Relatório prática_Novo modelo_presencial_2 Farmacognosia Pura

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RELATÓRIO DE PRÁTICA 01 
Marília Aguiar do Amaral - 04148196 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: Farmacognosia Pura 
 
DADOS DO(A) ALUNO(A): 
 
NOME: Marília Aguiar do Amaral MATRÍCULA: 04148196 
CURSO: Farmácia POLO: Unama – Santarém/PA 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): Yan Vitor Silva Oliveira 
 
ORIENTAÇÕES GERAIS: 
 
• O relatório deve ser elaborado individualmente e deve ser escrito de forma clara e 
• concisa; 
• O relatório deve conter apenas 01 (uma) lauda por tema; 
• Fonte: Arial ou Times New Roman (Normal e Justificado); 
• Tamanho: 12; 
Margens: Superior 3 cm; Inferior: 2 cm; Esquerda: 3 cm; Direita: 2 cm; 
• Espaçamento entre linhas: simples; 
• Título: Arial ou Times New Roman (Negrito e Centralizado). 
 
 
TEMA DE AULA: CARACTERIZAÇÃO E IDENTIFICAÇÃO 
 
 
RELATÓRIO: RESPONDA AS QUESTÕES E ADICIONE FOTO DA AULA PRÁTICA 
SOBRE OS TEMAS: 
 
1. Alcaloides: 
▪ Qual é o princípio da reação de Dragendorff na identificação de 
alcaloides e como os resultados são interpretados visualmente? 
O reagente de Dragendorff é uma solução de iodobismutato de potássio (KBiI₄), 
geralmente preparada a partir de nitrato básico de bismuto (Bi(NO₃)₃), ácido tartárico e 
iodeto de potássio (KI) em meio ácido. Em solução, forma-se o íon complexo 
tetraiodobismutato ([BiI₄]⁻). 
A maioria dos alcaloides possui um ou mais átomos de nitrogênio em sua estrutura, 
frequentemente na forma de aminas terciárias. Em meio ácido, esses nitrogênios são 
protonados, adquirindo uma carga positiva. O íon tetraiodobismutato, sendo um ânion 
grande, reage com esses cátions alcaloidais, formando sais complexos insolúveis que 
precipitam da solução. 
A interpretação visual da reação de Dragendorff é relativamente simples e se baseia na 
observação da formação de um precipitado colorido. A cor do precipitado pode variar 
dependendo do alcaloide presente e das condições da reação, mas geralmente varia de 
laranja a vermelho-amarronzado ou marrom. 
• Resultado Positivo: A formação de um precipitado de cor laranja, vermelho-alaranjado 
ou marrom após a adição do reagente de Dragendorff à amostra indica a presunção da 
 
presença de alcaloides. A intensidade da cor e a quantidade de precipitado podem dar 
uma ideia da concentração aproximada de alcaloides. 
• Resultado Negativo: A ausência de formação de precipitado ou a não ocorrência de 
uma mudança de cor significativa sugere a ausência de alcaloides detectáveis pelo 
método. 
• 
2. Flavonoides: 
▪ Explique o procedimento da reação de Shinoda para a identificação de 
flavonoides e a importância da remoção da clorofila durante o 
processo. 
A reação de Shinoda, também conhecida como teste do cianeto de magnésio ou teste de 
Shibata, é um método colorimétrico utilizado para a identificação de flavonoides, 
especialmente as antocianinas e flavonas. O procedimento geralmente envolve os 
seguintes passos: 
1. Preparo da Amostra: 
o Utiliza-se um extrato da amostra vegetal (ou da substância a ser analisada) em 
um solvente adequado, como etanol ou metanol. A concentração do extrato pode 
variar dependendo da abundância esperada de flavonoides. 
2. Adição de Magnésio Metálico: 
o Adiciona-se alguns fragmentos pequenos de fitas ou raspas de magnésio 
metálico ao extrato em um tubo de ensaio. 
3. Adição de Ácido Clorídrico Concentrado: 
o Cuidadosamente, adiciona-se algumas gotas de ácido clorídrico concentrado ao 
tubo de ensaio contendo o extrato e o magnésio. 
4. Observação da Cor: 
o Observa-se a formação de cor ao longo de alguns minutos. A presença de 
flavonoides é indicada pelo desenvolvimento de uma coloração que pode variar 
de vermelho, rosa, violeta ou azul, dependendo da estrutura específica do 
flavonoide presente e do pH da solução. 
A remoção da clorofila durante o processo de extração é crucial para a correta 
interpretação da reação de Shinoda. A clorofila, pigmento verde presente nas plantas, 
pode interferir significativamente na observação da cor característica dos flavonoides 
por diversos motivos: 
• Máscara da Cor: A cor verde intensa da clorofila pode mascarar ou obscurecer as cores 
mais sutis (vermelho, rosa, violeta, azul) produzidas pela reação dos flavonoides com o 
 
reagente de Shinoda, levando a resultados falso-negativos ou a uma interpretação 
incorreta da cor desenvolvida. 
• Interferência Química: Embora a clorofila não deva reagir diretamente com os 
reagentes da reação de Shinoda da mesma forma que os flavonoides, a sua presença em 
alta concentração no extrato pode gerar artefatos ou interferir no ambiente reacional, 
potencialmente afetando a formação da cor característica dos flavonoides. 
• Melhora da Visualização: A remoção da clorofila resulta em um extrato mais claro e 
livre de pigmentos verdes, facilitando a visualização nítida de qualquer mudança de cor 
que ocorra após a adição dos reagentes, tornando a interpretação dos resultados mais 
confiável. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. Taninos: 
▪ Descreva o método utilizado para a detecção de taninos em uma 
amostra vegetal e como a presença de taninos pode ser confirmada 
visualmente. 
Um dos métodos mais comuns e simples para a detecção de taninos em amostras 
vegetais é o teste com cloreto férrico (FeCl₃). Este método se baseia na capacidade dos 
taninos de formar complexos coloridos com íons férricos. 
Procedimento: 
1. Preparo do Extrato Vegetal: 
o Obtenha um extrato da amostra vegetal utilizando um solvente adequado, como 
água destilada quente, etanol diluído ou acetona aquosa. A escolha do solvente 
pode influenciar a extração de diferentes tipos de taninos. 
o Filtre o extrato para remover partículas sólidas e obter uma solução clara. 
2. Adição do Reagente de Cloreto Férrico: 
o Em um tubo de ensaio, adicione uma pequena quantidade do extrato vegetal 
filtrado. 
o Adicione algumas gotas de uma solução diluída de cloreto férrico (geralmente 
uma solução a 1-5% em água destilada). 
3. Observação da Cor: 
o Observe a mudança de cor que ocorre imediatamente ou dentro de alguns 
minutos após a adição do reagente. 
Confirmação Visual da Presença de Taninos: 
A presença de taninos na amostra vegetal é confirmada visualmente pela formação de 
uma coloração intensa após a adição da solução de cloreto férrico. A cor do complexo 
formado pode variar dependendo da estrutura do tanino presente: 
• Taninos Hidrolisáveis: Geralmente produzem uma coloração azul-escura ou preto-
azulada. 
• Taninos Condensados: Tendem a formar colorações verde-escura, marrom-esverdeada 
ou marrom-avermelhada. 
A intensidade da cor também pode fornecer uma indicação da concentração aproximada 
de taninos presentes na amostra. Uma coloração mais forte sugere uma maior 
concentração. 
 
 
4. Cumarinas: 
▪ Qual é o papel da radiação ultravioleta na identificação de cumarinas e 
quais são as mudanças visuais observadas em uma amostra positiva? 
A radiação ultravioleta (UV) desempenha um papel crucial na identificação de cumarinas 
devido à sua capacidade de excitar essas moléculas, fazendo com que emitam fluorescência 
visível. As cumarinas possuem estruturas moleculares com sistemas de anéis aromáticos e 
ligações duplas conjugadas, que absorvem eficientemente a radiação UV em comprimentos de 
onda específicos (geralmente na faixa de 254 nm e 365 nm). Quando uma amostra contendo 
cumarinas é exposta à luz UV, as moléculas de cumarina absorvem essa energia e, ao 
retornarem ao seu estado fundamental, liberam parte dessa energia na forma de luz visível, um 
fenômeno conhecido como fluorescência. A cor e a intensidade dessa fluorescência são 
características da estrutura específica da cumarina, permitindo sua identificação presuntiva. 
Comprimentos de Onda Utilizados: UV de onda curta (254 nm): Algumas cumarinas 
exibem melhorfluorescência sob esta faixa de comprimento de onda e UV de onda longa (365 
nm): Esta é a faixa mais comumente utilizada para observar a fluorescência de cumarinas, pois 
geralmente induz uma fluorescência mais intensa e em cores mais variadas. 
Mudanças Visuais Observadas em uma Amostra Positiva para Cumarinas 
Quando uma amostra contendo cumarinas é irradiada com luz ultravioleta em um ambiente 
escuro, as seguintes mudanças visuais podem ser observadas em uma amostra positiva: 
• Fluorescência intensa: A área onde as cumarinas estão presentes na amostra (seja em 
um extrato líquido, um cromatograma em placa fina ou um fragmento da planta) exibirá 
uma emissão de luz visível. 
• Cores variadas: A cor da fluorescência pode variar amplamente dependendo da 
estrutura da cumarina específica. As cores mais comuns observadas incluem: Azul, 
Azul-esverdeado, Amarelo, Verde, Branco-azulado. 
• Intensidade da fluorescência: A intensidade da luz emitida pode variar dependendo 
da concentração da cumarina presente na amostra. Áreas com maior concentração de 
cumarinas tendem a apresentar uma fluorescência mais brilhante. 
• Padrões de fluorescência: Em análises cromatográficas (como cromatografia em 
camada delgada - CCD), diferentes cumarinas presentes na amostra podem se separar e 
exibir bandas de fluorescência com cores e intensidades distintas, permitindo a 
identificação de múltiplas cumarinas na mesma amostra. 
 
 
5. Heterosídeos Cardioativos: 
▪ Explique o procedimento de extração e identificação de heterosídeos 
cardioativos e como a reação de Kedde é utilizada para confirmar sua 
presença. 
A extração de heterosídeos cardioativos geralmente envolve a utilização de solventes polares 
ou hidroalcoólicos, devido à natureza glicosídica dessas moléculas. O procedimento pode variar 
dependendo da matriz (planta ou material biológico) e dos heterosídeos específicos que se 
deseja extrair, mas geralmente segue os seguintes passos: 
1. Preparo da Amostra: A amostra vegetal é geralmente seca e pulverizada para aumentar 
a superfície de contato com o solvente. Amostras biológicas podem precisar de etapas 
de homogeneização e desproteinização. 
2. Extração com Solvente: A amostra é então submetida à extração com um solvente 
polar ou hidroalcoólico (por exemplo, etanol, metanol, água ou misturas água-álcool) 
utilizando métodos como maceração, percolação, refluxo ou extração assistida por 
ultrassom ou micro-ondas. A escolha do solvente e do método de extração é otimizada 
para maximizar a recuperação dos heterosídeos cardioativos e minimizar a extração de 
componentes indesejados. 
3. Filtragem: O extrato bruto obtido é filtrado para remover partículas sólidas. 
4. Purificação (Opcional): O extrato filtrado pode passar por etapas de purificação para 
remover lipídios, pigmentos e outras substâncias que podem interferir na análise 
posterior. Técnicas como partição líquido-líquido com diferentes solventes de 
polaridade crescente ou cromatografia em coluna podem ser utilizadas. 
5. Concentração: O extrato purificado (ou não) é geralmente concentrado por evaporação 
do solvente sob pressão reduzida para obter um extrato mais rico em heterosídeos 
cardioativos. 
A identificação com a reação de Kedde ocorre através da reação visual positiva, formação de 
uma coloração violeta ou lilás intensa após alguns segundos/minutos. Essa cor é indicativa da 
presença de estrutura lactônica α,β-insaturada típica dos glicosídeos cardíacos. 
6. Saponinas: 
▪ Descreva o teste de espuma para a identificação de saponinas e como a 
formação de espuma pode ser interpretada em termos de presença e 
quantidade de saponinas na amostra. 
 
 
O teste de espuma é um método qualitativo simples e rápido amplamente utilizado para a 
identificação presuntiva de saponinas em extratos vegetais. As saponinas são glicosídeos 
triterpenoides ou esteroidais que possuem a propriedade característica de formar espuma estável 
quando dissolvidas em água e agitadas. Essa propriedade se deve à sua estrutura anfipática, 
possuindo uma parte glicônica hidrofílica (açúcar) e uma parte aglicônica lipofílica 
(triterpenoide ou esteroide). Essa estrutura permite que as saponinas diminuam a tensão 
superficial da água, facilitando a formação de espuma estável. 
Procedimento: 
1. Preparo do Extrato Vegetal: 
Obtenha um extrato da amostra vegetal utilizando água destilada ou uma 
soluçãohidroalcoólica (por exemplo, etanol a 20-50%). A escolha do solvente pode 
influenciar a solubilidade das diferentes saponinas. Geralmente, aquece-se a mistura 
planta-solvente em banho-maria por alguns minutos para auxiliar na extração. Filtre o 
extrato para remover partículas sólidas. 
2. Teste de Espuma: 
Transfira uma pequena quantidade do extrato filtrado para um tubo de ensaio 
(aproximadamente 5-10 mL). Adicione um volume igual de água destilada ao tubo. 
Feche a boca do tubo com uma rolha ou tampa e agite vigorosamente por cerca de 15-
30 segundos. Deixe o tubo em repouso na posição vertical por alguns minutos 
(geralmente 15-30 minutos) e observe a formação e a persistência da espuma. 
Interpretação da Formação de Espuma: 
A formação e a persistência de uma espuma estável na superfície do líquido são consideradas 
um resultado positivo para a presença de saponinas. A interpretação pode ser feita da seguinte 
forma: 
• Resultado Positivo: 
Formação de espuma: A presença de uma camada de espuma com altura de pelo menos 
1 cm que persiste por um período de tempo significativo (geralmente mais de 10-15 
minutos) após a agitação indica a presunção da presença de saponinas na amostra. 
Estabilidade da espuma: Quanto mais estável e duradoura for a espuma, maior a 
probabilidade da presença de saponinas em concentrações apreciáveis. Uma espuma que 
desaparece rapidamente sugere a ausência ou uma quantidade muito pequena de 
saponinas. 
 
Presença de anel de espuma: A formação de um anel de espuma persistente na 
superfície do líquido após o repouso é também um indicativo positivo. 
• Resultado Negativo: 
Ausência de espuma ou formação de espuma instável: Se não houver formação de 
espuma após a agitação ou se a espuma formada desaparecer rapidamente (em menos 
de alguns minutos), o teste é considerado negativo para a presença de saponinas 
detectáveis por este método. 
Interpretação em Termos de Quantidade: 
Embora o teste de espuma seja principalmente qualitativo, algumas inferências sobre a 
quantidade de saponinas podem ser feitas com base na altura e na persistência da espuma: 
• Maior quantidade de saponinas (sugestivo): Formação de uma camada de espuma 
alta (acima de 2-3 cm) e muito estável, que persiste por várias horas. 
• Quantidade moderada de saponinas (sugestivo): Formação de uma camada de 
espuma com altura entre 1-2 cm que persiste por um período de 30 minutos a 1 hora. 
• Baixa quantidade de saponinas (sugestivo): Formação de uma camada de espuma 
baixa (apenas alguns milímetros) ou uma espuma que desaparece em menos de 15-30 
minutos. 
• Ausência ou quantidade muito traço de saponinas: Nenhuma formação de espuma 
ou formação de espuma instável que desaparece rapidamente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE PRÁTICA 02 
Marília Aguiar do Amaral - 04148196 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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RELATÓRIO 02 
DATA: 
 
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RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: Farmacognosia Pura 
 
DADOS DO(A) ALUNO(A): 
 
NOME: Marília Aguiar do Amaral MATRÍCULA: 04148196 
CURSO: Farmácia POLO: Unama – Santarém/PA 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): Yan Vitor Silva Oliveira 
 
ORIENTAÇÕES GERAIS: 
 
• O relatório deve ser elaborado individualmente e deve ser escrito de forma clara e 
• concisa; 
• O relatório deve conter apenas 01 (uma) lauda por tema; 
• Fonte: Arial ouTimes New Roman (Normal e Justificado); 
• Tamanho: 12; 
Margens: Superior 3 cm; Inferior: 2 cm; Esquerda: 3 cm; Direita: 2 cm; 
• Espaçamento entre linhas: simples; 
• Título: Arial ou Times New Roman (Negrito e Centralizado). 
 
 
TEMA DE AULA: MÉTODOS EXTRATIVOS, PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA, 
DETECÇÃO DE UMIDADE 
 
 
RELATÓRIO: RESPONDA AS QUESTÕES E ADICIONE FOTO DA AULA PRÁTICA 
SOBRE OS TEMAS 
 
1. Métodos Extrativos de Droga Vegetal: 
a. Quais são as principais diferenças entre os métodos de maceração, infusão e 
decocção, e em quais situações cada método é mais indicado? 
 Principais diferenças entre maceração, infusão e decocção: 
Característica Maceração Infusão Decocção 
Contato droga-
solvente 
Temperatura ambiente, 
longo período (horas a 
dias) 
Água quente adicionada 
à droga, curto período 
(minutos) 
Droga fervida no 
solvente, período 
prolongado (minutos a 
horas) 
Temperatura Ambiente (geralmente) Quente (sem ferver) Fervura 
Indicação 
Drogas com constituintes 
termossensíveis ou que se 
extraem bem a frio; 
materiais com alta 
concentração de ativos 
Partes aéreas delicadas 
(folhas, flores) com 
ativos solúveis em água 
quente e não 
termossensíveis 
Partes duras da planta 
(raízes, caules, cascas) e 
constituintes pouco 
solúveis ou não 
termossensíveis 
Exemplo 
Tintura de ervas, 
preparações oleosas com 
plantas 
Chás (camomila, 
hortelã) 
Chás de casca (catuaba), 
preparo de caldos 
medicinais com raízes 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
ENSINO DIGITAL 
 
RELATÓRIO 02 
DATA: 
 
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b. Qual técnica seria mais indicada para extração de óleos essenciais? Descreva e 
justifique. 
A técnica mais indicada para a extração de óleos essenciais é a destilação por arraste a 
vapor. 
Descrição: 
1. A matéria-prima vegetal (flores, folhas, caules, raízes, frutos ou sementes) contendo o 
óleo essencial é colocada em um recipiente sobre uma fonte de vapor de água. 
2. O vapor d'água quente passa através do material vegetal, rompendo as glândulas ou 
células que armazenam o óleo essencial. 
3. As moléculas voláteis do óleo essencial são vaporizadas e arrastadas pelo vapor d'água. 
4. A mistura de vapor d'água e óleo essencial passa por um condensador, onde é resfriada 
e retorna ao estado líquido. 
5. O líquido condensado (hidrolato ou água floral) e o óleo essencial, que são imiscíveis, 
são coletados em um separador. Devido à diferença de densidade, o óleo essencial se 
separa da água, podendo ser facilmente coletado. 
Justificativa: 
• Volatilidade dos óleos essenciais: Os óleos essenciais são compostos voláteis, o que 
os torna facilmente separáveis por destilação. 
• Separação eficiente: O arraste a vapor permite a separação do óleo essencial da matriz 
vegetal a temperaturas mais baixas do que a fervura direta, evitando a degradação de 
componentes termossensíveis. 
• Obtenção de óleo puro: A técnica resulta em um óleo essencial relativamente puro, 
livre de grandes quantidades de outros constituintes vegetais não voláteis. 
• Escalabilidade: A destilação por arraste a vapor é um método amplamente utilizado 
industrialmente devido à sua eficiência e capacidade de processar grandes quantidades 
de material vegetal. 
 
 INFUSÃO DECOCÇÃO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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RELATÓRIO 02 
DATA: 
 
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2. Detecção de Umidade: 
a. Explique o princípio da determinação de umidade em drogas vegetais 
pelo método gravimétrico. 
O princípio da determinação de umidade em drogas vegetais pelo método gravimétrico se 
baseia na perda de massa que ocorre quando a amostra é submetida a um processo de secagem 
controlado. Assume-se que essa perda de massa é primariamente devida à evaporação da água 
presente na amostra. 
 
b. Exemplifique a utilização deste método. 
 
1. Pesagem Inicial: Uma quantidade precisamente conhecida da droga vegetal é pesada 
em um recipiente previamente tarado (peso conhecido). 
2. Secagem: A amostra é então submetida a um processo de secagem em condições 
controladas, geralmente envolvendo uma temperatura específica (por exemplo, 105 °C, 
conforme especificado em muitas farmacopeias) por um período de tempo determinado 
ou até atingir peso constante. Peso constante é definido como a ausência de variação 
significativa na massa entre pesagens sucessivas. 
3. Resfriamento: Após a secagem, o recipiente contendo a droga vegetal seca é resfriado 
em um dessecador para evitar a reabsorção de umidade do ambiente. 
4. Pesagem Final: A massa do recipiente com a droga vegetal seca é novamente 
determinada com precisão. 
5. Cálculo da Perda de Massa: A diferença entre a massa inicial da droga úmida e a 
massa final da droga seca representa a quantidade de umidade perdida. 
6. Expressão do Resultado: A umidade é geralmente expressa como uma porcentagem 
da massa inicial da droga vegetal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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RELATÓRIO 02 
DATA: 
 
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3. Prospecção fitoquímica: 
a. Descreva o procedimento de extração e identificação de heterosídeos 
cianogênicos em uma amostra vegetal e como a presença de cianeto é 
confirmada. 
 
Os heterosídeos cianogênicos são metabólitos secundários presentes em diversas espécies 
vegetais, que, mediante hidrólise enzimática ou ácida, liberam ácido cianídrico (HCN), uma 
substância altamente tóxica. A extração e identificação desses compostos envolvem etapas 
cuidadosas para evitar a perda de cianeto e garantir a segurança durante o manuseio. 
1. Extração dos Heterosídeos Cianogênicos: 
O procedimento de extração visa solubilizar os heterosídeos cianogênicos presentes na matriz 
vegetal, minimizando a hidrólise prematura e a perda de cianeto. 
1. Preparo da Amostra: A amostra vegetal fresca ou seca e moída é utilizada. Caso a 
amostra seja seca, pode ser necessário reidratá-la ligeiramente para facilitar a ação das 
enzimas endógenas durante uma etapa posterior (se desejado). 
2. Inativação Enzimática (Opcional, mas recomendado para evitar hidrólise durante 
a extração): Para evitar a hidrólise dos heterosídeos pelas enzimas β-glicosidases 
presentes na planta durante a extração, pode-se realizar uma inativação enzimática 
prévia. Isso pode ser feito aquecendo a amostra em água fervente ou etanol a quente por 
um curto período de tempo. 
3. Extração com Solvente: Os heterosídeos cianogênicos são geralmente extraídos com 
solventes polares, como etanol aquoso (70-80%) ou metanol aquoso. A extração pode 
ser realizada por maceração sob agitação por um período de tempo adequado (por 
exemplo, algumas horas ou durante a noite) à temperatura ambiente ou levemente 
aquecida (abaixo da temperatura de ebulição do solvente para evitar perdas de cianeto, 
caso alguma hidrólise ocorra). 
4. Filtragem: O extrato bruto é filtrado para remover partículas sólidas. 
5. Concentração (Opcional): O filtrado pode ser concentrado sob pressão reduzida e 
temperatura controlada para remover o excesso de solvente. A concentração deve ser 
feita com cuidado para evitar a perda de compostos voláteis, incluindo o cianeto que 
pode ser liberado por hidrólise residual. 
6. Purificação Parcial (Opcional): O extrato concentrado pode ser submetido a etapas de 
purificação para remover interferentes, como partição líquido-líquido com solventes de 
diferentes polaridades. 
2. Identificação dos Heterosídeos Cianogênicos e Confirmação da Presença de Cianeto: 
A identificação dos heterosídeos cianogênicos pode envolver métodos cromatográficos (como 
HPLC) e espectroscópicos (como LC-MS) para determinar a estrutura específica do glicosídeo 
presente. No entanto, a confirmação da presença de cianeto liberado é crucial paracaracterizar 
esses compostos. Vários testes químicos podem ser utilizados para detectar a presença de 
cianeto: 
a) Teste do Papel de Picrato de Sódio: Este é um teste clássico e sensível para a detecção de 
cianeto liberado. 
1. Preparo do Papel de Picrato: Tiras de papel de filtro são embebidas em uma solução 
saturada de ácido pícrico e, em seguida, em uma solução de carbonato de sódio a 10%. 
As tiras são secas, adquirindo uma cor amarela. 
2. Procedimento: Uma pequena quantidade da amostra vegetal (fresca ou reidratada) é 
colocada em um tubo de ensaio. Algumas gotas de água ou uma solução enzimática (por 
 
 
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RELATÓRIO 02 
DATA: 
 
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exemplo, emulsão de amêndoas amargas contendo β-glicosidase) são adicionadas para 
promover a hidrólise dos heterosídeos. Uma tira de papel de picrato de sódio umedecida 
é suspensa na boca do tubo, sem tocar o conteúdo. O tubo é então fechado e deixado em 
repouso por algumas horas (em temperatura ambiente ou levemente aquecido). 
3. Resultado Positivo: A presença de cianeto é indicada pela mudança de cor do papel de 
picrato de amarelo para vermelho-tijolo ou marrom-avermelhado. A intensidade da 
cor é proporcional à quantidade de cianeto liberado. 
b) Teste com Sulfato Ferroso e Hidróxido de Sódio (Formação de Azul da Prússia): Este 
teste envolve a formação de ferrocianeto, que reage com íons férricos para formar o azul da 
Prússia. 
1. Procedimento: Uma porção da amostra vegetal é triturada com água. Adiciona-se 
solução de sulfato ferroso (FeSO₄) e hidróxido de sódio (NaOH). Aquece-se a mistura 
suavemente e acidifica-se com ácido clorídrico (HCl). Adiciona-se uma solução de 
cloreto férrico (FeCl₃). 
2. Resultado Positivo: A formação de um precipitado ou coloração azul intenso (azul da 
Prússia) indica a presença de cianeto. 
c) Testes Cromatográficos: A cromatografia em camada delgada (CCD) ou HPLC podem ser 
utilizadas para separar os heterosídeos cianogênicos presentes no extrato. A identificação pode 
ser feita por comparação com padrões de referência ou por detecção com reagentes específicos 
após a separação. Para confirmar a liberação de cianeto, o eluente da cromatografia pode ser 
direcionado para um sistema de detecção de cianeto. 
d) Espectrometria de Massas (MS): Técnicas como LC-MS podem ser utilizadas para 
identificar os heterosídeos cianogênicos com base em sua massa molecular e padrões de 
fragmentação. A detecção de íons específicos relacionados ao cianeto ou aos fragmentos 
característicos dos heterosídeos pode confirmar sua presença. 
 
 
b. Qual é a importância da hidrólise enzimática na detecção de heterosídeos 
cianogênicos e quais são os sinais visuais ou químicos que indicam uma 
reação positiva? 
A hidrólise enzimática desempenha um papel crucial na detecção de heterosídeos cianogênicos 
porque: 
1. Liberação do Cianeto Tóxico: Os heterosídeos cianogênicos em sua forma intacta 
geralmente não são tóxicos. A toxicidade surge quando esses compostos são 
hidrolisados, liberando ácido cianídrico (HCN), que é altamente venenoso. A hidrólise 
enzimática, catalisada por enzimas β-glicosidases presentes na própria planta ou 
adicionadas externamente (como a emulsão de amêndoas amargas contendo 
amigdalase), é a principal via pela qual o cianeto é liberado dos heterosídeos. 
2. Simulação de Processos Naturais: A hidrólise enzimática simula o que pode ocorrer 
quando o tecido vegetal é danificado (por exemplo, por mastigação de um herbívoro), 
permitindo o contato entre o heterosídeo e a enzima armazenados em compartimentos 
celulares separados. Essa interação leva à liberação de cianeto como um mecanismo de 
defesa da planta. 
3. Base para Testes de Detecção: Muitos testes químicos para heterosídeos cianogênicos 
se baseiam na detecção do cianeto liberado após a hidrólise enzimática. Sem essa etapa, 
os testes diretamente para o heterosídeo podem ser mais complexos e menos sensíveis. 
b. Sinais Visuais ou Químicos que Indicam uma Reação Positiva 
 
 
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RELATÓRIO 02 
DATA: 
 
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Os sinais visuais ou químicos que indicam uma reação positiva para a presença de heterosídeos 
cianogênicos, após a hidrólise enzimática e a aplicação de testes específicos para cianeto, 
incluem: 
• Teste do Papel de Picrato de Sódio: A mudança de cor do papel de picrato de sódio 
de amarelo para vermelho-tijolo ou marrom-avermelhado é um sinal visual 
positivo. A intensidade da cor está relacionada à concentração de cianeto liberado. 
• Teste com Sulfato Ferroso e Hidróxido de Sódio (Azul da Prússia): A formação de 
um precipitado ou coloração azul intenso (azul da Prússia) após a acidificação e adição 
de cloreto férrico indica a presença de cianeto. 
• Detecção Cromatográfica: Em métodos cromatográficos, a detecção de um composto 
com o tempo de retenção correspondente a um padrão de heterosídeo cianogênico, 
juntamente com a confirmação da liberação de cianeto do eluente, é um sinal positivo. 
• Espectrometria de Massas: A identificação de íons moleculares e fragmentos 
característicos do heterosídeo cianogênico e/ou de produtos da sua decomposição, 
incluindo fragmentos relacionados ao cianeto, é um indicativo positivo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS: 
 
HARBORNE, J. B. (1998). Phytochemical Methods: A Guide to Modern Techniques of 
Plant Analysis. 3rd ed. Chapman and Hall. 
HOSTETTMANN, K., Hamburger, M., Hostettmann, M., & Gupta, M. P. (2017). 
Introduction to Phytochemistry. CRC Press. 
TREASE, G. E., & Evans, W. C. (2009). Trease and Evans' Pharmacognosy. 16th ed. 
Saunders/Elsevier. 
SILVA, J. R. F. da; Agra, V. L. G. Farmacognosia. 2ª Edição. Editora da UFPB, 2006 
FARMACOGNOSIA. Jorge R. F. da Silva e Vera L. G. Agra. 2ª Edição. Editora da UFPB, 
2006 
HONDA, A.; Fiorucci, M. C. S. Introdução à Fitoquímica. EDUEM, 2007 
SIMÕES, C. M. O.; Schenkel, E. P.; Gosmann, G.; Mello, J. C. P. de; Mentz, L. A.; 
Petrovick, P 
 
OBSERVAÇÃO: 
FOTOS INSERIDAS SOMENTE DAS AULAS PRÁTICAS REALIZADAS NO 
POLO, OS DEMAIS TÓPICOS SEM FOTOS NÃO FOI REALIZADA AULA 
PRÁTICA.