Relatorio Aula Pratica _ Diag Laboratorial

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: FARMÁCIA DISCIPLINA: DIAG. LABOR. INFECÇÕES PARASITÁRIAS 
 
NOME DO ALUNO: FLÁVIA REGINA ANDRETTA FELICIANO PEREIRA ______ 
 
R.A: 0551482 POLO: TAQUARAL___________________ 
 
DATA: 04 / 05 / 2022 
 
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TÍTULO DO ROTEIRO: Diagnóstico Laboratorial de Infecções Parasitárias 
 
Nosso grupo da aula prática laboratório 
Flávia Regina Andretta Feliciano Pereira – RA 0551482 
 Jeane Marcelli de Souza Magro – RA 2086288 
Tatiane Cristina dos Santos Camargo – RA 2098445 
 
INTRODUÇÃO: 
A Parasitologia é uma importante ciência da saúde humana, apontando 
questões de interesse médico e biomédico, principalmente na população de nível 
socioeconômico menos prevalecido. Entre os parasitas de interesse médico, há 
duas classes principais que são os protozoários e os helmintos. Os protozoários 
podem ser ovais, esféricos ou alongados. São revestidos de cílios, alguns possuem 
flagelos, são seres eucariontes e possuem fases bem definidas como, trofozoítos, 
cistos, gametas. Os helmintos geralmente são organismos grandes, com uma 
organização complexa, possuem corpo alongado, cilíndrico e que se afilam nas duas 
extremidades. São compostos por várias células e órgãos internos podendo 
medir desde centímetros até alguns metros de comprimento ao contrário dos 
protozoários. 
Um parasito por definição é um organismo que prejudica seu hospedeiro 
com alguma intensidade. O prejuízo a esse hospedeiro pode ser causado de 
diversas maneiras. A lesão mais comum é aquela causada pela interferência 
com os processos vitais do hospedeiro através da ação de secreções, excreções 
ou outros produtos do parasito. Parasitos que produzem tais efeitos podem estar 
nos tecidos ou nos órgãos do hospedeiro, na corrente sanguínea, no trato 
gastrointestinal ou podem mesmo ser ectoparasitos. 
Os protozoários incluem todos os organismos protistas, eucariotos, 
constituídos por uma única célula, apresentam do diversas formas, processo de 
alimentação, locomoção e reprodução. Diferentes espécies de parasitos são 
diagnosticadas no sangue periférico e em tecidos humanos. Entre esses parasitos 
estão incluídos protozoários, no qual se encontram nesses grupos tripanossomos 
(Trypanossoma cruzi), plasmódios (Plasmodium vivax, Plasmodium falciparum, 
Plasmodiu m malariae), babésia (Babesia bigemina), leishmania (Leishmania 
visceral e Leishmania cutânea) e toxoplasmose (Toxoplasmose gondii.). 
 
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Já os protozoários intestinais possuem ciclos evolutivos simples. Seus 
estágios usuais são trofozoítos, cistos, oocistos e esporos. Várias espécies de 
amebas intestinais vivem no ceco e no cólon do homem, como Entamoeba 
histolytica , Entamoeba díspar, Entamoeba coli, Entamoeba hartmanni, Endolimax 
nana e Iodamoeba bustchlii . A Entamoeba histolytica é o agente etiológico da 
amebíase sendo a única ameba patogênica para a espécie humana os 
Cryptosporidium sp , Cyclospora cayetanensis e Isospora belli são organismos 
intracelulares obrigatórios. A Isospora belli são coccídeos que apresentam 
occistos com dois esporocistos e quatro esporozoítos, são geralmente 
homoxenos. A Cyclospora cayetanensis pode ser encontrado e m indivíduos 
imunocompetentes e imunodeprimidos, causando diarreia prolongada. Os 
helmintos geralmente são organismos grandes possuindo uma organização 
complexa, são compostos por várias células e órgãos internos, produzem ovos 
e larvas que só se desenvolvem ao serem lançados no ambiente junto com as 
fezes e ao serem ingeridos esses ovos e larvas contaminam o homem causando 
desnutrição, avitaminoses, distúrbios gástricos e/ou intestinais, estados 
convulsivos, prejuízos ao desenvolvimento físico e mental das crianças e adultos. 
Existem três grupos de helmintos importantes que contaminam o homem: 
os trematódeos (Trematoda ou Digenea), os cestoides (Cestoda), e os 
nematódeos (Nematoda). Os dois primeiros pertencem ao mesmo filo, 
Platyhelminthes ou platelmintos e o terceiro está incluído em um filo separado, 
Nemathelminthes. Da mesma forma que os protozoários, os helmintos são mais 
comuns em climas quentes, mas ocorrem com muita frequência nos climas tropicais. 
Os Platyhelminthes são constituídos p elas classes Trematoda e Cestoda. Na 
classe Trematododa podemos encontrar a espécie Schistossoma mansoni e a 
Fascíola hepática. A Fascíola hepática é encontrada normalmente no interior 
da vesícula e canais biliares mais calibrosos de seus hospedeiros usuais. 
A classe Cestoda é composta por parasitos hermafroditas, de tamanhos 
variados, encontrados em animais vertebrados. Os cestódeos mais frequentes 
são os da família Taenidae, na qual estão as Taenia solium e Taenia saginata, 
conhecidas popularmente como solitárias. A teníase e a cisticercose são 
distintas, porém causadas pela mesma espécie, mas com fase de vida diferente. 
O cisto hidático, estágio larval do gênero Echinococcus, a gente da hidatidose 
cística nos humanos pertence também à classe Cestoda. A contaminação do 
 
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Hymenolepis nana ocorre através da ingestão de ovos presentes nas mãos ou 
em alimentos contaminados. Seu diagnostico se dá através da pesquisa de ovos 
nas fezes. O Diphyllobothrium latum tem como forma infectante o plerocercoide 
presente em peixes crus e sua forma de diagnóstico é a pesquisa de ovos nas fezes 
pelo método de sedimentação. Nos Nematelmintos a transmissão pode ser por 
aquisição ativa, incluindo o Strongyloides stercoralis, o Ancylostoma duodenalis/ 
Necator americanus . A transmissão também pode ocorrer por aquisição passiva, 
através da ingestão de ovos, incluindo os parasitas Ascaris lumbricoides , 
Trichuris trichiuria e Enterobius vermiculares. 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
 
Aula 1 – Roteiro 1: Exame Coproparasitológico para Pesquisa de 
Protozoários 
 
Objetivo 
Mostrar a técnica de exame de fezes para pesquisa de protozoários. 
 
Técnica de Sheater: 
 
É uma técnica de centrífugo-flutuação que foi criada para detectar a presença 
de ovos de helmintos nas fezes de gado bovino. Com o tempo, foram realizadas 
observações que indicam que a técnica pode ser aplicada para o diagnóstico de outras 
parasitoses. Nesta técnica a solução diluente utilizada é uma solução saturada de 
sacarose que aumenta a sensibilidade e diminui os artefatos fecais. A técnica é 
utilizada principalmente para a pesquisa de ovos leves como de Ancilostomídeos e 
para a pesquisa de oocistos como os de Cystoisospora sp. e de T. gondii e para o 
diagnóstico de cistos de pequenos protozoários intestinais. Alguns pesquisadores tem 
proposto alterações na técnica de Sheather com alteração dos tempos de 
centrifugação ou da densidade da solução de sacarose. 
 
Procedimento: 
1- Homogeneizar em um Becker as fezes com água destilada até que fique em 
consistência pastosa e fina; 
 
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2- Filtrar em um tamiz fino forrado com gaze de 4 dobras sobre um Becker; 
3- Transferir para um tubo de 10 ml o filtrado misturado com um volume igual 
de uma solução de açúcar, dissolvendo em água (Solução de Sheather- 500g de 
açúcar, 320 ml de H2O e 6g de fenol); 
4- Centrifugar por 2 minutos a 2000 ou 2500 rpm; 
5- Gotejar solução de sacarose até formar menisco; 
6- Colocar uma lâmina em contato com o meniscodo sobrenadante; 
7- Retirar a lâmina e colocar sobre uma lâmina de vidro, ao conteúdo da lâmina, 
adicionar uma pequena gota de ovo albumina (feita com 50% de clara de ovo e 50% 
de glicerina); 
8- Realizar a leitura em microscópio óptico no aumento de 100 vezes e utilizar 
aumento de 400 vezes para confirmação, quando necessário. 
 
Fonte própria 
 
Técnica de Faust: 
O método de Faust é utilizado quando houver suspeita de enfermidades 
causadas por parasitos helmintos ou protozoários. Mais especificamente sobre o 
método, também chamado de centrífugo-flutuação no sulfato de zinco, ele é um 
Exame Parasitológico de Fezes (EPF) simples, utilizado na pesquisa parasitológica 
de ovos e larvas de helmintos e cistos e oocistos de protozoários. É realizado com o 
objetivo de concentrar o que será investigado, eliminando resíduos fecais e facilitando 
a identificação, por isso a técnica de concentração é muito utilizada nas estratégias 
de exame para parasitos intestinais. 
Este procedimento simples e eficiente está indicado para pesquisa de ovos com 
densidade específica baixa como os de Ancilostomídeos. 
Vantagens e desvantagens do método de Faust 
 
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Vantagens Desvantagens 
Remoção dos detritos fecais Alguns ovos de helmintos são muito densos 
Fácil de visualizar na microscopia Necessidade de centrífuga 
Fácil execução 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
Conclusão: 
As técnicas de Sheater e Faust são muito utilizados na prática clínica nas 
suspeitas de helmintoses e protozooses. A fácil visualização pela remoção dos detritos 
fecais e concentração das formas parasitárias trazem ao método de concentração 
uma relevância maior, uma vez que mesmo quantidades pequenas de parasitas são 
identificadas. Pelas diferenças de densidade, após a última centrifugação com a 
solução saturada do sulfato de zinco, as formas parasitárias concentradas formam 
uma película superficial visível a olho nu. 
Nesta técnica de análise os ovos de Helmintos tendem a flutuarem na superfície 
de uma solução de densidade elevada. Isto ocorre devido diferença de densidade 
entre a solução e os ovos de densidade baixa como os de Ancilostomídeos. 
 
Aula 1 – Roteiro 2: Identificação de Lâminas de Protozoários, Helmintos e 
Artrópodes em Lâminas 
 
Objetivo 
Identificar os protozoários em lâminas prontas. 
Materiais: 
 
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• Lâminas dos parasitas ( laminário UNIP ) 
• Microscópio 
• Lenços de papel 
 
Lâminas de protozoários: 
 
Ascaris lumbricoides (adulto): 
Conhecido popularmente como lombrigas, é uma espécie de nematódeo 
monóxeno da família Ascaridíase, sendo a causa da doença conhecida como 
ascaridíase. Os vermes adultos medem entre 15 cm e 40 cm de comprimento e 
desenvolveu-se no intestino delgado do hospedeiro, no qual macho e fêmea se 
acasalam. 
 
Fonte própria 
 
Shistosoma mansoni (adulto): 
É um platelminto trematódeo agente da esquistossomose intestinal, 
popularmente conhecida como “mal de caramujo" ou “barriga d’água”. Essa espécie é 
comum em regiões África, Antilhas é América do Sul, pela presença de hospedeiros 
intermediários adequados e condições ambientais favoráveis. 
 
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Fonte própria 
 
Enterobius vermiculares (fêmea adulta): 
A oxiurose é uma doença causada por um nematódio chamado Enterobius 
vermiculares, que causa coceira na região retal. A oxiurose, também conhecida por 
oxiuríase, enterobíase ou caseira, é uma infecção intestinal ocasionada por um 
nematódeo intestinal chamado de Enterobius vermiculares. 
 
Fonte própria 
 
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Fonte própria 
 
Conclusão: 
Os parasitos são organismos que vivem em ou sobre um hospedeiro sobrevive 
as suas custas. Estes parasitos infectam o homem e são divididos didaticamente em 
três grupos, sendo eles: protozoários, helmintos e artrópodes. 
 
Aula 2 – Roteiro 1: Exame Coproparasitológico para Pesquisa de 
Helmintos 
 
Objetivo 
Mostrar a técnica de exame de fezes para pesquisa de ovos de helmintos. 
 
Técnica de Willis-Mollay: 
É um tipo de teste para identificação de ovos e larvas de alguns tipos 
de nematódeos e oocistos de protozoários. Nessa técnica, é utilizado o princípio 
da flutuação (levitação), utilizando soluções de densidade elevada (NaCl p.ex.); com 
isso, os oocistos e os ovos, de densidade menor que a solução, tendem a flutuar. Após 
isso frequentemente observa-se na lâmina do microscópio de objetiva 100 a presença 
de ovos, gorduras, fibras. Indicado para identificação de Ancilostomídeos, Enterobius 
vermiculares e Trichuris trichiura 
Esse exame é realizado para identificação de ovos de vermes intestinais. O 
exame de fezes pelo método de Willis visa uma identificação mais aprimorada de ovos 
de parasitas intestinais. 
https://pt.wikipedia.org/wiki/Ovo
https://pt.wikipedia.org/wiki/Larva
https://pt.wikipedia.org/wiki/Nemat%C3%B3deo
https://pt.wikipedia.org/wiki/Oocisto
https://pt.wikipedia.org/wiki/Protozo%C3%A1rio
https://pt.wikipedia.org/wiki/Flutua%C3%A7%C3%A3o
https://pt.wikipedia.org/wiki/Solu%C3%A7%C3%B5es
 
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Material: Fezes frescas refrigeradas. 
Método: Willis-Mollay 
Conservação para envio: Até 48 horas refrigerado entre 2º a 8ºC. 
Prazo para entrega do resultado: 48 horas 
 
 
 
Fonte própria 
 
Conclusão: 
O método de Willis-Mollay, recuperou um número maior de gêneros de 
parasitos e demonstrou ser mais rápido e de fácil execução, apresentando boa 
visibilidade dos ovos de helmintos intestinais. 
 
Aula 3 - Roteiro 1: Exame coproparasitológico direto a fresco 
 
Objetivo 
Identificação de trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários e de ovos e larvas 
de helmintos. 
 
Procedimento: 
MÉTODO DIRETO A FRESCO: O exame direto a fresco é um método indicado 
principalmente para a pesquisa de trofozoítos de protozoários em fezes diarreicas 
recém-emitidas (no máximo 30 minutos após coleta). Outras formas de parasitas 
podem ser encontradas. 
Colocou-se duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de vidro. 
Tocou-se com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferindo uma 
 
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pequena porção para a lâmina de microscopia. Espalhou-se as fezes, fazendo um 
esfregaço, colocou-se uma lamínula e examinou-se ao microscópio. 
Obs.: A espessura do esfregaço não deve impedir a passagem de luz. 
Colocou-se a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do 
revólver. Colocou-se a lâmina (com lamínula para cima) na platina. Encostou-se o 
condensador na lâmina e ligou-se a luz. Movimentou-se o parafuso macrométrico 
onde focalizou o parasito em imagem nítida. Aperfeiçoou-se o foco com o parafuso 
micrométrico e observou-se a imagem das respectivas estruturas indicadas pelo 
professor . Ajustou-se a iluminação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
Aula 3 – Roteiro 2: Exame Coproparasitológico para Pesquisa de 
Helmintos 
 
Objetivo 
Proporcionar a realização da técnica de exame de fezes para pesquisa de ovos 
“pesados” de helmintos, em especial da classe Cestoda e Trematoda 
 
Técnica de Hoffman: 
A técnica de Hoffman, Pons e Janer ou Lutz ou método de sedimentação 
espontânea consiste basicamente na mistura das fezes com água, sua filtração por 
uma gaze cirúrgica (ou parasito filtro) e manutenção em repouso, formando uma 
consistente sedimentação dos restos fecais ao fundo do cálice, e indicado 
principalmente para pesquisa de ovos de Schistosoma mansoni, serve também para 
a de ovos e larvas de outros vermes, sendo o mesmo de fácil execução e baixo custo. 
 
 
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Materiais 
Água, 
Copos descartáveis, 
Coador (tamis) , 
Gaze, 
Palitos de madeira, 
Cálice de sedimentação, 
Pipeta Pasteur Lâminas e Lamínulas, 
Fezes, 
Microscópio. 
 
Procedimento: 
 Aliquotou-se cerca de 5 a 10 g de fezes. 
 
Fonte própria 
 
Homogeneizou-se estas fezes em 250mL a 300 ml de água. 
 
Fonte própria 
 Filtrou-se a suspensão de fezes para um cálice de sedimentaçãoe aguardou-
se cerca de 25 minutos. 
 
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Fonte própria 
 
Desprezou-se 2/3 do sobrenadante. 
Acrescentou-se água até a borda do cálice. 
Aguardou-se cerca de 25 minutos. Repetiu-se o procedimento, até a solução 
ficar “limpa”(repetiu-se 3 vezes) neste experimento. 
 
Fonte própria 
 
Pipetou-se o sedimento para uma lâmina. 
 
Fonte própria 
 
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 Cobriu-se a mesma com lamínula. Observou-se no microscópio com aumento 
de 40x. 
 
Resultados: 
Observou-se no microscópio a seguinte imagem: 
 
Fonte própria 
 
Fibras de vegetais, resíduos de vegetais pois sabemos a procedência das 
fezes, e o animal e bem cuidado e faz se uso de medicamentos vermífugos e vitaminas 
o que explica a ausência de larvas e vermes neste material. 
 
Aula 4 – Roteiro: Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Larvas 
 
Objetivo 
Identificação de larvas de parasitas intestinais utilizando a técnica de Rugai. 
 
Técnica de Rugai: 
Rugai simplificou o método de Baermann, utilizando a própria latinha como 
receptáculo para as fezes e um cálice de sedimentação, em vez de funil. Indicado para 
a pesquisa de larvas de Strongyloides stercorales e de Ancilostomideos. 
Estender um pedaço de gaze dobrado 2 a 4 vezes (conforme a consistência 
das fezes) e repuxar as bordas para trás. Emborcar a lata no interior do cálice e fixá-
Ia por pressão contra as paredes do cálice em posição levemente inclinada. Colocar 
água a 40-42°C pelas paredes do cálice, aproveitando a abertura que resulta da 
posição inclinada da lata; a água deve alcançar toda a boca da lata. Deixar em 
repouso cerca de 1 hora; as larvas coletam--se no fundo do cálice. 
 
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Retirada das larvas - Sem retirar a lata (*), introduzir uma pipeta até o fundo do 
cálice, conservando-a fechada com o dedo; deixar penetrar rapidamente cerca de 3 
ml de líquido; fechar novamente a pipeta e retirá-la; examinar ao microscópio 
(utilizamos sempre vidro de relógio e microscópio entomológico) . 
Rugai e seus colaboradores mencionaram que, quando não há sedimentação 
de detritos de fezes, os casos negativos podem ser afastados pelo exame do fundo 
do cálice, com uma lupa manual, sendo assim evitado o exame microscópico de 
grande número de casos. Não recorremos a este modo de proceder em nenhum dos 
casos que compõem a presente investigação. 
 
Materiais 
Água aquecida exatamente a 45 
Gaze, 
Cálice de sedimentação, 
Fezes, 
Microscópio. 
Barbante 
 
A adaptação proposta para o método de Rugai e colaboradores apresenta 
algumas vantagens. A utilização de água a 45ºC permite a captura de larvas em 
função do termotropismo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte Própria 
 
Pipetou-se uma gota da solução na lâmina e foi observado em um microscópio. 
 
 
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Referências Bibliográficas: 
 
Curso Aprendiz – Métodos para exame parasitológico de fezes – Disponível 
em: https://www.cursosaprendiz.com.br/metodos-para-o-exame-parasitologico-de-
fezes/, acessado em 03 de maio de 2022. 
 
LABORANALISE - Parasitológico de fezes - Disponível em: 
http://www.laboranalise.com.br/parasitologico-de-fezes/ Acessado em 04 de maio de 
2022. 
 
NEVES. David Pereira, Parasitologia Humana, 10.ed. São Paulo: Atheneu, 
2000.https://pt.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9todo_de_Kjeldahl. Acessado em 03 de 
maio de 2022. 
 
Técnica Parasitológicas - Disponível em: 
https://files.cercomp.ufg.br/weby/up/59/o/H%C3%A2nstter_H%C3%A1llison_2015.pd
f. Acessado em 30 de abril de 2022. 
 
Universidade Federal Fluminense, Instituto Biomédico – Departamento de 
Microbiologia e Parasitologia. Disponível em: 
http://atlasparasitologia.sites.uff.br/wp/content/uploads/sites/41/2020/09/Sheater.pdf. 
Acessado em 30 de abril de 2022. 
 
Wikipedia – Técnica de Willis-Mollay - Disponível em: 
https://pt.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9cnica_de_Willis-Mollay, Acessado em 03 de 
maio de 2022. 
 
https://www.cursosaprendiz.com.br/metodos-para-o-exame-parasitologico-de-fezes/
https://www.cursosaprendiz.com.br/metodos-para-o-exame-parasitologico-de-fezes/
http://www.laboranalise.com.br/parasitologico-de-fezes/
https://pt.wikipedia.org/wiki/Método_de_Kjeldahl
https://files.cercomp.ufg.br/weby/up/59/o/H%C3%A2nstter_H%C3%A1llison_2015.pdf
https://files.cercomp.ufg.br/weby/up/59/o/H%C3%A2nstter_H%C3%A1llison_2015.pdf
http://atlasparasitologia.sites.uff.br/wp/content/uploads/sites/41/2020/09/Sheater.pdf
https://pt.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9cnica_de_Willis-Mollay