Protocolo Fisiologia Vegetal João ito

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PROTOCOLO DE AULAS 
PRÁTICAS 
 
 
FISIOLOGIA VEGETAL 
 
 
DEPARTAMENTO DE BOTÂNICA 
INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS 
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL 
 
2016/2 
 2 
I. COMPOSIÇÃO DA MATÉRIA VEGETAL 
 
Introdução 
 
 Uma planta herbácea típica, como o pé-de-milho ou o tomateiro, contém cerca de 
90% de água. Quando está água é removida por aquecimento do material vegetal, em estufa 
entre 60 e 105 ºC, o que resta, cerca de 10% do peso do material fresco, constitui a matéria 
seca da planta. A matéria seca é formada de mais ou menos 44% de Carbono, 44% de 
Oxigênio, 6% de Hidrogênio e 2% de Nitrogênio. Os restantes 4% são constituídos por 
quantidades bastante diminutas de diferentes componentes minerais. Pode-se considerar, 
então, que mais de 99% do material fresco da planta é formado pelos elementos Carbono, 
Hidrogênio e Oxigênio, presentes na água e nas substâncias orgânicas. Estes três elementos 
são oriundos do meio, seja como água absorvida pelas raízes, seja como gás carbônico 
atmosférico fixado pela fotossíntese. Os elementos minerais provêm do solo, onde existem 
na forma de íons ou em combinações orgânicas degradáveis. Pela incineração da matéria 
seca a temperaturas em torno de 500 ºC, os componentes orgânicos volatilizam em sua 
maior parte e, nas cinzas restantes, permanecem os elementos minerais. A presença de 
alguns destes elementos nas cinzas do material vegetal pode ser comprovada através de 
reações químicas específicas. 
 
Objetivos 
 
1. Determinação das porcentagens de água e componentes orgânicos e minerais 
 1
a
 etapa: porcentagem de 
a) água livre em relação à matéria fresca (63 ºC). 
b) água coloidal em relação à matéria fresca (105 ºC). 
c) água total em relação à matéria fresca. 
d) água livre em relação à água total. 
e) água coloidal em relação à água total. 
f) matéria seca em relação à matéria fresca. 
 
2
a
 etapa: porcentagem de 
g) componentes voláteis (C, H, O, N) em relação à matéria fresca. 
h) componentes voláteis em relação à matéria seca. 
i) cinzas em relação à matéria fresca. 
j) cinzas em relação à matéria seca. 
 3 
 
2. Identificação da presença de alguns elementos minerais nas cinzas. 
 Alguns reagentes químicos serão usados para identificar os elementos minerais nas 
cinzas do material vegetal. 
Protocolo 
 
1. Água e Matéria Seca 
 
Material 
 10 g de folhas, fruto cortado, sementes ou uma plantinha pequena recém colhida (se 
possível, anotar o nome da espécie vegetal utilizada) 
 Potes de vidros, etiquetas, almofariz e pistilo 
 Balança, estufa, dessecador e mufla 
 
Procedimento 
 1a etapa: Secagem 
 1. Pesar cerca de 10g do material no recipiente, cujo peso foi previamente 
determinado. 
2. Colocar, com identificação, na estufa a 63 ºC. 
3. Pesar novamente, de dois em dois dias, ou após uma semana, até que ocorra 
estabilização do peso. 
 4. Recolocar na estufa, agora a 105 ºC. 
 5. Pesar novamente, como antes, até a estabilização do peso. 
 6. Calcular as porcentagens dos objetivos da 1
a
 etapa (a-f). 
 OBS: Nestas pesagens, particularmente a partir do item 6, deve-se usar o 
dessecador: o material é retirado da estufa e colocado no dessecador, que é tampado; 
permanece aí por 15 a 20 minutos para esfriar. Isto evita a reabsorção de umidade pelo 
esfriamento ao ar livre. 
 
 2a etapa: Incineração 
 1. Por um cadinho de porcelana bem limpo na estufa a 105 ºC por um dia. 
 2. Esfriar no dessecador e determinar seu peso. 
 3. Pulverizar o material seco da 1
a
 etapa usando almofariz e pistilo; colocar no 
cadinho e pesar. 
 4. Incinerar o material em uma mufla a 550 ºC por 24 horas. 
 4 
 5. Esfriar o cadinho ao ar por alguns minutos, depois colocar no dessecador por 20 
minutos. 
 6. Pesar o conjunto e calcular os itens dos objetivos da 2
a
 etapa (g-j). 
 
Resultados 
 
 Peso do material fresco: ______________________________________ 
 Peso do material seco a 63 ºC: _________________________________ 
 Peso do material seco a 105ºC: _________________________________ 
 Peso das cinzas: _____________________________________________ 
 OBS: para obtenção destes pesos, já descontar o peso do recipiente 
 
Cálculo das porcentagens 
 
Componentes Pesos (g) % na mat. fresca % na água total 
Água livre (a) % (d) % 
Água coloidal (b) % (e) % 
Água total (c) % 
Matéria seca (f) % % na mat. seca 
Componentes 
voláteis 
 (g) % (h) % 
Cinzas (i) % (j) % 
 
 5 
 
II. NUTRIÇÃO MINERAL 
 
Introdução 
 Os nutrientes minerais identificados nas cinzas do material vegetal são em sua 
maioria essenciais para o desenvolvimento normal da planta. Quando um deles está ausente, 
ou sua disponibilidade no meio é insuficiente, o vegetal manifesta os efeitos desta 
deficiência através de diversos sintomas. Entre os sintomas de carência mais típicos de um 
nutriente mineral estão a deformação, a clorose e a necrose das folhas, associadas 
frequentemente à desfoliação prematura. Alguns elementos minerais são necessários à 
planta em quantidades relativamente mais elevadas e são, por isto, denominados 
macronutrientes (N, P, K, S, Ca e Mg). Outros, cujas quantidades exigidas pela planta são 
tão pequenas que mesmo traços contaminantes podem suprir as necessidades, são chamados 
micronutrientes (Fe, B, Cl, Cu, Mn, Mo, Zn, Ni). Excepcionalmente, alguns grupos de 
plantas podem exigir outros elementos como essenciais (Na, Co, Si, Al). 
 Um nutriente mineral é considerado essencial quando: a) sua ausência no meio de 
cultivo impede que a planta complete o estágio vegetativo ou reprodutivo do seu ciclo vital; 
b) sua carência é específica, só sendo corrigida pelo seu fornecimento, tornando-se 
impossível sua substituição por outro elemento; E c) sua implicação na vida da planta é 
direta, fazendo parte de uma molécula essencial ou atuando num processo decisivo do 
metabolismo. A ação de um elemento no controle eventual de condições biológicas, físicas 
ou químicas adversas no meio de cultivo não basta para caracterizar sua essencialidade. 
 O método mais utilizado para definir a essencialidade de um determinado elemento 
na nutrição mineral das plantas consiste em cultivá-las em soluções nutritivas ou 
hidropônicas. Neste tipo de cultivo, as raízes, ao invés de crescerem no solo, desenvolvem-
se mergulhadas na água destilada contendo sais inorgânicos em proporções adequadas. A 
cultura em soluções nutritivas objetiva: a) determinar os elementos que a planta necessita 
para o seu desenvolvimento normal (nutrientes essenciais); b) observar os sintomas de 
carência provocados na ausência de um certo elemento; e c) determinar as condições 
nutritivas ótimas, isto é, a concentração adequada de cada elemento e o equilíbrio ótimo 
entre as concentrações dos diferentes elementos essenciais 
 
Objetivos 
 
 6 
 Cultivar plantinhas de feijão, milho, pepino ou outras em solução nutritiva completa 
e em soluções nas quais se omite um elemento de cada vez. No final da experiência, por 
comparação do crescimento da parte aérea e das raízes de cada planta, estudar o efeito da 
carência de cada um dos elementos no desenvolvimento total, e observar os sintomas 
visuais que aparecem. 
 
Protocolo 
 
Material 
 Soluções-estoque previamente preparadas. 
 Jarras para as soluções nutritivas. 
 Tampas apropriadas, espuma. 
 Sementes de pepino pré-germinadas por 10 dias 
 
Procedimento 
 1a etapa: 
 1. Lavar bem as jarras, enxaguar comágua destilada. Deixá-las de borco até a outra 
etapa. Se as jarras forem transparentes, cobri-las com papel escuro para evitar a proliferação 
e algas e a iluminação das raízes. 
 2. Preparar também as tampas adequadas. 
 3. Pôr as sementes a germinar em rolos de papel filtro colocadas em câmara úmida até 
a outra etapa. 
 
 2a etapa: 
 1. Preparar as soluções conforme o quadro da outra página. Colocar quantidade 
suficiente na jarra (nível da solução a ~2 cm abaixo da tampa). Montar as plantinhas na 
tampa, firmando-as com algodão seco ou esponja plástica (Fig.1). 
 2. Substituir completamente a cada duas semanas. Acompanhar com anotações as 
variações que forem surgindo. 
 
 
 
 7 
 
SOLUÇÕES – ESTOQUE SOLUÇÕES NUTRITIVAS (ml/l) 
SAIS g/l M Completa -N -P -K -Ca -Mg -S -Fe* -Fe** ‒Micronutrientes 
NH4H2PO4 23 0,20 5 – – 5 5 – – 5 5 5 
NH4NO3 40 0,50 – – 1 6 8 6 – – – – 
Ca(NO3)2 189 1,15 5 – 5 5 – 5 5 5 5 5 
CaCl2 29 0,26 5 21 5 5 – 5 – 5 5 5 
MgCl2.6H2O 41 0,20 – – – – – – 5 – – – 
Mg(NO3)2.6H2O 51 0,20 – – – – – – 5 – – – 
MgSO4.7H2O 99 0,40 5 5 5 5 5 – – 5 5 5 
KH2PO4 27 0,20 – 5 – – – 5 5 – – – 
KNO3 121 1,20 5 – 5 – 5 1 5 5 5 5 
K2SO4 87 0,50 – 5 – – – 4 – – – – 
FeCl3.6H2O 10 0,04 – – – – – – 2 – 2 – 
Micronutrientes (ver abaixo) 
(ver abaixo) 
2 2 2 2 2 2 2 2 2 – 
Fe-EDTA 2 2 2 2 2 2 _– – – 2 
 
Micronutrientes: em 1 litro de água destilada dissolver 0,72 g de H3BO3 (ácido bórico), 0,02 g de CuCl2.2H2O (cloreto de 
cobre), 0,45g de MnCl2.4H2O (cloreto de manganês), 0,06 g de ZnCl2 (cloreto de zinco) e 0,01 g de Na2MoO4.2H2O 
(molibdato de sódio). 
Fe-EDTA: dissolver 13,4 g de Na2C10H14O8N2.2H2O (etilenodiamino-tetracetato de sódio) em 500 ml de água destilada e 
aquecer. Quando estiver quente, adicionar 9,9 g de FeSO4.7H2O (sulfato de ferro) e agitar vigorosamente. 
 
J. O . Dutt & E. L. Bergman, 1966.
 8 
NUTRIÇÃO MINERAL 
 
ELEMENTO FUNÇÃO SINTOMAS DE DEFICIÊNCIA 
N Proteínas, aminoácidos, ácidos nucléicos, 
clorofila. 
Crescimento reduzido, clorose foliar, senescência 
precoce; degeneração dos ápices. Aumento na razão 
raiz:parte aérea * 
P Açúcares fosfatados, ATP, DNA, RNA, 
fosfolipídios. Reações de fotofosforilação. 
Folhas escurecidas, às vezes avermelhadas, margens 
chamuscadas. Aumento na razão raiz:parte aérea* 
Mg Clorofila; necessário na atuação de várias 
enzimas 
Folhas manchadas, clorose seguida de cor alaranjada, 
vermelha ou roxa; pontos de necrose; margens curvadas 
para cima; diminuição da dominância apical.* 
K Não é constituinte de substâncias; cofator 
de várias enzimas; papel no controle 
estomático 
Crescimento reduzido, necrose marginal das folhas; 
pontos de necrose nas margens ou junto às nervuras; 
caules frágeis.* 
Ca Pectatos de Ca da lamela média; cofator de 
enzimas; estabilidade de membranas 
Crescimento muito reduzido, folhas jovens retorcidas e 
com margem amarelada; necrose nos pontos de 
crescimento; morte da gema terminal e gemas laterais 
dormentes. murcha das folhas; aparência gelatinosa nos 
ápices das raízes. 
S Aminoácidos (ex: cisteína) e proteínas; 
óleos voláteis 
Clorose; folhas enroladas para baixo; coloração 
vermelha, laranja ou roxa; necrose e desfolhamento; 
entrenós curtos; enrijecimento foliar. 
Fe Citocromos; catalisador na formação da 
clorofila 
Folhas cloróticas (nervura principal verde), margens 
queimadas; caules frágeis; diminuição no crescimento; 
raízes semelhantes a “espinha de peixe”. 
Mn Formação de O2 na fotossíntese; 
catalisador em oxi-reduções. 
Pontuações de necrose nas folhas; clorose (nervuras 
menores mais verdes; formas anormais das folhas. 
B Complexos com carboidratos; pode estar 
envolvido no transporte de carboidratos 
Folhas pálidas na base, curvadas, pequenas, com clorose, 
mais grossas, quebradiças, com nervura suberificada e 
saliente de cor vermelha ou roxa; morte do meristema 
apical do caule. 
Cu Componente de enzimas de transporte de 
elétrons; redução NO2-NH3 
Folhas com aspecto murcho; manchas aquosas e depois 
necróticas ; desfoliamento precoce; diminuição no 
crescimento e ramificação; cessação do crescimento 
radicular e radículas enegrecidas . 
Zn Desidrogenases (respiração); influi na ação 
do AIA 
Pontuações de necrose nas folhas; folhas grossas, 
pequenas, estreitas e alongadas; clorose entre nervuras; 
entrenós curtos.* 
Mo Fixação do N; nitrato redutase Clorose malhada geral entre nervuras, manchas amarelo-
esverdeadas ou laranja brilhantes; murcha das margens e 
encurvamento do limbo. 
Cl Estimula fotólise da água na fotossíntese Folhas pequenas, com aspecto murcho; manchas 
cloróticas e necróticas; raízes curtas e não ramificadas. 
Ni Urease Pontos de necrose nas folhas. 
 
* Sintomas predominam nas folhas mais velhas, devido à mobilidade do elemento no floema. 
 9 
III. COLÓIDES: ADSORÇÃO E EMBEBIÇÃO 
 
Introdução 
 Quando colocamos sementes, pedaços de madeira ou gelatina seca em contato com 
a água, estes materiais incham, aumentando de volume. Nas partes superficiais de solos 
mais argilosos, podemos observar, em épocas secas, o aparecimento de rachaduras 
resultantes da contração pela perda de água. Este solo estava anteriormente inchado. 
 O fenômeno de inchamento, característico de substâncias constituídas por fibras 
muito finas ou por partículas de dimensões coloidais, recebe a denominação genérica de 
embebição. O aumento de volume da gelatina quando umedecida é um dos exemplos mais 
característicos. 
 Um sistema coloidal, como a gelatina, a argila ou partes do protoplasma, é 
constituído por partículas (micelas) ou fibrilas com diâmetro aproximado entre 0,001µm e 
0,1µm, dispersas em um meio líquido. Partículas de tamanho menor formam as soluções e 
de tamanho maior constituem as suspensões. 
 As micelas ou fibrilas, devido às suas dimensões e estrutura molecular, apresentam 
cargas eletrostáticas, que originam fenômenos de superfície, tais como a adsorção, na 
interface com o meio dispersante. Estas cargas são geralmente negativas quando o meio 
dispersante é a água. A água, cuja molécula é um dipolo, adsorve-se às partículas, formando 
capas de hidratação, que mantêm o equilíbrio das cargas. 
 Quando um colóide quase seco é posto em contato com a água, esta é adsorvida 
fortemente, aumentando o volume do sistema. Ao redor de cada micela, atraídas pela 
diferença de carga, as moléculas de água vão se ordenando, passando a ocupar menor 
espaço do que ocupavam quando estavam desordenadas fora do sistema. Assim, o volume 
final do sistema será menor do que a soma dos volumes de suas partes. 
 A embebição resulta do que denominamos forças de hidratação das superfícies. É 
um fenômeno muito importante no estudo das relações hídricas das plantas e, 
particularmente, do solo. Isto porque muitas das estruturas vegetais e partículas do solo têm 
dimensões e características coloidais que lhes conferem propriedades de hidratação ou 
adsorção da água. Na literatura moderna, a capacidade que paredes celulares, protoplasma e 
partículas do solo possuem de reter ou atrair a água pelas forças ditas de superfície, recebe a 
denominação de potencial mátrico ou de matriz. 
 10 
Objetivos 
1. Demonstrar a embebição diferencial de solventes por um colóide. 
2. Verificar a manifestação das forças de hidratação ou adsorção, como pressão. 
 
Protocolo 
1. Embebição diferencial de solventes 
Material 
Gelatina em folha: 3 quadrados de gelatina de 4 cm
2
 de superfície, água, acetona, 
álcool absoluto 
Régua, placas, balança, tesoura 
Procedimento 
 1. Cortar 3 quadrados de gelatina de 4 cm
2
 de superfície2. Determinar o peso de cada quadro até centigramas. 
 3. Colocar um deles em água, outro em acetona e o outro em álcool absoluto, em 
placas de Petri, por cerca de 20 minutos, cobrindo as placas. 
 4. Retirar as gelatinas do meio líquido e secar superficialmente com papel de filtro. 
 5. Repetir a medida de área e pesagem. 
 6. Determinar os aumentos de peso ou área. 
2. Força de adsorção ou pressão de embebição 
Material 
 Sementes de feijão, pedrinhas pequenas, gesso em pó, água 
 Funil, frasco, papel filtro, placa de Petri 
Procedimento 
 1. Forrar com papel de filtro um funil sustentado na boca de um frasco. 
 2. Colocar o gesso em pó até a metade do funil e umedecer. 
 3. Espalhar cerca de 10 sementes na superfície e completar o volume do funil, 
cobrindo as sementes com mais gesso em pó. Molhar sem encharcar. 
 4. Deixar o gesso endurecer por meia hora, e então retirar o papel filtro. 
 5. Colocar o cone formado, com a base para baixo, numa placa de Petri com água. 
 6. O resultado pode ser observado em 2 a 3 horas. 
 11 
 7. Montar um sistema controle, substituindo feijões por pedrinhas de tamanho 
similar. 
 12 
IV. OSMOSE 
 
Introdução 
 Quando acrescentamos uma quantidade de água pura a uma solução aquosa de 
açúcar, o açúcar da solução se difundirá nesta nova porção de água, enquanto a água se 
difundirá na solução. A tendência à difusão depende da energia livre da substância e de sua 
concentração; quanto mais concentrada for a substância (maior quantidade por unidade de 
volume), maior será a energia livre e a tendência à difusão. Consideremos, porém, que entre 
a solução aquosa de açúcar e a água pura exista uma membrana com poros tão pequenos 
que só permitam a passagem das moléculas de água, impedindo a passagem das moléculas 
do açúcar (membrana de permeabilidade diferencial ou semipermeável). A água na solução 
é menos concentrada (menor quantidade por volume) do que quando está pura. A água pura 
tem, então, maior tendência à difusão do que a água misturada ao soluto. Assim, embora a 
água tenha livre passagem para qualquer lado da membrana, deverá passar uma quantidade 
maior da água pura para o lado da solução. A difusão da água, ou de outro solvente 
qualquer, predominantemente em uma direção através de uma membrana permeável, 
denomina-se osmose. A osmose é, pois, uma forma especial de difusão. 
 Como resultado da permeabilidade diferencial da membrana e da maior tendência da 
difusão da água pura, ocorrerá, pela osmose, um aumento no volume da solução. E esta irá, 
por sua vez, sendo gradativamente diluída pela entrada de mais água. 
O aumento de volume continuará até que uma diferença de nível (representada por 
uma pressão hidrostática) contrabalance a tendência de difusão da água no sentido da 
solução. O equilíbrio ocorrerá numa diferença de nível tanto maior quanto maior for, 
inicialmente, a diferença da concentração entre a água pura e a água na solução. Em outras 
palavras, quanto mais concentrada for uma solução (em termos de soluto), maior será a 
tendência de entrada da água pura, maior será o desnível e, portanto, maior será a pressão 
hidrostática que equilibrará o sistema. A capacidade de uma determinada solução de 
produzir um dado desnível pela osmose de água pura denomina-se potencial osmótico, o 
qual pode ser expresso em uma pressão osmótica através de unidades de pressão (atm, bar 
ou MPa) . A pressão osmótica de uma solução pode ser determinada com um aparelho 
denominado osmômetro, criado por Pfeffer (1877). 
 
Objetivos 
1. Demonstração da osmose através de tecido vegetal. 
2. Construção de osmômetro simples usando saco de diálise. 
 13 
Protocolo 
1. Osmose em batata 
Material 
 Um tubérculo de batata-inglesa, glicose ou sacarose, amido 
 Placa de Petri com água, faca ou bisturi. 
Procedimento 
 1. Partir a batata ao meio transversalmente. 
 2. Escavar as duas metades, fazendo duas "panelinhas". 
 3. Colocar um pouco de sacarose dentro de uma das "panelinhas" e amido na outra. 
 4. Pôr os dois conjuntos dentro de uma placa de Petri com um pouco de água 
destilada. 
 5. Após 30 minutos, observar os resultados. Comparar e discutir. 
2. Osmômetro de saco de diálise 
Material 
 Saco de diálise, tubo de vidro, linha de costura (ou barbante) e gilete 
 Solução de sacarose a 10%. 
 Suportes, frasco com água destilada, pipeta. 
Procedimento 
 1. Retirar 2 sacos de diálise do recipiente de água destilada onde foram estocados e 
fechar uma das extremidades com linha ou barbante fino. 
 2. Encher, com auxílio de pipeta, os sacos de diálise. Um deles será preenchido com 
água destilada e o outro com a solução de sacarose. 
 3. Amarrar com linha ou barbante a outra extremidade do saco à extremidade de 
uma pipeta ou tubo de vidro, certificando-se que parte da solução penetre na pipeta ou tubo. 
É importante evitar bolhas e manter o saco bem túrgido. 
 4. Lavar externamente o sistema com água destilada. 
 3. Marcar o nível da solução no tubo. 
 4. Introduzir cada conjunto em um béquer com água destilada, de modo que o nível 
marcado no tubo fique acima do nível da água do frasco. 
 5. Acompanhar a variação do nível do tubo. 
 14 
V. PLASMÓLISE 
 
Introdução 
 A célula vegetal pode ser considerada como um sistema osmótico perfeito. A parede 
celular, porém, não faz parte deste sistema, já que é completamente permeável à maior parte 
das soluções ou substâncias. Somente as membranas do protoplasma (plasmalema e 
tonoplasto) são semipermeáveis. Em uma célula vegetal madura, a camada de citoplasma 
tende a ser bastante delgada. Assim, pode-se considerar a existência de uma membrana 
semipermeável de três camadas (plasmalema, citoplasma, tonoplasto) envolvendo o 
vacúolo. Este, por sua vez, contém substâncias osmoticamente ativas. Colocando-se uma 
célula não túrgida em água pura ou em uma solução de concentração menor do que a do 
suco celular (meio hipotônico), haverá difusão de água através do protoplasma para dentro 
do vacúolo (endosmose). O vacúolo irá aumentar de volume e pressionar a camada 
protoplasmática contra a parede celular. O processo continuará até que a parede, pouco 
elástica, não ceda mais. Nesta situação, o conteúdo celular exerce sobre a parede de 
celulose uma pressão que corresponde, aproximadamente, à pressão hidrostática que surge 
no sistema físico. No caso da célula, falamos em pressão de parede ou turgescência. Se, 
porém, a célula for colocada em uma solução de concentração maior do que a do suco 
celular (meio hipertônico), a difusão será no sentido inverso, isto é, o vacúolo perderá água 
para a solução externa (exosmose). Esta perda de água determinará uma redução no volume 
do vacúolo com o consequente aumento da concentração do suco celular e diminuição da 
pressão de parede. Quando a turgescência desaparece completamente e a exosmose 
continua, o protoplasma se contrai ao redor do vacúolo e começa a separar-se da parede 
celular. Este fenômeno denomina-se plasmólise. A situação de início da plasmólise, quando 
mal se percebe a separação do protoplasma da parede celular, é denominada de plasmólise 
incipiente ou limitante. Se colocarmos um tecido vegetal em uma solução que provoque 
somente uma plasmólise limitante em suas células, esta solução deverá ser apenas um 
pouco mais concentrada do que o suco celular. O potencial osmótico do meio será, 
portanto, praticamente igual ao potencial osmótico das células do tecido. Pela plasmólise 
limitante podemos, então, determinar aproximadamente o potencial osmótico de um tecido 
vegetal. Isto se consegue colocando partes deste tecido em contato com soluções de 
concentrações diferentes, mas conhecidas. Há tabelas quedão os valores de pressão 
osmótica correspondentes a diferentes concentrações de um determinado soluto. A solução 
de equilíbrio a ser considerada será aquela que provocar plasmólise em pelo menos 50% 
das células observadas. 
 15 
Objetivos 
Observar o fenômeno da plasmólise em células vegetais. 
 
Protocolo 
Material 
 Cebola roxa 
 Sacarose ou NaCl 0,5 M e água destilada 
 Microscópio, lâmina e lamínulas 
 Vidros-de-relógio, pipetas, pinça de ponta fina, gilete 
 
Procedimento 
 1. Fazer pequenas incisões com uma gilete na epiderme da cebola 
 2. Usando uma pinça de ponta fina, destacar, a partir das incisões, retalhos da 
epiderme. 
 3. Colocar alguns retalhos de epiderme na solução 0,5 M ou em água destilada por 
cerca de 30 minutos. 
 4. Montar alguns destes cortes ou folhas em lâmina e lamínula, com uma gota da 
solução em que estavam, e observar ao microscópio. 
 5. Observar o fenômeno da plasmólise no material incubado na solução de açúcar ou 
sal e comparar com a turgidez celular do material incubado em água. 
 
 16 
VI. POTENCIAL HÍDRICO 
 
Introdução 
 
 Em fisiologia vegetal, é costume se expressar a energia livre da água através do chamado 
Potencial Hídrico, simbolizado pela letra grega w. O potencial hídrico expressa a quantidade de 
energia livre por unidade de volume de água (unidades de pressão, como bar, MPa, atm), 
comparado com o potencial hídrico da água pura, a pressão atmosférica e a mesma temperatura que 
a água do sistema. Como o potencial hídrico da água pura nestas condições tem, por convenção, 
valor zero, o potencial hídrico de soluções assume valores negativos. Ou seja, quando 
acrescentamos um soluto qualquer à água pura, estamos diminuindo o seu potencial hídrico, 
tornando-o mais negativo. Portanto, quanto mais concentrada é uma solução, mais negativo é seu 
potencial hídrico. O efeito do soluto sobre o potencial hídrico é o de diminuí-lo. 
 A osmose, que é um tipo especial de difusão, ocorre quando existe uma diferença de 
potencial químico ou potencial hídrico entre sistemas separados por uma membrana semipermeável. 
Esta diferença determinará a direção predominante em que o solvente se difundirá. Se de um lado 
do sistema houver água pura (w = 0), e do outro uma solução aquosa (w < 0), o movimento 
predominante da água se dará do compartimento com água pura (maior w) para o compartimento 
da solução (menor w). No caso da osmose, a difusão da água causará o surgimento de uma 
pressão hidrostática ou de parede, a qual contrabalançará a tendência de difusão de água pura para 
a solução. Isto significa que a pressão consegue anular o efeito do soluto. Se o soluto faz diminuir o 
potencial hídrico, a pressão, por sua vez, faz com que ele aumente, alcançando o valor do potencial 
hídrico da água pura ou o da solução que esteja do outro lado da membrana. Portanto, se o potencial 
hídrico de uma célula for igual a zero, significa que a pressão hidrostática ou de parede que atua 
sobre a célula é de valor igual ao seu potencial osmótico, porém com sinal contrário. Assim, 
podemos distinguir dois componentes principais do potencial hídrico: um potencial de soluto ou 
potencial osmótico, cujo efeito é reduzir o potencial hídrico, e um potencial de pressão, que, via de 
regra, aumenta o potencial hídrico. Obs: em contraste com a pressão de parede ou de turgescência, 
normalmente presente em células vegetais, a água nos vasos condutores do xilema se encontra 
normalmente sob tensão, o que significa uma pressão negativa, que resulta na diminuição do 
potencial hídrico. 
 O potencial hídrico pode ser representado pela seguinte equação: 
 
 
 w = p + , sendo: 
 
 w = potencial hídrico da solução ou o do suco celular. 
 p = pressão hidrostática ou de parede. 
  = potencial osmótico da solução ou do suco celular 
 
 17 
Objetivos 
Determinar o potencial hídrico de um tecido vegetal através da identificação de uma solução 
de equilíbrio em que não haja alteração no peso do tecido (método da pesagem do tecido). 
 
Protocolo 
1. Método da pesagem do tecido 
Material 
 Batata inglesa. 
 Fura-rolhas de 2-3 cm de diâmetro (ou tampa de garrafa rosqueada). 
 Balança, faca ou gilete, pinça, placas de Petri, papel de filtro. 
 Sacarose ou NaCl 0,5M (a partir desta preparar 0,1 - 0,2 - 0,3 - 0,4M), água destilada 
 
Procedimento 
 1. Colocar 30ml de água destilada e de cada uma das cinco soluções de sacarose ou NaCl em 
6 diferentes placas de Petri. Anotar a concentração existente em cada uma. Daqui em diante 
trabalhar o mais rápido possível. 
 2. Tomar uma batata e retirar 6 cilindros de 4 cm cada um, com o fura-folhas (retirar casca 
das extremidades). 
 3. Cortar os cilindros em fatias de 3 a 5 mm de espessura e pesá-los separadamente. 
 4. Colocar os discos de cada cilindro nas placas com as respectivas soluções, onde deverão 
permanecer por cerca de 1 hora. 
 5. Retirar os discos, secar com papel de filtro e pesá-los novamente. 
 6. Calcular a diferença entre os pesos iniciais e finais dos discos de cada solução. 
 7. Se ocorrer o caso em que não exista variação de peso, a concentração da solução será 
igual a do tecido da batata. Portanto, os potenciais hídricos serão iguais. Consultar a tabela de 
potencial osmótica da página 18. 
 8. É mais comum ocorrerem variações de peso para mais ou para menos, ou seja, em 
algumas soluções o tecido absorve água e em outras perde. Fazendo-se um gráfico semelhante ao da 
figura 2 (na ordenada as variações positivas ou negativas no peso e na abscissa, as molaridades), é 
possível localizar a solução de equilíbrio no ponto em que a reta gerada pelos valores de aumento e 
perda de peso corta a linha de variação zero. Os valores de pressão poderão ser encontrados na 
tabela de potencial osmótico da página 18. 
 
tecido absorve água
tecido perde água
Molaridade
V
ar
ia
çã
o 
 d
e 
pe
so
0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6
0
+
-
te
ci
do
 a
bs
or
ve
 á
gu
a
te
ci
do
 p
er
de
 á
gu
a
 
 18 
 
 Fig. 2 
 
 
 
tecido absorve água
tecido perde água
Molaridade
V
ar
ia
çã
o 
 d
e 
pe
so
0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6
0
+
-
te
ci
do
 a
bs
or
ve
 á
gu
a
te
ci
do
 p
er
de
 á
gu
a
 19 
TABELAS DE POTENCIAL OSMÓTICO* 
Valores de potencial em atm 
Soluções molares de sacarose a 20◦C 
_________________________________________________________________ 
Molaridade 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 
_________________________________________________________________ 
 0,0 0 -0,3 -0,5 -0,8 -1,1 -1,3 -1,6 -1,9 -2,1 -2,4 
 0,1 -2,6 -2,9 -3,2 -3,4 -3,7 -4,0 -4,2 -4,5 -4,7 -5,0 
 0,2 -5,3 -5,6 -5,9 -6,1 -6,4 -6,7 -7,0 -7,3 -7,5 -7,8 
 0,3 -8,1 -8,4 -8,7 -9,0 -9,3 -9,6 -9,9 -10,2 -10,5 -10,8 
 0,4 -11,1 -11,4 -11,7 -12,1 -12,4 -12,7 -13,0 -13,3 -13,7 -14,0 
 0,5 -14,3 -14,6 -15,0 -15,3 -15,6 -16,0 -16,3 -16,7 -17,1 -17,4 
 0,6 -17,8 -18,1 -18,5 -18,9 -19,2 -19,6 -20,0 -20,4 -20,7 -21,1 
 0,7 -21,5 -21,9 -22,3 -22,7 -23,1 -23,4 -23,8 -24,3 -24,7 -25,1 
 0,8 -25,5 -26,0 -26,4 -26,8 -27,2 -27,6 -28,0 -28,4 -28,8 -29,3 
 0,9 -29,7 -30,2 -30,7 -31,1 -31,6 -32,1 -32,6 -33,1 -33,6 -34,1 
 1,0 -34,6 -35,1 -35,7 -36,2 -36,7 -37,2 -37,7 -38,2 -38,8 -39,3 
Valores de pressão osmótica de Urspring & Blum (1916) - Ber. Deutsch. Bot. Ges. 34: 525-554, citado por Meyer, 
Anderson & Swanson (1955) convertidos em valores de potencial osmótico pela atribuição de sinal negativo. 
Soluções molares de NaCl a 20◦C 
__________________________________________________________________ 
Molaridade 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 
__________________________________________________________________0,0 0 -0,4 -0,9 -1,3 -1,7 -2,2 -2,6 -3,0 -3,5 -3,9 
 0,1 -4,3 -4,8 -5,2 -5,6 -6,1 -6,5 -6,9 -7,3 -7,8 -8,2 
 0,2 -8,6 -9,1 -9,5 -9,9 -10,3 -10,8 -11,2 -11,7 -12,1 -12,5 
 0,3 -13,0 -13,5 -13,8 -14,3 -14,7 -15,1 -15,6 -16,0 -16,4 -16,9 
 0,4 -17,3 -17,7 -18,2 -18,6 -19,0 -19,5 -19,9 -20,3 -20,8 -21,2 
 0,5 -21,6 -22.1 -22,5 -22,9 -23,4 -23,8 -24,2 -24,6 -25,1 -25,5 
 0,6 -25,9 -26,4 -26,8 -27,2 -27,7 -28,1 -28,5 -29,0 -29,4 -29,8 
 0,7 -30,3 -30,7 -31,1 -31,6 -32,0 -32,4 -32,9 -33,3 -33,7 -34,2 
 0,8 -34,6 -35,0 -35,5 -35,9 -36,3 -36,8 -37,2 -37,6 -38,1 -38,5 
 0,9 -38,9 -39,4 -39,8 -40,2 -40,6 -41,1 -41,5 -42,0 -42,4 -42,8 
 1,0 -43,2 -43,7 -44,1 -44,5 -45,0 -45,4 -45,8 -46,3 -46,7 -47,1 
Segundo Salisbury & Ross (1992), com valores de pressão osmótica convertidos em valores de potencial osmótico pela 
atribuição de sinal negativo. 
 
*Em soluções submetidas apenas à pressão atmosférica, o potencial osmótico é igual ao potencial hídrico da solução. 
 20 
VII. TRANSPIRAÇÃO 
 
Introdução 
 A transpiração é a perda de água sob a forma de vapor por uma planta viva. No 
vegetal ocorre transpiração caulinar e foliar sendo que a primeira é de pouca 
importância para os mecanismos fisiológicos. A taxa transpiratória foliar é diretamente 
proporcional à diferença de pressão parcial do vapor de água entre a folha e a atmosfera 
circundante (demanda evaporativa da atmosfera), e inversamente proporcional ao 
somatório das resistências oferecidas à saída do vapor d'água: resistências da folha 
(estomática ou cuticular) e do ar (camada limítrofe). 
 A transpiração foliar pode ser cuticular e estomática. A cuticular não é regulável 
a curto prazo, dependendo apenas da espessura da cutícula e depósitos lipídicos sobre a 
mesma, sendo que seus valores representam em média 1 a 10% da estomática. A 
transpiração estomática, ao contrário, é regulável em curto prazo através da abertura e 
fechamento dos estômatos, razão pela qual todo e qualquer fator que atue sobre o 
mecanismo estomático atuará sobre a taxa transpiratória. Luz, temperatura, umidade 
atmosférica e estado de hidratação da plantas são fatores importantes que atuam sobre o 
grau de abertura dos estômatos. Tanto a transpiração estomática como cuticular são 
ainda afetadas pela presença de uma camada de ar parado e úmido junto à superfície da 
folha, chamada camada limítrofe. A espessura desta camada depende da velocidade do 
vento e do tamanho da folha. 
 Existem diferentes metodologias para se avaliar a transpiração, entre as quais 
podemos destacar: perda de peso de planta envasada, perda de peso de ramos ou folhas 
destacados, potometria, porometria e métodos psicrométricos. 
Objetivos 
1. Quantificar a transpiração através de diferentes métodos 
2. Determinar os efeitos de alguns fatores externos na transpiração 
3. Demonstrar a teoria coeso-tenso-transpiratória. 
Protocolo 
I. Potometria 
Material 
 Ramos de árvores, pipetas de 10ml, suportes, mangueiras, baldes. 
 Ventilador, lâmpadas, tesoura, papel, barbante, faca. 
 21 
 
Procedimento 
 1. Monte uma pipeta conectada a uma mangueira e encha todo o sistema com 
água. 
 2. Corte um ramo de uma planta sob a água e coloque imediatamente uma gota 
de água sobre a região cortada. 
 3. Conecte a mangueira ao vegetal de tal forma que não se forme bolha de ar, 
amarrando com barbante. 
 4. Deixe o sistema em repouso por cerca de 10 minutos, nas condições existentes 
no laboratório (condição controle). 
 5. Passados os 10 minutos meça a quantidade de água absorvida em um período 
de 10 a 20 minutos. 
 6. Coloque o sistema nas condições estabelecidas para o seu grupo* e deixe o 
sistema se equilibrar com as novas condições por cerca de 10 minutos. 
 7. Repetir o procedimento do item 5. 
 8. Calcule o volume de água absorvido (transpirado) pelo ramo tanto nas 
condições controle (item 5) quanto nas condições experimentais (item 8). Expresse esse 
valor em ml H2O / min. 
 9. Calcule a razão entre o volume de água absorvido por minuto nas condições 
experimentais e a mesma taxa nas condições controle. 
 
*: serão testados os efeitos do vento e luz sobre a transpiração foliar. Os tratamentos a 
serem impostos deverão incluir a presença e ausência de fonte luminosa, combinados 
com a presença e ausência de vento. Um grupo manterá seu ramo nas condições 
controle. 
 
II. Demonstração da Teoria Coeso-Tenso-Transpiratória (Fig. 3) 
 
Material 
 Galho de árvore com 10 a 15 folhas, tubo de vidro, tubo de borracha 
 Barbante, suporte, béquer de 100ml, água com corante, atmômetro de gesso. 
Procedimento 
 1. Cortar um ramo cujo diâmetro da extremidade permita introduzir o mesmo no 
tubo de borracha. 
 2. Introduzir uma das extremidades do tubo de vidro até a metade do tubo de 
borracha e amarrar bem com barbante. 
 22 
 3. Encher os tubos com água. 
 4. Introduzir a parte cortada do ramo na abertura superior do tubo de borracha 
evitando bolhas de ar. 
 5. Introduzir a parte inferior do tubo de vidro no béquer com mercúrio. 
 6. Fixar o conjunto a um suporte e observar a ascensão do mercúrio. 
 7. Montar um conjunto semelhante, utilizando um atmômetro de gesso e 
comparar. 
 8. Interprete os resultados à luz da teoria coeso-tenso-transpiratória. 
cone de gesso 
corante corante 
Fig. 3 
 23 
VIII. PIGMENTOS VEGETAIS 
 
Introdução 
 
 Compõem-se os pigmentos cloroplastídicos das plantas de clorofilas a e b e de 
carotenóides (carotenos e xantofilas) (fig. 4). Todas as clorofilas possuem a mesma 
estrutura fundamental do tipo porfirina, com um núcleo tetrapirrólico. Neste núcleo 
encontra-se o magnésio em forma não iônica, unidos aos vértices dos pirróis. Os 
carotenoides (carotenos e xantofilas) são terpenos de 40 carbonos, de estrutura simétrica 
com anéis nas extremidades. São de cor amarela ou alaranjada, sendo que as xantofilas 
possuem oxigênios. 
 Quase todas as clorofilas absorvem luz de banda vermelha e azul violeta do 
espectro, salvo a bacterioclorofila, que absorve no infravermelho, no azul violeta e ultra-
violeta. Sob iluminação com diversos comprimentos de onda, a clorofila mostra uma 
banda fluorescente no vermelho, ou seja, ela emite fluorescência vermelha quando 
excitada com luz visível. Esta é uma de suas propriedades características. 
 Uma técnica simples de separação dos pigmentos cloroplastídicos é a 
cromatografia em papel, baseada nas diferentes partições do tipo líquido-líquido dos 
componentes de uma mistura sobre um suporte de papel de filtro. Os componentes 
básicos da cromatografia em papel são: fase estacionária, constituída pelo sistema água-
celulose; fase móvel, constituída pelo solvente ou mistura de solventes. Os constituintes 
separados são identificados pelo Rf ("Retardation factor"), que corresponde ao 
quociente da distância percorrida pelo solvente, e variando de 0 a 1. O Rf depende da 
afinidade (solubilidade) do soluto para com as fases móvel e estacionária. 
 
β-caroteno 
Xantofilas 
β-caroteno 
Fig. 4 
 24 
Objetivos 
 
1. Separar os pigmentos cloroplastídicos 
2. Verificar algumas propriedades dos pigmentos vegetais 
 
Protocolo 
 
1 – Cromatografia em Papel 
 
Material 
Folhas verdes, almofariz e pistilo 
Carbonato de Magnésio, Álcool 96º 
Proveta 10 ml 
Câmara cromatográfica, etanol 
Papel Watmann no 1 ou Watmann 3MM para cromatografia 
Régua, lápis, clips, cordão, algodão 
Micropipeta, secador de cabelos 
 
Procedimento 
1. Pese cerca de 1g de folhas verdes desprovidas das nervuras principais, 
introduzindo num almofariz pequeno. 
2. Adicione uma pitada de carbonato de magnésio. 
3. Triture com opistilo até obtenção de polpa fina. 
4. Adicione 5 ml de álcool 96º GL e continue triturando. 
5. Transfira para proveta de 10 ml filtrando através de algodão. 
6. Repita a extração com mais 5 ml de álcool. 
7. Sature uma câmara cromatográfica com etanol até uma altura de 2 cm. 
8. Utilize um retângulo de papel filtro de 5 X 15 cm. 
9. Dobre o papel pela metade o coloque em pé em uma placa de petry 
10. deseje o seu extrato na placa de petry e observe a separação dos pigmentos 
no papel. 
11. após obter uma separação dos pigmentos seque o papel com secador de 
cabelo. 
12. Cessado o desenvolvimento, examine imediatamente o cromatograma. 
13. Calcule o Rf dos pigmentos separados no cromatograma e discuta os 
resultados em função da afinidade dos mesmos para com os solventes utilizados. 
 25 
14. Responda: por que se utiliza carbonato de magnésio no processo de 
extração? 
 
 
 
2. Fluorescência das Clorofilas 
 
Material 
 Extrato de clorofila, fonte luminosa 
 
Procedimento 
 1. Tome cerca de 3ml de extrato do experimento de cromatografia ou dissolução, 
coloque em tubo de ensaio e observe junto à fonte luminosa a luz emitida. 
 2. Por que as clorofilas apresentam fluorescência e de que cor é a mesma? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 26 
IX. FOTOSSÍNTESE 
 
Introdução 
 A energia mediante a qual todas as células vivas mantêm sua complexa 
organização e finalizam seus processos vitais provém diretamente da energia contida nas 
ligações químicas das moléculas orgânicas. A energia necessária para produzir estas 
moléculas provém, em última análise, da energia solar através da fotossíntese. No 
processo fotossintético, a energia absorvida pela clorofila converte-se em energia 
química, sendo utilizada no processo de redução do CO2 na fase escura da mesma. 
 Existem vários fatores que afetam a fotossíntese: teor de clorofila, concentração 
de gás carbônico e oxigênio, intensidade luminosa, temperatura, acumulação de 
produtos fotossintéticos e disponibilidade de água. Todos os fatores mencionados 
anteriormente podem influir simultaneamente na fotossíntese. Se um deles é limitante, 
vai limitar a intensidade da fotossíntese independentemente dos demais. Assim, mesmo 
com luz intensa, a respiração ou liberação do CO2 poderá exceder a fotossíntese ou 
assimilação do CO2 se não for oferecido CO2 à planta. 
 A sacarose e o amido são os principais açúcares produzidos na fotossíntese, 
sendo o primeiro produzido quando há demanda de crescimento e/ou de energia, e o 
segundo quando a produção fotossintética excede a demanda. Neste caso, o amido 
produzido é estocado nos plastídios (cloroplastos ou amiloplastos) e convertido em 
sacarose quando a demanda por este açúcar exceder a produção fotossintética. Assim, o 
amido estocado ao longo do dia tende a ser consumido durante a noite, quando não há 
atividade fotossintética. 
Objetivos 
Estudar alguns fatores (luz, CO2, clorofila) que interferem no processo fotossintético e 
relacioná-los entre si. 
Protocolo 
1. Efeito da Luz, Clorofila e CO2 na Formação de Amido 
Material 
 Copo de 250 ml, placa de vidro ou de Petri. 
 Álcool etílico, água em ebulição. 
 Banho-maria 
 Lugol (solução de iodo-iodeto de potássio). 
 Folhas variegadas de Coleus sp. submetidas a diferentes tratamentos 
 27 
Procedimento 
 1. Tome uma folha variegada de Coleus e desenhe-a mostrando a forma e 
coloração das manchas. 
 2. Mergulhe a folha por um minuto em água fervente, mantendo-a presa a um 
barbante. 
 3. Transfira para álcool etílico em banho-maria até completa despigmentação. 
 4. Coloque-a com a face dorsal para cima em placa de vidro e aplique água sobre 
sua superfície para reidratação. 
 5. Com o auxílio de papel absorvente, remova o excesso de água sobre a folha. 
Então, aplique lugol sobre sua superfície. 
 6. Efetue o mesmo procedimento com uma outra folha que tenha permanecido 
no escuro ou desprovida de CO2 por 3 a 4 dias. 
 7. Responda: que relação existe entre clorofila, luz e CO2 e a formação de 
amido? Como se explica o acúmulo de amido em órgãos não fotossintetizantes? 
 
 28 
X. RESPIRAÇÃO 
 
Introdução 
 Respiração é a oxidação de substâncias em células vivas com a consequente 
liberação de energia, que se processa de forma gradual graças à ação de enzimas. Como 
resultado do processo respiratório, a energia química potencial, que reside nas ligações 
de açúcares, é transferida para as ligações de fosfato de alta energia, sendo então 
armazenada sob a forma de ATP. Vários produtos intermediários, ao invés de serem 
oxidados, podem servir para a síntese de novos compostos como proteínas e outros. 
 Durante o processo respiratório, é consumido oxigênio e liberado gás carbônico 
segundo a equação: 
 C6H12O6 + 6O2 — 6H2O + 6CO2 + 745Kcal/mol 
 Desta forma é possível quantificar a respiração, tanto através da absorção de 
Oxigênio quanto através da liberação de gás carbônico. 
 A taxa respiratória é variável para diferentes órgãos vegetais de uma mesma 
planta, sendo que as maiores taxas são encontradas nas folhas. A respiração é 
normalmente elevada em tecidos de intensa atividade metabólica, que requerem 
consideráveis quantidades de energia, como meristemas e sementes em germinação. 
 Vários fatores externos influem no processo respiratório, podendo ser destacados 
temperatura, concentração de oxigênio e gás carbônico, e o grau de saturação hídrica do 
tecido, o qual depende da disponibilidade externa de água. 
 
Objetivos 
 Demonstração do fenômeno da respiração (liberação de CO2 e consumo de O2). 
 
Protocolo 
1. Consumo de O2: 
Material 
 Balão de vidro, tubo de ensaio, rolha de borracha atravessada por tubo de vidro 
 Béquer de 100 ml com água corada, suporte de laboratório com anel de 
sustentação 
 KOH em pastilhas ou bastões, 5 bananas 
Procedimento: 
 29 
 1. Colocar o material a respirar dentro do balão, pendurando-o com a boca do 
gargalo para baixo, no anel do suporte. As sementes ou pétalas podem ser sustentadas 
por uma mecha de algodão no gargalo do balão. 
 2. O balão será fechado pela rolha atravessada pelo tubo de vidro. Antes de 
fechar o balão, introduzir no gargalo o tubo de ensaio curto contendo KOH, 
sustentando-o então com a rolha. 
 3. A extremidade inferior do tubo que atravessa a rolha deve mergulhar no 
béquer contendo água corada. 
 4. Observar, por 1 a 2 horas, a ascensão da água corada. Explicar. 
 
 30 
XI. FERMENTAÇÃO 
 
Introdução 
 Alguns organismos obtêm a energia necessária para a manutenção de seus 
processos metabólicos através de degradações incompletas de compostos orgânicos. 
Essas degradações se dão comumente em meio anaeróbico e levam o nome de 
fermentação. Após uma série de degradações, resultam produtos finais que não são 
mais transformados, mas acumulam-se no meio. Conforme o produto resultante, 
caracteriza-se o tipo de fermentação: alcoólica, láctica, acética, butírica, oxálica, cítrica, 
etc. 
 O tipo mais frequente de respiração anaeróbica em plantas é a fermentação 
alcoólica. O primeiro passo no processo de fermentação, a glicólise, ocorre da mesma 
forma que na respiração aeróbica. Porém o ácido pirúvico formado não entra no ciclo de 
Krebs, ocorrendo uma descarboxilação do ácido, formando-se acetaldeído que será 
reduzido originando álcool etílico. Este processo é menos eficiente que a respiração 
aeróbica no que se refere a energia liberada. A equação a seguir ilustra a fermentação 
alcoólica: 
 
 C6H12O6 enzimas 2 CO2 + 2 CH3-CH2-OH + 21 Kcal/mol 
 GLICOSEETANOL 
 
Este processo é realizado pelos levedos, por algumas bactérias e até mesmo por plantas 
superiores, quando estas não dispõem de oxigênio devido ao mau arejamento dos 
tecidos. O exemplo clássico do organismo que realiza este tipo de fermentação é o 
levedo de cerveja, Saccharomyces cerevisiae. Durante a fermentação pelo levedo, um 
dos produtos, o CO2, é liberado constantemente, enquanto o álcool etílico se acumula 
no meio. Se a quantidade de álcool atinge um certo nível no meio (de 12 a 16%), a 
atividade da levedura é inibida, embora nem todo o substrato tenha sido fermentado. 
Objetivos 
Comprovar que nem todos os açúcares servem de substrato para fermentação pela 
levedura. 
Protocolo 
1. Açúcares fermentáveis e não fermentáveis 
Material 
 Tubos de fermentação ("einhorn" - Kuhne) 
 Soluções de glicose, sacarose, maltose, amido, lactose e frutose a 1% 
 31 
 Fermento de padeiro (Fleischmann) em tablete, pastilhas de KOH 
Procedimento 
 1. Encher vários tubos, inclusive o ramo mais longo, cada um com uma solução 
de açúcar diferente. 
 2. Introduzir nos tubos quantidades iguais (mais ou menos 200mg) de fermento. 
 3. Colocar os tubos na estufa a 35◦C por uma hora. 
 4. Comparar as diferentes quantidades de gás formadas em cada tubo. 
 5. Identificar o CO2: colocar uma pastilha (ou mais) em cada tubo, arrolhar, 
inverter uma ou mais vezes, desarrolhar. 
 6. Explicar os resultados obtidos. 
 Obs: não havendo tubos "einhorn", usar dois tubos de ensaio de diâmetro 
diferente, emborcando o menor dentro do maior, ambos cheios com a solução de açúcar 
e com o fermento no fundo interno do maior. 
 32 
XII. REGULADORES HORMONAIS DE CRESCIMENTO VEGETAL (RCV) 
 
Introdução 
 Os reguladores hormonais de crescimento vegetal (RCV) são agentes 
importantíssimos nos processos de morfogênese, diferenciação e crescimento, atuando 
na resposta das plantas ao meio ambiente e a fatores intrínsecos. 
 Os hormônios vegetais são compostos orgânicos, que precisam de quantidades 
muito pequenas para atuar. A atuação dos mesmos pode-se dar no próprio local de 
síntese ou em outra parte da planta, para onde são translocados, induzindo respostas 
bioquímicas, fisiológicas e/ou morfológicas específicas, tendo a capacidade de 
promover, inibir ou alterar qualitativamente o crescimento e o desenvolvimento vegetal. 
Estes efeitos são resultantes de sua ação sobre o metabolismo e a regulação gênica. 
 Algumas classes de hormônios são bastante conhecidas, como as auxinas, 
giberelinas, citocininas, ácido abscísico e etileno. 
 As auxinas são derivadas do indolil (como o triptofânio) e possuem ação 
variada, podendo promover ou inibir o crescimento, dependendo da concentração; 
estimular a formação de raízes e outros tecidos; manter a dominância apical; promover o 
alongamento celular etc. 
 As giberelinas são diterpenos derivados do ácido mevalônico e atuam 
semelhantemente às auxinas, mas possuem ação específica na reversão do nanismo, 
promovendo a elongação de entre-nós e a quebra da dormência de gemas e sementes 
induzindo a síntese de alfa-amilase e a germinação de sementes fotoblásticas, etc. 
 As citocininas são reguladores derivados da adenina e atuam na promoção da 
divisão celular, na força de dreno, no retardo da senescência e, em combinação com 
auxina, na determinação da morfogênese. 
 O ácido abscísico (ABA) induz o fechamento estomático, a supressão do 
crescimento em geral, o processo de maturação de sementes, etc. 
 O etileno é um gás derivado da metionina, tendo ação inibitória geral sobre o 
crescimento, elongação de entre-nós (aumentando o crescimento radial) e gemas 
laterais; é promotor da senescência e amadurecimento de frutos climatéricos, da 
formação de aerênquima, da epinastia foliar, etc. 
Objetivos 
 
1. Observar alguns dos efeitos dos hormônios no crescimento e desenvolvimento 
vegetal. 
2. Reconhecer a complexidade dos efeitos dos hormônios vegetais. 
 
 33 
Protocolo 
1. Ação da auxina sobre o crescimento direcional 
Material 
 3 plantas envasadas de Impatiens (Beijo ou ‘sempre-em-flor’) ou Coleus 
 Vaselina sólida + 10 mg AIA (misturar o pó na vaselina) 
 Papel laminado 
Procedimento 
 1. Aplicar de um dos lados do caule, a vaselina em pasta com AIA, da seguinte 
forma: 
 a - a 3 cm do ápice da planta 
 b - na porção média do caule 
 c - na base do caule da planta 
 2. Cobrir o local da aplicação cuidadosamente com papel alumínio. 
 3. Colocar as três plantas na bancada para cultivo. 
 4. Observar os resultados após uma semana. 
2. Efeito de auxina no enraizamento de estacas 
 
Material 
 5 boréis de 50 ml de capacidade 
 5 plantas de feijão com 12 dias de idade 
 Ácido indol-butírico (AIB) nas concentrações de 0,1, 1, 10 e 50 mg/l 
 1 balão volumétrico de 100 ml, pipetas, bastão de vidro, proveta de 100 ml. 
 Pinça, régua, balança 
Procedimento: 
 1. Preparar as soluções de AIB, fazendo primeiro a mais concentrada. 
 2. Colocar as soluções nos boréis (30 ml) nas seguintes concentrações: 
 a - 30 ml de água destilada (controle) 
 b - 30 ml de AIB 0,1 mg/l 
 c - 30 ml de AIB 1 mg/l 
 d - 30 ml de AIB 10 mg/l 
 e - 30 ml de AIB 50 mg/l 
 3. Cortar as plantas 4 a 5 cm abaixo da inserção dos cotilédones (rapidamente 
colocá-las nos boréis com solução tratamento para evitar estresse). 
 4. Colocar um chumaço de algodão na boca do borel para evitar evaporação. 
Envolver o borel com folha de alumínio. 
 34 
 5. Cultivar até 7 dias sob luz em qualquer fotoperíodo, cuidando de manter o 
nível do líquido no borel. 
3. Ação de citocininas no retardo da senescência foliar 
Material 
Folhas verdes de couve 
Tesoura 
Placas de petri 
Papel de alumínio 
Soluções de cinetina (2,5 e 5 ppm) 
Água destilada 
Procedimento 
 1. Recortar 3 pequenos quadrados (~2 x 2 cm) das regiões mais verdes da folha 
de couve, evitando a nervura central. 
 2. Colocar, em cada uma de 3 placas de petri, 1 quadrados de couve e cobrir os 
mesmos com cerca de 5 ml de cada uma das duas soluções de cinetina ou 5 ml de água 
destilada (controle). 
 3. Colocar as placas em ambiente escuro 
 4. Analisar o grau de senescência dos quadrados de couve após uma semana 
4. Efeito de giberelinas no crescimento de ramos laterais em feijão 
Material 
 2 plantas de feijão com cerca de 12 dias de idade. 
 2 boréis, pipetas, gilete, algodão, etiquetas 
 Solução GA3 (50 ppm), água destilada. 
Procedimentos: 
 1. Cortar as plantas junto ao solo colocando-as imediatamente num borel com 
água. 
 2. Cortar o caule logo acima da inserção das folhas primárias (retiram-se assim 
as primeiras folhas trifolioladas). 
 3. Colocar no local do corte, acima das gemas laterais, um pequeno chumaço de 
algodão. 
 4. Gotejar sobre o algodão algumas gotas de GA3, em uma das plantas. 
 5. Gotejar na outra planta, algumas gotas de água. 
 6. Após uma semana de cultivo na bancada sob luz, medir o comprimento dos 
ramos formados. 
 35 
XIII. MOVIMENTOS VEGETAIS 
 
Introdução 
 As plantas apresentam vários tipos de movimentos, como os tropismos e as 
nastias. Estes movimentos podem obedecer a estímulos externos ou ao ritmo endógeno 
do vegetal. 
 Os movimentos direcionais em resposta a estímulos exógenos são chamados 
tropismos, e são causados por crescimento devido ao alongamento celular diferencial. 
Este crescimento pode ser atribuído à distribuição assimétrica de promotores ou 
inibidores do alongamento. Os fatores externos que afetam estes movimentos são 
muitos, como luz (fototropismo), gravidade (gravitropismo), contato (tigmotropismo), 
gradiente de potencial hídrico (hidrotropismo) e gradientesquímicos (quimiotropismo). 
 As nastias são formas de movimento por crescimento não direcional ou por 
variação na turgescência celular (rápida e reversível). As nastias por crescimento são a 
epinastia e hiponastia, sendo devidas a diferenças de crescimento na parte superior ou 
inferior, respectivamente, do órgão. As nastias por variação de turgescência são a 
nictinastia e sismonastia. Os movimentos násticos são causados pela interação de 
fatores, como luz e temperatura, com os ritmos endógenos. 
 
Objetivos 
1. Demonstrar diferentes tipos de tropismos vegetais e o fenômeno da epinastia 
2. Discutir os possíveis mecanismos envolvidos nos diferentes tropismos na epinastia 
 
Protocolo 
1. Epinastia (e gutação) 
Material 
 2 plantas envasadas de Coleus sp. comparáveis em tamanho (6 a 7 cm de altura) 
 2 campânulas de vidro, 1 maçã bem madura, 1 bacia 
 
Procedimento 
 1. Medir as alturas das plantas. 
 2. Cobrir cada planta com uma campânula, sendo numa delas previamente 
colocada a maçã. 
 3. Colocar as 2 campânulas na bacia. 
 4. Adicionar água até cobrir as bordas das campânulas uns 3 a 4 centímetros. 
 5. Verificar os resultados após 24 horas e após uma semana. 
 36 
2. Gravitropismo negativo 
Material 
 2 plantas de Impatiens balsamina ou Coleus sp. envasadas 
 Algodão, placa de petri, caixa de papelão ou câmara escura 
Procedimento 
 1. Colocar as plantas envasadas deitadas, apoiando o vaso em algodão 
umedecido contido em placa de Petri. 
 2. Acondicionar uma planta em câmara escura e a outra sob luminosidade 
homogênea. 
 3. Verificar o resultado diariamente ou após uma semana. 
 
3 Fototropismo 
Material 
 Sementes de milho ou alpiste 
 Caixão de papelão (caixa opaca), papel filtro 
 Vasos com terra, água destilada 
Procedimento 
 1. Colocar sementes de milho ou alpiste para germinar em dois vasos com terra. 
 2. Colocar um dos vasos sob luminosidade homogênea e o outro em uma câmara 
escura contendo uma janela lateral para iluminação. 
 3. Observar o crescimento dos dois conjuntos após uma semana. 
 
 37 
XIV. GERMINAÇÃO 
 
Introdução 
 Germinação é a retomada da atividade metabólica e crescimento pelos tecidos da 
semente, envolvendo a reidratação e a utilização de reservas nutritivas. Posteriormente, 
com o gradual desenvolvimento do sistema fotossintetizante, a jovem planta passa a 
assumir uma existência autotrófica. 
 O primeiro processo que ocorre na germinação é a absorção de água, que 
envolve tanto embebição quanto osmose. A embebição coloidal é dominante na fase 
inicial da tomada de água. À hidratação, segue-se um estágio de intensa atividade 
metabólica. O desenvolvimento segue agora um curso diferente nas duas regiões 
funcionais da semente. O crescimento geralmente pode ser visualizado na radícula antes 
do que na plúmula. A emergência da radícula é frequentemente tomada como um 
critério de germinação. O metabolismo dos tecidos de reserva é dirigido para a hidrólise 
das reservas armazenadas e a translocação dos produtos solúveis resultantes para as 
regiões de crescimento. 
 Um dos métodos mais simples, para se averiguar se um lote de sementes está 
vivo ou não consiste em fazer germinar uma amostra de sementes sob certas condições 
padronizadas, o qual é denominado teste de germinação. A desvantagem deste teste é 
que as sementes levam vários dias para germinar. Um outro método consiste em se 
expor a superfície de uma semente a um regente especial, que é uma solução de 
tetrazólio, a qual é incolor; tal procedimento é baseado na diferença de coloração 
produzida nos tecidos vivos colocados em contato com a solução, originalmente incolor. 
A reação das moléculas de tetrazólio se faz com átomos de hidrogênio liberados por 
enzimas do grupo das desidrogenases. Estas enzimas estão ligadas à respiração dos 
tecidos vivos e, pela reação, há produção de um pigmento vermelho insolúvel em água 
denominado Formazan. 
 C19H15ClN4 2H
+
 + 2e
-
 C19H16N4 + HCl 
 (Tetrazólio) (Formazan) 
 Sementes de muitas espécies de angiospermas e gimnospermas não germinam 
logo após a colheita, mesmo sob condições de umidade, temperatura e tensão de 
oxigênio favoráveis ao crescimento. Estas sementes apresentam dormência, que resulta 
de condições internas da própria semente. Diversas causas de dormência têm sido 
reconhecidas, e sementes de muitas espécies exibem duas ou mais simultaneamente. 
Entre os fatores mais comuns que promovem dormência estão a impermeabilidade do 
tegumento à água e gases, a imaturidade do embrião, a necessidade de um período de 
 38 
pós-colheita de armazenamento a seco, a resistência mecânica do tegumento, a presença 
de inibidores na semente ou fruto, a necessidade de luz ou escuro e a necessidade de 
temperatura baixa em condições hidratadas. 
Objetivos 
1. Comparar e avaliar dois diferentes métodos de avaliação de lotes de sementes. 
2. Analisar o efeito do potencial osmótico do meio externo no processo de germinação. 
3. Compreender o papel do tegumento da semente no processo de dormência. 
Protocolo 
1. Teste de germinação 
Material 
 Sementes de soja, feijão, milho, trigo ou outras 
 Placas de petri de 9 cm de diâmetro, papel filtro 
 Hipoclorito de sódio a 2%, água destilada 
Procedimento 
 1. Tome 10–25 sementes de cada um dos materiais e submerja-os por 5 minutos 
em hipoclorito de sódio a 2%, lavando-as posteriormente em água corrente e destilada. 
 2. Distribua as sementes em placas de Petri forradas de papel filtro e 8ml de água 
destilada. 
 3. Ponha as sementes para germinar no escuro observando-as durante uma 
semana, adicionando água se necessário. 
 4. Ao final de uma semana, desmonte o experimento, conte as sementes 
germinadas (emissão de radícula) e expresse os resultados em porcentagem, 
comparando as espécies 
 5. Faça uma tabela com as porcentagens de germinação para as diferentes 
espécies e discuta-os. 
2. Teste de viabilidade 
Material 
 Sementes de soja, trigo, milho, feijão ou outros 
 Placas de Petri, lâmina de barbear 
 Solução de tetrazólio a 0,1% 
 39 
Procedimento 
 1. Hidrate as sementes de soja, feijão, milho e trigo por um período de 12 horas 
em placa de Petri com papel filtro saturado. 
 2. Corte 10–25 sementes longitudinalmente através do embrião com uma lâmina 
de barbear, desprezando uma das metades. 
 3. Coloque a outra metade numa placa de Petri com a superfície cortada para 
baixo e cubra o fundo da placa com solução de tetrazólio. 
 4. Coloque as placas no escuro a uma temperatura de 35ºC por um período de 1–
2 horas. 
 5. Examine as sementes, comparando-as com o quadro fornecido, e expresse em 
porcentagem o número de sementes viáveis. 
 6. Compare os resultados obtidos com os testes de germinação e discuta-os. 
3. Germinação e potencial de água 
Material 
 Sementes de milho, soja, feijão, trigo, alface ou outra espécie 
 Placas de Petri, papel filtro 
 Hipoclorito de sódio a 2%, água destilada 
 Soluções de NaCl 0,1 - 0,2 - 0,3 - 0,4 - 0,5 M 
Procedimento 
 1. Tome 6 lotes de 10–25 sementes dos materiais escolhidos e submerja-os por 5 
minutos em hipoclorito de sódio a 2%, lavando-as posteriormente em água corrente e 
destilada. 
 2. A seguir seque-as rapidamente com papel filtro e pese-as. 
 3. Distribua as sementes de cada lote e espécie em placas de Petri forradas com 
papel filtro e 8 ml de cada solução de NaCl e água destilada. 
 4. Coloque as placas no escuro, observando-as durante uma semana, adicionando 
mais solução ou água se necessário. 
 5. Ao final de uma semana, desmonte o experimento, conte as sementes 
germinadas (emissão da radícula) e pese-as.6. Construa um gráfico relacionando o potencial hídrico da solução (consultar 
tabelas na página 17) e água absorvida. Construa um histograma com o número de 
sementes germinadas e tratamentos. 
4. Quebra de dormência 
Material 
 Sementes de maricá, canafístula, leucena ou outro material apropriado 
 40 
 Béquer de 100 ml, placas de Petri, papel filtro, lixa, lâmina de barbear ou tesoura 
 Ácido sulfúrico a 70% 
 Hipoclorito de sódio a 2%, água destilada 
Procedimento 
 1. Tome 3 lotes de 10–25 sementes cada um. 
 2. Coloque um dos lotes em béquer contendo ácido sulfúrico a 70% por 20–30 
minutos. 
 3. Decante na pia e lave as sementes várias vezes com água corrente. 
 4. Coloque para germinar em placa de Petri com papel filtro e 8 ml de água 
destilada. 
 5. Tome o segundo lote, desinfeste-o em hipoclorito de sódio por 10 minutos, e 
com cuidado lixe as sementes ou faça um pequeno corte no tegumento e coloque-as para 
germinar. 
 6. Coloque o terceiro lote para germinar sem prévio tratamento, após desinfestá-
lo com hipoclorito de sódio. 
 7. Após uma semana conte o número de sementes germinadas. 
 8. Compare os resultados expressando-os em percentagem de germinação e 
discuta-os em função do tegumento e mecanismos fisiológicos da germinação. 
 
 41 
 
 
 
N. 1. GERMINABLE. Entire embryo stained bright red. 
N. 2-4. GERMINABLE. Extremities of scutellum unstained. 
N. 5-6. GERMINABLE. Extremities of scutellum unstained; non-critical portions of radicle unstained. 
N. 7-8. NON-GERMINABLE. Areas where seminal roots originate is unstained. 
N. 9. NON-GERMINABLE. Plumule unstained. 
N. 10. NON-GERMINABLE. Central portion of scutellum and area of seminal root development unstained. 
N. 11. NON-GERMINABLE. Plumule and radicle unstained. 
N. 12. NON-GERMINABLE. Unstained area or lower scutellum and radicle extends into region where seminal roots develop. 
N. 13. NON-GERMINABLE. Scutellum entirely unstained. 
N. 14. NON-GERMINABLE. Scutellum and radicle unstained 
N. 15. NON-GERMINABLE. Stain very faint pink 
N. 16. NON-GERMINABLE. Entire embryo unstained. 
 
DELOUCHE, STILL, RASPET & LIENHARD. 1962. The tetrazolium test for seed viability. Mississippi Agricultural Experimental 
Station Technical Bulletin 51:1-63.