só Biologia (2018).
Uma revisão interessante das diferentes regiões que constituem a morfologia 
externa e a histologia de raízes pode ser vista no vídeo: Canal de Biologia 
professor Guilherme. Histologia Vegetal: Raiz – Aula 10 – Módulo V: Botânica. 
2016. Disponível em: . 
Acesso em: 09 jun. 2018].
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2.1.2. Anatomia de raiz
Anatomicamente, tem-se em uma raiz as regiões de divisão celular de alongamento e de 
maturação (Figura 4). Os meristemas são responsáveis pela formação de diversos tecidos presentes 
na planta, além de serem responsáveis pelo crescimento primário e secundário, sendo divididos 
em meristemas primários ou apicais e meristemas secundários ou laterais. Os meristemas 
caracterizam-se por possuírem parede celular primária delgada, proplastídeos e redução de 
organelas. Os tecidos meristemáticos primários são a protoderme, o meristema fundamental e o 
procâmbio, estes tecidos darão origem a epiderme, córtex e ao cilindro vascular, respectivamente, 
dando origem a estrutura primária da raiz. Os meristemas responsáveis pelo crescimento 
secundário são o câmbio, responsável por dar origem ao floema e ao xilema secundário e o 
felogênio, que origina o súber e a feloderme. Geralmente o crescimento secundário ocorre no 
final do primeiro ano de vida da planta (APEZZATO-DA-GLÓRIA e HAYASHI, 2006). 
Figura 4 - Esquema do ápice da raiz. Fonte: Castro (2018).
Na estrutura primária de uma raiz a epiderme (Figura 5), diferenciada a partir da protoderme 
do meristema apical, geralmente é uniestratificada, formada por células de paredes primárias e 
cutícula delgada. Nas raízes jovens, a epiderme realiza a função de absorção, desenvolvendo para 
isso, pelos radiciais ou absorventes na região da zona pilífera que são eliminados nas regiões mais 
velhas. Em algumas raízes, como as de orquídeas, tem-se o desenvolvimento de uma epiderme 
múltipla, formada de células mortas de paredes espessas, denominada de velame, responsável por 
reduzir a perda de água, aponta Apezzato-da-Glória e Hayashi (2006). 
Entre a epiderme e o cilindro vascular, tem-se o córtex (Figura 5). Originado do meristema 
fundamental, o córtex é constituído por várias camadas de células parenquimáticas, podendo 
ocorrer ainda esclerênquima e raramente, colênquima. Algumas raízes podem desenvolver abaixo 
da epiderme e do velame, a exoderme. A exoderme apresenta estrias de Caspary (Figura 6), 
assim como a endoderme, porem suas células comumente apresentam uma camada de suberina 
recobrindo a parede celular. Além disso, espaços intercelulares são proeminentes na região do 
córtex da raiz, desenvolvendo em plantas aquáticas um aerênquima típico. 
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Na região da endoderme, as células estão dispostas de forma compacta, sem espaços 
intercelulares, apresentando um espessamento de suberina, em forma de fita, denominada de 
estrias de Caspary. Quando presentes, a endoderme e a exoderme diminuem o refluxo de íons 
presentes no cilindro vascular e no córtex, dificultando a sua perda para a solução do solo, 
conforme Apezzato-da-Glória e Hayashi (2006). 
Localizado entre a endoderme e os tecidos vasculares (floema e xilema), tem-se o periciclo 
(Figura 5), que compreende uma ou mais camadas de células não vasculares, normalmente 
unisseriado, podendo ser constituído de parênquima ou esclerênquima, contendo células de 
paredes celulósicas e delgadas. O periciclo origina as raízes laterais, parte do câmbio e o felogênio, 
expõe Apezzato-da-Glória e Hayashi (2006). 
O xilema forma projeções na forma de arcos, alternando-se com os cordões de floema. O 
número de arcos do xilema é variável, dessa forma, as raízes podem ser denominadas de diarcas 
(dois arcos), triarcas (três arcos), tetrarcas (quatro arcos) e poliarcas (cinco ou mais arcos). 
Quando o xilema não ocupa toda a região central do cilindro vascular, forma-se uma medula 
parenquimática, que pode se esclerificar nas regiões mais velhas da raiz, coloca Apezzato-da-
Glória e Hayashi (2006).
Figura 5- Estrutura primária da raiz. Pr: pelo radicalar. Ep: epiderme. En: endoderme. Ex: exoderme. Fp: 
floema primário. P: periciclo. Pc: parênquima cortical. Xp: xilema primário. Fonte: Apezzato-da-Glória e Hayashi 
(2006).
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Figura 6 - Estrias de Caspary. Fonte: Só Biologia (2018).
As raízes de eudicotiledôneas, geralmente apresentam crescimento secundário, originado 
do desenvolvimento do câmbio, a partir dos tecidos vasculares e do felogênio. O câmbio tem 
origem das divisões das células do procâmbio presentes entre o floema e o xilema primário. Com 
a formação de xilema secundário, o câmbio é deslocado para a periferia, adquirindo formato 
circular. O felogênio pode ter origem a partir de qualquer camada do córtex, dando origem a 
periderme, região formada pelo súber, felogênio e feloderme, cita Apezzato-da-Glória e Hayashi 
(2006). 
As raízes que armazenam reservas, apresentam variações no crescimento secundário, 
dando origem as raízes tuberosas. Nas raízes tuberosas há predominância de tecidos 
parenquimáticos de reserva. As raízes podem ainda, conter em seus parênquimas, diversos tipos 
de inclusões, como grãos de amido, mucilagens, cristais de oxalato de cálcio, além da presença de 
canais secretores, laticíferos, glândulas e grupos de fibras que podem ser identificados por meio 
da realização de testes histoquímicos, expõe Apezzato-da-Glória e Hayashi (2006).
2.2. Morfologia e Anatomia de caule
O caule é responsável por sustentar as folhas e as estruturas responsáveis pela reprodução 
em uma planta: flor, fruto e semente. Além disso, possui a função de estabelecer o contato dos 
órgãos mencionados acima com as raízes da planta. O caule tem seu desenvolvimento a partir do 
epicótilo do embrião, região localizada acima do(s) cotilédone(s), mostra Apezzato-da-Glória e 
Hayashi (2006). 
2.2.1. Morfologia de caule
O estudo morfológico de um material vegetal proveniente de caule, pode ser realizado 
em duas partes: análise da casca e do lenho. Em Farmacognosia, a casca é o conjunto de tecido 
localizado externamente ao câmbio, enquanto que, o lenho é o conjunto de tecidos localizados 
internamente ao câmbio (Figura 7). Entretanto, em uma descrição morfológica do caule, as 
características macroscópicas da região do lenho normalmente não são consideradas, sendo mais 
importantes as características microscópicas, ou seja, seus caracteres anatômicos, expõe Oliveira 
(2014). 
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Figura 7- tecidos localizados externamente e internamente ao câmbio. Fonte: Araujo (2018).
Normalmente são consideradas como características macroscópicas de cascas a forma, 
a dimensão, o aspecto da superfície externa e interna, o tipo de fratura, além das características 
organolépticas, relacionadas com a cor, o sabor e odor. A forma adquirida pelas cascas, dependem 
da maneira pela qual elas foram separadas dos caules. Normalmente, as cascas são encurvadas 
para o interior da estrutura e dependendo do grau de curvatura são classificadas em cascas planas, 
cascas encurvadas, cascas canaletadas e cacas em forma de canudo (Figura 8), mostra Oliveira 
(2014). 
Figura 8 - Formas do fragmento de casca. Casca plana (A). Casca encurvada (B). Casca canaletada (C). 
Casca em canudo (D). Fonte: Oliveira (2014).
A superfície externa de drogas constituídas de casca varia bastante, podendo apresentar 
aspecto liso, irregular (exibindo fendas), estriado ou apresentar acúleos, além da presença de 
líquens. A superfície interna das cascas também apresenta características importantes, podendo 
aparecer fina ou grosseiramente estriada e fibrosa. Segundo a classificação realizada por Oliveira 
et al. (2014), os principais tipos de fraturas são (Figura 9):
• Fratura fibrosa: aparecem feixes fibrosos na região da fratura;
• Fratura granulosa: aparecem pequenas saliências de ápice arredondado na região da 
fratura;
• Fratura nítida: a superfície da fratura é lisa;
• Fratura folheada ou laminada:a região da fratura assume aspecto folheado;
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• Fratura esquirolosa: aparecem fiapos na região da fratura. 
Figura 9 - Tipos de fraturas. A. Fratura granulosa. B. Fratura com máculas. C. Fratura nítida (lisa). D. 
Fratura apresentando-se externamente lisa e internamente fibrosa. E. Fratura externa granulosa e interna fibrosa. F. 
Fratura apresentando-se externamente maculada e internamente lisa. Fonte: Oliveira (2014).
2.2.2. Anatomia de caule
Em plantas superiores, o caule se desenvolve a partir do epicótilo do embrião. Nestas 
plantas observam-se no caule os nós, que são as regiões de inserção das folhas, e os entrenós, 
que compreendem as regiões entre dois nós consecutivos. Acima do ponto de inserção de cada 
folha são desenvolvidas gemas, denominadas gemas axilares ou laterais. Na porção terminal do 
caule encontram-se a gema apical que promove o crescimento do eixo caulinar, sendo formada 
por uma região meristemática, com primórdios foliares e gemas axilares em desenvolvimento. As 
gemas axilares podem ser vegetativas, quando se desenvolvem em ramos caulinares, ou florais, 
quando se desenvolvem numa flor. Em alguns caules, as gemas axilares se modificam para formar 
espinhos ou gavinhas. 
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O meristema apical do caule em crescimento, origina os primórdios foliares, não sendo 
possível na fase inicial de desenvolvimento a distinção dos nós e entrenós. À medida que 
o crescimento prossegue, ocorre o alongamento dos entrenós, sendo possível a distinção das 
regiões nodais onde as folhas estão inseridas. O meristema periférico origina o procâmbio e 
parte do meristema fundamental (córtex e, às vezes, parte da medula), e o meristema medular dá 
origem à medula (Figura 10), segundo Sajo e Castro (2006).
Figura 10 - Caule mostrando a posição dos meristemas primários e os tecidos primários deles derivados. 
Fonte: Castro (2018).
[Existem dois tipos diferentes de espinhos: os caulinares e os foliares. Em 
cactos, por exemplo, encontramos folhas modificadas em espinhos, conhecidas 
como espinhos foliares. Os espinhos caulinares, caracterizam-se por serem 
modificações de ramos que surgem na região da axila das folhas, como exemplo, 
tem-se os espinhos encontrados no limoeiro. Já os acúleos se diferem dos 
espinhos foliares e caulinares por não serem nem modificações de ramos e nem 
modificações de folhas, sendo projeções do córtex e da epiderme, não possuindo 
tecidos vasculares, diferentemente dos espinhos. Um exemplo de planta que 
possui acúleos são as rosas] (SANTOS, 2018).
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Na estrutura primária de um caule, em secção transversal, assim como de uma raiz, 
observam-se os três sistemas de tecidos: o sistema dérmico, o sistema fundamental e o sistema 
vascular. As variações observadas na estrutura primária do caule nas diferentes espécies e grupos 
vegetais estão relacionadas principalmente, com a distribuição relativa do tecido fundamental e 
dos tecidos vasculares, conforme Sajo e Castro (2006). 
De fora para dentro, podem-se reconhecer no caule quatro regiões: o sistema de 
revestimento, o córtex, o cilindro oco do sistema vascular e a medula. Nas eudicotiledôneas, o 
sistema vascular pode estar organizado na forma de um cilindro oco, delimitando uma região 
interna, a medula, e uma região externa, o córtex ou na forma de anel de feixes concêntricos 
separados por parênquima ao redor da medula central. Em monocotiledôneas é comum que 
os feixes vasculares apresentem uma distribuição caótica por todo o caule ou dispostos em dois 
ou mais anéis distintos, de acordo com a distribuição do procâmbio. Dessa forma, em estrutura 
primária, o caule apresenta feixes vasculares colaterais, ou seja, na região cortical encontram-
se os cordões de floema (para fora) e xilema (para dentro), separados pelo câmbio (Figura 11), 
afirma Sajo e Castro (2006). 
Figura 11 - Estrutura primária do caule. Fonte: Só Biologia (2018).
Na estrutura primária do caule, a epiderme constitui o sistema de revestimento e se origina 
da protoderme. É geralmente uniestratificada e recoberta por cutícula. A cutícula é delgada na 
região do meristema apical e mais espessa na região subapical, comenta Sajo e Castro (2006). 
Internamente à epiderme, tem-se o córtex, originado do meristema fundamental. A 
camada mais externa do córtex é a exoderme, não sendo distinta morfologicamente das demais 
camadas corticais do caule de muitas espécies, e a camada mais interna é a endoderme. No 
entanto a delimitação entre o córtex e a região do cilindro vascular não é de fácil visualização. 
Na maioria das plantas, a região cortical é homogênea e composta por tecido parenquimático 
fotossintetizante. Algumas vezes, camadas subepidérmicas podem se diferenciar em colênquima 
ou esclerênquima, atuando como tecidos de sustentação. Em algumas espécies, o córtex caulinar 
possui células especializadas secretoras de látex, mucilagem ou resina. Podem ainda ocorrer em 
algumas células corticais, cristais de oxalato de cálcio ou depósitos de sílica. 
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Na maioria das plantas, as células corticais organizam-se de forma compacta, porem em 
algumas espécies aquáticas, tem-se o desenvolvimento de aerênquima. Outras espécies possuem 
caules especializados, como órgãos de reserva ou de propagação vegetativa como bulbos e 
rizomas, acumulando grãos de amido na região cortical, explica Sajo e Castro (2006).
Na maioria dos caules, a delimitação entre córtex e cilindro vascular não é visualizada. 
Entretanto, em algumas espécies, a camada mais interna do córtex é distinta das demais, e suas 
células podem ser maiores, apresentando estrias de Caspary ou grãos de amido. Esta última, é 
chamada de bainha amilífera e representa a endoderme. Internamente à endoderme encontra-se 
o periciclo, originado do procâmbio. O periciclo pode ser formado por uma ou várias camadas 
de células, sendo na maioria dos caules, parenquimático. Entretanto, em algumas espécies, o 
periciclo é perfeitamente distinto, podendo se diferenciar em fibras. O sistema vascular primário 
origina-se do procâmbio de regiões próximas do meristema apical. Próximo do meristema 
apical observam-se células condutoras do xilema (traqueídes ou elementos de vaso) em início de 
diferenciação, aponta Sajo e Castro (2006).
Os feixes vasculares são formados por xilema e floema primários e, geralmente, o floema 
ocupa posição externa ao xilema, originando feixes do tipo colateral. Entretanto em alguns caules 
os feixes podem ser bicolaterais, com floema aparecendo externa e internamente ao xilema; feixes 
anfivasais, nos quais o xilema envolve completamente o floema e feixes biconcêntricos, onde o 
xilema forma dois anéis concêntricos separados por um anel de floema. As primeiras células 
xilemáticas que se diferenciam são chamadas de elementos de protoxilema. Ao contrário do que 
é observado nas raízes, o protoxilema do caule, forma-se na porção interna dos feixes vasculares, 
próximo à medula caulinar. Portanto, a posição do protoxilema nos caules e raízes é uma das 
importantes características úteis na diferenciação destes dois órgãos, principalmente quando os 
mesmos se encontram em estrutura secundária. Externamente ao protoxilema, outras células do 
procâmbio diferenciam-se e originam elementos traqueais maiores, que constituem os elementos 
de metaxilema, cita Sajo e Castro (2006). 
Com a atividade do câmbio interfascicular e do felogênio, ocorre o crescimento secundário 
do caule. Entre os feixes vasculares surge o câmbio interfascicular ligado com o câmbio fascicular, 
formando um anel contínuo de tecido cambial. Em seguida, tem-se a formação dexilema para 
dentro e floema para fora (Figura 12), comenta Sajo e Castro (2006).
Figura 12 - Desenvolvimento secundário do caule. Fonte: Dia a Dia Educação (2018).
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Como observado na raiz, a estrutura secundária do caule é formada a partir da atividade 
do câmbio, originando os tecidos vasculares secundários, e do felogênio, que origina a periderme. 
O câmbio é formado pelo câmbio fascicular (procâmbio) e pelo câmbio interfascicular (periciclo). 
Quando o câmbio entra em atividade, produz xilema secundário para o interior e floema 
secundário para a periferia, conforme Sajo e Castro (2006). 
A Farmacopeia Brasileira, inclui em suas cinco edições diversas drogas constituídas 
exclusivamente de cascas. Em Farmacognosia, denomina-se casca o conjunto de tecido localizado 
externamente ao câmbio, tanto em caules como em raízes. A casca tanto de caules como de raízes, 
inclui a região da periderme, constituída pelo súber, felogênio e feloderme; do parênquima 
cortical primário, que pode não estar presente; do periciclo; do floema primário, que pode não 
estar presente e do floema secundário, cita Oliveira (2014).
2.3. Análise de Órgãos Vegetativos: Flor, Fruto e Semente
2.3.1. Flor
As flores são ramos modificados e adaptados à reprodução vegetal. Em uma análise 
botânica de drogas constituídas de flores, colhem-se partes da flor isoladamente ou em conjunto 
e são consideradas as características do cálice, corola, androceu, gineceu, ovário, receptáculo e 
pedúnculo floral (Figura 13), cita Oliveira (2014).
Figura 13 - Estrutura de uma flor completa. Fonte: Moniz (2018).
2.3.1.1. Cálice
Verticilo floral mais externo das flores, usualmente envolve o botão floral em 
desenvolvimento e é constituído de folhas sésseis modificadas, denominadas de sépalas. Em uma 
análise macroscópica devem ser consideradas sua forma, consistência, superfície, a presença de 
sépalas iguais (cálice regular) ou diferentes (cálice irregular). 
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Os principais tipos de cálice, segundo a sua forma são: cálice tubuloso (forma de tubo), 
cálice campanulado (forma de sino), cálice urceolado (forma de jarro), cálice turbinado (forma 
de cone invertido) e cálice bilabiado (forma de dois lábios) (Figura 14) (OLIVEIRA et al., 2014).
Figura 14 - Formas de cálice. Tubulado (A). Campanulado (B). Urceolado (C). Bilabiado (D). Turbinado 
(E). Fonte: Oliveira (2014).
Quando as sépalas se apresentam livres, o cálice (conjunto de sépalas) é considerado 
dialissépalo e quando as sépalas se apresentam soldadas, o cálice é denominado gamossépalo 
(Figura 15). No cálice gamossépalo, as partes terminais livres originam lacínias maiores ou menores, 
podendo receber as seguintes denominações de acordo com o número de lacínias presentes 
em sépalas livres na extremidade (bidenteados, tridenteados, tetradenteados e polidenteados); 
sépalas soldadas até a região mediana (bífido, trífido, tetráfido, pentáfido, polífido) e sépalas 
soldadas no terço próximo à base (bipartido, tripartido, tetrapartido, pentapartido, polipartido), 
comenta Oliveira (2014).
Figura 15 - Cálice gamossépalo (A e B) e dialissépalo (C e D). Fonte: Oliveira (2014).
O cálice também pode ser considerado de acordo com a sua duração na planta em cálice 
caduco ou decíduo e persistente, segundo Oliveira (2014).
2.3.1.2. Corola
As pétalas constituem a corola. Assim como as sépalas, as pétalas são folhas modificadas. 
A corola pode ser denominada regular ou irregular, conforme as pétalas sejam iguais ou não 
(Figura 16). Quando apresenta pétalas soldadas, a corola é denominada de gamopétala e, quando 
apresenta pétalas livres, de dialipétalas. Anatomicamente, as pétalas são mais delicadas que as 
folhas e as sépalas, mostrando em secção transversal, mesofilo pouco desenvolvido (OLIVEIRA 
et al., 2014). 
 
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Figura 16 - Corola regular (A) e irregular (B). Fonte: Oliveira (2014).
2.3.1.3. Androceu
O Androceu é constituído de estames. Um estame completo apresenta: filete, conectivo 
e antera (local onde os grãos de pólen são formados). Os filetes apresentam, anatomicamente, 
epiderme, parênquima fundamental e feixes vasculares. Já a antera, apresenta duas regiões: 
epitécio e endotécio. Os grãos de pólen, por possuírem morfologia característica, ajudam na 
identificação de certas drogas vegetais, comenta Oliveira (2014).
2.3.1.4. Gineceu
O gineceu é constituído de ovário, estilete e estigma (Figura 17). Quando o ovário 
apresenta carpelos soldados, denomina-se gamocarpelar e quando apresenta carpelos livres, 
dialicarpelar, cita OLIVEIRA (2014). 
Figura 17 - Gineceu. Estigma (1). Estilete (2). Ovário (3). Óvulo (4). Receptáculo (5). Fonte: Oliveira 
(2014).
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2.3.1.5.Receptáculo e Pedúnculo floral
 
É a parte dilatada do pedúnculo floral, local onde são inseridos os verticilos florais. O 
pedúnculo floral, une o receptáculo ao ramo da planta, mostra Oliveira (2014).
2.3.1.6. Inflorescências
O conjunto de flores agrupadas sobre ramos especiais da planta é denominado de 
inflorescência. Na análise microscópica (anatômica) deve ser levado em consideração as 
características da epiderme e dos anexos, colênquima, parênquima cortical, parênquima medular, 
feixes vasculares e inclusões, segundo Oliveira (2014). 
2.3.2. Fruto 
O fruto é o ovário fecundado e desenvolvido, acompanhado ou não de outras estruturas. 
A análise macroscópica de drogas constituídas de frutos é realizada levando em conta o aspecto 
externo e o aspecto da secção transversal. A identificação de uma amostra proveniente de fruto 
é realizada analisando além das características macroscópicas, as características microscópicas. 
Os frutos apresentam estrutura de folhas, podendo ser observado em uma análise microscópica, 
após a realização de secção transversal e paradérmica, a região do epicarpo (epiderme externa 
da folha carpelar), mesocarpo (região do mesofilo da folha carpelar) e endocarpo (epiderme 
interna da folha carpelar), o conjunto formado pelas três partes é denominado de pericarpo. 
Para a análise macroscópica de frutos, leva-se em conta o aspecto externo (forma, cor, sabor, 
odor e consistência) e o aspecto da secção transversal. Os frutos podem ser simples, quando são 
formados por um só ovário, podendo ser secos (deiscentes e indeiscentes) ou carnosos e frutos 
compostos, divididos em frutos agregados ou frutos múltiplos e infrutescências, aponta Oliveira 
(2014). 
2.3.3. Semente
O óvulo fecundado e desenvolvido origina a semente. Na caracterização macroscópica de 
sementes, considera-se as análises de sua superfície e de suas secções transversais e longitudinais, 
além das características do aspecto geral, consistência, forma, tamanho, cor, odor, sabor, além 
de considerar o tegumento, cicatrizes e excrescências, como por exemplo o arilo, reservas e o 
embrião. Em uma análise microscópica de drogas constituídas de sementes, comumente são 
realizadas secções transversais, com a finalidade de analisar toda a estrutura da semente e secções 
paradérmicas, visando analisar a camada mais externa e a mais interna do tegumento, mostra 
Oliveira (2014). 
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3 - CONSIDERAÇÕES FINAIS
Após ter lido os conteúdos abordados na Unidade 2 da apostila de Farmacobotânica e 
Farmacognosia, você será capaz de intender como ocorre a diferenciação dos meristemas que 
darão origem ao sistema dérmico, fundamental e vascular. Além de reconhecer as características 
e diferenças morfológicas e anatômicas de estruturas primárias e secundárias de raízes e caules.