Atlas de parasitologia - 1ª edição - John L. Alves de Oliveira

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Atlas de parasitologia 
 
 
 
 
 
John L. Alves de Oliveira 
 
 
 
 
 
 
 
 
Atlas de Parasitologia 
1ª edição 
 
 
John L. Alves de Oliveira 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimentos 
 
 
Agradeço primeiramente a Deus por tudo, pois sem ele nada poderia ser possível em 
minha vida, muito menos o entendimento de que a Biomedicina é mais que uma simples 
faculdade da saúde, mas agora parte de minha vida. Agradeço a todos os meus professores do 
curso, professora Kécia Andrade que foi minha professora de parasito I no terceiro semestre, 
agradeço também ao meu atual professor de parasitologia do quarto semestre, David Duarte e 
ao professor João Alves que me ajudou a revisar este trabalho. Agradeço a duas antigas 
professoras que tive no ensino médio, professora Ivânia Araújo e professora Renata, que hoje 
não tenho tanto contato com elas, mas quero que saibam que foram parte significante da 
minha vida acadêmica, onde tive toda a base necessária pra o entendimento das disciplinas na 
faculdade. 
Agradeço aos meus pais, pois sem eles jamais poderia continuar essa caminhada, a 
minha namorada que junto comigo ajudou a desenvolver todo esse Atlas e que tanto me dá 
carinho e amor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Índice 
 
Schistosoma mansoni ................................................................................ 1 
Teania sp ................................................................................................... 1 
Hymenolepis .............................................................................................. 2 
Diphyllobotrium latum .............................................................................. 2 
 
Ascaris lumbricoides ..................................................................................3 
Trichuris trichiura ...................................................................................... 3 
Enterobius vermicularis ............................................................................. 3 
 
Ancilostomídeo ......................................................................................... 4 
Strongyloides stercoralis ........................................................................... 4 
 
Trichostrongylus sp ................................................................................... 5 
Entamoeba histolytica .............................................................................. 5 
 
Entamoeba coli ........................................................................................ . 6 
Endolimax nana ....................................................................................... . 6 
Iodamoeba bütschlii .................................................................................. 6 
 
Giardia lamblia ........................................................................................ . 7 
Cryptosporidium parvum .......................................................................... 7 
 
Isospora belli ............................................................................................. 8 
Blastocystis Hominis .................................................................................. 8 
 
Chilomastix mesnili ................................................................................... 9 
 
 
 
 
 
 
Protozoários do sangue 
 
Trypanossoma cruzi ................................................................................... 10 
 
Leishmania sp ............................................................................................. 11 
 
Trichomonas vaginalis ............................................................................... 12 
 
Pasmodium falciparum .............................................................................. 13 
Plasmodium ovale ...................................................................................... 13 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Organograma dos Parasitas 
 
 
 
 Parasitas intestinais 
 
 
 Protozoários Giardia Lamblia 
 
 Amebas Coccídios Intestinais 
 Cryptosporidium parvum 
 Entamoeba Histolytica/E. dispar Isospora Belli 
 Entamoeba Coli 
 Endolimax nana Blastocystis Hominis 
 Iodamoeba Bütschlli 
 
 Balantidium coli 
 
 Chilomastix mesnili 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Parasitas intestinais 
 
 
Helmintos 
 
 
Platelmintos Nematelmintos 
 
 Trematoda Ascaris lumbricoides 
 
 Schistosoma mansoni Trichuris trichiura 
 
Cestoda Tenia Enterobius vermicularis 
 
 Hymenolepis Ancilostomatidae 
 H. nana Strongyloides stercoralis 
 H. diminuta Trichostrongylus sp 
Diphyllobotrium latum 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Parasitas do tecido e sangue 
 
 
 Protozoários 
 
 Trypanossoma cruzi 
 
Leishmania 
 
Trichomonas 
 
Plasmodium 
 
 P. falciparum P. vivax 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Schistosoma mansoni 
 
Ovo de schistosoma 400x Ovo visto em fezes 100x Vermes adultos (macho e femea) 
Primeiro estágio Segundo estágio Terceiro estágio Ovo 
maduro 
 
Teania sp 
Ovo de T. Solium 400x Solim (scolex) 
Ovo de T. saginata 200x T. saginata (ventosas) Proglote 
de T. saginata 
 
Hymenolepis 
H. diminuta 
Ovo de H. nana 400x Ovo de H. nana 400x Ovo de H diminuta 200x 
 
 Diphyllobotrium latum 
 
 
 
 
 
Ovo de 
Dyphyllobotrium 
latum 100x 
 
 
 
 
(Figura 19 - Ovo de Diphyllobothrium latum (200X) mostrando opérculo (1) em uma das 
extremidades e uma pequena protuberância (2) do lado oposto.) 
(Figura 20 - Ovo de Diphylobothrium latum mostrando opérculo (400X)). 
 
 
 
 
 
Ascaris lumbricoides 
 
(Figura 21 - Ovo de Ascaris lumbricoides sem a membrana mamilonada (400X)). 
(Figura 22 - Ovo fértil de Ascaris lumbricoides com membrana mamilonada (400X)). 
(Figura 23 - Ovo infértilde Ascaris lumbricoides com membrana mamilonada (400X)). 
 
 
Trichuris trichiura 
Ovo de T. trichiura larvado 
 
 Enterobius vermicularis 
(Figura 27 - Ovo de Enterobius vermicularis com células germinativas (400X)). 
(Figura 28 - Ovo de Enterobius vermicularis larvado (400X)). 
(Figura 29 - Fêmea de Enterobius vermicularis mostrando as asas cefálicas (400X)). 
 
Ancilostomídeo 
 
(Figura 30 - Ovo de Ancilostomídeo (400X). Não é possível fazer a distinção entre os ovos de 
Ancylostoma duodenale e Necator americanus, embora esse último seja ligeiramente maior). 
 
(Figura 31 - Larva de ancilostomídeo, corada pelo lugol, caracterizada pela presença de vestíbulo bucal 
longo (1000X)). 
 
Strongyloides stercoralis 
 
(Figura 32 - Larva de Strongyloides stercoralis corada pelo lugol (400X), mostrando delimitação do 
primórdio genital (1)). 
 
(Figura 33 - Larva de Strongyloides stercoralis corada pelo lugol (400X). Presença de primórdio genital (1) 
e vestíbulo bucal curto(2)). 
 
 
 
 
 
Trichostrongylus sp. 
 
 
 
 
 
 
 Ovo de Trichostrongylus sp. (200X). 
 
Entamoeba histolytica 
 
(Figura 34 - Cisto de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar (1000X) corado pelo lugol, mostrando 
dois núcleos (1) com cariossoma central (2) e cromatina periférica regular). 
(Figura 35 - Cisto de Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar (1000 X) corado pelo lugol, caracterizado 
pela presença de dois núcleos (1) com cariossoma central (2), cromatina periférica regular e vacúolo de 
glicogênio (3) pouco corado e difuso. 
 
 
 
 
Entamoeba coli 
 
(Figura 36 – Cisto de Entamoeba coli (400X) corado pelo lugol, caracterizado pela presença de mais de 
quatro núcleos (1)). 
(Figura 37 – Cisto de Entamoeba coli (400X) corado pelo lugol, caracterizado pela presença de mais de 
quatro núcleos). 
 
(Figura 38 – Cisto de Entamoeba coli (1000X) corado pelo lugol, mostrando a presença de mais de 
quatro núcleos (1)). 
(Figura 39 – Cisto de Entamoeba coli (1000X) corado pelo lugol, mostrando corpo cromatóide (1) em 
forma de agulha). 
(Figura 40 - Trofozoíto de Entamoeba coli (1000X) corado pela hematoxilina férrica, caracterizado pela 
presença de núcleo com cariossoma excêntrico (1), cromatina periférica irregular e não diferenciação 
entre ecto e endoplasma). 
 
 
 
 
 
 
Endolimax nana 
 
 
 
 
 
 
(Figura 40 - Cisto de Endolimax nana (1000X) corado pelo lugol, mostrando quatro núcleos). 
 
 
Iodamoeba bütschlii 
 
(Figura 42 – Cisto de Iodamoeba bütschlii (400X) corado pelo lugol, mostrando vacúolo de glicogênio (1) 
intensamente corado e bem delimitado). 
(Figura 43 – Cistos de Iodamoeba bütschlii (1000X) corados pelo lugol, mostrando vacúolo de glicogênio 
intensamente corado e bem delimitado (1)). 
(Figura 44 - Cópia de Cistos de Iodamoeba bütschlii (1000X) corados pelo lugol, mostrando vacúolo de 
glicogênio intensamente corado e bem delimitado (1)). 
 
 
 
Giardia lamblia 
 
(Figura 45 – Cistos de Giardia lamblia (1000 X) corados pelo lugol, mostrando a presença de núcleos (1), 
axonemas (2) e corpos parabasais (3), em forma de vírgula, cruzando os axonemas). 
(Figura 46 – Trofozoito de Giardia lamblia). 
 
 
Cryptosporidium parvum 
 
(Figura 47 – Oocistos de Cryptosporidium parvum (400X) corados pelo Método de Henriksen e Pohlenz 
 ( Derivado de Ziehl-Neelsen)). 
(Figura 48 – Oocistos de Cryptosporidium parvum (1000X) corados pelo Método da safranina-azul de 
metileno. 
(figura 49 - Oocistos de Cryptosporidium parvum (1000X) corados pelo Método de Henriksen e Pohlenz 
(Derivado de Ziehl-Neelsen)). 
 
 
 
Isospora belli 
 Oocisto de isospora belli 
 
 
Blastocystis Hominis 
Blastocystis hominis 400x 
 
 
 
 
 
 
 
Chilomastix mesnili 
 
 
Protozoário flagelado não 
patogênico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Parasitas do tecido e do sangue 
 
Trypanossoma cruzi 
 
 Flagelo 
 Cinetoplasto 
 
 Núcleo 
 
 
 
 
 Núcleo 
 Cinetoplasto 
 Flagelo 
 
 
 (Figura 50 – Forma TRIPOMASTIGOTA do 
trypanossoma cruzi, indentifica-se pela localização do 
cinetoplasto, está longe do núcleo e oposto ao flagelo) 
 (Figura 51 – Forma EPIMASTIGOTA do Trypanosoma 
cruizi, identifica pea localização do cinetoplasto, pois esta 
mais proximo ao núcleio e do mesmo lado do flagelo) 
 (Figura 52 – Forma amastigota do Trypanosoma 
cruzi, encontrada no tecido). 
 
 
 
 
Leishmania sp 
 
(Figura 53 – amastigotas de Leishmania donovani em células esplênicas, medindo aproximadamente 
1mm de diâmetro). 
(Figura 54 - amastigotas invadindo macrófagos no linfonodo de cão). 
(Figura 55 – Forma Promastigota). 
 
Trichomonas vaginalis 
 
 
 
 
 
 
 
 
(Figura 56 – Dois trofozoítos juntos). 
(Figura 57 - Trofozoíto mostrando o núcleo único, o axóstilo e os quatro flagelos). 
 
 
 
 
Pasmodium falciparum 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Plasmodium ovale (Imagens – Trofoitos de P. ovale) 
 
 
 
 
 
MÉTODOS DE EXAMES COPROLÓGICOS 
São inúmeros os métodos de exames coprológicos descritos na literatura, os quais 
podem ser qualitativos ou quantitativos, apresentando diferentes sensibilidades na detecção 
de ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários. Descrevemos a seguir alguns dos 
métodos e soluções utilizados de rotina em laboratórios para análise. 
 
Solução de lugol 
Lugol 2,0 g 
Iodeto de Potássio - KI 4,0 g 
Água destilada Completar para 100 ml 
 
 
Conservantes de fezes 
 
 
MIF (Mertiolato, Iodo e Formaldeído) 
 
Glicerina 5 ml 
Formaldeído (40%) 25 ml 
Mertiolato (ou mercurocromo) 0,1% 200 ml 
Água destilada 200 ml 
Solução de lugol 43 ml 
Total 473 ml 
 
 
SAF (Acetato de Sódio, Ácido Acético e Formaldeído) 
 
Acetato de Sódio 15 g 
Ácido Acético 20 ml 
Formadeído (40%) 40 ml 
Água destilada 925 ml 
Total 1.000 ml 
 
 
 
 
 
 
 
 
Exame direto 
Utilizado para pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos. Método 
pouco sensível e só apresenta resultados positivos em infecções massivas. 
Procedimento: Adicionar solução de lugol às fezes, preparar a lâmina e observar 
direto ao microscópio em aumento de 100X e 400X. 
 
MÉTODO DE HOFFMAN, PONS & JANER ou HPJ – (Sedimentação espontânea) 
 Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos. 
 
1. Dissolver cerca de 10g de fezes em 10 ml de H2O em frasco pequeno2. Filtrar em gaze dobrada em quatro, utilizando um cálice de sedimentação. 
3. Lavar o frasco 2X despejando a água na gaze 
4. Completar o cálice com água e homogenizar com bastão de vidro. 
5. Deixar em repouso de 2 a 24 horas. 
6. Com uma pipeta tampada, retirar uma amostra do fundo do vértice do cálice, 
destampando a pipeta após imergí-la. 
7. Examinar ao microscópio, adicionando uma gota da solução de lugol. 
 
1ª parte 2ª parte 
 Gase dobrada 
 Cálice de sedimentação 
 
 
 Sedimento 
 
3ª parte 
 
 
 
 
MÉTODO DE WILLIS 
 Utilizado na pesquisa de ovos de helmintos. 
1. Dissolver cerca de 5g de fezes em uma solução saturada de NaCl. 
2. Filtrar em gaze dobrada em quatro em frasco de Borrel e completar com a 
solução saturada de NaCl até formar um menisco convexo na boca do frasco. 
3. Colocar uma lâmina por sobre as bordas do frasco para uqe fique em contato 
com o líquido ao menos por 5 minutos. 
4. Retirar a lâmina sem escorrer o líquido e examinar ao microscópio. 
 
 
MÉTODO DE FAUST – (Centrífugo-flutuação) 
 
 Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos. 
 
1. Dissolver cerca de 5g de fezes em 10ml de água e filtrar em gaze dobrada em 
quatro. 
2. Depositar o material em tubo cônico de centrífuga e centrifugar a 1500 rpm por 
2 minutos. 
3. Desprezar o sobrenadante e ressuspender novamente em 10 ml de água. 
4. Repetir os passos 2 e 3 até que o sobrenadante apresente-se claro. 
5. Adicionar 10 ml de sulfato de zinco (ZnSO2) 33 %, densidade 1.180, 
homogenizar e centrifugar a 1500 rpm por 2’. 
6. Recolher com alça de platina a película superficial, adicionar uma gota da 
solução de lugol e observar ao microscópio. 
 
 
 
 
 
 
MÉTODO DE RITCHIE 
 
 Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários. 
 
1. Idêntico ao método de FAUST até o ítem 4. 
2. Adicionar cerca de 8 ml de formol a 10%, homogenizar, descansar por 10’ a 
20’. 
3. Adicionar cerca de 2 ml de éter, agitar vigorosamente e centrifugar a 1500 rpm 
por 2’. 
4. Desprezar o sobrenadante e examinar o depósito ao microscópio adicionando 
uma gota da solução de lugol. 
 
 
MÉTODO DE BAERMANN-MORAES 
 
 Utilizado na pesquisa e isolamento de larvas de Strongyloides sp. de fezes e de 
larvas de nematóides do solo. 
 
1. Em um funil de vidro, adicionar água a 40-41°C até o nível atingir 1/2 altura da 
amostra depositada em gaze dobrada em quatro ou em peneira apropriada na boca do funil. 
2. Após duas horas, coletar amostras da água em vidro de relógio e examinar ao 
microscópio. 
 
 
 
MÉTODO DE GRAHAM (Método da fita adesiva) 
 
 Utilizado na pesquisa de ovos de E. vermicularis 
 
1. Com auxílio de um tubo de ensaio, fazer pressão com uma fita gomada 
transparente (parte colante) sobre o ânus e região perianal. 
2. Colar a fita em lâmina e observar ao microscópio. 
 
 
MÉTODO DE KATO - KATZ 
 
 Utilizado principalmente na pesquisa de ovos de S. mansoni e outros helmintos. 
 
Utilização do Kit (quantitativo - OPG): 
1. Depositar uma pequena quantidade de fezes sobre uma folha de papel higiênico 
colocando a tela por cima e pressionando com a paleta. 
2. Colocar sobre uma lâmina de vidro a placa de plástico e depositar no centro do 
orifício as fezes que ultrapassaram as malhas da tela (40 - 60 mg). 
3. Comprimir as fezes no orifício da placa até completá-lo. 
4. Sobrepor à lamínula de celofane (embebida em verde malaquita) e inverter a 
preparação realizando pressão com o polegar sobre a lâmina até obter uma 
uniformidade do material. 
5. Deixar em repouso por cerca de 60 minutos a temperatura ambiente. 
6. Contar todos os ovos encontrados e multiplicar o total por 24, resultando em 
ovos/grama de fezes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Referencias 
 
Imagens: 
 
Algumas das imagens foram retiradas do “Atlas de parasitologia” da faculdade de Farmácia da 
UFMG (Universidade Federal de Minas Gerais). Pode ser encontrado em: 
http://www.farmacia.ufmg.br/ACT/atlas/ (acesso em, 08, 09,10, 11, 12 e 13 de novembro de 
2010). 
O restante das imagens foram retiradas do acervo pessoal de parasitologia do autor. 
Os esquemas foram feitos pelo autor. 
 
 
Referências dos métodos e Técnicas dos convervantes: 
 
AMATO NETO, V. & CORRÊA, L.L., 1991. Exame parasitológico das fezes. 5ª edição. Sarvier, São 
Paulo, SP. 92p. 
CIMERMAN, B. & CIMERMAN, S., 1999. Parasitologia Humana e seus fundamentos 
gerais. Editora Atheneu, Belo Horizonte, MG. 375 p. 
DE CARLI, G.A. 2001. Parasitologia Clínica: Seleção de Métodos e Técnicas de 
Laboratório para o Diagnóstico das Parasitoses Humanas. Editora Atheneu, Rio 
de Janeiro, RJ. 810 p. 
FERREIRA, A.W. & ÁVILA, S.L.M., 1996. Diagnóstico laboratorial das principais 
doenças infecciosas e auto-imunes. Editora Guanabara-Koogan, Rio de Janeiro, 
RJ. 302 p. 
NEVES, D.P. et alli, 1998. Parasitologia Humana. 10ªedição. Editora Atheneu, Belo Horizonte, 
MG. 524 p. 
REY, L., 1991. Parasitologia. 2ª edição. Editora Guanabara-Koogan, Rio de Janeiro, RJ. 731 p. 
WHO – World Health Organization, 2000. Pranchas para o Diagnóstico de Parasitas 
Intestinais. Livraria Editora Santos, São Paulo, SP. 12 p. 
WHO – World Health Organization, 1999. Procedimentos Laboratoriais em 
Parasitologia Médica. Livraria Editora Santos, São Paulo, Sp 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Informações sobre o autor 
 
Graduação em andamento pela Faculdade Anhanguera de Brasília, 5° semestre. 
 
Currículo lattes: http://lattes.cnpq.br/1615872512645184 
Contato: (61) 8545 8889. 
Emails: johnjrsm@hotmail.com / johnlgalves@gmail.com. 
 
 
 
 
"Toda ciência é algo que levamos para a vida, que enfrentamos 
com todo o conhecimento que temos, buscamos curas, reformas, 
inovação, descobertas, mesmo sem saber de onde viemos, pra 
onde vamos. Mas temos uma certeza, certeza esta de que somos 
todos poeira das estrelas." (John L. ) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Atlas de Parasitologia 
1ª edição 
John L. Alves de Oliveira