Relatório de estágio

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1 INTRODUÇÃO
	O estágio é um dos momentos mais importantes para a formação profissional, pois permite ao discente a oportunidade de entrar em contato direto com a realidade profissional no qual será inserido, além de concretizar pressupostos teóricos adquiridos pela observação de determinadas práticas específicas. O estágio é entendido como eixo articulador da produção do conhecimento em todo o processo de desenvolvimento do currículo do curso. Baseia-se no princípio metodológico de que o desenvolvimento de competências profissionais implica a prática dos conhecimentos adquiridos na vida acadêmica. 
	Desenvolver uma formação baseada no contexto real de atuação, possibilita a construção autônoma do conhecimento científico através da vivência de exemplos práticos para discussões acadêmicas. No estágio, o profissional em formação tem a oportunidade de investigar, analisar e intervir na realidade profissional especifica, enredando-se com a realidade. O estágio supervisionado também possibilita ao discente atuar em várias áreas, projetar um olhar crítico para o mercado de trabalho, bem como aprender a observar, problematizar e buscar soluções que acontecem nas áreas que pretende atuar.
	A Lei 9.394/96, no Artigo 43, Inciso III, referente aos objetivos da educação superior, estabelece: “formar diplomados nas diferentes áreas de conhecimento, hábitos para a inserção em setores profissionais e para a participação no desenvolvimento da sociedade brasileira, e colaborar na sua formação contínua”. Podemos concluir ser fundamental que o futuro profissional tenha uma vivência prática em sua área específica de formação, permitindo-lhe apreciar, no dia a dia de uma experiência orientada em situações concretas, o que irá enfrentar após a conclusão do curso e analisar esta prática à luz da teoria estudada.
O estágio possibilita ao aluno entrar em contato com problemas reais da sua prática permitindo assim, fazer uma leitura mais ampla e crítica das diferentes demandas que vivenciará no seu cotidiano, com base em dados resultantes da experiência direta. Deve ser um espaço de desenvolvimento de habilidades técnicas, como também, de formação de profissionais pensantes e conscientes de seu papel social. O estágio deve ainda, possibilitar o desenvolvimento de habilidades interpessoais imprescindíveis à sua formação, já que no mundo atual são priorizadas as ações conjuntas e a integração de conhecimentos.
2 OBJETIVOS 
2.1 GERAIS
Estabelecer relação dinâmica entre a teoria e a prática, propiciando ao estagiário complementação do ensino e da aprendizagem;
Proporcionar treinamento e desenvolvimento de habilidades exigidas para a formação profissional do estagiário;
Promover a interação do aluno coma realidade do mercado de trabalho.
2.2 ESPECÍFICOS
Participar das ações coletivas de saúde;
Realizar assistência biomédica à população;
Habilitar ao exercício profissional nas diversas áreas da Biomedicina;
Executar e interpretar técnicas laboratoriais bioquímicas, hematológicas, microbiológicas, imunológicas, citológicas e parasitológicas;
Controlar a qualidade dos exames bioquímicos, hematológicos, microbiológicos, imunológicos, citológicos e parasitológicos;
Discutir os princípios, metodologias e interpretação dos resultados dos testes laboratoriais para o diagnóstico das diferentes patologias;
Coletar e transportar os principais espécimes biológicos para exames;
Realizar a emissão de laudos, quando necessário.
3 JUSTIFICATIVA
O estágio supervisionado tem como objetivo principal a complementação do conhecimento adquirido no curso acerca da aprendizagem teórico-prática, buscando o aprimoramento, familiarização e capacitação para o mercado de trabalho.
4 CARACTERIZAÇÃO DO CAMPO DE ESTÁGIO
	O Estágio Supervisionado consiste na fase de preparação do discente para o ingresso no mercado de trabalho, desenvolvendo-o na realização de atividades que inter-relacionam e integram a formação acadêmica do aluno com a atividade prático-profissional, buscando complementar, contextualizar e vivenciar a formação profissional do estudante do Curso de Biomedicina. O discente desenvolverá atividades práticas supervisionadas que possibilitem a sua vivência no Laboratório de Análises Clínicas nas seguintes áreas: Coleta de Material Biológico, Hematologia/Imunologia, Parasitologia/ Uroánalise, Microbiologia/ Citologia, Bioquímica, em todas as suas etapas, ou seja, pré-analítica, analítica e pós-analítica. 
	O Estágio Supervisionado Obrigatório I compreende uma carga horária total de 320 horas de aulas teóricas e práticas distribuídas entre as seguintes áreas:
	ÁREA
	CARGA HORÁRIA
	Coleta de Material Biológico
	60h
	Hematologia/ Imunologia
	60h
	Parasitologia/ Uroanálise
	60h
	Microbiologia/ Citologia
	60h
	Bioquímica
	60h
	Relatório de Estágio
	20h
5. SETOR DE ESTÁGIO
O estágio curricular supervisionado foi realizado no Laboratório de Análises Clínicas (LABORCEUMA) nas áreas: Coleta de Material Biológico, Hematologia/Imunologia, Parasitologia/Uroanálise, Microbiologia/Citologia, Bioquímica. O LABORCEUMA está localizado na Rua Josué Montelo N°1, Renascença II, São Luís-MA, CEP: 65075-120 e está sob a supervisão técnica da biomédica Fabiana Nitz.
6 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS NO ESTÁGIO
6.1 Uroanálise
Introdução
As infecções do trato urinário são causa muito frequente de morbidade, e em determinadas situações podem levar a uma mortalidade significativa (CARVALHAL et al.,2006). A infecção sintomática do trato urinário (ITU) situa-se entre as mais frequentes infecções bacterianas do ser humano (STAMM et al., 1993; WARREN et al.,1999), figurando como a segunda infecção mais comum na população em geral (VALIQUETTE, 2001), predominando entre os adultos em pacientes do sexo feminino. Nas crianças, particularmente no primeiro ano de vida, a infecção urinária também é muito comum, predominando igualmente no sexo feminino; nesta população de pacientes pediátricos, predomina a pielonefrite, recorrente na maioria dos casos devido à presença de refluxo vésicoureteral (LE SAUX et al., 2000).
O diagnóstico das infecções do trato urinário é sempre feito em bases clínicas e laboratoriais. No entanto, frequentemente o diagnóstico laboratorial pode ser problemático. O próprio conceito de infecção do trato urinário é motivo de alguma discussão, e tem mudado ao longo do tempo. Comumente, denominamos de infecção do trato urinário a presença de microrganismos nos tecidos do sistema urinário, incluindo rins, sistema coletor, bexiga e próstata. As bactérias são os microrganismos mais frequentemente envolvidos, mas fungos e vírus também podem ser agentes etiogênicos das infecções do trato urinário (SCHAEFFER,2002; KUNIN,1997).
A urina é um importante objeto de estudo por ser de fácil obtenção e nela podemos encontrar informações sobre muitas funções metabólicas do organismo. Sua análise é um método barato para analisar grandes quantidades de pessoas e com a vantagem de poder identificar não só problemas renais, mas como também descobrir problemas que não se manifestam de início, como o diabetes e as hepatopatias. (KIEL & MOSKOWITZ, 1987). 
Para a realização do exame de urina, a amostra considerada padrão ou mais adequada é a denominada comumente de primeira amostra da manhã. Esta amostra deve ser colhida imediatamente após acordar, pela manhã, em jejum e antes de realizar qualquer atividade. A primeira amostra da manhã é considerada como amostra padrão para a realização do exame de urina porque ela é mais concentrada que as outras amostras e porque nesta amostra se verifica maior crescimento das bactérias eventualmente presentes na bexiga, assim o resultado da análise realizada reflete melhor as condições do paciente. Outra amostra é denominada como segunda amostra da manhã. Esta amostra deve ser colhida de duas a quatro horas após a primeira micção do dia. É importante lembrar que sua composição pode ser influenciada pela ingestão de alimentos e líquidos no desjejum. Também pode ser utilizadaa amostra randômica. Esta amostra é colhida a qualquer momento do dia sendo 7 recomendável que o intervalo de tempo entre a última micção e a coleta da amostra seja de pelo menos duas horas. A composição pode é, certamente, influenciada pelos alimentos e líquidos ingeridos durante o dia. A utilização da amostra randômica é inevitável em situação de emergência e urgência, frequentes em ambiente hospitalar. Em crianças que ainda não apresentam controle urinário a obtenção de amostra de urina através da inserção de cateter de estéril, especificamente, para este fim. Esta forma de coleta de amostra é relativamente invasiva e deve ser obtida por profissional específico (TREITINGER,2014).
Os exames de urina, permanecem como testes laboratoriais de suma importância para o estabelecimento de um diagnóstico preciso e para a orientação terapêutica da maior parte das infecções do trato urinário (CARVALHAL et al.,2006).
Materiais 
Amostra biológica;
Fita reagente (Uriquest Plus);
 Estante para tubos;
Centrífuga; 
Lâminas;
Lamínulas;
Pincel para retroprojetor;
Tubos de ensaio PVC côncavos;
Papel toalha
Pipeta de pasteur.
Início da Rotina
Logo pela manhã todas as urinas coletadas e entregues pelos pacientes são previamente identificadas por numeração feita com pincel na tampa dos coletores e em seguida encaminhadas ao Laboratório de Análises Clínicas, onde são separadas de forma que facilitem a identificação de cada paciente, e também a organização de acordo com o horário de entrega.
Procedimento
Amostras de urina obtidas da rotina do laboratório
A análise da urina é feita em três etapas: exame físico, exame químico e a sedimentoscopia. O exame físico é feito à olho nu e foram analisados parâmetros de volume, cor, aspecto e odor. Na etapa de análise química a urina foi homogeneizada e transferida para tubos de ensaio côncavos de 10 mL e colocados em estante (Figura 1). 
Fig 1. Tubos de ensaio com urina. Fonte: Elaborada pelo autor.
Em seguida foi realizado o exame químico com a fita reagente. (Figura 2).
Fig 2. Exame Químico. Fonte: Elaborada pelo autor.
Na análise química feita com a fita reativa foram analisados os seguintes parâmetros: 
Densidade: caracteriza a concentração da urina, e o valor de referência (VR) adotado é entre 1.005 e 1.030..
pH: caracteriza a concentração de íons hidrogênio livres na urina. O valor de referência adotado é entre 5,0 e 6,5. 
Leucócitos: a presença de leucócitos na urina pode ser indicativo de infecção. A contagem é feita em lâmina e valores até 10 células/campo é considerado normal. Até 100 células/campo o resultado é liberado em células/campo. 
Nitritos: subprodutos excretados por bactérias e sua presença pode indicar contaminação por bactérias, geralmente Gram-negativas.
Proteínas: quantidade elevada de excreção pela urina indica proteinúria. Valores elevados de proteína são detectados pela tira reagente, porém este método é qualitativo e detecta apenas proteínas de cadeia leve. Valores alterados passam por teste específico e são dosados de forma quantitativa.
Glicose: quantidade elevada de excreção pela urina indica glicosúria. Valores elevados de glicose são detectados pela tira reagente, porém este método é quantitativo e liberado em cruzes (+). Valores alterados passam por teste específico e são dosados de forma quantitativa.
Corpos cetônicos: sempre deve ser negativo. A presença de corpos cetônicos juntamente com glicose deve ser comunicado imediatamente ao médico. Este quadro indica lipólise e um possível paciente com Diabetes Mellitus.
Urobilinogênio: sua presença pode indicar possível lesão hepática ou excessiva lise de hemácias. Também pode ser alterada pelo uso de medicamentos.
Bilirrubina: também indicativa de lesão hepática. Sua presença também pode ser ocasionada pelo uso de medicamentos.
Eritrócitos: a presença de hemácias em grande quantidade na urina pode ser indicativo de lesão, seja no trato geniturinário baixo ou alto. A contagem é considerada normal até 10 células/campo e contagens acima deste valor é liberado no laudo do paciente. 
Para análise do sedimento ou sedimentoscopia foram utilizados 10 mL de urina centrifugados durante 5 minutos a 3250 rotações por minuto (rpm) (Figura 3), e após o descarte do sobrenadante, o sedimento restante no fundo do tubo é ressuspendido, uma gota é retirada com uma pipeta de Pasteur e colocada em lâmina, coberta com lamínula e analisada ao microscópio nas objetivas de 10x e 40x.
Fig.3. Centrifugação. Fonte: Elaborada pelo autor.
 
Amostra de urina contaminada com sangue 
	A amostra de urina utilizada na presente prática foi coletada de um aluno e em seguida contaminada com sangue, com o objetivo de verificar-se as alterações que seriam apresentadas na análise física, química e na sedimentoscopia (Figura 4). O exame físico é feito à olho nu e foram analisados parâmetros de volume, cor, aspecto e odor. Na etapa de análise química a urina foi homogeneizada e transferida para tubos de ensaio côncavos de 10 mL e colocados em estante (Figura 5). A amostra foi submetida a centrifugação de 2500 rpm por 10 min (Figura 6) e em seguida o sobrenadante foi desprezado e o pellet ressuspendido para posterior análise de sedimentoscopia (Figura 7). 
 Fig.5. Amostra em tubos. Fonte: Elaborada pelo autor.
Fig.4. Amostra contaminada. Fonte: Elaborada pelo autor.
	
 Fig.7. Preparação de lâmina para sedimentoscopia. Fonte: Elaborada pelo autor.
Fig.6. Amostra centrifugada. Fonte: Elaborada pelo autor.
Amostra de urina (Paciente: AESBS / Paciente: 9314) 
As amostras de urina utilizada na presente prática foram obtidas a partir da rotina do laboratório. O exame físico é feito à olho nu e foram analisados parâmetros de volume, cor, aspecto e odor. Na etapa de análise química a urina foi homogeneizada e transferida para tubos de ensaio côncavos de 10 mL e colocados em estante. A amostra foi submetida a centrifugação de 2500 rpm por 10 min e em seguida o sobrenadante foi desprezado e o pellet ressuspendido para posterior análise de sedimentoscopia.
Amostra de urina (Paciente: IRNR) 
A amostra de urina utilizada na presente prática foi obtida a partir da rotina do laboratório. O exame físico é feito à olho nu e foram analisados parâmetros de volume, co, aspecto e odor. Na etapa de análise química a urina foi homogeneizada e transferida para tubos de ensaio côncavos de 10 mL e colocados em estante. A amostra foi submetida a centrifugação de 2500 rpm por 10 min e em seguida o sobrenadante foi desprezado e o pellet ressuspendido para posterior análise de sedimentoscopia. Essa mesma amostra de urina foi também contaminada com glicose induzindo-se o resultado do exame químico como indicativo de glicosúria.
Resultados
Amostras de urina obtidas da rotina do laboratório
Análise Física
	PACIENTES
	COR
	ASPECTO
	ODOR
	9129
	Amarelo cítrico
	Turvo
	Característico
	9131
	Amarelo claro
	Límpido
	Característico
Análise Química- Interpretação da Fita Reagente
	BIOQUÍMICA
	9129
	9131
	LEUCÓCITOS
	+ + +
	+ +
	NITRITO
	Negativo
	Negativo
	UROBILINOGÊNIO
	Normal
	Normal
	PROTEÍNAS
	+ +
	Negativo
	PH
	5
	5
	SANGUE
	Negativo
	+
	DENSIDADE
	1030
	1015
	ÁCIDO ASCÓRBICO
	+
	Negativo
	CORPOS CETÔNICOS
	Negativo
	Negativo
	BILIRRUBINA
	Negativo
	Negativo
	GLICOSE
	Normal
	Normal
Sedimentoscopia
	Na análise de sedimentoscopia da amostra 9129 foram identificados piócitos, cilindros leucocitários e cristais de ampicilina. Na amostra 9131 foram identificados piócitos, cilindro, muco e possível presença de monócito.
Amostra de urina contaminada com sangue
Análise Física
	PACIENTES
	COR
	ASPECTO
	ODOR
	Aluno
	Vermelha
	Turvo
	Característico
Análise Química- Interpretação da Fita Reagente
	BIOQUÍMICA
	ALUNO
	LEUCÓCITOS
	+ 
	NITRITO
	Negativo
	UROBILINOGÊNIO
	Negativo
	PROTEÍNAS
	+ 
	PH
	6
	SANGUE
	+ + +DENSIDADE
	1020
	ÁCIDO ASCÓRBICO
	+
	CORPOS CETÔNICOS
	Negativo
	BILIRRUBINA
	Negativo
	GLICOSE
	Negativo
Sedimentoscopia
	Na amostra analisada foram identificados cilindros hialinos, piócitos, células epiteliais e presença de hemácias (hematúria).
Amostra de urina (Paciente: AESBS / Paciente: 9314)
Análise Física
	PACIENTES
	COR
	ASPECTO
	ODOR
	AESBS
	Amarelo claro
	Límpido
	Característico
	9314
	Amarelo cítrico
	Límpido
	Característico
Análise Química- Interpretação da Fita Reagente
	BIOQUÍMICA
	AESBS
	9314
	LEUCÓCITOS
	+ + +
	+ +
	NITRITO
	Negativo
	Negativo
	UROBILINOGÊNIO
	Normal
	Normal
	PROTEÍNAS
	15
	15
	PH
	6
	6
	SANGUE
	Negativo
	Negativo
	DENSIDADE
	1015
	1030
	ÁCIDO ASCÓRBICO
	Negativo
	Negativo
	CORPOS CETÔNICOS
	Negativo
	Negativo
	BILIRRUBINA
	Negativo
	Negativo
	GLICOSE
	Negativo
	Negativo
Sedimentoscopia
	Na amostra do paciente AESBS foram identificadas células epiteliais, presença de cilindro hialino e piócitos. Na amostra 9314 foram identificados cilindros.
Amostra de urina (Paciente: IRNR)
	PACIENTES
	COR
	ASPECTO
	ODOR
	IRNR
	Amarelo claro
	Límpido
	Característico
Análise Química- Interpretação da Fita Reagente
	BIOQUÍMICA
	AESBS
	LEUCÓCITOS
	Negativo
	NITRITO
	Negativo
	UROBILINOGÊNIO
	+
	PROTEÍNAS
	Negativo
	PH
	6
	SANGUE
	Negativo
	DENSIDADE
	1015
	ÁCIDO ASCÓRBICO
	Negativo
	CORPOS CETÔNICOS
	Negativo
	BILIRRUBINA
	Negativo
	GLICOSE
	+
Sedimentoscopia
	A presente amostra não foi submetida à análise sedimentoscópica.
6.2 Parasitologia
Introdução
A parasitologia iniciou-se no século XIX, quando os organismos parasitários de outros seres vivos passaram a ser estudados. Os progressos desta ciência foram notáveis a partir do momento em que métodos de outras áreas foram implementados possibilitando a criação de novos meios, com os quais, estes organismos causadores de doenças pudessem ser diagnosticados e suas enfermidades tratadas e controladas (REY, 2002).
	O exame parasitológico das fezes (EPF) tem como objetivo diagnosticar os parasitos intestinais, por meio da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas nas excreções fecais (NEVES, 2005). A observação das formas parasitária é indispensável para identificar os parasitas intestinais e compreender a importância da natureza dos parasitos, assim como as diferenças clínicas que se relacionam com as etapas de seu ciclo vital. Esta prática é fundamental para que se tome consciência da importância das etapas por que passam um parasito durante seu ciclo e a correlação que este tem com as entidades clínicas e diagnóstico do laboratório (ROBLES, 2008). 
Para permitir a identificação do parasito suspeito, o material deve ser apropriadamente colhido, e no tempo mais indicado, de acordo com as características da doença suspeitada (MOURA et al., 2006). O exame parasitológico de fezes compreende duas etapas: o exame macroscópico e o exame microscópico. No exame macroscópicoé observado a consistência, presença d elementos anormais (muco ou sangue), e de vermes adultos ou parte deles. As fezes são submetidas a tamisação de uma solução contendo fezes que retém alguns elementos patógenos, seguido pelo exame microscópico, mediante preparação adequada.
Não existe um método de exame de fezes capaz de evidenciar todos os ovos, larvas de helmintos ou cistos e trofozoítos de parasitas intestinais, entretanto, alguns métodos são mais usados rotineiramente, pois são capazes de evidenciar maior número de formas, além se serem de execução rápida e barata.
Materiais 
Fezes frescas;
Béquer;
Espátula de madeira;
Gaze;
Taça de sedimentação;
Pipeta pasteur;
Lâmina;
Lamínula;
Lugol;
Acetato de Etila;
Formaldeído;
Sulfato de Zinco (ZnSO4);
Microscópio.
Início da Rotina
Logo pela manhã as fezes entregues pelos pacientes são previamente identificadas por numeração feita com pincel na tampa dos coletores e em seguida encaminhadas ao Laboratório de Análises Clínicas, onde são separadas de forma que facilitem a identificação de cada paciente, e também a organização de acordo com o horário de entrega.
Procedimento
Método de Hoffman (Sedimentação Espontânea)
Foram dissolvidos aproximadamente de 1g a 2g de fezes no béquer com um pouco de água, em seguida a solução foi filtrada em gaze dobrada em quatro, em uma taça de sedimentação (Figura 1). O volume do cálice foi completado com água e a solução deixada em repouso em superfície firme e livre de vibrações por 1 hora. Com auxílio de uma pipeta de Pasteur, foi coletado o sedimento do fundo da taça e transferindo uma gota para uma lâmina, adicionado uma gota de lugol e coberto com lamínula e examinada ao microscópio nas objetivas de 10x e 40x.
Fig 1. Taça de sedimentação. Fonte: Elaborada pelo autor.
Método de Ritchie (Ssedimentação por Centrifugação)
Foram dissolvidos aproximadamente de 1g a 2g de fezes no béquer com um pouco de água e a solução filtrada em gaze dobrada em quatro (Figura 2). Em seguida foram adicionados 2mL da solução filtrada a um tubo cônico e o volume foi completado com a solução previamente preparada de acetato de etila e formaldeído na proporção de 1:10 (Figura 3). A solução foi centrifugada a 1500 rpm durante 1minuto. Desprezou-se o sobrenadante e retirou-se uma gota do sedimento com a pipeta para preparação da lâmina que foi corada com lugol e examinada ao microscópio nas objetivas de 10x e 40x.
Fig. 3. Formaldeído e Acetato de Etila. 
Fig. 2. Dissolução das fezes. Fonte: Elaborada pelo autor.
Método de Faust
Foram dissolvidos aproximadamente 10 g de fezes em 20 mL de água. Após a homogeneização foi realizada a filtração da solução em gaze dobrada em quatro e transferida para um tubo de centrifugação. A amostra foi centrifugada durante 1 min a 2500 rpm e o sobrenadante descartado. O sedimento foi ressuspendido em água e a centrifugação repetida até que o líquido sobrenadante ficasse com aspecto límpido. O sobrenadante foi descartado novamente e foi adicionada solução de sulfato de zinco (ZnSO4) e centrifugada novamente durante 1 min. Nessa técnica os cistos, oocistos de protozoários e ovos leves presentes na amostra fecal, ficam retidos na película superficial que deve ser recolhida com alça de platina colocada em lamínula, corada com lugol e examinada ao microscópio nas objetivas de 10x e 40x.
Resultados
Na amostra submetida a análise pelo método de Hoffman, observou-se a presença de ovos de Ascaris e Ancilostomídeo.
Nas amostras submetidas a análises pelo método de Ritchie e método de Faust não foram identificados ovos, larvas e cistos de parasitos.
6.3 Microbiologia Clínica
6.3.1 Preparo de Meios de Cultura, Autoclavação e Manobra Asséptica
Introdução
Os microrganismos são encontrados em praticamente todos os ambientes naturais tais como solo, ar, água, alimentos, esgoto, corpo humano, plantas e animais. Nestas condições. Eles se apresentam como populações mistas, para que possamos estuda-los no laboratório, necessitamos separá-los em espécies individuais, formando culturas puras.
	Uma cultura pura consiste no crescimento, em meio nutritivo adequado, de um conjunto de células idênticas que pertencem a uma única espécie de microrganismos. Por outro lado, para que possamos estudar um microrganismo e cultura pura, necessitamos de materiais e equipamentos especiais no laboratório e também da utilização de técnicas específicas que envolvem, sobretudo, esterilização e assepsia. A esterilização consiste na eliminação ou remoção de toda e qualquer forma de vida existente em determinado material ou ambiente, enquanto a assepsia é um conjunto de medidas que impede a entrada de microrganismos onde estes não são desejados.
	Para o estudo e identificação de microrganismos é necessário isolá-los e cultivá-los, fornecendo as condições físicas e químicas paraque estes de reproduzem e aumentem seu inoculo. O cultivo de microrganismos é feito em meios de cultura, que fornece os nutrientes e as condições químicas adequadas para seu crescimento. Os meios de cultura devem ter na sua composição, os nutrientes indispensáveis ao crescimento do organismo em questão, sob forma assimilável e em concentração não inibitória do crescimento. Além disso, após a sua preparação, cada meio de cultura deve ser submetido a esterilização como forma de eliminar qualquer organismo vivo contaminante (FROIS,2014).
Um meio de cultura líquido contém todos os nutrientes necessários ao crescimento do microrganismo, dissolvidos em água. Uma vez preparado, este pode ser inoculado com uma cultura pura do microrganismo que se pretende cultivar e ser colocado a incubar em condições adequadas de temperatura e arejamento para seu crescimento. 
Objetivos
Geral
Preparar e manipular corretamente vidrarias e meios de cultura;
Específicos
Identificar e manipular corretamente a vidraria principal e outros objetos de uso mais frequente em microbiologia;
Definir cultura pura, esterilização e assepsia;
Realizar processo de autoclavação;
Distribuir meios de cultura em placas e tubos de forma asséptica.
Materiais
Tubos com tampa de rosca 13x100mm;
Placas de Petri 90x15mm;
Pipetas vidro 10 mL;
Balões;
Estante para tubos;
Pipetador;
Balança;
Autoclave;
Capela de fluxo;
Bico de Bunsen;
Incubadora;
Meios de cultura (ágar caldo);
Álcool 70%;
Papel Kraft;
Durex ou fita crepe;
Caneta.
As vidrarias foram devidamente embaladas com papel Kraft (Figura 1) e os meios de cultura foram preparados de acordo com as instruções do fabricante para serem submetidos ao processo de autoclavação.
Procedimento
Verificar o nível de água no interior da autoclave e completar, se necessário;
Ligar a autoclave (Figura 2);
Arrumar o material no interior;
Fechar a tampa;
Abrir a válvula de escape;
Quando sair vapor fluente, fechar a válvula de escape;
Espere chegar à temperatura e pressão de 121ºC- 1atm;
Fechar parcialmente o fornecimento de gás ou eletricidade;
Marcar o tempo de 15min;
Fechar totalmente o fornecimento de gás ou eletricidade;
Aguardar a temperatura no interior do aparelho diminuir;
Abrir a válvula de escape, abrir parcialmente a tampa, aguardar 10 min e depois retirar o material.
Após a autoclavação os meios de cultura foram transferidos de forma asséptica para os tubos (caldo) e para as placas (ágar) e incubados por 48 h/37ºC para teste de esterilidade.
Fig. 1 Placas e pipetas embaladas com papel kraft. Fonte: www.pontociencia.org.br
Fig. 2 Autoclave. Fonte: www.pontociencia.org.br
6.3.2 Coloração pelo Método de Gram
Introdução
A técnica de Gram, também conhecida como coloração de Gram, é um método de coloração de bactérias desenvolvido pelo médico dinamarquês Hans Christian Joachim Gram, em 1884, o qual permite diferenciar bactérias com diferentes estruturas de parede celular a partir das colorações que estas adquirem após tratamentos sucessivos com diferentes agentes químicos específicos.
	A coloração de Gram é um dos mais importantes métodos de coloração utilizados em laboratórios de microbiologia e de análises clínicas, sendo quase sempre o primeiro passo para a caracterização de amostras de bactérias. O mecanismo da coloração de Gram se baseia na composição da parede celular, uma vez que as Gram-positivas possuem uma espessa camada de peptideoglicano e ácido teicoíco, e as Gram-negativas, uma fina camada de peptideoglicano, sobre a qual se encontra uma camada composta por lipoproteínas, fosfolipídeos, proteínas e polissacarídeos.
	Durante o processo de coloração, o tratamento com álcool-acetona extrai lipídeos, resultando numa porosidade ou permeabilidade aumentada da parede celular das bactérias Gram-negativas. Assim, o complexo cristal violeta lugos (CVL) pode ser retirado e as bactérias Gram-negativas são descoradas. A parede celular das bactérias Gram-positivas, em virtude de sua composição diferente, torna-se desidratada durante o tratamento com álcool-acetona, a porosidade diminui, a permeabilidade é reduzida e o complexo CVL não pode ser extraído.
	Outro fator importante é a diferença de permeabilidade entre os dois grupos de bactérias. Nas Gram-positivas, o complexo CVL é retido na parede após a utilização da solução álcool-acetona, tratamento que causa uma diminuição do diâmetro dos poros da camada de peptideoglicano da parede celular. A parede das bactérias Gram-negativas permanece com porosidade suficientemente grande, mesmo depois do tratamento com álcool-cetona, possibilitando a extração do complexo CVL.
	A técnica tem importância clínica, uma vez que muitas das bactérias associadas a infecções são prontamente observadas e caracterizadas como Gram-positivas ou Gram-negativas em esfregaços de materiais de diferentes sítios. Essa informação permite ao clínico monitorar a infecção até que dados de cultura estejam disponíveis. É possível a análise de vários esfregaços por lâmina, o que facilita a comparação de espécimes clínicos. As lâminas podem ser montadas de forma permanentes e preservadas em documentação.
Objetivos
Geral
Compreender o princípio da coloração de Gram e o preparo de esfregaços de bactérias.
Específicos
Aprender a preparar esfregaço de bactérias;
Realizar a técnica de Coloração de Gram;
Aprender o fundamento do método de coloração de Gram;
Comparar a estrutura da parede celular de bactérias Gram-positivas e Gram-negativas;
Permitir a observação da morfologia bacteriana e fornecer informações a respeito do comportamento do seu material diante dos corantes de Gram.
Materiais
Microscópios;
Bico de Bunsen:
Alças bacteriológicas;
Água destilada ou solução salina fisiológica;
Lâminas;
Lamínulas;
Bateria de corantes e reagentes para coloração pelo método de Gram;
Óleo de imersão;
Descarte para lâminas;
Luvas;
Álcool 70%.
Procedimento
Preparo do Esfregaço
Limpar a lâmina com álcool a 70% e flambar rapidamente da cham do bico de Bunsen;
Identificar o lado da lâmina onde será feito o esfregaço;
Flambar a alça bacteriológica, deixa-la esfriar e colocar na lâmina uma gota de solução salina fisiológica ou água destilada;
Flambar a agulha bacteriológica, deixar esfriar próximo a chama, abrir a placa com a cultura teste e tocar a colônia escolhida para retirar a amostra;
Esfregar o material em movimentos de rotação da alça bacteriológica, para se obter um esfregaço de forma oval, bem fino e uniforme;
Deixar secar nas proximidades da chama;
Fixar o esfregaço passando a lâmina 3 vezes na chama do bico de Bunsen.
Método de Coloração de Gram
Cobrir toda lâmina com solução cristal violeta e aguardar um 1 minuto;
Lavar rapidamente em água destilada;
Cobrir a lâmina com solução de lugol (mordente) por um minuto;
Lavar com água destilada;
Inclinar a lâmina e gotejar álcool-cetona ou álcool absoluto ( cerca de 15 minutos);Lavar rapidamente a lâmina em água corrente.
Cobrir com fucsina de gram e aguardar 30 segunso;
Lavar a lâmina em água destilada e secar (sem esfregar);
Colocar uma gota de óleo de imersão sobre a lâmina e observar em objetiva de imersão (100X), após visualização com as outras objetivas.
6.3.3 Coloração de Ziehl-Neelsen
Introdução
A coloração de Ziehl-Neelsen é principalmente utilizada para detectar a presença de micobactérias em amostras clínicas como escarro, líquor, urina, secreção vaginal e brônquica e secreção epidérmica, podendo ser utilizada também para outros gêneros, como Nocardia, baseia-se na capacidade de algumas bactérias de resistirem aos método comuns de coloração devido à composição altamente lipídica da parede celular. Após um processo de coloração especial, a quente, uma vez coradas, não sofrem ação de descorantes fortes, como a solução de álcool-ácido. Desta forma, a fucsina de Ziehl cora todas as bactérias de vermelho, e após a descoloração com álcool-ácido, somente os bacilos álcool-ácido resistentes (BAAR) conservarão esta cor.Para facilitar a visualização cora-se o fundo com azul de metileno, estabelecendo-se um contraste entre elementos celulares e outras bactérias (azuis) e os BAAR (vermelhos).
O diagnóstico das micobactérias patogênicas (Mycobacterium tuberculosis e Mycobacterium leprae), por bacterioscopia direta é feito através do método de coloração de Ziehl-Neelsen, o qual utiliza a característica destas bactérias de possuírem paredes celulares com alto  teor de lipídeos (cerca  de 60 % , principalmente de ácido micólico), que quando tratadas pelo corante fucsina fenicada, coram-se de vermelho e persistem ao descoramento subsequente por uma solução de Álcool-ácido forte (diferenciador). É por isto que são conhecidas por bacilos álcool-ácido resistentes (BAAR). As outras bactérias, que não possuem tais paredes celulares ricas em lipídeos, têm a sua coloração pela fucsina descorada pela solução de álcool-ácido e coram-se em azul pela coloração de fundo do Azul de metileno (contra-corante).
Objetivos
Geral
Identificar bacilos ácido resistentes (BAAR).
Materiais
Capela de segurança biológica:
Bico de Bunsen;
Lâminas;
Alças de platina ou descartáveis;
Fucsina de Ziehl-Neelsen;
Solução álcool-ácido;
Azul de metileno;
Microscópio;
Óleo de imersão.
Procedimento
Fazer o esfregaço e deixar secar por 15-20 min. Cobrir a lâmina, previamente fixada pelo calor (passar 3-5 vezes na chama), coma solução de fucsina fenicada de Ziehl;
Com uma chama fraca sob a lâmina ou placa aquecedora morna ou quente ou sobre recipiente com água quente, aquecer suavemente até a emissão de vapores, durante 3-5 minutos. Evitar a ebulição e evaporação do corante. O corante também pode ser colocado em temperatura ambiente, neste caso, deixar agir por 10 minutos.
Aguardar 5 minutos para resfriar e lavar rapidamente em água corrente;
Inclinar a lâmina e gotejar a solução descorante de álcoll-ácido sobre o esfregaço, até que não escorra mais o líquido vermelho;
Lavar em água corrente novamente;
Cobrir a lâmina coma solução de azul de metileno e deixar agir por 1 minuto;
Lavar em água corrente e aguardar secar.
Examinar a lâmina ao microscópio com objetiva de imersão.
6.3.4 Teste de Sensibilidade a Antimicrobianos (TSA)/ Método de Kirby-Bauer (Difusão em Disco)
Introdução
	Antibiogramas são bioensaios conduzidos in vitro que visam testar a sensibilidade de bactérias aos antimicrobianos. A proposta primária deste teste é guiar o clínico na escola do agente apropriado para a terapia. 
	A realização do TSA (antibiograma) e sua interpretação não é uma tarefa fácil, por suas limitações e principalmente pela crescente descoberta de novos mecanismos de resistência, o que exige cada vez mais atualização e treinamento dos profissionais. Nos teste de Kirby-Bauer, uma série de antibióticos impregnados em pequenos discos circulares de papel são colocados sobre uma placa contendo meio de cultura crescido com a bactéria inoculada em temperatura e tempo adequados para permitir o crescimento da bactéria e também a difusão do antibiótico no interior do ágar. Se um micro-organismo é suscetível a um antibiótico, uma zona clara aparece ao redor do disco, onde o crescimento do micro-organismo foi inibido. O tamanho dessa zona de inibição depende da sensibilidade da bactéria a um antibiótico específico e da habilidade de difusão através do ágar do antibiótico contido no disco.
	A metodologia de Kirby-Bauer para antibiograma é a mais difundida e utilizada até hoje na rotina de análises clínicas, devido a sua praticidade de execução, baixo custo e confiabilidade de seus resultados. Apesar de sua praticidade de execução, baixo custo e confiabilidade de seus resultados. Apesar de sua relativa simplicidade de execução, a técnica de Kiby-Bauer exige que as instruções sejam seguidas rigorosamente de forma que os resultados obtidos correspondam à realidade e possam ser comparados com as tabelas internacionais.
Objetivos
Geral
Determinar a sensibilidade bacteriana in vitro frente a agentes antimicrobianos a partir da interpretação correta dos halos.
Materiais
Estufa bacteriológica;
Alças bacteriológicas em platina ou descartáveis;
Ágar Mueller Hinton em placas de Petri 90x15mm ou 140x15mm;
Tubo com escala de 0,5 Mac Farland ou tubidímetro;
Solução salina estéril (NaCl 0,85%);
Swabs estéreis;
Antibióticos impregnados em disco de papel de filtro:
Pinças estéreis;
Cultura de bactérias;
Tabelas com os valores esperados de halos inibitórios;
Bico de Bunsen;
Régua ou paquímetro;
Estante para tubos;
Álcool a 70%;
Caneta para identificação de placas e tubos.
Procedimento 
Retirar as placas e os frascos com os discos da geladeira cerca de 20-30 minutos para que adquiram a temperatura ambiente antes da execução da prova;
Com uma alça bacteriológica de platina devidamente flambada e resfriada ( ou alça descartável estéril), tocar na colônia recente (18-24 h);
Suspender as colônias em solução salina estéril (NaCl 0,85%) até se obter uma turvação compatível com o grau 0,5 da escala Mac Farland (1,5 x108 UFC/mL);
Embeber um swab estéril na suspensão bacteriana, comprimindo-o contra as paredes do tubo para retirar o excesso da suspensão, e semear em seguida de forma suave em cinco direções, procurando abranger toda superfície;
Aguardar (não mais que 15 minutos) a superfície do ágar secar;
Com auxílio de uma pinça flambada e resfriada, colocar os discos de forma equidistante sobre a superfície do meio inoculado, exercendo uma leve pressão com a ponta da pinça para uma boa adesão dos discos;
Incubar a placa com os discos em estufa bacteriológica a 37º C por 18 a 48 horas;
6.3.5 Controle do Crescimento Microbiano por Métodos Químicos
Introdução
	Os micro-organismos podem ter seu crescimento controlado por agentes químicos e físicos, os quais podem atuar eliminando totalmente os micro-organismos ou impedindo o seu crescimento, criando condições nas quais eles não podem se reproduzir. Como exemplos de aplicação dos métodos de controle, tem-se a prevenção das infecções hospitalares por procedimentos e técnicas adequados que vão desde o modo correto de lavar as mãos até os processos indicados, de acordo com normas do Ministério da Saúde, para limpar, esterilizar e/ou desinfetar artigos e equipamentos e superfícies hospitalares. O processamento correto garante o nível adequado de micro-organismos, o que é imprescindível para a segurança nos atendimentos aos pacientes e da equipe. No campo industrial, vários métodos de controle microbiológicos podem ser aplicados, e este controle faz parte das etapas que garantem a qualidade dos produtos que podem ser alimentos, medicamentos, cosméticos e água entre outros.
	Em laboratórios de pesquisa e também de análises clínicas, estes métodos estão presentes no preparo de meios de cultura, esterilização de vidraria e vários materiais. Noções básicas de limpeza, desinfecção e assepsia são importantes no preparo dos alimentos. A escolha dos métodos dependerá dos objetivos, do tipo de material e do nível de controle desejado. Existe uma variação muito grande em termos de sensibilidade entre os micro-organismos e os endósporos de procariotos aos métodos físicos e químicos de controle. Os métodos químicos utilizam substâncias de origem natural ou sintética usadas para eliminar ou inibir o crescimento dos micro-organismos. A resposta dos micro-organismos aos agentes químicos varia em relação a fatores tais como concentração do agente, pH, temperatura, presença de matéria orgânica, tipo de micro-organismo, fase de multiplicação e mesmo presença de outros agentes químicos. A resistência aos agentes pode ser uma propriedade intrínseca do micro-organismo ou adquirida, sendo que normalmente as gram negativas são mais resistentes. Os agentes químicos podem apresentar nos micro-organismos efeito estático (inibição do crescimento, mas em condições normais os micro-organismos voltam a crescer) ou efeito microbicida (morte dos micro-organismos).
	Os agentes químicos podem ser utilizados para descontaminação,desinfecção, antissepsia ou esterilização. Têm maior efeito nas células vegetativas por terem metabolismo ativo e todos variam em relação a toxicidade seletiva, sendo que alguns não possuem toxicidade seletiva.
Objetivos
Geral
Testar diferentes antissépticos no controle do crescimento de micro-organismos.
Materiais
Placas de Petri;
Antissépticos.
Procedimento
Dividir a placa em quadrantes distintos, de acordo com a qualidade de agentes químicos, acrescido de um quadrante a mais. Identificar os quadrantes de acordo com os agentes a serem utilizados, sendo que uma das regiões deve ser identificada com “in natura”.
Pressionar um dos dedos no quadrante identificado com “in natura”;
Tratar cada um dos outros dedos com os diferentes agentes esperar secar e pressionar nos respectivos campos identificados nas placas;
Incubar por 24-48h/37ºC.
6.3.6 Análise Morfológica e Contagem de Staphylococcus spp da Cavidade Bucal- Parte I
Introdução
	O termo microbiota ou flora nativa é usado para descrever micro-organismos que são frequentemente encontrados em determinados sítios de indivíduos ativos. A microbiota pode sofrer a influência de fatores como: nutrientes, pH, umidade e outros, os constituintes e o número da microbiota variam em diferentes áreas do corpo e em diferentes idades. Dentre as principais funções da microbiota podemos destacar: impedir a colonização por patógenos do meio externo e o possível desenvolvimento de doença por meio de interferência bacteriana, ajudam na absorção de nutrientes desempenhando importante papel no metabolismo e nutrição humana, contudo os micro-organismos constituintes da microbiota também podem originar infecções oportunistas.
	De acordo com Price (1938) a microbiota da pele pode ser classificada em:
Residente: consiste em micro-organismos encontrados com regularidade em determinada idade e área da superfície, sendo perturbada, recompõem-se com facilidade.
Transitória: consiste em micro-organismos não patogênicos ou potencialmente patogênicos que permanecem na pele ou mucosa por horas, dias, semanas, provenientes do meio externo, não provocando doença e não se estabelecendo em definitivo na superfície.
Quando os micro-organismo da microbiota residente são introduzidos em locais estranhos e em grande quantidade, na presença de fatores predisponentes, podem provocar infecções. A nossa microbiota começa a se formar no momento em que nascemos. No parto normal, as bactérias presentes na vagina da mãe serão as primeiras a iniciar a formação da microbiota do bebê. Já no parto cesariana as primeiras bactérias a colonizarem o corpo do bebê serão as presentes no ar, na equipe médica e de enfermagem e as presentes na pele da mãe.
Cada parte região do corpo possui uma microbiota específica, como por exemplo: pele, boca, vias áreas superiores e inferiores, trato genitourinário, trato gastrointestinal. Existe, porém, no nosso corpo, um local que em função de sua complexidade anatômica, não alberga uma microbiota única, mas várias microbiotas com diferenças marcantes em suas composições qualitativa e quantitativa, esse local é a cavidade bucal.
Objetivos
Geral
Verificar a presença de Staphylococcus spp na cavidade bucal.
Específico
Analisar a morfologia de Staphylococcus spp da cavidade bucal;
Fazer a contagem de Staphylococcus spp.
Materiais
10 mL de solução fisiológica tamponada com fosfato (PBS-0,1M, pH 7,2) estéril em frasco com boca média ou grande;
Tubo de rosca para 10 mL;;
2,5 mL de PBS;
Pipeta automática de 1 mL com ponteiras estéreis;
Placa de Petri com ágar manitol;
Alça de Drigalsky;
Álcool a 70%;
Gaze, algodão;
Bico de Bunsen;
Capela de segurança biológica;
Centrífuga para tubos de 10 mL;
Incubadora;
Caneta permanente.
Procedimentos
Enxaguar a boca com PBS (10mL) por 60 segundos e retornar o enxague para o recipiente;
Centrifugar a amostra por 10 minutos a 8000g e decartar o sobrenadante;
Ressuspender o precipitado em 2,5 mL de PBS e misturar em agitador de tubos;
Semear, com auxílio de alça de Drigalsky, 100 µL da suspensão em placas de ágar manitol e incubar por 24h/37ºC.
Análise Morfológica e Contagem de Staphylococcus spp da Cavidade Bucal- Parte II
Materiais
Alças descartáveis ou de platina;
Lâminas para microscopia;
Bateria de Coloração de Gram;
Microscópio e óleo de imersão;
Tubos contendo salina estéril;
Escala 0,5 Mac Farland;
Discos de novobiocina;
Álcool 70%;
Álcool Isopropílico;
Gaze, algodão;
Bico de Bunsen;
Capela de segurança biológica;
Incubadora;
Caneta permanente.
Procedimentos
De uma colônia de cada tipo morfológico diferente deverá ser feito esfregaços e os mesmos corados pelo método de Gram;
Semear uma colônia manitol positivo em cada um dos seguintes meios e incubar po 24h/37ºC;
Ágar sangue por esgotamento;
Meio Muller Hinton como antibiograma e colocar disco de novobiocina.
Resultados
Preparo de Meios de Cultura, Autoclavação e Manobra Asséptica
	 A observação da turvação, formação de película e/ou depósito nos meios de cultura contidos nos tubos, assim como a presença de colônias nos meios contidos nas placas de Petri, indicam a presença de crescimento bacteriano e, portanto, manobra asséptica inadequada.
Coloração pelo Método de Gram
As bactérias Gram-positivas apresentam coloração roxo/azul e as bactérias Gram-negativas coloração rosa/vermelho (Figura 1).
Fig. 1 Bactérias Gram-negativas, coradas pelo método de Gram
Coloração de Ziehl-Neelsen
	Após a coloração observa-se que as bactérias álcool ácido resistente (BAAR) coram-se em vermelho e as bactérias não álcool-ácido resistente coram-se em azul (Figura 2).
Fig. 2 Mycobacterium absessus – Coloração de Ziehl Neelsen
Teste de Sensibilidade a Antimicrobianos (TSA)/ Método de Kirby-Bauer 
	Os micro-organismos mostraram-se sensíveis aos seguintes antibióticos: cefotaxime, amoxycellin, lincomycin e tetracycline.
Controle do Crescimento Microbiano por Métodos Químicos
Observou-se o crescimento microbiano nos quadrantes In-natura, sabão de coco e lifebuoy. 
Análise Morfológica e Contagem de Staphylococcus spp da Cavidade Bucal
	O meio que adquiriu coloração amarela foi considerado manitol positivo. As colônias obtidas a partir desse meio foram semeadas por esgotamento para posterior visualização dos resultados. Também foi realizada a coloração de Gram e observou-se a presença de cocos Gram +.
6.4 Hematologia
6.4.1 Preparação de Esfregaço Sanguíneo e Coloração para Diagnóstico Diferencial 
Introdução
A confecção do esfregaço sanguíneo é o fator mais importante para a realização de um hemograma. Há todo um procedimento técnico para que o esfregaço seja satisfatório, ele deve ser fino e regular, e de margens livres, para haver boa distribuição das células. Por meio dessa técnica é possível fazer uma contagem do número de neutrófilos, linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos, e chegar a uma porcentagem de cada célula encontrada.
 Os linfócitos são células pequenas e esféricas. Eles têm como funções secretar anticorpos, destruir células e às vezes diminuir a resposta imunológica. Quando os valores de linfócitos estão elevados, pode ser sinal de que este paciente esteja com hepatite viral, toxoplasmose, rubéola, infecção aguda por HIV, etc. A falta de linfócitos também pode identificar problemas como doença de Hodgkin, lúpus, insuficiência renal, Aids e estado terminal de câncer. Os valores também ficam alterados quando o paciente está desnutrido.
Os monócitos são um dos tipos principais de leucócitos do sangue, eles têm grande tamanho e seu núcleo não é segmentado. Fazem parte de um grupo de células que tem a função de defender o organismo de corpos estranhos. Os valores de monócitos ficam acima do ideal, na presença de tuberculose, colite ulcerativa, lúpus, doença de Hodgkin, etc. E valor de monócitos abaixo do normal acontece na presença de anemia aplástica.
Os eosinófilos são leucócitos granulares com um núcleoque usualmente apresenta dois lobos conectados por um filamento delgado de cromatina. Essas células fagocitam e eliminam complexos de antígenos com anticorpo que aparecem em casos de alergia, como a asma brônquica. Os valores de eosinófilos abaixo no normal podem ocorrer quando o paciente está em eclâmpsia, após grandes cirurgias ou está em choque.
Basófilos são leucócitos granulares caracterizados por uma coloração relativamente pálida. Os basófilos podem participar de processos alérgicos, e seu número pode aumentar quando o paciente apresentar colite ulcerativa, sinusite crônica, nefrose, anemia hemolítica, doença de Hodgkin.
Neutrófilos são células sanguíneas leucocitárias responsáveis pela defesa do organismo, sendo sempre as primeiras a chegarem nas áreas de inflamação. Possuem um núcleo formado por dois a cinco lóbulos, sendo mais comum três.
Objetivos 
Geral
Realizar a técnica do esfregaço sanguíneo para identificar os seguintes componentes do sangue humano: linfócitos, neutrófilos, monócitos, basófilos e eosinófilos.
Materiais
Lâminas:
Pipeta;
Tubo de ensaio contendo sangue humano;
Corante para leucócito;
Corante para hemácia;
Fixador;
Água corrente;
Óleo de imersão pata lâmina;
Microscópio Óptico;
Luvas.
Procedimento
Identificar a lâmina;
Pipetar uma gota de sangue na lâmina;
Com a lâmina extensora, arrasta-se um pouco do sangue para trás preenchendo toda a borda e faz-se o esfregaço utilizando a lâmina em ângulo aproximado de 45 º (Figura 1);
Deixar secar ao ar;
Colocar as lâminas no suporte de coloração;
Colocar por dois minutos o corante sob o esfregaço na lâmina; 
Verter água destilada em toda superfície da lâmina deixando por mais 2 minutos
Lavar a lâmina em água corrente;
Deixar a lâmina secar naturalmente.
 Observar ao microscópio óptico.
Fig. 1 Extensão do sangue na lâmina
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
A importância do estágio na formação profissional. Acesso em: 11/06/2016. http://www.portaleducacao.com.br/pedagogia/artigos/20570/a-importancia-do-estagio-na-formacao-profissional#ixzz4BKBUUFn6
Estágio Supervisionado par acadêmicos de Biomedicina. Revista Eletrônica Novo Enfoque, ano 2010, v. 11, n. 11, p. 51 – 60. 1Santos, A. N.; 1 Mendes, A. N. dos A.; 1Gonçalves, B. F. da S.; 1Brito, D. M. de; 1Pedro, E. M.; 1Ramos, P. C. dos S.; 2 Souza- Lemos, C.
BRASIL,Casa Civil. Lei nº 11.788 de 2008, Artigo1º, incisos 1 e 2.Disponível em :
www.planalto.gov.br/ccivil_03/_Ato2007-2010/2008/Lei/L11788.htm#art22, Acesso
em 11 de junho de 2016