Manual de Laboratórios: Solo, Água, Nutrição Vegetal, Nutrição Animal e Alimentos

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Manual de Laboratórios:
 Solo, Água, Nutrição Vegetal, Nutrição Animal e Alimentos
ISBN:85-86764-08-6
República Federativa do Brasil
Luiz Inácio Lula da Silva
Presidente
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
Roberto Rodrigues
Ministro
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária
Conselho de Administração
Luiz Carlos Guedes Pinto
Presidente
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Cláudia Assunção dos Santos Viegas
Ernesto Paterniani
Hélio Tollini
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Diretoria Executiva
Silvio Crestana
Diretor-Presidente
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Kepler Euclides Filho
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Embrapa Pecuária Sudeste
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Chefe-Geral
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Chefe-Adjunto de Administração
Alfredo Ribeiro de Freitas
Chefe-Adjunto de Pesquisa e Desenvolvimento
Sérgio Novita Esteves
Chefe-Adjunto de Comunicação, Negócios e Apoio
ISBN 85-86764-08-6
Novembro, 2005
 Manual de Laboratórios: Solo, Água, Nutrição Vegetal,
Nutrição Animal e Alimentos
 Editores:
 Ana Rita de A. Nogueira
 Gilberto Batista de Souza
São Carlos, SP
2005
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária
Centro de Pesquisa de Pecuária do Sudeste
Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento
Exemplares desta publicação podem ser adquiridos na:
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Rod. Washington Luiz, km 234
Caixa Postal 339
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Fax: (16) 3361-5754
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E-mail: sac@cppse.embrapa.br
Revisor de texto: Edison Beno Pott
Normalização bibliográfica: Sônia Borges de Alencar
Arte Gráfica (capa): Gerson Luiz Carbonero
Tiragem: 1000 exemplares
ÁREA DE INFORMAÇÃO - EDITORAÇÃO
 Nogueira, Ana Rita de A.
 Manual de Laboratório: Solo, água, nutrição vegetal, nutrição animal e
alimentos / Ana Rita de Araújo Nogueira, Gilberto Batista de Souza.-- São
Carlos: Embrapa Pecuária Sudeste, 2005.
 334 p.: il.
ISBN: 85-86764-08-6
 Conteúdo: Coleta, Acondicionamento, Preparo de Amostra, Análises
Químicas
 1. Solo – Água - Nutrição Vegetal - Nutrição Mineral - Nutrição Humana -
Nutrição animal - Coleta - Acondicionamento - Amostragem. 2. Solo - Água -
Nutrição Vegetal - Nutrição Animal - Metodologias. 3. Laboratório - Manual. I.
Nogueira, A.R. de A. (Ed.). II. Batista,G. B. (Ed.).
 CDD: 631.417202
 ©EMBRAPA-2005
 APRESENTAÇÃO
A Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária (Embrapa), com o objetivo de melhorar
a qualidade e de uniformizar os procedimentos em seus laboratórios, apoia, desde 1995,
reuniões anuais de técnicos de nível médio e superior e pesquisadores diretamente envolvidos
em análises laboratoriais.
Para evitar insucessos no emprego de técnicas analíticas, há necessidade de maior
controle de qualidade nos laboratórios. Esse fato tem suscitado o interesse de pesquisadores na
participação em programas interlaboratoriais, visando a estabelecer procedimentos a serem
observados nas análises em todo o seu processo, desde a fase de amostragem no campo até às
determinações analíticas no laboratório, e se for o caso, a introdução de novos métodos
Durante o I MET – “Workshop de Metodologias dos Laboratórios da Embrapa da região
Sudeste”, que ocorreu de 6 a 8 de dezembro de 1995, ficou clara a necessidade de maior
intercâmbio entre profissionais que trabalham em laboratórios, o que se refletiu no entusiasmo
dos participantes e na demanda por manuais técnicos de uso comum.
Este documento começou a ser elaborado durante as reuniões realizadas a partir do II
MET - “Workshop de Metodologias dos Laboratórios da Embrapa das regiões Sudeste e Centro-
Oeste”, realizado entre 27 e 30 de agosto de 1996, na Embrapa Pecuária Sudeste, em São
Carlos, SP. Essa segunda reunião contou com a participação de profissionais da Embrapa das
regiões Sudeste e Centro-Oeste e de outras instituições de pesquisa e ensino, e priorizou
discussões sobre coleta, acondicionamento e preparo de amostras. Desde então, as reuniões
adquiriram caráter nacional e têm ocorrido anualmente em diferentes unidades da Embrapa
(Embrapa Gado de Leite, Juiz de Fora, MG; Embrapa Solos, Rio de Janeiro, RJ; Embrapa
Florestas, Colombo, Pr; Embrapa Meio Ambiente, Jaguariúna, SP e Embrapa Agrobiologia,
Seropédica, RJ).
A publicação deste material é um dos resultados das reuniões anuais e seguramente se
refletirá no padrão de qualidade dos resultados de pesquisa da Empresa, além de constituir
valioso subsídio para os profissionais que atuam em institutos de pesquisa e em universidades.
Os primeiros cinco capítulos são uma reedição do manual “Coleta, acondicionamento e preparo
de amostras”, publicado inicialmente em 1998. Nos capítulos seguintes, são apresentados os
métodos atualmente empregados nos diferentes centros de pesquisa da Embrapa. A
continuidade deste trabalho demonstrará mais uma vez a importância da colaboração entre os
profissionais que enfrentam os mesmos problemas em seu dia a dia. Não há intenção de esgotar
o assunto, mas sim de dar o primeiro passo, para, num só documento, reunir sugestões de
procedimentos utilizados nos laboratórios que realizam análises de amostras de solos, água,
plantas e materiais relacionados à nutrição animal. Algumas dessas sugestões são, sem dúvida,
passíveis de alteração, em virtude do desenvolvimento e do aprimoramento das técnicas e dos
equipamentos utilizados.
Os Editores
SUMÁRIO
SOLO, ÁGUA, NUTRIÇÃO ANIMAL E ALIMENTOS.............................................................................. 8
CAPÍTULO 1 - SOLOS.......................................................................................................................... 18
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 18
2. SOLO18
2.1. INTRODUÇÃO............................................................................................................................ 18
2.2. AMOSTRAGEM .......................................................................................................................... 19
2.2.1. CRITÉRIOS PARA A DIVISÃO DA ÁREA DE AMOSTRAGEM.......................................... 19
2.2.2. NÚMERO DE AMOSTRAS SIMPLES OU SUBAMOSTRAS .............................................. 20
2.2.3. PROFUNDIDADE DE COLETA DE SUBAMOSTRAS ........................................................ 21
2.2.4. COMPOSIÇÃO DA AMOSTRA............................................................................................ 23
2.2.5. MATERIAL PARA A AMOSTRAGEM.................................................................................. 23
2.2.6. ÉPOCA DE AMOSTRAGEM................................................................................................ 24
2.2.7. FREQÜÊNCIA DE AMOSTRAGEM..................................................................................... 25
2.2.8. RECOMENDAÇÕES GERAIS PARA A AMOSTRAGEM.................................................... 25
2.3. ACONDICIONAMENTO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA .................................................... 26
2.4. REGISTRO E PREPARO DA AMOSTRA .................................................................................. 27
2.4.1. REGISTRO........................................................................................................................... 27
2.4.2. SECAGEM ........................................................................................................................... 27
2.4.3. MOAGEM, PENEIRAGEM E ARMAZENAGEM .................................................................. 27
3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..................................................................................................28
CAPÍTULO 2 - ÁGUA ............................................................................................................................ 31
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 31
2. QUANDO, ONDE E COMO AMOSTRAR ......................................................................................... 32
3. ACONDICIONAMENTO DE AMOSTRAS: TIPOS E PROCEDIMENTOS DE LIMPEZA................. 33
4. PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS ................................................................................................. 34
5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 36
CAPÍTULO 3 - TECIDOS VEGETAIS ................................................................................................... 37
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 37
2. AMOSTRAGEM................................................................................................................................. 38
3. PROCEDIMENTO PARA COLETA DE AMOSTRAS DE FOLHAS NO CAMPO ............................. 42
3.1. COLETA DA AMOSTRA............................................................................................................. 42
3.2. IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA ............................................................................................... 42
3.3. MOAGEM.................................................................................................................................... 43
3.4. ARMAZENAGEM........................................................................................................................ 43
3.5. INTEGRIDADE DA AMOSTRA .................................................................................................. 43
3.6. PROBLEMAS DE CONTAMINAÇÃO......................................................................................... 44
3.7. ARQUIVO DE AMOSTRAS ........................................................................................................ 44
4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 44
CAPÍTULO 4 - TECIDOS E PRODUTOS ANIMAIS.............................................................................. 46
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 46
2. ASPECTOS IMPORTANTES RELACIONADOS À COLETA DE AMOSTRAS................................ 47
3. OBJETIVO DA PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS........................................................................... 47
4. PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS.................................................................................................... 48
4.1. RECEBIMENTO.......................................................................................................................... 48
4.2. IDENTIFICAÇÃO E REGISTRO................................................................................................. 48
4.3. PRÉ-ACONDICIONAMENTO..................................................................................................... 49
4.4. PRÉ-SECAGEM ......................................................................................................................... 50
4.5. MOAGEM.................................................................................................................................... 51
4.6. ACONDICIONAMENTO.............................................................................................................. 51
4.7. ETAPAS DE PREPARAÇÃO DE AMOSTRAS .......................................................................... 53
5. PREPARO DE AMOSTRAS DE INGREDIENTES E SUPLEMENTOS MINERAIS ......................... 57
6. OUTROS TIPOS DE AMOSTRAS DE ORIGEM ANIMAL................................................................ 57
6.1. OSSO.......................................................................................................................................... 58
6.2. FÍGADO ...................................................................................................................................... 58
6.3. SANGUE..................................................................................................................................... 59
6.4. LÍQUIDO DE RÚMEN................................................................................................................. 61
6.5. LÍQUIDOS DE ABOMASO E DE ÍLEO....................................................................................... 62
6.6. URINA......................................................................................................................................... 62
6.7. EXTRUSA ................................................................................................................................... 62
6.8. LEITE .......................................................................................................................................... 63
6.9. PÊLOS ........................................................................................................................................ 64
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 64
CAPÍTULO 5 - ALIMENTOS PARA CONSUMO HUMANO.................................................................. 65
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 65
2. OBJETIVO......................................................................................................................................... 66
3. FUNDAMENTO ................................................................................................................................. 66
4. EQUIPAMENTOS.............................................................................................................................. 66
5. PROCEDIMENTOS........................................................................................................................... 66
5.1. INSPEÇÃO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA ........................................................................ 67
5.2. SOLUBILIZAÇÃO DA AMOSTRA .............................................................................................. 67
5.3. PREPARO DA AMOSTRA.......................................................................................................... 67
5.4. CONSERVAÇÃO DA AMOSTRA ............................................................................................... 68
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 68
CAPÍTULO 6 - MÉTODOS DE ANÁLISE DE SOLO............................................................................. 71
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 71
2. DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ DO SOLO........................................................................................ 72
2.1. ACIDEZ ATIVA ........................................................................................................................... 72
2.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES...................................................................................................... 72
2.1.4. PROCEDIMENTO....................................................................................................................... 72
2.2. ACIDEZ TROCÁVEL (ALUMÍNIO TROCÁVEL) .........................................................................73
2.3. ACIDEZ POTENCIAL OU TOTAL COM A SOLUÇÃO DE ACETATO DE CÁLCIO.................. 75
2.4. ACIDEZ POTENCIAL POR POTENCIOMETRIA EM SOLUÇÃO-TAMPÃO SMP (PH SMP) ... 77
3. CARBONO ORGÂNICO.................................................................................................................... 78
3.1. PROCEDIMENTO EMPREGANDO DICROMATO .................................................................... 78
3.2. PROCEDIMENTO COLORIMÉTRICO....................................................................................... 81
4. FÓSFORO “DISPONÍVEL” E POTÁSSIO TROCÁVEL .................................................................... 82
4.1. MÉTODO DE MEHLICH 1, CAROLINA DO NORTE OU DO DUPLO ÁCIDO .......................... 82
4.2. MÉTODO DA RESINA (RAIJ ET AL., 2001) .............................................................................. 84
5. SÓDIO ............................................................................................................................................... 88
6. CÁLCIO E MAGNÉSIO ..................................................................................................................... 90
6.1. EXTRAÇÃO COM KCL 1,0 MOL L-1........................................................................................... 90
6.2. MÉTODO DA RESINA................................................................................................................ 92
7. BORO ................................................................................................................................................ 95
7.1. EXTRAÇÃO COM ÁGUA QUENTE ........................................................................................... 95
7.2. EXTRAÇÃO COM ÁGUA QUENTE EMPREGANDO RADIAÇÃO MICROONDAS .................. 96
8. ENXOFRE (S-SO42-).......................................................................................................................... 98
8.2. VARIAÇÃO DO MÉTODO DE DETERMINAÇÃO DE S-SO42-................................................... 99
9. DETERMINAÇÃO DE COBRE, FERRO, MANGANÊS E ZINCO................................................... 101
9.1. EXTRAÇÃO COM DTPA .......................................................................................................... 101
9.2. EXTRAÇÃO COM HCL A 0,1 MOL L-1 .................................................................................... 104
10. NITROGÊNIO TOTAL ................................................................................................................... 105
10.1. MÉTODO KJELDAHL............................................................................................................. 106
10.2. INCLUSÃO DE NITRATO E NITRITO NA QUANTIFICAÇÃO DO NITROGÊNIO TOTAL.... 110
10.3. NITROGÊNIO MINERAL (NH4+ E NO3-)................................................................................. 111
11. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA ...................................................................................................... 115
12. ANÁLISE FÍSICA........................................................................................................................... 117
12.1. ANÁLISE GRANULOMÉTRICA DO SOLO (MÉTODO DA PIPETA)..................................... 117
12.2. CAPACIDADE DE RETENÇÃO DE ÁGUA DO SOLO........................................................... 121
12.3. DENSIDADE DO SOLO.......................................................................................................... 123
13. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.............................................................................................. 124
CAPÍTULO 7 - ÁGUA .......................................................................................................................... 127
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................ 127
2. PH ...................................................................................................................................................127
3. CÁLCIO E MAGNÉSIO ................................................................................................................... 129
4. SÓDIO E POTÁSSIO ...................................................................................................................... 130
5. ALCALINIDADE TOTAL.................................................................................................................. 131
6. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA ........................................................................................................ 133
7. OXIGÊNIO DISSOLVIDO (OD)....................................................................................................... 134
8. DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO).................................................................................. 136
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................................................ 138
CAPÍTULO 8 - TECIDO VEGETAL ..................................................................................................... 140
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................ 140
2. DECOMPOSIÇÃO E SOLUBILIZAÇÃO.......................................................................................... 141
2.1 INTRODUÇÃO........................................................................................................................... 141
2.2. DECOMPOSIÇÃO POR VIA SECA.......................................................................................... 142
2.3. DECOMPOSIÇÃO POR VIA ÚMIDA........................................................................................ 144
2.4. PROCEDIMENTOS .................................................................................................................. 145
2.5. EXTRAÇÃO COM SOLUÇÃO DE ÁCIDOS DILUÍDOS (1,0 MOL L-1 DE HCL OU HNO3) .... 152
3. DETERMINAÇÕES ANALÍTICAS ................................................................................................... 153
3.1. NITROGÊNIO ........................................................................................................................... 153
3.1.1. SEMIMICRO KJELDAHL ................................................................................................... 154
3.1.2. ESPECTROFOTOMETRIA COM REAGENTE DE NESSLER ......................................... 156
3.1.3. AZUL DE INDOFENOL – REAÇÃO DE BERTHELOT...................................................... 158
3.1.4. ANÁLISE POR INJEÇÃO EM FLUXO – REAÇÃO DE BERTHELOT............................... 159
3.2. FÓSFORO ................................................................................................................................ 162
3.2.1. AZUL DE MOLIBDÊNIO .................................................................................................... 162
3.2.2. AMARELO DE VANADATO............................................................................................... 163
3.3. SÓDIO E POTÁSSIO................................................................................................................ 165
3.3.1. ESPECTROMETRIA DE EMISSÃO ATÔMICA................................................................. 165
3.4. CÁLCIO E MAGNÉSIO............................................................................................................. 167
3.4.1. ESPECTROMETRIA DE ABSORÇÃO ATÔMICA............................................................. 167
3.4.2. TITULAÇÃO COM EDTA ................................................................................................... 168
3.5. ENXOFRE................................................................................................................................. 170
3.6 COBRE,ZINCO, FERRO E MANGANÊS ................................................................................. 172
3.7. REGRAS BÁSICAS PARA MANUTENÇÃO DE ROTINA EM ESPECTRÔMETROS DE
ABSORÇÃO ATÔMICA ................................................................................................................... 173
3.8. BORO........................................................................................................................................ 179
3.8.1. AZOMETINA-H................................................................................................................... 179
3.8.2. CURCUMINA ..................................................................................................................... 180
4. SISTEMA POLIVALENTE PARA DETERMINAÇÃO MULTIELEMENTAR EM ANÁLISE DE
PLANTAS .................................................................................................................................. 182
5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................................................ 187
CAPÍTULO 9 - ANÁLISE DE ALIMENTOS........................................................................................ 188
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................ 188
2. DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA.......................................................................................... 188
2.1. DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE EM PLANTAS EMPREGANDO
RADIAÇÃO MICROONDAS ............................................................................................................ 191
3. DETERMINAÇÃO DE CINZAS ....................................................................................................... 194
ENERGIA BRUTA ............................................................................................................................... 196
4.1. APLICAÇÃO ............................................................................................................................. 196
4.2. APLICAÇÃO PARA BOMBA CALORIMÉTRICA PARR® (MANUAL DE OPERAÇÕES) ....... 197
5. DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO.................................................................................... 201
6. DETERMINAÇÃO DE ATIVIDADE UREÁTICA .............................................................................. 203
6.1. PROCEDIMENTO CONVENCIONAL....................................................................................... 203
6.2. TÉCNICA SIMPLIFICADA PARA DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE UREÁTICA (AU). ........ 205
7. DETERMINAÇÃO DE AMINOÁCIDOS........................................................................................... 206
7.1. MÉTODO DE OXIDAÇÃO COM ÁCIDO PERFÓRMICO SEGUIDA DE HIDRÓLISE
 ÁCIDA − MÉTODO A................................................................................................................ 206
8. DETERMINAÇÃO DE OXALATOS TOTAIS E OXALATOS SOLÚVEIS EM ÁGUA EM
 AMOSTRAS DE PLANTAS............................................................................................................. 214
9. CARBOIDRATOS............................................................................................................................ 217
10. DIGESTIBILIDADE........................................................................................................................ 224
10.1. DETERMINAÇÃO DE DIGESTIBILIDADE COM PEPSINA − MÉTODO A ........................... 224
10.2. DETERMINAÇÃO DA DIGESTIBILIDADE “IN VITRO” DA MATÉRIA SECA E DA MATÉRIA
ORGÂNICA...................................................................................................................................... 228
11. FIBRAS.......................................................................................................................................... 233
11.1. DETERMINAÇÃO DE FIBRA DIETÉTICA TOTAL − MÉTODO A ......................................... 233
11.2. DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA − MÉTODO B............................................................. 238
11.3. AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DE PLANTAS FORRAGEIRAS – MÉTODOS DE VAN SOEST
......................................................................................................................................................... 241
12. DETERMINAÇÃO DE CELULOSE ............................................................................................... 252
13. DETERMINAÇÃO DE LIGNINA .................................................................................................... 254
13.1. MÉTODO DO PERMANGANATO DE POTÁSSIO ................................................................ 254
13.2. DETERMINAÇÃO DA LIGNINA E DA CELULOSE: MÉTODO DO ÁCIDO SULFÚRICO A 72%
(V/V) . ............................................................................................................................................... 257
14. DETERMINAÇÃO DA SÍLICA ....................................................................................................... 259
15. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO............................................................................................ 261
15.1. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO TOTAL PELO MÉTODO DE KJELDAHL .................. 261
15.2. PROTEÍNA BRUTA ................................................................................................................ 264
15.3. DETERMINAÇÃO DE NITRATO EM TECIDO VEGETAL ..................................................... 265
15.4. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO AMONIACAL (N-NH3) ................................................. 267
15.5 DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO INSOLÚVEL EM DETERGENTE NEUTRO (NIDN).... 271
15.6. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO INSOLÚVEL EM DETERGENTE ÁCIDO (NIDA)....... 273
16. DETERMINAÇÃO DE MACROELEMENTOS (CA, MG, K, NA, S) EM PLANTAS....................... 275
POR DIGESTÃO NITRO-PERCLÓRICA ............................................................................................ 275
17. DETERMINAÇÃO DE FÓSFORO (P-PO42-) EM PLANTAS ......................................................... 279
17.1 MÉTODO DE GOMORY - DIGESTÃO NITRO-PERCLÓRICA............................................... 279
17.2. MÉTODO DO VANADATO - DIGESTÃO NÍTRO-PERCLÓRICA.......................................... 283
17.3. DETERMINAÇÃO DA SOLUBILIDADE DE FÓSFORO EM SOLUÇÃO DE ÁCIDO
 CÍTRICO A 2%......................................................................................................................... 286
25. DETERMINAÇÃO DE GRANULOMETRIA................................................................................... 289
19. DETERMINAÇÃO DE AMIDO....................................................................................................... 293
20. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.............................................................................................. 295
I. COLETA, ACONDICIONAMENTO E PREPARO
DE AMOSTRAS
CAPÍTULO 1 - SOLOS
Amoacy Carvalho Fabrício1
Ana Cândida Primavesi2
César de Rosso3
Celso João Alves Ferreira4
Hélio Teixeira Prates5
Marcos Roberto Ferraz6
Maria José Aguirre Armelin7
Mário Miyazawa8
Odo Primavesi2
Paule Jeanne Mendes9
Pedro L. O. de A. Machado10, coordenador
Vera Lúcia Ferracini3
 1. INTRODUÇÃO
Considerando as atividades passíveis de uniformização nas diferentes situações de
uso e de manejo do solo, decidiu-se sugerir procedimentos de coleta e de preparo de
amostras para utilização em determinações de rotina. Exceção se faz para o caso da
determinação de nitrato. Não estão incluídas as orientações para amostras utilizadas em
investigações científicas cujos métodos encontram-se ainda em fase de estudos.
 2. SOLO
2.1. INTRODUÇÃO
Qualquer tipo de análise de solo tem por objetivo determinar quantitativamente
características químicas, físicas oubiológicas, que representam os reais valores da
respectiva característica dentro de uma faixa de dispersão confiável e estatisticamente
fundamentada. A condição para isto é que o procedimento analítico, juntamente com os
preparativos pertinentes, não contenha erros sistemáticos (também entendidos como
declinações) ou até erros graves (p. ex., segregantes não considerados).
________________________________________________
1Embrapa Agropecuária Oeste; 2Embrapa Pecuária Sudeste; 3Embrapa Meio Ambiente; 4Embrapa Soja;
5Embrapa Milho e Sorgo; 6Faculdade de Zootecnia e Engenharia de Alimentos, USP, Pirassununga, SP; 7Instituto
de Pesquisas Energéticas e Nucleares, IPEN; 8Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 9Embrapa Pantanal;
10Embrapa Solos.
Mesmo que essas condições sejam atendidas, o dado analítico encontrado somente
representará o valor real se o material ou o substrato utilizado para a análise for
representativo do todo ao qual ele pertence.
O problema da representatividade poderia ser evitado se todo o universo do material
investigado pudesse ser analisado. Isso, entretanto, é pura teoria, exceto para aquelas
determinações em amostras de pequeno volume, em que se pretende avaliar as condições
imediatamente adjacentes ao ponto de amostragem. Na prática, as determinações podem
ser conduzidas apenas em “partes do todo”, ou seja, em amostras, de cujos resultados seja
possível inferir a concentração ou a característica do todo. Destarte, a amostragem,
obedecendo a um dos princípios estatísticos da minimização de erros, é de grande
importância para a exatidão do valor encontrado pela análise, ou seja, a aproximação
máxima possível do valor real.
Quanto mais passos ou mais procedimentos houver para a coleta da amostra
(composição de uma amostra a partir de subamostras, acondicionamento, transporte,
secagem, preparo em laboratório, etc.) mais difícil será a obtenção do valor real. A obtenção
do valor real também é dificultada quando determinado elemento ou substância analisada
não é uma grandeza constante, alterando-se até o momento da análise, podendo levar,
assim, à alteração do valor real (p. ex., teor de água, concentração de nitrato ou amônio,
atividade de microrganismos).
A amostragem de solo não é prática simples e deve ser rigorosamente executada,
seguindo as instruções baseadas em considerações de ordem científica (HOFFMAN, 1991).
2.2. AMOSTRAGEM
2.2.1. CRITÉRIOS PARA A DIVISÃO DA ÁREA DE AMOSTRAGEM
Um requisito importante para que a amostragem seja bem sucedida é a escolha da
área da qual serão retiradas as amostras simples (também denominadas de subamostras).
O tipo de solo é um critério utilizado para a divisão da área ou da gleba, mas, dentro
do mesmo tipo de solo, em conseqüência de diferentes coberturas vegetais, cor do solo,
posição no relevo, drenagem e histórico da área, nova subdivisão deve ser realizada, pois
cultivos diferentes exigem manejo diferente, tais como a adubação (mineral ou orgânica) ou
o controle de plantas daninhas, pragas e doenças. Essa nova subdivisão é importante,
principalmente quando se pretende quantificar os teores de nutrientes em plantas ou os
resíduos de pesticidas em culturas subseqüentes.
Áreas mal drenadas, formigueiros, área com acúmulo de esterco, depósitos de
adubos, área de acúmulo de palhada próxima à trilhadeira, etc., que não representem a
superfície utilizável, não devem ser incluídas na amostragem. Deve-se delimitar a área a ser
amostrada, longe o suficiente (2 a 5 m) de rodovias, estradas rurais, cercas ou depósitos em
geral. Para solos em que se pratica a olericultura, o princípio é o mesmo, mas, pelo fato de
se tratar de áreas menores, o distanciamento deve ser menor, porém, não menor do que 1
m.
Mesmo quando se divide ou se escolhe uma área considerada homogênea no
sentido anteriormente exposto, a heterogeneidade ainda pode ocorrer, dependendo da
característica a ser determinada. Segundo HEMINGWAY (1955), a variância do erro na
determinação de nutrientes aumenta quando esterco, calcário ou adubo mineral são
aplicados ao solo.
Havendo essa heterogeneidade dos solos, que pode ser acentuada em solos
arenosos, em que a fertilidade química é intimamente relacionada com o manejo do material
orgânico, surge a questão a respeito da quantidade de subamostras a ser coletada, para
preparar a amostra composta.
2.2.2. NÚMERO DE AMOSTRAS SIMPLES OU SUBAMOSTRAS
Quando se fala no número de amostras simples que deve ser coletado, sempre
surge a questão referente ao nível de exigência na amostragem sem causar, todavia,
volume de trabalho impraticável ou economicamente inviável.
Em estudos sobre a coleta de amostras, pode-se identificar a magnitude do erro da
amostragem e calcular o número de subamostras necessário para que haja equivalência
entre o volume de trabalho (laboriosidade) e o nível representativo do erro da amostragem.
Em geral, a confiabilidade dos resultados aumenta com o número de subamostras.
Entretanto, para a quantificação de nutrientes que visa à recomendação de adubação, 10 a
20 subamostras da camada arável (0 − 20 cm) de uma área de 1 a 2 ha (em casos de
grande uniformidade do terreno, até 4 ha) são consideradas suficientes (OLSON et al.,
1958; CAMERON et al., 1971; ILK & NIMMERVOLL, 1974). As subamostras são coletadas
em ziguezague, em pontos distanciados de 15 a 20 passos um do outro e acondicionadas
num recipiente plástico limpo (p. ex., balde de 5 a 10 L), para posterior composição da
amostra propriamente dita.
Procedimentos mais refinados de amostragem dos solos podem ser adotados em
áreas de investigação científica, em áreas críticas ou em áreas agrícolas, em que a
intensificação do processo produtivo, associado ao uso mais criterioso de insumos, vai se
consolidando. Tais procedimentos englobam o estudo da variabilidade espacial das
propriedades do solo consideradas, objetivando a interpolação dos seus valores,
possibilitando, assim, a espacialização e maior precisão nas adubações.
2.2.3. PROFUNDIDADE DE COLETA DE SUBAMOSTRAS
De maneira geral, a amostra é retirada até a profundidade de 20 cm, devendo
representar porção uniforme de 0 a 20 cm. Em áreas ainda não preparadas mecanicamente
(aração, gradagem, etc.) ou com cobertura morta, deve-se limpar a superfície do solo nos
locais escolhidos para retirar as subamostras, removendo folhas, ramos ou galhos com
cautela suficiente para não descartar parte significativa do solo.
A adoção das amostragens na profundidade de até 20 cm apresenta vantagens na
uniformização do procedimento, que permite a comparação de resultados obtidos no
passado, visando à constituição de um histórico da fertilidade química, e também possibilita
a comparação com resultados de análise de solos de outras localidades.
Amostragem nessa profundidade vem sendo normalmente adotada em sistemas de
cultivo convencional, em que o preparo do solo, para a semeadura da cultura anual, consiste
em uma aração e duas gradagens. Nesse sistema, o solo sofre revolvimento na camada de
0 a 20 cm. Para averiguar o ambiente radicular no subsolo, recomenda-se ainda a
amostragem nas profundidades de 20 − 40 e 40 − 60 cm. Há evidências (RAIJ, 1988;
PAVAN & VOLKWEISS, 1986) de que nessas profundidades a presença de alta quantidade
de alumínio, associada à deficiência de cálcio, possa atuar como barreira química,
impedindo o crescimento radicular em profundidade. Segundo OLIVEIRA et al. (1996), para
o algodoeiro, o conhecimento das condições de acidez subsuperficial é muito importante,
pois saturação de alumínio superior a 20% pode comprometer ou até inviabilizar a cultura
nessas áreas. Esse procedimento de amostragem também é recomendado para áreas
novas de cultivo.
Em pastagens sob manejo extensivo, em que raramente se fazem adubações ou
renovações, também se recomenda a amostragem na profundidade de 0 a 20 cm.
Em sistemas de plantio direto, há tendência de concentração dos nutrientese da
matéria orgânica nos primeiros centímetros de solo, o que se deve basicamente ao padrão
de mobilidade dos íons no solo, à não incorporação de fertilizantes e corretivos mediante o
revolvimento e ao enriquecimento das camadas mais superficiais pela decomposição dos
resíduos das culturas (VIEIRA, 1996). Assim, para detectar a existência ou não de um
gradiente de fertilidade, torna-se necessário executar amostragens mais estratificadas: 0 −
10, 10 − 20, 20 − 40 e 40 − 60 cm. Tal procedimento deve ser adotado também para
pastagens sob manejo intensivo.
Para culturas perenes (p. ex., café e frutíferas) já instaladas, amostrar de 0 − 10, 10
− 20, 20 − 40 e 40 − 60 cm na projeção da copa, que é o local da adubação, e nas mesmas
camadas entre as linhas de plantio ou no centro das ruas. Segundo PAVAN & CHAVES
(1996), a aplicação de fertilizantes durante vários anos sob a projeção da copa causa não
apenas um gradiente de fertilidade vertical, como no plantio direto, mas também horizontal.
Segundo os mesmos autores, embora as culturas perenes tenham sistema radicular mais
profundo, elas apresentam menor demanda de nutrientes por volume de solo e por unidade
de tempo do que as culturas anuais, em razão do crescimento lento e da absorção
diferencial de nutrientes durante o ano. Isso torna necessário que se avalie maior número de
camadas para o diagnóstico da fertilidade. Na instalação das culturas, a amostragem deve
ser feita na profundidade de 0 − 20, 20 − 40 e 40 − 60 cm.
A amostragem em lavouras de cana-de-açúcar deve ser feita nas profundidades de 0
− 25 e 25 −50 cm. A adubação freqüente de vinhaça nesse sistema torna necessária
amostragem também a 0 − 10 cm.
A profundidade de amostragem em solos de várzea deve ser variável com o tipo de
solo e de acordo com a sua diferenciação vertical. Segundo COSTA (1996), os solos de
várzea são aqueles encontrados nas planícies dos rios, onde se desenvolveram pela
deposição de sedimentos. Há variações acentuadas, não só devidas à sedimentação no
sentido horizontal, mas também devidas à sedimentação vertical. Assim, a profundidade de
amostragem deve variar de acordo com o tipo de solo e de acordo com sua diferenciação
vertical. Nos solos do tipo gley pouco húmico, amostragens de 0 − 20 cm e 20 − 40 cm
podem caracterizar a fertilidade do solo. Nos solos orgânicos, maiores profundidades devem
ser exploradas, sendo importante determinar o substrato mineral, o que pode ocorrer a partir
dos 80 cm, exigindo, assim, amostragens a 80 − 100 cm, principalmente no início da
exploração da várzea (COSTA, 1996).
A interpretação dos resultados do solo de várzea requer cuidado especial, pois as
determinações químicas são feitas na presença de atmosfera com oxigênio. Nessas
condições, os elementos reduzidos vão se oxidar com O2 atmosférico. As principais
alterações químicas são: diminuição no valor de pH, aumento no teor de Al3+ e diminuição
nos teores de Fe2+, Mn2+, S2- e PO43-. Portanto, os resultados das determinações químicas
podem não refletir as reais condições das plantas provenientes de várzeas ou de solos
inundados. As principais dificuldades encontradas quando se deseja analisar amostras
provenientes de solos inundados são: 1) amostragem sem contato com O2 atmosférico e
seu transporte até o laboratório; 2) homogeneização e pesagem das amostras; e 3)
acondicionamento das amostras.
Em solos em que há reflorestamento, recomenda-se a amostragem a 0 − 20 e a 20
− 40 cm.
A amostragem que visa à quantificação de resíduos de pesticidas em culturas
subseqüentes deve ser executada à profundidades de 0 − 10 cm e de 10 − 20 cm.
2.2.4. COMPOSIÇÃO DA AMOSTRA
A composição ideal da amostra se dá pelo quarteamento do material, ou seja,
homogeneizar bem as subamostras contidas no recipiente e despejar sobre uma folha de
plástico de aproximadamente 70 a 100 cm de lado. Em seguida, espalhar o material e dividi-
lo em oito áreas. Descartar duas porções de solo de cada lado, localizadas frente a frente,
mas não avizinhadas (Figura 1). O material restante deve ser novamente homogeneizado,
repetindo-se o mesmo procedimento anteriormente descrito, até que se obtenha a amostra
desejada. Para a determinação de nutrientes, a quantidade de 300a 500 g de solo é
suficiente. Caso o solo apresente grande quantidade de fração grosseira (calhaus,
cascalhos e matacões), há a necessidade de 1 a 2 kg de material.
Em razão da variabilidade existente na densidade dos solos de várzea,
principalmente nos orgânicos e no gley húmico, é importante garantir o envio de amostra de
500 g de solo, mesmo que os volumes encaminhados para a análise sejam diferentes
(COSTA, 1996).
No local, a amostra, uma vez composta, deve ser seca ao ar e à sombra, sobre uma
folha de plástico limpa.
Figura 1. Sugestão de quarteamento do material e de descarte de porções.
Dependendo da característica a ser analisada (p. ex., nitrato, atividade microbiana),
esta sugestão de composição de amostra de solo deve ser modificada.
2.2.5. MATERIAL PARA A AMOSTRAGEM
A coleta de amostras pode ser feita com diversas ferramentas, dependendo da
disponibilidade do equipamento e da acurácia exigida.
Um equipamento adequado para a amostragem de solos é o trado, que, muitas
vezes, é concebido e fabricado na própria instituição de pesquisa. Constitui-se de um tubo
de aço leve, com uma fenda lateral ao longo da profundidade a ser amostrada (normalmente
mede 1,5 m) e com a extremidade inferior cortante. Possui demarcações a cada 5 cm ao
longo da fenda e, na extremidade superior, apresenta um cabo disposto em “T”. É
importante frisar que existem firmas internacionais especializadas na confecção desse
equipamento.
Como se pode observar na Figura 2, existem vários tipos de equipamento para a
amostragem do solo: o trado holandês, que tem bom desempenho em qualquer tipo de solo,
mas exige grande esforço físico; o trado de rosca, mais adequado para solos arenosos e
úmidos; o trado caneco, ideal para solos secos e compactados, que não exige muito esforço
físico; o calador, ideal para amostragem em terra fofa e ligeiramente úmida; e a pá de corte
ou pá reta, equipamento mais disponível e simples para o agricultor, e que deve ser usado
isoladamente em terra úmida e fofa, ou com o enxadão em solo seco e compactado (LOPES
& GUIMARÃES, 1989). Há solos extremamente compactados, em que se utiliza uma
chibanca, que é semelhante a um pequeno alvião ou picareta. Um problema que se tem
observado freqüentemente é o uso de materiais potencialmente contaminantes e
relativamente pesados para a tarefa (p. ex., aço galvanizado). Ao se proceder a coleta das
15 a 20 subamostras na área delimitada, a pessoa, que logo entra em cansaço em razão da
massa do equipamento, passa a considerar a coleta de 7 a 10 subamostras como
“adequada” para a análise. É importante que se colete sempre o mesmo volume para cada
subamostra.
Figura 2. Equipamentos mais comuns para a coleta de amostras de solos.
Fonte: LOPES & GUIMARÃES (1989).
2.2.6. ÉPOCA DE AMOSTRAGEM
A época de amostragem ideal está entre a colheita e a adubação subseqüente. A
última adubação, entretanto, não deve estar muito próxima da amostragem, sendo que a
adubação orgânica deve ter sido executada há 8 semanas e a mineral há 4 a 6 semanas.
Para realizar a amostragem, deve ter havido precipitação mínima de 10 mm. O solo
deve permitir preparo mecânico, como aração ou gradagem (ponto de sazão), ou seja,
quando molhado, não deve estar plástico ou muito plástico, e quando seco, não deve estar
duro ou muito duro. Após chuva copiosa, deve-se esperar de 2 a 4 dias para atingir a
consistência adequada para amostragem com boa homogeneização.
2.2.7. FREQÜÊNCIA DE AMOSTRAGEM
Enquanto segundo o IAPAR (1996) a amostragem de solos pode ser realizada em
intervalos de 3 a 5 anos, de acordo com RAIJ et al. (1985) a amostragem deve ser repetida
em intervalos que podem variar de uma quatro anos. No entanto, para ambos, o intervalo
das amostragens pode ser diminuído se for observado algum comportamento diferencial no
desenvolvimento da cultura, caso a gleba receba maior aplicação de adubo ou se houver
emprego de novo critério de adubação ou correção do solo, indicados pelos órgãos de
pesquisa ou de assistência técnica.
Em áreas irrigadas, recomenda-se amostrar o solo anualmente.
Em pastagens, a amostragem deve ser anual em áreas cultivadas com espécies
exigentes sob pastejo (p. ex., capim-colonião, grama-estrela, capim-napier), capineiras (p.
ex., capim-napier, cana-de-açúcar e capim-guatemala) ou alfafa. Em áreas com forrageiras
menos exigentes, como capim-braquiária, capim-andropogon e capim-gordura, a
amostragem pode ser feita em intervalos de 2 a 3 anos (MARUN, 1996).
2.2.8. RECOMENDAÇÕES GERAIS PARA A AMOSTRAGEM
Bem antes da utilização da estatística na amostragem, alguns procedimentos gerais
para a coleta de amostras se desenvolveram na prática e, assim, possibilitaram a diminuição
de erros. Para o caso de solos, são considerados importantes os seguintes procedimentos:
• Independentemente do tamanho, as amostras oriundas de maior número de subamostras
são melhores do que aquelas formadas de poucas subamostras.
• Quanto maior for a quantidade da fração grosseira do solo (cascalhos, calhaus e
matacões), tanto maior será a quantidade de subamostras a coletar na área delimitada e
mais laboriosa será a tarefa.
• Com o intuito de evitar erros sistemáticos, as subamostras devem ser retiradas
transversalmente à orientação da linha de plantio, de preparo do solo ou de adubação.
• Na amostragem e na elaboração e no preparo da amostra, cada cascalho, cada calhau
ou cada matacão deve ter a mesma chance de estar presente na amostra composta ou nos
passos para a sua composição, ou seja, cada tipo de fração grosseira deve ter a
possibilidade de constituir a amostra composta, nas mesmas proporções que as
encontradas no solo amostrado.
• A amostragem deve ser realizada quando o solo está no seu ponto de sazão, ou seja, no
estado de consistência em que se possa proceder a aração ou a gradagem.
• Não fumar durante a coleta das amostras, pois cinzas de cigarro de qualquer natureza
podem afetar o resultado da análise de solo, principalmente com relação aos teores de
potássio.
2.3. ACONDICIONAMENTO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA
 
 O acondicionamento de amostras para análise que visem ao levantamento da
fertilidade deve ser feito em sacos plásticos limpos, com capacidade para 1 ou 2 kg,
dependendo da quantidade de amostra composta (ver tópico 1.4). Na falta de etiqueta, o
material do saco deve possibilitar identificação com o número, a origem da amostra e a
cobertura vegetal.
 Para o acondicionamento de amostras que visem à quantificação de nitrato, deve-se
proceder da seguinte maneira: após a coleta da amostra, esta, ainda úmida, deve ser
acondicionada em saco plástico, identificada e armazenada em caixas térmicas com gelo
reciclável ou em tambor com nitrogênio líquido, para transporte até o laboratório. Para
períodos mais longos de armazenamento, a amostra deve ser guardada sob temperatura de
4°C.
 Para a quantificação de resíduos de pesticidas, as amostras devem ser
acondicionadas em tubos de PVC utilizados na amostragem ou em saco plástico de
polietileno transparente. O transporte deve ser feito o mais rapidamente possível para o
laboratório, em caixas térmicas com gelo reciclável ou em tambor com nitrogênio líquido.
Para períodos mais longos, conservar em congelador (-20°C), observando-se as
características do princípio ativo.
 A amostra pode ser identificada da seguinte maneira:
• nome do solicitante;
• data e período da amostragem;
• local da amostragem: Estado, município, nome da propriedade e, se possível, as
coordenadas locais;
• número da amostra;
• profundidade e número de subamostras;
• tamanho da área amostrada;
• tipo de relevo (encosta de morro, terra plana, alto do morro, várzea ou baixada);
• observações complementares sobre o estado atual do solo, condições climáticas,
vegetação predominante, cultura anterior, idade da cultura perene ou semiperene, etc.;
• informações sobre adubações ou pesticidas, indicando tipo e quantidade aplicados.
 LEMOS & SANTOS (1996) apresentaram sugestões de fichas para descrição de
amostras de solos, além de procedimentos para descrição e coleta de solo no campo para a
execução de levantamentos pedológicos.
 
2.4. REGISTRO E PREPARO DA AMOSTRA
 
 A amostra de solo, ao chegar no laboratório, deve estar devidamente identificada
(ver tópico 2) para ser registrada e, posteriormente, preparada.
2.4.1. REGISTRO
 
 Cada laboratório possui um sistema de registro específico, mas geralmente a
amostra recebe um número de laboratório, que deverá ser colocado na folha de informação
(folha de resultado de análise de solo) para posterior identificação. O número de registro
também é colocado nas caixas que contêm as amostras já preparadas.
 
2.4.2. SECAGEM
 
 Para determinação química e física (fertilidade), a amostra deve ser espalhada sobre
uma mesa ou prateleira com superfície lisa de material não contaminante. A secagem ao ar
se procede à sombra, em que torrões maiores e mais frágeis são quebrados manualmente
e, em seguida, faz-se o revolvimento da amostra para agilização da secagem. A secagem
também pode ser feita em estufa com circulação forçada de ar e sob temperatura que não
exceda 40°C. Temperaturas mais altas podem acarreta r alteração nos teores de fósforo,
potássio, enxofre, ferro e manganês, dentre outros.
 
 
2.4.3. MOAGEM, PENEIRAGEM E ARMAZENAGEM
 
 A amostra seca pode apresentar ainda alguns torrões menores, aos quais há
necessidade de aplicar, com as duas mãos, um rolo de madeira ou utilizar almofarizes com
pistilo de porcelana, para uma perfeita moagem. Deve-se ter o cuidado de não moer
cascalhos e calhaus. Em muitos laboratórios são utilizados moedores automáticos de
martelo. Após a moagem de cada amostra, deve ser feita limpeza do equipamento,
utilizando-se pincéis, ar pressurizado, etc. A contaminação de amostras com elementos do
material do próprio equipamento é desprezível.
 Após a moagem, a amostra é passada em peneira com malha de 2 mm e
posteriormente acondicionada em caixa de papelão ou em pote de vidro ou plástico.
 Embora seja pequena a quantidade de amostra necessária para todas as
determinações (< 50 cm3), deve-se preparar quantidade maior (> 300 cm3), para facilitar a
utilização do cachimbo ou a pesagem, além de permitir eventuais repetições.
 O armazenamento de amostras de solo deve ser feito em local seco e, normalmente,
por um período de 3 meses, para o caso de haver solicitação de reanálise. Nas instituições
de pesquisa em que são realizados estudos de adubação, os laboratórios devem ser
encorajados a formar um banco permanente de solos, pois, com os resultados de produção
de campos experimentais e das determinações químicas e físicas, torna-se possível calibrar
novos métodos que venham a ser desenvolvidos ou fazer ajustes nos já existentes. Nunca é
demais reforçar que os locais onde as amostras são manuseadas devem se manter sempre
rigorosamente limpos e em ordem, evitando-se manipular sacos de adubo nas salas de
preparo e de estocagem de amostras de solo. É importante evitar a presença de produtos
de limpeza que possam contaminar as amostras.
 Para a determinação de resíduos de pesticidas, o procedimento é idêntico ao
descrito anteriormente, observando-se, contudo, as características do princípio ativo e do
método de análise.
 3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
 
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Campinas: Sociedade Brasileira de Ciência do Solo, 1996. 84 p.
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 OLSON, R.A.; DREIER, A.F.; SORENSEN, R. The significance of subsoil and soil series in
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 PAVAN, M.A.; CHAVES, J.C.D. Culturas perenes. In: IAPAR, Amostragem de solo para
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 VIEIRA, M.J. Plantio direto. In: IAPAR, Amostragem de solo para análise química -
plantio direto e convencional, culturas perenes, várzeas, pastagens e capineiras.
Londrina: IAPAR, 1996, p.11-14. (IAPAR. Circular, 90).
 
 
CAPÍTULO 2 - ÁGUA
Amoacy Carvalho Fabrício1
Ana Cândida Primavesi2
César de Rosso3
Celso João Alves Ferreira4
Hélio Teixeira Prates5
Marcos Roberto Ferraz6
Maria José Aguirre Armelin7
Mário Miyazawa8
Odo Primavesi2
Paule Jeanne Mendes9
Pedro L. O. de A. Machado10, coordenador
Vera Lúcia Ferracini3
 1. INTRODUÇÃO
 
 O objetivo de amostragem é coletar volume de água pequeno o bastante para ser
transportado convenientemente e manuseado no laboratório e que represente, o mais
acuradamente possível, o material coletado. Isso significa que as proporções relativas ou as
concentrações de todos os componentes na amostra correspondam àquelas no material
sendo amostrado e que a amostra seja manuseada de tal forma que nenhuma mudança
significativa em composição ocorra antes de as determinações serem realizadas. Desse
modo, deve-se procurar sempre transportar as amostras do local de coleta para o
laboratório em recipientes (caixas de isopor, caixas térmicas) que protejam as amostras da
luz e do aumento de temperatura. Se o tempo necessário para a coleta e o transporte
superar algumas horas, o uso de gelo pode ser uma alternativa.
 Entende-se por material sendo amostrado a água de abastecimento doméstico e
industrial, rios, lagoas, represas, estuários, chuva, água subterrânea, solução de solo
(extratores, piezômetros), água de escoamento superficial, água de irrigação, água de
refrigeração, água de caldeiras ou de alimentação de caldeiras, efluentes de estações de
tratamento de esgoto doméstico e efluentes industriais e de atividades extrativas minerais.
 Algumas determinações devem ser realizadas no campo, tais como pH, odor,
salinidade, temperatura e oxigênio dissolvido, se medido por potenciometria. Quando isso
não for possível, procurar executar as determinações imediatamente após chegar ao
laboratório, com exceção das duas últimas variáveis.
______________________________________________
1Embrapa Agropecuária Oeste; 2Embrapa Pecuária Sudeste; 3Embrapa Meio Ambiente; 4Embrapa Soja;
5Embrapa Milho e Sorgo; 6Faculdade de Zootecnia e Engenharia de Alimentos, USP, Pirassununga, SP; 7Instituto
de Pesquisas Energéticas e Nucleares, IPEN; 8Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 9Embrapa Pantanal;
10Embrapa Solos.
 Etiquetar as amostras, fornecendo número, coletor, data, hora e local de
amostragem. Utilizar etiquetas e marcadores resistentes à água, ao manuseio e à
estocagem. Registrar também o tipo de amostra, o amostrador utilizado e as condições
climatológicas.
 A quantidade de amostra é função das variáveis que serão analisadas, mas o volume
de 1 L pode ser suficiente para a maioria das determinações. Utilizar frascos separados para
determinações microbiológicas, de pesticidas, de oxigênio dissolvido, físicas e químicas.
Dentro do grupo das análises químicas, usar frascos plásticos e de vidro, quando as
variáveis a serem medidas exigirem tal separação.
 
 2. QUANDO, ONDE E COMO AMOSTRAR
 
 Para se obter amostras representativas, é necessário levar em consideração que
existe grande variedade de condições sob as quais as amostras são coletadas. Assim,
torna-se difícil estabelecer o procedimento que seja unânime e ideal em todas as situações.
 A composição de amostras geralmente é considerada como a mistura, em
proporções iguais, de amostras obtidas em diferentes instantes durante deeterminado
período. Esse período pode ser estabelecido em função das características de operação
(especialmente para efluentes industriais) ou do tipo de material amostrado.
 Algumas águas só serão representativas se a amostragem for realizada no tempo e
no espaço. Se houver interesse no conhecimento de valores máximos e mínimos, as
amostras deverão ser coletadas e analisadas separadamente. Se o material que estiver
sendo amostrado for considerado suficientemente constante em composição ao longo do
tempo ou espacialmente uniforme em uma área representativa, amostras simples poderão
ser coletadas. Exemplos que podem ser enquadrados nesse caso são a água de
abastecimento urbano, a água subterrânea e algumas águas superficiais.
 Quando o material investigado se mostrar variável no espaço, como no caso de rios
que apresentem variações horizontais e em função da profundidade, integradores de
amostras tornam-se necessários. Amostras podem ser integradas da superfície para o
fundo, no meio do canal, ou transversalmente, de lado a lado, à meia profundidade. A
velocidade de movimento do amostrador deve ser ajustada de acordo com a velocidade da
água. Nos rios, evitar áreas de excessiva turbulência ou remanso, procurando trabalhar nos
trechos mais lineares.
 Em lagos,a variabilidade espacial é geralmente investigada em pontos de coleta
distintos, tanto à superfície quanto à profundidade. Variação diurna em lagos é objeto de
estudo, e portanto, não é feita composição de amostras, como é o caso, normalmente, de
efluentes. Coletas em profundidades específicas podem ser realizadas com auxílio de
amostradores do tipo “Van Dorn” ou “Kemmerer”. O bombeamento, normalmente utilizado
para amostrar águas subterrâneas, também pode ser adotado na coleta em profundidade
em lagos e grandes rios.
 Para a coleta de água de chuva, coletores devem ser instalados em pontos
estratégicos e as amostras devem ser coletadas após um período de precipitação. Em geral,
determina-se deposição atmosférica (chuva, poeira, cinza, etc.). Exceção ocorre com
amostradores modernos, que são capazes de se manter fechados e abrr apenas com as
primeiras gotas de chuva.
 Tomar os cuidados necessários na coleta de material tóxico, volátil ou inflamável.
Nesses casos, utilizar equipamentos de segurança, tais como luvas, máscaras e óculos,
durante o manuseio da amostra. Nunca fumar durante a operação.
 
 3. ACONDICIONAMENTO DE AMOSTRAS: TIPOS E PROCEDIMENTOS DE LIMPEZA
 
 Os tipos de frasco mais freqüentemente utilizados são os de vidro de borossilicato ou
os plásticos, inertes e de preferência escuros e resistentes a álcalis. Tampas plásticas
rosqueáveis constituem-se na melhor forma de vedação. As tampas de borracha podem se
desintegrar ou liberar metais-traço, quando na presença de solventes orgânicos, e tampas
de vidro não são adequadas para soluções alcalinas. A Tabela 1 apresenta os frascos ideais
para cada variável e o respectivo tipo de preservação recomendado.
 Para a determinação de oxigênio dissolvido, os frascos do tipo “DBO”, claros ou
escuros, são os recomendados para o método de Winkler (APHA, 1992). Os frascos a
serem utilizados devem estar rigorosamente limpos e sempre vedados.
 Para a determinação de coliformes, lavar com detergente e água quente, enxaguar
com água quente e depois com água destilada, esterilizar por, no mínimo, 60 min a 170ºC
(vidro) ou em autoclave a 121ºC por 15 min (plástico e vidro).
 Para a determinação de metais, utilizar detergentes apropriados (p. ex., Extran) e
enxaguar com água destilada. Os frascos mais indicados são os de polietileno (Nalgene ou
similar), que geralmente apresentam baixa contaminação por íons metálicos. Deixar pelo
menos 24 h em ácido nítrico, p.a., a 10% (v/v), ou ácido clorídrico, p.a., a 10% (v/v), e
enxaguar novamente com água bidestilada.
 Para a determinação de formas de fósforo e de compostos nitrogenados (amônia,
nitrato, nitrito e nitrogênio total), utilizar detergentes apropriados (Extran ou similar) e
enxaguar com água destilada, deixar por algum tempo em ácido clorídrico, p.a., a 10% (v/v),
e enxaguar novamente com água desionizada. Não utilizar detergentes que contenham
fósforo em sua fórmula.
 Na determinação de pesticidas, lavar os frascos com detergente apropriado e
enxaguar com água desionizada, seguido de acetona, e finalmente com hexano de alta
pureza.
 Para determinação de carbono orgânico, o ideal é que o frasco de vidro seja
aquecido a 550ºC e mantido vedado com Parafilm, para isolar o líquido da tampa, se essa
for de borracha.
 Para o restante das determinações, lavar os frascos com detergente e enxaguá-los
com bastante água destilada. Deixar, por algum tempo (≥ 24 h) em ácido clorídrico, p.a., a
10% (v/v), ou ácido nítrico, p.a., a 10% (v/v), e enxaguar novamente com bastante água
destilada e desionizada.
 
 4. PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS
 
 Técnicas de preservação são utilizadas para retardar as ações biológicas e a
hidrólise de compostos químicos e reduzir a volatilidade, que continuam a ocorrer após a
coleta das amostras. Entretanto, é importante ter em mente que a completa estabilidade
dificilmente será alcançada.
 O tempo máximo permitido entre a coleta de uma amostra e sua análise depende da
variável a ser determinada, da característica da amostra e das condições de
armazenamento. Quanto menor for o tempo, tanto menor será o risco de alterações. O
armazenamento de amostras no escuro e em baixa temperatura (gelo em cubos) ajuda a
evitar o crescimento de microrganismos.
 Certas características não são estáveis e, portanto, devem ser determinadas
imediatamente, como temperatura da água e gases dissolvidos. O ideal é que as amostras
sejam mantidas refrigeradas e que as determinações sejam efetuadas o mais brevemente
possível. Caso a preservação seja inevitável, escolher o método mais adequado às
determinações que serão realizadas (Tabela 1). Usar preservativos químicos somente
quando houver certeza de que não haverá interferência nas determinações previstas.
 Íons metálicos podem ser adsorvidos na parede do frasco, sofrer precipitação ou
oxidação (p. ex., Fe2+, Mn2+). Esses processos podem ser minimizados por acidificação do
meio com ácido nítrico, até pH < 2,0 (1,0 mL de HNO3, p.a., concentrado, em 1 L de água).
 Para material em suspensão não existe método de preservação ideal. Assim, manter
as amostras refrigeradas e analisar o mais rapidamente possível.
 Para determinação de carbono orgânico, preservar com cloreto de mercúrio, p.a., a
2% (m/v), na proporção de 0,1 mL para 10 mL de amostra, ou acidificar com ácido fosfórico,
p.a., a 10% (v/v), ou ácido sulfúrico, p.a., a 10% (v/v), até reduzir o pH ≤ 2,0.
 
 TABELA 1. Tipo de frasco e modo e tempo máximo de preservação para algumas
características selecionadas.
CARACTERÍSTICA FRASCO* PRESERVAÇÃO ARMAZENAGEM
 Acidez P, V Refrigerar 24 h
 Alcalinidade P Refrigerar 24 h
 Alumínio P Refrigerar 28 d
 Amônia P, V Congelar 28 d
 Boro P Refrigerar 28 d
 Carbono orgânico total V Refrigerar, acidificar 28 d
 Cloro residual P, V Analisar imediatamente 
 Cloreto P, V Refrigerar 28 d
 Clorofila P, V Congelar filtros 30 d, no escuro
 Coliformes P, V Refrigerar 24 h
 Condutividade P, V Refrigerar 28 d
 Cor P, V Refrigerar 48 h
 DBO P, V Refrigerar 24 h
 DQO P, V Refrigerar, acidificar 24 h
 Dureza P, V Refrigerar, acidificar 180 d
 Fósforo solúvel V Congelar 28 d
 Fósforo total V Refrig/Acid 28 d
 Metais:Ca, Mg, Na, K, Cu, Zn,
Mn, Fe, Ni, Hg
 P, V Refrigerar, acidificar 28 d
 Nitrato P, V Congelar 28 d
 Nitrito P, V Congelar 28 d
 Nitrogênio Kjeldahl P, V Refrigerar, acidificar 28 d
 Odor V Analisar imediatamente 
 *O2 dissolvido Winkler V (DBO) Fixar 24 h
 Pesticidas V Congelar 7 d
 PH P, V Analisar imediatamente 
 Sílica solúvel P Refrigerar 28 d
 Sólidos suspensos P, V Refrigerar 7 d
 Sulfato P, V Congelar 28 d
 Turbidez P, V Refrigerar 24 h
 * P = plástico; V = vidro; V (DBO) = frasco de DBO.
 DBO = Demanda biológica de oxigênio.
 DQO = Demanda química de oxigênio.
 Fonte: APHA (1992).
 
 Os filtros para determinação de clorofila deverão ser mantidos no escuro, congelados
e na presença de sílica-gel.
 Amostras para determinação de sílica não devem ser congeladas. Mantê-las sob
refrigeração e analisar o mais rapidamente possível.
Para a determinação de compostos nitrogenados e fósforo dissolvido, congelar a
amostra imediatamente após a filtragem. A acidificação pode ser aceita em alguns casos,
desde que não interfira nas determinações.
 5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AMERICAN PUBLIC HEALTH ASSOCIATION; AMERICAN WATER WORKERS
ASSOCIATION; WATER ENVIRONMENTAL ASSOCIATION. (USA) Standard
methods for the examination of water and waste water. Washington, 1992. 1100p.
BARTZ, H.R., coord. Recomendações de adubação e de calagem para os estados do
Rio Grande do Sul e de Santa Catarina. 3. ed. Passo Fundo: SBCS/Núcleo Regional
Sul, 1995. 224 p.
DE-POLLI, H., coord. Manual de adubação para o estado do Rio de Janeiro. Itaguaí, Rio de
Janeiro: Universidade Rural,1988. 179 p.
FERREIRA, M.E.; CRUZ, M.C.P. Amostragem de solo para avaliação da sua fertilidade.
Jaboticabal: UNESP-FCAV, 1988. 21 p.
GOTHERMAN, H.L.; CLYMO, R.S.; OHNSTAD, M.A.M. Methods for physical and
chemical analysis of fresh water. Osney Mead: Blackwell Sci., 1978. 216 p. (IBP
Handbooks n.8).
 
 
CAPÍTULO 3 - TECIDOS VEGETAIS
Alaíde Soares de Oliveira1
Ana Rita de Araujo Nogueira2
Ciríaca A. F. de Santana do Carmo3, coordenadora
Décio Gomes de Almeida4
Francisco Duarte Fernandes4
Gilson Villaça Exel Pitta5
Gonçalo Mourão Carlos4
Henrique de Oliveira6
João Batista Mamão1
Maria José Aguirre Armelin7
Marcelo Francisco C. Saldanha3
Mário Miyazawa8
Shirlei Scramin9
Washington de Oliveira Barreto3
Yolanda A. Rufini10
 1. INTRODUÇÃO
 
 A análise química de tecido vegetal consiste na determinação de teores dos
elementos, principalmente em folhas, resultando em diagnóstico do estado nutricional da
planta, que irá permitir, por sua vez, avaliação complementar das condições da fertilidade do
solo. Esse diagnóstico refletirá os efeitos da interação solo-planta-clima e também do
manejo, constituindo-se ferramenta importante no estabelecimento de um programa racional
de adubação, que permita o adequado suprimento de nutrientes.
 No entanto, para diagnóstico mais seguro, deve-se levar em conta a variação
quantitativa dos elementos nos tecidos vegetais. Os fatores que influenciam a concentração
dos elementos são os seguintes:
• fatores inerentes à planta: espécie, porta-enxerto, idade fisiológica, sistema radicular;
• fatores inerentes às condições ambientais: tipo de solo, clima, relevo, drenagem, manejo; e
• fatores inerentes à interação dos fatores citados, como, por exemplo, estado fitossanitário.
 A desconsideração desses fatores pode acarretar erros na interpretação dos
resultados das análises, com possíveis conseqüências negativas na orientação da
adubação a ser empregada.
 É oportuno observar que, dentre todas as operações analíticas, a etapa de pré-
tratamento das amostra é a mais crítica. Em geral, é nessa etapa que se cometem mais
erros e que se gasta mais tempo. Por isso, os passos do procedimento de pré-tratamento de
amostras deverão ser sempre considerados cuidadosamente.
________________________________________________
1Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia; 2Embrapa Pecuária Sudeste; 3Embrapa Solos; 4Embrapa Cerrados; 5Embrapa
Milho e Sorgo; 5Embrapa Agropecuária Oeste; 6Embrapa Pantanal; 7Instituto de Pesquisas Energéticas e Nucleares, IPEN;
8Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 9Embrapa Meio Ambiente; 10Centro de Energia Nuclear na Agricultura,
CENA/USP.
 
 2. AMOSTRAGEM
 
 O princípio básico de amostragem consiste na seleção de partes da planta
(normalmente folhas) que apresentem maior estabilidade possível em relação aos fatores
que influenciam sua composição. Além disso, essas partes devem apresentar alta
sensibilidade quanto a variações de composição decorrentes de tratamentos experimentais
ou de práticas de manejo da cultura.
 As amostras devem ser colhidas quando as culturas estiverem apresentando seu
maior crescimento vegetativo, antes de atingirem o florescimento. A época adequada de
coleta varia de cultura para cultura. A parte da planta requerida para amostragem também é
de grande importância, pois há diferenças no teor de nutrientes entre folhas, caules e raízes.
No caso de determinações para pesquisa, recomenda-se analisar a planta separadamente
(raiz, caule e folhas). As folhas recém-maduras são os órgãos que melhor representam o
estado nutricional da planta, uma vez que são o centro dos processos metabólicos e
refletem bem a composição e as mudanças na nutrição. Deve-se levar em consideração a
época do ano em que será coletada, a posição da folha no vegetal e o número de folhas por
planta e por área. Deve-se também tomar as seguintes precauções:
• não misturar folhas de variedades ou de espécies;
• não misturar amostras de plantas que apresentem visualmente sintomas de deficiência
nutricional com aquelas de plantas de aparência normal;
• não misturar, em nenhum caso, folhas com idade fisiológica diferente;
• no caso de plantas perenes, não colocar na mesma amostra folhas de ramos produtivos
e folhas de ramos vegetativos;
• no caso de plantas perenes enxertadas, não misturar folhas de plantas que tenham copa
ou porta-enxerto diferentes;
• coletar folhas livres de doenças, de insetos e de danos mecânicos;
• evitar a mistura, na mesma amostra, de folhas de plantas que não representem a
condição média da lavoura ou do pomar;
• evitar a coleta de amostras de folhas logo após adubação no solo ou foliar e/ou
pulverizações com defensivos; e
• evitar amostras de plantas próximas de estradas ou de carreadores.
 A fim de ilustrar este documento, a Tabela 1 apresenta o número, a parte da planta e
o tipo de folhas que devem ser coletados para a análise, assim como a época de
amostragem, de acordo com a cultura.
 
 Tabela 1. Procedimento de amostragem para diagnose foliar em diversas culturas.
 Cultura Parte da planta Idade, época posição da folha N0 de folhas e n0 de plantas
 Abacateiro Limbo 3 ou 4 m da brotação da primavera. 4 folhas por árvore, nos 4 pontos cardeais, 25
árvores.
 Abacaxi Folha “D” inteira No florescimento. 1 folha por planta, amostra de 50 plantas.
 Aipo Pecíolo Folha mais nova completamente
desenvolvida, metade do ciclo
vegetativo, plantas com 25 e 35 cm.
 1 por planta, amostra de 50 plantas.
 Alface Nervura mediana da
folha envolvente
 No aparecimento da cabeça. 1 por planta, amostra de 50 plantas.
 Alfafa Seção média da
haste
 No florescimento Amostra de 50 plantas.
 Algodão Limbo Da 5a folha, a partir do ápice da haste
principal, no florescimento (1a folha é
aquela completamente aberta).
 1 por planta, amostras de 30 plantas.
 Ameixeira Folha com pecíolo Da parte média do ramo do ano,
situado à altura média da planta, no
florescimento.
 4 a 8 folhas por árvore, nos pontos cardeais,
amostras de 25 árvores.
 Amendoim Folha com pecíolo Do 40 ráquis do ramo principal, a
partir da base, sem contar os ramos
cotiledonares.
 1 por planta, amostras de 50 plantas.
 Amoreira Limbo Da 1a folha adulta abaixo do ponto de
crescimento, na época da colheita.
 2 folhas por planta, amostras de 50 plantas.
 Arroz Toda parte aérea 30 dias após a germinação. Amostras de 20 plantas.
 Aspargo Ramos No outono, 30 cm superiores dos
ramos, eliminando-se a haste.
 Amostras de 25 plantas.
 Aveia Limbo Das 4 primeiras folhas, a partir do
ápice, no florescimento.
 Amostras de 50 plantas.
 Bananeira Folha 10 cm centrais da 3a folha a partir do
ápice, eliminando-se a nervura central,
na época de emissão da
inflorescência.
 1 folha por planta, amostras de 25 plantas.
 Batata Folíolo Da 3a folha, a partir do tufo apical, aos
30, 50 e 70 dias.
 Amostras de 30 plantas.
 Beterraba Limbo A partir da coroa intermediária, na
metade do ciclo.
 Amostras de 50 plantas.
Continua
 Cultura Parte da planta Idade, época posição da folha N0 de folhas e n0 de plantas
 Brócoli Nervura central de
folhas externas
 No início da formação da cabeça. Amostras de 50 plantas.
 Cafeeiro Folha com pecíolo 30 par a partir do ápice dos ramos, da
altura média da planta, no verão.
 4 folhas por planta nos pontos cardeais,
amostras de 25 plantas.
 Cana-de-
açúcar
 Folhas 20 cm centrais da folha +3, excluída a
nervura central, aos 9 meses de idade
(obs.: para “cana de ano”, a
amostragem é feita aos 4-5 meses de
idade).
 1 por planta, amostras de 100 plantas.
 Cenoura Limbo ou toda a parte
aérea
 Das 4 primeiras folhas a partir do
ápice, no florescimento.
 Amostras de 50 plantas.
 
 Couve-de–
bruxelas
 
 Folhas sem pecíolo
 
 Folhas mais novas, plenamente
desenvolvidas no verão.Amostras de 50 plantas.
 Couve-flor Nervura central das
folhas externas
 No início da formação da cabeça. Amostras de 50 plantas.
 Chá Folhas 2a folha a partir do ápice dos ramos
não lignificados, de maio a junho.
 4 folhas por planta, amostras de 25 plantas.
 Citros Folha com pecíolo Folhas geradas na primavera, com 6
meses de idade, nos ramos com
frutos.
 4 folhas por árvore nos pontos cardeais,
amostras de 25 árvores.
 Ervilha Limbo ou pecíolo Do 3o nó a partir do ápice, quando a
planta estiver com 8 a 9 nós.
 Amostras de 50 plantas.
 Feijoeiro Folhas Todas as folhas no florescimento. Amostras de 10 plantas.
 Fumo Folhas 4a e 6a folhas acima da base no
florescimento.
 Amostras de 30 plantas.
 Macieira Folhas com pecíolo Do ramo do ano, no florescimento. 4 a 8 folhas por árvore, nos pontos cardeais,
na altura média da planta, amostras de 25
árvores.
 Mandioca Limbo (folíolo) Da folha que faz um ângulo de 900
com o caule (aproximadamente a 1a
folha a partir do ápice da haste
principal). A 1a coleta quando a planta
tiver 1/3 de sua altura, a 2a após a
ramificação sobre os ramos primários
e a 3a coleta é feita sobre os ramos
secundários.
 Amostras de 30 plantas por época.
 Mangueira Folha com pecíolo Da parte média dos ramos do último
ano, na altura média das plantas no
florescimento.
 4 folhas por árvores nos pontos cardeais,
amostras de 25 árvores.
Continua
 Cultura Parte da planta Idade, época posição da folha N0 de folhas e n0 de plantas
 Milho Folha Colher o terço médio na folha +4, a
partir do ápice, excluída a nervura
central na idade de 9 semanas (folha
1 é aquela em que a inserção da
bainha com o colmo é visível).
 Amostras de 30 plantas.
 Morangueiro Limbo Das 3as folhas, a partir do ápice, no
florescimento.
 1 folha por planta, amostras de 50 plantas.
 Nogueira–
pecã
 Folíolo Um par da parte média da folha com
ráquis que aparece nos ramos
terminais, 6 a 8 semanas após o
florescimento.
 4 partes por árvore, nos pontos cardeais, na
altura média da planta, amostras de 25
plantas.
 Pastagens
(gramíneas
de várias
espécies)
 Porção da parte
aérea, retirada pelo
gado no pastejo
 No verão. Amostra de aproximadamente 200 g de
material fresco.
 Pereira e
pessegueiro
 Folhas com pecíolo Dos ramos do ano no florescimento. 4 a 8 folhas nos pontos cardeais, na altura
média da planta, amostras de 25 plantas.
 Pinheiro Folhas (agulha) Dos ramos do último ano, no verão. 10 folhas por árvore, amostras de 30 árvores.
 Repolho Nervura central da
folha externa
envolvente
 No início da formação da cabeça. Amostras de 50 folhas.
 Seringueira Folhas sem pecíolo Árvores de até 4 anos: 2 folhas da
base de um buquê terminal situado no
exterior da copa e em plena luz. Essas
folhas têm de 4 a 6 meses. Árvores
com mais de 4 anos: 4 folhas da base
no mesmo buquê. Essas folhas devem
ter de 10 a 12 meses.
 Amostras de 25 árvores.
 Soja Folha com pecíolo 3as folhas, no florescimento. Amostras de 30 plantas.
 Sorgo Folha 30 cm do terço médio da folha +4 a
partir do ápice, excluída a nervura
central na idade de 9 semanas.
 Amostras de 30 plantas.
 Tomate Folhas sem pecíolo 1a abaixo do 20 cacho floral, na época
da sua emissão.
 Amostras de 30 plantas.
 Trigo Limbo ou toda a
parte aérea
 Das 4 primeiras folhas, a partir do
ápice, no florescimento.
 Amostras de 50 plantas.
 Videira Limbo Da 6a folha a partir do ápice, no
florescimento.
 1 folha por planta, amostra de 25 plantas.
 Fontes: TRANNI et al. (1983); MILLS & JONES JUNIOR (1996).
 
 
 3. PROCEDIMENTO PARA COLETA DE AMOSTRAS DE FOLHAS NO CAMPO
 
 O procedimento para coleta de amostras de folhas é semelhante àquele descrito
para amostragem de solo:
• caminhamento em ziguezague;
• caminhamento em x; e
• caminhamento em nível.
 As subamostras que formarão a amostra composta devem ter número
aproximadamente igual de folhas.
 
3.1. COLETA DA AMOSTRA
 
 O ideal é que a amostra chegue ao laboratório ainda verde (no máximo 2 dias após a
coleta). Entretanto, caso não seja possível e para evitar o desenvolvimento de agentes
patogênicos e/ou saprófitas, recomenda-se a lavagem, somente das folhas verdes e
vigorosas, com água corrente e posteriormente com água destilada. Em seguida, devem ser
colocadas em sacos de papel, para secar em estufa de circulação forçada de ar, em
temperatura que não exceda 65°C, até massa constante.
 No caso de contaminação com terra, poeira e/ou resíduos de pulverização foliar,
essa lavagem deverá ser realizada com solução de detergente neutro isento dos
macronutrientes e dos micronutrientes minerais, normalmente determinados nos extratos de
tecidos vegetais, e o material deverá ser enxaguado várias vezes com água destilada e/ou
desionizada. Esse procedimento deve ser realizado antes que as folhas murchem.
 O envio das amostras ao laboratório deve ser feito em sacos de papel comum ou de
pano (algodão) ou em embalagem fornecida pelo laboratório. No caso de determinação de
boro, utilizar papel encerado, pois o papel comum contamina a amostra com o elemento.
Identificar a amostra e preencher o formulário, indicando quais os elementos a serem
determinados.
 
3.2. IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA
 
 A amostra deve ser identificada no laboratório com breve descrição, número de
entrada no laboratório, nome da cultura, nome do coletor, local e data da coleta, elementos
a serem determinados e endereço para o envio dos resultados. Informações
complementares, como temperatura e hora de amostragem, também podem constar, pois
são importantes para análise e interpretação dos resultados.
3.3. MOAGEM
 
 A moagem deve ser realizada em moinho de aço inoxidável de bancada (moinho de
facas do tipo Willey), com peneira de cerca de 1 mm (20 a 40 “mesh”). O moinho deve estar
limpo e seco. Homogeneizar bem a amostra e moer quantidade suficiente para a análise. A
maioria dos métodos de determinação utiliza entre 0,5 e 3,0 g de material moído. Material
mais fino utiliza amostras na faixa de 0,5 a 1,0 g. No caso de materiais ricos em óleos ou
resinas, sugere-se maceração em gral.
 Amostras que envolvam grande volume de massa verde (> 2 kg) devem ser
trituradas em partículas de 1 a 2 cm de comprimento com picadeiras ou facas de aço
inoxidável, antes da secagem, misturadas uniformemente e então subdivididas.
 
3.4. ARMAZENAGEM
 
 A amostra, depois de seca, moída e homogeneizada, deverá ser acondicionada em
frasco limpo e seco, podendo ser de vidro, policarbonato ou polietileno, com tampa plástica
hermética. A amostra assim acondicionada deverá ser guardada em local fresco e seco, ao
abrigo da luz. Para determinação de elementos voláteis, condições especiais de
armazenagem deverão ser observadas.
 
3.5. INTEGRIDADE DA AMOSTRA
 
 A integridade da amostra deverá ser preservada por meio de procedimentos
adequados de custódia, manuseio, identificação e acondicionamento, desde a coleta no
campo até a recepção no laboratório.
 Quando as amostras são recebidas no laboratório, deve-se verificar os seguintes itens:
• danos físicos, causados por embalagem e proteção inadequadas;
• perda de amostra, por vedação imprópria ou inadequada;
• contaminações possíveis, p. ex.: misturas de amostras de diversas origens;
• condições inadequadas de preservação para o transporte, p. ex.: temperatura, adição de
preservativos e alta umidade;
• possíveis efeitos de contaminação por insetos ou microrganismos;
• estabilidade da amostra, ou seja, o tempo decorrido entre a coleta e a recepção no
laboratório.
A umidade poderá afetar a qualidade da amostra durante a estocagem.
 
3.6. PROBLEMAS DE CONTAMINAÇÃO
 
 O conhecimento das prováveis causas de contaminação é essencial para aumentar a
eficiência de um programa de análise de plantas, especialmente paradeterminação de
micronutrientes.
 As estufas de secagem devem ser construídas em aço inoxidável e pintadas com
tinta epóxi de boa qualidade; bandejas galvanizadas não devem ser utilizadas, por causa da
provável contaminação com zinco. Evitar a introdução sistemática ou acidental de elementos
estranhos durante as várias operações analíticas. Sempre que possível, os reagentes
devem ser armazenados em frascos de polietileno. Para a lavagem da vidraria devem ser
utilizados detergentes apropriados e os frascos devem ser enxaguados com água destilada
e desionizada. Deixar os frascos pelo menos 24 h em ácido nítrico, p.a., a 10% (v/v), ou
ácido clorídrico, p.a., a 10% (v/v), e enxaguar novamente com água desionizada.
 
3.7. ARQUIVO DE AMOSTRAS
 
 Após a realização das determinações, as amostras devem permanecer arquivadas
por um certo período, para futuros estudos de confiabilidade.
 
 
 4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
 
 CHAPMAN, H.D.; PRATT, P.F. Methods of Analysis for Soils, Plants and Waters.
Riverside: University of California, 1961. 305 p.
 MILLS, H.A.; JONES JR., J.B. Plant Analysis Handbook. Micro-Macro Publishing, Inc.,
1996. 422p.
 MALAVOLTA, E.; VITTI, G.C.; OLIVEIRA, S.A. Avaliação do Estado Nutricional das
Plantas: Princípios e Aplicações. Piracicaba: Associação Brasileira para Pesquisa da
Potassa e do Fosfato, 1989. 201p.
 MARKET, B. Sample preparation (cleaning, drying, homogenization) for trace element in
plant matrices. Science Total Enviromental, Brussels, v.176, p.45-61, 1995.
 QUEVAUVILLER, P. Conclusions of the Workshop- improvements of trace element
determination in plant matrices. Science Total Enviromental, Brussels. v.176, p.141-
148, 1995.
 TEDESCO, M.J.; VOLKWEISS, S.J.; BOHNEN, H. Análise de solo, plantas e outros
materiais. Porto Alegre: Faculdade de Agronomia, UFRGS, 1985. 188 p. (Boletim
Técnico de Solos, 5).
 TRANI, P.E.; HIROCE, R.; BATAGLIA, O.C. Análise foliar: amostragem e interpretação.
Campinas: Cargill, 1983, 18p.
CAPÍTULO 4 - TECIDOS E PRODUTOS ANIMAIS
Armando de Andrade Rodrigues1
Francisco Duarte Fernandes2
Geraldo Maria da Cruz1
Gilberto Batista de Souza1
Gustavo Eugênio Gerhard Barocas3
Hernani Guilherme Barbosa Filho4
Izabela Miranda Castro5
José Roberto Ferreira4, coordenador
Marcelo Bastos Chaves5
Mônica Martini6
 1. INTRODUÇÃO
 
 Além da escolha conveniente do método analítico e do estudo dos possíveis
interferentes, torna-se essencial boa amostragem, boa preparação e boa solubilização da
amostra para análise. Qualquer que seja o tipo de amostra, erros significativos poderão ser
introduzidos se a etapa de preparação não for satisfatoriamente conduzida (PERSTORP
ANALYTICAL - TECATOR, 1995).
 A amostragem é a primeira fase da análise. É preciso haver integração dos
responsáveis pela coleta e do laboratório, buscando-se sincronismo entre a remessa de
amostras e a capacidade do laboratório para executar as determinações (SILVA &
QUEROZ, 2002).
 Este capítulo trata da preparação dos seguintes tipos de amostras: planta forrageira,
feno, silagem, alimentos concentrados, fezes, ossos, pêlos, extrusa, fígado, sangue, urina,
líquidos (de rúmen, de íleo e de abomaso) e leite.
 Em alguns casos é necessário reduzir consideravelmente a dimensão da amostra antes que
ela seja introduzida no sistema analítico e possa ser tratada convenientemente (BRUNO et
al., 1995). Para isso, algumas etapas são importantes, como, a secagem, a moagem e suas
subdivisões.
O método de preparação utilizado dependerá do tipo de amostra. O material coletado
deve ser preparado em local apropriado e equipado para essa finalidade. Normalmente, a
atividade de preparação inclui o recebimento, o registro, o pré-acondicionamento, a
secagem, a moagem, o acondicionamento e a rotulagem das amostras.
_________________________________________________
1Embrapa Pecuária Sudeste; 2Embrapa Cerrados; 3Embrapa Gado de Corte; 4Embrapa Gado de Leite; 5Embrapa
Agroindústria de Alimentos; 6Coordenadoria de Defesa da Agricultura, CDA
 2. ASPECTOS IMPORTANTES RELACIONADOS À COLETA DE AMOSTRAS
 
 Alguns cuidados devem ser observados, para garantir a integridade física e química
do material coletado:
• Evitar a coleta de amostras sujas de terra ou com excesso de água.
• Identificar devidamente, com letras legíveis, o recipiente (saco de papel, saco plástico,
pote plástico, frasco, etc.) que receberá a amostra. Cuidado especial deve ser tomado
com as amostras que serão armazenadas em baixa temperatura. Em muitos casos, a
identificação torna-se ilegível durante o processo de descongelamento.
• Garantir que utensílios, embalagens e ferramentas empregados na coleta e no transporte
não contaminem a amostra; para isso, levar em consideração as determinações que
serão realizadas. Por exemplo, se de uma planta pretende-se determinar o teor de ferro,
a ferramenta utilizada para retirar a amostra não deve ter sido confeccionada com esse
elemento. Em amostras provenientes de experimentos conduzidos em casa de
vegetação, esse tipo de cuidado deve ser redobrado.
• Documentar cada etapa da coleta, incluindo eventos não esperados (p. ex., chuva).
Especificar todas as características relevantes da área, as condições climáticas, a
população amostrada, e as condições de transporte e de secagem.
• A amostra deve ser encaminhada o mais rapidamente possível ao laboratório, para que
possa ser devidamente processada e armazenada.
• A amostra que chegar ao laboratório sem as informações necessárias para o
processamento e a análise deve ser recusada. É necessário conhecer o tipo da amostra,
o que deve ser determinado e quem é o responsável por ela.
 3. OBJETIVO DA PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS
A preparação visa, principalmente (SILVA & QUEROZ, 2002; AOAC, 1990; BRUNO
et al., 1995):
• permitir o armazenamento de forma mais adequada e por período mais longo;
• diminuir problemas relacionados à homogeneidade das amostras;
• reduzir a dimensão da amostra;
• facilitar o ataque dos reagentes durante o processo analítico, mediante a diminuição do
tamanho das partículas.
 4. PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS
 
4.1. RECEBIMENTO
 
 As amostras aqui abordadas são: plantas forrageiras, feno, silagem, resíduos
agrícolas ou agro-industriais e alimentos concentrados.
 Com relação ao recebimento de amostras, é importante ressaltar que:
• São necessários, no mínimo, 15 g de material pré-seco (65ºC) e moído, para que se
possa realizar as principais determinações em estudos de nutrição animal (nitrogênio
total, matéria seca a 105ºC, fibra em detergente neutro − FDN, fibra em detergente ácido
− FDA, lignina, digestibilidade “in vitro” da matéria seca, matéria orgânica, cinzas, extrato
etéreo, energia bruta, macroelementos e microelementos minerais).
• Em experimentos que produzam pequena quantidade de amostras, devem ser
discriminadas as determinações necessárias com a quantidade de material possível de
se obter.
• Para determinação de pH, ácidos graxos voláteis e nitrogênio amoniacal em silagem,
coletar de 1 a 2 kg de amostra.
• A perda de umidade, durante o transporte, não terá grande importância, desde que os
resultados sejam dados apenas na matéria seca total. No entanto, em amostras
provenientes de silagem, a umidade é um bom indicador de sua qualidade, devendo-se
preservá-la.
• Quando as determinações não forem realizadas imediatamente em amostras de
forragens verdes, fezes, urina, etc., é necessário que as amostras sejam conservadas em
baixa temperatura (entre -18 e -20ºC).
 As amostras de fezes são processadas praticamente da mesma maneira, mas se
diferenciam de outros tipos de amostras de origem animal, e serão consideradas mais
adiante.
 
4.2. IDENTIFICAÇÃO E REGISTRO
 
 A identificação e o registro das amostras permitirão o rastreamento dos dados
gerados, possibilitando ao pesquisador ou ao cliente relacionar os códigos atribuídos pelolaboratório à identificação mais detalhada.
 O mínimo que é preciso anotar na etapa de identificação e registro é (SILVA &
QUEROZ, 2002; AOAC, 1990; BRUNO et al., 1995; EMBRAPA, 1996):
• nome do solicitante da análise;
• data de coleta;
• data de recebimento das amostras;
• tipo de material;
• determinações a serem realizadas;
• número-código de cada amostra;
• documentação de informações relevantes.
 
4.3. PRÉ-ACONDICIONAMENTO
 
 Antes de concluir o processo de preparação das amostras, elas são pré-
acondicionadas de diversas formas.
 
4.3.1. AMOSTRAS DE ORIGEM VEGETAL
 
 São pré-acondicionadas em sacos de papel com capacidade para 3 kg. Em cada
saco, que deverá estar identificado com o número-código, são colocados aproximadamente
150 g da amostra.
 Para determinação de carboidratos solúveis, ácidos graxos voláteis e nitrogênio
amoniacal, parte da amostra deverá ser separada, identificada e imediatamente congelada,
encerrando-se, nessa etapa, a preparação. A amostra só será descongelada horas antes da
determinação (EMBRAPA, 1996).
 
4.3.2. AMOSTRA DE FEZES
 
 Para o pré-acondicionamento desse tipo de amostra, empregam-se recipientes
retangulares de vidro (do tipo fôrma doméstica), colocando-se, em cada um,
aproximadamente 150 g da amostra.
 
 Observação:
 Quando solicitada, a determinação da matéria seca ao ar − ASA (amostra
seca em estufa a 65ºC com circulação forçada de ar) é feita após o pré-
acondicionamento. Nesse caso, é necessário obter a massa exata da
amostra que é colocada na bandeja ou recipiente de vidro. As massas
anotados serão utilizados para o cálculo da porcentagem de matéria seca
ao ar (% ASA).
 
4.4. PRÉ-SECAGEM
 
 A pré-secagem das amostras tem os seguintes objetivos: facilitar o processo de
moagem, prolongar a conservação da amostra por meio da destruição de enzimas
responsáveis pelo processo de decomposição (JONES JUNIOR & STEYN, 1973) e da
diminuição da atividade microbiológica (facilitada pela umidade) e permitir a determinação
da ASA.
OBSERVAÇÕES:
1. No caso de ser necessário o valor da porcentagem de matéria seca,
deve-se pesar a amostra antes e depois da pré-secagem.
2. Amostras de plantas destinadas a determinações de macroelementos e
microelementos minerais podem necessitar de descontaminação antes
da pré-secagem, em razão de poeira ou resíduos de pulverização no
local da coleta, dependendo dos elementos a serem determinados e
das possibilidades de contaminação. Se necessário, lavar as amostras
com solução de detergente neutro (entre 0,1 –e 0,3% − v/v) e em
seguida com água desionizada. Esse procedimento deve ser rápido,
para se evitar perda de nutrientes durante a lavagem. Se as amostras
estiverem secas ou murchas, é aconselhável não lavar com água.
3. A secagem é feita em sacos de papel limpos, em estufa com circulação
de ar na temperatura de 65ºC, por 48 h ou até massa constante (SILVA
& QUEROZ, 2002; BRUNO et al., 1995).
4. Para o caso de silagem, a pré-secagem deve ser feita a 45ºC por 72 h.
5. A carga de cada estufa deve ser definida de modo que a circulação
interna de ar não seja prejudicada.
6. Amostras de fezes que serão analisadas após secagem e moagem
devem ser colocadas em bandejas limpas e secas a 65ºC durante 48 h
ou até massa constante. Amostras que serão analisadas frescas
devem ser colocadas em sacos plásticos, sendo então retirado o ar e
congeladas até a sua manipulação.
7. Determinações de vitamina C, caroteno, entre outras, devem ser feitas
na amostra fresca, porque tais compostos podem ser perdidos ou
alterados durante o processo de secagem.
8. A pré-secagem é necessária quando a amostra possui alto teor de
umidade.
9. Após a secagem, a bandeja ou o saco de papel é retirado da estufa e
posto sob condições ambientais do laboratório por 24 h. Esse tempo é
necessário para que a umidade da amostra entre em equilíbrio com a
umidade do ambiente e atinja massa constante.
10. No caso de grãos, o seguinte procedimento para controle de qualidade
da matéria prima é adotado nas indústrias: pré-secagem a 45ºC por 24
h; em seguida, o grão é triturado ou quebrado e colocado em estufa por
1 h a 130ºC para determinação da matéria seca.
 
4.5. MOAGEM
 
 A moagem das amostras é feita em moinho de facas, com peneiras de 1 mm, sendo
coletado apenas o que passa na peneira (SILVA & QUEROZ, 2002; AOAC, 1990;
PERSTORP ANALYTICAL - TECATOR, 1995; EMBRAPA, 1996). Toda superfície que tenha
contato com a amostra deve ser de aço inoxidável.
 A moagem deve ser realizada em amostras com elevado teor de matéria seca (>
80%). Se a amostra for constituída de pó fino, capaz de atravessar a peneira de 40 “mesh”,
bastará homogeneizá-la e reduzi-la, com auxílio do quarteador, à porção destinada para
análise.
 O procedimento a ser utilizado na moagem, entre uma amostra e outra, é o seguinte:
• ao retirar a amostra, abrir o moinho e limpar adequadamente seu interior, não deixando
material que possa contaminar a amostra seguinte;
• fechar novamente o moinho, colocando pequena quantidade da próxima amostra;
• descartar essa quantidade moída;
• colocar o restante do material, coletando o material moído.
 Para quantidades pequenas de amostra, o melhor é empregar micromoinhos. Não
sendo possível, aproveitar todo o material, inclusive o que fica retido na peneira. No caso de
algumas amostras, como de caroço de algodão, é necessário usar moinho especial ou tratar
a amostra (HCl, p.a., concentrado), para facilitar a moagem.
 
4.6. ACONDICIONAMENTO
 
 Após a moagem, as amostras são acondicionadas em frascos com tampa, com
capacidade aproximada para 150 mL, identificados com o número-código (JEFFERY et al.,
1992; FERREIRA & GOMES, 1995).
 Alguns cuidados devem ser tomados nessa fase:
• Utilizar embalagem limpa e seca, que garanta a não interação entre o ambiente e a
amostra.
• A embalagem deverá estar adequadamente rotulada.
• O ideal é analisar as amostras logo após a moagem. Não sendo possível, armazenar em
local fresco (de preferência refrigerado) e protegido da luz.
• É necessário lavar as embalagens destinadas ao armazenamento, levando-se em conta
os tipos de determinação a serem realizados. No caso de se determinar macroelementos
e microelementos, além da lavagem com detergente neutro, recomenda-se a lavagem
com solução de HCl, p.a., a 10% (v/v), e em seguida com água desionizada.
 Ao final do acondicionamento, as amostras seguem para o laboratório,
acompanhadas de formulário de registro, estando prontas para serem analisadas.
 Quando se tratar de amostras de fezes que contenham marcadores, como cromo ou
cobalto, procurar agrupar os tempos de coleta (1o grupo: T0 - Animal 1, T0 - Animal 2, ...; 2o
grupo: T1 - Animal 1, T1 - Animal 2, ...; etc.). Com isso, minimizam-se a contaminação entre
as amostras, ou seja, processa-se primeiro as de baixa concentração, indo em direção às de
concentração mais alta.
 Em todo o trabalho de preparo de amostra é recomendável o uso de luvas e
máscara.
 
4.7. ETAPAS DE PREPARAÇÃO DE AMOSTRAS
 �
 RECEBIMENTO
 
 
 �
 IDENTIFICAÇÃO-REGISTRO
 
 
 �
 PRÉ-ACONDICIONAMENTO
 
 
 �
 PRÉ-SECAGEM
 
 
 �
 MOAGEM
 
 
 �
 ACONDICIONAMENTO E
 ARMAZENAMENTO
 
 
 Figura 1 - Preparação das amostras.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 amostras de
experimentos
de campo
 amostras de
experimentos de
casa de
vegetação
 amostras de
estábulos
 amostras de
fornecedores de
formulados
concentrados
 amostras de
formulados
concentrados
produzidos no
local
 amostras
vindas de
outros locais
 
 
 
 �
 RECEBIMENTO
 
 
 Figura 2. Recebimento.
 
 
 
 �
 REGISTRO
 
 
 
 
 nome do
 solicitante
 
 data de coleta dasamostras
 
 data de
recebimento das
amostras
 
 tipo de
amostra
 
 definição das
determinações
 
 codificação
das amostras
 
 identificação
de cada
amostra
 
 Figura 3. Registro.
 
 
 
 
 �
 PRÉ-ACONDICIONAMENTO
 
 
 
 
 forrageira, feno,
silagem,
concentrado
 fezes 
 
 
 saco de
papel
 amostra seca
ao ar
 recipiente de
vidro
 amostra seca
 ao ar
 
 
 tara do pesagem massa tara do Pesagem
 saco de da anotada recipiente Da
 papel amostra de vidro Amostra
 
 Figura 4. Acondicionamento temporário.
 
 
 �
 PRÉ-SECAGEM
 
 
 
 
 amostras de origem
vegetal e amostras de
fezes
 
 outros tipos de
amostras de
origem animal
 
 
 
 Estufa a 65ºC por 72 h
 
 não é feita a etapa
de secagem
 
 Figura 5. Secagem.
 
 
 
 �
 MOAGEM
 
 
 amostra seca
 
 moinho de facas
 
 retirada da amostra
moída
 
 abertura do moinho
 
 limpeza do interior do
moinho
 
 fechamento do
moinho
 
 colocação de
pequena quantidade
da próxima amostra
 
 descarte da
quantidade moída
 
 moagem do restante
do material
 Figura 6. Moagem.
 �
 ACONDICIONAMENTO E
 ARMAZENAGEM
 
 
 
 rotulagem de frascos
 
 
 
 colocação da amostra
moída
 
 
 
 colocação da tampa e
envio ao laboratório
 
 
 Figura 7. Acondicionamento.
 
 
 5. PREPARO DE AMOSTRAS DE INGREDIENTES E SUPLEMENTOS MINERAIS
 
• A quantidade de material não pode ser muito pequena, pois deve ser representativa,
principalmente em misturas.
• Misturar bem o material e fazer amostra composta, cujo procedimento deve estar de
acordo com o volume do material a ser investigado.
• Retirar em torno de 50 g de amostra, que deve então ser triturada em gral de ágata para
perfeita homogeneização.
• Armazenar em frascos de vidro, tampados e bem limpos.
 
 6. OUTROS TIPOS DE AMOSTRAS DE ORIGEM ANIMAL
 
 Com exceção de fezes, que já foram consideradas, também podem ser recebidas na
sala de preparo de amostras os seguintes tipos de amostras de origem animal: osso, fígado,
sangue, urina, líquidos (de rúmen, de íleo e de abomaso), extrusa e pêlos.
 Cuidados devem ser observados em relação à contaminação do material coletado.
As principais fontes de contaminação de amostras de tecido animal são frascos e materiais
lavados indevidamente, instrumentos de aço não inoxidável e exposição ao ar. Os frascos
devem ficar imersos em solução de detergente com baixo teor de fosfato, lavados com água
corrente, água desionizada e em seguida deixados em solução de HCl, p.a., a 10% (v/v), por
no mínimo 24 h, e a seguir lavados com água desionizada antes de serem utilizados.
 
6.1. OSSO
 
 Para a coleta de amostras de osso, é necessário a intervenção de um médico-
veterinário, que fará a biópsia. Todos os cuidados necessários à perfeita assepsia devem
ser tomados, evitando-se contaminações.
 A amostra retirada é imediatamente lavada com água desionizada e colocada em
frasco identificado, podendo ser congelada ou conservada em solução de formaldeído, p.a.,
a 10% (v/v), até ser utilizada. A quantidade da solução de formaldeído contida no frasco
deve ser suficiente para cobrir toda a amostra e esta deve ser mantida à temperatura de,
aproximadamente, 15ºC (EMBRAPA, 1996).
 O preparo da amostra consiste na separação da camada cortical e da camada
medular. A limpeza da camada cortical (utilizada para análise química) é feita com bisturi e
osteóstomo, lavando sempre a amostra com água desionizada. A amostra deve ser
manipulada com pinça. Caso haja necessidade de manuseio, deve-se lavá-la com água
desionizada, não sendo aconselhável o uso de luvas cirúrgicas. As luvas, por conterem
talco, constituem grande fonte de contaminação (EMBRAPA, 1996). Atenção especial deve
ser dada ao local onde se fará a limpeza, evitando-se sempre a proximidade de qualquer
material que possa contaminar a amostra.
 Para a determinação química de elementos, a amostra de osso deve ser seca a
100ºC por 24 h, desengordurada com éter de petróleo por 36 h e calcinada a 600ºC por 8 h.
Para a determinação da porcentagem de cinzas, deve ser feita a pesagem da amostra seca
a 100ºC antes e depois da calcinação.
 Se for necessária a determinação da densidade da amostra de osso, esta deve ser
feita após a limpeza e antes da secagem e da extração da gordura.
 
6.2. FÍGADO
 
6.2.1. BIÓPSIA
 
 Como no caso da obtenção de amostra de osso, é necessária a presença de um
médico-veterinário para a realização da amostragem de fígado. A coleta é feita utilizando-se
trocáter. O tecido hepático retirado é colocado em disco de papel-filtro, para que o sangue
seja absorvido. O papel-filtro não deve ser retirado da embalagem muito antes, para evitar
contaminação. A amostra obtida pode ser congelada imediatamente ou conservada
totalmente imersa em solução de formaldeído, p.a., a 10% (v/v), e mantida em torno de
15ºC, até ser analisada (EMBRAPA, 1996).
 
6.2.2. NECRÓPSIA
 
 Para evitar contaminações, a amostra de fígado deve ser coletada tão logo o
abdome do animal seja aberto. Cortar de 50 a 100 g do lobo direito, tendo-se o cuidado de
não tocar na porção do fígado a ser amostrada. A amostra deve ser conservada em
formaldeído ou congelada.
 
 OBSERVAÇÕES
 Utilizando pinças e tesouras de aço inoxidável, em local e com materiais
bem limpos, retirar a película ou o envoltório do fígado (cápsula de
Glisson) e cortar em pedaços menores (quando for o caso), secando a
amostra a 105ºC por 12 h. Amostras maiores devem ser homogeneizadas
por trituração em gral de ágata limpo e exclusivo para essa finalidade,
antes de serem pesadas para a realização das determinações. Muitas
amostras obtidas por meio de biópsia, que possuem massa seca muito
pequena, podem ser pesadas para determinação diretamente após a
secagem, dispensando a etapa de trituração.
 
6.3. SANGUE
 
 As amostras de sangue são coletadas diretamente dos animais por punção venosa
na cauda ou na jugular, com agulhas de calibre 18 ou maior, para prevenir hemólise,
recolhendo a amostra em tubos de ensaio do tipo Vacutainer. Esses tubos são
comercializados esterilizados, com vácuo e anticoagulante, para o caso de obtenção de
plasma. No caso de determinação de zinco, deve-se evitar as rolhas de borracha desses
tubos, pois podem ser fonte de contaminação. Isso pode ser evitado substituindo-se as
rolhas de borracha por Parafilm, para tampar os tubos (EMBRAPA, 1996).
 Deve-se observar a temperatura da amostra e o tempo decorrido até a separação do
plasma. Para a determinação de elementos químicos, o soro ou o plasma deve ser
separado logo que possível após a coleta do sangue, que deve ser mantido sob refrigeração
(p. ex., em água com gelo), antes da separação. Sob certas condições, pode-se utilizar
centrífuga portátil e pipetas automáticas.
 
6.3.1. PLASMA
 
 Para a obtenção de plasma sangüíneo, o tubo de coleta deve conter anticoagulante.
Tão logo o sangue seja coletado, o tubo deve ser invertido cuidadosamente para que ocorra
a mistura. Na escolha do anticoagulante, evitar aqueles que provocam hemólise ou que
contaminem a amostra com o elemento a ser determinado. Os mais recomendados são a
solução de citrato de lítio, p.a., a 20% (m/v), na proporção de 0,1 mL por 10 mL de sangue
ou o etilenodiaminotetracetato dissódico, p.a., na proporção de 1 mg mL-1 de sangue.
Centrifugar as amostras de sangue durante 12 min a 2500 rpm (EMBRAPA, 1996). Remover
o plasma com pipetador automático, com o cuidado de não aspiraras células, e transferi-lo
para outro tubo.
 
6.3.2. SORO
 
 A coleta de soro é indicada em locais onde a refrigeração e a centrifugação não são
possíveis até 24 h após a coleta da amostra. Nesse caso, não se utilizam anticoagulantes e
o tubo da amostra é deixado em repouso para que ocorra a coagulação e a separação do
soro. Transferir o soro para outro tubo, utilizando pipetador automático. O sangue coagulado
pode ser centrifugado para separação mais adequada.
 
6.3.3. DESPROTEINIZAÇÃO
 
 A amostra isenta de proteína é utilizada para determinação de macroelementos; para
as determinações de microelementos, parte do soro ou do plasma deve ser reservada antes
da desproteinização. Procedimento recomendável para a precipitação das proteínas é o de
se adicionar 9,0 mL de solução a 10% (m/v) de ácido tricloroacético (TCA), p.a., a 1,0 mL de
soro ou plasma, agitar durante 1 min, deixar em repouso durante 10 min e filtrar. Note-se
que esse filtrado representa a diluição de 1:10 da amostra de soro ou de plasma, que a
curva de calibração deve ser preparada com mesma proporção de TCA e que uma prova
em branco filtrada deve ser preparada.
 
 OBSERVAÇÕES:
 De cada animal deve ser coletada quantidade de sangue suficiente para se
obter volume de soro ou de plasma para as determinações desejadas. Após a
separação do soro ou do plasma, as amostras devem ter coloração
amarelada. Coloração avermelhada indica que houve hemólise; nesse caso, a
determinação de elementos químicos não é recomendada e deve-se então
descartar a amostra.
 Amostras de soro ou de plasma já desproteinizadas são mais estáveis e
podem ser refrigeradas por até quatro semanas. No entanto, as amostras
devem ser congeladas quando o período entre a coleta e a determinação for
superior a esse período.
 
6.4. LÍQUIDO DE RÚMEN
 
 Para esse tipo de amostra, utilizam-se animais com fístula de rúmen. Em animais
intactos, utiliza-se sonda esofageana. A fístula é aberta e, com as mãos, calçadas com
luvas, o material é retirado de diversas partes do rúmen e colocado em camadas de gaze
limpa. A gaze é espremida e o líquido filtrado é recolhido em recipiente adequadamente
lavado. Do filtrado:
• parte é utilizada para medição do pH;
• parte é utilizada para determinação de nitrogênio amoniacal → com um pipetador
automático, são coletados 5,0 mL do líquido e colocados em tubo de ensaio com tampa,
identificado e que contenha 2 gotas de ácido sulfúrico, p.a., a 50% (v/v) (no caso de se
fazer a determinação do nitrogênio amoniacal imediatamente após a coleta, não haverá
necessidade de tratar a amostra com ácido sulfúrico − o volume de líquido a ser coletado
depende do teor de nitrogênio da amostra);
• outra parte é utilizada para determinação de ácidos graxos voláteis → são coletados 5,0
mL do líquido e colocados em tubo de ensaio com tampa, identificado e que contenha 1,0
mL de ácido metafosfórico, p.a., a 25% (v/v).
 Os tubos com as amostras são congelados, até momentos antes da análise.
 
6.5. LÍQUIDOS DE ABOMASO E DE ÍLEO
 
 Para esse tipo de amostra, utilizam-se animais com fístula de abomaso ou de íleo. A
boca de um saco plástico é adaptada à saída da cânula. O próprio movimento peristáltico
ejeta a amostra, que cai dentro do saco. Coleta-se volume representativo (em torno de 500
mL), retira-se o saco da cânula, fechando sua boca e agitando-o, para homogeneização do
material. Do conteúdo do saco são retirados aproximadamente 50 mL e colocados em um
tubo de ensaio, que deve ser imediatamente congelado.
 Quando necessário, é feita a amostragem composta de várias coletas. Para formar a
amostra composta, as amostras são descongeladas e transferidas para um liqüidificador, em
que é feita a homogeneização. Feita a homogeneização, retiram-se cerca de 50 mL, que
serão novamente congelados, até momentos antes das determinações. São essas amostras
compostas que receberão o registro do laboratório.
 
6.6. URINA
 
 A coleta de urina pode ser feita de machos ou de fêmeas, sendo nesse último caso
utilizada sonda do tipo Folley. Quando se tratar de bovinos, é utilizado o sistema de luvas
prepuciais. O sistema possui um dreno ligado a um recipiente plástico, com capacidade para
15 a 20 L. Para fixação do nitrogênio, previamente são adicionados ao recipiente 50 mL de
solução de ácido sulfúrico, p.a., a 50% (v/v) (EMBRAPA, 1996). Do volume obtido de um dia
de coleta, após agitação, são retirados cerca de 20 mL, colocados em tubos de ensaio e
congelados para o armazenamento.
 Quando a coleta é feita em ovinos, não se usam as luvas prepuciais. O animal fica
contido em gaiola metabólica e a urina é coletada em baldes colocados sob o piso da gaiola.
Ao balde são adicionados 50 mL de solução de ácido sulfúrico, p.a., a 50% (v/v). Os demais
passos são os mesmos descritos anteriormente.
 
 OBSERVAÇÃO: O procedimento descrito é apropriado para determinação
de nitrogênio.
 
6.7. EXTRUSA
 
 Designa-se como extrusa a amostra da dieta coletada via fístula esofágica. Animais
com fístula no esôfago têm sido amplamente utilizados para a obtenção de amostras da
dieta selecionada por ruminantes em pastejo. Para a coleta de amostras de extrusa, o
número de dias e de animais fistulados a serem utilizados varia de acordo com os objetivos
da pesquisa.
 Um mínimo de três dias de coleta, com quatro animais, é necessário para estimar as
principais características qualitativas da dieta com razoável exatidão.
 O seguinte procedimento é adotado para a coleta de amostra de extrusa:
• os animais devem ser presos no curral na noite que antecede ao dia da coleta;
• na manhã do dia da coleta, retiram-se as cânulas dos animais e colocam-se as bolsas
coletoras;
• os animais são liberados para pastejarem durante 30 a 40 min;
• após esse período de pastejo, recolhe-se os animais ao curral e as amostras são
retiradas das bolsas;
• as amostras, devidamente homogeneizadas, são colocadas em sacos plásticos
identificados e acondicionadas em caixa de isopor, com gelo comum;
• logo em seguida, são transportadas e armazenadas em congelador.
 A etapa de pré-secagem das amostras de extrusa, sempre que possível, deve ser
feita em liofilizador (“freeze dryer”) com temperatura de -40ºC. Quando não for possível, a
pré-secagem pode ser feita em estufa com ventilação forçada de ar, à temperatura de 50ºC,
por no mínimo 48 h.
6.8. LEITE
 
 A particularidade relevante desse tipo de amostra é o fato de ser muito perecível e o
congelamento ser inviável, por provocar alterações nos resultados das determinações.
 Os frascos para coleta são preparados no laboratório. É adicionada solução de
dicromato de potássio, p.a., a 12,5% (m/v), de forma que a concentração de dicromato no
leite seja de 1 mg.mL-1 (AOAC, 1990). Como existem frascos com capacidade variada, o
volume de solução de dicromato ou a sua concentração podem variar. Após a adição da
solução, os frascos são colocados em estufa a 50ºC, para evaporação de água e
recristalização do dicromato. Os frascos são retirados e tampados, estando prontos para
receberem as amostras de leite. A coleta é feita da seguinte forma:
• somente uma ordenha → coleta-se o volume final da amostra;
• duas ordenhas (manhã e tarde) → a coleta é feita em volumes proporcionais à produção
de leite ou ao intervalo de ordenha; e,
• três ordenhas (manhã, tarde e noite) → coleta-se 1/3 do volume final da amostra em cada
ordenha.
 Quando o leite é colocado no frasco, é importante aguardar cerca de 20 min e agitar
levemente. Somente após esse tempo é que os cristais de dicromato de potássio se
dissolvem. Para que ele atue com eficiência, conservando a amostra, é necessário que
esteja distribuído uniformemente na amostra.
 
6.9. PÊLOS
 
 A amostra de pêlos deve ser coletada da região escapular e sacral, colocada em
saco plástico, podendo permanecer à temperatura ambiente.
 
 7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICASASSOCIAÇÃO NACIONAL DOS FABRICANTES DE RAÇÕES - ANFAR. Métodos
analíticos de controle de alimentos para uso animal, São Paulo, 1992. 208p.
 ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS - AOAC 15. ed. Official methods
of analysis. Virginia, 1990. 1298p., 2v.
 BRUNO, O.A.; CASTRO, H.; COMERÓN, E.A.; DIAZ, M.C.; GUAITA, S.; GAGGIOTTI, M.C.;
ROMERO,L.A. Tecnicas de muestreo y parametros de calidad de los recursos
forrajeros. Argentina: Publi, 1995. 14p. (INTA - Estacion Experimental Agropecuaria
Rafaela. Publicacion, 56).
 EMBRAPA. Centro Nacional de Pesquisa de Gado de Leite (Juiz de Fora, MG).
Metodologias de análises. Juiz de Fora, 1996.
 FERREIRA, J.R.; GOMES, J.C. Gerenciamento de laboratórios de análises químicas.
Viçosa: Fundação Arthur Bernardes, 1995. 385p.
 FICK, K.R.; DAYRELL, M. de S.; ROSA, I.V. Métodos de análises de minerais em tecidos
de animais e de plantas. 2.ed. Gainesville: University of Florida, 1980. paginação
irregular.
 VOGEL, A.; JEFFERY, G.H.; BASSETT, J.; MENDHAM, J.; DENNEY, R.C. Vogel: análise
química quantitativa. 5.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1992. 712p.
 JONES JR.; J.B.; STEYN, W.J.A. Sampling, handling and analyzing plant tissue samples. In:
WALSH, L.M.; BEATON, J.D. Soil testing and plant analysis. Madison: Soil Science
Society of America, 1973. p. 249-270.
 PERSTORP ANALYTICAL - TECATOR. Fiber determination, using the Fibertec I & M
Systems. 1995. 8p. (Aplication Note AN 304).
 SILVA, D.J., QUEIROZ, A.C. Análises de alimentos: métodos químicos e biológicos.
Viçosa: UFV, 2002. 235p.
 
CAPÍTULO 5 - ALIMENTOS PARA CONSUMO HUMANO
Armando de Andrade Rodrigues1
Francisco Duarte Fernandes2
Geraldo Maria da Cruz1
Gilberto Batista de Souza1
Gustavo Eugênio Gerhard Barocas3
Hernani Guilherme Barbosa Filho4
Izabela Miranda Castro5
José Roberto Ferreira4, coordenador
Marcelo Bastos Chaves5
Mônica Martini6
 1. INTRODUÇÃO
 
 As amostras de alimentos podem ser coletadas nos locais de fabricação, de preparo,
de depósito, de acondicionamento, de transporte e de venda. Ponto crucial na análise de
alimentos, a amostragem tem como requisito essencial a mais ampla representatividade
possível do lote de alimentos a ser analisado. A exatidão analítica perde totalmente sua
importância se a amostragem não for feita cuidadosamente e sob critérios precisos e
racionais.
 Os alimentos são muito variáveis em sua composição, principalmente os alimentos
frescos de origem vegetal. Frutas e verduras da mesma variedade têm composição
variável, segundo as mudanças que podem ocorrer no período pós-colheita, como resultado
de atividade fisiológica descontrolada. Além disso, os métodos de processamento de
alimentos causam modificações adicionais na sua composição.
 Os cuidados a serem tomados durante a amostragem e o preparo das amostras
dependerão do grau e da extensão das variações naturais na composição dos alimentos,
frescos ou processados.
 Por outro lado, não somente ocorrem diferenças na composição entre frutas e
verduras da mesma variedade, mas também entre as várias partes da mesma fruta ou da
mesma verdura. Isso dependerá da anatomia e da fisiologia particulares do vegetal a ser
analisado.
 
 
__________________________________________________
 
1Embrapa Pecuária Sudeste; 2Embrapa Cerrados; 3Embrapa Gado de Corte; 4Embrapa Gado de
Leite; 5Embrapa Agroindústria de Alimentos; 6Coordenadoria de Defesa da Agricultura, CDA
 
 
 Além disso, diversos tipos de alimentos industrializados são constituídos de partes
heterogêneas, como sanduíches, por exemplo, e que não podem ser considerados como um
todo.
 Os processos de preparação envolvem diversas etapas, como secagem, moagem, corte e
dissolução. Cada tipo de amostra irá determinar o(s) processo(s) mais indicado(s) para sua
preparação.
 
 2. OBJETIVO
 
 Neste capítulo são descritos os procedimentos relativos à amostragem para análise,
preparo e armazenagem de amostras de alimentos para consumo humano.
 
 3. FUNDAMENTO
 
 O método baseia-se nos procedimentos adotados e recomendados na literatura
sobre análise de alimentos e por órgãos oficiais de controle de alimentos (JOSLYN, 1970;
NORMAS ANALÍTICAS DO INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 1985).
 
 4. EQUIPAMENTOS
 
• “blender” com copos de aço de tamanho variado;
• multiprocessador de alimentos;
• congelador;
• refrigerador;
• facas e espátulas;
• moinhos de martelo e de facas;
• estufa de aquecimento com ventilação;
• estufa de aquecimento a vácuo;
• bandeja de aço ou alumínio;
• frascos de vidro de boca larga com tampa plástica;
• sacos de polietileno de alta densidade;
• etiquetas auto-colantes;
• chapa de aquecimento com agitação.
 5. PROCEDIMENTOS
5.1. INSPEÇÃO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA
Observar, antes de efetuar a solubilização, se há qualquer anormalidade na amostra
quanto a seu aspecto físico, odor, cor, condições da embalagem original e manchas; anotar
na folha de resultados.
É importantíssimo que as amostras sejam identificadas com etiquetas em que
estejam discriminados seu código de origem e/ou interno de laboratório, sua procedência e
eventuais precauções que se fizerem necessárias.
5.2. SOLUBILIZAÇÃO DA AMOSTRA
Dividir a amostra recebida pelo laboratório em duas partes aproximadamente iguais.
Uma das partes será usada na análise e a outra deverá ser guardada como contraprova.
A contraprova e a amostra para análise, esta quando não for destinada para
utilização imediata, devem ser devidamente acondicionadas em recipientes adequados, de
acordo com o estado físico do produto, para que as modificações químicas, bioquímicas ou
microbiológicas sejam as mínimas possíveis.
Amostras líquidas são acondicionadas em garrafas ou frascos com tampa hermética
e amostras sólidas em sacos de polietileno ou frascos de vidro ou plástico.
As amostras destinadas à determinação microbiológica não deverão ser tocadas ou
retiradas da embalagem original, até que seja retirada a alíquota para aquela determinação.
5.3. PREPARO DA AMOSTRA
Para amostras em pó ou granuladas, deve-se proceder ao quarteamento. Retirar, do
todo da amostra, porções representativas de vários pontos (lado, fundos, centro, etc.).
Juntar as partes e moer em moinho de martelos, até obter a menor granulometria
possível, para boa homogeneidade da amostra.
Para proceder a qualquer uma das determinações, espalhar a amostra sobre uma
folha de papel-filtro grande, separar em quatro partes semelhantes, na forma de cruz e
devolver dois segmentos opostos ao frasco ou embalagem da amostra. Com os outros dois
segmentos, juntar e repetir esse processo de quarteamento. Usar dois segmentos opostos
para pesar a amostra para análise em duplicata.
Amostras líquidas devem ser cuidadosamente homogeneizadas no frasco ou em
chapa de agitação magnética. Desgaseificar, se for refrigerante, por meio da agitação ou em
banho de ultra-som.
Produtos cárneos devem ser separados de ossos, pele, couro e pêlos, e moídos
(“blender” ou multiprocessadores), até obter amostra finamente dividida.
Observação: Fazer o quarteamento.
Produtos heterogêneos devem ser homogeneizados em “blender”, liqüidificador ou
multiprocessador. Se for desejável a determinação em separado de cada uma das partes da
amostra, deve-se utilizar processo manual de separação.
Determinadas amostras podem necessitar de secagem antes das determinações, em
razão do alto teor de umidade, que torna as concentrações dos componentes de interesse
muito pequenas, ou em razão da maior facilidade de execução de certas determinações na
amostra seca. Nesse caso, muito aplicável a frutas, hortaliças e polpas, deve-se espalhar a
amostra sobre uma bandeja de alumínio ou aço (em tela, se possível), ou em vidro de
relógio grande, e colocar para secar em estufa com ventilação ou a vácuo a 45°C. Para a
determinação de metais, a temperatura máxima recomendada é de 40°C. Não se deveesquecer de determinar a umidade na amostra fresca, para posterior cálculo das
concentrações reais dos constituintes da amostra. Após secagem, proceder como para
amostras granuladas (moagem e quarteamento).
5.4. CONSERVAÇÃO DA AMOSTRA
Amostras de produtos altamente perecíveis, se não forem usadas imediatamente,
devem ser armazenadas em “freezer” ou refrigerador até sua utilização, obedecendo sua
durabilidade nessas condições. Antes de serem efetivamente utilizadas, essas amostras
devem ser descongeladas naturalmente até atingir a temperatura ambiente.
Produtos sujeitos a reações enzimáticas, quando desintegradas por corte, moagem,
maceragem, etc., não devem ser conservados nesse estado, mesmo em baixas
temperaturas. Nesse caso, é preferível conservar o alimento inteiro, sem qualquer
preparação, deixando para fazê-la imediatamente antes das determinações.
No processo de descongelamento, deve-se tomar cuidado de evitar a perda da água
congelada da amostra. Amostras não facilmente perecíveis podem ser conservadas por
algum tempo sem refrigeração, mas devem estar fora do alcance de insetos e de condições
ambientais prejudiciais, como calor, luz, gases e poeira.
 6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
NORMAS ANALÍTICAS DO INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 3. ed., São Paulo, 1985. v1.
JOSLYN, M.A.; MAYNARÁ, A. Methods in Food Analysis - AP, New York: 1970.
II. MÉTODOS DE ANÁLISE
CAPÍTULO 6 - MÉTODOS DE ANÁLISE DE SOLO
Ana Cândida Primavesi1
Aluísio G. de Andrade2
Bruno José Rodrigues Alves3
César de Rosso4
Edyr M. Batista5
Hélio Teixeira Prates6
Fábio R. Ortiz7
Jomar Mello7
Marcos Roberto Ferraz8
Nirceu W. Linhares9
Pedro L.O. de A. Machado2, coordenador
Regina Moeller10
Rita de Cássia Souza Alves11
William Marra Silva12
 1. INTRODUÇÃO
O solo constitui um dos recursos naturais mais importantes, sendo fundamental para
a manutenção da vida de ecossistemas naturais e do sucesso de empreendimentos
agropecuários e florestais. Assim, é imprescindível conhecer suas características e suas
propriedades químicas e físicas. Em continuação ao Capítulo 1, “Coleta, acondicionamento
e preparo de amostras”, pretende-se, neste Capítulo, descrever alguns dos principais
métodos de análise de solos executados em algumas das unidades da Embrapa. Grande
parte dos procedimentos é rotina em várias instituições de ensino e de pesquisa do Brasil
(CAMARGO ET AL., 1986; VAN RAIJ ET AL., 1987; PAVAN ET AL., 1992; TEDESCO ET
AL., 1997). O fato de constar neste manual não implica, necessariamente, que determinado
método seja o procedimento ideal ou o procedimento padrão, mas que ele é adotado pelos
diversos laboratórios da Embrapa, e que têm reconhecidas precisão e exatidão.
_________________________________________________
1Embrapa Pecuária Sudeste; 2Embrapa Solos; 3Embrapa Agrobiologia; 4Embrapa Meio Ambiente;
5Embrapa Acre; 6Embrapa Milho e Sorgo; 7Embrapa Soja; 8Faculdade de Zootecnia e Engenharia de
Alimentos, USP; 9Embrapa Cerrados; 10Embrapa Amazônia Oriental; 11Embrapa Roraima; 12Embrapa
Agropecuária Oeste
 2. DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ DO SOLO
2.1. ACIDEZ ATIVA
2.1.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na atividade hidrogeniônica da suspensão solo-água ou solo-solução salina.
2.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Potenciômetro.
 
2.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Cloreto de potássio (KCl), 1 mol L-1: pesar 149,114 g (± 0,001 g) de KCl e levar, com
auxilio de funil e pisseta, para balão volumétrico de 2 L. Dissolver o sal e completar o
volume com água destilada ou desionizada.
b) Água desionizada.
c) Cloreto de cálcio (CaCl2⋅2H2O), 0,01 mol L-1: pesar 2,94 g (± 0,001 g) de CaCl2⋅2H2O e
levar para béquer de 2 L de capacidade. Adicionar aproximadamente 1,5 L de água
destilada ou desionizada, dissolver completamente o sal e medir o pH. Caso o pH não
esteja entre 5,5 e 6,5, ajustá-lo com Ca(OH)2 a 0,1% ou HCl a 0,1 mol L-1. Com auxílio de
funil e pisseta, transferir a solução para balão volumétrico de 2 L e completar o volume.
2.1.4. PROCEDIMENTO
- Colocar 10 mL de terra fina seca ao ar (TFSA) em copo plástico de 50 mL de
capacidade.
- Adicionar ao copo plástico 25 mL de água destilada ou KCl a 1 mol L-1 ou ainda
CaCl2⋅2H2O a 0,01 mol L-1.
- Agitar com bastão de vidro, ou outro agitador disponível no laboratório, por 5 min.
- Deixar em repouso por tempo nunca inferior a 30 min e nem superior a 3 h.
- Agitar novamente a amostra com o bastão e fazer a leitura em potenciômetro, na
suspensão, imediatamente após essa segunda a agitação.
OBSERVAÇÕES
1. O pH determinado em solução de CaCl2 a 0,01 mol L-1 apresenta as
seguintes vantagens em relação ao pH determinado em água: o pH
nessa solução independe da época de amostragem do solo e é o
que melhor reflete o grau de saturação de bases nos solos ácidos.
Além disso, a relação solo:solução tem menor efeito na
concentração de H+ em solução.
2. Ligar o potenciômetro pelo menos 30 min antes de ser utilizado,
ajustar a temperatura do aparelho para aquela da amostra, e aferir
o potenciômetro com as soluções-tampão de pH 7,0 e 4,0.
3. Entre cada leitura, recomenda-se lavar o eletrodo com água
destilada utilizando pisseta.
4. Durante a leitura, a extremidade basal do eletrodo deve estar à meia
altura dentro do frasco, ou seja, entre o fundo do frasco em que se
conduz a medição e a superfície da suspensão solo-solução.
5. Deve-se ter o cuidado de não encostar o eletrodo no fundo do
recipiente, para evitar a danificação da membrana. Nos períodos
em que o potenciômetro não é utilizado, os eletrodos devem ser
mantidos mergulhados em água e o eletrodo de referência deve ser
periodicamente carregado com solução saturada de KCl, mantendo-
se sempre cristais do sal não dissolvido.
2.2. ACIDEZ TROCÁVEL (ALUMÍNIO TROCÁVEL)
 
2.2.1. PRINCÍPIO
Extração com KCl a 1 mol L-1 e determinação por titulação com NaOH a 0,01 mol L-1.
2.2.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
a) Cachimbo de 5 cm3.
b) Béquer, com capacidade de 50 mL.
c) Agitador mecânico ou mesa agitadora para frascos do tipo “snap-cap”.
d) Pipeta automática de 10 mL.
e) Bureta de 20 mL, graduada, de 0,02 mL.
f) Agitador magnético e barra magnética.
g) Copos plásticos descartáveis ou erlenmeyer (50 mL).
2.2.3 REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Cloreto de potássio (KCl), 1 mol L-1: pesar 74,56 g de KCl seco em estufa a ± 60ºC,
dissolver em ± 800 mL de H20 destilada e completar o volume para 1 L.
b) Soluções–tampão, com pH = 7,0 e pH = 4,0: diluir, conforme recomendação do
fabricante, o conteúdo de ampolas, encontradas no comércio, que contém as soluções-
tampão. Manter as soluções em refrigerador.
c) Azul de bromotimol (pH = 6,0 a 7,6): pesar 100 mg do reagente, colocar em almofariz
(gral), adicionar 1,6 mL de NaOH a 0,1 mol L-1, triturar bem até que o todo fique verde,
transferir para balão de 100 mL e completar o volume com água destilada.
d) Fenolftaleína a 0,1%: dissolver 0,1 g do reagente em 60 mL de álcool etílico e completar
o volume para 100 mL com água destilada.
e) Solução de NaOH, 1 mol L-1: pesar 40 g de NaOH e dissolver em 1 L de água destilada.
Guardar em frasco de polietileno. O fator da solução é determinado pela transferência,
para erlenmeyer de capacidade igual a 125 mL, de 2 g de ftalato ácido de potássio
(KHC8H4O4, PM = 204,23). Em seguida, adiciona-se 50 mL de água destilada e 4 gotas
de fenolftaleína a 0,1% (m/v) em etanol absoluto (solução incolor) e titula-se com a
solução de NaOH a 1 mol L-1. O ponto final da titulação é indicado pelo aparecimento de
coloração rósea. A solução de NaOH deve ser fatorada semanalmente. O cálculo do fator
é o seguinte:
F = m/(N x V x PM),
em que:
m = massa (em mg) de ftalato ácido de potássio,
N = normalidade da solução de NaOH,
V = volume (em mL) de NaOH gasto na titulação e
PM = massa molecular do ftalato ácido de potássio.
f) Solução de NaOH, 0,01 mol L-1: Transferir 10 mL da solução de NaOH a 1 mol L-1 parabalão volumétrico de 1L. Completar o volume com água destilada.
2.2.3. PROCEDIMENTO
- Extração: medir 5 cm3 de TFSA e colocar em erlenmeyer de 125 mL, adicionando 50 mL
de KCl a 1 mol L-1. Agitar por 5 min em agitador horizontal circular e deixar em repouso
por uma noite (± 16 h).
- Determinação: transferir, sem filtrar, 10 mL do sobrenadante (extrato obtido no item
anterior), transferir para copinhos plásticos descartáveis, adicionar 10 mL de água
destilada e 3 gotas do indicador azul de bromotimol. Titular com solução 0,01 M de
NaOH até aparecer coloração azul persistente.
- Cálculo: O teor de alumínio trocável na amostra é dado pela igualdade:
mmol dm-3 de Al = (mL de NaOH a 0,01 mol L-1 gastos com a amostra – mL de NaOH a
0,01 mol L-1 gastos com o branco) x 10.
OBSERVAÇÕES
1. A qualidade do KCl influencia sobremaneira o resultado na
determinação do alumínio, pois algumas marcas não tem o pH
adequado, em conseqüência de teores elevados de carbonatos,
portanto, deve-se atentar para isso, pois o pH deverá ser de ± 5,5.
Caso o pH seja maior que 7, mesmo corrigindo-o para 5,5, não teremos
garantia de qualidade na análise.
2. No caso de uso de agitador, não é necessário agitar novamente a
amostra para determinação de pH em CaCl2⋅2H2O a 0,01 mol L-1.
3. No caso de solos orgânicos, há indicações de que ocorre liberação de
H+ das frações orgânicas e que, provavelmente, com tais solos, o
resultado da análise de alumínio indica certa quantidade de hidrogênio.
Assim, cuidados devem ser tomados no cálculo da necessidade de
calagem com base no teor de alumínio trocável em solos orgânicos.
2.3. ACIDEZ POTENCIAL OU TOTAL COM A SOLUÇÃO DE ACETATO DE CÁLCIO
2.3.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na extração de H+ e Al3+ adsorvidos principalmente na matéria orgânica com
solução-tampão forte, como de acetato de cálcio [Ca(CH3COO)2] a 1 mol L-1 em pH 7,0
e, em seguida, quantificados por titulometria com solução básica, como de hidróxido de
sódio (NaOH).
2.3.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Agitador mecânico.
2.3.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de acetato de cálcio [Ca(CH3COO)2.H2O], 1,0 mol L-1, com pH = 7,0: pesar
882 g de Ca(CH3COO)2⋅H2O e dissolver em cerca de 800 mL de água isenta de gás
carbônico (água destilada recém-fervida) e ajustar o pH com CH3COOH a 1 mol L-1
ou Ca(OH)2 a 1% (m/v). Completar o volume para 1 L com água destilada.
b) Solução de fenolftaleína (C20H14O4) a 3% (m/v): pesar 3 g do indicador fenolftaleína e
dissolver em 100 mL de álcool etílico absoluto.
c) Solução de hidróxido de sódio (NaOH) a 0,1 mol L-1: pesar 4 g de NaOH, transferir para
frasco de 1 L e completar o volume com água destilada. A padronização é feita de
maneira idêntica ao procedimento para alumínio trocável. Num béquer de 50 mL, são
pesados 0,4084 g de biftalato de potássio e dissolvidos em 20 mL de água destilada.
Adicionam-se 2 a 3 gotas de fenolftaleína e titula-se com solução 0,1 mol L-1 de NaOH.
Para determinar o fator, utilizar a fórmula descrita no procedimento referente ao alumínio
trocável. A padronização é feita semanalmente.
 d) Solução 0,025 mol L-1 de NaOH: transferir 25 mL da solução com 1 mol L-1 de NaOH,
transferir para balão aferido de 1 L e completar o volume com água desionizada.
 
 2.3.5. PROCEDIMENTO 1
- Pesar 10 g (± 0,01 g) e transferir para erlenmeyer de 250 mL de capacidade.
- Adicionar 150 mL da solução de Ca(CH3COO)2⋅H2O a 1 mol L-1 em pH = 7,0. Tampar
o frasco, agitar por 60 min e deixar em repouso por uma noite.
- No dia seguinte, transferir 100 mL do sobrenadante por meio de pipeta, para
erlenmeyer de 250 mL, adicionar 3 gotas de fenolftaleína a 3% e titular com NaOH a
0,1 mol L-1 (previamente padronizado), até o aparecimento de coloração rósea
persistente. Anotar o volume gasto (Va). Fazer também prova em branco (Vb).
- Cálculos: Considerando-se que o rendimento médio da reação é de 90% e f o fator
de correção da solução de NaOH:
H+ + Al3+ (mmolc.dm-3 de TFSA) = (Va – Vb) x 1,65 x f x 10.
2.3.6. PROCEDIMENTO 2
- Transferir 5 cm3 de terra para erlenmeyer de 125 ml.
- Adicionar 100 ml de acetato de cálcio a 1,0 mol L-1 em pH = 7,0.
- Fechar com rolha de borracha e agitar durante 15 min a 220 rpm.
- Manter os frascos fechados.
- No dia seguinte, transferir 50 ml do líquido sobrenadante.
- Adicionar 3 gotas de fenolftaleína e titular com solução de NaOH a 0,025 mol L-1 até a
viragem para cor rósea persistente.
- Fazer prova em branco.
- Cálculos:
(H+ + Al3+) (em mmolc .dm-3) = (Va − VB) x 10.
OBSERVAÇÕES
1. O Ca(CH3COO)2⋅H2O é altamente higroscópico. O sal deve ser
armazenado em dessecador
2. A solução tampão Ca(CH3COO)2⋅H2O deverá ter o pH corrigido sempre
que for utilizada
2.4. ACIDEZ POTENCIAL POR POTENCIOMETRIA EM SOLUÇÃO-TAMPÃO SMP (pH
SMP)
2.4.1. PRINCÍPIO
Esta medição se baseia na diminuição causada pela acidez total (H + Al) no pH da solução–
tampão, com posterior correlação entre os valores de pH da solução-tampão e de acidez
total previamente determinados em vários solos representativos da região pelo método do
acetato de cálcio.
2.4.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Ver acidez ativa.
2.4.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
Solução-tampão SMP (Shoemaker, McLean & Pratt): transferir 106,2 g de cloreto de
cálcio (CaCl2⋅H2O), 6,0 g de cromato de potássio (K2CrO4), 4,0 g de acetato de cálcio
[Ca(CH3CO2)2] e 5 mL de trietanolamina para béquer de 500 mL. Adicionar 200 mL de
água destilada. Dissolver 3,6 g de p-nitrofenol em cerca de 200 mL em béquer e
aquecer. Após a dissolução, misturar as duas soluções em balão volumétrico de 1L,
completando com água destilada. Deixar em repouso por um dia e ajustar o pH para 7,5
com NaOH ou HCl. Transferir para recipiente plástico e agitar bem. Guardar essa
solução por 7 a 10 dias, antes do uso, agitando de vez em quando, e depois ajustar
novamente o pH.
2.4.4. PROCEDIMENTO 1
- Medir 10 mL de solo e transferir para copo plástico.
- Adicionar 10 mL de água destilada e agitar com bastão de vidro.
- Deixar em repouso por 30 min, agitar novamente e determinar o pH.
- Adicionar 5 mL da solução-tampão SMP e agitar com bastão de vidro.
- Deixar em repouso por 20 min, agitar novamente e determinar o pH.
- Relacionar o valor do pH SMP com os teores de H+ + Al3+ no gráfico de correlação
previamente montado.
2.4.5. PROCEDIMENTO 2
- Retomar a suspensão em que foi determinado o pH em CaCl2⋅2H2O a 0,01 mol L-1 e
adicionar exatamente 5 ml de solução-tampão SMP.
- Agitar por 15 min no agitador, a 220 rpm, e deixar em repouso por 1 h.
- Calibrar o potenciômetro com os tampões 7,0 e 4,0 e fazer a leitura sem agitar a
amostra.
OBSERVAÇÕES
Devem ser feitas curvas de calibração entre o método do pH SMP e a
titulação do H+ + Al3+, regionalmente, com cerca de 100 amostras de
solos representativos em que haja ampla variação de H+ + Al3+,
extraídos pelo método do pH SMP e pelo método do acetato de cálcio
a 1 mol L-1. Detalhes sobre a metodologia para tal calibração podem
ser obtidos em PEREIRA et al. (1998).
 3. CARBONO ORGÂNICO
3.1. PROCEDIMENTO EMPREGANDO DICROMATO
3.1.1. PRINCÍPIO
O procedimento consiste na oxidação do carbono orgânico a CO2 por íons dicromato, em
meio fortemente ácido. A oxidação do carbono orgânico se baseia na seguinte reação:
2Cr2O72- + 3C0 + 16H+ → 4Cr3+ + 3CO2 + 8H2O
O dicromato reduzido é considerado como equivalente ao carbono orgânico existente na
amostra de solo, e o excesso de dicromato é titulado com íons Fe2+ obtidos a partir de uma
solução padronizada de sulfato ferroso amoniacal. Na determinação por titulação, o carbono
orgânico é determinado pela diferença entre a quantidade de Fe2+ gasta na titulação da
prova em branco (Cr(VI) total adicionado) e aquela gasta na titulação do dicromato que
restou após a oxidação do carbono da amostra, devendo-se enfatizar que este
procedimento considera todo o carbono da matéria orgânica como estando presenteno
estado de oxidação zero (RAIJ et al., 2001; NELSON & SOMMERS, 1996). Esse método
permite determinar a matéria orgânica ativa e facilmente decomponível no solo, incluindo
húmus e resíduos de plantas, mas exclui carvão (WALKLEY & BLACK, 1934; WALKLEY,
1947). A oxidação do carbono da matéria orgânica não é completa, razão pela qual é
aplicado um fator de correção (1,33). Outro fator é utilizado (1,724), para a conversão do
teor decarbono orgânico para matéria orgânica, baseado no pressuposto de que a matéria
orgânica do solo contém 58% de C orgânico, devendo-se esclarecer que atualmente outros
fatores já foram propostos (RAIJ et al., 2001).
3.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Capela, para exaustão dos gases.
Balança analítica.
Erlenmeyer de 500 mL.
Bureta de 50 mL.
Proveta de 50 mL ou dispensador de 20 mL, para H2SO4.
Agitador magnético com barra de ímã.
Cachimbo de 1 cm3.
Frasco do tipo “snap-cap” de 100 mL.
Agitador horizontal circular.
Espectrofotômetro.
3.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Ácido sulfúrico (H2SO4), concentrado, p.a..
b) Ácido fósforico (H3PO4), concentrado, p.a., a 85%.
c) Fluoreto de sódio (NaF) ou sulfato de prata (Ag2SO4).
d) Dicromato de potássio (K2Cr2O7), 0,167 mol L-1: pesar 49,04 g de K2Cr2O7, seco em
estufa por 2 h a 105ºC e dissolver em 1 L de água destilada.
e) Indicador de difenilamina: dissolver 0,5 g de difenilamina em 50 mL de H2SO4
concentrado, p.a.
f) Indicador de ferroína – usado em substituição ao indicador de difenilamina. Pesar 1,485 g
de ortofenantrolina (mono), adicionar 0,695 g de Fe2SO4⋅7H2O e completar o volume para
100 mL com água destilada.
g) Sulfato ferroso amoniacal [Fe(NH4)2(SO4)2⋅6H2O)], 0,4 mol L-1: pesar 157 g de
Fe(NH4)2(SO4)2⋅6H2O e dissolver em ± 800 mL de água destilada, contendo 20 mL de
H2SO4 concentrado e completar o volume para 1 L com água destilada. Essa solução eve
ser padronizada antes de sua utilização (10,00 mL da solução K2Cr2O7 e demais
reagentes, porém sem o solo)
h) Dicromato de sódio [Na2Cr2O7⋅2H2O] a 0,667 mol L-1 em H2SO4 a 5 mol L-1: pesar 200,0 g
de Na2Cr2O7⋅2H2O e dissolver em 600 mL de água destilada, acrescentar 280 mL de
H2SO4 concentrado, deixar esfriar e completar o volume para 1 L com água destilada.
i) PROCEDIMENTO
Procedimento 1: pesar 0,5 g de TFSA em erlenmeyer de 500 mL, adicionar 10 mL de
K2Cr2O7 a 1 mol L-1, adicionar 20 mL de H2SO4 concentrado, agitar levemente, aguardar 30
min e adicionar 200 mL de água destilada, acrescentar também 10 mL de H3PO4
concentrado e 0,2 g de NaF, 5 gotas de difenilamina e titular com o Fe(NH4)2(SO4)2⋅6H2O a
0,5 mol L-1, até a viragem do cinza-azulado para verde-turvo. Fazer prova em branco.
Procedimento 2: em erlenmeyer de 500 mL, pesar 0,5 g de TFSA, adicionar 10 mL de
bicromato de potássio a 1 mol L-1, adicionar 20 mL de H2SO4 concentrado. Deixar em
repouso por 30 min, adicionar 200 mL de água destilada e 5 gotas de ferroína e titular com
Fe(NH4)2(SO4)2⋅6H2O a 0,5 mol L-1 até a viragem para o verde-turvo.
Cálculos: M.O. (%) = (1 – T/S) x 10,3,
em que
T = mL de Fe(NH4)2(SO4)2⋅6H2O gastos na amostra,
S = mL de Fe(NH4)2(SO4)2⋅6H2O gastos no branco e
10,3 = 1,0 x 12/4000 x 1,724 x 1000/0,5,
sendo:
1,0 = normalidade do K2Cr2O7,
0,5 = massa de solo e
1,724 = fator de conversão do carbono em matéria orgânica.
Há também uma variante do método descrito nesta seção, em que se substitui o K2Cr2O7
pelo Na2Cr2O7 em H2SO4 e a leitura é feita por colorimetria, conforme descrito a seguir.
OBSERVAÇÕES
A determinação do carbono orgânico em material de solo finamente moído
em moinho de bola e o uso de sistema de refluxo durante a oxidação da
matéria orgânica têm resultado em valores mais exatos.
3.2. PROCEDIMENTO COLORIMÉTRICO
3.2.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na medida de intensidade da coloração verde do íon Cr(III) resultante da oxidação
do íon cromato pelo carbono orgânico (QUAGGIO & RAIJ, 1979). Em função de sua maior
solubilidade, o dicromato de sódio é empregado em lugar do dicromato de potássio.
 
3.2.2. PROCEDIMENTO
 - Transferir 1 cm3 de terra para frasco cilíndrico de 100 mL.
 - Adicionar, com dispensador, 10 mL de Na2Cr207 a 0,667 mol L-1 em H2S04 a 5 mol
L-1.
 - Agitar durante 10 min a no mínimo 180 rpm, em aparelho de agitação com
movimento circular horizontal. Essa agitação é suficiente para promover a
oxidação da matéria orgânica, mesmo sem aquecimento.
 - Após repouso de 60 min, adicionar 50 mL de água, promovendo a mistura das
soluções, e deixar decantar durante a noite. É importante adicionar a água e
promover turbulência, de maneira que a mistura dos líquidos seja otimizada.
 - No dia seguinte, transferir o líquido sobrenadante para tubo de colorímetro com
filtro de transmissão máxima de 650 nm. Acertar o zero do aparelho com prova
em branco completa. A transferência da solução sobrenadante deve ser feita de
maneira que não perturbe o resíduo de solo decantado.
 - Calcular os resultados a partir da curva de calibração, preparada com solos
analisados pelo método titulométrico.
 
 OBSERVAÇÕES
 Para preparar a curva de calibração, deve-se escolher solos com
ampla variação no teor de matéria orgânica (desde valores
baixos, em maior número até cerca de 200 g dm-3). É realizada
primeiramente a determinação pelo método do dicromato. A
seguir as mesmas amostras são submetidas ao procedimento
colorimétrico, sendo as leituras dadas em transmitância ou
absorbância. A partir desses resultados é montada uma tabela de
conversão da leitura colorimétrica em função do teor de matéria
orgânica proporcional. Entretanto, a linearidade geralmente não
se verifica acima de 100 g kg-1 de matéria orgânica. Se os dados
forem ajustados matematicamente, por regressão, deve-se dar
atenção aos dados dos extremos, principalmente aos teores
muito baixos.
 
 4. FÓSFORO “DISPONÍVEL” E POTÁSSIO TROCÁVEL
4.1. MÉTODO DE MEHLICH 1, CAROLINA DO NORTE OU DO DUPLO ÁCIDO
4.1.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na extração do fósforo e do potássio trocáveis de solos, por troca iônica com
solução de H2SO4 a 0,0125 mol L-1 + HCl a 0,05 mol L-1, seguida de determinação das
concentrações de fósforo por colorimetria e de potássio por fotometria de chama.
4.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Agitador horizontal.
Fotômetro de chama.
Espectrofotômetro, para leitura em 660 nm.
4.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução-estoque de HCl a 2,5 mol L-1 e H2SO4 a 0,625 mol L-1: em balão volumétrico de 1
L, adicionar 207 mL de HCl, p.a. (d = 1,19) e 34,7 mL de H2SO4, p.a (d = 1,84), em
aproximadamente 500 mL de água destilada. Agitar bem e completar o volume.
b) Solução de Mehlich: em proveta, diluir 200 mL da solução-estoque para 10 L de água
destilada. Esta solução contém H2SO4 a 0,0125 mol L-1 e HCl a 0,05 mol L-1.
c) Solução de molibdato de amônio: em béquer de 500 mL, pesar 2 g de subcarbonato de
bismuto, adicionar 500 mL de água destilada e, em seguida, adicionar 150 mL de H2SO4
concentrado, p.a. Deixar esfriar e homogeneizar bem. Noutro béquer, pesar 20 g de
molibdato de amônio, p.a., adicionar 200 mL de água destilada e homogeneizar a
solução. Transferir as duas soluções para balão volumétrico de 1 L e completar o volume
até a marca com água destilada (solução A). Em seguida, transferir 300 mL da solução A
para balão volumétrico de 1 L e completar o volume até a marca com água destilada
(Solução B).
d) Soluções de calibração de fósforo: pesar 0,4393 g (± 0,00001g) de KH2PO4, seco em
estufa a 120oC por uma noite, e dissolver em balão volumétrico de 1 L de capacidade,
que já contenha cerca de 500 mL de água. Adicionar ao balão 3 mL de H2SO4
concentrado, agitar e aferir o balão. Esta solução contém 100 mg.dm-3 de P. A partir
dessa solução preparar a curva de calibração nas seguintes concentrações: 0,0; 0,5, 1,0,
2,0; 3,0 e 4,0 mg.dm-3 em solução de Mehlich.
e) Soluções de calibração de potássio: secar 3 g de KCl, p.a., em mufla a 105ºC por2 h e
deixar esfriar em dessecador. Em seguida, transferir 1,907 g do sal para frasco de 1 L e
completar o volume com água destilada. Esta solução contém 1.000 mg.dm-3 de K.
Transferir 5, 10, 20 e 40 mL dessa solução para balões volumétricos de 1 L e completar o
volume com solução de Mehlich. Essas soluções contêm, respectivamente, 5, 10, 20 e 40
mg dm-3 de K.
4.1.4. PROCEDIMENTO
- Transferir 5 cm3 de solo para erlenmeyer de 125 mL de capacidade, adicionar 50 mL
de solução de Mehlich e agitar por 5 min em agitador horizontal. Deixar por uma noite
em repouso. No dia seguinte, transferir 20 mL do sobrenadante em copinhos plásticos
(semelhantes aos usados para cafezinho) para a determinação do potássio e 5 mL em
tubos de ensaio de 20 mL para a determinação do fósforo.
- Determinação do potássio: após ajuste do aparelho com as soluções de calibração de
potássio, levar o extrato separado para determinação do potássio em fotômetro de
chama, selecionando o filtro próprio.
- Cálculo: K+ (mg dm-3) = leitura x fator de diluição x fator da curva de calibração.
- Determinação do fósforo: sobre 5 mL do extrato separado para a determinação do
fósforo, adicionar exatamente 10 mL da solução B e aproximadamente 30 mg de ácido
ascórbico. Agitar até dissolução e, após 30 min, fazer a leitura em espectrofotômetro
no comprimento de onda de 660 nm. Fazer a leitura da curva de calibração de fósforo.
 Cálculo: mg dm-3 de P = leitura x fator de diluição x fator da curva de calibração*.
* O fator da curva de calibração é o coeficiente angular da reta obtida grafando-se os
valores de concentração de fósforo da curva de calibração na abscissa e as respectivas
leituras na ordenada. É importante lembrar que a curva de calibração deve ser construída
cada vez que for realizada a determinação.
OBSERVAÇÕES
1. Em amostras com altos teores de fósforo há necessidade de diluir as
soluções até a faixa de concentração linear obtida a partir da curva de
calibração.
2. Observar a curva de calibração de K+, linear até 40 mg L-1 (PAVAN et
al., 1992).
4.2. MÉTODO DA RESINA (RAIJ ET AL., 2001)
4.2.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na transferência do fósforo e do potássio presentes no solo para resina em meio
aquoso, com subseqüente separação da resina e do solo e extração dos elementos
químicos (P e K) com solução ácida de cloreto de amônio. A determinação do teor de
fósforo se dá por espectrofotometria da cor azul do complexo fosfomolíbdico, formado entre
fosfato e molibdato em ácido sulfúrico e reduzido com ácido ascórbico. A determinação do
teor de potássio se dá pela medição da energia radiante emitida pelo potássio em chama.
4.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Cachimbos de 2,5 cm3, para resina, com fundo de tamis, com abertura pouco menor do que
o diâmetro das resinas (< 0,4 mm).
Dispensador para 25 mL.
Painel de recuperação de resina.
Mesa agitadora circular horizontal, para, no mínimo, 220 rpm.
Diluidor-dispensador, para diluição na proporção de 4 mL de extrato para 16 mL de diluente.
Fotômetro de chama.
Espectrofotômetro, com transmissão máxima a 720 nm ou 885 nm.
4.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água desionizada.
b) Resina trocadora de ânions, do tipo base forte (Amberlite IRA-400 ou similar).
c) Resina trocadora de cátions, do tipo ácido forte (Amberlite IR-120, ou similar).
d) Ácido clorídrico (HCl), 1 mol L-1: adicionar, com proveta, 166 mL de ácido clorídrico
(d = 1,18) em balão volumétrico de 2 L, em que já tenham sido colocados
aproximadamente 500 mL de água desionizada. Completar o volume e
homogeneizar bem.
e) Hidróxido de sódio (NaOH), 1 mol L-1: pesar 53,5 g de NaOH e dissolver em balão
volumétrico de 2 L. Resfriar e completar o volume com água desionizada.
f) Cloreto de amônio (NH4Cl), 1 mol L-1: pesar 53,4 g de cloreto de amônio em béquer
e dissolver em água desionizada. Levar para balão volumétrico de 2 L e completar
com água desionizada até a marca.
g) Bicarbonato de sódio (NaHCO3), 1 mol L-1: dissolver 168 g de bicarbonato de sódio
em béquer, utilizando água desionizada. Em seguida, transferir para balão
volumétrico de 2 L e completar o volume.
h) Cloreto de amônio (NH4Cl) a 0,8 mol L-1 em (HCl) a 0,2 mol L-1: dissolver 42,8 g de
cloreto de amônio em béquer com água desionizada, acrescentar 16,6 ml de HCL,
p.a., e completar o volume para 1L.
i) Ácido clorídrico (HCl), 0,2 mol L-1: adicionar, com proveta, 33 mL de ácido clorídrico
(d = 1,18) em balão volumétrico de 2 L, em que já tenham sido colocados
aproximadamente 500 mL de água desionizada. Completar o volume e
homogeneizar bem.
j) Solução-estoque de molibdato de amônio: dissolver 20 g de molibdato de amônio
em 200 mL de água destilada aquecida entre 60 e 70ºC. Resfriar a solução.
Dissolver 0,70 g de tartarato duplo de antimônio e potássio na solução de molibdato.
Adicionar lentamente 320 mL de H2SO4, p.a., concentrado, resfriando sob água
corrente. Deixar esfriar bem e completar o volume para 1 L.
k) Solução diluída de molibdato de amônio: medir 50 mL da solução-estoque de
molibdato e transferir para balão volumétrico de 1 L. Adicionar cerca de 500 mL de
água desionizada quente e 0,6 g de gelatina p.a. Transferir a solução de gelatina
para balão volumétrico. Acrescentar 1 g de ácido ascórbico, agitar até dissolver e
completar o volume com água desionizada e homogeneizar.
l) Solução de calibração de estoque de fósforo e potássio: pesar 0,1767 g de fosfato
monopotássico, p.a., e 0,1275 g de cloreto de potássio, partindo de reagentes secos
em estufa entre 105 e 110oC durante 2 h e esfriados em dessecador. Dissolver
esses produtos em béquer, usando o mínimo possível de HCl a 1 mol L-1 (60 a 64
mL de ácido) e transferir cuidadosamente o conteúdo do béquer para balão
volumétrico de 1 L. Lavar o béquer com várias porções da solução de NH4Cl a 0,8
mol L-1 em HCl a 0,2 mol L-1, completar o volume com esta última solução e agitar.
4.2.4. PROCEDIMENTO
- Pré-condicionamento da resina: misturar partes iguais de resina Amberlite IRA-400 e
Amberlite IRA-120, ou resinas similares, previamente passadas em peneira com abertura
de malha de 0,5 mm. A cada 100 mL de resina, adicionar 10 mL de HCl a 1 mol L-1, 10 g de
KH2PO4, 10 g de CaCl2 e 10 g de MgSO4⋅7H2O. Os sais devem ser dissolvidos previamente
num pouco de água desionizada. Deixar a suspensão em contato durante 2 a 3 semanas,
agitando ocasionalmente. Uma vez colocada em solução, a resina jamais deverá ser seca,
pois pode perder as propriedades de expansão. Lavar 5 vezes a resina com água
desionizada em béquer, por decantação da resina e eliminação do líquido entre uma
lavagem e outra. Transferir a resina para o tubo grande no painel de recuperação de
resinas. Usando fluxo saturado, percolar lentamente várias soluções. Para cada volume de
resina, passar em seqüência 5 volumes de água destilada, 5 volumes de HCl a 1 mol L-1, 5
volumes de água desionizada, 5 volumes de NaOH a 1 mol L-1, 5 volumes de água
desionizada e 5 volumes de HCl a 1 mol L-1. Em seguida, passar 10 volumes de NH4Cl a 1
mol L-1 e 1 volume de água. A resina está pré-condicionada e deve ser acondicionada em
frasco identificado como “resina recuperada”.
- Preparo da resina para uso: prepara-se o suficiente para o uso diário. Retirar
resina suficiente para o uso diário, do frasco de resina recuperada, com cuidado
para evitar segregação das resinas catiônicas e aniônicas. A resina Amberlite
IRA-400 tem densidade aparente de 0,70 g mL-1, enquanto nas mesmas
condições a densidade da Amberlite IR-120 é de 0,84 g mL-1. Dessa maneira,
é importante o cuidado para evitar a segregação das duas resinas, o que se
consegue misturando as resinas em frasco com prévia decantação da água,
mas sem secar. Preparar 5 volumes de NaHCO3 a 1 mol L-1 com pH = 8,5, para
cada volume de resina. Colocar a resina em béquer e acrescentar cerca de 1/3
de solução de bicarbonato. Deixar em contato durante pelo menos2 h antes de
usar, agitando ocasionalmente, até não mais saírem bolhas de CO2. Transferir a
resina para tubo de percolação e promover a passagem do restante de NaHCO3
a 1 mol L-1, o que deve levar algumas horas. Em seguida, passar lentamente 20
volumes de água desionizada. A resina deve ser usada imediatamente na
extração dos nutrientes do solo. É conveniente iniciar o preparo com NaHCO3
um dia antes, para que o tratamento com bicarbonato de sódio possa ser feito
com o devido tempo. Iniciar lavagem lenta com água no final da tarde,
regulando a vazão, para que ela se prolongue durante a noite, e concluindo-a
na manhã seguinte.
EXTRAÇÃO DO FÓSFORO ASSIMILÁVEL E DO POTÁSSIO TROCÁVEL:
- Transferir 2,5 cm3 de TFSA para frasco plástico de 80 mL, provido de tampa.
Acrescentar 25 mL de água desionizada e uma bolinha de vidro com cerca de 2 cm de
diâmetro. Fechar o frasco e agitar por 15 min, para desagregar o solo (isso é
necessário para permitir a posterior separação de resina e solo).
- Retirar a bolinha de vidro e acrescentar 2,5 cm3 de resina, medidos com cachimbo.
Fechar o frasco e agitar durante 16 h, em agitador com movimento circular horizontal,
na velocidade de 220 rpm. A agitação pode ser feita durante a noite.
- No dia seguinte, abrir o frasco e transferir, com jato de água, a suspensão de solo e
resina para peneira com 0,4 mm de abertura. Lavar a resina com o mínimo de água
destilada, até que não seja mais observada saída de argila. Virar a peneira sobre funil,
tendo por baixo um frasco cilíndrico de 100 mL de capacidade.
- Transferir a resina da peneira para o frasco de 100 mL, usando para isso exatamente 50
mL da solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1. Nessa operação, pode-se usar
um dispensador para 25 mL.
- Deixar a solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1 com a resina em contato por
cerca de 30 min, para permitir a saída do gás carbônico. Em seguida, fechar os frascos e
agitar por 1 h a 220 rpm. O extrato assim obtido está pronto para a determinação de
PAssimilável, K, Ca e Mg trocáveis.
- Juntamente com os extratos de solos, devem ser agitadas as soluções de calibração de
cálcio, magnésio, potássio e fósforo diluídas em NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1.
DETERMINAÇÃO DO FÓSFORO:
- Transferir 0, 1, 2, 3, 4 e 5 mL da solução de calibração de estoque para balões
volumétricos de 50 mL identificados por A, B, C, D, E e F. Completar o volume com a
solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1 em HCl a 0,2 mol L-1 e agitar.
- Transferir as soluções para frascos plásticos do mesmo tipo usado para receber os
extratos finais da resina. Acrescentar 2,5 mL de resina, deixar em contato por 30 min e
agitar a 220 rpm durante 1 h. É conveniente que essas soluções sejam preparadas no dia
em forem utilizadas. As soluções de calibração A, B, C, D, E e F têm a seguinte
equivalência de volume de TFSA expressa em mg.dm-3 de P: 0, 16, 32, 48, 64, 80,
respectivamente.
- Diluir 4 mL do extrato de NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1 com 16 mL da solução
diluída de molibdato, com auxílio do diluidor-dispensador. Proceder igualmente com as
souções da curva de calibração. Após 15 min, proceder às leituras em colorímetro ou em
espectrofotômetro a 660 nm.
DETERMINAÇÃO DE POTÁSSIO:
- Transferir a solução de calibração de estoque da mesma forma como foi descrito
anteriormente, de modo que nos frascos plásticos as soluções tenham a seguinte
equivalência de volume de TFSA, expressa em mmolc.dm-3 de K: 0,0; 1,2; 2,2; 3,6; 4,8
e 6,0, respectivamente.
- Retirar 1 mL dos extratos com NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1 da resina,
adicionar 10 mL de água desionizada e homogeneizar. Fazer as leituras no fotômetro
de chama.
- Cálculo: traçar curva de calibração e determinar o fator para converter as leituras em
mmolc.dm-3 de K+.
OBSERVAÇÕES
Recuperação da resina: recolher a resina usada em béquer. Lavar 5 vezes
com água desionizada, por decantação da resina e remoção do líquido
sobrenadante. Transferir a resina de um béquer para outro, com auxilio de
jato de água, de forma que a areia permaneça na parte inferior do primeiro
béquer. A resina assim tratada pode ser acumulada, aproveitando o
material de vários dias, para só então proceder à recuperação que será
feita uma vez por semana. Medir em proveta o volume de resina e
transferir para tubo de percolação. Percolar lentamente 10 volumes de
NH4Cl a 1 mol L-1, e em seguida 1 volume de água destilada. Transferir a
resina para um frasco identificado como “resina recuperada”, com o auxílio
de água desionizada. A resina tratada é armazenada até o dia de sua
utilização, quando receberá tratamento com bicarbonato de sódio.
 5. SÓDIO
5.1. PRINCÍPIO
Extração com solução diluída de ácido clorídrico e posterior determinação em fotômetro de
chama.
5.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Fotômetro de chama.
5.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de HCl, 0,05 mol L-1: preparar por diluição a partir de ácido concentrado.
b) Solução de calibração de sódio, 10 mmolc.L-1 de Na: pesar 0,585 g de NaCl, previamente
seco em estufa a 105oC, e dissolver em solução de HCl a 0,05 mol L-1, até completar 1
L.
c) Curva de calibração de Na (1, 2, 3 e 4 mmolc.L-1 de Na): transferir para balões aferidos de
500 mL os seguintes volumes da solução anterior: 50, 100, 150 e 200 mL. Completar o
volume com solução de HCl a 0,05 mol L-1.
5.4. PROCEDIMENTO
- Transferir 10 cm3 de TFSA para erlenmeyer de 200 mL e adicionar 100 mL da solução de
HCl a 0,05 mol L-1.
- Fechar com rolha de borracha e agitar com movimentos circulares, evitando molhar a
rolha. Repetir essa operação várias vezes ao dia.
- Após a última agitação, desfazer o montículo que se forma na parte central do fundo do
erlenmeyer e deixar em repouso durante uma noite.
- Filtrar e, no filtrado, determinar o sódio em fotômetro de chama, diretamente ou em
alíquotas diluídas, conforme o teor do elemento químico existente na amostra.
- Cálculo:
Na (em mmolc.kg-1) = L x diluição x fNa x 10,
 em que
 L = leitura da amostra e
 fNa = obtido a partir da equação da reta da curva de calibração de Na.
OBSERVAÇÃO
Quando se tratar de solos aparentemente ricos em sódio, provavelmente
haverá necessidade de executar várias diluições, para se adequar à faixa
linear de resposta do Na no fotômetro de chama.
 6. CÁLCIO E MAGNÉSIO
6.1. EXTRAÇÃO COM KCL 1,0 MOL L-1
6.1.1. PRINCÍPIO
A determinação do cálcio e do magnésio é feita após a extração com KCl a 1 mol L-1, por
titulação complexométrica com ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) ou por absorção
atômica.
6.1.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS:
Cachimbo de 5 cm3.
Béquer, com capacidade 50 mL.
Agitador mecânico.
Pipeta automática de 10 mL.
Bureta de 10 mL, com divisão de 0,01 mL.
Agitador magnético e barra magnética.
Copos plásticos descartáveis(50 mL).
Espectrofotômetro de absorção atômica.
6.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES:
a) Solução de KCl, 1 mol L-1: pesar 74,56 g de KCl, seco em estufa a ± 60ºC, dissolver em ±
800 mL de água destilada e completar o volume para 1 L.
b) Solução de EDTA, 0,01 mol L-1: pesar exatamente 1,8613 g de EDTA, seco em estufa a
100ºC por 1 h, e dissolver em 1 L de água destilada.
c) Solução–tampão, pH = 10: dissolver 16,9 g de cloreto de amônio (NH4Cl) em 50 mL de
água destilada, adicionar 150 mL de hidróxido de amônio (NH4OH) concentrado, 0,154 g
de sulfato de magnésio (Mg(SO4)2⋅7H2O) e 0,233 g de EDTA, e completar o volume para
250 mL com água destilada.
d) Negro de eriocromo T (“eriochrome black T”): dissolver 100 mg do indicador em 10 mL de
álcool metílico e adicionar 10 mL de trietanolamina p.a.
e) Coquetel para Ca + Mg: misturar 120 mL de solução-tampão (pH = 10), 70 mL de
trietanolamina p.a. e 18 mL de cianeto de potássio (KCN).
f) Coquetel para Ca: misturar 80 mL de KCN a 5%, 25 mL de trietanolamina p.a. e 100 mL
de NaOH a 10%.
g) NaOH a 10%: pesar 10 g deNaOH e dissolver em 100 mL de água destilada.
h) KCN a 5%: pesar 10 g de KCN e dissolver em 200 mL de água destilada.
i) KCN a 10%: pesar 10 g de KCN e dissolver em 100 mL de água destilada.
j) Calcon®: dissolver 100 mg do indicador em 10 mL de álcool metílico e acrescentar 10 mL
de trietanolamina p.a.
k) La203 a 10%: pesar 117 g de La2O3, umedecer com H2O e adicionar, aos poucos, 500 mL
de HCl concentrado e completar para 1 L com água destilada.
l) Solução de La2O3 a 0,1%: transferir 10 mL da solução e La2O3 e diluir para 1 L com água
destilada.
6.1.4. PROCEDIMENTO
a) Extração: transferir 5 cm3 de TFSA para um béquer e adicionar 50 mL de KCl a 1,0 mol
L-1. Agitar por 5 min e deixar em repouso por uma noite.
b) Determinação de cálcio + magnésio: transferir 10 mL do extrato e adicionar 10 mL de
água destilada, 1 mL do coquetel (item 3.5) e 3 gotas do indicador de eriocromo (item 3.4).
Titular com EDTA a 0,01 mol L-1, até a cor avermelhada passar para azul puro ou azul-
esverdeado.
c) Determinação separada do cálcio: transferir 10 mL do extrato, adicionar 10 mL de água
destilada, 2 mL do coquetel para cálcio (item 3.6), 3 gotas do indicador de calcon e titular
com EDTA a 0,01 mol L-1 até a viragem para a cor azul.
d) Cálculos: mmolc.dm-3 de Ca = (mL de EDTA da amostra − mL de EDTA do branco) x 10;
mmolc.dm-3 de Ca + Mg = (mL de EDTA da amostra – mL de EDTA do branco) x 10.
e) Procedimento para a determinação do cálcio e também do magnésio por absorção
atômica: transferir alíquota de 1 mL do extrato (item 5.1), adicionar 19 mL de La2O3 a 0,1%
e proceder às leituras no espectrofotômetro de absorção atômica, aferindo o aparelho
conforme as instruções do fabricante. Analisar prova em branco com KCl + La2O3 nas
mesmas concentrações dos extratos. De acordo com a linearidade da curva de calibração,
ajustar o equipamento para leituras diretas e, em caso de extrapolação em relação à curva
de calibração, fazer diluições da amostra. Os cálculos nesse caso são:
mg dm-3 de Ca = leitura x fc x fd ou resultado direto e
 mg dm-3 de Mg = leitura x fc x fd ou resultado direto,
em que:
Fc = fator de correção e
Fd = fator de diluição.
OBSERVAÇÕES
1. Verificar a neutralidade da solução em relação ao Mg e ao EDTA; para
isso, em 50 mL de água destilada, adicionar 3 mL da solução e colocar
4 gotas do indicador negro de eriocromo. A cor avermelhada deverá
virar para o azul puro com no máximo 2 gotas do EDTA a 0,01 mol L-1.
2. Alguns laboratórios preferem usar murexida para a análise de Ca e Mg
e também Calceina complexona para analisar o Ca separado do Mg,
por titulação, enquanto outros laboratórios usam o espectrofotômetro
de absorção atômica. Em todos os casos, a extração é a mesma,
diferindo apenas nos procedimentos para a determinação.
3. Tanto o óxido de lantânio quanto o cloreto de estrôncio são efetivos
como supressores de interferentes.
6.2. MÉTODO DA RESINA
 6.2.1. PRINCÍPIO
 Ver procedimento para análise de fósforo (RAIJ et al., 2001).
 
6.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Ver procedimento para análise de fósforo.
6.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de calibração de estoque de cálcio e magnésio: pesar 2,5022 g de carbonato de
cálcio, p.a., e 0,1216 g de magnésio metálico, p.a., partindo de reagentes secos em
estufa entre 105 e 110oC durante 2 h e resfriados em dessecador. Dissolver os produtos
em béquer, usando o mínimo possível de HCl a 1 mol L-1 (60 a 65 mL de ácido) e
transferir cuidadosamente o conteúdo do béquer para balão volumétrico de 1 L. Lavar o
béquer com várias porções da solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1 em HCl a 0,2 mol L-1,
completar o volume com esta última solução e agitar.
b) Solução–tampão (pH = 10): dissolver em água 68 g de NH4Cl, p.a., acrescentar 570 mL
de hidróxido de amônio concentrado, p.a., 0,61 g de sulfato de amônio heptahidratado,
p.a., 0,93 g de sal dissódico de EDTA, 5 g de cianeto de potássio, p.a., dissolvido em
água, e 100 mL de trietanolamina, p.a. Completar o volume para 1 L. Agitar. Verificar se
a relação de Mg:EDTA está correta, titulando 10 mL da solução-tampão, diluída em 100
mL de água e 6 gotas de preto de eriocromo T, com a solução de EDTA a 0,01 mol L-1.
A quantidade de mililitros gastos multiplicada por 0,184 dará o número de gramas de
EDTA a 2 mol L-1 a ser acrescido à solução-tampão, a fim de equilibrar a relação de
Mg:EDTA.
 c) Solução-coquetel de NaOH a 20%: dissolver 200 g de NaOH em água destilada ou
desionizada. Acrescentar 100 mL de trietanolamina e 5 g de cianeto de potássio,
previamente dissolvidos em água. Completar o volume para 1 L e homogeneizar.
Guardar a solução em frasco plástico.
 d) Preparo da curva de calibração de Ca, Mg, K e P: transferir 0, 1, 2, 3, 4 e 5 mL da solução
de calibração de estoque para balões volumétricos de 50 mL identificados por A, B, C,
D, E e F, respectivamente. Completar o volume com a solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1
em HCl a 0,2 mol L-1 e agitar. Transferir as soluções para frascos plásticos do mesmo
tipo usado para receber os extratos finais da resina. Acrescentar 2,5 cm3 de resina,
deixar em contato por 30 mins e agitar a 220 rpm durante 1 h. É conveniente que essas
soluções sejam preparadas no dia de uso. As soluções de calibração A, B, C, D, E, F
têm, respectivamente, a seguinte equivalência de volume de terra expressa em
mmol.dm-3 de Ca: 0, 20, 40, 60, 80, 100 e de Mg: 0, 4, 8, 12, 16, 20.
 
 6.2.4. PROCEDIMENTO
 a) Transferir 2,5 cm3 de terra para frasco plástico de 80 mL, provido de tampa. Acrescentar
25 mL de água destilada e uma bolinha de vidro de cerca de 2 cm de diâmetro. Fechar o
frasco e agitar por 15 min para desagregar o solo (isso é necessário para permitir a
posterior separação de resina e solo).
 b) Retirar a bolinha de vidro e acrescentar 2,5 cm3 de resina, medida com cachimbo. Fechar
o frasco e agitar durante 16 h, em agitador com movimento circular horizontal, na
velocidade de 220 rpm
 c) Após abrir o frasco, transferir, com jato de água, a suspensão de solo e resina para
peneira de 0,4 mm de abertura. Lavar a resina com o mínimo de água destilada, até parar
de sair argila. Virar a peneira sobre funil, tendo por baixo um frasco cilíndrico de 100 mL de
capacidade. Transferir a resina da peneira para o frasco de 100 mL, usando para isso
exatamente 50 mL da solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1.
 d) Deixar a solução de NH4Cl a 0,8 mol L-1 em contato com a resina por cerca de 30 min,
para permitir a saída do gás carbônico. Em seguida, fechar os frascos e agitar por 1 h a
220 rpm. O extrato está pronto para a determinação de cálcio e magnésio. Juntamente
com os extratos de solos, devem ser agitadas a curva de calibração de cálcio e magnésio
em NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1, contendo a resina.
 e) Usualmente cálcio e magnésio são determinados em conjunto, em pH = 10, e o cálcio
isoladamente, em pH = 12,5. O teor de magnésio é obtido por diferença. O indicador mais
usado para cálcio + magnésio é o negro de eriocromo T. Para cálcio, usa-se o azul de
eriocromo R, ou Calcon.
 f) Retirar duas alíquotas de 10 mL dos extratos de NH4Cl a 0,8 mol L-1 + HCl a 0,2 mol L-1,
proveniente da extração pela resina. Transferir também alíquotas da curva de calibração.
Adicionar água, até perfazer cerca de 500 mL. Em uma das alíquotas determinar cálcio +
magnésio. Para isso, adicionar à solução 5 mL da solução-tampão (pH = 10) e, após
alguns minutos, 5 gotas do indicador ériocromo T. Titular imediatamente após a adição do
indicador, até a viragem de vermelho-vinho para azul, usando a solução a 0,01 mol L-1 de
EDTA. Usar microbureta. A viragem do indicador é lenta e a titulação deve ser feita
cuidadosamente, gota a gota, ao se aproximar do final. Determinar cálcio na outra alíquota.
Para isso, adicionar 3 mL da solução-coquetel de NaOH a 20%, 5 gotas de Calcon e titular
imediatamente com EDTA a 0,01 mol L-1,até viragem de vermelho-rosado para azul.
 g) Para calcular os resultados, subtrair inicialmente o valor da prova em branco (solução A
da curva de calibração) do volume gasto para titular cálcio + magnésio e cálcio, tanto da
curva de calibração, como dos extratos. Em seguida, plotar o valor esperado contra o
volume gasto na titulação, para Ca + Mg e Ca. Estabelecer o fator para converter os
resultados da titulação em valores de mmolc.dm-3 de terra. Feito isso, obter os valores de
magnésio por subtração.
 
OBSERVAÇÃO
O EDTA forma complexos que têm constantes de estabilidade variável
com diferentes metais. A constante de estabilidade do cálcio é maior que a
do magnésio, o que significa que o cálcio é titulado antes do magnésio na
solução que contenha os dois elementos. Nas titulações de cálcio e
magnésio são importantes o pH do meio, os indicadores e os agentes que
mascaram a interferência
.
 7. BORO
7.1. EXTRAÇÃO COM ÁGUA QUENTE
7.1.1. PRINCÍPIO
Extração do boro por água quente e determinação espectrofotométrica. Cloreto de bário é
adicionado para a precipitação de argilas.
7.1.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
Banho-maria.
Balanças.
Tubos de polietileno com tampa rosqueável.
Estante porta-tubos.
Centrífuga de alta rotação.
Pipeta automática de 5 mL.
Espectrofotômetro.
7.1.3.REAGENTES E SOLUÇÕES (ARMAZENAR EM FRASCOS PLÁSTICOS)
a) Solução-tampão: dissolver 173 g de acetato de amônio e 37,2 g de EDTA em 800 mL de
água desionizada. Ajustar o pH para 5,2 com ácido acético ou com ácido sulfúrico a 25% e
completar o volume para 1 L com água desionizada.
b) Reagente azometina-H: dissolver 0,6 g de azometina-H e 2,0 g de ácido ascórbico em
100 mL de água destilada. Esta solução poderá ser conservada em geladeira por até 2 dias.
c) Solução com 100 mg L-1 de boro: pesar 0,5717 g de ácido bórico e completar o volume
para 1 L com água desionizada.
d) Curva de calibração de boro: 0; 0,4; 0,8; 1,2 e 1,6 mg L-1 de boro.
e) BaCl2 a 10%: pesar 10 g de BaCl2 e dissolver em 100 mL de água desionizada.
 7.1.4. PROCEDIMENTOS
a) Extração: pesar 10 cm3 de TFSA em tubos de polietileno (nunca utilizar frascos de
vidro!). Adicionar 20 mL de água desionizada, 0,25 mL de BaCl2 a 10% e fechar
hermeticamente. Levar à fervura por 7 min em banho-maria. Retirar do banho-maria, deixar
esfriar e, em seguida, filtrar ou centrifugar a 10.000 rpm durante 10 min.
b) Determinação: transferir 4 mL das soluções da curva de calibração ou das amostras para
tubos de polietileno, adicionar 2 mL da solução-tampão e misturar bem. Adicionar 2 mL da
solução de azometina-H, deixar em repouso por 2 h e proceder às leituras em 420 nm.
c) Cálculos: B (%) = L x fc x fd/10.000 ou B (mg.kg-1) = L x fc x fd,
em que
L = leitura,
fc = fator de correção e
fd = fator de diluição.
7.2. EXTRAÇÃO COM ÁGUA QUENTE EMPREGANDO RADIAÇÃO MICROONDAS
7.2.1. PRINCÍPIO
Extração do boro por água quente em forno com radiação microondas e determinação
espectrofotométrica. Cloreto de bário é adicionado para a precipitação de argilas (ABREU et
al., 1994).
7.2.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
Balança analítica.
Pipeta automática de 4 mL.
Espectrofotômetro, para leitura em 400 nm.
Forno de microondas.
Sacos de polipropileno (15,5 x 25 cm).
Estante porta–saquinho, para microondas
Papel-filtro de vazão lenta.
7.2.2. REAGENTES E SOLUÇÕES (ARMAZENAR EM FRASCOS PLÁSTICOS)
- Solução-tampão: 250 g de acetato de amônio e 15 g de EDTA em 400 mL de água
desionizada, adicionar 125 mL de ácido acético glacial concentrado.
- Reagente azometina-H: adicionar, a 1 L de água destilada, 18 g de 1-amino-8-naftol-3,6-
dissulfonato de sódio e aquecer para dissolver. Filtrar, se necessário, e ajustar para pH = 7,0
com KOH a 10%. Adicionar gotas de HCl, com agitação constante, e ajustar o pH para 1,5.
Aquecer a solução até 60ºC e adicionar 20 mL de ácido benzóico (C7H6O2) vagarosamente e
depois agitar vagarosa e continuamente, aquecendo por ± 1 h. Deixar esfriar durante a
noite em temperatura ambiente. Filtrar, para coletar o precipitado de azometina-H, com funil
de Büchner, lavando por ± 5 vezes com álcool etílico p.a., esperar até que evapore um
pouco o álcool etílico usado e depois secar a 100ºC por 3 h. Recolher o pó e guardar em
dessecador.
- Solução de azometina-H a 9%: 0,9 g de azometina e solução de ácido ascórbico a 2%.
- Solução de boro, 100 mg L-1: pesar 0,5717 g de ácido bórico e completar o volume para 1
L com água desionizada.
- Curva de calibração de boro: 0; 0,4; 0,8; 1,2 e 1,6 mg L-1 de boro.
- BaCl2 a 0,125%: pesar 0,125 g de BaCl2 e dissolver em 100 mL de água desionizada.
7.2.3. PROCEDIMENTO
- Colocar 10 cm3 de solo em saquinhos de polipropileno (15,5 x 25 cm), adicionar 20 mL da
solução de cloreto de bário a 0,125% e 0,5 cm3 de carvão ativo, se a determinação de boro
for por colorimetria. Com auxílio de uma seladora, vedar os saquinhos. Fazer um pequeno
furo no centro do saquinho, para reduzir a pressão interna durante o aquecimento, prender
com clipe plástico e pendurar os saquinhos na prateleira própria para uso em microondas
(com prato giratório) ou amarrar o saquinho na estante. Aquecer por 4 min na potência
máxima (700 W) e 5 min na potência média (490 W). Esfriar (30 min) e filtrar a suspensão
em papel de filtração lenta (Whatman 42).
- Determinação: transferir 4 mL do extrato e das soluções da curva de calibração para tubos
de ensaio, adicionar 1 mL da solução-tampão e homogeneizar. Acrescentar 1 mL da
solução de azometina-H a 0,9% e agitar. Deixar em repouso por 30 min no escuro e
proceder às leituras em espectrofotômetro a 420 nm.
OBSERVAÇÕES
7.3. Calibração do forno de microondas: essa calibração deve ser feita a
cada 6 meses. Anotar os dados em caderno de controle a ser mantido
junto ao equipamento. Colocar 1.000 g de água desionizada em copo
de Teflon e medir a temperatura da água antes do aquecimento.
Colocar o copo de Teflon no centro do prato giratório do microondas.
Ligar o forno por 2 min na potência máxima. Remover o copo, agitar
vigorosamente a água e medir novamente a temperatura.
7.4. A potência do forno é determinada por:
P = (K x CP x m x DT).t-1,
em que
P = potência em Watts,
K = fator de conversão de caloria por segundo em Watts (4,184),
CP = capacidade térmica, ou calor específico = Cal.g-1.ºC-1 da água = 1,0,
DT = diferença de temperatura (final - inicial) e
t = tempo em segundos.
Usando t = 2 minutos e 1.000 g de água destilada, a equação pode ser
simplificada para:
 P = 34,87 x DT.
Se as calibrações forem feitas com potência diferente de 100%, fazer a
correção:
 P = 100 (34,87 x DT) % da potência usada (SOUZA & SILVA., 2000).
 Provavelmente haja necessidade de diminuir a potência indicada no
programa.
 8. ENXOFRE (S-SO42-)
8.1. TURBIDIMETRIA
8.1.1. PRINCÍPIO
 Quantificação da turbidez formada pela precipitação do sulfato com o cloreto de bário
(VITTI, 1989).
 
8.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Tubos de polietileno.
Agitador horizontal.
Centrífuga de alta rotação.
Frascos do tipo “snap-cap”.
Copos plásticos descartáveis (50 mL).
Pipetas automáticas, de 5 mL e 10 mL.
Balança analítica.
Espectrofotômetro.
Peneira de 60 “mesh” (malha de 0,25 mm).
8.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução extratora de fosfato monocálcico a 0,01 mol L-1: dissolver 2,52 g de
Ca(H2PO4)2⋅H2O em 1 L de água desionizada e adicionar 3 gotas de tolueno.
b) Hidróxido de sódio a 10 mol L-1: dissolver 40 g de NaOH em 100 mL de água
desionizada.
c) Cloreto férrico a 5%: dissolver 5,0 g de FeCl3⋅6H2O em 100 mL de água destilada.
d) Solução de ácido clorídrico com enxofre: 100 mL de HCl concentrado + 4 mL da solução
de 1.000 ppm de enxofre, completar o volume para 200 mL com água desionizada.
e) Solução de calibração de S-SO42-, 1000 mg L-1: pesar 5,4376 g de K2SO4 p.a., seco a
105ºC, e dissolver em 1 L de água desionizada.
f) Ácido clorídrico a 10 mol L-1: transferir83 mL de HCl concentrado para balão de 100 mL e
completar o volume com água destilada.
8.1.4. PROCEDIMENTO
- Extração: transferir 3,0 g de solo para tubo de centrífuga de 30 mL e adicionar 15 mL da
solução extratora. Agitar por 24 h em agitador horizontal (100 rpm) e, em seguida,
centrifugar a 10.000 rpm por 10 min.
- Eliminação da matéria orgânica: transferir 8 mL do extrato para tubos de centrífuga,
adicionar 1 mL de NaOH a 10 mol L-1 e 1 mL de FeCl3 a 5%, agitar manualmente e em
seguida centrifugar a 10.000 rpm por 5 min.
- Neutralização do NaOH: separar o sobrenadante (subitem anterior) e adicionar 1 mL de
HCl a 10 mol L-1.
- Determinação: medir 5 mL do extrato tratado, adicionar 0,5 mL da solução de ácido
clorídrico com enxofre, agitar e adicionar 0,25 g de BaCl2 passado em peneira de 60
“mesh” (malha = 0,25 mm), aguardar 2 min e proceder às leituras em espectrofotômetro
antes de 8 min a 420 mm. O tempo é um aspecto importantíssimo. Preparar a curva de
calibração nas seguintes concentrações: 0, 2, 5, 10, 15 e 20 mg L-1 de S-SO42-, e proceder
à determinação nas mesmas condições das amOstras.
- Cálculos: mg kg-1 de S-SO42- , calculado a partir da equação da reta obtida nas
leituras da curva de calibração. Considerar as diluições da amostra.
8.2. VARIAÇÃO DO MÉTODO DE DETERMINAÇÃO DE S-SO42-
8.2.1. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Ver procedimento descrito no item anterior.
8.2.2. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução extratora de Ca(H2PO4)2 a 0,01 mol L-1: dissolver 2,52 g de Ca(H2PO4)2⋅H2O em 1
L de água desionizada.
b) Cristais de BaCl2⋅2H2O: peneirar os cristais em peneiras de 20 e 60 “mesh”. Usar os
cristais que ficarem retidos na peneira 60.
c) Solução de calibração de S-SO42-, 1000 mg L-1: dissolver 5,4374 g de K2SO4, p.a., seco a
105ºC, em 1 L de água desionizada.
d) Solução de calibração de S-SO42-, 100 mg L-1: em balão volumétrico de 100 mL, transferir
10 mL da solução de 1000 mg L-1, completando o volume com a solução de
Ca(H2PO4)2⋅H2O a 0,01 mol L-1.
e) Curva de calibração de S-SO42-: preparar com 0, 2, 5, 10, 20, 30 e 40 mL da solução de
100 mg L-1 de S, transferir para balões de 100 mL, completar o volume com Ca(H2PO4)2
a 0,01 mol L-1 e agitar. Essas soluções contêm S-SO42- nas seguintes concentrações,
em mg L-1: 0, 2, 5, 10, 20, 30 e 40.
f) Carvão ativado.
g) Solução de ácido clorídrico com enxofre: transferir 250 mL de HCl concentrado, p.a., para
balão de 500 mL. Acrescentar 0,06 g de K2SO4. Agitar e completar o volume com água
destilada.
8.2.3. PROCEDIMENTO
- Medir 10 cm3 de terra e colocar em frasco plástico com tampa ou erlenmeyer de 125 mL.
- Adicionar 25 mL da solução extratora e acrescentar 0,25 g de carvão ativado. Para isso,
pode-se lançar mão de medida volumétrica previamente calibrada.
- Agitar por 30 min e, em seguida, filtrar a suspensão.
- Transferir 10 mL do extrato em frasco de polietileno. Acrescentar 1 mL da solução de ácido
clorídrico com enxofre. Adicionar cerca de 0,5 g de BaCl2⋅2H2O peneirado. Pode-se utilizar
medida volumétrica calibrada. Esperar 1 min e, em seguida, agitar manualmente, até a
dissolução dos cristais. Ler a absorvância de 2 a 8 min após a dissolução dos cristais, em
espectrofotômetro a 420 nm. Zerar o aparelho com água destilada. Essa etapa deve ser
feita com, no máximo, 10 a 12 amostras de cada vez, para se fazer a leitura no tempo
especificado. Caso as leituras dos extratos de solo excedam aquelas do ponto máximo da
curva de calibração, repetir a determinação, pipetando 2 mL do extrato e 8 mL da solução
extratora, e continuar a partir da adição da solução de ácido clorídrico com enxofre.
Multiplicar o resultado por cinco.
OBSERVAÇÃO
Curva de calibração: transferir 25 mL das soluções de calibração diluídas
que contêm 0, 2, 5, 10, 20, 30 e 40 mg L-1 de S-SO42-. Acrescentar 0,25 g
de carvão ativado e agitar por 30 min. Em seguida, filtrar a suspensão.
Transferir 10 mL do extrato em frasco plástico. Acrescentar 1 mL da
solução de ácido clorídrico com enxofre. Após, adicionar cerca de 0,5 g de
BaCl2⋅2H2O peneirado. Pode-se utilizar medida volumétrica calibrada.
Esperar 1 min e, em seguida, agitar manualmente até a dissolução dos
cristais. Ler a absorvância de 2 a 8 minutos após a dissolução dos cristais,
em espectrofotômetro a 420 nm. Zerar o aparelho com água desionizada.
Essa etapa deve ser feita com, no máximo, 10 a 12 amostras de cada vez,
para se fazer a leitura no tempo especificado. Construir a curva de
calibração plotando o valor de absorbância contra a concentração das
soluções de calibração multiplicada por 2,5 (0; 5; 12,5; 25; 50; 75 e 100 mg
de S-SO42- por dm-3 de solo). Calcular a concentração de S-SO42- no solo
com base na curva de calibração.
 9. DETERMINAÇÃO DE COBRE, FERRO, MANGANÊS E ZINCO
9.1. EXTRAÇÃO COM DTPA
9.1.1. PRINCÍPIO
Extração dos microelementos com solução quelante de ácido dietilenotriaminopentacético
(DTPA) em determinado pH ou com solução extratora mista (HCl a 0,05 mol L-1 e H2SO4 a
0,025 mol L-1) e determinação dos elementos por espectrofotometria de absorção atômica.
9.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Espectrofotômetro de absorção atômica.
Lâmpada de catodo ôco, para cada elemento.
Medidor de pH.
Mesa agitadora circular, horizontal e regulável para 220 rpm.
Bandejas.
Dispensador.
Cachimbos (10 e 5 cm3).
Macropipeta automática.
Papel-filtro quantitativo, faixa azul, com 11 cm de diâmetro.
9.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de DTPA a 0,005 mol L-1 + trietanolamina (TEA) a 0,1 mol L-1 + cloreto de cálcio
diidratado (CaCl2⋅2H2O a 0,01 mol L-1) com pH = 7,30: dissolver 1,96 g de DTPA em
béquer com aproximadamente 200 mL de água destilada e desionizada (dissolução
parcial). Adicionar 14,9 mL de trietanolamina e, em seguida, 1,47 g de CaCl2⋅2H2O.
Transferir para balão volumétrico de 1 L, completar o volume com água destilada e
desionizada. Corrigir o pH com HCl 4 a mol L-1.
b) Solução de HCl a 4 mol L-1: adicionar, vagarosa e cuidadosamente, 331 mL de HCl
concentrado, em aproximadamente 500 mL de água destilada e desionizada. Completar
o volume para 1 L.
c) Solução-estoque de HCl a 2,5 mol L-1 e H2SO4 a 1,25 mol L-1: em balão volumétrico de 1
L, adicionar 207 mL de HCl, p.a. (d = 1,19), e 34,7 mL de H2SO4, p.a. (d=1,84), em
aproximadamente 500 mL. Misturar bem e completar com água destilada.
d) Solução extratora (HCl a 0,05 mol L-1 e H2SO4 a 0,025 mol L-1): diluir 200 mL da solução-
estoque em 10 L de água desionizada.
e) Soluções de calibração de estoque, de 1000 mg L-1, preparadas com soluções
comerciais de calibração (Titrisol):
Mn - diluir a solução em balão de 1 L com água destilada e desionizada;
 Cu - diluir a solução em balão de 1 L com água destilada e desionizada;
 Zn - diluir a solução em balão de 1 L com água destilada e desionizada;
 Fe - diluir a solução em balão de 1 L com água destilada e desionizada;
f) A seguir, sugerem-se as seguintes concentrações para a construção da curva de
calibração, para emprego na determinação por espectrometria de absorção atômica. É
importante se observar que a concentração deverá ser ajustada para cada elemento, de
acordo com o manual de instruções do equipamento utilizado:
. Curva de calibração 1: transferir 5 mL da solução de calibração de Fe (1000 mg L-1), 2
mL da solução de calibração-estoque de Mn (1000 mg L-1), 2 mL da solução de
calibração de Cu (1000 mg L-1) e 1 mL da solução de calibração de Zn (1000 mg L-1)
para balão de 100 mL e completar o volume com a solução extratora de DTPA ou da
solução de HCl a 0,05 mol L-1 + H2SO4 a 0,025 mol L-1. Essa solução contém 50 mg L-1
de Fe, 20 mg L-1 de Mn, 20 mg L-1 de Cu e 10 mg L-1 de Zn.
. Curva de calibração 2: transferir os volumes, indicados a seguir, da curva de calibração
1 para balões de 100 mL e completar o volume com a solução extratora de DTPA ou da
solução de HCl a 0,05 mol L-1 + H2SO4 a 0,025 mol L-1:
Curva decalibração
1
Concentração no extrato (mg L-1)
(mL) Cu Zn Fe Mn
0 0 0 0 0
5 1,0 0,5 2,5 1,0
10 2,0 1,0 5,0 2,0
20 3,0 2,0 10,0 4,0
25 4,0 2,5 12,5 5,0
. Fazer a calibração do espectroftômetro de absorção atômica utilizando as curvas de
calibração.
OBSERVAÇÃO: Para transformar em mg.dm-3 de solo, o valor da
concentração em mg L-1 deve ser multiplicado por 2 para o DTPA e por 10
para a solução de HCl a 0,05 mol L-1 + H2SO4 a 0,025 mol L-1.
9.1.4. PROCEDIMENTO
- Extração com DTPA: medir com cachimbo 20 cm3 de solo e transferir para frascos cônicos
de polietileno. Adicionar 40 mL da solução extratora (DTPA + TEA + CaCl2⋅2H2O). Tampar
os frascos e agitar por 2 h a 220 rpm. Filtrar a suspensão por, no máximo, 1 h. Ler
diretamente no filtrado a concentração de cobre, ferro, manganês e zinco, em 24 h, no
máximo, após a filtragem.
- Extração com solução de HCl a 0,05 mol L-1 + H2SO4 a 0,025 mol L-1): medir com cachimbo
5 cm3 de solo e transferir para frascos cônicos de polietileno. Adicionar 50 mL da solução
extratora (HCl a 0,05 mol L-1 + H2SO4 a 0,025 mol L-1). Tampar os frascos e agitar por 5
min a 220 rpm. Deixar decantar a suspensão durante a noite (15 a 18 h). Em seguida,
transferir 10 mL para copinhos plásticos descartáveis, de 50 mL. Ler diretamente a
concentração de cobre, ferro, manganês e zinco.
 OBSERVAÇÃO
A análise de micronutrientes exige sempre cuidados especiais, principalmente
em relação à qualidade dos reagentes e às vidrarias utilizados, assim como à
lavagem e à padronização na seqüência laboratorial.
9.2. EXTRAÇÃO COM HCl A 0,1 mol L-1
9.2.1. PRINCÍPIO
Extração dos microelementos com solução extratora (HCl a 0,1 mol L-1) e determinação dos
elementos por espectrofotometria de absorção atômica.
9.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Espectrofotômetro de absorção atômica.
Mesa agitadora circular horizontal, regulada para 220 rpm.
Bandejas.
Dispensador.
Cachimbo (10 cm3).
Seringa ou macropipeta automática.
9.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução extratora de HCl a 0,1 mol L-1: medir 83,3 mL de ácido clorídrico (d = 1,19) e
diluir para 10 L com água destilada e desionizada.
b) Soluções de calibração de 1000 mg L-1, preparadas com solução comercial (padrão
Titrisol):
Cu − diluir a solução em balão de 1 L com água destilada e desionizada;
 Zn − diluir a solução em balão de 1 L com água destilada e desionizada.
d) A seguir, sugerem-se as seguintes curvas de calibração, para emprego na determinação
de Cu e Zn por espectrometria de absorção atômica. É importante observar que a
concentração deverá ser ajustada para cada elemento, de acordo com o manual de
instruções do equipamento utilizado:
e) Curva de calibração 1: transferir 2 mL da solução de calibração de Cu (1000 mg L-1) e 1
mL da solução de calibração de Zn (1000 mg L-1) para balão de 100 mL e completar o
volume com a solução extratora de HCl a 0,1 mol L-1. Essa solução contém 20 mg L-1 de
Cu e 10 mg L-1 de Zn.
f) Curva de calibração 2: transferir o seguinte volume da curva de calibração 1 para balão
de 100 mL e completar o volume com a solução extratora de HCl a 0,1 mol L-1:
Curva de
calibração 1
Concentração no extrato
(mg L-1)
(mL) Cu Zn
0 0 0
5 1,0 0,5
10 2,0 1,0
20 3,0 2,0
25 4,0 2,5
9.2.4. PROCEDIMENTO
 - Medir com cachimbo 10 cm3 de solo e transferir para frascos cônicos de polietileno.
Adicionar 40 mL da solução extratora de HCl a 0,1 mol L-1. Agitar por 30 min. Em seguida,
deixar decantar a suspensão durante a noite (15 a 18 h). Transferir 10 mL para copinhos
plásticos descartáveis de 50 mL e determinar diretamente em concentração ou em
absorbância os teores de Cu e de Zn.
OBSERVAÇÕES
1. Fazer a calibração do espectrômetro de absorção atômica, utilizando as
curvas de calibração. Para transformar para mg.dm-3 de solo, o valor da
concentração em mg L-1 deve ser multiplicado por 4 (fator de diluição).
2. Expressar o resultado em mg.dm-3, com uma casa decimal;
3. Novas curvas de calibração devem ser preparadas quando a solução
extratora for renovada, para compensar possíveis contaminações
provenientes da água ou do ácido.
5. A determinação de micronutrientes exige sempre cuidados especiais,
principalmente em relação à qualidade dos reagentes e das vidrarias
utilizados, assim como à lavagem e à padronização na seqüência
laboratorial.
 
 
 10. NITROGÊNIO TOTAL
 
10.1. MÉTODO KJELDAHL
 
 10.1.1. PRINCÍPIO
Conversão do N orgânico do solo em sal de amônia, pela oxidação completa da matéria
orgânica do solo mediante reação com ácido sulfúrico concentrado e mistura de
catalisadores (cobre e selênio), à temperatura em torno de 300oC. O nitrogênio é
quantificado por titulação, após procedimento de destilação por arraste a vapor (BREMNER,
1965; ALVES et al., 1994, BREMNER & MULVANEY, 1982).
 10.1.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
Balança analítica.
Capela com exaustor, preparada para vapores ácidos.
Bloco digestor, com termostato na faixa de 0 a 400oC.
Bureta de precisão (0,01 mL).
Destilador
Manta aquecedora, com espaço para balão de fundo redondo, com capacidade para 5 L.
Medida de 1,1 g para a mistura catalisadora.
Pipetas volumétricas (2, 5 e 10 mL).
Tubos de digestão (ø 25 x 300 mm).
Conjunto de destilação (FIGURA 1):
Balão de fundo redondo com capacidade para 5 litros e rolha de borracha;
A - Copo para um volume de 15 mL de NaOH 40%;
B - Balão com boca esmerilhada de 125 mL;
C – Condensador;
D – Funil de proteção contra contaminação por condensação;
E – Erlenmeyer com solução de ácido bórico com indicadores;
F – Registro para controle do fluxo de vapor;
G – Entrada de água do condensador;
H – Entrada do vapor proveniente do balão sob aquecimento da manta;
I – Descarte;
Ja – Junta esmerilhada 10/30;
Jb – Junta esmerilhada 12/30;
Jc – Junta esmerilhada 19/38;
K - Rolha de vidro para liberação do NaOH 40%;
L – Corpo do destilador (peça inteira churriada);
 
Figura 1: Esquema do destilador usado para as análises de N total do solo e N mineral
(NH4+ e NO3-). Modificado de TEDESCO & GIANELO (1979).
10.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Mistura catalisadora: 100 g de sulfato de potássio, 10 g de sulfato de cobre e 1 g de
selênio. Os três reagentes antes de serem misturados devem ser finamente moídos (<
100 “mesh”).
b) Ácido sulfúrico concentrado (H2SO4).
c) Octanol, p.a.
d) Ácido bórico a 1%: dissolver 100 g de H3BO3 p.a. em 10 L em água destilada.
e) Indicadores: vermelho de metila (70 mg) e verde de bromocresol (100 mg) dissolvidos em
200 mL de metanol.
f) H2SO4 a 0,5 mol L-1: diluir 27 mL do ácido sulfúrico concentrado para um volume final de 1
L com água destilada.
 g) NaOH a 40%: dissolver 2 kg do reagente p.a. em 5 L de água destilada.
h) Água destilada.
i) TRIS (tris-hidroximetilaminometano): preparar solução com 0,0300 mol L-1 (3,6342 g.L-1).
j) Solução de sulfato de amônio (1 mg.10 mL-1 de N): 471,4 mg L-1 de (NH4)2SO4.
k) Solo com teor de N conhecido (padrão).
l) Etanol.
10.1.4. PROCEDIMENTO
- Digestão da amostra: adicionar 1,000 g de amostra de solo (TFSA), 1,1 g da mistura
catalisadora e 4 mL de ácido sulfúrico concentrado em tubo de ensaio para digestão.
Reservar 2 tubos para o branco (somente mistura catalisadora e ácido sulfúrico) e 2 tubos
para um padrão interno, que deve ser um solo finamente moído, cujo teor de N é bem
conhecido. No caso de o solo apresentar alto teor de matéria orgânica (> 50 g.kg-1),
adicionar 5 mL de ácido sulfúrico e 3 a 4 gotas de octanol (evita a formação de espuma).
Colocar os tubos de ensaio no bloco digestor, que deverá estar dentro de uma capela, e
aumentar a temperatura gradualmente (iniciar com 100oC por 30 min, passar a 150oC por 1
h, levar a 300oC por 4 a 5 h) e desligar o bloco digestor. A temperatura ideal é atingida
quando for observado o refluxo do ácido a aproximadamente 10 cm de altura no tubo.
- Preparação da solução de ácido bórico (indicador):adicionar 200 mL da solução de
indicadores a 10 L de solução de ácido bórico a 1%. Caso seja necessário, adicionar gotas
de NaOH (0,1 mol L-1) de forma a se obter solução de cor violeta. Neste ponto, o pH da
solução estará muito próximo do ponto de viragem de cor do indicador, ou seja, mínimas
quantidades de amônia que chegarem à solução alterarão significativamente a cor da
solução para verde-azulado (típica do indicador verde de bromocresol em meio alcalino).
- Preparação da solução de ácido sulfúrico para titulação: a escolha da concentração de
ácido a ser preparada para titulação das amostras é baseada na provável concentração de
N da amostra digerida. Recomenda-se a concentração de ácido sulfúrico que condicione
ao uso de cerca de 10 mL na titulação da amostra. Pode-se fazer um pequeno ensaio com
a seguinte fórmula: Nac = 0,00007144 x % de N (g/100 g ou g/100 mL) x Pam (mg) (ou Vam,
em mL), em que Nac é a normalidade do ácido a ser usado, % de N é o teor de N do
material a ser analisado, Pam é a massa da amostra digerida, ou no caso da solução (Vam),
o volume digerido. A mínima concentração de ácido que deve ser usada para que a
visualização da mudança de cor do indicador seja fácil é de 0,005 mol L-1.
- Padronização do ácido sulfúrico para titulação: em 3 erlenmeyers de 125 mL, colocar 10
mL de da solução de ácido bórico (indicador) e volume conhecido da solução de TRIS. O
volume a ser colocado depende da concentração de ácido escolhida para a titulação
(normalmente utilizam-se 5 mL de TRIS para solução ácida com concentração superior a
0,02 mol L-1 e 2 mL para soluções entre 0,005 mol L-1 e 0,02 mol L-1. Em seguida, procede-
se a titulação com bureta graduada ou automática. A concentração do ácido padronizado é
calculada por meio da fórmula: Nac = NTRIS x VTRIS/Vac, em que Nac e Vac são a normalidade
do ácido e o volume do ácido gasto na titulação do TRIS, cuja normalidade e cujo volume
usados foram expressos como NTRIS e VTRIS.
- Procedimento de destilação: após esfriamento dos tubos, inicia-se o processo de
destilação a vapor. Ligar a manta aquecedora que contém o balão com cerca de 5 L de
água destilada. Para uniformizar a ebulição da água, adicionar bolinhas de vidro, ou
pedacinhos de cerâmica, ao balão. Ligar a água de resfriamento do condensador (C) um
pouco antes do início da produção de vapor. Quando o sistema iniciar a produção de vapor
d’água, fazer uma limpeza, colocando-se álcool no balão de boca esmerilhada (B) e no
reservatório de NaOH (A) e proceder à destilação. Em seguida, repete-se o processo com
água destilada, para completar a limpeza do aparelho. Para avaliar a qualidade do
processo de destilação, adicionar 10 mL de água destilada no balão de boca esmerilhada e
conectá-lo ao sistema (L). Colocar 10 mL da solução de ácido bórico a 2% com indicadores
em erlenmeyer (E), deixando-o abaixo da saída do condensador do aparelho de destilação,
de tal maneira que a saída do condensador fique 4 cm acima da superfície da solução.
Colocar 15 mL da solução de NaOH (40%) no copo (A) e lentamente deixar escorrer essa
solução para o frasco de destilação (retirar lentamente a rolha “K”). Abrir a válvula do vapor
(F) e proceder à destilação até o volume da solução no erlenmeyer (E), que contém a
solução de ácido bórico a 2% com indicadores, e chegar em 75 mL, o que deverá ocorrer
num intervalo de 4 min, aproximadamente. Após a destilação, o condensado faz com que a
solução de ácido bórico a 2% com indicadores passe do vermelho para o verde-azulado.
Retirar o erlenmeyer e titular com o ácido sulfúrico padrão. Adicionar o ácido até a solução
mudar do verde-azulado para o vermelho. Repetir o procedimento, adicionando 10 mL da
solução de calibração de (NH4)2SO4. A água destilada serve como branco para a solução
de calibração de (NH4)2SO4. Calcular a quantidade de N existente na solução de calibração
e avaliar a condição do sistema. Caso a recuperação de N da solução de calibração seja
inferior a 98%, checar todas as conexões para possível vazamento e limpar novamente o
aparelho. Uma vez garantido o bom funcionamento do destilador, proceder à destilação do
material digerido; iniciar com um branco e, em seguida, processar as amostras.
Recomenda-se destilar a segunda prova em branco após a destilação de todas as
amostras. Após a destilação do material digerido, limpar o aparelho, conforme descrito
anteriormente.
- Cálculo: Teor (g.kg-1) de N na amostra de solo:
 N (%) = [(Ta - Tb) x 14 x Nap/Pa] x 1000,
 em que
Ta = título da amostra em mL,
Tb = título do branco em mL,
Nap = normalidade do ácido sulfúrico padronizado e
 Pa = massa da amostra em mg.
 OBSERVAÇÕES
1. A digestão de Kjeldahl é normalmente conduzida em bloco digestor de
alumínio, com capacidade para vários tubos (em geral, 40 unidades) e
aquecido eletricamente. Para fins de monitoramento, utilizam-se 2 tubos
com uma amostra–padrão, com teor de N conhecido (referência).
Recomenda-se que semanalmente se faça a verificação de temperatura
em todo o bloco.
2. A utilização de tituladores automáticos com leitura digital é conveniente
nessas titulações, pois diminui os erros de operação.
10.2. INCLUSÃO DE NITRATO E NITRITO NA QUANTIFICAÇÃO DO NITROGÊNIO
TOTAL
 10.2.1. PRINCÍPIO
Redução do nitrato e do nitrito a amônio, pela oxidação da liga de Devarda (reagente que
contém cobre, alumínio e zinco, na proporção de 50:45:5), em meio ácido (Liao, 1981).
 10.2.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
Balança analítica.
10.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
Liga de Devarda.
Octanol, p.a.
Ácido sulfúrico, 3 mol L-1: diluir 167 mL de ácido sulfúrico concentrado no volume final de 1 L
em água destilada.
 10.2.4. PROCEDIMENTO
- Em adição ao procedimento de análise de N total do solo, após a colocação da amostra (1
g) de solo no tubo de digestão, acrescentar 0,2 g de liga de Devarda e 6 mL de ácido
sulfúrico a 3 mol L-1.
- Levar ao bloco digestor e manter a temperatura entre 100 e 150°C até a solução iniciar a
fervura. Caso haja formação de espuma, adicionar 2 ou 3 gotas de octanol aos tubos. Após
30 min, retirar os tubos, deixar esfriar e adicionar 1,1 g da mistura catalisadora e 3 mL de
ácido sulfúrico concentrado e continuar com o procedimento de digestão para análise de N
total.
OBSERVAÇÕES
O método de digestão de Kjeldhal inclui somente a fração do nitrato e do
nitrito presente no solo, que varia dependendo do solo. Como,
normalmente, a fração do N total do solo na forma de NO3- ou NO2- é
muito pequena, a não inclusão dessas formas de N não resulta em erros
significativos. A metodologia descrita é recomendada no caso de solos
recentemente adubados com fertilizante nitrogenado ou adubo verde,
quando as formas minerais oxidadas do N se tornam significativas.
10.3. NITROGÊNIO MINERAL (NH4+ E NO3-)
 10.3.1. PRINCÍPIO
Extração de amônio e nitrato (e nitrito) do solo com solução de KCl a 2 mol L-1, sendo a
quantificação feita por titulação, após arraste a vapor da amônia formada com a
alcalinização do extrato pela adição de óxido de magnésio. O nitrato (e o nitrito) é incluído
após redução a amônio pela adição da liga de Devarda.
 10.3.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
Balança (0,001 g)
Medidas de aproximadamente 300 mg para MgO e de 300 mg para a liga de Devarda.
Bureta de precisão (0,01 mL).
Rolo de papel-alumínio ou cadinhos de alumínio para dosar umidade do solo.
Manta aquecedora, com espaço para balão de fundo redondo com capacidade para 5 L.
Pipetas volumétricas (2, 5 e 10 mL).
Balão de fundo redondo, com capacidade para 5 L, e rolha de borracha.
Conjunto destilador descrito na FIGURA 1:
 A - (não é usado nesta determinação);
B – Balão com boca esmerilhada de 250 mL;
C – Condensador;
D – Funil de proteção contra contaminação por condensação;
E – Erlenmeyer, com solução de ácido bórico com indicadores;
F – Registro para controle do fluxo de vapor;
G – Entrada de água docondensador;
H – Entrada do vapor proveniente do balão sob aquecimento da manta;
I – Descarte;
Ja – Junta esmerilhada 10/30;
Jb – Junta esmerilhada 12/30;
Jc – Junta esmerilhada 19/38;
K – (não é usado nesta determinação);
 L – Corpo do destilador;
10.3.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de cloreto de potássio, 2 mol L-1: pesar 149 g de KCl em frasco com volume de 1
L e completar o volume com água destilada.
b) Ácido bórico a 1%: 100 g de H3BO3 p.a. no volume final de 10 L em água destilada.
c) Óxido de magnésio calcinado: colocar em mufla, a 600°C por 6 h, quantidade de MgO
suficiente para a análise.
d) Liga de Devarda.
e) Octanol p.a.
f) H2SO4, 0,5 mol L-1: diluir 29 mL do ácido sulfúrico concentrado para volume final de 1 L
com água destilada.
g) Solução tris-hidroxiaminometano (TRIS): preparar solução 0,03 mol L-1 (3,6342 g L-1).
h) Solução de sulfato de amônio e nitrato de potássio: 1 mg de N-NH4+ + 1 mg de N-NO3- em
10 mL.
i) Álcool etílico.
10.3.4. PROCEDIMENTO
- Determinação da umidade da amostra: pesar em papel-alumínio, previamente tarado,
cerca de 20 g da amostra do solo para análise. Anotar a massa e levar para secagem em
estufa a 105oC, até atingir massa constante (cerca de 48 h). Anotar a massa da amostra
seca. Descontando a massa do papel-alumínio, obtém-se o conteúdo de água da amostra,
por diferença entre a massa da amostra úmida e a massa da mesma amostra seca.
- Extração com KCl, 2 mol L-1: pesar cerca de 30 g da amostra de solo úmido e colocar em
erlenmeyer de 250 mL. Adicionar 150 mL da solução de KCl a 2 mol L-1 e agitar a 220 rpm
por 1 h. Filtrar o extrato ou deixar decantar por uma noite. Deve-se recuperar o volume de
150 mL da solução de KCl a 2 mol L-1. Se a análise não puder ser efetuada no mesmo dia
da extração, armazenar os extratos em geladeira (no máximo por 1 semana).
 - Preparação da solução de ácido bórico + indicador: adicionar 200 mL da solução de
indicadores a 10 L de solução de ácido bórico a 1%. Caso seja necessário, adicionar gotas
de NaOH (0,1 mol L-1), de forma a se obter solução de cor violeta. Neste ponto o pH da
solução está muito próximo do ponto de viragem de cor do indicador, ou seja, mínimas
quantidades de amônia que chegarem à solução alterarão significativamente a cor da
solução para verde-azulado (típica do indicador verde de bromocresol em meio alcalino).
- Padronização do ácido sulfúrico para titulação: em 3 erlenmeyers de 125 mL, colocar 10
mL da solução de ácido bórico (indicador) e um volume conhecido da solução de TRIS. O
volume a ser colocado depende da concentração de ácido escolhida para a titulação
(normalmente utilizam-se 2 mL para soluções entre 0,005 mol L-1 e 0,02 mol L-1, que são
as mais comuns nesta análise). Em seguida, procede-se à titulação, com bureta graduada.
A concentração do ácido padronizado é calculada por meio da fórmula: Nac = NTRIS x
VTRIS/Vac, em que Nac e Vac são a normalidade do ácido e o volume do ácido gasto na
titulação do TRIS, cuja normalidade e cujo volume usados são expressos como NTRIS e
VTRIS.
- Procedimento de destilação: completar o volume do reservatório de água destilada do
balão (5 L) na manta aquecedora. Adicionar uma porção de bolinhas de vidro previamente
secas em estufa ao balão. Ligar a manta. Quando a produção de vapor se iniciar, ligar a
torneira que fornece água ao condensador (C). Antes de iniciar a análise, preencher o
balão (250 mL) de amostra (B), que compõem o sistema de análise, com álcool etílico.
Colocar um erlenmeyer (E) na saída do condensador para coletar o álcool destilado.
Destilar o álcool por 5 min. Repetir o processo com água destilada. Esse processo é feito
para limpar o sistema, antes de se iniciarem as análises. Após a limpeza, faz-se a
verificação do sistema quanto à recuperação de N. Inicia-se com a destilação de 80 mL de
água destilada, coletando-se o destilado em erlenmeyer que contenha 10 mL de ácido
bórico com indicadores (E). Nesse procedimento, após a colocação do extrato no balão do
aparelho (B), adiciona-se uma medida de óxido de magnésio ao balão e imediatamente
encaixa-se o balão no sistema. A destilação deve ser mantida até que o volume do
coletado seja de 75 mL. Em seguida, retira-se o balão do aparelho, acrescenta-se a ele
uma medida de liga de Devarda e imediatamente recoloca-se o balão de volta ao aparelho.
Um novo erlenmeyer com 10 mL da solução de ácido bórico (indicador ) é colocado para
coletar o condensado. A destilação com óxido de magnésio libera o N amoniacal que é
coletado no ácido bórico e é quantificado após titulação com ácido sulfúrico. Na segunda
etapa, a adição de liga de Devarda reduz o nitrato a amônio, que é arrastado pelo vapor,
condensado e coletado no outro erlenmeyer com ácido bórico. Em seguida, repete-se o
processo de destilação com o padrão de sulfato de amônio (transferir 10 mL da solução de
1 mg de N (NH4+ ou NO3-)/10 mL, e completar o volume do balão para 80 mL). Calcula-se a
quantidade de N recuperado com a equação: mg de N = (Vac - Vb) x 14 x Nac, em que Vac e
Nac são o mesmo referido anteriormente e Vb é o volume de ácido gasto com o branco, que
no caso foi a água destilada. A partir desse procedimento, pode-se avaliar o funcionamento
do aparelho. Caso a recuperação de N-NH4+ ou N-NO3- da solução de calibração seja
inferior a 98% ou superior a 102%, a análise deve ser repetida. Uma vez feita essa
avaliação preliminar, iniciar a análise dos brancos de KCl (filtrados se for o caso) e em
seguida fazer a análise dos extratos das amostras de solo.
- Após a análise de todas as amostras, fazer a limpeza do sistema com o álcool coletado no
início do trabalho.
- Cálculos:
mEqac = (Vac – Vab) x Nac,
em que
mEqac = quantidade de miliequivalentes de ácido gasta na titulação da amostra,
Vac = volume (mL) de ácido gasto na titulação da amostra,
Vb = volume (mL) de ácido gasto na titulação do branco e
Nac = normalidade do ácido.
. Como as substâncias reagem equivalente a equivalente (mEqac = mEq da forma de N
mineral titulada), a quantidade em mg de N (NH4+ ou NO3-) presente na alíquota de extrato
analisada é igual ao miliequivalente-grama de N (14,007 mg) x mEqac, ou seja, N-NH4+ ou N-
NO3- (mg) = 14,007 x Nac x Vac.
. Para obter a concentração de N-mineral no extrato, basta dividir o resultado obtido no
passo anterior pelo volume da alíquota usada na destilação (Val). Logo: N-NH4+ ou N-NO3-
(mg.mL-1) = (14,007 x Nac x Vac)/Val.
. Contudo, o objetivo principal da ánalise do solo é saber o teor de N no solo. Para isso,
basta multiplicar a equação anterior pelo volume total de extrato utilizado na extração (Vt)
somado ao volume de água preexistente na massa de amostra (Vaa) usada na extração
(tomando como base a umidade da amostra determinada) e dividir o resultado pela massa
do solo seco (Ps), em kg. Logo: N-NH4+ ou N-NO3- (mg.kg-1) = [(14,007 x Nac x Vac).Val-1] x (Vt
+ Vaa).Ps-1.
OBSERVAÇÕES
Para solos pobres em N (< 1 �g g-1), é necessário que maior quantidade
de solo seja utilizada, o que exige maior tempo em cada determinação. O
problema no aumento do tempo de destilação (> 5min, aproximadamente)
está na interferência das substâncias orgânicas, que podem se hidrolisar e
liberar NH4+, superestimando os resultados (Keeney & Nelson, 1982).
 11. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA
11.1. PRINCÍPIO
A condutometria mede a condutância elétrica de soluções iônicas. A condução da
eletricidade através das soluções iônicas se dá pela migração de íons positivos e negativos
com a aplicação de um campo eletrostático. As soluções de eletrólitos seguem a lei de Ohm,
isto é, a corrente i é diretamente proporcional à força eletromotriz E e inversamente
proporcional à resistência R do meio. A condutividade elétrica de uma solução iônica
depende da concentração e da natureza das várias espécies iônicas presentes em solução.
11.2. MATERIAL E EQUIPAMENTOS
Copo plástico de 100 mL.
Bureta de50 mL.
Bastão de vidro.
Papel–filtro, comum.
Pesa-filtro ou lata de alumínio.
Dessecador.
Funil.
Estufa.
Condutivímetro.
11.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
Solução de cloreto de potássio, 0,01 mol L-1: pesar 0,7456 g do sal previamente seco em
estufa a 110ºC, dissolver em água destilada e completar o volume para 1 L. A condutividade
elétrica desta solução é de 1,42 dS.m-1 a 25ºC (RAIJ et al., 2001).
11.4. PROCEDIMENTO
O procedimento descrito aqui é um método indireto, que utiliza a terra fina (TFSA) e
o extrato aquoso de 1:1 por filtração simples.
 - Umidade residual e fator “f”: Pesar 5 g de terra fina em pesa-filtro previamente tarado,
transferir para estufa a 105°C e deixar durante uma noite. Retirar da estufa, colocar em
dessecador e pesar com aproximação de 0,05 g. Em seguida, calcular a umidade residual
e o fator de umidade, com as seguintes expressões:
Umidade residual (%) = ( 5 – massa da amostra seca a 105ºC) x 20 e
 Fator “f” = 100 / (100 – umidade residual em %).
- Porcentagem de água na pasta de saturação: pesar 50 g de terra fina em copo plástico de
100 mL. Adicionar, pouco a pouco, água destilada contida em uma bureta de 50 mL,
agitando com bastão de vidro. Após, concluir a operação quando a pasta se tornar fluida e
com a superfície espelhada. Anotar o volume gasto e calcular a porcentagem de água na
pasta de saturação com a seguinte expressão:
 Água na pasta saturada (%) = mL de água gastos x 2 x “f”,
Valor 2 - utilizado para corrigir o volume gasto de água para 100 g de amostra.
- Condutividade elétrica (CE) no extrato aquoso 1:1: Após anotar o volume gasto para se
obter o extrato de saturação, continuar adicionando água até o volume total de 50 mL
(extrato 1:1). Em seguida, agitar esporadicamente e deixar em repouso por uma noite.
Filtrar em papel-filtro comum e utilizar o filtrado mesmo sendo turvo para medir a CE na
ponte de condutividade. Medir a temperatura do extrato e ajustar o condutivímetro para
essa temperatura. Aferir a leitura do aparelho com solução de KCl a 0,01 mol L-1 (CE de
1,4 dS.m-1 a 25ºC). Calcular o valor da CE correspondente ao extrato de saturação com a
seguinte expressão:
 
 CE no extrato de saturação (dS.m-1 a 25ºC) = CE no extrato 1:1 x 100 / água
na pasta saturada (em %).
 
Para ajustar o valor calculado da capacidade de troca catiônica (CTC) a valores mais
próximos do real (CTCaj, em mmolc.dm-3), descontando os cátions que se encontram como
sais solúveis na solução do solo, utiliza-se a seguinte equação, considerando que 10 x CE
(dS.m-1) = mmolc de cátions por litro do extrato (RICHARDS, 1954):
CTCaj = CTC – (0,1 x CE no extrato de saturação x água na pasta saturada, em %).
 12. ANÁLISE FÍSICA
12.1. ANÁLISE GRANULOMÉTRICA DO SOLO (MÉTODO DA PIPETA)
12.1.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na dispersão química, com solução de hexametafosfato de sódio ou hidróxido de
sódio, e física (agitação mecânica) dos agregados ou unidades estruturais em partículas
primárias (areia, silte e argila), seguida da combinação de tamisação e processo de
sedimentação, para posterior quantificação proporcional de cada partícula, em g.kg-1. A
fração de areia grossa (θ = 2,0 a 0,2 mm) e a fração de areia fina (θ = 0,2 a 0,05 mm) são
separadas por tamisação. A fração de argila (θ < 0,002 mm) é separada pelo princípio da lei
de Stokes (STOKES, 1851), a qual admite que a sedimentação e a resistência são
inteiramente devidas à viscosidade do líquido, que as partículas são lisas e esféricas e que
não há nenhuma interação entre as partículas na solução. A fração de silte (θ = 0,05 a 0,002
mm) é obtida por diferença.
12.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Agitador elétrico de haste vertical.
Estufa.
Dessecador.
Pipetador de borracha.
Balança analítica.
12.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) dispersante químico − solução de hidróxido de sódio (naoh, 1 mol l-1): pesar 40 g do naoh
e dissolver em água destilada e completar o volume para 1 l.
b) dispersante químico − solução de hexametafosfato de sódio (na4p2o7⋅10 h2o): pesar 35,7
g do hexametafosfato, dissolver em água contida em balão de 1 l, adicionar 7,94 g do
carbonato de sódio anidro e completar o volume.
c) álcool a 60%: diluir 600 ml de álcool etílico 98ºgl em água até completar 1 l. aferir a
solução com alcoômetro.
d) água oxigenada a 30 volumes − obtida no comércio.
e) solução de hcl a 10% - diluir 100 ml de hcl concentrado em água e completar o volume
para 1 l.
12.1.4. PROCEDIMENTO
- Transferir 20 g de TFSA em copo plástico de 250 mL, adicionar 100 mL de água destilada
e 10 mL de solução de carbonato de sódio ou 10 mL de dispersante químico. Agitar com
bastão de vidro e deixar em repouso durante uma noite, cobrindo o copo com vidro de
relógio.
- Transferir o conteúdo para copo metálico do agitador elétrico com o auxílio de pisseta com
água destilada, deixando o volume em torno de 300 mL. Colocar o copo no agitador e
proceder à agitação durante 15 min para solos argilosos e de textura média e durante 5
min para os arenosos. Na dúvida, agitar por 15 min.
- Passar o conteúdo em peneira de 20 cm de diâmetro e malha de 0,053 mm, colocada
sobre um funil apoiado em um suporte, tendo logo abaixo uma proveta de 1 L. Lavar o
material retido na peneira e completar o volume do cilindro até o aferimento. Transferir a
fração de areia (grossa e fina) para lata de alumínio numerada e de massa conhecida e
colocar na estufa. Após secagem, deixar esfriar e pesar com aproximação de 0,05 g.
- Preparar prova em branco (PB), transferindo para proveta de 1 L a mesma quantidade de
dispersante (10 mL de solução com 1 mol L-1 de hidróxido de sódio ou solução de
hexametafosfato de sódio) utilizado no copo de plástico de 250 mL e completar com água.
Medir a temperatura da prova em branco e da amostra e determinar o tempo de
sedimentação (Tabela 1).
- Agitar a suspensão com a amostra de solo durante 20 seg com bastão cuja extremidade
inferior possua um disco plástico de diâmetro um pouco menor do que o do cilindro ou da
proveta e com vários furos. Marcar o tempo após concluir a agitação. A sedimentação deve
ocorrer sob temperatura constante e livre de qualquer agitação.
- Passado o tempo de sedimentação (Tabela 1), introduzir, cuidadosamente, para evitar
turbulência, pipeta de 50 mL com pipetador automático de borracha no centro da proveta
até a profundidade de 5 cm, e coletar a suspensão. Transferir para cápsula de porcelana
ou béquer numerado e de massa conhecida, juntamente com a porção de água destilada
proveniente da lavagem interna da pipeta. Repetir essa operação para a prova em branco.
Colocar a cápsula na estufa a 105ºC e deixar secar completamente. Retirar, colocar em
dessecador, deixar esfriar e pesar com aproximação de 0,0001 g.
- Calcular os valores das frações de acordo com as seguintes expressões:
teor de areia (g.dm-3) = areia em gramas x 5 000,
teor de silte (g.dm-3) = 10.000 – (argila em gramas + areia em gramas) e
teor de argila (g.dm-3) = [(argila em gramas + PB)] – [PB x 10.000],
em que
PB = prova em branco ou fator de correção do dispersante (em gramas).
Tabela 1. Tempo de sedimentação para a coleta da fração de argila (θ < 0,002 mm) com
pipeta à profundidade de 5 cm.
Temperatura (ºC) Tempo de sedimentação Temperatura (ºC) Tempo de sedimentação
10 5h 11’ 23 3h 43’
11 5h 03’ 24 3h 38’
12 4h 55’ 25 3h 33’
13 4h 47’ 26 3h 28’
14 4h 39’ 27 3h 24’
15 4h 33’ 28 3h 19’
16 4h 26’ 29 3h 15’
17 4h 20’ 30 3h 10’
18 4h 12’ 31 3h 07’
19 4h 06’ 32 3h 03’
20 4h 00’ 33 2h 58’
21 3h 54’ 34 2h 55’
22 3h 48’ 35 2h 52’
OBSERVAÇÕES
1. Se após proceder à dispersão da amostra de solo, com adição de
NaOH e agitação mecânica, for observada rápida queda da fração de
argila, ou seja, a suspensão passa de turva para clara em até 30 min, é
necessário que se faça pré-tratamento para auxiliar na dispersão da
amostra. Inicialmente, tenta-se a dispersão aplicando-se 10 mLde
hexametafosfato de sódio. Se persistir o problema, adicionar 10 mL de
HCl a 10% à amostra original e agitar com bastão de vidro até quando
não se observar mais efervescência. Cobrir com vidro de relógio e
deixar em repouso uma noite. Adicionar mais 5 a 10 mL do ácido e
verificar a ausência de efervescência. Transferir a amostra para funil de
vidro com papel-filtro. Lavar a amostra com água até que uma pequena
porção do filtrado não apresente reação de cloretos pelo nitrato de
prata. Colocar o papel-filtro com a amostra numa bandeja para secar ao
ar. Homogeneizar a amostra e, em seguida, pesar a quantidade
necessária para a análise granulométrica.
2. Para solos ricos em matéria orgânica (teor > 50 g kg-1, coloração
escura), colocar 50 g de solo em cápsula de porcelana, adicionar um
pouco de água e porções sucessivas de água oxigenada a 30 volumes
(5 a 10 mL). Agitar com bastão de vidro e verificar a reação
efervescente. Suspender a adição da água oxigenada, cobrir a cápsula
com vidro de relógio e deixar em repouso durante uma noite. Repetir a
operação até total finalização de reação. Colocar a cápsula para secar
em estufa entre 50oC e 60ºC e depois adicionar uma última quantidade
de água oxigenada (5 mL). Passar a amostra para funil de vidro com
papel-filtro e lavar várias vezes com água (3 a 5 vezes). Secar a
amostra ao ar, homogeneizar e pesar a quantidade necessária para a
análise granulométrica.
3. Para separar a areia fina da areia grossa, proceder da seguinte maneira:
lavar a areia retida na peneira de 0,053 mm com jato forte de água.
Com o auxílio de pisseta, cuidadosamente, transferir a fração de areia
(grossa + fina) para recipiente de alumínio de massa conhecida e levar
para estufa a 105ºC. Após secagem completa, colocar o recipiente com
a fração de areia (grossa + fina) em dessecador para resfriar e, em
seguida, pesar com aproximação de 0,05 g. Após pesagem, passar a
fração de areia para peneira com malha de 0,2 mm (no 70), sobre
recipiente de metal de mesmo diâmetro (normalmente fornecido pelo
fabricante das peneiras) e separar a areia grossa. Passar a areia fina
para um recipiente de alumínio previamente tarado e proceder à
pesagem.
12.2. CAPACIDADE DE RETENÇÃO DE ÁGUA DO SOLO
12.2.1. PRINCÍPIO
Também denominada de umidade obtida no aparelho extrator de Richards (RICHARDS,
1941), esta análise se baseia na aplicação de diferentes tensões em amostras de solo
saturadas, até que elas parem de perder água, sendo possível, assim, construir um gráfico
relacionando a umidade da amostra com a tensão aplicada no aparelho, conhecida como
curva característica de retenção de umidade do solo.
12.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Aparelho extrator de Richards.
Placa de cerâmica de 0,1; 0,3 e 1,5 MPa.
Compressor.
Estufa.
Balança analítica.
12.2.3. PROCEDIMENTO
- Pode-se utilizar amostras indeformadas e deformadas. Para amostras deformadas (TFSA),
distribuir anéis de PVC de 5 cm de comprimento e 1 cm de altura na placa porosa e
transferir 25 a 30 g de TFSA para o interior dos anéis. Compactar levemente com auxílio
da base lisa de um recipiente de mesmo diâmetro. Adicionar água na placa de cerâmica
até que o nível desta fique bem próximo da borda do anel de PVC. Deixar as amostras
nessas condições até completa saturação, geralmente durante uma noite.
- As amostras indeformadas também devem ser saturadas. Para isso, retirar a tampa da
parte superior, colocar tecido do tipo morim na borda cortante do cilindro (parte inferior),
prender com elástico e colocar em bandeja com água por 24 h.
- Após a saturação das amostras, retira-se os cilindros da bandeja e deixa-se escorrer o
excesso de água. Em seguida pesa-se o cilindro e anota-se o valor que vai caracterizar a
porcentagem de saturação.
- Colocar a placa de cerâmica de 0,1 MPa por cerca de 2 h para saturar, depois introduzi-la
no aparelho extrator de Richards, apertar bem os parafusos e abrir os reguladores de
pressão gradativamente até que o manômetro acuse 0,006 Mpa.
- Quando cessar a drenagem, descarregar a pressão, abrir o aparelho, retirar as amostras e
pesar. Esse valor é a base do cálculo para o primeiro ponto da curva.
- Retornar a amostra ao aparelho sobre a placa de 0,1 MPa e regular a pressão para 0,01
Mpa. Repetir essas operações, até a última pressão de 1,5 Mpa, em que, para as tensões
de 0,5, 1 e 1,5 Mpa, utilizar placa de 1.5 Mpa.
- Após pesar o cilindro retirado da última pressão (1,5 MPa), pesa-se o elástico que prendia
o tecido de morim.
- Levar o cilindro para a estufa a 1050C e, no dia seguinte, pesar o cilindro com a amostra
seca.
- Retirar a amostra do cilindro e pesar o cilindro vazio mais o pedaço de tecido de morim.
- Calcular a umidade obtida em cada tensão aplicada com a seguinte expressão:
.Em p/p - Umidade (MPa) = 100 (a - b) e
 b
.Em p/v - Umidade (MPa) = 100 (a - b),
 v
em que
a = massa da amostra após ser submetida à pressão utilizada: 0,01; 0,033; 0,1; 0,5;
1 ou 1,5 Mpa,
b = massa em gramas da amostra seca a 105oC e
v = volume em centímetros cúbicos do cilindro = pi.r2.h.
OBSERVAÇÃO
O uso de amostras indeformadas é mais recomendável, pois essas
preservam a estrutura do solo, o que interfere na retenção de água,
especialmente nas tensões abaixo de 1,5 Mpa, quando se deseja calcular
a macroporosidade, a microporosidade e a capacidade de armazenamento
de água disponível (CAD).
12.3. DENSIDADE DO SOLO
12.3.1. PRINCÍPIO
A densidade do solo ou densidade aparente relaciona a massa do solo ao volume ocupado
por essa massa mais seu espaço poroso. Dessa forma, o método do anel volumétrico
baseia-se na coleta de amostras com estrutura indeformada utilizando um anel de aço de
bordas cortantes, cujo volume interno é, em geral, de 50 cm3, conhecido como anel de
Kopecky, podendo também se utilizar outro anel de volume similar.
12.3.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Estufa.
Balança analítica.
Anel de Kopecky ou cilindro volumétrico com instrumento guia.
12.3.3. PROCEDIMENTO
 - As amostras podem ser coletadas pela superfície do solo ou, dentro de uma trincheira, na
face do horizonte do solo.
- Limpar a superfície com faca ou espátula, posicionar o cilindro no solo e acoplar o
instrumento guia.
- Inserir o cilindro no solo martelando sutilmente o instrumento guia, até que o solo saia 3
mm do cilindro.
- Para retirar o cilindro, escavar com excesso de solo nas extremidades do cilindro.
- Cuidadosamente, aparar as extremidades do cilindro, retirando o excesso de solo com faca
ou espátula,
- Transferir o conteúdo (amostra de solo) do cilindro para saco plástico ou recipiente limpos.
- Transferir a amostra para recipiente de alumínio numerado e de massa conhecida. Colocar
na estufa a 105ºC e, após 24 a 48 h, retirar, deixar esfriar e pesar.
- Após determinar o volume do cilindro, calcular a densidade do solo com a seguinte
expressão:
Densidade do solo (kg.dm-3) = a/b,
em que
 a = massa da amostra seca a 105 ºC (kg) e
b = volume do anel ou cilindro (dm3).
OBSERVAÇÃO
1. Se após a retirada da amostra for observado que a massa do solo não
preencheu totalmente o anel, repetir a amostragem.
2. Verificar, após a retirada da amostra do anel volumétrico, a eficiência da
amostragem e registrar, se for o caso, a presença do enrugamento na
extremidade da amostra, presença de raízes ou canais.
3. Pelo fato de os solos apresentarem alta variabilidade no campo, a
densidade varia consideravelmente, especialmente onde poros maiores
ocorrem. Assim, recomenda-se várias repetições (Rowell, 1994).
 13. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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CAPÍTULO 7 - ÁGUA
Ana Cândida Primavesi1
Aluísio G. de Andrade2
Bruno José Rodrigues Alves3
César de Rosso4
Edyr M. Batista5
Hélio Teixeira Prates6
Fábio R. Ortiz7
Jomar Mello7
Marcos Roberto Ferraz8
Nirceu W. Linhares9
Pedro L.O. de A. Machado2, coordenador
Regina Moeller10
Rita de Cássia Souza Alves11
William Marra Silva12
 1. INTRODUÇÃO
A água é material vital para a agricultura. Assim, a análise desse recurso natural tem sido
conduzida em diversos laboratórios da Embrapa, visando conhecer suas características
químicas antes de utilizá-la para os mais variados fins. Além disso, o interesse em analisar a
água vem crescendo ultimamente com a necessidade de se proteger o ambiente de
determinado tipo de poluição ou degradação (GREENBERG ET AL., 1992; HUNT &
WILSON, 1995). Aqui são apresentados e descritos os procedimentos mais comumente
adotados nas Unidades da Embrapa.
 2. pH
2.1. Princípio
O pH de uma solução se baseia na atividade dos íons de hidrogênio presentes na solução e
é definido como – log [H+].
___________________________________________________________________________
1Embrapa Pecuária Sudeste; 2Embrapa Solos; 3Embrapa Agrobiologia; 4Embrapa Meio Ambiente;
5Embrapa Acre; 6Embrapa Milho e Sorgo; 7Embrapa Soja; 8Faculdade de Zootecnia e Engenharia de
Alimentos, USP; 9Embrapa Cerrados; 10Embrapa Amazônia Oriental; 11Embrapa Roraima; 12Embrapa
Agropecuária Oeste
2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Potenciômetro.
Eletrodo de vidro combinado.
2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
 a) padrão de ph = 4,01 (ou tampão 4,01): uso de solução comercial ou, em béquer, pesar
exatamente 1,4189 g de na2hpo4 (previamente seco) e 1,3601 g de kh2po4. dissolvê-los
em água e, em balão volumétrico, completar com água destilada até 1 l. manter sob
refrigeração (4ºc).
 b) padrão de ph = 7,00 (ou tampão 7,00): uso de solução comercial ou, em béquer, pesar
exatamente 5,1054 g de ftalato ácido de potássio ou biftalato de potássio. dissolvê-lo
em água e, em balão volumétrico, completar com água destilada até 1 l. manter sob
refrigeração (4ºc).
 c) solução de kcl, 3 mol l-1, saturada com agcl: dissolver 22,363 g de cloreto de potássio em
cerca de 80 ml de água destilada e adicionar cerca de 0,07 g de nitrato de prata (agno3)
e completar para 100 mL. Ocorre a formação de um precipitado. Guardar em ambiente
escuro.
2.4. PROCEDIMENTO
- Lavar o eletrodo com água destilada, usando depois um papel absorvente para retirar a
água, sem atritar o papel no eletrodo.
- Calibrar o potenciômetro com os padrões de pH, de acordo com normas do fabricante do
equipamento.
- Transferir parte da amostra para um béquer, evitando a agitação da amostra (para evitar
absorção de gases e, assim, variação do pH) e colocar o eletrodo de vidro. Esperar a
estabilidade da resposta (se o potenciômetro não fizer compensação automática da
temperatura, medi-la e ajustar o aparelho) e fazer a leitura. Evitar que o bulbo do eletrodo
toque nas paredes ou no fundo do béquer.
OBSERVAÇÕES
1. Remova a tampa que cobre o respiro apenas durante a medida,
mantendo-o tampado quando em repouso.
2. O nível da solução do eletrodo de referência deve ser mantido próximo
ao respiro (0,5 − 1 cm abaixo). Completar, se necessário, com KCl a 3
mol L-1 saturado com AgCl.
3. A resposta do eletrodo deve ser superior a 95% da resposta teórica.
Alguns aparelhos fornecem a estabilidade do eletrodo (“drift”) e valores
aceitáveis estão na faixa de ± 2 mV/min.
4. Amostras que contém sulfeto tendem a afetar o diafragma (que faz
contato elétrico entre o eletrodo de referência e a solução); quantomenor for o teor de sais dissolvidos, mais lenta será a resposta do
eletrodo.
 3. CÁLCIO E MAGNÉSIO
3.1.PRINCÍPIO
Baseia-se na determinação de teores de cálcio e de magnésio dissolvidos em amostras de
água, em espectrofotômetro de absorção atômica.
3.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Espectrofotômetro de absorção atômica.
 
3.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
- Solução de lantânio a 10%: pesar em béquer 117 g de óxido de lantânio (La2O3),
umedecer com água e adicionar aos poucos 500 mL de HCl concentrado, em capela.
Após esfriar, completar o volume com água para 1 L.
- Solução de lantânio a 1,1%: medir 11 mL da solução de lantânio a 10% e diluir com água
para 100 mL.
3.4. PROCEDIMENTO
- As determinações são efetuadas em espectrofotômetro de absorção atômica. Em 10 mL
das amostras e da curva de calibração (0,0 e 1,0 mg L-1 de Ca e Mg) é adicionado 1 mL da
solução de lantânio a 1,1%, resultando em concentração final de 1.000 mg L-1 de La nos
extratos de leitura. Os resultados são expressos em mg L-1.
 
 4. SÓDIO E POTÁSSIO
4.1.PRINCÍPIO
Quando uma solução que contém diversas substâncias é atomizada e as minúsculas
partículas da solução são projetadas sobre uma chama, há excitação dos átomos, isto é, há
deslocamento de certos elétrons a níveis energéticos mais elevados; quando os átomos
voltam ao seu nível energético natural, há emissão da energia absorvida na forma de
radiação. Os átomos excitados do elemento de interesse emitem luz em certos
comprimentos de onda discretos e característicos do elemento. A radiação de comprimento
de onda de interesse é separada da radiação emitida remanescente e sua intensidade é
medida. Essa medida de intensidade pode ser relacionada diretamente com a concentração
do elemento de interesse, comparando-se a intensidade medida com uma curva de
calibração.
4.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Fotômetro de chama.
Vidrarias.
Pipetas volumétricas.
4.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Solução 1000 mg L-1 de potássio: dissolver 1,9067 g de KCl, p.a., seco em estufa a
100ºC por 2 h, e completar o volume a 1000 mL com água. Armazenar em frasco de
polietieno sob refrigeração.
c) Curva de calibração de potássio: em balões volumétricos de 100 mL, transferir 0,0, 0,5,
1,0, 1,5 e 2,0 mL da solução 1000 mg L-1 K, completando o volume com água
desionizada. Essas soluções contêm, respectivamente, 0,0, 5,0, 10,0, 15,0 e 20,0 mg.L-1
de K.
d) Solução 1000 mg L-1 de sódio: dissolver 2,5421g de NaCl, p.a., seco em estufa a 100ºC
por 2 h, completando o volume a 1000 mL com água. Armazenar em frasco de polietieno
sob refrigeração.
e) Curva de calibração de sódio: em balões volumétricos de 100 mL, transferir 0,0, 0,5, 1,0,
1,5 e 2,0 mL da solução 1000 mg L-1 Na, completando o volume com água desionizada.
Essas soluções contêm, respectivamente, 0,0, 5,0, 10,0, 15,0 e 20,0 mg.L-1 de Na.
4.4. PROCEDIMENTO
A determinação de Na e K deverá ser realizada diretamente nas amostras de água. Calibrar
o fotômetro de chama com os pontos 0 e 20 mg L-1 de K da curva de calibração. Quando da
estabilização do aparelho, iniciar as leituras da curva de calibração e das amostras. O
mesmo procedimento deverá ser feito para a determinação de Na.
Observações:
1. Os teores de Na e K nas amostras são obtidos a partir da relação entre
a porcentagem de emissão x concentração.
2. Para facilitar o trabalho, pode-se preparar curva de calibração mista (K
e Na).
3. O espectrômetro de absorção atômica deverá ser preferencialmente
utilizado no modo “emissão”. Porém, os custos serão mais elevados, em
função da utilização de acetileno em lugar de propano (fotômetro de
chama).
4. ICP OES apresenta maior sensibilidade, podendo ser vantajoso seu
emprego em caso de análises multielementares.
 5. ALCALINIDADE TOTAL
5.1. PRINCÍPIO
A alcalinidade total baseia-se na concentração total de hidróxidos, carbonatos e
bicarbonatos dissolvidos e determinados por titulometria com solução-padrão de ácido
clorídrico.
5.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Microbureta ou bureta de pistão.
 
5.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de ácido clorídrico, 0,05 mol L-1: em capela, diluir cerca de 4,2 mL de ácido
clorídrico concentrado, em 100 mL de água destilada, e completar para 1 L.
b) Solução indicadora de vermelho de metila: dissolver 0,2 g de vermelho de metila em 60
mL de etanol e diluir com água destilada até 100 mL.
c) Solução indicadora de fenolftaleína: dissolver 1 g de fenolftaleína em 60 mL de etanol
p.a. e completar o volume para 100 mL com água destilada.
d) Solução indicadora de alaranjado de metila: dissolver 0,2 g de alaranjado de metila em
água destilada quente, esfriar, filtrar se necessário e diluir para 100 mL.
5.4. PROCEDIMENTO
 - Padronização: lavar a microbureta internamente uma ou duas vezes com a solução de
ácido clorídrico a ser padronizada. Pesar entre 0,08 e 0,1 g de tetraborato de sódio
(Na2B4O7⋅10H2O), anotando exatamente a massa pesada, e transferir quantitativamente
para béquer de 50 mL usando cerca 20 mL de água destilada. Adicionar de 3 a 5 gotas de
solução indicadora de vermelho de metila, manter com agitação moderada constante e
titular até mudança de cor do amarelo para o rosa-claro. No caso de se utilizar bureta de
25 ou 50 mL, aumentar a massa de bórax para 0,4 a 0,5 g.
- A concentração do ácido (em mol L-1) é dada pela equação:
CHCl = Mborax x 5,2433/ VHCl,
em que
Mborax = massa exata de bórax (g) e
VHCl = volume de HCl gasto na titulação (mL).
- Determinação da alcalinidade total: em béquer de 250 mL, colocar alíquota de 100 mL de
amostra e de 3 a 5 gotas de fenolftaleina. Se a solução ficar vermelha, titular até a viragem
para incolor. Adicionar, então, de 3 a 5 gotas de alaranjado de metila e continuar a
titulação até a viragem do amarelo para o alaranjado. A alcalinidade total (expressa em mg
L-1 ) é calculada pela equação:
C = (5 x 104 x CHCl/Vamostra) x Vtit,
em que
 CHCl = concentração da solução padrão do ácido clorídrico,
 Vamostra = volume de amostra utilizado e
 Vtit = volume total de ácido consumido na titulação.
OBSERVAÇÕES
1. Este parâmetro é usado, juntamente com o pH e a dureza da água, para
avaliação de características corrosivas ou incrustantes da amostra.
2. A padronização com bórax é mais prática do que com carbonato de
sódio, pois nesta última é necessária uma etapa de aquecimento para
eliminação do CO2 formado.
3. Variar o volume de amostra, se necessário.
4. Para a determinação precisa em águas com alcalinidade abaixo de 200
mg L-1 de CaCO3, é recomendável o uso de métodos potenciométricos
com detecção do ponto de inflexão pelo método de Gran, por exemplo,
uma vez que nesse caso o pH do ponto de inflexão (ponto final ou ponto
de viragem) é função da própria alcalinidade do meio.
 6. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA
6.1. PRINCÍPIO
A condutividade elétrica é a medida da capacidade da solução de conduzir corrente elétrica.
Ela depende dos tipos de íons presentes e de suas concentrações, assim como da
temperatura da solução. Na análise de águas, fornece indicação da concentração total de
íons em solução.
6.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Condutivímetro e célula condutivimétrica (eletrodos).
6.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
 Solução de referência de KCl, 0,01 mol L-1: dissolver 0,7456 g de cloreto de potássio (seco
por um noite a 110oC e guardado em dessecador até atingir a temperatura ambiente) em
água destilada e diluir para 1 L. Esta solução tem condutividade elétrica de 1,42 dS.m-1 a
25oC.
 
6.4. PROCEDIMENTO
 - Calibração do aparelho: colocar a célula condutivimétrica em um pequeno béquer que
contenha a solução de referência de KCl e esperar a estabilização da leitura (cerca de 20
seg). Para condutivímetros com compensação manual de temperatura, medi-la e ajustar o
aparelho para a temperatura correspondente. Ajustar o aparelho para a condutividade da
soluçãode referência.
 - Determinação da conduvidade elétrica: colocar a célula condutivimétrica recém-lavada com
água destilada em um pequeno béquer que contenha a amostra, esperar a estabilização
do sinal e fazer a leitura diretamente.
OBSERVAÇÕES
1. Quando não estiver sendo utilizada, a célula deve ser mantida em água
destilada.
2. Para o uso de solução de referência de KCl em outra concentração,
deve ser consultada uma tabela para verificação da condutividade elétrica
dessa nova solução, uma vez que a correlação entre condutividade e
concentração de KCl não é linear.
 7. OXIGÊNIO DISSOLVIDO (OD)
7.1. PRINCÍPIO
A determinação de oxigênio dissolvido baseia-se na oxidação de Mn(II) pelo oxigênio do
ambiente, levando à formação de um precipitado de óxido de Mn(IV). Este é, então,
redissolvido e reduzido pelo iodeto em meio ácido, formando iodo, sendo em seguida
quantificado com tiossulfato de sódio (método de Wincler).
7.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
 Frascos (150 − 300 mL) especiais para OD.
Microbureta ou bureta de pistão, com precisão igual a pelo menos ± 0,05 mL.
7.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de sulfato manganoso: dissolver 182,7 g de MnSO4⋅H2O (ou 200,7 g de
MnSO4⋅2H2O ou 236,7 g MnSO4⋅4H2O) em água destilada (recém-fervida) e diluir para
500 mL.
b) Solução de iodeto-azida: dissolver 500 g de NaOH e 150 g de KI em cerca de 900 mL de
água destilada, resfriar em banho de água ou gelo, adicionar 10 g de azida sódica
(NaN3) dissolvida em 40 mL de água destilada e diluir para 1 L. Descartar quando esta
solução diluída e acidificada ficar azul com algumas gotas de solução de amido.
c) Solução-estoque de tiossulfato, 0,25 mol L-1: dissolver 62,05 g de tiossulfato de sódio
(Na2S2O7⋅5H2O), acrescentar 1 mL de clorofórmio e diluir para 1 L.
 d) Solução de tiossulfato de sódio, 0,0125 mol L-1: retirar alíquota de 50 ml da solução-
estoque de tiossulfato a 0,25 mol L-1 , acrescentar 1 ml de clorofórmio e diluir para 1 l.
 e) Solução de amido: dissolver 0,5 g de amido num pouco de água destilada e adicionar a
50 ml de água destilada fervente. Manter o aquecimento até se obter solução límpida.
Descartar a solução de amido quando se apresentar turva ou com fungos.
Alternativamente, pode-se adicionar 0,1 g de ácido salicílico como preservativo.
 f) Solução-padrão de dicromato de sódio, 0,0125 mol L-1: dissolver 0,61218 g de K2Cr2O7
(previamente seco por 2 h e guardado em dessecador até esfriar) e completar para 1 L.
 g) Solução-padrão de iodato de potássio, 0,0250 mol L-1: dissolver 0,8917 g de iodato de
potássio (KIO3 seco a 120oC por 1 h) em água destilada e completar para 1 L. Manter
em frasco de vidro âmbar e sob refrigeração.
7.4. PROCEDIMENTO
 - Amostragem: a amostra de água é transferida de uma garrafa coletora (do tipo Kermmerer
ou Van Dorn) para o frasco de OD por meio de mangueira, imersa, sem muita agitação e
deixando transbordar 2 a 3 vezes o volume do frasco. Adiciona-se 1 mL de solução de
sulfato manganoso e 1 mL de solução de iodeto-azida. O frasco deve ser fechado sem
guardar bolhas de ar.
 - Padronização do tiossulfato de sódio:
 
Método 1 – com dicromato de potássio: dissolver 1 g de iodeto de potássio em erlemmeyer
com 100 mL de água destilada e adicionar (com cuidado!) cerca de 1 mL de ácido sulfúrico
concentrado (ou 20 mL de ácido sulfúrico a 1,8 mol L-1) e 10 mL de solução-padrão de
dicromato de potássio a 0,0125 mol L-1, tampar e manter em repouso no escuro por 5 min.
Adicionar mais cerca de 100 mL e titular com a solução de tiossulfato a ser padronizada
até se obter solução amarelo-clara. Acrescentar algumas gotas de amido e continuar a
titular até o desaparecimento da cor azul. Calcular a média do volume gasto (em mL) de
duas ou três repetições:
Nefetiva = Ndicrom x Vdicrom/Vgasto = 0,125/Vgasto
f = Nefetiva/Nnominal ∴
f = 10 mL/Vgasto.
Método 2 − com iodeto de potássio: similar ao método 1, substituindo, porém, os 10 mL da
solução-padrão de dicromato de sódio por exatos 5 mL da solução de iodato de sódio a
0,025 mol L-1.
Nefetiva = 0,125/Vgasto ∴
f = 10 mL/Vgasto.
- Determinação de OD: adicionar 1,0 mL de ácido sulfúrico concentrado (com cuidado, sem
produzir bolhas), tampar e agitar para dissolver o precipitado. Deixar em repouso no
escuro por cerca de 20 min, retirar alíquotas de 50 mL e titular com a solução de tiossulfato
de sódio 0,0125N até ocorrer coloração amarelo-clara. Acrescentar algumas gotas de
amido e continuar a titulação, até o desaparecimento da cor azul.
 
- Cálculos:
O2 (mg L-1) = (Ntio x Vtio/Valíquota) x 7,9994 x 103 = 2f x Vtio,
em que
f = fator determinado na padronização do tiossulfato de sódio e
Vtio = média do volume gasto de tiossulfato de sódio a 0,0125 mol L-1 em duas ou três
repetições.
OBSERVAÇÕES
1. Procedimento aplicável para amostras com teores de O2 dissolvido
superiores a 0,1 mg L-1 e teores de Fe(III) e Fe(II) inferiores a 200 mg L-
1
 e 1,0 mg L-1, respectivamente. Outros oxidantes e redutores fortes,
amostras com alcalinidade elevada e matéria orgânica facilmente
oxidável apresentam interferências.
2. A amostragem deve ser realizada de forma a não haver movimentação
brusca da água,de forma a evitar o aumento na oxigenação.
 8. DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO)
8.1.PRINCÍPIO
Baseia-se no teor de substâncias oxidáveis pelo ácido permangânico, que fornece um
indicativo do consumo de oxigênio necessário para oxidar todas essas substâncias.
8.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Chapa aquecedora.
Bureta graduada.
 
8.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução de oxalato, 0,05 mol L-1: pesar 6,70 g de oxalato de sódio (Na2C2O4)
previamente seco em estufa a 105°C durante aproxim adamente 2 h. Dissolver em água
quente, esfriar e completar o volume para 1 L. Armazenar em frasco de polietileno.
b) Solução de KMnO4, 0,02 mol L-1: dissolver 3,2 g de permanganato de potássio (KMnO4)
em água recentemente fervida, deixar esfriar em temperatura ambiente e completar o
volume para 1 L. Ferver a solução durante 1 h e deixar em repouso durante
aproximadamente 24 h. Filtrar em fibra de vidro (isenta de materiais redutores) e
padronizar com a solução de oxalato 0,05 mol L-1. Armazenar em frasco de vidro escuro
ou recoberto com papel alumínio. Padronizar periodicamente.
c) Solução de KMnO4, 0,0025 mol L-1: medir 125 mL da solução de permanganato a 0,02
mol L-1 e diluir para 1 L com água recentemente fervida e esfriada em temperatura
ambiente. Armazenar em frasco de vidro escuro. Preparar semanalmente.
d) Solução de oxalato 0,0062 mol L-1: medir 125 mL da solução de oxalato a 0,05 mol L-1 e
diluir com água para 1 L.
8.4. PROCEDIMENTO
- Medir 100 mL das amostras e transferir para erlenmeyer de 500 mL. Adicionar 10 mL de
H2SO4 e 10 mL da solução de KMnO4 a 0,0025 mol L-1.
- Fazer prova em branco completa com água desionizada.
- Aquecer os erlenmeyers em chapa, durante 15 min após o início da ebulição. Caso o
permanganato descore, repetir a digestão, utilizando maior quantidade de KMnO4 a 0,0025
mol L-1.
- Em seguida, adicionar em cada erlenmeyer 10 mL da solução de oxalato a 0,0062 mol L-1.
- Titular em seguida com a solução de KMnO4 a 0,0025 mol L-1, até o aparecimento da
primeira coloração rósea persistente por mais de 15 seg. Cada mL gasto da solução de
KMnO4 a 0,0025 mol L-1 equivale a 1 mg L-1 de oxigênio consumido, devendo-se subtrair a
leitura do branco.
OBSERVAÇÕES
1. Seu teor é superior à DBO, que indica o consumo de oxigênio causado
pela ação bacteriana.
2. Este parâmetro expressa apenas a estimativa do consumo de oxigênio.
Assim, não é possível saber com precisão se essas substâncias viriam
a ser oxidadas na água em análise.
 9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
GREENBERG, A.E.; CLESCERI, L.S.; EATON, A.D. Standard methods for the
examination water and wastewater, 18.ed.. Washington, DC: American Public Health
Association, AmericanWater Works Association, American Environment Federation, 1992.
Paginação irregular.
HUNT, D.T.E.; WILSON, A.L. The chemical analysis of water: general principles and
techniques. 2.ed. Gateshead: The Royal Society of Chemistry / Athaenaeum Press Ltd.,
1995. 683p.
 
 ANEXO
 
 Fatores de conversão usados para adequação dos valores das análises de solo e
tecido vegetal, entre as unidades de medida tradicionais e do Sistema Internacional
(SI).
 
Variável Unidade de medida
Tradicional Para converter para Unidades SI, multiplicar por:
cmolc dm-3 Mmolc dm-3 Mg dm-3 g kg-1 mg kg-1
Al, Ca e Mg meq 100cm-3 1 10 - - -
K meq 100cm-3 1 10 391 - -
P, K, B, Cu, Fe, Mn, Zn ppm - - 1 - -
Acidez potencial
(H+Al), Soma de
bases, CTC efetiva (t)
e potencial (T)
meq 100cm-3 1 10 - - -
Matéria orgânica % - - - 10 -
Granulometria (areia,
silte e argila)
% - - - 10 -
N, P, K, Ca, Mg, S % - - - 10 -
B, Cu, Fe, Mn, Zn ppm - - - - 1
CAPÍTULO 8 - TECIDO VEGETAL
Ana Rita A. Nogueira1
Areolino de Oliveira Matos2
Ciríaca A. F. de Santana do Carmo3, Coordenadora
Daví J. Silva4
Flávio Lages Monteiro5
Gilberto Batista de Souza1
Gilson Villaça Exel Pitta6
Gonçalo Mourão Carlos7
Henrique de Oliveira8
José Aniíbal Comastri Filho9
Mario Miyazawa10
Waldemar de Oliveira Neto11
 1. INTRODUÇÃO
Os teores dos elementos N, P, K, Ca, Mg, S, B, Cl, Cu, Fe, Na, Mn, Mo e Zn,
encontrados nos tecidos vegetais, constituem um dos parâmetros mais eficientes para
avaliar o estado nutricional das plantas. As análises químicas do tecido vegetal, em conjunto
com a análise de solo, são amplamente utilizadas na agricultura para diagnóstico do estado
nutricional das plantas, constituindo um dos mais valiosos instrumentos de auxílio na
recomendação de um programa racional de adubação, principalmente no caso de culturas
perenes e semiperenes, como as fruteiras e a cana-de-açúcar. Essas determinações são
normalmente realizadas nas folhas, por ser esse o órgão que melhor reflete se a planta está
bem nutrida ou não, se há falta ou excesso de nutrientes.
Para a determinação dos teores dos elementos químicos presentes nas plantas, são
utilizados diferentes métodos analíticos. Muitos são os fatores envolvidos na escolha dos
métodos e os mais importantes são: fatores de segurança (periculosidade, toxidez),
disponibilidade do equipamento, elemento a ser determinado, precisão e exatidão, tempo
necessário para obtenção dos resultados, limites de detecção e determinação, capacitação
do analista e custo. Os resultados fornecidos são referentes aos teores dos elementos
presentes na matéria seca do tecido vegetal.
-----------------------------------------------------------------
1Embrapa Pecuária Sudeste; 2Embrapa Amazônia Oriental; 3Embrapa Solos; 4Embrapa Semi-Árido; 5Embrapa
Agrobiologia; 6Embrapa Milho e Sorgo; 7Embrapa Cerrados; 8Embrapa Agropecuária Oeste; 9Embrapa Pantanal;
10Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 11Embrapa Soja.
Neste documento estão descritos alguns dos principais métodos de análise de plantas
normalmente executados em laboratórios da Embrapa. São métodos tradicionais, já
devidamente avaliados e publicados, que são adotados por apresentarem boas condições
de precisão e de exatidão analíticas.
 2. DECOMPOSIÇÃO E SOLUBILIZAÇÃO
 
 2.1 INTRODUÇÃO
 
 Para a determinação dos teores de elementos químicos individuais em amostras de
plantas normalmente é necessária a transformação da matriz orgânica original em uma
forma inorgânica simples. A grande maioria das técnicas analíticas exige que o analito
esteja dissolvido em meio aquoso. Em razão da baixa solubilidade das plantas em água,
para que o analito de interesse esteja disponível para análise é necessária a decomposição
do material orgânico com agentes oxidantes e/ou altas temperaturas, para sua incineração e
aumento da capacidade oxidante dos ácidos. Apesar de não estarem sendo tratadas neste
trabalho, existem técnicas que requerem que as amostras estejam na forma sólida, como
espectrometria atômica com arco, faísca, ablação com laser e aquelas baseadas em
reações de combustão. Outras técnicas podem ainda ser aplicadas às amostras, tanto na
forma sólida como na forma líquida, tais como análise por ativação neutrônica instrumental e
espectrometria de fluorescência de raios X (KRUG, 2000).
 Normalmente, a dissolução de plantas é realizada por um dos seguintes métodos:
via seca (mediante alta temperatura de combustão) e via úmida (digestão em meio ácido).
As duas técnicas apresentam resultados semelhantes, quando realizadas de maneira
apropriada. Na escolha de uma técnica ideal para a dissolução de uma amostra, deve-se
sempre ter em mente os resultados esperados, tais como os teores aproximados dos
analitos na amostra e os níveis de sensibilidade da técnica que se deseja empregar (AOAC,
1995; MILLS & JONES, 1996; QUEVAULIEE, 1995). Assim, o método deve ser capaz de
disponibilizar completamente o elemento de interesse e ser razoavelmente rápido, os
reagentes não devem atacar o recipiente em que será feita a reação, o que pode provocar
perdas por adsorção e/ou absorção, e não conter contaminantes que possam interferir nos
resultados. Deve-se ainda verificar as temperaturas de trabalho, para que não haja perdas
por volatilização ou formação de aerossóis e a solução final deverá conter todos os analitos
de interesse. Item fundamental a ser considerado é a segurança, pois o procedimento
deverá apresentar o mínimo de insalubridade e de periculosidade, devendo-se atentar para
o uso correto dos equipamentos de proteção coletiva e individual.
 
2.2. DECOMPOSIÇÃO POR VIA SECA
2.2.1. PRINCÍPIO
Baseia-se na queima da fração orgânica da amostra, obtendo-se resíduo inorgânico
na forma de cinza solúvel em solução diluída de ácido (HCl, HNO3) ou de álcali (NH4OH,
NaOH). A amostra de tecido vegetal é colocada em cadinho (quartzo, porcelana, etc.) e
incinerada em forno tipo mufla elétrico a uma temperatura entre 500 e 550ºC na atmosfera
ambiente. O oxigênio da atmosfera atua como agente oxidante e o resíduo proveniente da
queima é constituído por óxidos de metais, sulfatos não voláteis, fosfatos, silicatos e outros.
Por este método podem ser determinados os seguintes elementos: K, Ca, Mg, S, Fe, Mn,
Cu, B, Mo e Al.
2.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Forno do tipo mufla, com controle de temperatura.
b) Cadinhos de porcelana.
c) Pinça metálica, para manuseio dos cadinhos.
2.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Ácido nítrico (HNO3), 1,0 mol L-1: diluir 71,4 mL de HNO3 concentrado em cerca de 400
mL de água, esfriar e transferir para balão volumétrico de 1000 mL. Completar o volume
com água.
c) Ácido clorídrico (HCl), 1,0 mol L-1: diluir 83,3 mL de HCl concentrado em cerca de 400 mL
de água, esfriar e transferir para balão volumétrico de 1000 mL. Completar o volume com
água.
8.1.5. PROCEDIMENTO
Transferir, para cadinho de porcelana, 0,50 g (± 0,001 g) de amostra previamente seca a
65oC por 48 a 72 h e moída em moinho de facas, com peneira de 1,0 mm. Colocar o cadinho
em forno do tipo mufla com temperatura controlada e aumentar gradativamente a
temperatura para 500 a 550oC. Incinerar a amostra durante 2 a 4 h, após atingir a
temperatura desejada, até a obtenção de cinzas claras. Esfriar, recuperar em 5,0 mL de HCl
ou HNO3 a 1,0 mol L-1. Transferir para balão volumétrico de 25 mL, completar o volume com
água e filtrar. A solução está pronta para determinação elementar. O extrato poderá sofrer
novas diluições, para obter a concentração do elemento desejado dentro da faixa analítica
do instrumento.
OBSERVAÇÕES: 
1. A temperatura do forno do tipo mufla deve ser elevada lentamente, até
atingir de 500 a 550ºC. As amostras não devem nunca ser colocadas
em forno quente, nem a porta do forno ser aberta durante a fase inicial
da queima. Atualmente também são comercializados fornosdo tipo
mufla que utilizam radiação microondas como fonte de aquecimento.
2. Em certos casos, as perdas por volatilização podem ser evitadas pela
adição de modificadores. Por exemplo, adição de H2SO4: os cloretos
relativamente voláteis, tais como PbCl2, CdCl2 e NaCl, são convertidos
em sulfatos não voláteis. As perdas de ânions, como os de cloreto e os
que contêm arsênio, fósforo ou boro, podem ser evitadas pela adição de
várias bases, geralmente óxidos ou hidróxidos de metais alcalinos ou
alcalino-terrosos, carbonatos de alcalinos, nitrato de metais alcalino-
terrosos e acetato de magnésio.
3. Amostras com altos teores de carboidratos requerem o tratamento com
agentes modificadores auxiliares para a completa queima do carbono
existente na amostra. A presença dos modificadores também pode
acelerar a oxidação, prevenir a volatilização de certos componentes das
cinzas e prevenir as reações entre os componentes da cinza com o
material do cadinho. A seguir, é descrito procedimento que pode ser
adotado nesse caso:
Transferir 0,50 g (± 0,001 g) de amostra seca e moída para cadinho.
Adicionar 10 mL de solução do agente auxiliar (7% (m/v)) de nitrato de
magnésio (Mg(NO3)2⋅6H2O)) e colocar o cadinho em banho de areia ou
sobre chapa aquecedora até completa secagem. Após esse
procedimento, o cadinho é colocado no forno do tipo mufla e a
temperatura deve ser lentamente elevada até 500ºC, permanecendo
nessa temperatura durante 4 h. A amostra é resfriada e as cinzas são
dissolvidas em HNO3 ou HCl a 20% (v/v) ou água régia (1 parte de
HNO3 concentrado para 3 partes de HCl concentrado), para
solubilização das cinzas.
VANTAGENS
 a) Não utilização de solução de ácidos oxidantes concentrados.
 b) Possível utilização de massas elevadas de amostras, o que permite a determinação de
elementos presentes em baixas concentrações.
LIMITAÇÕES
a) Perdas por volatilização de alguns elementos (Co, Pb, Se, As, dentre outros).
b) Baixa velocidade analítica.
c) Alto consumo de energia elétrica
d) O esmalte de cadinhos de porcelana, mais comumente utilizados, pode reagir com
silicatos, fosfatos e óxidos presentes nas amostras. Em casos especiais é recomendável
trabalhar com cadinhos de quartzo ou de platina.
2.3. DECOMPOSIÇÃO POR VIA ÚMIDA
2.3.1. PRINCÍPIO
É o método mais utilizado para decomposição de material vegetal. As amostras são
solubilizadas com ácidos oxidantes concentrados ou mistura desses com peróxido de
hidrogênio. Os ácidos ou as misturas mais utilizados são: HNO3, H2SO4, HCl, HClO4, HNO3 +
HCl, HNO3 + HClO4, HNO3 + H2O2, HNO3 + HCl04 + H2SO4, HClO4 + H2SO4 e H2SO4 + H2O2.
A maioria das amostras é totalmente oxidada, deixando os elementos a serem determinados
na solução ácida em formas inorgânicas simples e apropriadas para análise. A utilização
individual do ácido ou da mistura depende da natureza da amostra e do elemento a ser
analisado. Este método é recomendado para determinação, dentre outros, dos elementos K,
Ca, Mg, Cu, Fe, Mn, Zn, Al, Na, Cr, Ni, V, Pb, Cd, Co e Mo. Pode também ser usado para a
determinação de N, P e S, entre os não-metais. Entretanto, alguns elementos podem ser
perdidos completa ou parcialmente por volatilização, aqui podendo ser incluídos os
halogênios, além de Sb, As, B, Hg e Se, dependendo do procedimento utilizado.
Além dos blocos digestores, a digestão por via úmida também pode ser realizada em
fornos com radiação microondas específicos para utilização em laboratórios. Esses fornos
podem operar com sistemas fechados com alta pressão ou sistemas com radiação
focalizada, que operam à pressão atmosférica. As microondas constituem energia
eletromagnética não ionizante, que causa movimento pela migração de íons e pela rotação
dos dipolos. A fonte de energia para a solubilização das amostras são ondas de rádio, de
cerca de 2.450 MHz, cuja potência varia de 600 a 1.000 W.
 
2.3.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Capela de exaustão resistente a ácidos oxidantes.
b) Bloco digestor com controlador de temperatura (itens A, B, E e F).
c) Forno de radiação microondas com controladores de pressão e temperatura – sistema
fechado de alta pressão (item C).
c) Forno com radiação microondas focalizadas – pressão atmosférica (item D).
d) Tubos de digestão em vidro borossilicato, medindo 25 x 250 mm (itens A, B, E e F).
e) Frascos de borossilicato, Teflon® ou quartzo (item C).
f) Vidrarias (pipetas, balões volumétricos, funis, etc.) (itens A a F).
 Observação: A, B, C, D, E e F referem-se aos procedimentos, descritos no
item 2.3.4.
 
 2.3.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
 a) Solução nitro-perclórica (HNO3 + HClO4), na proporção de 2:1. Misturar 400 mL de HNO3
a 65% (v/v) + 200 mL de HClO4 a 72% (v/v) (item A).
 b) Solução nitro-perclórico-sulfúrica (HNO3 + HClO4 + H2SO4), na proporção de 3:1:1 (item
C).
 c) Solução de peróxido de hidrogênio + ácido sulfúrico (H2O2 + H2SO4), na proporção de 1:1
(item D).
d) Ácido nítrico (HNO3) a 65% (v/v) (item B, C e D).
e) Peróxido de hidrogênio (H2O2) a 30% (item B, C e D).
 f) Ácido sulfúrico concentrado (97 a 98%).
 g) Mistura catalítica: pesar 100 g de sulfato de potássio + 10,0 g de sulfato de cobre,
misturar bem e triturar em almofariz.
 
 Observação: A, B, C e D referem-se aos procedimentos, descritos no item
2.3.4.
 
 ATENÇÃO: Lembre-se de que você está manuseando ácidos. Use os
equipamentos de proteção individual: óculos, avental e luvas.
 
2.4. PROCEDIMENTOS
 
 A) DECOMPOSIÇÃO COM MISTURA ÁCIDA: ÁCIDO NÍTRICO E ÁCIDO PERCLÓRICO
 
 Transferir, para tubo de digestão, 0,50 g (± 0,001 g) de amostra previamente seca a 65oC
por 48 a 72 h e moída em moinho de facas, com peneira de 1,0 mm. Adicionar 6,0 mL do
reagente 2.3.3.a., misturar bem e deixar à temperatura ambiente por aproximadamente 4
h (ou por uma noite). Colocar os tubos no bloco de digestão e aquecer gradativamente
até 120ºC; manter nessa temperatura até cessar totalmente o desprendimento de NO2
(vapor castanho). Aumentar a temperatura lentamente, até atingir 210ºC, temperatura
que é mantida até que se obtenham fumos brancos de HClO4⋅H2O e que o extrato se
apresente incolor (± 20 min). Esfriar e completar o volume para 50,0 mL com H20. Nessas
condições, a solução final estará em meio de HClO4 a 0,25 mol L-1.
 
 OBSERVAÇÕES
1. Retirar os tubos do bloco se houver indício de perda do material.
2. Não utilizar ácido perclórico em concentração superior a 72%.
3. A diluição dependerá da concentração do analito na amostra, para se
atingir a concentração necessária dentro da faixa analítica da técnica
instrumental utilizada, podendo ser menor ou maior.
4. Em algumas amostras com alto teor de sílica (p. ex., palha de arroz),
ocorre extravasamento do tubo de análise, podendo provocar perdas de
solução e de analito. Nesse caso, é recomendado o emprego da mistura
de ácidos (item 2.3.3.c), pois o H2SO4 ajuda a prevenir esse problema.
 
 VANTAGENS
a) As plantas são decompostas quase que totalmente com essa combinação de ácidos
oxidantes.
b) Método mais empregado para dissolução de plantas.
c) O ácido nítrico modera a ação oxidante do ácido perclórico, reagindo com materiais
facilmente oxidáveis, que poderiam reagir com o ácido perclórico de maneira perigosa.
 
 LIMITAÇÕES
a) Por ser empregado na forma oxidada e a quente, o ácido perclórico apresenta perigo de
explosão quando em contato com material orgânico. Ler, por exemplo, descrição de mais
de 30 casos de explosões violentas no “Handbook of Laboratory Safety”, Boca Raton,
CRC Press, 2nd ed., 1971. 854p.
b) Necessidade de utilização de capelas especiais.
c) Utilização de ácidos concentrados e de difícil aquisição, pois se trata de produtos
controlados pelo Exército, pela Polícia Civil e pela Polícia Federal.
d) Emissão de vapores tóxicos.
 
B) DECOMPOSIÇÃO COM ÁCIDO NÍTRICO E PERÓXIDO DE HIDROGÊNIO
Transferir, para tubo de digestão, 0,50 g (± 0,001g) de amostra previamente seca a 65oC
por 48 a 72 h e moída em moinho de facas, com peneira de 1,0 mm. Adicionar 4,0 mL de
HNO3 concentrado (65%), deixar em repouso por uma noite. Aquecer lentamente o bloco
digestor, até 120ºC, e manter nessa temperatura por 1 h. Retirar os tubos do bloco e deixar
esfriar. Adicionar 4,0 mL de H2O2 (30%), retornar ao bloco e repetir a adição de peróxido de
hidrogênio, até a solução se tornar incolor. Deixar esfriar, transferir para balão volumétrico
de 50 mL e completar o volume com água.
OBSERVAÇÃO: Mistura adequada para amostras com alto teor de
carbono.
VANTAGENS
a) Não utilização de ácido perclórico.
b) H2O2 é um agente oxidante poderoso. O poder oxidante do ácido nítrico é aumentado
com a utilização do peróxido de hidrogênio, que atua como agente oxidante auxiliar.
c) H2O2 é comercializado com alto grau de pureza.
LIMITAÇÕES
a) A amostra não é totalmente decomposta.
b) Emissão de vapores tóxicos.
 
C) DECOMPOSIÇÃO ASSISTIDA POR RADIAÇÃO MICROONDAS EM FRASCOS DE
ALTA PRESSÃO
O tecido vegetal é solubilizado com ácido nítrico e peróxido de hidrogênio em sistema
fechado, a cerca de 180ºC e pressão de 20 a 25 bar (KRUG, 2000). É importante que o
equipamento seja equipado com sensores de pressão e temperatura. Pesar 0,25 g (± 0,001
g) de amostra previamente seca a 65oC por 48 a 72 h e moída em moinho de facas com
peneira de 1,0 mm. Transferir para frasco de decomposição adequado, fornecido pelo
fabricante do equipamento (PTFE modificado, quartzo, etc.). Adicionar 5,0 mL de HNO3 a
65% (v/v) e 2,0 mL de H2O2 em cada frasco. Se necessário, deixar a mistura em repouso por
alguns minutos, até que diminuam eventuais reações com a amostra. Um dos frascos do
equipamento deve ser reservado para o branco, em que é adicionado o mesmo volume de
reagentes, sem amostra. Colocar os discos de segurança, fechar os frascos e colocá-los no
carrossel, conforme descrito no manual do equipamento. Programar a rampa de
aquecimento conforme o programa adequado para a amostra e iniciar a digestão. Esfriar,
transferir para balão volumétrico (25 a 100 mL) e completar o volume com água.
OBSERVAÇÕES:
1. A proporção de amostra:ácido e o programa de aquecimento são
definidos de acordo com a amostra e em função das características
específicas do forno de microondas utilizado.
2. Tomar sempre o cuidado de ter uma amostra no frasco de controle de
pressão e temperatura para o correto controle da decomposição.
3. Os polímeros modificados e o quartzo são empregados por serem
materiais que não absorvem energia das microondas e resistem aos
ácidos oxidantes a quente.
4. Em amostras com altos teores de sílica poderá ser utilizado ácido
fluorídrico. nesse caso, não pode ser utilizado frasco de quartzo.
5. A diluição dependerá da concentração do analito na amostra para se
atingir a concentração necessária dentro da faixa analítica da técnica
instrumental utilizada, podendo ser menor ou maior.
VANTAGENS
a) Método rápido e preciso.
b) Menor consumo de reagentes.
c) Mínimo de contaminação.
d) Desprendimento de gases e vapores tóxicos é controlado.
e) Não há perda de analitos por volatilização.
f) Temperatura e pressão de trabalho mais elevadas.
LIMITAÇÕES
a) Segurança (há risco de explosões).
b) Número reduzido de amostras por análise.
c) Limitação na massa de amostra (máximo 0,5 g).
d) Possíveis efeitos de memória (em conseqüência da porosidade do frasco).
e) Necessidade de resfriamento antes da abertura do frasco.
f) Alto custo do forno de microondas e dos acessórios.
D) DECOMPOSIÇÃO DE PLANTAS ASSISTIDA POR MICROONDAS COM RADIAÇÃO
FOCALIZADA
Pesar e transferir para frasco apropriado de 0,5 a 5,0 g (± 0,001 g) de amostra previamente
seca a 65oC por 48 a 72 h e moída em moinho de facas, com peneira de 1,0 mm. Operar o
sistema conforme as instruções fornecidas pelo manual de operações do equipamento.
Normalmente, é utilizado maior volume de ácido do que no sistema fechado. Esses ácidos
são adicionados durante a execução do programa de aquecimento. Esfriar, transferir para
balão volumétrico (25 a 100 mL) e completar o volume com água.
OBSERVAÇÕES:
1. A utilização de frascos abertos operados sob pressão atmosférica
viabiliza a programação de adição de reagentes durante o ciclo de
aquecimento.
2. É adequado para o tratamento de elevadas massas de amostras
orgânicas que poderiam causar problemas de segurança se tratadas em
sistemas fechados convencionais.
3. Neste tipo de equipamento, a radicação microondas é focalizada
individualmente em cada frasco, sendo o sistema equipado com
sensores individuais de temperatura, permitindo o controle da
temperatura em cada cavidade.
4. A diluição dependerá da concentração do analito na amostra para se
atingir a concentração necessária dentro da faixa analítica da técnica
instrumental utilizada, podendo ser menor ou maior.
VANTAGENS
a) Método rápido e preciso.
b) Maior segurança (trabalha em pressão atmosférica).
c) Adequado para o tratamento de elevadas massas de amostra.
d) Adição de reagentes de maneira seqüencial.
e) Alta eficiência e controle da energia fornecida à reação.
LIMITAÇÕES
a) Número reduzido de amostras por análise.
b) Alto custo.
 c) Maior consumo de reagente, quando comparado com sistemas fechados.
d) Possibilidade de contaminação.
 e) Desprendimento de gases e vapores tóxicos (recolhidos em coletores).
f) Pode haver perda de analitos por volatilização.
E) DECOMPOSIÇÃO POR VIA ÚMIDA COM ÁCIDO SULFÚRICO
 
 Pesar 0,20 g (± 0,001 g) de amostra previamente seca a 65oC por 48 a 72h e moída em
moinho de facas, com peneira de 1,0 mm. Transferir para tubo de digestão de 25 x 250 mm,
adicionar 0,7 g de mistura catalítica (K2SO4 + CuSO4; 10:1 – item 2.3.3.i) e 2,5 mL de H2SO4
concentrado (2.3.3.h), levar ao bloco digestor e iniciar o aquecimento a 50ºC, aumentando a
temperatura gradativamente até 350ºC; depois de as amostras clarearem, manter por mais 1
h no bloco digestor. O final da digestão é indicado pela coloração verde-clara da solução.
Esperar esfriar e transferir para balão volumétrico de 100 mL, completando o volume com
água desionizada.
 
 OBSERVAÇÕES:
1. Mistura utilizada para determinação de nitrogênio, fósforo e proteína
total.
2. Para diminuir o tempo de decomposição, poderá ser adicionado 1,0 mL
de H2O2 a 30% antes de se iniciar o aquecimento.
3. Para análise de nitrogênio, poderá ser destilada a amostra total. Nesse
caso não há necessidade de fazer esta diluição, apenas deverão ser
adicionados aproximadamente 10 mL de água desionizada para que
não haja cristalização da amostra.
4. A utilização de ácido sulfúrico não é recomendada para plantas com alto
teor de Ca. Pode haver a formação de sulfato de cálcio (CaSO4),
relativamente insolúvel, reduzindo o teor de cálcio na solução e
causando decréscimo no valor de outros elementos em conseqüência
de co-precipitações.
 VANTAGENS
a) Método adequado para grande número de amostras.
b) Mais utilizado para a determinação de proteína-nitrogênio.
LIMITAÇÕES
a) Desprendimento de gases e vapores tóxicos.
b) Manuseio de ácidos corrosivos e controlados pelo Ministério do Exército, pela Polícia Civil
e pela Polícia Federal.
 F) DECOMPOSIÇÃO POR VIA ÚMIDA COM ÁCIDO SULFÚRICO E PERÓXIDO DE
HIDROGÊNIO
Transferir, para tubo de digestão, de 0,10 a 0,30 g (± 0,001 g) de amostra previamente seca
a 65oC por 48 a 72 h e moída em moinho de facas com peneira de 1,0 mm. Adicionar 2,0 mL
de H2SO4 concentrado; misturar bem. Esfriar e depois adicionar lentamente 2,0 mL de H2O2
a 30% pela parede do tubo, com o tubo em rotação. Aguardar o início da reação e colocar o
tubo no bloco digestor. Aquecer a 350ºC, até o aparecimento de fumos brancos e continuar
o aquecimento por mais 30 min. Remover o tubo do bloco de digestão e deixar a amostra
esfriar. Lentamente, adicionar 0,8 mL de H2O2 e colocar de volta no bloco digestor.Aquecer,
até o aparecimento de fumos, por 20 min. Depois de o extrato ficar incolor, remover o tubo
do bloco digestor, esperar esfriar, transferir para balão volumétrico de 100 mL e completar o
volume com água.
 
 OBSERVAÇÕES
1. Mistura utilizada para determinação de nitrogênio, fósforo e proteína
total.
2. Se a coloração amarelada persistir, adicionar mais algumas gotas de
H2O2 antes de transferir o extrato para balão volumétrico.
3. A utilização de ácido sulfúrico não é recomendada para plantas com alto
teor de Ca. Pode haver a formação de sulfato de cálcio (CaSO4), que é
relativamente insolúvel, reduzindo o teor de cálcio na solução e
causando decréscimo no valor de outros elementos em conseqüência
de co-precipitações.
 
 VANTAGENS
 a) Método rápido.
b) Adequado para grande número de amostras.
LIMITAÇÕES
c) Desprendimento de gases e vapores tóxicos.
d) Manuseio de ácidos corrosivos e controlados pelo Ministério do Exército, pela Polícia Civil
e pela Polícia Federal.
c) Baixo número de elementos disponibilizados para análise (devido a problemas de co-
precipitação).
d) Amostra não totalmente digerida (silicatos).
2.5. EXTRAÇÃO COM SOLUÇÃO DE ÁCIDOS DILUÍDOS (1,0 mol L-1 de HCl ou HNO3)
2.5.1. PRINCÍPIO
Os elementos químicos do tecido vegetal são solubilizados na solução ácida diluída a 1,0
mol L-1
 
(MIYAZAWA et al., 1984). A decomposição da matéria orgânica não é completa,
porém essa extração apresenta alta correlação na determinação de alguns elementos (B,
Ca, Cu, K, Mg, Mn, Na, P, Zn e NO3-) com outros métodos em que a decomposição da
matéria orgânica é total, como a decomposição por via seca ou por via úmida (itens 2.2 e
2.3).
2.5.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Banho com termostato.
Frasco de vidro borossilicato ou tubo de polietileno de 50 mL.
Agitador circular, de mesa, com controle de velocidade.
Funil de 15 mL.
Papel-filtro quantitativo, do tipo Whatman 42, de 15 mm de diâmetro.
2.5.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução com 1,0 mol. L-1 de HCl ou HNO3.
2.5.4. PROCEDIMENTO
Pesar, e transferir para frasco apropriado, de 0,5 g (± 0,001 g) de amostra previamente seca
a 65oC por 48 a 72 h e moída em moinho de facas, com peneira de 1,0 mm. Adicionar 25,0
mL de solução com 1,0 mol L-1 de HCl ou HNO3 e anotar a massa total. Aquecer por 15 min
no banho com termostato a 80oC, agitar durante15 min no agitador circular a 250 rpm.
Esfriar, repor a água evaporada até massa inicial com água e filtrar.
OBSERVAÇÕES:
1. Método completo descrito em: Miyazawa, M., Pavan, M., Bloch, M.F.M.,
Análise química de tecido vegetal, Instituto Agronômico do Paraná,
IAPAR, Londrina. 1992. Circular no 74.
2. A recuperação do P é total quando determinado em espectrômetro de
emissão óptica com plasma indutivamente acoplado ICP OES (altas
temperaturas permitem a determinação de P orgânico, em solução,
além do P inorgânico).
3. Para análise de tecido vegetal na rotina, anotar a massa total (frasco,
amostra e solução ácida extratora) para facilitar a reposição da água
evaporada.
4. Como alternativa, em lugar de pesar, é possível adicionar o ácido,
aquecer e a seguir completar o volume em balão volumétrico, mediante
diluição apropriada (25 ou 50 mL) e filtrar o extrato.
5. Seringa descartável de 10 mL pode ser utilizada em substituição ao
funil, com a vantagem de ocupar menos espaço e exigir papel-filtro
com menor diâmetro (15 mm), cortado com vazador de 15 cm.
VANTAGENS
a) Menor poluição do ambiente do laboratório com gases e vapores tóxicos ou corrosivos.
b) Não há necessidade de aparelhagem específica (como capela, mufla e bloco digestor).
c) Simples, rápido e facilmente adaptável para análises em rotina.
d) Baixo custo.
LIMITAÇÕES
a) Extração parcial dos elementos Al, Fe e S.
 
 
 3. DETERMINAÇÕES ANALÍTICAS
3.1. NITROGÊNIO
3.1.1. SEMIMICRO KJELDAHL
3.1.1.1. PRINCÍPIO
Técnica de decomposição por via úmida, seguida por destilação a vapor e titulação para a
quantificação do nitrogênio amoniacal (N-NH4). Proposta por Kjeldahl em 1883, a técnica
permanece a mesma, com pequenas modificações. Muito utilizada para determinação
indireta de proteínas em várias amostras biológicas, assim como de nitrogênio em plantas,
para avaliação do estado nutricional. O ácido sulfúrico (H2SO4), na presença de K2SO4 (para
elevar o ponto de ebulição do ácido) e de um catalisador (CuSO4), decompõe a proteína e
os aminoácidos do tecido vegetal em N-NH4+. Como este é uma espécie iônica, não há
problemas de perda por volatilização. A mistura é alcalinizada com NaOH aquoso e o NH4+ é
reduzido a NH3, que é destilado por arraste a vapor, complexado em ácido bórico com
indicador misto e titulado com solução padronizada de H2SO4 ou HCl (MALAVOLTA et al.,
1989; MILLS & JONES, 1996).
3.1.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
 a) Bloco digestor.
 b) Balança analítica.
 c) Destilador semimicro de Kjeldahl.
d) Tubo para digestão de 25 × 250 mm.
e) Pipeta automática.
 f) Bureta de 20,0 mL.
 g) Erlenmeyer de 50,0 mL.
3.1.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Hidróxido de sódio, 13,0 mol L-1: pesar 520,0 g de NaOH e dissolver em 1000 mL de
água.
c) Álcool etílico 99º G.L.
d) Ácido sulfúrico concentrado, p.a. (97% a 98%).
e) Ácido bórico a 2% (m/v): dissolver cerca de 20,0 g de ácido bórico em cerca de 800 mL
de água desionizada, agitando até dissolver o sal. Após dissolução, adicionar 15,0 mL de
verde de bromocresol a 0,1% (m/v), 6,0 mL de vermelho de metila a 0,1% (m/v) e 2,0 mL
de NaOH a 0,1 mol L-1. Completar para 1000 mL com álcool.
f) Verde de bromocresol a 0,1% (m/v): pesar 0,1g de verde de bromocresol e dissolver em
álcool etílico. Completar o volume para 100 mL com álcool.
g) Vermelho de metila a 0,1% (m/v): pesar 0,1g de vermelho de metila e dissolver em 2 mL
de álcool etílico. Completar o volume para 100 mL com água.
h) TRIS (tris(hidroximetil)aminometano) (padrão primário), 0,2 mol L-1: pesar 2,4228 g de
TRIS, transferir para balão volumétrico de 100 mL, dissolver e completar o volume com
água isenta de CO2.
i) Ácido sulfúrico, 1,0 mol L-1: em balão volumétrico de 1000 mL, com aproximadamente
500 mL de água, adicionar lentamente 27,5 mL (ou 50,52 g) de ácido sulfúrico
concentrado (densidade de 1,84 g cm-3 e 96% a 98% em massa), esperar esfriar e
completar o volume com água (solução-estoque).
j) Ácido sulfúrico, 0,1 mol L-1: em balão volumétrico de 1000 mL, com aproximadamente
500 mL de água desionizada, adicionar lentamente 100 mL da solução-estoque
(3.1.1.3.i) e completar o volume com água. Essa solução deverá ser padronizada com
solução de TRIS (3.1.1.3.h).
k) Padronização do ácido sulfúrico, 0,1 mol L-1: em erlenmeyer de 125 mL, adicionar 10 mL
de TRIS a 0,2 mol L-1 (3.1.1.3.h), 10 mL de solução de H3BO3 (3.1.1.3.e), 10 mL de água
isenta de CO2 e titular com o H2SO4 a 0,1 mol L-1 (3.1.1.3.j). A concentração exata do
ácido é dada pela seguinte expressão: C1 x V1 = C2 x V2 , em que C1 e V1 é a
concentração e o volume do H2SO4 e C2 e V2, a concentração e o volume de TRIS.
3.1.1.4. PROCEDIMENTO
A destilação é realizada por arraste a vapor. Em sistema de destilação, colocar, na saída do
condensador, erlenmeyer de 125 mL, com 10 mL de solução de ácido bórico (item
3.1.1.3.e), e transferir alíquota de 20 mL ou toda a solução obtida da amostra solubilizada de
acordo com o item 2.3.4.E. Adicionar 10 mL de solução de NaOH (item 3.1.1.3.b) e
imediatamente dar início à destilação, coletando aproximadamente 35 mL de destilado.
Titular com solução de ácido sulfúrico a 0,1 mol L-1 (item 3.1.1.3.j).
OBSERVAÇÕES:
1. Prova em branco deve ser feita juntamente com as amostras, para
verificação de possibilidade de contaminação dos reagentes.
2. 1,0 mL de H2SO4 a 0,1 mol L-1 neutraliza 2,8 mg de N.
3. Método mais empregado para a determinação de proteínas e nitrogênio
total em plantas.
4. A saída do condensadordeverá estar mergulhada na solução de ácido
bórico para evitar perdas de NH3.
VANTAGEM
a) Baixo custo.
b) Aplicável para diversos tipos de matrizes.
c) Possibilidade de automatização: no mercado já existem equipamentos de destilação
automatizados.
LIMITAÇÕES
a) Baixa velocidade analítica.
b) Uso de reagentes corrosivos, como o ácido sulfúrico e o hidróxido de sódio.
3.1.2. ESPECTROFOTOMETRIA COM REAGENTE DE NESSLER
3.1.2.1. PRINCÍPIO
Método proposto por J. Nessler, em 1856. Aplica-se para soluções que contenham
nitrogênio na forma de amônio. Fundamenta-se na reação da amônia livre com solução
alcalina de iodeto de mercúrio (II) em iodeto de potássio. Essa reação produz um composto
colorido, castanho-alaranjado, cuja intensidade da cor é proporcional à concentração de
nitrogênio presente na solução; apresenta resposta linear na faixa de 5 a 40 mg L-1. A
reação do íon amônia com o reagente de Nessler pode ser assim representada:
2 K2 (Hg I4) + 2 NH3 = NH2 Hg2 I3 + 4 KI + NH4 I.
3.1.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Bloco digestor.
b) Balança analítica.
c) Espectrofotômetro.
d) Tubo para digestão de 25 × 250 mm.
 e) Micropipeta automática, com volume regulável de 1,0 a 5,0 mL.
f) Frasco de vidro do tipo “snap-cap” de 100 mL.
g) Copos plásticos descartáveis de 50 mL.
h) Dispensador de líquidos de 20,0 mL.
i) Agitador de tubos.
3.1.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Reativo de Nessler: pesar 45,5 g de HgI2 e 34,9 g de KI, juntar os dois reagentes e
transferir para balão volumétrico de 1000 mL. Adicionar 500 mL de água, agitando
sempre até dissolver. Juntar 112,0 g de KOH previamente dissolvidos em 300 mL de
água, agitar bem e completar o volume. Deixar em repouso por três dias, para decantar o
sedimento, ou centrifugar a 3000 rpm. O reagente é bastante estável se armazenado em
frasco escuro e arrolhado.
c) Solução de hidróxido de sódio, 2,5 mol L-1: pesar 100 g de NaOH, dissolver em água,
transferir para balão volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água.
d) Solução de metassilicato de sódio a 10% (m/v): pesar 100 g de Na2SiO3, dissolver em
água, transferir para balão volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água. A
seguir, filtrar a solução utilizando papel-filtro de filtragem semilenta. Esse reativo tem a
finalidade de evitar a turbidez da reação.
e) Solução mista de hidróxido de sódio + metassilicato de sódio (1:1): misturar partes iguais
das soluções de NaOH (item 3.1.2.3.c) e de Na2SiO3 (item 3.1.2.3.d).
f) Solução reagente: solução mista e solução de Nessler (item 3.1.2.c.b) na proporção de
1,0 mL da solução mista e 0,5 mL da solução de Nessler. A mistura deve ser preparada
imediatamente antes da leitura.
g) Solução analítica de N-NH+4: pesar 0,4714 g de (NH)2SO4, p.a., seco em estufa a 105ºC,
e completar o volume até 1000 mL com água. Essa solução contém 100 mg L-1 de
nitrogênio.
h) Soluções analíticas: 0,0; 1,0; 2,0; 3,0 e 4,0 mg L-1 de N, preparadas a partir de diluições
apropriadas da solução com 100 mg L-1 de N.
3.1.2.4. PROCEDIMENTO
Transferir 1,0 mL do extrato (item 2.3.4.F) ou das soluções analíticas (item 3.1.2.3.h) para
copos plásticos descartáveis. Adicionar 20,0 mL de água e 1,5 mL da solução de trabalho
(item 3.1.2.3.f). Proceder a leitura em espectrofotômetro em comprimento de onda igual a
480 nm.
VANTAGENS
a) A coloração do complexo formado é estável no intervalo de 5 min até 12 h.
b) Não existe interferências de outros cátions (Al, Fe, Zn, Mn ou Mg).
c) Método rápido e preciso.
d) Alta sensibilidade.
e) Adequado para grande número de amostras.
LIMITAÇÃO
a) O método utiliza o metal Hg+, extremamente tóxico e volátil.
3.1.3. AZUL DE INDOFENOL – REAÇÃO DE BERTHELOT
3.1.3.1. PRINCÍPIO
Os compostos de nitrogênio, com a digestão sulfúrica, transformam-se em NH+4, que, em
meio alcalino, reage com NaOCl e C6H5OH, formando o azul de indofenol, cuja coloração é
proporcional à concentração de amônio presente na amostra.
3.1.3.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Espectrofotômetro.
b) Vidrarias.
3.1.3.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Solução do sal dissódico do ácido etilenodiaminotetracético (EDTA): pesar 12,7 g de
EDTA-Na2 e dissolver em cerca de 900 mL de água. Ajustar o pH da solução para 10,0
com solução de 0,01 mol L-1 de NaOH, transferir para balão volumétrico de 1000 mL e
completar o volume com água.
b) Solução diluída de EDTA: pesar 3,0 g de NaOH, adicionar 30,0 mL da solução de EDTA-
Na2 com pH 10,0 (item 3.1.3.3.a), transferir para balão volumétrico de 2000 mL e
completar o volume com água (solução A).
c) Solução de fenol: pesar 10,0 g de fenol e 0,05 g de nitroprussiato de sódio. Dissolver em
água, transferir para balão volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água
(solução B).
 
 OBSERVAÇÃO: conservar em frasco escuro e na geladeira.
 
d) Solução de NaOCl: pesar 5,0 g de NaOH, 9,4 g de Na2HPO2⋅12H2O e 31,8 g de
Na3PO4⋅12H2O e medir 20,0 mL de NaOCl. Misturar os reagentes, dissolver em água,
transferir para balão volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água (solução
C).
 
 OBSERVAÇÃO: conservar em frasco escuro e na geladeira.
 
e) Solução analítica de N-NH+4: pesar 4,714 g de (NH)2SO4, p.a., seco em estufa a 105ºC, e
completar o volume até 1000 mL com água. Essa solução contém 1000 mg L-1 de N.
f) Soluções analíticas: 5,0; 10,0; 20,0; 40,0; 60,0 e 80,0 mg.L-1 de N, preparadas a partir de
diluições apropriadas da solução com 1000 mg.L-1 de N (3.1.3.3.e).
OBSERVAÇÃO
Antes de completar o volume com água, adicionar quantidade de ácido
sulfúrico concentrado de acordo com a concentração desse ácido na
amostra.
3.1.3.4. PROCEDIMENTO
Diluir 10 vezes o extrato obtido no item 2.3.4.E e transferir 1,0 mL dessa solução para tubo
de ensaio de 30 mL. Adicionar 7,0 mL da solução A (item 3.1.3.3.b), 1,0 mL da solução B
(item 3.1.3.3.c) e 1,0 mL da solução C (item 3.1.3.3.d). Deixar reagir durante 2 h e proceder
a leitura em espectrofotômetro, em comprimento de onda igual a 630 nm. As soluções que
serão empregadas como padrão para a curva de calibração deverão ser submetidas ao
mesmo procedimento que o realizado com a amostra, inclusive a diluição inicial (10 vezes).
VANTAGEM
a) Possibilidade de automação.
b) Método altamente seletivo.
LIMITAÇÃO
a) Utilização de fenol e nitroprussiato, compostos altamente tóxicos.
3.1.4. ANÁLISE POR INJEÇÃO EM FLUXO – REAÇÃO DE BERTHELOT
3.1.4.1. PRINCÍPIO
 Os sistemas de análise em fluxo, conhecidos por FIA (flow injection analysis), se baseiam na
injeção da amostra em um fluxo transportador (impulsionado por uma bomba peristáltica),
originando uma zona de amostra reprodutível que sofre dispersão contínua durante seu
transporte (RUZICKA & HANSEN, 1988). Após receber os reativos necessários para serem
misturados à amostra, o fluxo é direcionado ao detector, onde são realizadas as leituras
pertinentes, com base na intensidade do sinal analítico resultante. No método aqui descrito,
o amônio reage com NaOCl e C6H5OH em meio alcalino, formando o azul de indofenol, cuja
coloração é proporcional à concentração de amônio (item 3.1.3.1). No entanto, aqui o ácido
salicílico é empregado em lugar de fenol, em virtude de sua menor toxidez (NOGUEIRA et
al., 1996).
3.1.4.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Bomba peristáltica com 8 canais.
b) Tubos de Tygon, para bombeamento das soluções.
c) Injetor-comutador de acrílico do tipo 1:3.
d) Espectrofotômetro com célula de fluxo.
e) Registrador potenciométrico.
f) Tubos de polietileno (0,8 mm d. i.).
3.1.4.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Ácido sulfúrico, 1,2 mol L-1: 15,0 mL de H2SO4 concentrado, empregado como fluxo
transportador (C, Fig. 1).
c) Hidróxido de sódio, 0,75 mol L-1: dissolver 30 g de NaOH em 1000 mL de água (R1, Fig.
1).
d) Solução de ácido salicílico-nitroprussiato, preparada em meio de NaOH a0,35 mol L-1:
citrato de sódio a 5% (m/v) (para evitar precipitações de hidróxidos de metais),
nitroprussiato a 0,50% (m/v) (como agente que catalisa a velocidade de formação do
cromóforo) e 0,2 mol L-1 de ácido salicílico (R2, Fig. 1).
e) Solução comercial de hipoclorito de sódio, com 2,0 a 2,5% de cloro ativo (R3, Fig. 1).
f) Solução-estoque de 1000 mg.L-l de N: dissolver 4,716g de (NH4)2SO4 em 1000 mL de
água.
g) Soluções analíticas de trabalho, entre 5 e 100 mg L-1 de N, devem ser preparadas a partir
de diluições apropriadas da solução-estoque (item 3.1.4.3.f).
OBSERVAÇÕES
1. Para prevenir diferenças entre os tempos e as temperaturas durante a
digestão, as soluções analíticas devem ser preparadas seguindo o
mesmo procedimento aplicado às amostras. Para isso, adiciona-se 0,0
(branco); 1,0; 2,0; 4,0; 6,0; 8,0 e 10,0 mL da solução-estoque de 1000
mg L-1 de N em tubos de digestão, sendo em seguida adicionada a
mistura catalisadora, 2,5 mL de H2SO4 e digerindo em bloco digestor,
juntamente com cada lote de amostras (item 2.3.4.E).
2. Os teores de NH4 nas amostras são obtidos a partir da relação entre
valor de absorbância x concentração.
3.1.4.4. PROCEDIMENTO
a) Diagrama de fluxo
O diagrama de fluxos utilizado está descrito na Fig. 1. A amostra (A), obtida a partir da
decomposição com ácido sulfúrico (item 2.3.4.E), é aspirada para preencher a alça de
amostragem (comprimento = 10 cm, 50 µL), que define o volume exato de amostra a ser
introduzida no sistema, sendo o excesso descartado (D). A porção selecionada é introduzida
no fluxo transportador (C, 2,0 mL min-1), atravessa a bobina B1 (30 cm) para uma perfeita
homogeneização, recebe NaOH (R1, 4,0 mL min-1), reagente ácido salicílico-nitroprussiato
(R2, 0,6 mL min-1) e hipoclorito (R3, 0,4 mL min-1) e, após passar pela bobina de reação (B2,
300 cm, 37ºC), a amostra processada atinge a célula de fluxo (λ = 660 nm), apresentando
sinal proporcional ao conteúdo total de nitrogênio na amostra, sendo em seguida descartada
(D).
Figura 1. Diagrama de fluxos para a determinação de nitrogênio. A, amostra, C,
fluxo transportador, B1 e B2, bobinas de reação, R1, R2 e R3, reagentes, D, descarte, λ,
detector, ∆, banho termostatizado. Mais informações, no texto.
VANTAGENS
a) Substituição de fenol por ácido salicílico, não sendo necessário pré-tratamento da
solução descartada.
b) Alta velocidade analítica.
c) Sistema automatizado.
LIMITAÇÕES
a) Utilização de nitroprussiato, reagente tóxico.
b) Altamente sensível aos valores de pH. Pequenas variações na acidez final do extrato
poderão resultar em erros de análise. Este problema é contornado com o
acompanhamento da curva de calibração em cada lote de análise.
3.2. FÓSFORO
3.2.1. AZUL DE MOLIBDÊNIO
3.2.1.1. PRINCÍPIO
O método está baseado na complexação do íon ortofosfato (PO43+), em presença de ácido
molíbdico (H2MoO4), que, em meio fortemente ácido e com um redutor apropriado (p. ex.,
ácido ascórbico), converte o Mo6+ em Mo3+, produzindo o ácido fosfomolíbdico
(H3[P(Mo3O10)]⋅H2O), de coloração azul, devida ao molibdênio, cuja intensidade da cor é
proporcional à quantidade do fosfato contida na amostra, apresentando o máximo de
absorção em 660 nm.
3.2.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Espectrofotômetro.
b) Agitador de tubos, para homogeneização das amostras.
3.2.1.3. REGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Solução de molibdato de amônio a 2 % (m/v): dissolver 20,0 g de (NH4+)6Mo7024⋅4H2O em
200 mL de água. Em outro frasco, que contenha 500 mL de água, dissolver 2,0 g de
subcarbonato de bismuto e adicionar 150 mL de H2SO4 concentrado. Esfriar, misturar as
duas soluções e completar o volume para 1000 mL com água (solução A).
c) Solução diluída de molibdato: transferir 300 mL da solução A (3.2.1.3.a) para frasco de
1000 mL e completar o volume com água.
d) Solução analítica concentrada, 1000 mg.L-1 de P: transferir 4,3928 g de KH2PO4, p.a., em
frasco de 1000 mL, adicionar 3,0 mL de H2SO4 concentrado e completar o volume com
água.
e) Soluções analíticas de trabalho: preparar soluções de 0,0; 0,5; 1,0; 2,0; 3,0 e 4,0 mg.L-1
de P, a partir de diluições da solução de 1000 mg.L-1 de P.
f) Ácido ascórbico, p.a.
3.2.1.4. PROCEDIMENTO
Transferir 5,0 mL de solução analítica de fósforo ou do extrato obtido a partir da
decomposição da amostra (item 2.2, 2.3.4.A ou 2.3.4.E) para tubo de ensaio de 45 mL,
adicionar 10 mL da solução diluída de molibdato (item 3.2.1.3.c), aproximadamente 40 mg
de ácido ascórbico e agitar. Após 30 min, efetuar a leitura da absorbância em
espectrofotômetro, no comprimento de onda de 660 nm.
OBSERVAÇÃO:
Os teores de P nas amostras são obtidos a partir da relação entre valor de
absorbância x concentração.
VANTAGENS
a) Alta sensibilidade.
b) Não utiliza reagente tóxico.
LIMITAÇÕES
a) Baixa estabilidade do complexo fósforo-molibdico.
b) Possível interferência de As em amostras tratadas com pesticida.
c) Sensível a variações de acidez.
3.2.2. AMARELO DE VANADATO
3.2.2.1. PRINCÍPIO
O ânion H2PO4- reage com MoO42- e VO32 em meio ácido, formando um complexo de
coloração amarela, que absorve a luz na região de 420 nm.
3.2.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Espectrofotômetro.
b) Agitador de tubos, para homogeneização das soluções.
3.2.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Solução de molibdato a 5% (m/v): dissolver 50,0 g de (NH4)6MoO24, p.a., em 800 mL de
água quente, esfriar e completar o volume para 1000 mL com água.
c) Solução de vanadato a 0,25% (m/v): dissolver 2,50 g de (NH4)2VO3, p.a., em 500 mL de
água quente e adicionar 350 mL de HNO3 a 65%, esfriar e completar o volume para 1000
mL com água.
d) Solução reagente: misturar em partes iguais as soluções de molibdato (item 3.2.2.3.b) e
de vanadato (item 3.2.2.3.c) imediatamente antes do uso
e) Solução analítica concentrada, 1000 mg.L-1 de P (item 3.2.1.3.d).
f) Soluções analíticas de P: preparar soluções que contenham 0,0; 5,0; 10,0; 15,0 e 20,0
mg L-1 de P em H2SO4 0,2 mol L-1, a partir de diluições da solução analítica concentrada
de 1000 mg L-1 de P.
3.2.2.4. PROCEDIMENTO
Transferir 5,0 mL de solução analítica de fósforo ou do extrato obtido a partir da
decomposição da amostra (item 2.2 ou 2.3.4.A) para tubo de ensaio de 45 mL. Adicionar 2,0
mL da mistura de reagentes (item 3.2.2.3.d). Após 10 min, efetuar a leitura em
espectrofotômetro (λ = 420 nm).
 
 OBSERVAÇÕES
1. Os teores de P nas amostras são obtidos a partir da relação entre valor
de absorbância x concentração.
2. O método amarelo de vanadato é menos sensível que o azul de
molibdênio, porém sua coloração é mais estável.
3. É o método mais usado para determinação de P em amostras vegetais.
VANTAGENS
a) Apresenta boa estabilidade do complexo formado (10 min até 24 h).
b) Adequado para análises em rotina.
c) Possibilidade de automação.
d) Ausência de interferência de outros íons.
e) Alta velocidade analítica.
 LIMITAÇÃO
 a) Menor sensibilidade quando comparado ao método azul de molibdênio.
 
3.3. SÓDIO E POTÁSSIO
3.3.1. ESPECTROMETRIA DE EMISSÃO ATÔMICA
2.5.3.1. PRINCÍPIO
Quando uma solução que contém diversas substâncias é atomizada e as minúsculas
partículas da solução são projetadas sobre uma chama, há excitação dos átomos, isto é, há
deslocamento de certos elétrons a níveis energéticos mais elevados; quando os átomos
voltam ao seu nível energético natural, há emissão da energia absorvida na forma de
radiação. Os átomos excitados do elemento de interesse emitem luz em certos
comprimentos de onda discretos e característicos do elemento (p. ex., λ = 766 a 767 nm
para o potássio e 589 a 589,6 nm para o sódio). A radiação de comprimento de onda de
interesse é separada da radiação emitida remanescente e sua intensidade é medida. Essa
medida de intensidade pode ser relacionada diretamente com a concentração do elementode interesse, comparando-se a intensidade medida com uma curva de calibração.
3.1.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
b) Fotômetro de chama.
c) Vidrarias.
d) Pipetas volumétricas.
3.1.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Solução 1000 mg L-1 de potássio: dissolver 1,9067 g de KCl, p.a., seco em estufa a
100ºC por 2 h, e completar o volume a 1000 mL com água. Armazenar em frasco de
polietieno sob refrigeração.
c) Curva de calibração de potássio: em balões volumétricos de 100 mL, transferir 0,0, 0,5,
1,0, 1,5 e 2,0 mL da solução 1000 mg L-1 de K (3.1.1.3.b), completando o volume com
solução de 0,25 mol L-1 de HClO4. Essas soluções contêm, respectivamente, 0,0, 5,0,
10,0, 15,0 e 20,0 mg.L-1 de K.
d) Solução 1000 mg.L-1 de sódio: dissolver 2,5421g de NaCl, p.a., seco em estufa a 100ºC
por 2 h, completando o volume a 1000 mL com água. Armazenar em frasco de polietieno
sob refrigeração.
e) Curva de calibração de sódio: em balões volumétricos de 100 mL, transferir 0,0, 0,5, 1,0,
1,5 e 2,0 mL da solução 1000 mg.L-1 de Na (item 3.1.1.3.d), completando o volume com
solução de 0,25 mol L-1 de HClO4. Essas soluções contêm, respectivamente, 0,0, 5,0,
10,0, 15,0 e 20,0 mg.L-1 de Na.
3.1.1.4. PROCEDIMENTO
Diluir o extrato obtido na decomposição da amostra (item 2.3.4.A), para a faixa ideal de
trabalho. Como norma, em função dos teores médios de K em amostras vegetais, pode-se
diluir 10 vezes. Calibrar o fotômetro de chama com as soluções analíticas 0 e 20 mg L-1 de K
(3.1.1.3.c). Quando da estabilização do aparelho, iniciar as leituras da curva de calibração e
das amostras. A determinação de Na deverá ser realizada diretamente no extrato obtido
pela decomposição da amostra (item 2.3.4.A). Calibrar o fotômetro com as soluções
analíticas de 0 e 20 mg L-1 de Na (item 3.1.1.3.e). Quando da estabilização do aparelho,
iniciar as leituras da curva de calibração e das amostras.
OBSERVAÇÕES:
5. Os teores de Na e K nas amostras são obtidos a partir da relação entre
a porcentagem de emissão x concentração.
6. Para facilitar o trabalho, pode-se preparar curva de calibração mista (K
e Na).
7. Poderão ser utilizadas concentrações de até 50,0 mg L-1 de Na ou K na
curva de calibração, porém deve-se observar o comportamento. Se não
for uma reta, deve-se utilizar a equação quadrática para calcular os
resultados.
8. O espectrômetro de absorção atômica deverá ser preferencialmente
utilizado no modo “emissão”. Porém, os custos serão mais elevados, em
função da utilização de acetileno em lugar de propano (fotômetro de
chama).
9. ICP OES apresenta maior sensibilidade, podendo ser vantajoso seu
emprego em caso de análises multielementares. Porém, deve ser
ressaltado que os teores de Na e K em amostras de plantas são
elevados, não apresentando problemas devido à sensibilidade.
VANTAGENS
a) Alta velocidade analítica.
b) Alta sensibilidade.
c) Adequado para análises em rotina.
LIMITAÇÃO
a) Estreita faixa linear (fotômetro de chama).
3.4. CÁLCIO E MAGNÉSIO
3.4.1. ESPECTROMETRIA DE ABSORÇÃO ATÔMICA
3.4.1.1. PRINCÍPIO
A técnica analítica se baseia na absorção de radiação das regiões visível e ultravioleta do
espectro eletromagnético por átomos no estado fundamental. O espectrômetro de absorção
atômica é constituído de fonte de radiação, sistema de atomização, conjunto monocromador
e detector (transdutor). A amostra é nebulizada e, em chama ar-acetileno ou oxido nitroso-
acetileno, é vaporizada, produzindo átomos no estado fundamental, que podem absorver a
energia radiante proveniente de uma lâmpada de catodo oco, que emite radiação com
comprimento de onda específico. Os átomos absorvem essa luz, ocorrendo transição para
um nível de maior energia. A intensidade dessa transição é relacionada com a concentração
original dos átomos no estado fundamental.
3.4.1.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Espectrômetro de absorção atômica.
b) Lâmpadas de catodo oco de Ca e/ou de Mg.
c) Pipetas e balões volumétricos.
3.4.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Acido clorídrico concentrado (37%).
c) Ácido perclórico a 70%.
d) Solução de lantânio ou estrôncio a 10% (m/v): transferir 117,0 g de La203 ou 302,0 g de
SrCl2⋅6H2O para frasco de 1000 mL, adicionar lentamente 125 mL de HCl concentrado.
Esfriar e completar o volume com água
e) Solução de lantânio ou estrôncio a 0,1 % (m/v): diluir 100 vezes a solução 3.4.1.3.d.
f) Solução analítica concentrada para absorção atômica de Ca e Mg (1000 mg.L-1).
g) Soluções analíticas de Ca e Mg: diluir as soluções de referência (item 3.4.1.3.f),
preparando soluções com misturas de Ca (0,0, 1,0, 2,0 e 4,0 mg L-1) e Mg (0,0, 0,2, 0,4 e
0,8 mg L-1). Essas soluções deverão ser preparadas em meio de 0,25 mol L-1 de ácido
perclórico.
3.4.1.4. PROCEDIMENTO
 Transferir 1,0 mL do extrato obtido mediante a decomposição da amostra (item 2) para
recipiente adequado. completar o volume para 20 mL com a solução diluída de La ou Sr
(item 3.4.1.3.f). verificar as condições adequadas do equipamento (item 3.7).
OBSERVAÇÕES:
1. Método mais utilizado para determinação de Ca e Mg.
2. A adição de lantânio ou de estrôncio é necessária para a supressão da
ionização do Ca e do Mg, evitando a reação com fosfato e alumínio
presentes e a formação de compostos refratários, termicamente
estáveis.
3. ICP OES apresenta maior sensibilidade, podendo ser vantajoso seu
emprego em caso de análises multielementares. Porém, deve ser
ressaltado que os teores de Ca e Mg em amostras de plantas são
elevados, não apresentando problemas devido à sensibilidade.
VANTAGENS
d) Alta velocidade analítica.
e) Alta sensibilidade.
f) Adequado para análises em rotina.
3.4.2. TITULAÇÃO COM EDTA
3.4.2.1. PRINCÍPIO
Cálcio e magnésio são quantificados por complexação com o sal dissódico do ácido
etilenodiaminotetracético (EDTA-Na2), a partir da eliminação de interferentes e da utilização
de diferentes complexantes e valores de pH. Negro de eriocromo T (sal sódico do ácido 2-
hidróxi-2-naftilazo-6-nitronaftalinosulfônico) é empregado para a quantificação de Ca + Mg,
em valores de pH = 10. Azul de eriocromo R (ácido calconcarboxílico, ou calcon) é utilizado
para a determinação do Ca, após elevação dos valores de pH para 12, para precipitar o
magnésio presente na solução. Fosfatos são eliminados na forma de fosfato férrico. Cobre,
zinco, níquel e cobalto são mascarados com cianeto de potássio e ferro; alumínio e
manganês são mascarados com trietanolamina.
3.4.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Vidraria graduada.
b) Bureta automática, com precisão de 0,01 mL.
c) Agitador magnético.
d) Papel-filtro quantitativo de filtração rápida.
3.4.2.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Solução de EDTA-Na2 (0,01 mol L-1): transferir para balão volumétrico de 1000 mL,
3,7225 g de EDTA-Na2 previamente seco em estufa entre 70 e 80ºC durante 2 h e
resfriado em dessecador, dissolver e completar o volume com água.
c) Solução de negro de eriocromo T, a 0,5% (m/v): dissolver 125 mg de negro de eriocromo
T em 25 mL de álcool metílico.
d) Solução de calcon, a 1,0 % (m/v): dissolver 100 mg de calcon em 100 mL de álcool
metílico.
e) Solução com pH 10: dissolver 7 g de NH4Cl em 58 mL de NH4OH, adicionar 5 g de KCN
(cuidado), 15 mL de trietanolamina e completar o volume para 100 mL com água.
Armazenar em frasco plástico.
f) Solução de cloreto férrico (1,0 mg.mL-1 de Fe3+): transferir 4,8 g de FeCl3⋅6H2O para balão
volumétrico de 1000 mL, adicionar 2,0 mL de HCl concentrado e completar o volume com
água.
g) Solução de ácido acético a 1:1: diluir 50 mL de H3CCOOH com 50 mL de água.
h) Solução de vermelho de metila a 0,1 % (m/v): transferir, para balão volumétrico de 100
mL, 0,1 g de vermelho de metila, dissolver e completar o volume com álcool etílico.
i) Solução de hidróxido de amônio a 25% (v/v): transferir, para balão volumétricode 1000
mL, 250 mL de NH4OH e completar o volume com água.
j) Solução com pH 12: dissolver 20 g de NaOH em 25 mL de água, esfriar, adicionar 5 g de
KCN (cuidado) e 15 mL de trietanolamina e completar o volume para 100 mL em balão
volumétrico. Armazenar em frasco plástico.
OBSERVAÇÃO:
Cuidado, o KCN é extremamente tóxico. Em meio ácido forma HCN, volátil,
sendo necessária sua utilização em meio básico para evitar maior
toxicidade. Utilizar equipamentos de proteção individual (EPI).
3.4.2.4 PROCEDIMENTO
a) Transferir 50 mL da solução da amostra decomposta (item 2) para béquer de 250 mL.
Para eliminação do fosfato, adicionar 3,0 mL de solução de FeCl3⋅6H2O (item 3.4.2.3.f),
1,0 mL de solução de ácido acético (item 3.4.2.3.g), 2 gotas de solução de vermelho de
metila (item 3.4.2.3.h) e adicionar solução de NH4OH (item 3.4.2.3.i) até viragem do
indicador, acrescentando mais 1 mL em excesso. Aquecer a solução e deixar em
ebulição por 5 min, filtrar ainda quente e lavar com pequenas porções, totalizando 10 mL
de água a aproximadamente 80ºC. Transferir o filtrado para balão volumétrico de 100
mL, esfriar e completar o volume com água (solução A).
b) Cálcio: transferir, para erlenmeyer de 250 mL, 25,0 mL da solução A (item 3.4.2.4.a),
acrescentando aproximadamente 50 mL de água e, sob agitação, 6,0 mL de solução com
pH 12 (item 3.4.2.3.j) e 5 gotas de solução de calcon (item 3.4.2.3.d). Titular com solução
de EDTA-Na2 (item 3.4.2.3.b), até obtenção de cor azul estável, que indica o ponto final
da titulação.
c) Cálcio + magnésio: transferir, para erlenmeyer de 250 mL, 25,0 mL da solução A (item
3.4.2.4.a), acrescentando aproximadamente 50 mL de água e, sob agitação, 7,0 mL de
solução com pH 10 (item 3.4.2.3.e) e 5 a 7 gotas de solução de negro de eriocromo T
(item 3.4.2.3.c). Titular com solução de EDTA-Na2 (item 3.4.2.3.b), até obtenção de cor
azul estável, que indica o ponto final da titulação.
OBSERVAÇÃO
1) 1,0 mL de EDTA-Na2 a 0,01 mol L-1 é equivalente a 0,4 mg de Ca.
VANTAGENS
a) Baixo custo.
b) Boa repetibilidade.
LIMITAÇÕES
a) Utilização de reagentes altamente tóxicos e venenosos.
b) Método sujeito a sérios problemas de interferência.
3.5. ENXOFRE
 
3.5.1 TURBIDIMETRIA
 
 3.5.1.1. PRINCÍPIO
 Baseia-se na quantificação da turbidez provocada pela precipitação do íon enxofre pelo
cloreto de bário, na forma de sulfato de bário (BaSO4) (MALAVOLTA et a., 1989).
 
 3.5.1.2 MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Espectrofotômetro ou turbidímetro.
b) Agitador do tipo Vortex.
 
 3.5.1.3 REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Cristais de BaCl2 passados em peneira de 60 “mesh” (malha = 0,25 mm).
c) Solução analítica concentrada de S (1000 mg.L-1 de S-SO4): pesar 5,434g de K2S04, seco
em estufa, dissolver em água e completar o volume para 1000 mL.
d) Soluções analíticas de enxofre (0,0; 10,0; 15,0; 20,0; 30,0; 40,0 e 50,0 mg.L-1 de S): em
balões volumétricos de 100 mL, adicionar, respectivamente, 0,0; 1,0; 1,5; 2,0;2,5; 3,0;4,0
e 5,0 mL da solução analítica concentrada de enxofre (item 3.5.1.3.c), completando o
volume com água.
e) Solução de HCl, 6 mol L-1 (com 20 mg.L-1 de S): dissolver 0,1087g de K2SO4, seco
previamente em estufa, em 200 mL de água. Em seguida, adicionar 500 mL de HCl.
Agitar até completa dissolução do sal e completar o volume para 1000 mL com água.
 
 3.5.1.4 PROCEDIMENTO
 Transferir 2,0 mL do extrato obtido na decomposição da amostra (item 2.3.4.A) ou da
solução analítica de S (item 3.5.1.3.d) e completar o volume para 20,0 mL com água. Em
seguida, transferir 10,0 mL dessa solução para tubo de 30,0 mL, adicionando 1,0 mL da
solução de HCl (item 3.5.1.3.e) e 0,5 g de BaCl2 (item 3.5.1.3.b). Agitar vigorosamente por
30 s e, após 4 min (cronometrados), efetuar leitura no espectrofotômetro, em comprimento
de onda de 420 nm, ou no turbidímetro.
 
 OBSERVAÇÃO:
 A leitura deve ser realizada impreterivelmente entre 4 e 8 min, uma vez
que o precipitado de BaCl4 decanta-se rapidamente.
 
 VANTAGEM
 Baixo custo.
 
 LIMITAÇÃO
 Baixa sensibilidade.
 
3.6 COBRE, ZINCO, FERRO E MANGANÊS
3.6.1. PRINCÍPIO
O tecido vegetal pode ser decomposto por via úmida (item 2.3) e a determinação do
elemento é realizada diretamente no extrato por espectrometria de absorção atômica.
3.6.1.2 MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Espectrômetro de absorção atômica, com lâmpada de catodo oco de Cu, Zn, Fe e Mn.
3.6.1.3 REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Soluções de ácido clorídrico: 6,0 mol L-1 e 2,0 mol L-1.
c) Solução analítica concentrada de cobre (com 100 mg L-1 de Cu): dissolver 0,393 g de
CuSO4 5⋅H2O em solução de HNO3 a 0,2 mol L-1.
d) Solução analítica concentrada de ferro (com 100 mg L-1 de Fe): pesar e dissolver 0,702 g
de sulfato ferroso amoniacal (NH4)2Fe(SO)4⋅6H2O em 50 mL de água desionizada que
contenha 10,0 mL de H2SO4 concentrado e completar o volume para 1000 mL com água
desionizada.
e) Solução analítica concentrada de manganês (com 100 mg L-1 de Mn): pesar 0,31 g de
MnSO4⋅H2O e dissolver em solução de HNO3 a 0,2 mol L-1, completando o volume para
1000 mL.
f) Solução analítica concentrada de zinco (com 100 mg L-1 de Zn): pesar e dissolver 0,440 g
de ZnSO4⋅7H2O em solução de HNO3, 0,2 mol L-1, completando o volume para 1000 mL
com esta solução.
OBSERVAÇÃO
Para evitar problemas devidos a contaminações e/ou alterações no estado
físico-químico dos sais, recomenda-se o uso de soluções analíticas
concentradas disponíveis no comércio.
g) Curva de calibração mista de cobre, ferro, manganês e zinco: a partir das soluções
analíticas concentradas (itens 3.6.1.3.c, d, e, f), transferir, para balão volumétrico de 100
mL, alíquotas apropriadas para que a curva de calibração final se encontre dentro da
faixa linear respectiva de cada elemento, completando o volume, mantendo-se a mesma
condição de acidez final das amostras.
3.6.1.4 PROCEDIMENTO
Para cada elemento, calibrar o equipamento com a curva de calibração mista (item
3.6.1.3.g) e proceder às leituras diretamente no extrato obtido a partir da decomposição da
amostra (item 2.3). Verificar o alinhamento da lâmpada e a adequação da chama (item 3.7).
 
3.7. REGRAS BÁSICAS PARA MANUTENÇÃO DE ROTINA EM ESPECTRÔMETROS DE
ABSORÇÃO ATÔMICA
Instrumentos em boas condições de operação devem ser considerados prioridade
em qualquer laboratório de análises. Para isso, é necessário implantar um programa de
manutenção (manutenção geral do instrumento, manutenção no fornecimento de gás,
manutenção dos componentes da chama e manutenção dos componentes do forno),
visando ao aumento da vida útil do instrumento, ao tempo de parada reduzido e à melhoria
geral no desempenho do instrumento, dando ao operador maior confiança na validade de
seus resultados analíticos. Este tópico foi extraído no manual operacional da Embrapa
Pecuária Sudeste.
3.7.1. MANUTENÇÃO GERAL DO INSTRUMENTO
Poeira e vapores condensados podem se acumular no invólucro do instrumento e
líquidos corrosivos podem espirrar no instrumento. Para minimizar os danos, limpe o
instrumento com pano macio, úmido, usando água ou solução detergente fraca. Não use
solventes orgânicos. Nas janelas do compartimento da amostra e nas janelas da lâmpada
podem se acumular poeira ou marcas digitais. Nesses casos, limpe as janelas com pano
macio umedecido com álcool isopropílico. Se as janelas não estiverem limpas, o operador
observará sinais de ruído das lâmpadas e resultados analíticos não reprodutíveis. Evitar a
instalação do equipamento em locais onde haja alta concentração de poeira e vapores. O
equipamento não deverá ser exposto à incidência direta de raios do sol e a corrente elétrica
deverá ser estabilizada, visando ao aumento da vida útil dos componentes eletrônicos. Os
componentes óticos vedados deverão ser limpos por especialistas da assistência técnica
autorizada.
3.7.2. MANUTENÇÃODO FORNECIMENTO DE GÁS
A chama tem a finalidade de transformar íons e moléculas em átomos no estado
fundamental. Os gases mais apropriados para uso em espectrometria de absorção atômica
por chama são o ar ou o óxido nitroso, empregados como gases de suporte da combustão,
e o acetileno, empregado como gás combustível. Cada gás é fornecido ao instrumento por
meio de sistema de fornecimento dotado de tubos e mangueiras de borracha. Tubulação de
cobre pode ser utilizado para os gases oxidantes e o acetileno só deve ser fornecido por
meio de tubulação de aço inoxidável. Verificar regularmente as conexões da rede de gases,
para prevenir possíveis vazamentos, especialmente quando os cilindros são trocados,
usando solução de detergente ou mistura de etanol e água.
O tipo de chama mais utilizado em espectrometria de absorção atômica é a mistura
ar-acetileno, numa proporção relativamente elevada de oxidante em relação ao combustível
(chama azul). A mudança na proporção oxidante:combustível pode alterar o equilíbrio e
pode melhorar significativamente a eficiência de atomização. A chama redutora (amarela) é
obtida aumentando-se a quantidade de acetileno em relação ao ar, promovendo aumento da
pressão parcial de uma série de produtos da combustão (por exemplo, CO); isso facilita a
atomização de elementos com tendências de formação de óxidos refratários. Por outro lado,
a chama oxidante (azul clara) é obtida diminuindo a quantidade de acetileno em relação ao
ar, o que favorece aqueles elementos cuja eficiência de atomização se dá pela formação de
óxidos.
Quanto à manutenção, deve-se verificar se as mangueiras de borracha ligadas ao
instrumento estão gastas ou rachadas. Além disso, a cada troca de carga dos gases,
verificar se os reguladores e as válvulas estão funcionando corretamente. Por serem usados
ou produzidos gases potencialmente tóxicos na chama, é necessário usar um sistema de
exaustão apropriado, com capacidade mínima de 6 m3/min , ou o recomendado pelo
fabricante do instrumento.
3.7.3. AR COMPRIMIDO
O ar pode ser fornecido ao instrumento a partir de cilindros ou de um compressor de
ar, sendo os cilindros fonte mais dispendiosa. Se for utilizado ar comprimido produzido por
um compressor, um conjunto de filtro e regulador na linha de entrada para o instrumento
deverá ser instalado. O fornecimento deve ter pressão de entrada de 60 psi e o ar deve ser
limpo, seco e livre de óleo. Excesso de ruído na leitura poderá ser atribuído ao ar
contaminado. O conjunto de filtro de ar constitui um componente essencial do espectrômetro
de absorção atômica e sua inclusão na instalação de fornecimento de ar é obrigatória.
Semanalmente, verifique se o filtro contém acumulo de partículas e de umidade. Quando
necessário, desmonte o conjunto de filtro de ar e limpe o elemento filtrante, o vaso e os
componentes da válvula de drenagem.
3.7.4. ACETILENO
O acetileno é o único gás combustível normalmente usado em espectrometria de
absorção atômica por chama. O gás deve ser empacotado em acetona e ter grau de pureza
de pelo menos 99,6% e especificação “grau AA”. A pressão de entrada deve ser regulada e
nunca exceder 15 psi. Verificar o manual de operações do instrumento para que a pressão
seja corrigida em conformidade com as exigências do fabricante. Verificar diariamente a
pressão do cilindro de acetileno, evitando que seja inferior a 100 psi, para impedir que a
acetona entre na linha de gás, provocando degradação dos resultados analíticos e
causando danos ao instrumento.
3.7.5. ÓXIDO NITROSO
 
 O óxido nitroso usado para a espectrometria de absorção atômica por chama deve ser
livre de óleo. Se não for usado um regulador aquecido, pode ocorrer a perda da regulagem,
devida ao efeito de expansão por resfriamento. Isto pode levar a resultados errados e criar o
potencial para uma situação de retorno de chama com unidades de controle manual de gás.
3.7.6. MANUTENÇÃO DOS COMPONENTES DA CHAMA
 
 A manutenção dos componentes da chama deve ser rotineira, para garantir o bom
desempenho do seu equipamento. Esses componentes são divididos em nebulizador,
câmara de aspersão e queimador.
3.7.7. ATOMIZAÇÃO POR CHAMA
O atomizador é uma parte de extrema importância na espectrometria de absorção
atômica, pois neste dispositivo serão formados os átomos que absorverão a radiação
proveniente da lâmpada de catodo oco e em função disso será determinada a concentração
do elemento de interesse. O atomizador de chama mais comum possui um dispositivo
chamado nebulizador, que pode ser constituído por uma agulha de metal ou um sistema de
vidro. Em qualquer dos casos, a função do nebulizador é formar um aerossol da solução
aquosa que se deseja analisar. Esse aerossol é constituído por pequenas gotículas que
entram em uma câmara de nebulização e chegam ao queimador arrastado pelos gases
(combustível e oxidante). O nebulizador normalmente é constituído em aço inoxidável e o
queimador em titânio, para resistir às elevadas temperaturas. A parte interna da câmara de
nebulização deve ser de material inerte à corrosão, podendo ser metálico ou plástico
(OLIVEIRA et al., 2000).
A área do nebulizador do componente de chama consiste do tubo capilar e do corpo
do nebulizador. Tenha sempre cuidado para que o tubo capilar usado para aspirar as
soluções esteja corretamente adaptado ao capilar do nebulizador. Quaisquer vazamentos de
ar, curvaturas estreitadas ou pancadas causarão leituras instáveis, não reprodutíveis.
Algumas vezes o tubo capilar de plástico pode entupir e será necessário cortar a seção
entupida ou adaptar novo pedaço de tubo capilar. Em qualquer caso, deve-se verificar com
cuidado, para ter certeza de que o tubo capilar esteja corretamente adaptado ao capilar do
nebulizador. Este também pode apresentar entupimento. Se isto ocorrer, proceda da
seguinte maneira: apague a chama; remova o tubo capilar de polietileno; remova o
nebulizador de sua base e desmonte-o, conforme descrito no manual de operação do
instrumento. Coloque o nebulizador em um limpador ultrassônico que contenha solução de
detergente líquido a 0,5 % (Triton X-100). Se este procedimento não for eficaz, passe um
arame de nebulizador livre de aparas cuidadosamente através do nebulizador e em seguida
repita o procedimento de limpeza ultra-sônica; monte e instale novamente o nebulizador de
acordo com as instruções. Caso formem bloqueios e se eles não forem removidos, o sinal
analítico cairá continuamente até que não se observe nenhuma absorbância. Os problemas
com o nebulizador podem ser minimizados tendo-se o cuidado de sempre aspirar de 50 a
500 mL de água no final de cada dia de trabalho.
3.7.8. CÂMARA DE ASPERSÃO
Quando a amostra sai do nebulizador, ela vai de encontro à esfera de impacto e se
divide em gotículas do tipo aerossol. A eficiência da esfera pode ser comprometida pela
ocorrência de ranhuras superficiais, nas quais poderá ocorrer acumulação de material
sólido. A redução na eficiência da esfera de impacto pode causar diminuição nos valores de
absorbância e ruídos no sinal analítico. Ao remover o nebulizador para inspeção, certificar-
se de que o mecanismo de ajuste funcione adequadamente e que a esfera esteja
posicionada corretamente sobre a saída do nebulizador.
Juntamente com o nebulizador e a esfera de impacto, a câmara de aspersão e o
retentor de líquido devem também ser removidos para limpeza, com detergente neutro e
água. Enxaguar completamente com água desionizada e secar todos os componentes.
Encher novamente o retentor de líquidos e montar a câmara de aspersão, verificando
possíveis deformações nos anéis de vedação ou nos bloqueios das entradas de gás.
Verificar diariamente o nível do rejeito, descartá-lo num tanque de armazenagem, para
posterior tratamento dos resíduos.
3.7.9. QUEIMADOR
O componente final de interesse do sistema da chama é o queimador. Durante a
aspiração de certas soluções, podem se formar depósitosde carvão e/ou sais no
queimador, causando alteração na razão combustível:oxidante e no perfil da chama, corte
potencial do feixe ótico e degradação do sinal analítico. Para minimizar o acúmulo de sais,
uma solução diluída de ácido nítrico pode ser aspirada entre as amostras. Se os sais
continuarem a se acumular, desligar a chama e usar a tira de limpeza fornecida com o
instrumento. Introduza a tira na abertura do queimador e mova-a para trás e para a frente
através da abertura. Isto deve deslocar quaisquer partículas que serão então afastadas logo
que a chama seja acesa e a água aspirada. Não use objetos afiados, tais como lâminas de
barbear para limpar o queimador, pois podem causar ranhuras na abertura, formando áreas
onde os sais e o carvão possam se acumular em velocidade acelerada. Se este tipo de
limpeza não for eficiente, remova o queimador, inverta-o e embeba-o em água morna com
sabão. Uma escova facilitará a limpeza. Também pode ser embebido em solução de ácido
nítrico a 0,5% (v/v). Uma alternativa para a limpeza são os banhos ultra-sônicos com
detergente não-iônico diluído. Após a limpeza, enxágüe-o completamente com água
desionizada e seque antes de instalá-lo no instrumento. Nunca desmonte o queimador para
limpeza, pois se for montado incorretamente ocorrerá vazamento de misturas gasosas, com
potencial para causar explosões. Esta manutenção deve ser feita semanalmente.
Após o término das análises, deve-se aspirar de 50 a 100 mL de água desionizada,
para limpar o nebulizador, a câmara de aspersão e o queimador.
3.7.10. PROGRAMA DE MANUTENÇÃO PERIÓDICA
Diariamente
• Verificar o gás,
• Verificar o sistema de exaustão,
• Esvaziar o receptáculo de drenagem,
• Limpar as janelas do compartimento de amostra e
• Enxaguar a câmara de aspersão com 100 mL de água destilada.
Semanalmente
• Desmontar a câmara de aspersão e verificar a esfera de impacto e os componentes do
nebulizador e
• Lavar a câmara de aspersão e o retentor de líquidos, limpar o queimador, trocar o líquido
do retentor, verificar os anéis de vedação, verificar o conjunto de filtros de ar e limpar o
instrumento com pano.
 No momento da troca dos gases
Verificar vazamentos, pressão dos reguladores e mangueiras de fornecimento de gás.
3.8. BORO
3.8.1. AZOMETINA-H
3.8.1.1. PRINCÍPIO
Técnica de espectrometria de absorção molecular, cuja determinação é baseada na
formação de um complexo de coloração amarela resultante da reação do ácido bórico com o
reagente azometina-H (WHO, 1998, WOLF, 1971). Em soluções aquosas, o reagente é
amarelado e se dissocia de acordo com a seguinte reação (WOLF, 1971):
O ácido bórico desloca o equilíbrio para a esquerda, aumentando a intensidade da
coloração amarela proporcionalmente à concentração de boro. Esse deslocamento é
relativamente lento.
3.8.1.2 MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Cadinho de porcelana.
b) Forno do tipo mufla.
c) Tubos de ensaio de polipropileno.
d) Espectrofotômetro VIS.
3.8.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Ácido clorídrico, 0,1 mol L-1: dissolver 8,3 mL de HCl concentrado em 1000 mL com H20
destilada. Armazenar em frasco plástico.
c) Solução de ácido ascórbico-L a 1%: pesar e dissolver 1 g de ácido ascórbico-L em 100
mL de água.
d) Solução-tampão: pesar e dissolver 500 g de acetato de amônio e 30 g de EDTA em 800
mL de água. Adicionar lentamente 250 mL de ácido acético glacial e homogeneizar.
e) Solução de azometina-H: dissolver 0,45 g de azometina-H em 100 mL da solução de
NH2
OH
O3S
HO3S CHO
OH N
OH
C
HOH3BO3
H2O
Ácido H
Alde ído
Salicílico Azometina- HH
NH2
OH
O3S
HO3S CHO
OH N
OH
C
HOH3BO3
H2O
Ácido H
Alde ído
Salicílico Azometina- HH
NH2
OH
O3S
HO3S CHO
OH N
OH
C
HOH3BO3
H2O
Ácido H
Alde ído
Salicílico Azometina- HH
ácido ascórbico (item 3.8.1.3.a). Esta solução deve ser preparada semanalmente,
armazenada em frasco escuro e conservada no refrigerador.
f) Solução analítica concentrada de boro (50,0 mg L-1): dissolver 0,286 g de ácido bórico em
HCI a 0,1 mol L-1, completar o volume para 1000 mL com o ácido. Armazenar em frasco
plástico.
g) Curva de calibração: transferir, para balões volumétricos de 100 mL, 0,0; 0,5; 1,0; 2,0;
3,0; 4,0 e 5,0 mL da solução analítica concentrada e completar o volume com HCI a 0,1
mol L-1, guardando em frascos plásticos. Essas soluções contêm, respectivamente, 0,0;
0,25; 0,5; 1,0; 1,5; 2,0; e 2,5 mg L-1 de boro.
3.8.1.4. PROCEDIMENTO
3.8.1.4.1. Preparo do extrato
 Incinerar 250 mg da amostra, seca e moída, a 5000C durante cerca de 2 h. Dissolver as
cinzas com 10 mL de solução de HCl a 0,1 mol L-1. Homogeneizar.
3.8.1.4.2. Determinação
 Transferir, para tubos de ensaio de polipropileno, alíquota de 2,0 mL da curva de calibração
ou da amostra. Juntar 2,0 mL da solução-tampão e homogeneizar. Adicionar 2,0 mL da
solução de azometina-H a 0,45% e agitar. Após 30 min, transferir as soluções amarelo-
avermelhadas para tubos do espectrofotômetro e proceder às leituras em filtro azul, em 420
nm, acertando o zero do aparelho com HCI a 0,1 mol L-1.
VANTAGENS
a) Método rápido e preciso.
b) Alta sensibilidade.
LIMITAÇÕES
a) Alto custo operacional.
b) Uso de reagentes tóxicos e irritantes (azometina-H).
 
3.8.2. CURCUMINA
3.8.2.1. PRINCÍPIO
 O método fundamenta-se na reação entre o ânion borato e a curcumina em presença de
ácido oxálico, havendo a formação de um composto, constituído predominantemente de
rubrocurcumina, solúvel em álcool etílico e medido espectrometricamente (WHO, 1998,
WOLF, 1971).
3.8.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Cadinhos de porcelana.
b) Forno do tipo mufla.
c) Copos plásticos.
d) Banho termostatisado.
e) Centrífuga.
f) Espectrofotômetro.
3.8.2.3 REAGENTES E SOLUÇÕES
a) Água destilada e desionizada.
b) Ácido clorídico, 0,1 mol L-1: ver item 3.8.1.3.b.
c) Álcool etílico 96°G.L.
d) Curcumina.
e) Ácido oxálico.
f) Ácido clorídrico.
g) Solução de álcool etílico 96°GL, livre de boro.
h) Solução de curcumina em ácido oxálico: dissolver 0,04 g de curcumina finamente moída
e 5,0 g de ácido oxálico em 100 ml de álcool etílico a 95%. Guardar em frasco escuro em
refrigerador (preparar semanalmente).
i) Solução analítica concentrada de boro (50,0 mg.L-1): ver item 3.8.1.3.f.
j) Curva de calibração: ver item 3.8.1.3.g
 
 3.8.2.4. PROCEDIMENTO
3.8.2.4.1. Preparo do extrato
Ver item 3.8.1.4.1.
3.8.4.2. Determinação
Transferir 1,0 mL do extrato ou da curva de calibração para frascos plásticos de 50 mL.
Juntar 4,0 mL da solução de curcumina em ácido oxálico e misturar. Colocar os frascos em
banho-maria e mantê-los a 55 ± 3ºC, de modo que a parte que contenha as soluções fique
uniformemente mergulhada. Alternativa: colocar os frascos em estufa na mesma
temperatura.
Deixar secar e conservar os frascos com as amostras no banho por mais 15 min. Retirar os
frascos e esfriar em temperatura ambiente. Juntar exatamente 25 mL de álcool etílico (95%
− 96%), friccionando com bastonete de vidro com ponta de borracha até dissolver todo o
resíduo.
Transferir as soluções para tubos do espectrômetro e ler (até 1 − 2 h após), usando filtro
verde (540 nm), acertando o zero com solução de HCl a 0,1 mol L-1.
 VANTAGENS
a) Alta sensibilidade.
b) Método preciso.
LIMITAÇÃO
 O extrato deve ser lido no máximo até 60 min após a estabilização da coloração.
 
 4. SISTEMA POLIVALENTE PARA DETERMINAÇÃO MULTIELEMENTAR EM ANÁLISE
DE PLANTAS
4.1. PRINCÍPIO
O sistema polivalente por injeção em fluxo consiste na utilização de um único
sistema capaz de realizar diferentes determinações. Não são necessárias modificações no
módulo de análise para a determinação de um ou outro elemento. O sistema polivalente foi
projetado para determinação de ferro, cobre, manganês, zinco, cálcio, magnésio e fósforo
em plantas. As medidas espectrofotométricaspodem ser realizadas após apropriadas
modificações dos reagentes, das suas concentrações, do volume de amostra injetada e/ou
do comprimento de onda (SILVA et al., 1998a,b).
A determinação do ferro total baseia-se na reação entre o Fe(II) e a o-fenantrolina, após
prévia redução do Fe(III) do digerido por ácido ascórbico.
A determinação de cobre explora o efeito catalítico dos íons cúpricos na oxidação dos íons
férricos pelo tiossulfato. A coloração avermelhada do complexo intermediário [Fe(S2O3)]2-
decresce proporcionalmente à concentração de cobre do digerido.
A formaldoxima atua como reagente cromogênico para determinação de manganês. Em
meio alcalino, ela forma solução avermelhada com os íons Mn (II). Como o ferro torna-se
uma espécie potencialmente interferente, emprega-se o KCN, pois complexa o ferro sem
afetar o sinal analítico do composto Mn-formaldoxima formado.
 A determinação de zinco baseia-se na formação do complexo azul Zn-Zincon.
A o-cresolftaleína complexona (CPC) é o reagente cromogênico utilizado nas determinações
de cálcio e magnésio, após adição de ácido bis(aminoetil)glicoeter-N,N,N´,N´-tetraacético
(EGTA) ou oxina e solução-tampão adequada para melhoria na seletividade. A presença de
ferro em concentrações >10 mg L-1 conduz à redução pronunciada do sinal analítico do
magnésio. Para minimizar esse efeito, a adição de 3,0% (m/v) de KCN ao reagente R1 deve
ser empregada e nessa situação a concentração de ferro tolerada é de aproximadamente 50
mg L-1.
 A determinação do fósforo baseia-se na metodologia do amarelo de indofenol. Em meio
ácido, o fósforo reage com os íons do reagente R1 para formar um complexo amarelo. Esta
reação apresenta sensibilidade e seletividade adequadas para análises de plantas.
4.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Bomba peristáltica com 8 canais
c) Tubos de Tygon, para bombeamento.
d) Injetor-comutador de acrílico, do tipo 1:3.
e) Espectrofotômetro com célula de fluxo.
f) Registrador potenciométrico.
g) Tubos de polietileno (0,8 mm d. i.).
4.3. REAGENTES E SOLUÇÕES
Todas as soluções devem ser preparadas com reagentes químicos de grau analítico e água
destilada e desionizada.
A matéria orgânica é mineralizada por via seca: 0,25 g de tecido vegetal seco, finamente
moído e peneirado é incinerado e os resíduos são recuperados em 5,0 mL de 1,0 mol L-1 de
HCl e diluídos 5 vezes com água, apresentando concentração final aproximada de 0,2 mol L-
1
 de HCl, sendo esta a concentração utilizada no fluxo transportador (C, Fig. 1).
Considerando-se os teores esperados de zinco, cobre, manganês, ferro, cálcio, magnésio e
fósforo dos digeridos, curvas de calibração mistas são preparadas em 0,2 mol L-1 de HCl
contendo de 0,00 a 2,00 mg L-1 de Zn, Cu e Mn + 0,0 a 10,0 mg L-1 de Fe e Mg + 0,0 a 16,0
mg.L-1 de P-P04, + 0,0 a 40,0 mg L-1 de Ca. As soluções-estoque são de 1000,0 mg.L-1 de
Zn, Cu, Fe ou Ca (com base em ZnSO4, CuCl2, FeCl3⋅2H2O ou CaCO3, em HCl) e de 250,0
mg.L-1 de Mg ou P (MgSO4⋅7H2O ou KH2PO4).
 
 Ferro: R1 (Fig. 2) − solução com 2,0% (m/v) de ácido ascórbico, preparada diariamente e
estocada em frasco escuro; R2 − solução com 2,0 mol L-1 de acetato de amônio mais 0,25%
(m/v) de 1,10 o-fenantrolina (fen), preparada a partir da solubilização de 15,42 g de
NH4CH3COOH + 0,25 g de fen em 100 mL de água, e R3 − água.
 
 Cobre, R1 − solução com 0,10 mol L-1 de tiossulfato de sódio, preparada a partir da
solubilização de 2,48 g Na2S2O3 em 100 mL de água; R2 − água e R3 − solução com 0,05
mol L-1 de sulfato férrico, preparada a partir da solubilização de 1,3 g de FeCl3⋅2H2O em 100
mL de água.
Zinco, R1 − solução com 2,0% (m/v) de ácido ascórbico, preparada diariamente e estocada
em frasco escuro; R2 − solução com 0,5 mol L-1 de Na2B4O7 + 0,7 mol L-1 de NaOH + 0,5%
(m/v) de KCN, preparada a partir da solubilização de 2,80 g de NaOH + 0,5 g de KCN + 10,1
g de Na2B4O7 em aproximadamente 80 mL de água quente sob agitação, ajustando o pH
para 9,4 (2,0 mol L-1 de NaOH ou 6,0 mol L-1 de HCl) e completando-se o volume para 100
mL com água e R3 − solução com 0,04% (m/v) de Zincon (2-carboxi-2´-hidroxi-5´-
sulfoformazilbenzeno) + 0,37% (m/v) de formaldeído, preparada pela solubilização de 0,04 g
de Zincon e 1,0 mL de solução-estoque com 37% (m/v) de formaldeído padronizado.
 
 Manganês, R1 − solução com 2,0% (m/v) de ácido ascórbico, R2 − solução com 2,0 mol L-1
de NaOH + 3,0% (m/v) de KCN, dissolvidos em água, e R3 − solução com 0,5 mol L-1 de
formaldoxima, preparada pela solubilização de 7,0 g de cloreto de hidroxilamina + 3,0 mL de
formaldeído a 37% (m/v), em 100 mL de água.
 
 Cálcio, R1 − solução com 0,5 mol L-1 de NaOH + 3,0% (m/v) de KCN, R2 − solução-tampão
(0,5 mol L-1 de NH3-NH4, pH = 10,5) preparada pela solubilização de 26,7 g de NH4Cl + 20,0
g NaOH em cerca de 800 mL de água, ajustando-se o pH para 10,5 e completando-se o
volume com água para 1.000 mL, e R3 − solução com 0,01% (m/v) de o-cresolftaleína
complexona (CPC) + oxina a 0,2% (m/v), preparada pela dissolução de 0,002 g de CPC e
0,4 g de oxina em 2,0 mL de 5,0 mol L-1 de HCl, completando o volume para 200 mL com
água.
Magnésio, R1 solução com 0,5 mol L-1 de NaOH + 3,0% (m/v) de KCN, R2 − solução-tampão
(0,5 mol L-1 de NH3-NH4, pH = 10,5) + 4,5.10-3 mol L-1 de EGTA + 5,0.10-3 mol L-1 de
BaCl2⋅2H2O, preparada pela solubilização de 20,0 g de NaOH + 26,7 g de NH4Cl + 1,21 g de
BaCl2⋅2H2O + 1,71 g de EGTA em 1000 mL de água e R3 − solução com 0,03% (m/v) de
CPC.
 
 Fósforo, R1 − água; R2 − solução com 1,6% (m/v) de molibdato de amônio, preparada pela
dissolução de 16,0 g de (NH4)6Mo7O24⋅4H2O em aproximadamente 800 mL de água quente e
completando-se o volume para 1000 mL com água, e R3 − solução com 0,08% (m/v) de
metavanadato de amônio, preparada pela dissolução de 0,80 g de (NH4)VO3 em água
quente, adicionando-se 112,0 mL de HNO3 concentrado e completando-se o volume para
1.000 mL com água.
 
4.4. PROCEDIMENTO
 
 O diagrama de fluxos é mostrado na Fig. 2. O comprimento da alça de amostragem L,
através da qual a amostra é aspirada (4,0 mL.min-1), é de 50 cm (cerca de 250 µL) para Fe,
Cu, Zn e Mn, de 20 cm (cerca de 100 µL) para P e Mg, ou de 10 cm (cerca de 50 µL) para
determinação de Ca. Após modificação da posição do injetor-comutador, a alíquota da
amostra selecionada é introduzida no fluxo transportador (4,0 mL.min-1). A zona de amostra
estabelecida recebe os reagentes R1, R2 e R3 (1,0 mL.min-1), passa pelas bobinas B1, B2 e
B3 (30, 50 e 300 cm) e alcança a unidade de detecção. A passagem da amostra processada
através da célula de fluxo resulta em um sinal transiente proporcional à concentração do
analito contido na amostra, monitorado no comprimento de onda adequado (Tabela 1). Após
o registro do sinal analítico, o injetor-comutador retorna à posição inicial na Fig. 2, para que
nova alíquota da amostra seja introduzida no fluxo transportador.
 W
W
C
IC
 R1 R2 R3
B3
S
 L
B1 B2
 D
Figura 2. Sistema polivalente por injeção em fluxo. IC = injetor-comutador, A = amostra; L =
alça de amostragem; C = fluxo transportador (4,0 mL.min-1); R1, R2, R3 = reagentes (1,0
mL.min-1); B1, B2, B3 = bobinas de reação (30, 50, 200 cm); D = detector, W = descarte.
Linha pontilhada = posição alternativa do IC com a movimentação da porção central; setas =
direção de bombeamento. Outras indicações sobre as dimensões do sistema encontram-se
na Tabela 1.
Tab. 1. Concentrações dos reagents, comprimento de onda, linearidade e equações de calibração
para determinação de Fe, Cu, Mn, Zn, Ca, Mg e P em plantas por sistema polivalente por
injeção em fluxo.
Elemento L1
cm
λ
nm
linearidade
mg L-1
R1
1,0 mL min-1
R2
 1,0 mL min-1
R3
1.0 mL min-1
Ferro 50 512 até 10,0 2,0 % (w/v)
ácido ascorbico
0,25 % (w/v) fen +
2,0 M NH4OAc
H2O
Zinco 50 630 2,0 2,0 % (w/v)
ácido ascorbico
0,5 % (w/v) KCN +
0,7 molL-1 NaOH +
0,5 mol L-1 Na2B4O7
0,04 % (w/v) Zincon +
1,0 % (w/v) HCHO +
0,02 mol L-1 NaOH
Manganês 50 455 2,0 2,0 % (w/v)
ácido ascorbico
3,0 % (w/v) KCN +
2,0 mol L-1 NaOH
0,5 mol L-1
formaldoxina
Cobre 50 550 2,0 0,10 mol L-1 Na2S2O3 H2O 0,050 mol L-1 Fe (III)
Cálcio 10 575 30,0 0,5 mol L-1 NaOH +
3,0 % (w/v) KCN
0,5 mol L-1 NH3/NH4
(pH 10,5)
0,01 % (w/v) CPC +
0,2 % (w/v) oxina
Magnésio 20 570 10,0 0,5 mol L-1 NaOH +
3,0 % (w/v) KCN
 0,0045 mol L-1 EGTA+
0,005 mol L-1 Ba (II) +
0,5 mol L-1 NH3/NH4
(pH 10,5)
0,03 % (w/v) CPC
Fósforo 20 420 30,0 H2O 1,6 % (w/v) (NH4)6Mo7O24
.4H2O
0,08 % (w/v) (NH4)VO3
1. Alça de amostragem – diâmetro 0,8 mm.
 5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
 AOAC. Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists
International. 16 ed., Arlington, 1995. v.1, cap.3.
 KRUG, F.J. Métodos de Decomposição de Amostras. IN: III Workshop sobre Preparo de
Amostras. São Carlos, SP. 2000. 148p.
 MALAVOLTA, E.; VITTI, G.C.; OLIVEIRA, S.A., Avaliação do estado nutricional das
plantas: princípios e aplicações. Piracicaba, Associação Brasileira para Pesquisa da
Potassa e do Fosfato, 1989, 201p.
 MILLS, H.A.; JONES JR., J.B. Plant Analysis Handbook II. A practica sampling,
preparation, analysis, and interpretation guide. 2.ed., Athens, Georgia: Micro-Macro
Publishing, Inc., 1996. 422p.
 MIYAZAWA, M.; PAVAN , M.A.; BLOCH, M.F.M. Determination of Ca, Mg, K, Mn, Cu, Zn, Fe
and P in coffee, soybean, corn, sunflower, and pasture grass leaf tissues by a HCl
Extraction Method. Communications in Soil Science Plant Analysis, 15, 141 (1984).
 NOGUEIRA, A.R.A., SOUZA, G.B., BATISTA, L.A.R., Determinação Espectrofotométrica de
Nitrogênio em Digeridos de Plantas em Sistema de Análise por Injeção em Fluxo.
Química Nova, v.19 (1), p.33-36,1996.
 OLIVEIRA, P.V., KRUG, F.J., NÓBREGA, J.A, Espectrometria de Absorção Atômica.
Apostila- Curso em Análise Química. Piracicaba, 2000.
 QUEVAUVILLER, P. Conclusions of the Workshop- improvements of trace element
determination in plant matrices. Science Total Enviromental, Brussels. v.176, p.141-
148, 1995.
 RUZICKA, J.; HANSEN, E.H. Flow injection analysis, 2 ed.New York: John Wiley, 1988,
497p.
 SILVA, F.V., NOGUEIRA, A.R.A., SOUZA, G.B., ZAGATTO, E.A.G. A polyvalent flow
injection system for multielemntal, spectrophotometric analysis of plant material.
Analytica Chimica Acta, v. 370, p.39-46, 1998a.
 SILVA, F.V., SOUZA, G.B., NOGUEIRA, A.R.A., Utilização de sistemas de análise por
injeção em fluxo em laboratório de nutrição animal: Sistema polivalente para
determinação multielementar em plantas. São Carlos: EMBRAPA-CPPSE, 1998b,
27p. (Boletim de Pesquisa, 3).
 WHO. Boron Environmental health criteria. No.204. A WHO monograph. Genova -
Switzerland: World Heath Organization, 1998.
 WOLF, B. The determination of boron in soil extracts, plant materials, composts, manures,
water and nutrient solutions, Soil Science and Plant Analysis, 2 (5) 363-374 (1971).
 
CAPÍTULO 9 - ANÁLISE DE ALIMENTOS
Ana Rita de Araujo Nogueira1
Ari Luiz de Castro2
Carlos Roberto Bernardi3
Dirceu Luís Zanotto3
Gilberto Batista de Souza1, Coordenador
Gustavo Eugênio Gerhard Barrocas4
Heloísa Carneiro5
Janice Ribeiro Lima6
José Roberto Ferreira5
Mônica Martini7
Nilva Gaudereto Martins5
Sidnéa Cordeiro de Freitas8
Valéria Saldanha Bezerra9
 1. INTRODUÇÃO
A análise química do alimento é fundamental quando o objetivo é a avaliação da sua
qualidade, a partir de informações sobre os teores de nutrientes, para viabilizar dietas
balanceadas. A quantificação dos nutrientes presentes nos alimentos para animais
proporciona maior conhecimento do seu valor nutritivo, possibilita adequar dietas mais
eficientes e racionaliza a utilização dos recursos.
As metodologias descritas nesse capítulo foram catalogadas com base em
informações fornecidas pelos responsáveis pelos laboratórios de nutrição animal e humana
nos diferentes centros da Embrapa. São procedimentos já testados e publicados em outras
fontes e maiores detalhes poderão ser obtidos nas referências bibliográficas de cada
procedimento.
 
 2. DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA
2.1. Procedimento convencional
2.1.1. APLICAÇÃO
Produtos e subprodutos de origem animal, vegetal e mineral, e rações e concentrados.
 
1
 Embrapa Pecuária Sudeste; 2Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, USP Campus Pirassununga;
3Embrapa Suínos e Aves; 4Embrapa Gado de Corte; 5Embrapa Gado de Leite; 6Embrapa Agroindústria Tropical;
7Coordenadoria de Defesa da Agricultura, CDA; 8Embrapa Agroindustria de Alimentos; 9Embrapa Amapá.
2.1.1 PRINCÍPIO
O método é baseado na evaporação da água presente na amostra, pela ação do
calor. Sua determinação é importante, porque os resultados de outras determinações são
corrigidos e fornecidos com base na matéria seca (SILVA & QUEIROZ, 2002, COMPÊNDIO
BRASILEIRO DE NUTRIÇÃO ANIMAL, 1998). O teor de matéria seca, em percentagem, é
obtido pela diferença das pesagens entre o recipiente com a amostra úmida e o recipiente
com a amostra seca. O termo “amostra seca ao ar” – ASA refere-se à secagem a 65ºC em
estufa com circulação forçada de ar, enquanto a “amostra seca em estufa” – ASE, refere-se
à secagem em estufa a 105ºC, após a amostra ter sido inicialmente secada a 65oC (ASA) e
moída. A “matéria seca” é o resultado da multiplicação entre as secagens: ASA x ASE.
2.1.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Balança (precisão de 0,01 g).
- Balança analítica (precisão de 0,0001 g).
- Estufa de secagem com circulação forçada de ar (65ºC).
- Estufa de secagem (105ºC).
- Dessecador, com cloreto de cálcio e sílica-gel como indicador de umidade.
- Recipiente para pesagem da ASA - sacos de papel com capacidade para 3 kg, para
folhas e grãos, ou formas de vidro refratário (tipo Pyrex®), para amostras pastosas ou
líquidas.
- Recipiente para pesagem da ASE - cadinho ou cápsula de porcelana, béquer de vidro,
pesa-filtro ou cápsula de alumínio.
- Pinça de aço inoxidável.
- Espátula de aço inoxidável, meia cana.
2.1.4. REAGENTES E SOLUÇÕES
Não são empregados reagentes e soluções nesta determinação.
2.1.5. PROCEDIMENTO
2.1.5.1. Amostra seca ao Ar – ASA (secagem em estufa estufa a 65ºC)
Pesar (precisão de 0,01 g) o recipiente que irá conter a amostra (saco de papel ou forma de
vidro) - M1. Obs.: O recipiente deve estar limpo e seco.
- Adicionar a amostra (aproximadamente 150 g), registrando a massa - M2.
- Colocar o recipiente com a amostra em estufa com circulação forçada de ar, regulada
para 65ºC, por 72 h.
- Retirar da estufa, deixar esfriar no ambiente por 30 min e registrar a massa (precisão
0,01 g) – M3. Obs.: Quando a umidade do ar for alta, é recomendável deixar a amostra
esfriar em dessecador.
- Reservar a amostra seca para moagem e posterior determinação da ASE.
2.1.5.2. Amostra seca em estufa a 105ºC - ASE
- Secar, durante 2 h (em estufa a 105ºC), o recipiente em que será colocada a amostra.
- Retirar o recipiente da estufa, colocar em dessecador por 1 h e pesar (precisão de
0,0001 g) – M4.
- Adicionar de 1 a 5 g da amostra ao recipiente e pesar novamente – M5.
- Transferir o recipiente com a amostra para estufa a 105ºC, até massa constante
(aproximadamente 6 h). Pode-se pesar maior número de amostras e colocá-las na
estufa ao final do expediente, retirando-as na manhã seguinte. Obs.: A abertura
freqüente da estufa ou a presença de outros materiais úmidos ou com teor elevado de
umidade na estufa pode requerer tempo maior para secagem das amostras.
- Retirar da estufa, deixar resfriar em dessecador por 1 h e pesar – M6.
2.1.5.3. Cálculos
ASA:
M1= massa (g) do recipiente;
M2= massa (g) do recipiente mais a amostra antes de secar;
M3= massa (g) do recipiente mais a amostra seca.
ASE:M4= massa (g) do recipiente;
M5= massa (g) do recipiente mais a amostra seca a 65ºC;
M6= massa (g) do recipiente mais a amostra seca a 105ºC.
Matéria seca (MS):
ASA (%) = (M3 – M1) x 100
 (M2 – M1)
ASE (%) = (M6 – M4) x 100
 (M5 – M4)
MS (%) = ASA x ASE
 100
OBSERVAÇÕES
1. Na determinação da ASA, se a balança possuir o recurso de tara, é
conveniente utilizá-lo, pois elimina-se a massa inicial do recipiente,
facilitando as anotações e os cálculos posteriores. Assim, quando se
calcula a percentagem da ASA, basta fazer as adequações necessárias
na fórmula descrita no item anterior.
2. A maioria dos resultados das determinações realizadas por
laboratórios da área de Nutrição Animal e Alimentos é expressa em
percentagem da matéria seca. Para isso, é necessária a determinação da
percentagem de ASE, mesmo que a matéria seca não tenha sido
solicitada.
3. Para alguns tipos de amostra, por exemplo, de silagem, não se deve
empregar a temperatura de 65ºC para a determinação da percentagem
da ASA, pois esse tipo de amostra normalmente contém compostos que
podem ser volatilizados nessa temperatura. Nesse caso, recomenda-se
empregar temperatura em torno de 50ºC.
4. Umidade = 100 - matéria seca (%).
2.2. DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE EM PLANTAS EMPREGANDO
RADIAÇÃO MICROONDAS
2.2.1. PRINCÍPIOS
Alternativa ao método convencional de secagem, emprega o aquecimento por radiação
microondas para a secagem do material (SOUZA et al., 2002).
2.2.2. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
a) Forno de microonda doméstico
b) Balança analítica
c) Frasco dessecador com placa de porcelana e sílica gel com indicador de umidade
d) Bequers de polietileno ou polipropileno, capacidade de 250 mL e de 1000 mL
e) Balão volumétrico, capacidade de 1000 mL
2.2.3. PROCEDIMENTO
2.2.3.1. Calibração do forno de microondas
A calibração do forno de microondas é importante, pois possibilita verificar a
reprodutibilidade de aquecimento do forno e também conhecer o valor da temperatura e
potência real de trabalho (em geral a potência nominal máxima fornecida pelos fabricantes
de fornos domésticos é de 700 W).
As seguintes etapas devem ser executadas:
a) Equilibrar um grande volume de água à temperatura ambiente (23 ± 2°C).
b) Pesar 1 kg de água (1000,0 g ± 0,1 g) em um frasco ou bequer de fluorcarbono
(polipropileno ou policarbonato), ou algum outro material que não absorva
significativamente energia microondas (vidros absorvem microondas e não são
recomendados). Pode-se usar a medida de 1,0 L de água em balão volumétrico.
c) Meça a temperatura inicial da água (Ti), que deve ser de 23 ± 2°C, medida com precisão
de ± 0,05°C.
d) Coloque o bequer, coberto, para aquecer no prato do forno de microondas durante 2 min
(120 s) à potência indicada como máxima (100%).
e) Remova o bequer e agite a água vigorosamente. Registre a temperatura (Tf) dentro de no
máximo 30 segundos após terminado o aquecimento, com precisão de ± 0,05°C.
f) Substitua a água aquecida por outra à temperatura ambiente.
g) Repita as etapas 2, 3, 4, 5 e 6 para 80, 60, 40 e 20% de potência.
h) Devem ser realizadas três medidas a cada potência medida.
i) Calcule a potência da unidade de microondas de acordo com a equação:
Com o emprego das condições experimentais descritas, 2 min e 1 kg de água destilada
(capacidade calorífica a 25°C = 0,9997 cal g -1 °C -1), a equação de calibração pode ser
simplificada para:
P = 34,86∆∆∆∆T
Essa equação deve ser avaliada periodicamente. Caso uma mudança significativa for
detectada (± 10 W), a calibração deve ser refeita.
Observação: A tensão nominal da rede não deve apresentar variação
superior a ± 2 V, para que a calibração seja correta. Estabilizador deve ser
utilizado caso haja instabilidade na rede elétrica.
2.2.3.2. Determinação dos teores de matéria seca (%MS) e de umidade (%UM) em
amostras de silagem e de forragens frescas.
a) Pesar o bequer de 250 mL (massa A).
b) Pesar 20 g de silagem ou capim picado (massa B).
c) Secar em forno de microondas doméstico com a seguinte rampa de aquecimento: 3 min a
165 watts, 6 min a 626 watts e 5 min a 338 watts.
OBSERVAÇÃO
Valores que se referem a, respectivamente: 20 %, 100 % e 50 % da
potência do forno de microondas utilizado durante o desenvolvimento
deste método que, após calibração, apresentou a seguinte equação:
P (watts) = 5,755 × (% potência) + 50,300;
r2 = 0,9963.
d) Retirar os frascos do forno, esperar esfriar em dessecador e pesar a amostra seca
(massa C).
e) O procedimento deve ser realizado em duplicata.
 Cálculos:
OBSERVAÇÕES
1. Deve ser observado que este método é proposto apenas para
verificação dos teores de umidade, razão pela qual pode ser empregado
forno de microondas doméstico. Nunca retirar a proteção metálica
existente na porta do equipamento. O uso deste tipo de forno para o
preparo de amostras, empregando ácidos, deve ser evitado, por razões
de segurança. Quando um ácido como o ácido nítrico é empregado na
digestão de amostra em microondas, seja em frascos abertos ou
frascos fechados equipados com sistema de liberação de pressão,
ocorre o desprendimento de gases que corroem os sistemas de
segurança que protegem o magnetron e desligam o equipamento
quando a porta está aberta, podendo expor o operador à energia das
microondas.
2. Atualmente existem no mercado diversos fabricantes que fornecem
fornos específicos para utilização em laboratórios. Esses equipamentos
são dotados de todas as proteções adequadas para um funcionamento
seguro. Existem inúmeras recomendações operacionais específicas,
MS (%) = (C - A) × 100
 (B – A) UM (%) = 100 – MS (%)
fornecidas pelos fabricantes dos equipamentos de uso em laboratórios.
Esses cuidados estão fora do escopo desse documento, sugerindo-se a
consulta de publicações específicas sobre operação segura dos
equipamentos e frascos adequados para cada necessidade.
 3. DETERMINAÇÃO DE CINZAS
3.1. APLICAÇÃO
Produtos e subprodutos de origem animal, vegetal e mineral, rações e concentrados.
3.2. PRINCÍPIO
A amostra é calcinada em forno do tipo mufla, para eliminar a matéria orgânica. Por
diferença de pesagem entre a massa do cadinho vazio e a massa do cadinho com o
resíduo, encontra-se o teor das cinzas (SILVA & QUEIROZ, 2002, COMPÊNDIO
BRASILEIRO DE NUTRIÇÃO ANIMAL, 1998).
3.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Estufa para secagem de material.
- Forno do tipo mufla.
- Balança analítica (precisão de 0,0001 g).
- Dessecador com cloreto de cálcio e sílica-gel como indicador de umidade.
- Pinça de metal.
- Cadinho ou cápsula de porcelana (capacidade de aproximadamente 50 mL).
- Espátula de aço inoxidável, meia cana.
3.4. REAGENTES E SOLUÇÕES
Não são empregados reagentes ou soluções.
3.5. PROCEDIMENTO
- Colocar o cadinho ou a cápsula de porcelana (previamente lavado e secado em estufa a
105ºC por 1 h), em forno do tipo mufla a 550-600ºC durante 30 min.
- Retirar do forno, deixar resfriar em dessecador por 1 h e pesar = M1.
- Transferir de 1 a 2 g da amostra para o cadinho ou a cápsula e pesar = M2.
- Levar ao forno do tipo mufla a 300ºC por 30 min. Em seguida, aumentar lentamente a
temperatura até 600ºC. Deixar nessa temperatura durante 4 h.
- Desligar e esperar que a temperatura do forno atinja aproximadamente 100ºC.
- Transferir a amostra para dessecador, deixar esfriar por 1 h e pesar = M3.
Cálculos
M1= massa (g) do cadinho ou da cápsula vazio;
M2= massa (g) do cadinho ou da cápsula mais a amostra;
M3= massa (g) do cadinho ou da cápsula mais o resíduo, após calcinação.
OBSERVAÇÕES
1. Sempre manusear o cadinho ou a cápsula com a pinça de metal.
2. Normalmente, expressa-se o resultado corrigido, tendo-se como base
de correção a percentagem de matéria seca a 105ºC. Para correção,
basta multiplicar o resultado (percentagem de cinzas)por 100 e dividir
pela percentagem de matéria seca a 105ºC (ASE, item 1.5.3).
3. Para amostras com alto teor de gordura, deve-se fazer pré-extração
da gordura antes da incineração. Para isso, adicionar à amostra duas
ou três gotas de ácido nítrico concentrado (HNO3) e deixar sobre
chapa aquecedora, até secagem do ácido. Esse procedimento evita
que haja perda de material em função de eclosão da amostra.
4. O resíduo obtido pode não representar toda a substância inorgânica
presente na amostra; alguns sais sofrem redução ou volatilização na
faixa de temperatura empregada.
5. Quando não se obtiver cinzas claras após o período mínimo de
calcinação, recomenda-se a adição de duas a três gotas de HNO3 ou
de peróxido de hidrogênio (H2O2) a 30% (m/v) e o retorno ao forno do
tipo mufla por mais 1 h.
6. Como alternativa, a pré-queima pode ser efetuada em placa
aquecedora ou chama, antes de ser transferida ao forno do tipo mufla
(550ºC – 600ºC).
Cinzas (m/m) (%) = (M3 – M1) x 100
 (M2 – M1)
 4. ENERGIA BRUTA
4.1. PROCEDIMENTO CONVENCIONAL
4.1.1. APLICAÇÃO
Amostras de alimento em geral.
4.1.2. PRINCÍPIO
Determinação da quantidade de calor liberada, em kcal/kg ou cal/g, com a oxidação da
amostra em atmosfera saturada de oxigênio sob condições adiabáticas (25 a 30 atm)
(SILVA & QUEIROZ, 2002).
4.1.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
Balança analítica.
Calorímetro adiabático.
4.1.4. PROCEDIMENTO
- Verificar as condições indicadas pelo fabricante quanto ao abastecimento de água do
calorímetro. Certificar-se da presença de água no sistema.
- Ligar o calorímetro à rede elétrica (verificar a voltagem correta) e proceder às condições
de aquecimento indicadas pelo fabricante. Observar se há saída de água pelo canal de
escoamento.
- ATENÇÃO: se não houver fluxo de água no sistema, não ligar o aquecedor e nem o
refrigerador.
- Prensar cerca de 0,8 g de amostra, utilizando prensa apropriada (peletizador).
ATENÇÃO: Nunca ultrapassar 1,0 g de amostra, principalmente se o material a analisar
for pouco conhecido. Caso isso aconteça, poderá ocorrer a liberação de grande
quantidade de energia calorífica no momento da queima da amostra, ocasionando até
mesmo a explosão da bomba dentro do calorímetro.
- Pesar a cápsula de amostra (acessório do calorímetro) = P1.
- Transferir a amostra previamente prensada para a cápsula e pesar = P2.
- Cortar 10 cm do fio (platina ou algodão) que será empregado como fusível e inserí-lo em
local previamente definido, entre os eletrodos da bomba calorimétrica.
- Colocar a cápsula com a amostra no eletrodo apropriado, fazendo com que a
extremidade do fusível toque a superfície da amostra, porém sem deixar que toque a
borda da cápsula.
- Se o calorímetro estiver seco, adicionar cerca de 1 mL de água desionizada.
- Seguir os procedimentos indicados pelo fabricante para fechar e adicionar oxigênio ao
sistema. Se o procedimento for manual, fechar cuidadosamente a bomba calorimétrica,
para evitar a ocorrência de impactos fortes sobre a cápsula com a amostra.
- ATENÇÃO: a pressão de oxigênio deve ser ajustada para 30 atm. Jamais deverá ser
superior a 35 atm, evitando, com isso, possíveis explosões. O tubo alimentador de
oxigênio deverá ser fechado antes de ser desconectado da bomba calorimétrica.
- Abrir o calorímetro e seguir os procedimentos indicados pelo fabricante para a
introdução da bomba calorimétrica. Normalmente, deve ser utilizada pinça apropriada,
procurando-se encaixar a bomba na parte circular do fundo do recipiente. Encaixar os
conectores dos fios dos eletrodos do calorímetro nos adaptadores do cabeçote da
bomba e colocar 2 L de água desionizada, com cuidado, dentro do recipiente.
- Ligar o calorímetro e aguardar que as temperaturas entrem em equilíbrio, o que
normalmente é indicado no manual do equipamento.
- Após ser atingido o equilíbrio térmico, aguardar aproximadamente 4 min, acionar o
acessório que provoca vibração (5 s), anotar a temperatura inicial (Ti) registrada pelo
medidor de temperatura e acionar a ignição. O início da combustão será indicado por
um dispositivo luminoso. Se isso não ocorrer, pode ser indício de falha na ignição,
devendo ser verificado o circuito de ignição.
- Após o início da combustão, aguardar aproximadadamente 9 min (intervalo necessário
para novo equilíbrio entre as temperaturas do sistema); decorrido esse tempo, acionar o
vibrador e anotar a temperatura final (Tf).
- Desligar, abrir o calorímetro e retirar dos cabeçotes os conectores dos fios dos eletrodos.
Retirar a bomba do balde com a pinça; abrir a válvula de escape para desprendimento
do oxigênio remanescente, bem como dos gases provenientes da queima do material.
Retirar o cabeçote; remover a cápsula e lavá-la com água desionizada, recolhendo a
água de lavagem em erlenmeyer de 125 mL. Proceder da mesma maneira com o
cabeçote e a parte interna da bomba calorimétrica.
- Medir os pedaços remanescentes do fio que atuou como fusível durante a combustão.
- Titular, com solução de carbonato de sódio 0,0725 mol L-1, a água de lavagem recolhida
no erlenmeyer, usando solução de alaranjado de metila como indicador.
4.2. APLICAÇÃO PARA BOMBA CALORIMÉTRICA PARR® (MANUAL DE OPERAÇÕES)
4.2.1. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Estufa para secagem de material.
- Balança analítica.
- Peletizador
- Calorímetro adiabático PARR (Parr Instrument Company, EUA), com acessórios.
- Fusível metálico.
- Bureta de vidro, com capacidade de 50 mL.
4.2.2. REAGENTES E SOLUÇÕES
- Carbonato de sódio (Na2CO3), 0,0725 mol L-1.
- Vermelho de metila, solução alcoólica, a 0,2% (v/v).
4.2.3. PROCEDIMENTO
- Abrir a torneira do abastecimento de água para o calorímetro e verificar se a torneira da
célula purificadora de água está aberta; caso não esteja, abrí-la, girando-a ¼ de volta.
- Verificar se há água no sistema.
- Ligar o calorímetro à rede elétrica (110 V) e acionar o interruptor de controle manual do
painel para posição quente (hot) e observar se há saída de água pelo cano de
escoamento do calorímetro. Se houver escoamento constante, voltar a alavanca do
interruptor para a posição central.
- ATENÇÃO: se não houver fluxo de água no sistema, não ligar o aquecedor e nem o
refrigerador.
- Peletizar cerca de 0,8 g de amostra, utilizando prensa apropriada (peletizador). Nunca
ultrapassar 1,0 g de amostra, principalmente se o material a analisar for pouco
conhecido. Caso isso aconteça, poderá produzir, no momento da queima da amostra,
grande quantidade de energia calorífica, levando, até mesmo, à explosão da bomba.
- Pesar a cápsula de metal (acessório do calorímetro) e anotar o valor (M1).
- Colocar o pélete na cápsula de metal, pesar e anotar o valor (M2).
- Cortar 10 cm de fusível metálico e instalar entre os eletrodos da bomba, fazendo um
laço.
- Colocar a cápsula com a amostra no eletrodo apropriado, fazendo com que a
extremidade do laço do fusível toque a superfície do pélete, porém sem deixar que o
fusível metálico toque na borda da cápsula.
- Se a bomba calorimétrica estiver seca, adicionar cerca de 1 mL de água desionizada.
- Colocar o cabeçote na bomba calorimétrica e fechar cuidadosamente, evitando que a
cápsula com o pélete sofra impactos fortes.
- Adaptar a válvula de entrada de gases à bomba calorimétrica e adicionar o oxigênio,
lentamente, até 30 atm.
- ATENÇÃO: a pressão jamais deverá ser superior a 35 atm, evitando, com isso, possíveis
explosões. Quando atingidas as 30 atm, fechar os reguladores de pressão, retirar o
oxigênio que fica no tubo que o conduz para a bomba, comprimindo a pequena alavanca
da válvula de escape, localizada na parte inferior do regulador de pressão. Somente com
esse procedimento será possível desconectar o tubo da bomba calorimétrica.
- Abrir o calorímetro adiabático, colocando o balde em seu interior. Pegar a bomba com
pinça apropriada e colocar dentrodo balde, procurando encaixá-la na parte circular do
fundo do balde. Encaixar os conectores dos fios dos eletrodos do calorímetro nos
adaptadores do cabeçote da bomba e colocar 2 L de água desionizada, com cuidado,
dentro do balde.
- Ligar o calorímetro e aguardar que as temperaturas do banho-maria e do balde entrem
em equilíbrio. Isso é sinalizado pelas luzes âmbar e branca, que passam a se acender
alternadamente, com intervalos de 5 seg, aproximadamente.
- OBS.: A água do balde deve ter a temperatura mínima do termômetro do balde, sendo
indicada a temperatura de aproximadamente 25ºC.
- Se houver diferença para menos, de mais de 3ºC no termômetro do calorímetro, em
relação ao termômetro da bomba, acionar a alavanca do controle manual para posição
quente (hot) e assim será introduzida água aquecida, fazendo com que as temperaturas
entrem em equilíbrio.
- Se a diferença for de mais de 3ºC acima da temperatura do termômetro da bomba,
acionar a alavanca para a posição fria (cold), assim, será introduzida água fria no
calorímetro e o equilíbrio será estabelecido.
- Se depois de obtido o equilíbrio das temperaturas for observado, ainda, diferença
superior a 0,05ºC, estabelecer o equilíbrio dentro desse limite, destravando e girando o
botão do controle de balanço (balance), no painel, para a direita ou para a esquerda.
- Depois de estabelecido o equilíbrio das temperaturas, esperar 4 min, acionar o vibrador
por 5 seg, anotar a temperatura inicial (Ti) do termômetro da bomba e acionar o
dispositivo de ignição. O piloto deve acender, indicando que houve o início da
combustão. Caso a lâmpada não acenda, provavelmente não houve ignição (verificar o
problema no circuito de ignição).
- Após o início da combustão, aguardar por 9 min (esse intervalo é suficiente para que
ocorra novamente o equilíbrio das temperaturas do calorímetro e do balde); decorridos 9
min, acionar o vibrador e anotar a temperatura final (Tf) do termômetro do balde.
- Desligar, abrir o calorímetro e retirar dos cabeçotes os conectores dos fios dos eletrodos.
Retirar a bomba do balde com a pinça; abrir a válvula de escape para desprendimento
do oxigênio remanescente, bem como outros gases provenientes da queima do material.
Retirar o cabeçote; remover a cápsula e lavá-la com água desionizada, recolhendo a
água de lavagem em erlenmeyer de 125 mL. Proceder da mesma maneira com o
cabeçote e a parte interna da bomba calorimétrica.
- Medir os pedaços remanescentes do fio que atuou como fusível durante a combustão.
- Titular, com solução de carbonato de sódio 0,0725 mol L-1, a água de lavagem recolhida
no erlenmeyer, usando solução de alaranjado de metila como indicador.
Cálculo
Onde:
EB (cal/g) = energia bruta, em calorias por grama; E = equivalente hidrotérmico da
bomba calorimétrica; Tf e Ti= temperaturas final e inicial; Calfus= caloria do fusível
queimado (centímetro de fusível queimado x 2,3); CalNa2CO3 = caloria referente ao volume
gasto (VNa2CO3 x 1,0); M2 = massa da cápsula de metal mais o pélete (em gramas); M1 =
massa do pélete (em gramas).
OBSERVAÇÕES
1. Normalmente, expressa-se o resultado corrigido, tendo-se como base
de correção a matéria seca a 105ºC. Para correção, basta multiplicar o
resultado da percentagem de EB (cal/g) por 100 e dividir pela
percentagem da matéria seca a 105ºC.
2. O fator “E” da fórmula é obtido empregando o procedimento descrito
anteriormente, fazendo a substituição do pélete da amostra por uma
pastilha (comprimido) padrão de ácido benzóico (fornecida pelo
fabricante do calorímetro). A pastilha tem, como valor fixo, energia
equivalente a 6,318 cal/g. Substituindo esse valor na fórmula de cálculo
já apresentada, pode ser determinado o fator “E”.
3. Existe, como acessório opcional, um controlador para o calorímetro
adiabático do fabricante PARR, que realiza diversas funções, facilitando
a operação do calorímetro e os cálculos.
EB (cal/g) = [E x (Tf –Ti) – ( Calfus + CalNa2CO3 )] x 100
 P2 – P1
 5. DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO
5.1. APLICAÇÃO
Produtos ou subprodutos de origem animal e vegetal, rações e concentrados, desde que
não submetidos a processo de extrusão.
5.2. PRINCÍPIO
O éter de petróleo, entre outros solventes, tem como propriedade a grande capacidade de
solubilizar gorduras e outras substâncias, tais como fosfatídeos, esteróis (colesterol) e
clorofila. Explorando essa propriedade, é feita a extração desses compostos presentes na
amostra, sendo o teor de extrato etéreo determinado pela diferença de massas (AOAC,
1980; COMPÊNDIO BRASILEIRO DE NUTRIÇÃO ANIMAL, 1998; SILVA & QUEIROZ,
2002).
5.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Balança analítica.
- Estufa de secagem (105ºC).
- Aparelho do tipo Goldfisch ou do tipo Soxhlet, com acessórios, para extração de gordura
e outros compostos solúveis em éter de petróleo.
- Papel-filtro qualitativo (filtração rápida) ou cartucho de cerâmica ou de celulose.
- Dessecador, com cloreto de cálcio e sílica-gel como indicador de umidade.
- Pinça de metal.
- Algodão hidrófilo desengordurado.
5.4. REAGENTES E SOLUÇÕES
Éter de petróleo, ponto de ebulição de 30 – 60ºC, p.a.
5.5. PROCEDIMENTO
- Preparar o papel-filtro, enrolando-o e dobrando-o, até formar uma espécie de cartucho,
de tamanho compatível com o acessório receptor de amostra do aparelho de Goldfisch
ou do extrator de Soxhlet; ou usar cartucho de cerâmica ou de celulose comercialmente
disponível.
- Pesar de 2 a 5 g da amostra (M1), transferir para o cartucho ou para o papel-filtro. No
caso de se usar o cartucho, fechar sua extremidade superior com algodão hidrófilo
desengordurado. No caso de usar o papel-filtro, pesar a amostra diretamente nele,
enrolando-o, de forma que a amostra fique em seu interior.
- Secar o cartucho com a amostra em estufa a 105ºC durante 2 h ou até massa constante.
- Retirar e deixar esfriar em dessecador até atingir a temperatura ambiente.
- Colocar o cartucho dentro do acessório receptor de amostra e adaptá-lo ao equipamento
de Goldfisch. Usando o extrator de Soxhlet, colocar o cartucho ou o papel-filtro dentro da
parte intermediária do extrator.
- Secar o copo de Goldfisch ou o balão do extrator de Soxhlet em estufa a 105ºC por 1 h;
em seguida, deixar esfriar em dessecador, até atingir a temperatura ambiente, e pesar
(M2).
- Adicionar quantidade suficiente de éter de petróleo ao copo (equipamento de Goldfisch)
ou ao balão extrator (extrator de Soxhlet), conectando-o ao equipamento ou ao extrator.
Ajustar o conjunto ao condensador.
- Abrir a torneira para refrigeração do condensador e iniciar o aquecimento, de tal forma
que se obtenha de duas a quatro gotas por segundo.
- Manter o refluxo por no mínimo 6 h.
- Recuperar o éter em frasco apropriado.
- Completar a secagem do copo de Goldfisch” ou do balão extrator mais o extrato em
estufa a 105ºC por 30 min.
- Retirar, deixar esfriar em dessecador até atingir a temperatura ambiente e pesar (M3).
Repetir a operação de secagem e de resfriamento, até que a diferença entre as duas
últimas pesagens seja inferior a 0,1% da massa da amostra.
Cálculos
Onde:
M1= massa da amostra (em g);
M2= massa do copo de Goldfisch ou do balão extrator vazio (em g);
M3= massa do copo de Goldfisch ou do balão extrator mais o extrato (em g).
OBSERVAÇÕES
1. Terminado o tempo de extração, desligar o equipamento de
Extrato Etéreo (%) = (M3 – M2) x 100
 M1
Goldfisch ou a fonte de aquecimento do extrator de Soxhlet e
fechar o registro da água de resfriamento do condensador.
2. Sempre manusear o cartucho, o copo de Goldfisch ou o balão
extrator com pinça de metal. Pode-se, também, segurá-los com as
mãos, utilizando luvas, evitando-se contaminação pela presença da
gordura das mãos.
3. Normalmente, expressa-se o resultado corrigido, tendo-se como
base de correção a matériaseca a 105ºC. Para correção, basta
multiplicar o resultado de percentagem de extrato etéreo por 100 e
dividir pela percentagem de matéria seca a 105ºC (ASE).
4. Conduzir sempre uma prova em branco e fazer a correção, se
necessário.
5. Utilizar éter de boa qualidade e isento de peróxidos.
6. Atualmente existe no mercado equipamento que permite a
mecanização do procedimento (ANKON, EUA). Neste caso,
embora o princípio seja o mesmo, as amostras são pesadas em
saquinhos apropriados (de PTFE), seladas em seladora e
colocadas nos locais indicados no equipamento. A vantagem do
procedimento é o grande número de amostras que pode ser
analisada simultaneamente (até 70), além da economia de
reagentes, gerando menos resíduos que podem ser recuperados
em destilador acoplado ao equipamento.
 6. DETERMINAÇÃO DE ATIVIDADE UREÁTICA
6.1. PROCEDIMENTO CONVENCIONAL
6.1.1. APLICAÇÃO
Grãos de soja e de feijão e seus subprodutos.
 Determina-se a atividade de urease em sementes de leguminosas. No farelo de soja, a
atividade ureática é utilizada para indicar o grau de tostagem do farelo. Alta atividade de
urease indica falta de tostagem (AMERICAN OIL CHEMISTS’ SOCIETY, 1979B; AOAC,
1980; COMPÊNDIO BRASILEIRO DE NUTRIÇÃO ANIMAL, 1980; QUIN ET AL., 1996).
6.1.2. PRINCÍPIO
 Baseia-se na variação de pH em função da amônia liberada pela ação enzimática da
urease. A urease é uma enzima presente em todas as sementes de leguminosas, que
desdobra a uréia em gás carbônico (CO2) e amônia (NH3). A amostra é incubada em meio
tampão com pH 7,0, que contenha uréia como substrato para a enzima, à temperatura de
30ºC. Alta variação no pH durante o tempo que a amostra fica incubada indica alta atividade
ureática, sendo o valor expresso pela diferença em unidades de pH. Para identificar se a
tostagem de farelo de soja foi satisfatória, a diferença de pH durante a incubação com o
substrato (uréia) e o branco varia de 0,05 a 0,20 unidades de pH.
 
 6.1.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Balança analítica (precisão ± 0,1 mg).
- Banho termostático 30ºC (precisão ± 0,5ºC).
- Béquer de 10 mL.
- Pipetas volumétricas de 10 mL.
- Potenciômetro (sensibilidade de 0,01 unidade de pH).
- Tubos de ensaio 25 x 150 mm com rolhas de borracha.
6.1.4. REAGENTES E SOLUÇÕES
- Fosfato monobásico de potássio (KH2PO4), p.a.
- Fosfato dibásico de potássio (K2HPO4), p.a.
- Uréia (CH4N2), p.a.
- Ácido fosfórico (H3PO4), p.a.
- Hidróxido de potássio (KOH), p.a.
- Solução-tampão de fosfato 0,05 mol L-1 com pH 7,00.
Pesar 3,4022 g de fosfato monobásico de potássio, e 4,3545 g de fosfato dibásico de
potássio Dissolver separadamente em meio aquoso o fosfato monobásico de potássio e o
fosfato dibásico de potássio. Transferir as duas soluções para balão volumétrico de 1000
mL, completar o volume e homogeneizar. Conferir o pH e, se necessário, ajustar para 7,00
com solução de HCl ou NaOH 1,0 mol L-1. O prazo de validade dessa solução é de 30 dias.
- Solução tamponada de uréia, pH 7,00.
Dissolver 1,5 g de uréia em 50 mL da solução-tampão de fosfato. Ajustar o pH a 7,00 com
solução concentrada de ácido fosfórico ou solução 0,2 mol L-1 de hidróxido de potássio.
Preparar esta solução momentos antes do uso.
- Solução tamponada de uréia a 3% (m/v).
Dissolver 30 g de uréia em 1000 mL de solução-tampão de fosfato com pH 7,00, ajustar o
pH se necessário. Preparar esta solução momentos antes do uso.
6.1.5. PROCEDIMENTO
- Moer a amostra, evitando aquecimento, de maneira que pelo menos 60% passe em
peneira de 0,425 mm.
- Pesar exatamente duas porções de 0,2 g (200 mg ± 0,1 mg) de amostra e transferir para
dois tubos de ensaio (A e B).
- Adicionar 10 mL de solução-tampão de fosfato com pH 7,00 ao tubo A. Agitar levemente,
sem inverter, tampar, colocar em banho termostático a 30°C (± 0,5°C) e anotar o tempo.
Esta será a prova em branco. Os tubos devem ser agitados levemente, sem inverter, a
cada 5 min.
- Adicionar 10 mL de solução tamponada de uréia com pH 7,00 ao tubo B. Proceder
conforme o item anterior.
- Para facilidade operacional, manter entre os procedimentos nos tubos A e B o intervalo
de 5 min.
- Transcorridos exatamente 30 min, retirar os tubos do banho.
- Transferir o líquido sobrenadante para béquer de 10 mL e medir o valor do pH nos tubos
A e B.
Cálculo Atividade Ureática = pH da amostra B - pH da amostra A.
OBSERVAÇÕES
1. A não estabilização do potenciômetro pode ser causada pela obstrução
do eletrodo de calomelano por uma película da fração solúvel de
proteína da soja. Deve-se proceder à limpeza apropriada, empregando-
se solução de pepsina a 1% (v/v), em que o eletrodo deverá ficar
imerso.
2. O pH das soluções A e B, o tempo e a reação enzimática e a
temperatura da prova devem ser observados rigorosamente, pois são
fatores críticos na precisão da análise.
6.2. TÉCNICA SIMPLIFICADA PARA DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE UREÁTICA (AU).
6.2.1. PROCEDIMENTO
- Pesar 0,6 g de amostra e transferir para tubo de ensaio (teste).
- Pesar 0,6 g de amostra e transferir para tubo de ensaio (branco).
- Adicionar 30,0 mL de solução de uréia tamponada, no tubo do teste.
- Adicionar 30,0 mL de solução-tampão de fosfato, no tubo do branco.
- Agitar, vigorosamente, por 5 min os tubos do teste e do branco. Não inverter os tubos.
Deixar descansar por alguns segundos; em seguida, passar o sobrenadante para um
béquer pequeno.
- Medir o pH do sobrenadante.
Cálculo
Os cálculos são realizados e interpretados da mesma maneira que a técnica anterior para
determinação da atividade ureática: AU = pH do teste - pH do branco.
Os reagentes também são preparados de acordo com a técnica anterior:
- Solução de uréia tamponada, estável por 1 dia;
- Solução-tampão de fosfato, estável por 30 dias.
 7. DETERMINAÇÃO DE AMINOÁCIDOS
7.1. MÉTODO DE OXIDAÇÃO COM ÁCIDO PERFÓRMICO SEGUIDA DE HIDRÓLISE
ÁCIDA
7.1.1. APLICAÇÃO
Determinação de aminoácidos (incluindo metionina e cistina) em alimentos. Não aplicável
para determinação de fenilalanina, tirosina, histidina e triptofano.
7.1.2. PRINCÍPIO
A oxidação com ácido perfórmico é realizada previamente à hidrólise, para oxidar cistina e
metionina para ácido cistéico e sulfona de metionina, respectivamente. O ácido
hidrobromídrico é adicionado para decompor o ácido perfórmico. Os aminoácidos são
liberados pela hidrólise da proteína com HCl 6 mol L-1. As amostras hidrolisadas são diluídas
com solução tamponada de citrato de sódio com pH 2,2. Os aminoácidos livres são
separados por cromatografia de troca iônica. O triptofano é destruído pela hidrólise. A
tirosina, a fenilalanina e a histidina são destruídas durante o processo de oxidação e pela
reação com bromina e não podem ser analisados precisamente (FOUNTOULAKIS & LAHM,
1998; LLAMES & FONTAINE, 1994; SLOCUM et al., 1987; SPINDLER et al., 1984; SPITZ,
1973).
7.1.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Analisador de aminoácidos – resina de troca iônica e derivatização com ninidrina
(ninhydrin) pós-coluna.
- Agitador magnético.
- Potenciômetro (sensibilidade de 0,01 de pH).
- Evaporador rotativo.
- Balança analítica (precisão de ± 0.01mg).
- Balança (precisão 10 mg).
- Bloco de digestão ou bloco com banho de areia.
- Bomba de vácuo
- Maçarico a gás.
- Frasco de polietileno com capacidade de 50 mL, ou frasco de penicilina com capacidade
de 5 a 20 mL.
- Tubo de digestão ou ampola de vidro com capacidade para 10 mL.
- Filtro Milipore com porosidade de 0,22 µm.
- Condensador de refluxo.
- Béquer de 250 e 1000 mL, erlenmeyer de 150 mL, frasco de evaporação de 1000 mL,
proveta graduada de 100, 500 e 1000 mL, balão volumétrico de 1000 mL e pipeta
volumétrica de 10 e 20 mL.
- Filtro com porosidade de 10 a 15 µm.
- Banho de gelo.
- Seringas descartáveis.
- Dessecador de vidro.
- Kit para microfiltragem de 13 mm de diâmetro.
7.1.4. REAGENTES E SOLUÇÕES
- Ácido fórmico, a 88% (v/v).
- Ácidohidrobromídrico, a 48%, ou ácido bromídrico, a 48% (v/v).
- Peróxido de hidrogênio, a 30% (m/v).
- DL-norleucina – cristais.
- Ácido clorídrico (HCl), concentrado, fumegante a 37% (v/v).
- Hidróxido de sódio, p.a.
- Fenol - cristais.
- Tiodiglicol – solução a 98%.
- Citrato trissódico desidratado.
- Soluções–tampão, com pH 2,0; 4,0 e 7,0.
- Kit de calibração de aminoácidos.
- Nitrogênio comum.
- Nitrogênio superseco SS.
- Gás liquefeito de petóleo.
- Solução-tampão Beckman Na-A.
- Solução-tampão Beckman Na-B.
- Solução-tampão Beckman Na-D.
- Solução-tampão Beckman Na-E.
- Solução-tampão Beckman Na-F.
- Solução solvente Beckman Na-S.
- Solução reagente Beckman Na-R.
- Solução de ninidrina (Beckman Nin-RX). Solução-tampão de citrato de sódio, com pH
2,20: pesar 19,60 g de citrato trissódico desidratado em béquer de 1000 mL e dissolver
em 800 mL de água desionizada. Adicionar 10 mL de solução de tiodiglicol a 98%, sob
agitação, e 15 mL de HCl concentrado. Transferir a solução para balão volumétrico de
1000 mL e completar o volume com água desionizada. Filtrar a solução com filtro de
vidro. Ajustar o pH para 2,20 com HCl concentrado ou NaOH 2,0 mol L-1.
- Solução de fenol-HCl 6,0 mol L-1: pesar 1 g de cristais de fenol em béquer de 1000 mL.
Dissolver os cristais em 500 mL de água desionizada. Sob agitação, adicionar
vagarosamente 500 mL de HCl concentrado. Obs.: alguns laboratórios empregam HCl 6
mol L-1, sem adição de fenol.
- Solução de HCl 1 mol L-1: Em balão volumétrico de 1000 mL com 800 mL de água
desionizada, adicionar 83,3 mL de HCl concentrado e completar o volume com água
desionizada.
- Solução de HCl 0,1 mol L-1: Em balão volumétrico de 1000 mL com 800 mL de água
desionizada, adicionar 100 mL de HCl 1 mol L-1 e completar o volume com água
desionizada .
- Solução de calibração de norleucina: Pesar de 195 a 200 mg de DL- norleucina num
frasco erlenmeyer de 150 mL. Dissolver os cristais com 100 mL de HCl 1,0 mol L-1.
Transferir a solução para balão volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água
desionizada.
- Reagente de ácido perfórmico: Preparar em capela. Pesar 25 mg de cristais de fenol em
tubo-teste de 25 mL; adicionar 0,5 mL de água oxigenada, a 30%, e 4,5 mL de solução
de ácido fórmico, a 88%. Fechar o tubo-teste e deixar a mistura em repouso à
temperatura ambiente durante 30 min. Após, colocar o tubo-teste em banho de gelo e
resfriar a mistura durante 15 min. Preparar o reagente para uso imediato. Obs.: Alguns
laboratórios utilizam 1 mL de peróxido de hidrogênio a 30% e 9 mL de ácido fórmico a
88%, sendo a solução estocada sob refrigeração a 0°C.
- Solução de NaOH: Pesar 80,0 g de NaOH em béquer de 1000 mL. Vagarosamente
dissolver as pastilhas de NaOH com 600 mL de água desionizada. Resfriar a solução e
transferir para balão volumétrico de 1000 mL. Completar o volume com água
desionizada.
- Solução de calibração de norleucina −−−− : evaporar, em evaporador rotativo, 1 mL da
solução de calibração de norleucina a 2,5 µmol mL-1 e redissolver com 25 mL da solução
de Na-S (sample dilution buffer); armazenar sob refrigeração.
- Solução de calibração de aminoácidos: evaporar, em evaporador rotativo, 1 mL da
solução de calibração de aminoácidos de 2,5 µmol/mL e redissolver com 25 mL de
solução de Na-S (sample dilution buffer); armazenar sob refrigeração.
Procedimento empregado na Embrapa Suínos e Aves:
- Solução de calibração de aminoácidos mais ácido cistéico, sulfona de metionina e
sulfóxido de metionina − evaporar, conjuntamente, em evaporador rotativo, 1 mL da
solução de calibração de aminoácidos de 2,5 µmol mL-1, 1 mL da solução de calibração
de ácido cistéico, 1 mL da solução de calibração de sulfona de metionina e 1 mL da
solução de calibração de sulfóxido de metionina. Redissolver com 25 mL da solução de
Na-S (sample dilution buffer); armazenar sob refrigeração.
- Solução de calibração de aminoácidos com norleucina: misturar 500 µL da solução de
calibração de norleucina com 500 µL da solução de calibração de aminoácidos.
- Solução de calibração de aminoácidos mais ácido cistéico, sulfona de metionina e
sulfóxido de metionina com norleucina − Método utilizado na Embrapa Suínos e Aves:
misturar 500 µL da solução de calibração de norleucina com 500 µL da solução de
calibração de aminoácidos mais ácido cistéico, sulfona de metionina e sulfóxido de
metionina.
7.1.5. PROCEDIMENTO
Oxidação com Ácido Perfórmico (AOAC, 1995):
- Moer a amostra para passar em peneira de 0,25 mm.
- Pesar de 100 a 1000 mg da amostra moída com aproximação de 0,1 mg (equivalente ao
conteúdo de 10 mg de N) em tubo de digestão devidamente identificado.
- Cálculo aproximado da quantidade de amostras a ser usado: Ws = 1000/Ns, em que Ns
= conteúdo de N da amostra, em %; Ws = massa da amostra equivalente ao conteúdo
de 10 mg de N, em mg.
- Colocar os tubos com as amostras em banho de gelo, com barra magnética em cada
tubo. Após resfriamento durante 15 min, adicionar 5 mL de ácido perfórmico nos tubos
de amostras, fechar os tubos com tampas de vidro e agitar durante 15 min em agitador
magnético.
- Recolocar os tubos de amostras no banho de gelo e deixar em oxidação durante 16 h.
- Após a oxidação, retirar as tampas e decompor o ácido perfórmico, adicionando 0,70 mL
de ácido bromídrico a 48%. Agitar a amostra por 30 min, para liberar a bromina.
- Transferir a amostra para o evaporador rotativo e rotacionar a solução sob vácuo à
temperatura ambiente até o retorno da cor alaranjada para o amarelo. Remover o tubo
do evaporador para o suporte.
Oxidação com Ácido Perfórmico (Procedimento empregado pela Embrapa Suínos e Aves)
- Pesar o equivalente a 4 mg de proteína da amostra finamente moída e transferir para
ampola de vidro com capacidade de 10 mL.
- Adicionar 2 mL da solução de ácido perfórmico e fechar a ampola com Parafilm.
- Deixar a mistura reagir durante 16 h a 0°C.
- Após a reação, adicionar 0,30 mL de HBr a 48%, retirando a amostra do banho de gelo
logo em seguida.
- Evaporar em evaporador rotativo sob temperatura de 40°C, usando aproximadamente
20 mL de NaOH 1,0 mol L-1 no frasco coletor, para absorver a bromina. Alternativa para
evaporação: levar as ampolas a um dessecador de vidro, que contenha em sua porção
inferior uma camada de NaOH em lentilhas, mantendo sob vácuo até a completa
evaporação.
Hidrólise (AOAC, 1995)
- Adicionar 50 mL da solução de HCl-fenol 6 mol L-1 na amostra e agitar brevemente.
Retirar a barra magnética e lavar com pequeno volume de HCl 0,1 mol L-1. Adicionar
duas a três pérolas de vidro na solução da amostra.
- Hidrolisar a amostra sob refluxo durante 24 h a 110 – 120ºC, usando bloco de digestão.
Cuidado: a produção de vapores ácidos deve ser neutralizada.
- Remover as amostras do bloco digestor e resfriar até a temperatura ambiente.
- Adicionar 20 mL da solução de calibração de norleucina em cada amostra. Misturar a
solução.
- Filtrar a amostra hidrolisada em filtro de vidro para frasco de evaporação de fundo
redondo de 1000 mL.
- Evaporar a solução da amostra a 60ºC até secura, usando evaporador rotativo.
- Lavar a amostra com 20 mL de água e evaporar novamente. Repetir a lavagem e
evaporar por mais duas vezes.
- Remover o frasco do evaporador e adicionar 50 mL de tampão de citrato de sódio na
amostra, misturando bem. Transferir a amostra tamponada para frascos de polietileno de
50 mL devidamente identificados.
- Proceder à determinação ou congelar a amostra.
Hidrólise (Procedimento empregado pela Embrapa Suínos e Aves)
- Adicionar 3 mL de HCl 6 mol L-1 na ampola com a amostra oxidada e evaporada.
- Selar a ampola sob vácuo e N2, utilizando maçarico a gás; alternar vácuo e N2 no
mínimo duas vezes para evitar a presença de oxigênio.
- Hidrolisar durante 22 h em estufa com banho de areia à temperatura 110°C.
- Tirar as amostras da estufa e deixar esfriar. Se asamostras não forem processadas no
mesmo dia, elas deverão ser guardadas em geladeira.
- Abrir as ampolas com as amostras hidrolisadas e evaporar em evaporador rotativo ou
dessecador sob vácuo com uma camada de NaOH em lentilhas.
- Redissolver o resíduo da amostra evaporada com 5 mL da solução de Na-S (sample
dilution buffer).
- Filtrar a amostra redissolvida para frasco de penicilina, usando papel-filtro de porosidade
média (3892).
- Filtrar novamente em membrana com porosidade de 0,2 µm e diâmetro de 13 mm, com
o auxílio de um conjunto para microfiltragem.
- Transferir a amostra filtrada para frasco de penicilina e proceder à determinação ou
armazenar sob refrigeração.
Determinação (AOAC, 1995)
- Diluir a aliquota da amostra hidrolisada com tampão de citrato de sódio. Quando for
usado hidrolisado neutralizado, diluir a alíquota com água destilada.
- Ajustar o pH para 2,20 com NaOH 2,0 mol L-1.
- Filtrar em membrana de 0,22 µm para tubo auto-amostrador e injetar no analisador.
Obs.: O volume da alíquota e a diluição dependem da resposta no analisador.
- Calibrar o analisador com solução de calibração de aminoácidos que contenha
norleucina (solução de calibração de aminoácidos com norleucina.
Determinação (Procedimento empregado pela Embrapa Suínos e Aves)
- Injetar no analisador a alíquota da solução de calibração de aminoácidos que contenha
norleucina (solução de calibração de aminoácidos com norleucina.
- Misturar 500 µL da solução de calibração de norleucina (solução de calibração de
norleucina e 500 µL da amostra hidrolisada.
- Injetar a alíquota da mistura no analisador.
Cálculos (Método da oxidação com ácido perfórmico seguida de hidrólise ácida e Método
da hidrólise ácida (AOAC, 1995)):
- Calcular o fator resposta (Rfaa) para cada aminoácido, como a seguir:
em que Paa = área do pico do aminoácido; Pn = área do pico da norleucina; Waa = massa
molecular do aminoácido, em mg; Wn = massa molecular da norleucina, em mg.
- Calcular o fator do padrão interno (IS), como a seguir:
em que mg de norleucina = conteúdo de norleucina em 20 mL de padrão de norleucina.
Rfaa = (Pn x Waa),
 (Paa x Wn)
IS = Wn x 2 x 10-2,
- Calcular o conteúdo de aminoácido (AA) da amostra, como a seguir:
Em que: Paa = área do pico do aminoácido; Pn = área do pico da norleucina; Ws = massa
da amostra, em mg; RFaa = fator resposta do aminoácido; IS = fator do padrão interno.
Cálculos (Método da oxidação com ácido perfórmico seguida de hidrólise ácida e Método
da hidrólise ácida (Embrapa Suínos e Aves)):
em que PM = massa molecular do aminoácido; Sa = área do pico do aminoácido na
amostra; Sp = área do pico do aminoácido na solução de calibração; a = número de
micromoles do aminoácido na solução de calibração; V1 = volume da amostra injetada; V2 =
volume da amostra redissolvida; V3 = volume da amostra evaporada; V4 = volume da
amostra hidrolisada; pa = massa da amostra em mg; fc = fator de correção da norleucina.
Cálculo do fator de correção:
em que V1 = 0,05 mL; V2 = 5 mL mais a diluição com norleucina = 5 x 2 = 10; V3 = 3 mL e 1
mL, para aminoácidos sulfurados (Método A) e não-sulfurados (Método B),
respectivamente; V4 = 3 mL e 1 mL, para aminoácidos sulfurados (Método A) e não-
sulfurados (Método B), respectivamente.
Observação
Para cálculo da metionina, somar as quantidades de sulfona de metionina
e de sulfóxido de metionina.
fc = Sp (Norleucina),
 Sa (Noeleucina)
AA (%) = (Paa x RFaa x IS x 100),
 (Pn x Ws)
AAs (%) = (PM x Sa x a x V2 x V4 x 100) x fc,
 (Sp x V1 x V3 x pa x 1000)
 8. DETERMINAÇÃO DE OXALATOS TOTAIS E OXALATOS SOLÚVEIS EM ÁGUA EM
AMOSTRAS DE PLANTAS
8.1. APLICAÇÃO
Extração e determinação de oxalatos totais e oxalatos solúveis em água e em amostras de
plantas.
8.2. PRINCÍPIO
Em amostras de Plantas secas e moídas, é feita extração com água a 70ºC, para
determinação de oxalatos solúveis em água, ou com ácido clorídrico a 0,25 mol L-1, para
oxalatos totais. A partir do extrato filtrado, é feita dupla precipitação do oxalato presente, em
baixa temperatura e em meio ácido, na forma de oxalato de cálcio, que é praticamente
insolúvel, e é separado por centrifugação. O precipitado é então lavado, secado, dissolvido e
titulado com solução de permanganato de potássio (MOIR, 1953).
8.3. MATERIAIS E EQUIPAMENTOS
- Balança analítica.
- Balões volumétricos de 100, 500 e 1000 mL.
- Banho-maria .
- Funis de vidro para filtração.
- Papéis-filtro, do tipo filtração lenta .
- Tubos de vidro para centrífuga, com capacidade para 10 mL.
- Pipetas volumétricas de 1 e 5 mL.
- Geladeira.
- Agitador de tubos de ensaio.
- Centrífuga.
- Estufa.
- Titulador automático do tipo seringa ou bureta com precisão de 0,01 mL.
8.4. REAGENTES E SOLUÇÕES
- Solução de ácido clorídrico a 0,25 mol L-1: transferir 20,7 mL de ácido clorídrico
concentrado, p.a., para balão volumétrico de 1000 mL com aproximadamente 800 mL de
água desionizada. Agitar e completar o volume com água desionizada.
- Reagente precipitante: Solução A − pesar 96,5 g de acetato de sódio anidro, p.a.,
dissolver por aquecimento em água desionizada e transferir para balão volumétrico de
250 mL. Deixar esfriar e completar o volume com água desionizada. Solução B −
misturar 125 mL de ácido acético glacial, p.a., e 125 mL de água desionizada. Nesta
mistura, dissolver 18 g de acetato de cálcio anidro, p.a. Misturar a solução A com a
solução B, deixar em refrigerador por 48 h e depois filtrar. O reagente se mantém
indefinidamente quando guardado em refrigerador, porém deve ser filtrado antes do uso,
se necessário.
- Reagente de lavagem do oxalato de cálcio: misturar 240 mL de álcool etílico a 96%, p.a.,
com 125 mL de hidróxido de amônio concentrado, p.a., em balão volumétrico de 500 mL,
e completar o volume com água desionizada.
- Solução de ácido sulfúrico a 1 mol L-1: transferir 55,5 mL de ácido sulfúrico concentrado,
p.a., para balão volumétrico de 1000 mL com aproximadamente 800 mL de água
desionizada. Agitar, deixar esfriar e completar o volume com água desionizada.
- Solução de permanganato de potássio a 0,02 mol L-1: pesar 3,16075 g de permanganato
de potássio, p.a., transferir para balão volumétrico de 1000 mL e completar o volume
com água desionizada. Esta solução deve ser mantida em frasco escuro.
- Solução de permanganato de potássio a 0,004 mol L-1: transferir 100 mL da solução 0,1
mol L-1 para balão volumétrico de 500 mL e completar o volume com água desionizada.
Esta solução deve ser preparada imediatamente antes do uso.
8.5. PROCEDIMENTO
8.5.1. DETERMINAÇÃO DE OXALATOS TOTAIS
- Pesar 1 g (com precisão de 0,1 mg) de amostra de planta seca e moída, transferir para
balão volumétrico de 100 mL, adicionar 90 mL de solução de HCl a 0,25 mol L-1 e deixar
o balão em banho-maria a 70°C por 1 h.
- Depois de esfriar, completar o volume do balão com solução de HCl a 0,25 mol L-1 e
misturar bem.
- Filtrar aproximadamente 10 mL em papel-filtro Whatman no 42 ou similar e descartar.
Filtrar outra porção de 10 mL no mesmo papel-filtro e transferir 5 mL para tubo de
centrífuga de 10 mL.
- Resfriar o tubo até 10°C, adicionar 1 mL do reagent e precipitante e misturar bem com o
auxílio de um agitador de tubos.
- Deixar precipitar durante a noite em refrigerador, centrifugar por cinco minutos a 2700
rpm, descartar o líquido sobrenadante inclinando cuidadosamente o tubo e retirar a gota
da borda do tubo, absorvendo-a com papel-filtro.
- Dissolver o precipitado em 5 mL de solução de HCl a 0,25 mol L-1 e novamente fazer a
precipitação e a separação como descrito acima.
- Adicionar então 5 mL do reagente de lavagem do oxalato de cálcio e misturar com
auxílio de um agitador de tubos.
- Após centrifugar e descartar o liquido sobrenadante, aquecer o tubo a 100°C em estufa
durante 30 min.