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II ÍNDICE REMISSIVO 1. Causas pré-analíticas de variações dos resultados de exames laboratoriais........... 05 1.1. Variação cronobiológica............................................................................................... 05 1.2. Gênero ........................................................................................................................ 05 1.3. Idade ........................................................................................................................... 05 1.4. Posição ....................................................................................................................... 05 1.5. Atividade física ............................................................................................................ 06 1.6. Jejum ........................................................................................................................... 06 1.7. Dieta ............................................................................................................................ 06 1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso .......................................................................... 06 1.9. Aplicação torniquete .................................................................................................... 06 1.10. Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos ....................................................... 07 1.11. Infusão de fármacos ................................................................................................ 07 1.12. Gel separador .......................................................................................................... 07 1.13. Hemólise .................................................................................................................. 08 1.13.1. Boas práticas Pré-coleta para prevenção de hemólise .................................... 08 1.13.2. Boas práticas Pós-coleta para prevenção de hemólise .................................... 09 1.14. Lipemia .................................................................................................................... 09 2. Procedimentos básicos para minimizar ocorrências de erros .................................... 09 2.1. Para um paciente adulto e consciente ........................................................................ 10 2.2. Para pacientes internados .......................................................................................... 10 2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de comunicação ............................................................................................................... 10 3. Procedimento para Higienização das mãos e antissepsia .......................................... 10 3.1. Higienização das mãos ............................................................................................... 10 3.2. Colocando as luvas ..................................................................................................... 11 3.3. Antissepsia do local da punção ................................................................................... 12 4. Procedimento de coleta de sangue venoso .................................................................. 12 4.1. Locais de escolha para venopunção ........................................................................... 12 4.1.1. Áreas a evitar .................................................................................................... 13 4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia ................................................................. 13 4.1.3. Uso adequado do torniquete ............................................................................. 13 4.2. Posição do paciente .................................................................................................... 14 4.2.1. Procedimento com paciente sentado ................................................................ 14 4.2.2. Procedimen to para paciente acomodado em leito ........................................... 15 4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo .............................................................................. 15 4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha ........................................................ 18 4.5. Agrupamento de exames para coleta ......................................................................... 22 4.6. Recomendações da sequência de tubos a vácuo na coleta de sangue venoso, de acordo com CLSI ........................................................................................................ 24 4.6.1. Sequência de coleta de sangue em tubos plásticos ......................................... 25 4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria .................................................................. 26 4.8. Coleta de sangue em queimados ............................................................................... 27 5. Homogeneização para tubos de coleta de sangue ....................................................... 27 6. Coleta de gasometria ....................................................................................................... 28 7. Coleta de hemocultura .................................................................................................... 28 7.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas ..................... 29 7.2. Passo a passo para coleta de hemocultura ................................................................ 29 III 7.3. Cultura de aeróbio, fungos e micobactéria ................................................................. 30 7.3.1. Crianças ............................................................................................................ 30 7.3.2. Adultos .............................................................................................................. 30 7.3.3. Crianças e adultos ............................................................................................ 30 8. Coleta de sangue para Teste de Tolerância Oral à Glicose e outras Provas Funcionais ........................................................................................................................ 30 8.1. Passo a passo da coleta de Teste de Tolerância Oral à Glicose ............................... 31 8.2. Passo a passo da coleta de Provas Funcionais ......................................................... 32 9. Coleta de Testes de Coagulação .................................................................................... 33 9.1. Comentários sobre a coleta ........................................................................................ 33 10. Relação de exames conforme tempo de jejum necessário ......................................... 33 10.1. Jejum de 04 horas ................................................................................................... 33 10.2. Jejum de 08 horas ................................................................................................... 35 10.3. Jejum de 12 horas ................................................................................................... 35 10.4. Jejum não necessário .............................................................................................. 35 11. Transporte ........................................................................................................................ 35 12. Fezes ................................................................................................................................. 36 12.1. Protoparasitológico .................................................................................................. 36 12.1.1. Procedimento ....................................................................................................36 12.2. Cultura para aeróbio e fungos ................................................................................. 37 12.2.1. Orientações necessárias .................................................................................. 37 12.2.2. Procedimento ................................................................................................... 38 12.3. Pesquisa de sangue oculto ...................................................................................... 38 12.3.1. Preparo do paciente .......................................................................................... 38 12.3.2. Restrições à pesquisa de sangue oculto ......................................................... 38 12.4. Pesquisa de Clostridium difficile, Cryptosporidium sp e Isospora ........................... 39 12.4.1. Procedimento ................................................................................................... 39 13. Material genital ................................................................................................................. 39 13.1. Secreção vaginal ..................................................................................................... 39 13.1.1. Orientações necessárias .................................................................................. 39 13.1.2. Procedimento ................................................................................................... 39 13.2. Secreção endocervical ............................................................................................ 40 13.2.1. Procedimento .................................................................................................... 40 13.3. Secreção uretral ....................................................................................................... 40 13.3.1. Orientações necessárias .................................................................................. 40 13.3.2. Procedimento ................................................................................................... 41 13.4. Esperma ................................................................................................................... 42 13.4.1. Orientações necessárias .................................................................................. 42 13.4.2. Procedimento .................................................................................................... 42 13.5. Swab retal ................................................................................................................ 42 13.5.1. Procedimento ................................................................................................... 42 14. Trato urinário .................................................................................................................... 43 14.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 43 14.2. Procedimento ........................................................................................................... 43 14.2.1. Crianças ............................................................................................................ 43 14.2.2. Adultos (sexo feminino) ................................................................................... 43 14.2.3. Adultos (sexo masculino) ................................................................................. 44 14.2.4. Coleta de urina de pacientes com sonda vesical de demora .......................... 44 15. Trato respiratório inferior ................................................................................................ 44 15.1. Escarro ..................................................................................................................... 44 IV 15.1.1. Orientações necessárias ................................................................................. 44 15.1.2. Procedimento ................................................................................................... 45 15.2. Aspirado traqueal ..................................................................................................... 45 15.2.1. Procedimento .................................................................................................... 45 15.3. Lavado bronco-alveolar (BAL) ................................................................................. 45 15.3.1. Procedimento .................................................................................................... 45 16. Trato respiratório superior .............................................................................................. 46 16.1. Orofaringe ................................................................................................................ 45 16.1.1. Procedimento .................................................................................................... 46 16.2. Swab nasal .............................................................................................................. 46 16.2.1. Procedimento .................................................................................................... 46 17. Ocular ............................................................................................................................... 47 17.1. Procedimento ........................................................................................................... 47 18. Secreção de pele, escara, fístula, abscesso e exudatos .............................................. 47 18.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 47 18.2. Procedimento ........................................................................................................... 48 19. Conduto auditivo externo e médio ................................................................................. 48 19.1. Orientações necessárias ......................................................................................... 48 19.2. Procedimento ........................................................................................................... 48 20. Ponta de cateter intravascular ........................................................................................ 49 20.1. Procedimento ........................................................................................................... 49 21. Fluídos orgânicos (Líquidos: pleural, peritoneal, pericárdico, biliar, sinovial e outros) ............................................................................................................................... 50 21.1. Procedimento ........................................................................................................... 50 22. Líquor ............................................................................................................................... 50 22.1. Procedimento ........................................................................................................... 50 23. Micológico direto e cultura para fungos de unhas e lesões superficiais (pele, pêlo e couro cabeludo) ............................................................................................................ 50 23.1. Lesões superficiais .................................................................................................. 50 23.1.1. Procedimento .................................................................................................... 50 23.2. Amostras do couro cabeludo ................................................................................... 51 23.2.1. Procedimento .................................................................................................... 51 23.3. Coleta de unha ........................................................................................................51 23.3.1. Procedimento .................................................................................................... 51 23.3.2. Onicomicoses causadas por dermatófitos ........................................................ 52 23.3.2.1. Onicomicoses subunguealdistal/lateral ................................................. 52 23.3.2.2. Onicomicoses subungueal proximal ...................................................... 52 23.3.2.3. Onicomicoses subungueal branca ........................................................ 53 23.3.2.4. Onicomicoses distrófica total ................................................................. 53 23.3.3. Onicomicoses causadas por Cândida spp ....................................................... 54 23.3.3.1. Paroníquia ............................................................................................. 54 23.3.3.2. Oniquia .................................................................................................. 54 23.4. Orientações geral para todas as coletas ................................................................. 54 24. Siglas e abreviaturas ....................................................................................................... 54 25. Referências bibliográficas .............................................................................................. 55 5 A fase pré-analítica é responsável por 70% dos erros ocorridos no laboratório, ela engloba a indicação do exame, redação da solicitação, leitura e interpretação da solicitação, transmissão de eventuais instruções de preparo do paciente, avaliação do atendimento às instruções previamente transmitidas e procedimentos de coleta, acondicionamento, transporte e preservação da amostra biológica até o momento da efetiva realização do exame. 1. Causas pré-analíticas de variações de exames laboratoriais: Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é reduzir as dúvidas que a história clínica e o exame físico fazem surgir no raciocínio médico. Para que o laboratório clínico possa atender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do paciente, a coleta, o transporte e a manipulação dos materiais a serem examinados obedeçam a determinadas regras. Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer, controlar e, se possível, evitar algumas variáveis, classicamente referidas como condições pré- analíticas, que podem interferir no desempenho da fase analítica e, conseqüentemente, na exatidão e precisão dos resultados dos exames, vitais para a conduta médica e, em última instância, para o bem-estar do paciente. 1.1. Variação cronobiológica: Corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determinado parâmetro em função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal, anual, etc. Variação circadiana acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do cortisol no soro, onde as coletas realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que os obtidos nas amostras coletadas pela manhã. Classicamente, a melhor condição para coleta de sangue para realização de exames de rotina é o período da manhã, embora não exista contra-indicação formal de coleta no período da tarde, salvo aqueles parâmetros que sofrem modificações significativas no decorrer do dia (exemplo: cortisol, TSH, etc.). 1.2. Gênero: Além das diferenças hormonais específicas e características de cada sexo, alguns outros parâmetros sangüíneos e urinários se apresentam em concentrações significativamente distintas entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da massa muscular, entre outros fatores. Em geral, os intervalos de referência para estes parâmetros são específicos para cada gênero. 1.3. Idade: Alguns parâmetros bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade do indivíduo. Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional dos órgãos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até os intervalos de referência devem considerar essas diferenças. 1.4. Posição: Mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de alguns componentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina para a posição ereta, por exemplo, ocorre um afluxo de água e substâncias filtráveis do espaço intravascular para o intersticial. Substâncias não filtráveis, tais como as proteínas de alto peso molecular e os elementos celulares terão sua concentração relativamente elevada até que o equilíbrio hídrico se restabeleça. 6 1.5. Atividade física: O esforço físico pode causar aumento da atividade sérica de algumas enzimas, como a creatinoquinase, a aldolase e a aspartato aminotransferase, pelo aumento da liberação celular. Esse aumento pode persistir por 12 a 24 horas após a realização de um exercício. Alterações significativas no grau de atividade física, como ocorrem, por exemplo, nos primeiros dias de uma internação hospitalar ou de imobilização, causam variações importantes na concentração de alguns parâmetros sangüíneos. Após uma coleta de sangue o intervalo de tempo recomendado para iniciar a prática de um exercício físico ou retornar as atividades habituais, é importante ressaltar que cada caso deve ser avaliado individualmente, ficando a decisão final para o próprio paciente, ou a critério e orientação médica. A ingestão de alimentos é necessária para encerrar o estado de jejum, antes da prática esportiva, sob o risco de hipoglicemia durante esta atividade. 1.6. Jejum: Habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames laboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode interferir em algumas metodologias. Nas populações pediátricas e de idosos, o tempo de jejum deve guardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas de sangue após períodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de jejum habitual para a coleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 horas, para a maioria dos exames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na primeira infância ou lactentes, pode ser de 1 ou 2 horas apenas. 1.7. Dieta: A dieta a que o indivíduo está submetido, mesmo respeitado o período regulamentar de jejum, pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das características orgânicas do próprio paciente. Alterações bruscas na dieta, como ocorrem, em geral, nos primeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que alguns parâmetros retornem aos níveis basais. A ingestão de café não é permitida antes da coleta, a cafeína pode induzir a liberação de epinefrina, que estimula a neoglicogênese, com conseqüente elevação da glicose no sangue. Além disto, pode elevar a atividade de renina plasmática e a concentração de catecolaminas. 1.8. Uso de fármacos e drogas de abuso: Este é um item amplo e inclui tanto a administração de substâncias com finalidades terapêuticas como as utilizadas para fins recreacionais. Ambos podem causar variações nos resultados de exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fisiológico in vivo ou por interferência analítica, in vitro. Pela freqüência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o consumo esporádico de etanol pode causar alterações significativas e quase imediatas na concentração plasmática de glicose, de ácido láctico e de triglicérides, por exemplo. O uso crônico é responsável pela elevação da atividade da gama glutamiltransferase, entre outras alterações. O tabagismo é causa de elevação na concentração de hemoglobina, no número de leucócitos e de hemácias e no volume corpuscular médio; redução na concentração de HDL-colesterole elevação de outras substâncias como adrenalina, aldosterona, antígeno carcinoembriônico e cortisol. O fumo não é permitido antes da coleta. 1.9. Aplicação do torniquete: Ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorre aumento da pressão intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de moléculas pequenas 7 para o espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torniquete permanecer por mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, tais como glicólise anaeróbica, elevem a concentração de lactato, com redução do pH. 1.10.Procedimentos diagnósticos e/ou terapêuticos: Como outras causas de variações dos resultados dos exames laboratoriais, devem ser lembradas alguns procedimentos diagnósticos (a administração de contrastes para exames radiológicos ou tomográficos, a realização de toque retal, de eletroneuromiografia) e alguns procedimentos terapêuticos, como: hemodiálise, diálise peritoneal, cirurgias, transfusão sangüínea e infusão de fármacos. 1.11.Infusão de fármacos: É importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre em local distante da instalação do cateter. Mesmo realizando a coleta em outro local, se possível, deve-se aguardar pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta. EXEMPLOS DE INTERFERÊNCIAS LABORATORIAIS GERADAS POR ALGUNS FÁRMACOS MECANISMO FÁRMACO PARÂMETRO EFEITO Indução enzimática Fenitoína Gama-GT Eleva Inibição enzimática Alopurinol Ácido úrico Reduz Inibição enzimática Ciclofosfamida Colinesterase Reduz Competição Novobiocina Bilirrubina indireta Eleva Aumento do transportador Anticoncepcional oral Ceruloplasmina cobre Eleva Reação cruzada Espironolactona Digoxina Elevação aparente Reação química Cefalotina Creatinina Elevação aparente Hemoglobina atípica Salicilato Hemoglobina Glicada Elevação aparente Metabolismo 4-OH-propanolol Bilirrubina Elevação aparente Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 1.12.Gel separador: Algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelatinosa com a finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro, após a centrifugação. Este gel é um polímero com densidade específica de 1,040 contendo um acelerador da coagulação e pode, eventualmente, liberar partículas que interferem com eletrodos seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no volume da amostra e interferir em determinadas dosagens. Considerando que a composição deste gel varia entre os diferentes fornecedores, é recomendável consultar o fabricante sobre a existência de estudos bem conduzidos demonstrando ou excluindo possíveis limitações e interferências. 8 1.13. Hemólise: Hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de intensidade significativa causa aumento na atividade plasmática de algumas enzimas, como aldolase, aspartato aminotransferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e nas dosagens de potássio, magnésio e fosfato e pode ser responsável por resultados falsamente reduzidos de insulina, dentre outros. Hemólise tem sido definida como a liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou soro, quando ocorre a ruptura das células do sangue. Estes componentes podem interferir nos resultados das dosagens de alguns analitos, é geralmente reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela hemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada (invisíveis a olho nu). No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores interferentes podem também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que pode ocorrer, por exemplo, quando o sangue é armazenado em baixa temperatura, mas não em temperatura de congelamento. Diferentes graus de Hemólise Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 1.13.1. Boas práticas PRÉ-coleta para prevenção da hemólise: • Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar. • Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente quando a veia do paciente for fina, ou em casos especiais. • Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose. • Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfurar a veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Este procedimento visa prevenir o choque direto do sangue na parede do tubo, que pode hemolisar a amostra, e também evita o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente. • Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue alteram a proporção correta de sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados incorretos. • Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar de fluir para dentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a devida proporção sangue/anticoagulante. Observar que, tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), têm menor quantidade de vácuo, portanto o sangue flui lentamente para dentro deste tubo. • Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa para evitar a formação de espuma. • Não puxar o êmbolo da seringa com muita força. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 9 • Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação do bico da seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo contido no tubo. • Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para transferência do sangue da seringa para o tubo, porque pode ocorrer à criação de uma pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe de equipamentos na área analítica. 1.13.2. Boas práticas PÓS-coleta para prevenção da hemólise: • Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja item 6.4), não chacoalhar o tubo. • Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analítico a ser dosado necessitar desta conservação. • Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local, instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico a ser analisado. • Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo para outro. • O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou mesmo exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação. 1.14. Lipemia: Também pode interferir na realização de exames que usam metodologias colorimétricas ou turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides pode ocorrer apenas no período pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes portadores de algumas dislipidemias e faz com que o aspecto do soro ou do plasma se altere de límpido para algum grau variado de turbidez, podendo chegar a ser leitoso. Uma vez que amostras normais colhidas dentro das especificações de jejum apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevância clínica e deve ser avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença de hipertrigliceridemia, ou do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDL- colesterol), ou de ambos. Diferentes graus de Lipemia Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 2. Procedimentos básicospara minimizar ocorrências de erro: O flebotomista deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado na requisição de exames. Para isto, recomendam-se: A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 10 2.1. Para um paciente adulto e consciente: Perguntar o nome completo e solicitar o documento de identidade, comparar as informações do documento com as constantes na requisição de exames. 2.2. Para pacientes internados: O flebotomista deve verificar SEMPRE a identificação do paciente, comparando com as etiquetas previamente impressas e quando possível perguntar o nome completo. O número do leito nunca deve ser utilizado como critério de identificação. Qualquer dúvida checar com a enfermagem antes de efetuar a coleta. 2.3. Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de comunicação: O flebotomista deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem. Pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência podem ser identificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência. É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo. O material colhido deve ser identificado na presença do paciente. Recomenda-se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como “amostra enviada ao laboratório”, e que o laudo contenha esta informação. É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta, especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. O paciente não deve suspender os medicamentos antes da coleta de sangue, exceto quando autorizada pelo médico do paciente. Na monitorizarão de drogas terapêuticas é importante o laboratório anotar o horário da última dose e registrar esta informação no laudo. A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum. 3. Procedimento para Higienização das mãos e antissepsia: Para a Antissepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de baixa causticidade e hipoalergência na pele e mucosa. O álcool etílico possui efeito antisséptico na concentração de 70%, sendo o mais usado, pois, nesta composição, preserva sua ação antisséptica, e diminui a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra bactérias Gram-positivas e Gram-negativas, boa atividade contra Mycobacterium tuberculosis, fungos e vírus, além de ter menor custo. 3.1. Higienização das Mãos: As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim contaminação cruzada. Esta higienização pode ser feita de duas maneiras: 11 · ÁGUA E SABÃO Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo · ÁLCOOL GEL Fonte: Comissão de Prevenção e Controle de Infecção Hospitalar - SCIH - Hospital São Paulo 3.2. Colocando as luvas: As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à pele para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção. 12 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 3.3. Antissepsia do local da punção: • Recomenda-se usar um algodão embebido com solução de clorexedina alcoólica ou álcool etílico 70%, comercialmente preparado. • Limpar o local com um movimento circular do centro para a periferia. • Permitir a secagem da área por 01 minuto, para evitar hemólise da amostra, e também a sensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado. • Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. • Não tocar novamente na região após a Antissepsia. 4. Procedimento de coleta de sangue venoso: As recomendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas do CLSI. 4.1. Locais de escolha para venopunção: A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem diversos locais que podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas figuras. Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias basílica mediana e cefálica são as mais freqüentemente utilizadas. A veia basílica mediana costuma ser a melhor opção, pois a cefálica é mais propensa à formação de hematomas. Veia do membro superior Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 13 Veia do dorso da mão Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 4.1.1. Áreas a evitar: • Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie. • Locais com cicatrizes de queimadura. • Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia, cateterismo ou qualquer outro procedimento cirúrgico. • Áreas com hematomas. • Fístulas artério-venosas. • Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, podem parecer um cordão e têm paredes endurecidas. 4.1.2. Técnicas para evidenciação da veia: • Pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos suaves de abrir e fechar a mão. • Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo). • Fixação das veias com os dedos nos casos de flacidez. • Equipamentos ou dispositivos que facilitam a visualização de veias ainda não são de uso rotineiro e são pouco difundidos. 4.1.3. Uso adequado do torniquete: É importante que se utilize adequadamente o torniquete, evitando-se situações que induzam ao erro diagnóstico (como hemólise, que pode elevar o nível de potássio, hemoconcentração, alterações na dosagem de cálcio, por exemplo), bem como complicações de coleta (hematomas, parestesias). Portanto, recomenda-se: Aplicação do torniquete Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez ocomputador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 14 • Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo a partir da altura do ombro. • Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da área de punção. • Não aplicar o procedimento de “bater na veia com dois dedos”, no momento de seleção venosa. Este tipo de procedimento provoca hemólise capilar e, portanto, altera o resultado de certos analitos. • Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas por um breve momento, pedindo ao paciente para abrir e fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente. • O torniquete não é recomendado para alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar alteração do resultado. • Aplicar o torniquete cerca de 8 cm acima do local da punção para evitar a contaminação do local. Posicionamento correto do torniquete Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 • Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto, já que poderia levar à hemoconcentração e falsos resultados em certos analitos. • Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia. • Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser interrompido. O pulso deve permanecer palpável. • Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação. • Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao paciente se ele tem alergia a este componente. Caso o paciente seja alérgico ao látex, não se deve usar este material para o garroteamento. 4.2. Posição do paciente: A posição do paciente pode também acarretar erros em resultados. O desconforto do paciente, agregado à ansiedade pode levar à liberação indevida de alguns analitos na corrente sangüínea. Algumas recomendações que permitem facilitar a coleta de sangue e promovem um perfeito atendimento ao paciente, neste momento, são indicadas e comentadas a seguir: 4.2.1. Procedimento com paciente sentado: Pedir ao paciente que se sente confortavelmente numa cadeira própria para coleta de sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e evite quedas, caso o paciente venha a perder a consciência. Cadeiras sem A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 15 braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegem pacientes nestes casos. Recomenda-se que a posição do braço do paciente no descanso da cadeira, seja inclinado levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o cotovelo não deve estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão do braço. 4.2.2. Procedimento para paciente acomodado em leito: Solicitar ao paciente que se coloque em posição confortável. Caso esteja em posição supina e seja necessário um apoio adicional, coloque um travesseiro debaixo do braço do qual será coletada a amostra. Posicione o braço do paciente inclinando levemente para baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. Caso esteja em posição semi- sentado, o posicionamento do braço para coleta torna-se relativamente mais fácil. 4.3. Coleta de sangue venoso a vácuo: A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada pelas normas CLSI atualmente, é usada mundialmente e em boa parte dos laboratórios brasileiros, pois proporciona ao usuário inúmeras vantagens: • a facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a vácuo tem, em seu interior, quantidade de vácuo calibrado proporcional ao volume de sangue em sua etiqueta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir para dentro do tubo, o flebotomista terá a certeza de que o volume de sangue correto foi colhido. A quantidade de anticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume de sangue a ser coletado, proporcionando, ao final da coleta, uma amostra de qualidade para ser processada ou analisada. • o conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, rapidamente, colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo médico. • pacientes com acessos venosos difíceis, crianças, pacientes em terapia medicamentosa, quimioterápicos etc. também são beneficiados, pois existem produtos que facilitam tais coletas (escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo em diversos calibres de agulha e tubos para coleta de sangue a vácuo com menor volume de aspiração). Outro ponto relevante a ser observado é o avanço da tecnologia em equipamentos para diagnóstico e kits com maior especificidade e sensibilidade, que hoje requerem um menor volume de amostra do paciente. • garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial em um laboratório. • segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é um sistema fechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue flui diretamente para o tubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao flebotomista maior segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue. 16 Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo: Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas. 2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e etiquetas. 3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico (tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente. 4. Informá-lo sobre o procedimento. 5. Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente. 6. Rosquear a agulha no adaptador do sistema a vácuo. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 7. Higienizar as mãos (ver item 3.1). 8. Calçar as luvas (ver item 3.2). 9. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 10. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente. 11. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3). 12. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3). 13. Retirar a proteção que recobre a agulha de coletamúltipla de sangue a vácuo. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluira imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 17 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 14. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima. Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a Antissepsia). Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 15. Inserir o primeiro tubo a vácuo (ver item 4.6). 16. Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do paciente e pedir para que abra a mão. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 17. Realizar a troca dos tubos sucessivamente (ver item 4.6). 18.Homogeneizar imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes (ver item 5). Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 19.Após a retirada do último tubo, remover a agulha e fazer a compressão no local da punção, com algodão ou gaze seca. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 20. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, orientá-lo adequadamente para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 18 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 21. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente para materiais perfuro cortantes. 22. Fazer curativo oclusivo no local da punção. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 23. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no mesmo lado da punção por, no mínimo 1 hora, e não mantenha manga dobrada, que pode funcionar como torniquete. 24. Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, se for necessário. 25. Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de se locomover sozinho; entregar o comprovante de coleta com data provável do resultado e liberá-lo. 26. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em gelo, por exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório. 4.4. Coleta de sangue venoso com seringa e agulha: A coleta de sangue com seringa e agulha é usada há muitos anos e enraizou-se em algumas áreas de saúde, pois o mesmo produto é usado para infundir medicamentos. É a técnica mais antiga desenvolvida para coleta de sangue venoso. Embora não seja mais o procedimento recomendado pelas normas CLSI, ainda hoje, em algumas regiões do mundo, este procedimento é bastante utilizado em laboratórios clínicos e hospitais. A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma vez que seringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o funcionamento de uma instituição de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém, poderá trazer impacto em maior escala na qualidade da amostra obtida, bem como nos riscos de acidente com materiais perfuro cortantes. Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do sangue para os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a proporção correta de sangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida pela ocorrência de hemólise, formação de micro coágulos e fibrina, que provocam resultados incompatíveis com o real estado do paciente. Além disso, causa um aumento de custo em todo o processo, pois uma amostra comprometida leva o A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 19 laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situações incômodas, como descritas a seguir: • Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação do paciente e para os profissionais do laboratório. • Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório. • Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos (entupimento da probe). • Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para o setor. • Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório. Procedimento de coleta de sangue com seringa e agulha estéreis: Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas. 2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação de pedido médico e etiquetas. 3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico (tubos, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente. 4. Informá-lo sobre o procedimento. 5. Higienizar as mãos (ver item 3.1). 6. Calçar as luvas (ver item 3.2). 7. Abrir a seringa na frente do paciente. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 8. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo na altura do ombro. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluira imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 20 9. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e feche a mão, faça a escolha da veia a ser puncionada, e afrouxe-o. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente. 10. Fazer a Antissepsia (ver item 3.3). 11. Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1.3). 12. Retirar a proteção da agulha hipodérmica. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 13. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima, se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a Antissepsia). Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 14.Desgarrotear o braço do paciente assim que o sangue começar a fluir dentro da seringa. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 15.Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida na etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar ao máximo a exigência da proporção sangue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o processo de coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção. 16.Retirar a agulha da veia do paciente. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 21 17. Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de hematomas e sangrentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, oriente-o para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 18. Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfuro cortantes. 19. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente adequado, sem a utilização das mãos (de acordo com a normatização nacional – não desconectar a agulha - não reencapar). 20.Abrir a tampa do 1° tubo (ver item 4.6), deixar que o sangue escorra pela sua parede devagar para evitar hemólise (ver item 1.13). Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 21. Fechar o tubo e homogeneizar (ver item 5), invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de acordo com o tubo utilizado. O CLSI recomenda que o processo de homogeneização do sangue ao anticoagulante citrato ocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a finalização da coleta. 22. Abrir a tampa do 2º tubo (ver item 4.6), e assim sucessivamente até o último tubo, de acordo com o pedido médico do paciente. Não se esquecer de fazer o processo tubo a tubo, para evitar a troca de tampa dos tubos (causando erro de diagnóstico). A seqüência a ser preconizada na transferência do sangue para os tubos, ao utilizar seringa e agulha, deve ser aquela recomendada pelo CLSI. Este procedimento visa prevenir riscos descontaminação das amostras. (ver item 4.6). 23.Ao final, descartar a seringa em descartador apropriado para materiais contaminantes. 24. Fazer curativo oclusivo no local da punção. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 25. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no mesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que pode funcionar como torniquete. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 22 26. Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for necessário. 27. Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se locomover sozinho, entregar o comprovante de coleta com a provável data do resultado, e liberá-lo. 28. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para processamento em casos indicados (como materiais que necessitem ser mantidos em gelo, por exemplo) de acordo com o procedimento operacional do laboratório. 4.5. Agrupamento de exames para coleta: TUBO EXAMES Tubo Gel SST Ácido Úrico Adenosina Deaminase (ADA) Alanina Amino Transferase (ALT/TGP) Albumina Alfa-1 Glicoproteína Ácida Alfa Fetoproteína Amilase Anticorpos Antitiroglobulina (ATG) Anticorpos Antiperoxidase Anticorpos AntiAntígenoSuperfície (Anti-HBs) Anticorpo Contra Antígeno E - Anti-HBe Anticorpos Totais Contra Antígeno Central (Anti- HBc) Antígeno Carcinoembrionário (CEA) Antigeno de superfície (HBsAg) Antígeno E - HBeAg Antígeno Prostático Específico Total (PSA Total) Aspartato Amino Transferase (AST/TGO) Bilirrubina Totais e Frações CA 125 CA 15.3 CA 19.9 CA 72.4 Cálcio Total Citomegalovírus (CMV) Cloro (Cl) Colesterol Total e Frações Cortisol Creatinina Creatinoquinase (CK) CreatinoquinaseIsoenzima MB (CKMB) Curva de Insulina Estradiol (E2) Ferritina Ferro (Fe) Fosfatase Alcalina Fósforo Gama GlutamilTransferase (GGT) Gonadotrofina Coriônica Humana - Fração beta (Beta-HCG) Hepatite A (Anti-HAV) Hepatite B (Anti-HBV) Hepatite C (Anti-HBC) Hormônio do Crescimento (GH) Hormônio Folículo Estimulante (FSH) Hormônio Luteinizante (LH) Hormônio Tireoestimulante (TSH) Imunoglonulina A (IgA) Imunoglobulina G (IgG) Imunoglobulina M (IgM) Insulina Desidrogenase lática (LDH) Lipase Magnésio (Mg) Metotrexato NT-PróBNP Peptídeo C Potássio (K) Progesterona Prolactina (PRL) Proteína C Reativa - Ultra Sensível (PCR)Proteína Total (PT) Proteína Total e Frações (PTF) Rubéola Sódio (Na) Sulfato de Dehidroepiandrosterona (DHEA’S) T3 Livre T4 Livre Testosterona Total Toxoplasmose Transferrina Triglicérides (TG) Troponina T - Alta sensibilidade (Tropo T) Uréia Vancomicina Vitamina D Total Tubo Gel SST Ácido Fólico Ácido Valpróico Aldolase Aldosterona Alfa-1 Antitripsina (AAT) 17-Alfa Hidroxi Progesterona (17-OH-Progesterona) Amicacina Androstenediona Anticorpos Antimitocôndria (AMA) Anticorpos AntiMúsculo Liso (ASMA) Anticorpos AntipeptídeoCitrulinadoCiclico Anticorpos Anti-SSA (Ro) Anti DNA Nativo (Dupla Hélice) Citomegalovírus - Avidez de IgG Cobre Dehidropiandrosterona Digitoxina Digoxina Eritropoietina Fator Anti Núcleo (FAN) Fator Reumatóide (FR) Fenitoína Fenobarbital Fosfatase Ácida Prostática Fosfatase Ácida Total Herpes IgG e IgM 23 Anti ENA Antiestreptolisina O (ASLO) Anti Jo-1 Anti-LKM-1 Anti RNP Anti Scl-70 Anti Sm Anti SSB (La) Beta-2 Microglobulina C3 C4 Carbamazepina Imunoglobulina E (IgE) IGF-1 - Somatomedina C Lítio Mononucleose Quantificação do DNA do vírus Epstein-Barr Sorologia para HTLV I e II (HTLV I e II) Teofilina Testosterona Livre Tobramicina Toxoplasmose - Avidez de IgG (soro) Vitamina A Vitamina B12 Tubo Gel SST Cálcio Ionizado Tubo Gel SST Eletroforese de Proteínas Imunofixação. Tubo Gel SST Paratormônio (PTH) - TUBO GELADO Tubo Gel SST Brucelose Detecção do DNA do Toxoplasma gondii Detecção do DNA do Parvovírus Humano Detecção do DNA do Vírus Epstein-Barr (líquor) Detecção do DNA do Vírus Varicela-Zoster (líquor) Esquistossomose Influenza A/H1 Linhagem Suína Influenza Sazonal Isolamento de Vírus (líquor) Leishmaniose Humana Parvovírus Humano PCR para Meningites Bacterianas (soro e líquor) PCR para Parvovírus Humano Pesquisa de Herpesvírus Simples Tipo I e II (líquor) Sarampo Sorologia para Bartonela Sorologia para Clamídia Sorologia para Micoplasmapneumoniae Sorologia para Paracoccidioidomicose Tubo Gel SST Toxocara canis IgG Sorologia para Dengue Leptospirose. Tubo Gel SST Chagas Sorologia para Sífilis VDRL Tubo Gel SST Sorologia para HIV - HIV. Tubo Gel SST HIV – Teste Rápido. Tubo Gel SST Ceruloplasmina Cortisol Após Estímulo com DDAVP Detecção de DNA do vírus Hepatite B Detecção do DNA e Tipagem Herpesvírus I e II Detecção do RNA do Vírus Hepatite C Quantificação do DNA do Citomegalovírus (soro) Quantificação do DNA do Vírus Hepatite B Quantificação do DNA do Vírus Hepatite C Rubéola - Avidez de IgG (soro) Sorologia para Caxumba 24 4.6. Recomendações da seqüência dos tubos a vácuo na coleta de sangue venoso de acordo com o CLSI: Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, durante a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pelo CLSI uma ordem de coleta. Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando: • Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a rolha do tubo. Tubo EDTA Eletroforese de Hemoglobinas Hemoglobina Glicada – HbA1C. Tubo EDTA Glicose 6 Fosfato Desidrogenase – G6PD Tubo EDTA Eritrograma Falcização de Hemácias Curva de FragilidadeOsmótica Hematócrito (Ht) Hemoglobina (Hb) Hemograma Leucograma Pesquisa de Esferócitos Pesquisa de Hematozoários Plaquetas Reticulócitos Velocidade de Hemossedimentação (VHS) Tubo EDTA Renina - TUBO GELADO Tubo EDTA Hormônio Adenocorticotrófico (ACTH)- TUBO GELADO Tubo Fluoreto Curva Glicêmica de 3 horas Curva Glicêmica de 5 horas Glicemia de Jejum Glicose Pós-prandial Lactato Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) Teste Oral de Tolerância à Glicose (75g) - Gestantes e Triagem Diabetes Gestacional Tubo Citrato Coagulograma Dímero D Fator de Von Wilebrand Fator V Fator VII Fator VIII Fator IX Fibrinogênio Tempo de Protrombina (TP) Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada (TTPa) Titulação do Inibidor do Fator VIII Titulação do Inibidor do Fator IX 25 Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Contaminação da agulha de coleta Múltipla no momento da coleta • Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do tubo. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Contaminação do bico da seringa no momento da transferência do sangue para o tubo Em dezembro de 2003, a ordem de coleta do CLSI foi reformulada contemplando também a coleta em tubos plásticos. Isto ocorreu porque os tubos plásticos para soro (tampa vermelha ou amarela com gel separador) contêm ativador de coágulo em seu interior, o que pode alterar os resultados dos testes de coagulação. Devido a este componente estes tubos devem ser colhidos depois do tubo para coagulação (tampa azul), como veremos abaixo. No caso de coleta com tubos de vidro, tubos para soro (tampa vermelha) podem ser colhidos normalmente, antes dos tubos para coagulação (tampa azul), pois não possuem ativador de coágulo. Em casos de usar somente tubos plásticos, e o paciente necessitar testes específicos de coagulação, coletar primeiro um tubo de vidro para soro (tampa vermelha) ou um tubo de descarte sem nenhum aditivo (que não serão utilizados para análise), para evitar a contaminação destes testes específicos pela tromboplastina tecidual. O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado para descartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de coagulação tromboplastina tecidual, que interfere em testes específicos de coagulação. Nos casos em que a coleta for feita com escalpe, e o primeiro tubo a ser colhido for o tubo de citrato ou um tubo de menor volume de aspiração, deve-se primeiro colher um tubo de descarte. O tubo de descarte deve ser usado para preencher o espaço morto do tubo vinílico do escalpe com sangue, assegurando a manutenção da proporção sangue/anticoagulante no tubo e também o volume exato de sangue que foi colhido dentro do tubo. 4.6.1. Seqüência de coleta de sangue em tubos plásticos: 1. Frascos para hemocultura. 2. Tubos com citrato (tampa azul claro). A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 26 3. Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampa vermelha ou amarela). 4. Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde). 5. Tubos com EDTA (tampa roxa). 6. Tubos com fluoreto (tampa cinza).Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 4.7. Coleta de sangue em pediatria e geriatria: Como o acesso venoso em pacientes pediátricos e geriátricos pode ser difícil, pois os mesmos possuem veias menos calibrosas, o êxito de uma coleta nestes pacientes requer agulhas de menor calibre, escalpes e tubos de menor volume. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Escalpe para coleta de sangue a vácuo com dispositivo de segurança 27 4.8. Coleta de sangue em queimados: Dependendo das condições do paciente queimado, deve-se manter uma via de acesso preservada para infusão. No caso de coleta de sangue, recomenda-se procurar uma veia cujo acesso esteja íntegro e facilitado. Esta coleta também requer agulhas de menor calibre, escalpes e tubos de menor volume. Em alguns casos, pode-se colher sangue por punção capilar, com lancetas e microtubos. 5. Homogeneização para tubos de coleta de sangue: A homogeneização deve ser feita por inversão conforme ilustrado a seguir: Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Uma inversão é contada após virar o tubo para baixo e retorná-lo à posição inicial, conforme exemplificado na imagem acima. QUADRO REPRESENTATIVO DO NÚMERO DE INVERSÕES DOS TUBOS APÓS A COLETA GRUPO DE ANTICOAGULANTES/ADITIVOS NÚMERO DE INVERSÕES Tubos com Gel Separador Tubos com gel e ativador de coágulo Tubos com gel e heparina 5 a 8 vezes 8 a 10 vezes Tubos sem Aditivos Tubos siliconizados não é necessário homogeneizar Tubos com Aditivos para Obtenção de Soro Partículas ativadoras de coágulo tampa vermelha ou amarela 5 a 8 vezes Tubos Sangue Total/Plasma EDTA K2 ou EDTA K3 Citrato (coagulação) Citrato (VHS) Fluoreto de sódio/EDTA Na2 (glicose) Heparina Ácido cítrico, Citrato, Dextrose (ACD) 8 a 10 vezes 5 a 8 vezes 5 a 8 vezes 8 a 10 vezes 8 a 10 vezes 8 a 10 vezes Tubos Elemento de Traço EDTA ou heparina Com ativador de coágulo para obtenção de soro 8 a 10 vezes 5 a 8 vezes Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 28 Nota: O número de inversões pode variar de um fabricante para outro, consulte o fornecedor de tubos sobre recomendações para homogeneização. • Não se deve homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, sob o risco de ativação plaquetária e interferência nos testes de coagulação. Quando utilizar tubos de citrato para coleta de sangue a vácuo com aspiração parcial, uma falsa trombocitopenia pode ser observada. Este fenômeno pode ocorrer pela ativação plaquetária causada pelo “espaço morto” entre o sangue coletado e a rolha destes tubos. • A falha na homogeneização adequada do sangue em tubo com anticoagulante precipita a formaçãode micro coágulos. 6. Coleta de gasometria: A coleta de sangue venoso para análise dos gases sangüíneos requer cuidados na escolha do material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporte imediato ao laboratório. A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateada na parede, com “balanceamento” de cálcio. O uso de seringa, de preparação “caseira”, utilizando heparina de sódio líquida é aceitável, porém aumenta a possibilidade de interferência na dosagem de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio, resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A introdução do cálcio em concentração “balanceada”, nas seringas destinadas especificamente para coleta de gasometria e eletrólitos, tem por finalidade minimizar os efeitos da queda deste íon na amostra. A heparina líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores incompatíveis com a situação clínica do paciente. As seringas específicas para a análise de gases sangüíneos, além de eliminarem o risco de diluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anticoagulante, evitando assim a formação de micro coágulos que podem produzir resultados errôneos, bem como obstruir os equipamentos analisadores de gases sangüíneos.O volume de sangue coletado pode variar de 1 a 3 mL. Após a obtenção da amostra despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-se a ponta da seringa com o dispositivo oclusor, e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos. O material necessita ser encaminhado de imediato ao laboratório, idealmente não excedendo o prazo de 15 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da atividade metabólica dos leucócitos, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o contato direto da seringa com o gelo, isolando-a com papel, compressa ou similar, visando prevenir o congelamento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise. Fonte: Vide Referência Bibliográfica 1 Seringa de gasometria vedada e pronta para ser enviada ao laboratório 7. Coleta de hemocultura: Para a realização de hemocultura faz-se a coleta e a transferência de sangue para frascos específicos, contendo meios de cultura próprios para o crescimento de microorganismos. A qualidade da coleta de sangue é fator limitante. A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente. 29 A coleta deverá ser realizada preferencialmente por via periférica em membros superiores. As punções podem ser seqüenciais, exceto se houver recomendação médica específica para intervalo mínimo entre as punções. Não há diferença de sensibilidade e especificidade entre a coleta de punção venosa ou arterial. Com suspeita de infecção da corrente sanguinea, relacionada a dispositivos intravasculares, recomenda-se a coleta de 1 frasco por via periférica e outro do dispositivo suspeito do local da infecção. Ao se coletar na ascensão da temperatura há chance de se obter um maior número de bactérias ou fungos viáveis. A coleta não deve ser realizada após o pico febril. 7.1. Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas: No paciente adulto está indicada 2 ou no máximo 3 hemoculturas em um período de 24 horas. Em cada punção, deve-se coletar de 8 a 10 mL de sangue e inocular em cada frasco (aeróbio e/ou anaeróbio). No frasco MycoF deve-se coletar e inocular de 1 a 5 mL de sangue. O volume indicado para a coleta de hemocultura infantil varia de acordo com o peso da criança e deve seguir a tabela abaixo: Peso (kg) Volume de sangue por amostra (mL) Volume total de sangue para cultura (mL) Frasco 1 Frasco 2 ≤ 1 2 - 2 1,1 a 2 2 2 4 2 a 12,9 4 2 6 13 a 36 10 10 20 >36 20 – 30 20 – 30 40 – 60 Fonte: Referência Bibliográfica 9 O exame de hemocultura consiste da coleta de 2 punções venosas em diferentes sítios e inoculados em no mínimo 2 e no máximo de 3 frascos de hemocultura de acordo com a indicação clínica e que devem ser interpretados conjuntamente. A escolha do tipo de frasco é uma indicação médica, conforme a seguinte recomendação: · Meio Bactec Plus – frasco com tampa azul: indicado para cultura de bactérias aeróbicas e fungos (leveduriformes) em pacientes adultos. · Meio Bactec Peds Plus – frasco com tampa rosa: indicado para cultura de bactérias aeróbicas e cultura para fungo (leveduriformes) em crianças. · Meio Myco F – frasco
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