Manual de Laboratórios: Solo, Água, Nutrição Vegetal, Nutrição Animal e Alimentos

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Manual de Laboratórios:
 Solo, Água, Nutrição Vegetal, Nutrição Animal e Alimentos
ISBN:85-86764-08-6
República Federativa do Brasil
Luiz Inácio Lula da Silva
Presidente
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
Roberto Rodrigues
Ministro
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária
Conselho de Administração
Luiz Carlos Guedes Pinto
Presidente
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Cláudia Assunção dos Santos Viegas
Ernesto Paterniani
Hélio Tollini
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Diretoria Executiva
Silvio Crestana
Diretor-Presidente
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Kepler Euclides Filho
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Embrapa Pecuária Sudeste
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Chefe-Geral
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Chefe-Adjunto de Administração
Alfredo Ribeiro de Freitas
Chefe-Adjunto de Pesquisa e Desenvolvimento
Sérgio Novita Esteves
Chefe-Adjunto de Comunicação, Negócios e Apoio
ISBN 85-86764-08-6
Novembro, 2005
 Manual de Laboratórios: Solo, Água, Nutrição Vegetal,
Nutrição Animal e Alimentos
 Editores:
 Ana Rita de A. Nogueira
 Gilberto Batista de Souza
São Carlos, SP
2005
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária
Centro de Pesquisa de Pecuária do Sudeste
Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento
Exemplares desta publicação podem ser adquiridos na:
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Rod. Washington Luiz, km 234
Caixa Postal 339
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Fax: (16) 3361-5754
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E-mail: sac@cppse.embrapa.br
Revisor de texto: Edison Beno Pott
Normalização bibliográfica: Sônia Borges de Alencar
Arte Gráfica (capa): Gerson Luiz Carbonero
Tiragem: 1000 exemplares
ÁREA DE INFORMAÇÃO - EDITORAÇÃO
 Nogueira, Ana Rita de A.
 Manual de Laboratório: Solo, água, nutrição vegetal, nutrição animal e
alimentos / Ana Rita de Araújo Nogueira, Gilberto Batista de Souza.-- São
Carlos: Embrapa Pecuária Sudeste, 2005.
 334 p.: il.
ISBN: 85-86764-08-6
 Conteúdo: Coleta, Acondicionamento, Preparo de Amostra, Análises
Químicas
 1. Solo – Água - Nutrição Vegetal - Nutrição Mineral - Nutrição Humana -
Nutrição animal - Coleta - Acondicionamento - Amostragem. 2. Solo - Água -
Nutrição Vegetal - Nutrição Animal - Metodologias. 3. Laboratório - Manual. I.
Nogueira, A.R. de A. (Ed.). II. Batista,G. B. (Ed.).
 CDD: 631.417202
 ©EMBRAPA-2005
 APRESENTAÇÃO
A Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária (Embrapa), com o objetivo de melhorar
a qualidade e de uniformizar os procedimentos em seus laboratórios, apoia, desde 1995,
reuniões anuais de técnicos de nível médio e superior e pesquisadores diretamente envolvidos
em análises laboratoriais.
Para evitar insucessos no emprego de técnicas analíticas, há necessidade de maior
controle de qualidade nos laboratórios. Esse fato tem suscitado o interesse de pesquisadores na
participação em programas interlaboratoriais, visando a estabelecer procedimentos a serem
observados nas análises em todo o seu processo, desde a fase de amostragem no campo até às
determinações analíticas no laboratório, e se for o caso, a introdução de novos métodos
Durante o I MET – “Workshop de Metodologias dos Laboratórios da Embrapa da região
Sudeste”, que ocorreu de 6 a 8 de dezembro de 1995, ficou clara a necessidade de maior
intercâmbio entre profissionais que trabalham em laboratórios, o que se refletiu no entusiasmo
dos participantes e na demanda por manuais técnicos de uso comum.
Este documento começou a ser elaborado durante as reuniões realizadas a partir do II
MET - “Workshop de Metodologias dos Laboratórios da Embrapa das regiões Sudeste e Centro-
Oeste”, realizado entre 27 e 30 de agosto de 1996, na Embrapa Pecuária Sudeste, em São
Carlos, SP. Essa segunda reunião contou com a participação de profissionais da Embrapa das
regiões Sudeste e Centro-Oeste e de outras instituições de pesquisa e ensino, e priorizou
discussões sobre coleta, acondicionamento e preparo de amostras. Desde então, as reuniões
adquiriram caráter nacional e têm ocorrido anualmente em diferentes unidades da Embrapa
(Embrapa Gado de Leite, Juiz de Fora, MG; Embrapa Solos, Rio de Janeiro, RJ; Embrapa
Florestas, Colombo, Pr; Embrapa Meio Ambiente, Jaguariúna, SP e Embrapa Agrobiologia,
Seropédica, RJ).
A publicação deste material é um dos resultados das reuniões anuais e seguramente se
refletirá no padrão de qualidade dos resultados de pesquisa da Empresa, além de constituir
valioso subsídio para os profissionais que atuam em institutos de pesquisa e em universidades.
Os primeiros cinco capítulos são uma reedição do manual “Coleta, acondicionamento e preparo
de amostras”, publicado inicialmente em 1998. Nos capítulos seguintes, são apresentados os
métodos atualmente empregados nos diferentes centros de pesquisa da Embrapa. A
continuidade deste trabalho demonstrará mais uma vez a importância da colaboração entre os
profissionais que enfrentam os mesmos problemas em seu dia a dia. Não há intenção de esgotar
o assunto, mas sim de dar o primeiro passo, para, num só documento, reunir sugestões de
procedimentos utilizados nos laboratórios que realizam análises de amostras de solos, água,
plantas e materiais relacionados à nutrição animal. Algumas dessas sugestões são, sem dúvida,
passíveis de alteração, em virtude do desenvolvimento e do aprimoramento das técnicas e dos
equipamentos utilizados.
Os Editores
SUMÁRIO
SOLO, ÁGUA, NUTRIÇÃO ANIMAL E ALIMENTOS.............................................................................. 8
CAPÍTULO 1 - SOLOS.......................................................................................................................... 18
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 18
2. SOLO18
2.1. INTRODUÇÃO............................................................................................................................ 18
2.2. AMOSTRAGEM .......................................................................................................................... 19
2.2.1. CRITÉRIOS PARA A DIVISÃO DA ÁREA DE AMOSTRAGEM.......................................... 19
2.2.2. NÚMERO DE AMOSTRAS SIMPLES OU SUBAMOSTRAS .............................................. 20
2.2.3. PROFUNDIDADE DE COLETA DE SUBAMOSTRAS ........................................................ 21
2.2.4. COMPOSIÇÃO DA AMOSTRA............................................................................................ 23
2.2.5. MATERIAL PARA A AMOSTRAGEM.................................................................................. 23
2.2.6. ÉPOCA DE AMOSTRAGEM................................................................................................ 24
2.2.7. FREQÜÊNCIA DE AMOSTRAGEM..................................................................................... 25
2.2.8. RECOMENDAÇÕES GERAIS PARA A AMOSTRAGEM.................................................... 25
2.3. ACONDICIONAMENTO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA .................................................... 26
2.4. REGISTRO E PREPARO DA AMOSTRA .................................................................................. 27
2.4.1. REGISTRO........................................................................................................................... 27
2.4.2. SECAGEM ........................................................................................................................... 27
2.4.3. MOAGEM, PENEIRAGEM E ARMAZENAGEM .................................................................. 27
3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..................................................................................................28
CAPÍTULO 2 - ÁGUA ............................................................................................................................ 31
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 31
2. QUANDO, ONDE E COMO AMOSTRAR ......................................................................................... 32
3. ACONDICIONAMENTO DE AMOSTRAS: TIPOS E PROCEDIMENTOS DE LIMPEZA................. 33
4. PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS ................................................................................................. 34
5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 36
CAPÍTULO 3 - TECIDOS VEGETAIS ................................................................................................... 37
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 37
2. AMOSTRAGEM................................................................................................................................. 38
3. PROCEDIMENTO PARA COLETA DE AMOSTRAS DE FOLHAS NO CAMPO ............................. 42
3.1. COLETA DA AMOSTRA............................................................................................................. 42
3.2. IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA ............................................................................................... 42
3.3. MOAGEM.................................................................................................................................... 43
3.4. ARMAZENAGEM........................................................................................................................ 43
3.5. INTEGRIDADE DA AMOSTRA .................................................................................................. 43
3.6. PROBLEMAS DE CONTAMINAÇÃO......................................................................................... 44
3.7. ARQUIVO DE AMOSTRAS ........................................................................................................ 44
4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 44
CAPÍTULO 4 - TECIDOS E PRODUTOS ANIMAIS.............................................................................. 46
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 46
2. ASPECTOS IMPORTANTES RELACIONADOS À COLETA DE AMOSTRAS................................ 47
3. OBJETIVO DA PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS........................................................................... 47
4. PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS.................................................................................................... 48
4.1. RECEBIMENTO.......................................................................................................................... 48
4.2. IDENTIFICAÇÃO E REGISTRO................................................................................................. 48
4.3. PRÉ-ACONDICIONAMENTO..................................................................................................... 49
4.4. PRÉ-SECAGEM ......................................................................................................................... 50
4.5. MOAGEM.................................................................................................................................... 51
4.6. ACONDICIONAMENTO.............................................................................................................. 51
4.7. ETAPAS DE PREPARAÇÃO DE AMOSTRAS .......................................................................... 53
5. PREPARO DE AMOSTRAS DE INGREDIENTES E SUPLEMENTOS MINERAIS ......................... 57
6. OUTROS TIPOS DE AMOSTRAS DE ORIGEM ANIMAL................................................................ 57
6.1. OSSO.......................................................................................................................................... 58
6.2. FÍGADO ...................................................................................................................................... 58
6.3. SANGUE..................................................................................................................................... 59
6.4. LÍQUIDO DE RÚMEN................................................................................................................. 61
6.5. LÍQUIDOS DE ABOMASO E DE ÍLEO....................................................................................... 62
6.6. URINA......................................................................................................................................... 62
6.7. EXTRUSA ................................................................................................................................... 62
6.8. LEITE .......................................................................................................................................... 63
6.9. PÊLOS ........................................................................................................................................ 64
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 64
CAPÍTULO 5 - ALIMENTOS PARA CONSUMO HUMANO.................................................................. 65
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 65
2. OBJETIVO......................................................................................................................................... 66
3. FUNDAMENTO ................................................................................................................................. 66
4. EQUIPAMENTOS.............................................................................................................................. 66
5. PROCEDIMENTOS........................................................................................................................... 66
5.1. INSPEÇÃO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA ........................................................................ 67
5.2. SOLUBILIZAÇÃO DA AMOSTRA .............................................................................................. 67
5.3. PREPARO DA AMOSTRA.......................................................................................................... 67
5.4. CONSERVAÇÃO DA AMOSTRA ............................................................................................... 68
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................................................. 68
CAPÍTULO 6 - MÉTODOS DE ANÁLISE DE SOLO............................................................................. 71
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 71
2. DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ DO SOLO........................................................................................ 72
2.1. ACIDEZ ATIVA ........................................................................................................................... 72
2.1.3. REAGENTES E SOLUÇÕES...................................................................................................... 72
2.1.4. PROCEDIMENTO....................................................................................................................... 72
2.2. ACIDEZ TROCÁVEL (ALUMÍNIO TROCÁVEL) .........................................................................73
2.3. ACIDEZ POTENCIAL OU TOTAL COM A SOLUÇÃO DE ACETATO DE CÁLCIO.................. 75
2.4. ACIDEZ POTENCIAL POR POTENCIOMETRIA EM SOLUÇÃO-TAMPÃO SMP (PH SMP) ... 77
3. CARBONO ORGÂNICO.................................................................................................................... 78
3.1. PROCEDIMENTO EMPREGANDO DICROMATO .................................................................... 78
3.2. PROCEDIMENTO COLORIMÉTRICO....................................................................................... 81
4. FÓSFORO “DISPONÍVEL” E POTÁSSIO TROCÁVEL .................................................................... 82
4.1. MÉTODO DE MEHLICH 1, CAROLINA DO NORTE OU DO DUPLO ÁCIDO .......................... 82
4.2. MÉTODO DA RESINA (RAIJ ET AL., 2001) .............................................................................. 84
5. SÓDIO ............................................................................................................................................... 88
6. CÁLCIO E MAGNÉSIO ..................................................................................................................... 90
6.1. EXTRAÇÃO COM KCL 1,0 MOL L-1........................................................................................... 90
6.2. MÉTODO DA RESINA................................................................................................................ 92
7. BORO ................................................................................................................................................ 95
7.1. EXTRAÇÃO COM ÁGUA QUENTE ........................................................................................... 95
7.2. EXTRAÇÃO COM ÁGUA QUENTE EMPREGANDO RADIAÇÃO MICROONDAS .................. 96
8. ENXOFRE (S-SO42-).......................................................................................................................... 98
8.2. VARIAÇÃO DO MÉTODO DE DETERMINAÇÃO DE S-SO42-................................................... 99
9. DETERMINAÇÃO DE COBRE, FERRO, MANGANÊS E ZINCO................................................... 101
9.1. EXTRAÇÃO COM DTPA .......................................................................................................... 101
9.2. EXTRAÇÃO COM HCL A 0,1 MOL L-1 .................................................................................... 104
10. NITROGÊNIO TOTAL ................................................................................................................... 105
10.1. MÉTODO KJELDAHL............................................................................................................. 106
10.2. INCLUSÃO DE NITRATO E NITRITO NA QUANTIFICAÇÃO DO NITROGÊNIO TOTAL.... 110
10.3. NITROGÊNIO MINERAL (NH4+ E NO3-)................................................................................. 111
11. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA ...................................................................................................... 115
12. ANÁLISE FÍSICA........................................................................................................................... 117
12.1. ANÁLISE GRANULOMÉTRICA DO SOLO (MÉTODO DA PIPETA)..................................... 117
12.2. CAPACIDADE DE RETENÇÃO DE ÁGUA DO SOLO........................................................... 121
12.3. DENSIDADE DO SOLO.......................................................................................................... 123
13. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.............................................................................................. 124
CAPÍTULO 7 - ÁGUA .......................................................................................................................... 127
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................ 127
2. PH ...................................................................................................................................................127
3. CÁLCIO E MAGNÉSIO ................................................................................................................... 129
4. SÓDIO E POTÁSSIO ...................................................................................................................... 130
5. ALCALINIDADE TOTAL.................................................................................................................. 131
6. CONDUTIVIDADE ELÉTRICA ........................................................................................................ 133
7. OXIGÊNIO DISSOLVIDO (OD)....................................................................................................... 134
8. DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO).................................................................................. 136
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................................................ 138
CAPÍTULO 8 - TECIDO VEGETAL ..................................................................................................... 140
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................ 140
2. DECOMPOSIÇÃO E SOLUBILIZAÇÃO.......................................................................................... 141
2.1 INTRODUÇÃO........................................................................................................................... 141
2.2. DECOMPOSIÇÃO POR VIA SECA.......................................................................................... 142
2.3. DECOMPOSIÇÃO POR VIA ÚMIDA........................................................................................ 144
2.4. PROCEDIMENTOS .................................................................................................................. 145
2.5. EXTRAÇÃO COM SOLUÇÃO DE ÁCIDOS DILUÍDOS (1,0 MOL L-1 DE HCL OU HNO3) .... 152
3. DETERMINAÇÕES ANALÍTICAS ................................................................................................... 153
3.1. NITROGÊNIO ........................................................................................................................... 153
3.1.1. SEMIMICRO KJELDAHL ................................................................................................... 154
3.1.2. ESPECTROFOTOMETRIA COM REAGENTE DE NESSLER ......................................... 156
3.1.3. AZUL DE INDOFENOL – REAÇÃO DE BERTHELOT...................................................... 158
3.1.4. ANÁLISE POR INJEÇÃO EM FLUXO – REAÇÃO DE BERTHELOT............................... 159
3.2. FÓSFORO ................................................................................................................................ 162
3.2.1. AZUL DE MOLIBDÊNIO .................................................................................................... 162
3.2.2. AMARELO DE VANADATO............................................................................................... 163
3.3. SÓDIO E POTÁSSIO................................................................................................................ 165
3.3.1. ESPECTROMETRIA DE EMISSÃO ATÔMICA................................................................. 165
3.4. CÁLCIO E MAGNÉSIO............................................................................................................. 167
3.4.1. ESPECTROMETRIA DE ABSORÇÃO ATÔMICA............................................................. 167
3.4.2. TITULAÇÃO COM EDTA ................................................................................................... 168
3.5. ENXOFRE................................................................................................................................. 170
3.6 COBRE,ZINCO, FERRO E MANGANÊS ................................................................................. 172
3.7. REGRAS BÁSICAS PARA MANUTENÇÃO DE ROTINA EM ESPECTRÔMETROS DE
ABSORÇÃO ATÔMICA ................................................................................................................... 173
3.8. BORO........................................................................................................................................ 179
3.8.1. AZOMETINA-H................................................................................................................... 179
3.8.2. CURCUMINA ..................................................................................................................... 180
4. SISTEMA POLIVALENTE PARA DETERMINAÇÃO MULTIELEMENTAR EM ANÁLISE DE
PLANTAS .................................................................................................................................. 182
5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................................................ 187
CAPÍTULO 9 - ANÁLISE DE ALIMENTOS........................................................................................ 188
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................ 188
2. DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA.......................................................................................... 188
2.1. DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE EM PLANTAS EMPREGANDO
RADIAÇÃO MICROONDAS ............................................................................................................ 191
3. DETERMINAÇÃO DE CINZAS ....................................................................................................... 194
ENERGIA BRUTA ............................................................................................................................... 196
4.1. APLICAÇÃO ............................................................................................................................. 196
4.2. APLICAÇÃO PARA BOMBA CALORIMÉTRICA PARR® (MANUAL DE OPERAÇÕES) ....... 197
5. DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO.................................................................................... 201
6. DETERMINAÇÃO DE ATIVIDADE UREÁTICA .............................................................................. 203
6.1. PROCEDIMENTO CONVENCIONAL....................................................................................... 203
6.2. TÉCNICA SIMPLIFICADA PARA DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE UREÁTICA (AU). ........ 205
7. DETERMINAÇÃO DE AMINOÁCIDOS........................................................................................... 206
7.1. MÉTODO DE OXIDAÇÃO COM ÁCIDO PERFÓRMICO SEGUIDA DE HIDRÓLISE
 ÁCIDA − MÉTODO A................................................................................................................ 206
8. DETERMINAÇÃO DE OXALATOS TOTAIS E OXALATOS SOLÚVEIS EM ÁGUA EM
 AMOSTRAS DE PLANTAS............................................................................................................. 214
9. CARBOIDRATOS............................................................................................................................ 217
10. DIGESTIBILIDADE........................................................................................................................ 224
10.1. DETERMINAÇÃO DE DIGESTIBILIDADE COM PEPSINA − MÉTODO A ........................... 224
10.2. DETERMINAÇÃO DA DIGESTIBILIDADE “IN VITRO” DA MATÉRIA SECA E DA MATÉRIA
ORGÂNICA...................................................................................................................................... 228
11. FIBRAS.......................................................................................................................................... 233
11.1. DETERMINAÇÃO DE FIBRA DIETÉTICA TOTAL − MÉTODO A ......................................... 233
11.2. DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA − MÉTODO B............................................................. 238
11.3. AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DE PLANTAS FORRAGEIRAS – MÉTODOS DE VAN SOEST
......................................................................................................................................................... 241
12. DETERMINAÇÃO DE CELULOSE ............................................................................................... 252
13. DETERMINAÇÃO DE LIGNINA .................................................................................................... 254
13.1. MÉTODO DO PERMANGANATO DE POTÁSSIO ................................................................ 254
13.2. DETERMINAÇÃO DA LIGNINA E DA CELULOSE: MÉTODO DO ÁCIDO SULFÚRICO A 72%
(V/V) . ............................................................................................................................................... 257
14. DETERMINAÇÃO DA SÍLICA ....................................................................................................... 259
15. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO............................................................................................ 261
15.1. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO TOTAL PELO MÉTODO DE KJELDAHL .................. 261
15.2. PROTEÍNA BRUTA ................................................................................................................ 264
15.3. DETERMINAÇÃO DE NITRATO EM TECIDO VEGETAL ..................................................... 265
15.4. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO AMONIACAL (N-NH3) ................................................. 267
15.5 DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO INSOLÚVEL EM DETERGENTE NEUTRO (NIDN).... 271
15.6. DETERMINAÇÃO DE NITROGÊNIO INSOLÚVEL EM DETERGENTE ÁCIDO (NIDA)....... 273
16. DETERMINAÇÃO DE MACROELEMENTOS (CA, MG, K, NA, S) EM PLANTAS....................... 275
POR DIGESTÃO NITRO-PERCLÓRICA ............................................................................................ 275
17. DETERMINAÇÃO DE FÓSFORO (P-PO42-) EM PLANTAS ......................................................... 279
17.1 MÉTODO DE GOMORY - DIGESTÃO NITRO-PERCLÓRICA............................................... 279
17.2. MÉTODO DO VANADATO - DIGESTÃO NÍTRO-PERCLÓRICA.......................................... 283
17.3. DETERMINAÇÃO DA SOLUBILIDADE DE FÓSFORO EM SOLUÇÃO DE ÁCIDO
 CÍTRICO A 2%......................................................................................................................... 286
25. DETERMINAÇÃO DE GRANULOMETRIA................................................................................... 289
19. DETERMINAÇÃO DE AMIDO....................................................................................................... 293
20. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.............................................................................................. 295
I. COLETA, ACONDICIONAMENTO E PREPARO
DE AMOSTRAS
CAPÍTULO 1 - SOLOS
Amoacy Carvalho Fabrício1
Ana Cândida Primavesi2
César de Rosso3
Celso João Alves Ferreira4
Hélio Teixeira Prates5
Marcos Roberto Ferraz6
Maria José Aguirre Armelin7
Mário Miyazawa8
Odo Primavesi2
Paule Jeanne Mendes9
Pedro L. O. de A. Machado10, coordenador
Vera Lúcia Ferracini3
 1. INTRODUÇÃO
Considerando as atividades passíveis de uniformização nas diferentes situações de
uso e de manejo do solo, decidiu-se sugerir procedimentos de coleta e de preparo de
amostras para utilização em determinações de rotina. Exceção se faz para o caso da
determinação de nitrato. Não estão incluídas as orientações para amostras utilizadas em
investigações científicas cujos métodos encontram-se ainda em fase de estudos.
 2. SOLO
2.1. INTRODUÇÃO
Qualquer tipo de análise de solo tem por objetivo determinar quantitativamente
características químicas, físicas oubiológicas, que representam os reais valores da
respectiva característica dentro de uma faixa de dispersão confiável e estatisticamente
fundamentada. A condição para isto é que o procedimento analítico, juntamente com os
preparativos pertinentes, não contenha erros sistemáticos (também entendidos como
declinações) ou até erros graves (p. ex., segregantes não considerados).
________________________________________________
1Embrapa Agropecuária Oeste; 2Embrapa Pecuária Sudeste; 3Embrapa Meio Ambiente; 4Embrapa Soja;
5Embrapa Milho e Sorgo; 6Faculdade de Zootecnia e Engenharia de Alimentos, USP, Pirassununga, SP; 7Instituto
de Pesquisas Energéticas e Nucleares, IPEN; 8Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 9Embrapa Pantanal;
10Embrapa Solos.
Mesmo que essas condições sejam atendidas, o dado analítico encontrado somente
representará o valor real se o material ou o substrato utilizado para a análise for
representativo do todo ao qual ele pertence.
O problema da representatividade poderia ser evitado se todo o universo do material
investigado pudesse ser analisado. Isso, entretanto, é pura teoria, exceto para aquelas
determinações em amostras de pequeno volume, em que se pretende avaliar as condições
imediatamente adjacentes ao ponto de amostragem. Na prática, as determinações podem
ser conduzidas apenas em “partes do todo”, ou seja, em amostras, de cujos resultados seja
possível inferir a concentração ou a característica do todo. Destarte, a amostragem,
obedecendo a um dos princípios estatísticos da minimização de erros, é de grande
importância para a exatidão do valor encontrado pela análise, ou seja, a aproximação
máxima possível do valor real.
Quanto mais passos ou mais procedimentos houver para a coleta da amostra
(composição de uma amostra a partir de subamostras, acondicionamento, transporte,
secagem, preparo em laboratório, etc.) mais difícil será a obtenção do valor real. A obtenção
do valor real também é dificultada quando determinado elemento ou substância analisada
não é uma grandeza constante, alterando-se até o momento da análise, podendo levar,
assim, à alteração do valor real (p. ex., teor de água, concentração de nitrato ou amônio,
atividade de microrganismos).
A amostragem de solo não é prática simples e deve ser rigorosamente executada,
seguindo as instruções baseadas em considerações de ordem científica (HOFFMAN, 1991).
2.2. AMOSTRAGEM
2.2.1. CRITÉRIOS PARA A DIVISÃO DA ÁREA DE AMOSTRAGEM
Um requisito importante para que a amostragem seja bem sucedida é a escolha da
área da qual serão retiradas as amostras simples (também denominadas de subamostras).
O tipo de solo é um critério utilizado para a divisão da área ou da gleba, mas, dentro
do mesmo tipo de solo, em conseqüência de diferentes coberturas vegetais, cor do solo,
posição no relevo, drenagem e histórico da área, nova subdivisão deve ser realizada, pois
cultivos diferentes exigem manejo diferente, tais como a adubação (mineral ou orgânica) ou
o controle de plantas daninhas, pragas e doenças. Essa nova subdivisão é importante,
principalmente quando se pretende quantificar os teores de nutrientes em plantas ou os
resíduos de pesticidas em culturas subseqüentes.
Áreas mal drenadas, formigueiros, área com acúmulo de esterco, depósitos de
adubos, área de acúmulo de palhada próxima à trilhadeira, etc., que não representem a
superfície utilizável, não devem ser incluídas na amostragem. Deve-se delimitar a área a ser
amostrada, longe o suficiente (2 a 5 m) de rodovias, estradas rurais, cercas ou depósitos em
geral. Para solos em que se pratica a olericultura, o princípio é o mesmo, mas, pelo fato de
se tratar de áreas menores, o distanciamento deve ser menor, porém, não menor do que 1
m.
Mesmo quando se divide ou se escolhe uma área considerada homogênea no
sentido anteriormente exposto, a heterogeneidade ainda pode ocorrer, dependendo da
característica a ser determinada. Segundo HEMINGWAY (1955), a variância do erro na
determinação de nutrientes aumenta quando esterco, calcário ou adubo mineral são
aplicados ao solo.
Havendo essa heterogeneidade dos solos, que pode ser acentuada em solos
arenosos, em que a fertilidade química é intimamente relacionada com o manejo do material
orgânico, surge a questão a respeito da quantidade de subamostras a ser coletada, para
preparar a amostra composta.
2.2.2. NÚMERO DE AMOSTRAS SIMPLES OU SUBAMOSTRAS
Quando se fala no número de amostras simples que deve ser coletado, sempre
surge a questão referente ao nível de exigência na amostragem sem causar, todavia,
volume de trabalho impraticável ou economicamente inviável.
Em estudos sobre a coleta de amostras, pode-se identificar a magnitude do erro da
amostragem e calcular o número de subamostras necessário para que haja equivalência
entre o volume de trabalho (laboriosidade) e o nível representativo do erro da amostragem.
Em geral, a confiabilidade dos resultados aumenta com o número de subamostras.
Entretanto, para a quantificação de nutrientes que visa à recomendação de adubação, 10 a
20 subamostras da camada arável (0 − 20 cm) de uma área de 1 a 2 ha (em casos de
grande uniformidade do terreno, até 4 ha) são consideradas suficientes (OLSON et al.,
1958; CAMERON et al., 1971; ILK & NIMMERVOLL, 1974). As subamostras são coletadas
em ziguezague, em pontos distanciados de 15 a 20 passos um do outro e acondicionadas
num recipiente plástico limpo (p. ex., balde de 5 a 10 L), para posterior composição da
amostra propriamente dita.
Procedimentos mais refinados de amostragem dos solos podem ser adotados em
áreas de investigação científica, em áreas críticas ou em áreas agrícolas, em que a
intensificação do processo produtivo, associado ao uso mais criterioso de insumos, vai se
consolidando. Tais procedimentos englobam o estudo da variabilidade espacial das
propriedades do solo consideradas, objetivando a interpolação dos seus valores,
possibilitando, assim, a espacialização e maior precisão nas adubações.
2.2.3. PROFUNDIDADE DE COLETA DE SUBAMOSTRAS
De maneira geral, a amostra é retirada até a profundidade de 20 cm, devendo
representar porção uniforme de 0 a 20 cm. Em áreas ainda não preparadas mecanicamente
(aração, gradagem, etc.) ou com cobertura morta, deve-se limpar a superfície do solo nos
locais escolhidos para retirar as subamostras, removendo folhas, ramos ou galhos com
cautela suficiente para não descartar parte significativa do solo.
A adoção das amostragens na profundidade de até 20 cm apresenta vantagens na
uniformização do procedimento, que permite a comparação de resultados obtidos no
passado, visando à constituição de um histórico da fertilidade química, e também possibilita
a comparação com resultados de análise de solos de outras localidades.
Amostragem nessa profundidade vem sendo normalmente adotada em sistemas de
cultivo convencional, em que o preparo do solo, para a semeadura da cultura anual, consiste
em uma aração e duas gradagens. Nesse sistema, o solo sofre revolvimento na camada de
0 a 20 cm. Para averiguar o ambiente radicular no subsolo, recomenda-se ainda a
amostragem nas profundidades de 20 − 40 e 40 − 60 cm. Há evidências (RAIJ, 1988;
PAVAN & VOLKWEISS, 1986) de que nessas profundidades a presença de alta quantidade
de alumínio, associada à deficiência de cálcio, possa atuar como barreira química,
impedindo o crescimento radicular em profundidade. Segundo OLIVEIRA et al. (1996), para
o algodoeiro, o conhecimento das condições de acidez subsuperficial é muito importante,
pois saturação de alumínio superior a 20% pode comprometer ou até inviabilizar a cultura
nessas áreas. Esse procedimento de amostragem também é recomendado para áreas
novas de cultivo.
Em pastagens sob manejo extensivo, em que raramente se fazem adubações ou
renovações, também se recomenda a amostragem na profundidade de 0 a 20 cm.
Em sistemas de plantio direto, há tendência de concentração dos nutrientese da
matéria orgânica nos primeiros centímetros de solo, o que se deve basicamente ao padrão
de mobilidade dos íons no solo, à não incorporação de fertilizantes e corretivos mediante o
revolvimento e ao enriquecimento das camadas mais superficiais pela decomposição dos
resíduos das culturas (VIEIRA, 1996). Assim, para detectar a existência ou não de um
gradiente de fertilidade, torna-se necessário executar amostragens mais estratificadas: 0 −
10, 10 − 20, 20 − 40 e 40 − 60 cm. Tal procedimento deve ser adotado também para
pastagens sob manejo intensivo.
Para culturas perenes (p. ex., café e frutíferas) já instaladas, amostrar de 0 − 10, 10
− 20, 20 − 40 e 40 − 60 cm na projeção da copa, que é o local da adubação, e nas mesmas
camadas entre as linhas de plantio ou no centro das ruas. Segundo PAVAN & CHAVES
(1996), a aplicação de fertilizantes durante vários anos sob a projeção da copa causa não
apenas um gradiente de fertilidade vertical, como no plantio direto, mas também horizontal.
Segundo os mesmos autores, embora as culturas perenes tenham sistema radicular mais
profundo, elas apresentam menor demanda de nutrientes por volume de solo e por unidade
de tempo do que as culturas anuais, em razão do crescimento lento e da absorção
diferencial de nutrientes durante o ano. Isso torna necessário que se avalie maior número de
camadas para o diagnóstico da fertilidade. Na instalação das culturas, a amostragem deve
ser feita na profundidade de 0 − 20, 20 − 40 e 40 − 60 cm.
A amostragem em lavouras de cana-de-açúcar deve ser feita nas profundidades de 0
− 25 e 25 −50 cm. A adubação freqüente de vinhaça nesse sistema torna necessária
amostragem também a 0 − 10 cm.
A profundidade de amostragem em solos de várzea deve ser variável com o tipo de
solo e de acordo com a sua diferenciação vertical. Segundo COSTA (1996), os solos de
várzea são aqueles encontrados nas planícies dos rios, onde se desenvolveram pela
deposição de sedimentos. Há variações acentuadas, não só devidas à sedimentação no
sentido horizontal, mas também devidas à sedimentação vertical. Assim, a profundidade de
amostragem deve variar de acordo com o tipo de solo e de acordo com sua diferenciação
vertical. Nos solos do tipo gley pouco húmico, amostragens de 0 − 20 cm e 20 − 40 cm
podem caracterizar a fertilidade do solo. Nos solos orgânicos, maiores profundidades devem
ser exploradas, sendo importante determinar o substrato mineral, o que pode ocorrer a partir
dos 80 cm, exigindo, assim, amostragens a 80 − 100 cm, principalmente no início da
exploração da várzea (COSTA, 1996).
A interpretação dos resultados do solo de várzea requer cuidado especial, pois as
determinações químicas são feitas na presença de atmosfera com oxigênio. Nessas
condições, os elementos reduzidos vão se oxidar com O2 atmosférico. As principais
alterações químicas são: diminuição no valor de pH, aumento no teor de Al3+ e diminuição
nos teores de Fe2+, Mn2+, S2- e PO43-. Portanto, os resultados das determinações químicas
podem não refletir as reais condições das plantas provenientes de várzeas ou de solos
inundados. As principais dificuldades encontradas quando se deseja analisar amostras
provenientes de solos inundados são: 1) amostragem sem contato com O2 atmosférico e
seu transporte até o laboratório; 2) homogeneização e pesagem das amostras; e 3)
acondicionamento das amostras.
Em solos em que há reflorestamento, recomenda-se a amostragem a 0 − 20 e a 20
− 40 cm.
A amostragem que visa à quantificação de resíduos de pesticidas em culturas
subseqüentes deve ser executada à profundidades de 0 − 10 cm e de 10 − 20 cm.
2.2.4. COMPOSIÇÃO DA AMOSTRA
A composição ideal da amostra se dá pelo quarteamento do material, ou seja,
homogeneizar bem as subamostras contidas no recipiente e despejar sobre uma folha de
plástico de aproximadamente 70 a 100 cm de lado. Em seguida, espalhar o material e dividi-
lo em oito áreas. Descartar duas porções de solo de cada lado, localizadas frente a frente,
mas não avizinhadas (Figura 1). O material restante deve ser novamente homogeneizado,
repetindo-se o mesmo procedimento anteriormente descrito, até que se obtenha a amostra
desejada. Para a determinação de nutrientes, a quantidade de 300a 500 g de solo é
suficiente. Caso o solo apresente grande quantidade de fração grosseira (calhaus,
cascalhos e matacões), há a necessidade de 1 a 2 kg de material.
Em razão da variabilidade existente na densidade dos solos de várzea,
principalmente nos orgânicos e no gley húmico, é importante garantir o envio de amostra de
500 g de solo, mesmo que os volumes encaminhados para a análise sejam diferentes
(COSTA, 1996).
No local, a amostra, uma vez composta, deve ser seca ao ar e à sombra, sobre uma
folha de plástico limpa.
Figura 1. Sugestão de quarteamento do material e de descarte de porções.
Dependendo da característica a ser analisada (p. ex., nitrato, atividade microbiana),
esta sugestão de composição de amostra de solo deve ser modificada.
2.2.5. MATERIAL PARA A AMOSTRAGEM
A coleta de amostras pode ser feita com diversas ferramentas, dependendo da
disponibilidade do equipamento e da acurácia exigida.
Um equipamento adequado para a amostragem de solos é o trado, que, muitas
vezes, é concebido e fabricado na própria instituição de pesquisa. Constitui-se de um tubo
de aço leve, com uma fenda lateral ao longo da profundidade a ser amostrada (normalmente
mede 1,5 m) e com a extremidade inferior cortante. Possui demarcações a cada 5 cm ao
longo da fenda e, na extremidade superior, apresenta um cabo disposto em “T”. É
importante frisar que existem firmas internacionais especializadas na confecção desse
equipamento.
Como se pode observar na Figura 2, existem vários tipos de equipamento para a
amostragem do solo: o trado holandês, que tem bom desempenho em qualquer tipo de solo,
mas exige grande esforço físico; o trado de rosca, mais adequado para solos arenosos e
úmidos; o trado caneco, ideal para solos secos e compactados, que não exige muito esforço
físico; o calador, ideal para amostragem em terra fofa e ligeiramente úmida; e a pá de corte
ou pá reta, equipamento mais disponível e simples para o agricultor, e que deve ser usado
isoladamente em terra úmida e fofa, ou com o enxadão em solo seco e compactado (LOPES
& GUIMARÃES, 1989). Há solos extremamente compactados, em que se utiliza uma
chibanca, que é semelhante a um pequeno alvião ou picareta. Um problema que se tem
observado freqüentemente é o uso de materiais potencialmente contaminantes e
relativamente pesados para a tarefa (p. ex., aço galvanizado). Ao se proceder a coleta das
15 a 20 subamostras na área delimitada, a pessoa, que logo entra em cansaço em razão da
massa do equipamento, passa a considerar a coleta de 7 a 10 subamostras como
“adequada” para a análise. É importante que se colete sempre o mesmo volume para cada
subamostra.
Figura 2. Equipamentos mais comuns para a coleta de amostras de solos.
Fonte: LOPES & GUIMARÃES (1989).
2.2.6. ÉPOCA DE AMOSTRAGEM
A época de amostragem ideal está entre a colheita e a adubação subseqüente. A
última adubação, entretanto, não deve estar muito próxima da amostragem, sendo que a
adubação orgânica deve ter sido executada há 8 semanas e a mineral há 4 a 6 semanas.
Para realizar a amostragem, deve ter havido precipitação mínima de 10 mm. O solo
deve permitir preparo mecânico, como aração ou gradagem (ponto de sazão), ou seja,
quando molhado, não deve estar plástico ou muito plástico, e quando seco, não deve estar
duro ou muito duro. Após chuva copiosa, deve-se esperar de 2 a 4 dias para atingir a
consistência adequada para amostragem com boa homogeneização.
2.2.7. FREQÜÊNCIA DE AMOSTRAGEM
Enquanto segundo o IAPAR (1996) a amostragem de solos pode ser realizada em
intervalos de 3 a 5 anos, de acordo com RAIJ et al. (1985) a amostragem deve ser repetida
em intervalos que podem variar de uma quatro anos. No entanto, para ambos, o intervalo
das amostragens pode ser diminuído se for observado algum comportamento diferencial no
desenvolvimento da cultura, caso a gleba receba maior aplicação de adubo ou se houver
emprego de novo critério de adubação ou correção do solo, indicados pelos órgãos de
pesquisa ou de assistência técnica.
Em áreas irrigadas, recomenda-se amostrar o solo anualmente.
Em pastagens, a amostragem deve ser anual em áreas cultivadas com espécies
exigentes sob pastejo (p. ex., capim-colonião, grama-estrela, capim-napier), capineiras (p.
ex., capim-napier, cana-de-açúcar e capim-guatemala) ou alfafa. Em áreas com forrageiras
menos exigentes, como capim-braquiária, capim-andropogon e capim-gordura, a
amostragem pode ser feita em intervalos de 2 a 3 anos (MARUN, 1996).
2.2.8. RECOMENDAÇÕES GERAIS PARA A AMOSTRAGEM
Bem antes da utilização da estatística na amostragem, alguns procedimentos gerais
para a coleta de amostras se desenvolveram na prática e, assim, possibilitaram a diminuição
de erros. Para o caso de solos, são considerados importantes os seguintes procedimentos:
• Independentemente do tamanho, as amostras oriundas de maior número de subamostras
são melhores do que aquelas formadas de poucas subamostras.
• Quanto maior for a quantidade da fração grosseira do solo (cascalhos, calhaus e
matacões), tanto maior será a quantidade de subamostras a coletar na área delimitada e
mais laboriosa será a tarefa.
• Com o intuito de evitar erros sistemáticos, as subamostras devem ser retiradas
transversalmente à orientação da linha de plantio, de preparo do solo ou de adubação.
• Na amostragem e na elaboração e no preparo da amostra, cada cascalho, cada calhau
ou cada matacão deve ter a mesma chance de estar presente na amostra composta ou nos
passos para a sua composição, ou seja, cada tipo de fração grosseira deve ter a
possibilidade de constituir a amostra composta, nas mesmas proporções que as
encontradas no solo amostrado.
• A amostragem deve ser realizada quando o solo está no seu ponto de sazão, ou seja, no
estado de consistência em que se possa proceder a aração ou a gradagem.
• Não fumar durante a coleta das amostras, pois cinzas de cigarro de qualquer natureza
podem afetar o resultado da análise de solo, principalmente com relação aos teores de
potássio.
2.3. ACONDICIONAMENTO E IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA
 
 O acondicionamento de amostras para análise que visem ao levantamento da
fertilidade deve ser feito em sacos plásticos limpos, com capacidade para 1 ou 2 kg,
dependendo da quantidade de amostra composta (ver tópico 1.4). Na falta de etiqueta, o
material do saco deve possibilitar identificação com o número, a origem da amostra e a
cobertura vegetal.
 Para o acondicionamento de amostras que visem à quantificação de nitrato, deve-se
proceder da seguinte maneira: após a coleta da amostra, esta, ainda úmida, deve ser
acondicionada em saco plástico, identificada e armazenada em caixas térmicas com gelo
reciclável ou em tambor com nitrogênio líquido, para transporte até o laboratório. Para
períodos mais longos de armazenamento, a amostra deve ser guardada sob temperatura de
4°C.
 Para a quantificação de resíduos de pesticidas, as amostras devem ser
acondicionadas em tubos de PVC utilizados na amostragem ou em saco plástico de
polietileno transparente. O transporte deve ser feito o mais rapidamente possível para o
laboratório, em caixas térmicas com gelo reciclável ou em tambor com nitrogênio líquido.
Para períodos mais longos, conservar em congelador (-20°C), observando-se as
características do princípio ativo.
 A amostra pode ser identificada da seguinte maneira:
• nome do solicitante;
• data e período da amostragem;
• local da amostragem: Estado, município, nome da propriedade e, se possível, as
coordenadas locais;
• número da amostra;
• profundidade e número de subamostras;
• tamanho da área amostrada;
• tipo de relevo (encosta de morro, terra plana, alto do morro, várzea ou baixada);
• observações complementares sobre o estado atual do solo, condições climáticas,
vegetação predominante, cultura anterior, idade da cultura perene ou semiperene, etc.;
• informações sobre adubações ou pesticidas, indicando tipo e quantidade aplicados.
 LEMOS & SANTOS (1996) apresentaram sugestões de fichas para descrição de
amostras de solos, além de procedimentos para descrição e coleta de solo no campo para a
execução de levantamentos pedológicos.
 
2.4. REGISTRO E PREPARO DA AMOSTRA
 
 A amostra de solo, ao chegar no laboratório, deve estar devidamente identificada
(ver tópico 2) para ser registrada e, posteriormente, preparada.
2.4.1. REGISTRO
 
 Cada laboratório possui um sistema de registro específico, mas geralmente a
amostra recebe um número de laboratório, que deverá ser colocado na folha de informação
(folha de resultado de análise de solo) para posterior identificação. O número de registro
também é colocado nas caixas que contêm as amostras já preparadas.
 
2.4.2. SECAGEM
 
 Para determinação química e física (fertilidade), a amostra deve ser espalhada sobre
uma mesa ou prateleira com superfície lisa de material não contaminante. A secagem ao ar
se procede à sombra, em que torrões maiores e mais frágeis são quebrados manualmente
e, em seguida, faz-se o revolvimento da amostra para agilização da secagem. A secagem
também pode ser feita em estufa com circulação forçada de ar e sob temperatura que não
exceda 40°C. Temperaturas mais altas podem acarreta r alteração nos teores de fósforo,
potássio, enxofre, ferro e manganês, dentre outros.
 
 
2.4.3. MOAGEM, PENEIRAGEM E ARMAZENAGEM
 
 A amostra seca pode apresentar ainda alguns torrões menores, aos quais há
necessidade de aplicar, com as duas mãos, um rolo de madeira ou utilizar almofarizes com
pistilo de porcelana, para uma perfeita moagem. Deve-se ter o cuidado de não moer
cascalhos e calhaus. Em muitos laboratórios são utilizados moedores automáticos de
martelo. Após a moagem de cada amostra, deve ser feita limpeza do equipamento,
utilizando-se pincéis, ar pressurizado, etc. A contaminação de amostras com elementos do
material do próprio equipamento é desprezível.
 Após a moagem, a amostra é passada em peneira com malha de 2 mm e
posteriormente acondicionada em caixa de papelão ou em pote de vidro ou plástico.
 Embora seja pequena a quantidade de amostra necessária para todas as
determinações (< 50 cm3), deve-se preparar quantidade maior (> 300 cm3), para facilitar a
utilização do cachimbo ou a pesagem, além de permitir eventuais repetições.
 O armazenamento de amostras de solo deve ser feito em local seco e, normalmente,
por um período de 3 meses, para o caso de haver solicitação de reanálise. Nas instituições
de pesquisa em que são realizados estudos de adubação, os laboratórios devem ser
encorajados a formar um banco permanente de solos, pois, com os resultados de produção
de campos experimentais e das determinações químicas e físicas, torna-se possível calibrar
novos métodos que venham a ser desenvolvidos ou fazer ajustes nos já existentes. Nunca é
demais reforçar que os locais onde as amostras são manuseadas devem se manter sempre
rigorosamente limpos e em ordem, evitando-se manipular sacos de adubo nas salas de
preparo e de estocagem de amostras de solo. É importante evitar a presença de produtos
de limpeza que possam contaminar as amostras.
 Para a determinação de resíduos de pesticidas, o procedimento é idêntico ao
descrito anteriormente, observando-se, contudo, as características do princípio ativo e do
método de análise.
 3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
 
 CAMERON, D.R.; NYBORG, M.; TOOGOOD, J.A.; LAVERTY, D.H. Accuracy of field
sampling for soil tests. Canadian Journal of Soil Science, Ottawa, v.51, n.1, p.165-175.
1971.
 COSTA, A. Várzeas. In: IAPAR Amostragem de solo para análise química - plantio
direto e convencional, culturas perenes, várzeas,pastagens e capineiras. Londrina:
IAPAR, 1996. p. 21-25. (IAPAR. Circular, 90).
 EMBRAPA. Centro Nacional de Pesquisa de Solos (Rio de Janeiro, RJ). Manual de
Métodos de Análise de Solos. 2. ed. Rev. Atual. Rio de Janeiro, 1997. 212p.
(EMBRAPA – CNPS. Documentos, 1).
 HEMINGWAY, R.G. Soil sampling errors and advisory analyses. Journal of Agricultural
Science, Cambridge, v.46, n. 1, p.1-8, 1955.
 HOFFMAN, G. Methodenbuch: Die Untersuchung von Boeden. Band I. 4. Auflage.
Darmstadt: VDLUFA-Verlag, 1991.
 IAPAR (Londrina, PR). Amostragem de solo para análise química - plantio direto e
convencional, culturas perenes, várzeas, pastagens e capineiras. Londrina, 1996. 28p.
(IAPAR. Circular, 90).
 ILK, F.; NIMMERVOLL, W. Streuung von Analysenergebnissen von Boden und Pflanzen
innerhalb eines Weizenfeldes. Land- und Forstwirtschaftliche Forschung in
Oesterreich, Band, v.6, p.97-102, 1974.
 LEMOS, R.C.; SANTOS, R.D. 3.ed. Manual de descrição e coleta de solo no campo.
Campinas: Sociedade Brasileira de Ciência do Solo, 1996. 84 p.
 LOPES, A.S.; GUIMARÃES, P.T.G. Recomendações para o uso de corretivos e
fertilizantes em Minas Gerais. Lavras: Comissão de Fertilidade do Solo de Estado de
Minas Gerais, 1989. 176 p.
 MARUN, F. Pastagens e capineiras. In: IAPAR. Amostragem de solo para análise
química - plantio direto e convencional, culturas perenes, várzeas, pastagens e
capineiras. Londrina, 1996. p. 27-28 (IAPAR. Circular, 90).
 OLIVEIRA, E.L.; PARRA, M.S.; COSTA, A. Plantio convencional. In: IAPAR, Amostragem
de solo para análise química - plantio direto e convencional, culturas perenes,
várzeas, pastagens e capineiras. Londrina, 1996. p.9-10. (IAPAR. Circular, 90).
 OLSON, R.A.; DREIER, A.F.; SORENSEN, R. The significance of subsoil and soil series in
Nebraska soil testing. Agronomy Journal, Wisconsin, v. 50, n.1, p.185-186, 1958.
 PAVAN, M.A.; VOLKWEISS, S.J. Efeitos do gesso nas relações solo-planta: princípios. In:
SEMINÁRIO SOBRE O USO DO FOSFOGESSO NA AGRICULTURA, 1., 1986, Brasília.
Anais…Brasília: EMBRAPA-DDT, 1986, p.107-118.
 PAVAN, M.A.; CHAVES, J.C.D. Culturas perenes. In: IAPAR, Amostragem de solo para
análise química - plantio direto e convencional, culturas perenes, várzeas,
pastagens e capineiras. Londrina, 1996. p. 15-19. (IAPAR. Circular, 90).
 RAIJ, B. VAN; SILVA, N.M.; BATAGLIA, O.C.; QUAGGIO, J.A.; HIROCE, R.; CANTARELLA,
H.; BELLINAZZI JR.; DECHEN, A.R.; TRANI, P.E. Recomendações de adubação e
calagem para o Estado de São Paulo. Campinas: IAC, 1985. 107p. (IAC. Boletim Técnico,
100)
 RAIJ, B. VAN Gesso agrícola na melhoria do ambiente radicular no subsolo. São Paulo:
ANDA,. 1988. 88 p.
 SILVA, F.C.; RAIJ, B. VAN; ARCANGELA, C.; BARRETO, W. O.; MELO, W. J.; MIYAZAWA,
M.; CLAESSEN, M.E.C.; BOARETTO, A.E.; MACHADO, P.L.O.A.; NETTO, A.R.;
GOMES, P.C.; SALDANHA, M.F.C.; PEREZ, D.V. Elaboração do manual de fertilidade
do solo. Rio de Janeiro: EMBRAPA - CNPS, Programa 01 - Recursos Naturais.
(Subprojeto 01.0.94.203-08). Projeto em andamento, 1996. 6p.
 VIEIRA, M.J. Plantio direto. In: IAPAR, Amostragem de solo para análise química -
plantio direto e convencional, culturas perenes, várzeas, pastagens e capineiras.
Londrina: IAPAR, 1996, p.11-14. (IAPAR. Circular, 90).
 
 
CAPÍTULO 2 - ÁGUA
Amoacy Carvalho Fabrício1
Ana Cândida Primavesi2
César de Rosso3
Celso João Alves Ferreira4
Hélio Teixeira Prates5
Marcos Roberto Ferraz6
Maria José Aguirre Armelin7
Mário Miyazawa8
Odo Primavesi2
Paule Jeanne Mendes9
Pedro L. O. de A. Machado10, coordenador
Vera Lúcia Ferracini3
 1. INTRODUÇÃO
 
 O objetivo de amostragem é coletar volume de água pequeno o bastante para ser
transportado convenientemente e manuseado no laboratório e que represente, o mais
acuradamente possível, o material coletado. Isso significa que as proporções relativas ou as
concentrações de todos os componentes na amostra correspondam àquelas no material
sendo amostrado e que a amostra seja manuseada de tal forma que nenhuma mudança
significativa em composição ocorra antes de as determinações serem realizadas. Desse
modo, deve-se procurar sempre transportar as amostras do local de coleta para o
laboratório em recipientes (caixas de isopor, caixas térmicas) que protejam as amostras da
luz e do aumento de temperatura. Se o tempo necessário para a coleta e o transporte
superar algumas horas, o uso de gelo pode ser uma alternativa.
 Entende-se por material sendo amostrado a água de abastecimento doméstico e
industrial, rios, lagoas, represas, estuários, chuva, água subterrânea, solução de solo
(extratores, piezômetros), água de escoamento superficial, água de irrigação, água de
refrigeração, água de caldeiras ou de alimentação de caldeiras, efluentes de estações de
tratamento de esgoto doméstico e efluentes industriais e de atividades extrativas minerais.
 Algumas determinações devem ser realizadas no campo, tais como pH, odor,
salinidade, temperatura e oxigênio dissolvido, se medido por potenciometria. Quando isso
não for possível, procurar executar as determinações imediatamente após chegar ao
laboratório, com exceção das duas últimas variáveis.
______________________________________________
1Embrapa Agropecuária Oeste; 2Embrapa Pecuária Sudeste; 3Embrapa Meio Ambiente; 4Embrapa Soja;
5Embrapa Milho e Sorgo; 6Faculdade de Zootecnia e Engenharia de Alimentos, USP, Pirassununga, SP; 7Instituto
de Pesquisas Energéticas e Nucleares, IPEN; 8Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 9Embrapa Pantanal;
10Embrapa Solos.
 Etiquetar as amostras, fornecendo número, coletor, data, hora e local de
amostragem. Utilizar etiquetas e marcadores resistentes à água, ao manuseio e à
estocagem. Registrar também o tipo de amostra, o amostrador utilizado e as condições
climatológicas.
 A quantidade de amostra é função das variáveis que serão analisadas, mas o volume
de 1 L pode ser suficiente para a maioria das determinações. Utilizar frascos separados para
determinações microbiológicas, de pesticidas, de oxigênio dissolvido, físicas e químicas.
Dentro do grupo das análises químicas, usar frascos plásticos e de vidro, quando as
variáveis a serem medidas exigirem tal separação.
 
 2. QUANDO, ONDE E COMO AMOSTRAR
 
 Para se obter amostras representativas, é necessário levar em consideração que
existe grande variedade de condições sob as quais as amostras são coletadas. Assim,
torna-se difícil estabelecer o procedimento que seja unânime e ideal em todas as situações.
 A composição de amostras geralmente é considerada como a mistura, em
proporções iguais, de amostras obtidas em diferentes instantes durante deeterminado
período. Esse período pode ser estabelecido em função das características de operação
(especialmente para efluentes industriais) ou do tipo de material amostrado.
 Algumas águas só serão representativas se a amostragem for realizada no tempo e
no espaço. Se houver interesse no conhecimento de valores máximos e mínimos, as
amostras deverão ser coletadas e analisadas separadamente. Se o material que estiver
sendo amostrado for considerado suficientemente constante em composição ao longo do
tempo ou espacialmente uniforme em uma área representativa, amostras simples poderão
ser coletadas. Exemplos que podem ser enquadrados nesse caso são a água de
abastecimento urbano, a água subterrânea e algumas águas superficiais.
 Quando o material investigado se mostrar variável no espaço, como no caso de rios
que apresentem variações horizontais e em função da profundidade, integradores de
amostras tornam-se necessários. Amostras podem ser integradas da superfície para o
fundo, no meio do canal, ou transversalmente, de lado a lado, à meia profundidade. A
velocidade de movimento do amostrador deve ser ajustada de acordo com a velocidade da
água. Nos rios, evitar áreas de excessiva turbulência ou remanso, procurando trabalhar nos
trechos mais lineares.
 Em lagos,a variabilidade espacial é geralmente investigada em pontos de coleta
distintos, tanto à superfície quanto à profundidade. Variação diurna em lagos é objeto de
estudo, e portanto, não é feita composição de amostras, como é o caso, normalmente, de
efluentes. Coletas em profundidades específicas podem ser realizadas com auxílio de
amostradores do tipo “Van Dorn” ou “Kemmerer”. O bombeamento, normalmente utilizado
para amostrar águas subterrâneas, também pode ser adotado na coleta em profundidade
em lagos e grandes rios.
 Para a coleta de água de chuva, coletores devem ser instalados em pontos
estratégicos e as amostras devem ser coletadas após um período de precipitação. Em geral,
determina-se deposição atmosférica (chuva, poeira, cinza, etc.). Exceção ocorre com
amostradores modernos, que são capazes de se manter fechados e abrr apenas com as
primeiras gotas de chuva.
 Tomar os cuidados necessários na coleta de material tóxico, volátil ou inflamável.
Nesses casos, utilizar equipamentos de segurança, tais como luvas, máscaras e óculos,
durante o manuseio da amostra. Nunca fumar durante a operação.
 
 3. ACONDICIONAMENTO DE AMOSTRAS: TIPOS E PROCEDIMENTOS DE LIMPEZA
 
 Os tipos de frasco mais freqüentemente utilizados são os de vidro de borossilicato ou
os plásticos, inertes e de preferência escuros e resistentes a álcalis. Tampas plásticas
rosqueáveis constituem-se na melhor forma de vedação. As tampas de borracha podem se
desintegrar ou liberar metais-traço, quando na presença de solventes orgânicos, e tampas
de vidro não são adequadas para soluções alcalinas. A Tabela 1 apresenta os frascos ideais
para cada variável e o respectivo tipo de preservação recomendado.
 Para a determinação de oxigênio dissolvido, os frascos do tipo “DBO”, claros ou
escuros, são os recomendados para o método de Winkler (APHA, 1992). Os frascos a
serem utilizados devem estar rigorosamente limpos e sempre vedados.
 Para a determinação de coliformes, lavar com detergente e água quente, enxaguar
com água quente e depois com água destilada, esterilizar por, no mínimo, 60 min a 170ºC
(vidro) ou em autoclave a 121ºC por 15 min (plástico e vidro).
 Para a determinação de metais, utilizar detergentes apropriados (p. ex., Extran) e
enxaguar com água destilada. Os frascos mais indicados são os de polietileno (Nalgene ou
similar), que geralmente apresentam baixa contaminação por íons metálicos. Deixar pelo
menos 24 h em ácido nítrico, p.a., a 10% (v/v), ou ácido clorídrico, p.a., a 10% (v/v), e
enxaguar novamente com água bidestilada.
 Para a determinação de formas de fósforo e de compostos nitrogenados (amônia,
nitrato, nitrito e nitrogênio total), utilizar detergentes apropriados (Extran ou similar) e
enxaguar com água destilada, deixar por algum tempo em ácido clorídrico, p.a., a 10% (v/v),
e enxaguar novamente com água desionizada. Não utilizar detergentes que contenham
fósforo em sua fórmula.
 Na determinação de pesticidas, lavar os frascos com detergente apropriado e
enxaguar com água desionizada, seguido de acetona, e finalmente com hexano de alta
pureza.
 Para determinação de carbono orgânico, o ideal é que o frasco de vidro seja
aquecido a 550ºC e mantido vedado com Parafilm, para isolar o líquido da tampa, se essa
for de borracha.
 Para o restante das determinações, lavar os frascos com detergente e enxaguá-los
com bastante água destilada. Deixar, por algum tempo (≥ 24 h) em ácido clorídrico, p.a., a
10% (v/v), ou ácido nítrico, p.a., a 10% (v/v), e enxaguar novamente com bastante água
destilada e desionizada.
 
 4. PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS
 
 Técnicas de preservação são utilizadas para retardar as ações biológicas e a
hidrólise de compostos químicos e reduzir a volatilidade, que continuam a ocorrer após a
coleta das amostras. Entretanto, é importante ter em mente que a completa estabilidade
dificilmente será alcançada.
 O tempo máximo permitido entre a coleta de uma amostra e sua análise depende da
variável a ser determinada, da característica da amostra e das condições de
armazenamento. Quanto menor for o tempo, tanto menor será o risco de alterações. O
armazenamento de amostras no escuro e em baixa temperatura (gelo em cubos) ajuda a
evitar o crescimento de microrganismos.
 Certas características não são estáveis e, portanto, devem ser determinadas
imediatamente, como temperatura da água e gases dissolvidos. O ideal é que as amostras
sejam mantidas refrigeradas e que as determinações sejam efetuadas o mais brevemente
possível. Caso a preservação seja inevitável, escolher o método mais adequado às
determinações que serão realizadas (Tabela 1). Usar preservativos químicos somente
quando houver certeza de que não haverá interferência nas determinações previstas.
 Íons metálicos podem ser adsorvidos na parede do frasco, sofrer precipitação ou
oxidação (p. ex., Fe2+, Mn2+). Esses processos podem ser minimizados por acidificação do
meio com ácido nítrico, até pH < 2,0 (1,0 mL de HNO3, p.a., concentrado, em 1 L de água).
 Para material em suspensão não existe método de preservação ideal. Assim, manter
as amostras refrigeradas e analisar o mais rapidamente possível.
 Para determinação de carbono orgânico, preservar com cloreto de mercúrio, p.a., a
2% (m/v), na proporção de 0,1 mL para 10 mL de amostra, ou acidificar com ácido fosfórico,
p.a., a 10% (v/v), ou ácido sulfúrico, p.a., a 10% (v/v), até reduzir o pH ≤ 2,0.
 
 TABELA 1. Tipo de frasco e modo e tempo máximo de preservação para algumas
características selecionadas.
CARACTERÍSTICA FRASCO* PRESERVAÇÃO ARMAZENAGEM
 Acidez P, V Refrigerar 24 h
 Alcalinidade P Refrigerar 24 h
 Alumínio P Refrigerar 28 d
 Amônia P, V Congelar 28 d
 Boro P Refrigerar 28 d
 Carbono orgânico total V Refrigerar, acidificar 28 d
 Cloro residual P, V Analisar imediatamente 
 Cloreto P, V Refrigerar 28 d
 Clorofila P, V Congelar filtros 30 d, no escuro
 Coliformes P, V Refrigerar 24 h
 Condutividade P, V Refrigerar 28 d
 Cor P, V Refrigerar 48 h
 DBO P, V Refrigerar 24 h
 DQO P, V Refrigerar, acidificar 24 h
 Dureza P, V Refrigerar, acidificar 180 d
 Fósforo solúvel V Congelar 28 d
 Fósforo total V Refrig/Acid 28 d
 Metais:Ca, Mg, Na, K, Cu, Zn,
Mn, Fe, Ni, Hg
 P, V Refrigerar, acidificar 28 d
 Nitrato P, V Congelar 28 d
 Nitrito P, V Congelar 28 d
 Nitrogênio Kjeldahl P, V Refrigerar, acidificar 28 d
 Odor V Analisar imediatamente 
 *O2 dissolvido Winkler V (DBO) Fixar 24 h
 Pesticidas V Congelar 7 d
 PH P, V Analisar imediatamente 
 Sílica solúvel P Refrigerar 28 d
 Sólidos suspensos P, V Refrigerar 7 d
 Sulfato P, V Congelar 28 d
 Turbidez P, V Refrigerar 24 h
 * P = plástico; V = vidro; V (DBO) = frasco de DBO.
 DBO = Demanda biológica de oxigênio.
 DQO = Demanda química de oxigênio.
 Fonte: APHA (1992).
 
 Os filtros para determinação de clorofila deverão ser mantidos no escuro, congelados
e na presença de sílica-gel.
 Amostras para determinação de sílica não devem ser congeladas. Mantê-las sob
refrigeração e analisar o mais rapidamente possível.
Para a determinação de compostos nitrogenados e fósforo dissolvido, congelar a
amostra imediatamente após a filtragem. A acidificação pode ser aceita em alguns casos,
desde que não interfira nas determinações.
 5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AMERICAN PUBLIC HEALTH ASSOCIATION; AMERICAN WATER WORKERS
ASSOCIATION; WATER ENVIRONMENTAL ASSOCIATION. (USA) Standard
methods for the examination of water and waste water. Washington, 1992. 1100p.
BARTZ, H.R., coord. Recomendações de adubação e de calagem para os estados do
Rio Grande do Sul e de Santa Catarina. 3. ed. Passo Fundo: SBCS/Núcleo Regional
Sul, 1995. 224 p.
DE-POLLI, H., coord. Manual de adubação para o estado do Rio de Janeiro. Itaguaí, Rio de
Janeiro: Universidade Rural,1988. 179 p.
FERREIRA, M.E.; CRUZ, M.C.P. Amostragem de solo para avaliação da sua fertilidade.
Jaboticabal: UNESP-FCAV, 1988. 21 p.
GOTHERMAN, H.L.; CLYMO, R.S.; OHNSTAD, M.A.M. Methods for physical and
chemical analysis of fresh water. Osney Mead: Blackwell Sci., 1978. 216 p. (IBP
Handbooks n.8).
 
 
CAPÍTULO 3 - TECIDOS VEGETAIS
Alaíde Soares de Oliveira1
Ana Rita de Araujo Nogueira2
Ciríaca A. F. de Santana do Carmo3, coordenadora
Décio Gomes de Almeida4
Francisco Duarte Fernandes4
Gilson Villaça Exel Pitta5
Gonçalo Mourão Carlos4
Henrique de Oliveira6
João Batista Mamão1
Maria José Aguirre Armelin7
Marcelo Francisco C. Saldanha3
Mário Miyazawa8
Shirlei Scramin9
Washington de Oliveira Barreto3
Yolanda A. Rufini10
 1. INTRODUÇÃO
 
 A análise química de tecido vegetal consiste na determinação de teores dos
elementos, principalmente em folhas, resultando em diagnóstico do estado nutricional da
planta, que irá permitir, por sua vez, avaliação complementar das condições da fertilidade do
solo. Esse diagnóstico refletirá os efeitos da interação solo-planta-clima e também do
manejo, constituindo-se ferramenta importante no estabelecimento de um programa racional
de adubação, que permita o adequado suprimento de nutrientes.
 No entanto, para diagnóstico mais seguro, deve-se levar em conta a variação
quantitativa dos elementos nos tecidos vegetais. Os fatores que influenciam a concentração
dos elementos são os seguintes:
• fatores inerentes à planta: espécie, porta-enxerto, idade fisiológica, sistema radicular;
• fatores inerentes às condições ambientais: tipo de solo, clima, relevo, drenagem, manejo; e
• fatores inerentes à interação dos fatores citados, como, por exemplo, estado fitossanitário.
 A desconsideração desses fatores pode acarretar erros na interpretação dos
resultados das análises, com possíveis conseqüências negativas na orientação da
adubação a ser empregada.
 É oportuno observar que, dentre todas as operações analíticas, a etapa de pré-
tratamento das amostra é a mais crítica. Em geral, é nessa etapa que se cometem mais
erros e que se gasta mais tempo. Por isso, os passos do procedimento de pré-tratamento de
amostras deverão ser sempre considerados cuidadosamente.
________________________________________________
1Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia; 2Embrapa Pecuária Sudeste; 3Embrapa Solos; 4Embrapa Cerrados; 5Embrapa
Milho e Sorgo; 5Embrapa Agropecuária Oeste; 6Embrapa Pantanal; 7Instituto de Pesquisas Energéticas e Nucleares, IPEN;
8Instituto Agronômico do Paraná, IAPAR; 9Embrapa Meio Ambiente; 10Centro de Energia Nuclear na Agricultura,
CENA/USP.
 
 2. AMOSTRAGEM
 
 O princípio básico de amostragem consiste na seleção de partes da planta
(normalmente folhas) que apresentem maior estabilidade possível em relação aos fatores
que influenciam sua composição. Além disso, essas partes devem apresentar alta
sensibilidade quanto a variações de composição decorrentes de tratamentos experimentais
ou de práticas de manejo da cultura.
 As amostras devem ser colhidas quando as culturas estiverem apresentando seu
maior crescimento vegetativo, antes de atingirem o florescimento. A época adequada de
coleta varia de cultura para cultura. A parte da planta requerida para amostragem também é
de grande importância, pois há diferenças no teor de nutrientes entre folhas, caules e raízes.
No caso de determinações para pesquisa, recomenda-se analisar a planta separadamente
(raiz, caule e folhas). As folhas recém-maduras são os órgãos que melhor representam o
estado nutricional da planta, uma vez que são o centro dos processos metabólicos e
refletem bem a composição e as mudanças na nutrição. Deve-se levar em consideração a
época do ano em que será coletada, a posição da folha no vegetal e o número de folhas por
planta e por área. Deve-se também tomar as seguintes precauções:
• não misturar folhas de variedades ou de espécies;
• não misturar amostras de plantas que apresentem visualmente sintomas de deficiência
nutricional com aquelas de plantas de aparência normal;
• não misturar, em nenhum caso, folhas com idade fisiológica diferente;
• no caso de plantas perenes, não colocar na mesma amostra folhas de ramos produtivos
e folhas de ramos vegetativos;
• no caso de plantas perenes enxertadas, não misturar folhas de plantas que tenham copa
ou porta-enxerto diferentes;
• coletar folhas livres de doenças, de insetos e de danos mecânicos;
• evitar a mistura, na mesma amostra, de folhas de plantas que não representem a
condição média da lavoura ou do pomar;
• evitar a coleta de amostras de folhas logo após adubação no solo ou foliar e/ou
pulverizações com defensivos; e
• evitar amostras de plantas próximas de estradas ou de carreadores.
 A fim de ilustrar este documento, a Tabela 1 apresenta o número, a parte da planta e
o tipo de folhas que devem ser coletados para a análise, assim como a época de
amostragem, de acordo com a cultura.
 
 Tabela 1. Procedimento de amostragem para diagnose foliar em diversas culturas.
 Cultura Parte da planta Idade, época posição da folha N0 de folhas e n0 de plantas
 Abacateiro Limbo 3 ou 4 m da brotação da primavera. 4 folhas por árvore, nos 4 pontos cardeais, 25
árvores.
 Abacaxi Folha “D” inteira No florescimento. 1 folha por planta, amostra de 50 plantas.
 Aipo Pecíolo Folha mais nova completamente
desenvolvida, metade do ciclo
vegetativo, plantas com 25 e 35 cm.
 1 por planta, amostra de 50 plantas.
 Alface Nervura mediana da
folha envolvente
 No aparecimento da cabeça. 1 por planta, amostra de 50 plantas.
 Alfafa Seção média da
haste
 No florescimento Amostra de 50 plantas.
 Algodão Limbo Da 5a folha, a partir do ápice da haste
principal, no florescimento (1a folha é
aquela completamente aberta).
 1 por planta, amostras de 30 plantas.
 Ameixeira Folha com pecíolo Da parte média do ramo do ano,
situado à altura média da planta, no
florescimento.
 4 a 8 folhas por árvore, nos pontos cardeais,
amostras de 25 árvores.
 Amendoim Folha com pecíolo Do 40 ráquis do ramo principal, a
partir da base, sem contar os ramos
cotiledonares.
 1 por planta, amostras de 50 plantas.
 Amoreira Limbo Da 1a folha adulta abaixo do ponto de
crescimento, na época da colheita.
 2 folhas por planta, amostras de 50 plantas.
 Arroz Toda parte aérea 30 dias após a germinação. Amostras de 20 plantas.
 Aspargo Ramos No outono, 30 cm superiores dos
ramos, eliminando-se a haste.
 Amostras de 25 plantas.
 Aveia Limbo Das 4 primeiras folhas, a partir do
ápice, no florescimento.
 Amostras de 50 plantas.
 Bananeira Folha 10 cm centrais da 3a folha a partir do
ápice, eliminando-se a nervura central,
na época de emissão da
inflorescência.
 1 folha por planta, amostras de 25 plantas.
 Batata Folíolo Da 3a folha, a partir do tufo apical, aos
30, 50 e 70 dias.
 Amostras de 30 plantas.
 Beterraba Limbo A partir da coroa intermediária, na
metade do ciclo.
 Amostras de 50 plantas.
Continua
 Cultura Parte da planta Idade, época posição da folha N0 de folhas e n0 de plantas
 Brócoli Nervura central de
folhas externas
 No início da formação da cabeça. Amostras de 50 plantas.
 Cafeeiro Folha com pecíolo 30 par a partir do ápice dos ramos, da
altura média da planta, no verão.
 4 folhas por planta nos pontos cardeais,
amostras de 25 plantas.
 Cana-de-
açúcar
 Folhas 20 cm centrais da folha +3, excluída a
nervura central, aos 9 meses de idade
(obs.: para “cana de ano”, a
amostragem é feita aos 4-5 meses de
idade).
 1 por planta, amostras de 100 plantas.
 Cenoura Limbo ou toda a parte
aérea
 Das 4 primeiras folhas a partir do
ápice, no florescimento.
 Amostras de 50 plantas.
 
 Couve-de–
bruxelas
 
 Folhas sem pecíolo
 
 Folhas mais novas, plenamente
desenvolvidas no verão.