AULA MICOLOGIA

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MICOLOGIA GERAL 
 
 
 
 CARACTERÍSTICAS GERAIS DOS FUNGOS 
 
1.1. ULTRA-ESTRUTURA DA CÉLULA FÚNGICA 
 
1.1.1. PAREDE CELULAR 
• QUITINA 
• CELULOSE 
1.1.2. MEMBRANA CELULAR 
• ERGOSTEROL 
1.1.3. CITOPLASMA 
• LOMASSOMA 
• RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO 
• COMPLEXO DE GOLGI 
• VACÚOLOS DIGETIVOS E DE RESERVA 
• LISOSSOMAS 
• MITOCÔNDRIAS 
• RIBOSSOMAS 
1.1.4. NÚCLEO 
• MEMBRANA DUPLA E COM POROS 
• CROMATINA E NUCLÉOLO 
• FUSO MITÓTICO INTRANUCLEAR 
 
 
1.2. ESTRUTURA SOMÁTICA (TALO) 
1.2.1. MULTICELULAR (FILAMENTOSO) 
• HIFAS SEPTADAS HIALINAS 
• HIFAS SEPTADAS DEMÁCEAS 
• HIFAS ASSEPTADAS 
1.2.2. UNICELULAR 
• LEVEDURAS 
1.2.3. TIPOS MORFOLÓGICOS 
• FUNGOS FILAMENTOSOS 
SEPTADOS HIALINOS 
SEPTADOS DEMÁCEOS 
ASSEPTADOS 
• FUNGOS LEVEDURIFORMES 
1.3. DIMORFISMO 
1.3.1. FASE FILAMENTOSA A 25-30O C OU EM VIDA SAPRÓBIA 
1.3.2. FASE LEVEDURIFORME A 37O C OU EM VIDA PARASITÁRIA 
1.4. NUTRIÇÃO 
 
1.4.1. HETEROTROFISMO PARA CARBONO 
• ACLOROFILADOS 
• SAPRÓBIOS OU DECOMPOSITORES 
• SIMBIONTES 
• COMENSAIS 
• PARASITAS 
• PREDADORES 
 
1.4.2. TOMADA DE NUTRIENTES: ABSORÇÃO 
• EXOENZIMAS DIGETIVAS: HIDRÓLISE EXTRACELULAR DE 
MACROMOLÉCULAS 
• ENZIMAS ADAPTATIVAS: SÍNTESE DE NOVAS ENZIMAS 
1.4.3. RESERVA GLICÍDICA: GLICOGÊNIO 
1.5. RESPIRAÇÃO 
1.5.1. AERÓBIOS 
1.5.2. MICROAERÓFILOS 
1.5.3. FERMENTADORES OBRIGATÓRIOS 
1.5.4. ANAERÓBIOS OBRIGATÓRIOS 
1.6. CRESCIMENTO VEGETATIVO 
1.6.1. FATORES QUE AFETAM O CRESCIMENTO 
• TEMPERATURA 
MESÓFILOS 
FAIXA:10-40o C 
ÓTIMO: 25-30o C 
TERMÓFILOS OU TERMO-TOLERANTES 
FAIXA: 20 -50o C 
ÓTIMO: 40o C 
MÁXIMO: 60-62o C 
PSICRÓFILOS OU PSICRO-TOLERANTES 
ÓTIMO: 0o C 
MÁXIMO: 20o C 
 
• UMIDADE 
XERÓFILOS: Aw 0,85 
OSMOFÍLICOS OU OSMO-TOLERANTES: Aw 0,60 
• LUMINOSIDADE 
FENÔMENO DE ZONEAMENTO 
CICLO DIA-NOITE 
• CONCENTRAÇÃO DE HIDROGÊNIO IONTE (pH) 
FAIXA: 4,5 - 8,0 
ÓTIMO: 5,5 - 7,5 
ACIDÓFILOS OU ÁCIDO-TOLERANTES: 2,0 - 3,0 
BASÓFILOS: 10,0 -11,0 
• AERAÇÃO 
METABOLISMO FÚNGICO 
1.6.2. FORMAS DE CRESCIMENTO 
• ALONGAMENTO DAS ESTREMIDADES DA HIFA 
• ANASTOMOSE OU FUSÃO DE HIFAS 
• RAMIFICAÇÃO DE HIFAS 
1.7. REPRODUÇÃO 
 
1.7.1. UNIDADE REPRODUTIVA: ESPORO 
1.7.2. MORFOLOGIA DAS ESTRUTURAS REPRODUTIVAS 
• ESPOROS 
• CÉLULAS ESPOROGÊNICAS 
• ESPORÓFOROS 
• ESPOROCARPOS 
 
1.7.3. REPRODUÇÃO ASSEXUADA (IMPERFEITA OU ANAMÓRFICA) 
 
• FORMAÇÃO DE ESPOROS EXÓGENOS 
CONÍDIOS 
• FORMAÇÃO DE ESPOROS ENDÓGENOS 
ESPORÂNGIOSPOROS 
ZOOSPOROS 
• FRAGMENTAÇÃO DO TALO 
ARTROSPOROS 
CLAMIDOSPOROS 
FRAGMENTAÇÃO ACIDENTAL 
 
• BROTAMENTO OU GEMULAÇÃO 
BLASTOSPOROS 
PSEUDOHIFAS 
 
• CISSIPARIDADE OU DIVISÃO BINÁRIA 
 
1.7.4. REPRODUÇÃO SEXUADA (PERFEITA OU TELEOMÓRFICA) 
 
• FASES DA REPRODUÇÃO SEXUADA 
PLASMOGAMIA 
CARIOGAMIA 
MEIOSE 
 
• FORMAÇÃO DE ESPOROS EXÓGENOS 
BASIDIOSPOROS 
 
 
 
• FORMAÇÃO DE ESPOROS ENDÓGENOS 
ASCOSPOROS 
ZIGOSPOROS 
 
 
1.7.5. CICLO PARASSEXUADO 
• FASES DO CICLO PARASSEXUADO 
PLASMOGAMIA 
CARIOGAMIA 
MITOSE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CLASSIFICAÇÃO DOS FUNGOS 
 
 
 
CLASSIFICAÇÃO TRADICIONAL 
 
REINO FUNGI 
 
FILO MYXOMYCOTA (FUNGOS GELATINOSOS OU SEM PAREDE CELULAR): 
APRESENTAM EM DETERMINADO ESTÁGIO DE SEU CICLO DE VIDA FASE 
PLASMODIAL OU PSEUDOPLASMODIAL 
 
FILO EUMYCOTA (FUNGOS COM PAREDE CELULAR): NÃO MOSTRAM FASE 
PLASMODIAL, FORMADOS POR HIFAS OU CÉLULAS DE LEVEDURAS 
 
SUBFILO BASIDIOMYCOTINA: HIFAS SEPTADAS OU LEVEDURAS; 
ESPOROS SEXUADOS (BASIDIOSPOROS) FORMADOS EM BASÍDIAS; 
ESPOROS ASSEXUADOS (CONÍDIOS) 
 
SUBFILO ASCOMYCOTINA: HIFAS SEPTADAS OU LEVEDURAS; ESPOROS 
SEXUADOS (ASCOSPOROS) FORMADO DENTRO DE ASCOS; ESPOROS 
ASSEXUADOS (CONÍDIOS) 
 
SUBFILO ZYGOMYCOTINA: HIFAS ASSEPTADAS; ESPOROS SEXUADOS 
(ZIGOSPOROS); ESPOROS ASSEXUADOS IMÓVEIS (ESPORÂNGIOSPOROS) 
FORMADOS NO INTERIOR DE ESPORÂNGIOS 
 
SUBFILO MASTIGOMYCOTINA: HIFAS ASSEPTADAS OU UNICELULAR; 
PRODUZEM ESPOROS ASSEXUADOS MÓVEIS POR PULSAÇÃO DE 
FLAGELOS (ZOOSPOROS); PRODUÇÃO DE OOSPOROS NA FASE SEXUADA 
 
SUBFILO DEUTEROMYCOTINA: HIFAS SEPTADAS OU LEVEDURAS; 
ESPOROS ASSEXUADOS (CONÍDIOS OU BLASTOSPOROS); ESTÁGIO 
SEXUAL AUSENTE OU NÃO DETERMINADO 
 
 
 
 
 
 
 
 
CLASSIFICAÇÃO MODERNA 
 
REINO FUNGI 
 
REINO FUNGI 
 
REINO FUNGI 
 
FILO 
 
FILO FILO 
MYXOMYCOTA BASIDIOMYCOTA 
 
BASIDIOMYCOTA 
EUMYCOTA 
 
ASCOMYCOTA ASCOMYCOTA 
SUBFILO 
 
ZYGOMYCOTA ZYGOMYCOTA 
BASYDIOMYCOTINA 
 
DEUTEROMYCOTA CHYTRIDIOMYCOTA 
ASCOMYCOTINA 
 
ZYGOMYCOTINA 
 FUNGOS 
MITOSPÓRICOS 
 
MASTIGOMYCOTINA 
 
 
DEUTEROMYCOTINA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NOMENCLATURA 
 
• DENOMINAÇÃO ANAMÓRFICA (IMPERFEITA OU ASSEXUADA) 
• DENOMINAÇÃO TELEOMÓRFICA (PERFEITA OU SEXUADA) 
 
 
ANAMORFO 
 
 
TELEOMORFO 
 
 
BLASTOMYCES 
 
 
AJELLOMYCES 
CANDIDA PICHIA 
 
CRYPTOCOCCUS FILOBASIDIELLA 
FILOBASIDIUM 
 
HISTOPLASMA 
 
AJELLOMYCES 
MICROSPORUM 
 
ARTHRODERMA 
SPOROTHRIX 
 
CERATOCYSTIS 
TRICHOPHYTON 
 
ARTHRODERMA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MICOLOGIA MÉDICA 
 
 
 
COLETA DOS ESPÉCIMENS CLÍNICOS 
 
 
ESPÉCIMENS 
 
 
PROCEDIMENTOS 
 
 
 
Pele 
• Antissepsia das lesões com gaze embebida em álcool 70% 
• Escamas Dérmicas: coletar por raspagem a margem da 
lesão com uma lâmina de bisturi ou com o bordo cortante 
da lâmina de microscopia e pela técnica da fita adesiva 
• Vesículas e Bolhas: excisar com lâmina e bisturi ou 
bordo cortante da lâmina de microscopia 
 
 
 
Pêlos 
• Antissepsia das lesões de couro cabeludo com gaze 
embebida em álcool 70% 
• Coletar com raiz e bulbo piloso por arrancamento com 
pinça, técnica da escova de cabelo, técnica do quadrado de 
tapete, lâmpada de Wood 
• Lesões do tipo “pontos negros” e “poeira branca”: 
excisar com lâmina de bisturi 
 
 
 
Unhas 
• Antissepsia das lesões com gaze embebida em álcool 
70% 
• Regiões Descoloradas, Distróficas ou Quebradiças: 
raspar com lâminas de bisturi ou cortar profundamente 
com tesoura 
 
 
 
Cascas e Crostas 
• Antissepsia das lesões com gaze embebida em álcool 70% 
• Coletar por arrancamento com pinça 
• Coletar eventuais grãos com seringa e agulha ou gaze 
umedecida em salina 
 
Mucosas 
• Cavidade Oral e Vaginal: coletar com swabs ou raspar 
com cureta ou espátula 
 
Abscessos 
• Antissepsia das lesões com gaze embebida em álcool 70% 
• Abscessos Fechados: punção do pus com seringa e agulha 
• Abscessos Abertos e Fístulas: swabs (não recomendável) 
 
 
 
Úlceras e Feridas 
• Antissepsia das margens da lesão com gaze embebida em 
álcool 70% 
• Coletar o pus das profundidades das feridas com seringa 
e agulha ou com swabs (não recomendável) 
• Coletar as úlceras por excisão ou biópsia 
• Coletar eventuais grânulos com seringa e agulha ou com 
gaze umedecida em salina 
 
Grãos 
• Coletar com seringa e agulha ou com gaze umedecida 
em salina ou soro fisiológico 
 
 
Olhos e 
Conjuntivas 
• Queratomicose: coletar material de infecção de córnea por 
raspagem com espátula ou lâmina de bisturi 
• Endoftalmite: coletar o material de lesão do globo ocular 
por punção com seringa e agulha 
• Conjuntivites: coletar o material da lesão com pipeta 
plástica ou swabs (não recomendável)Ouvido 
• Conduto auditivo externo: coletar o material por raspagem 
com espátula ou swabs (não recomendável) 
Nariz e Seios 
Paranasais 
• Coletar material da lesões por punção com seringa e 
agulha, curetagem, swabs ou biópsia 
Garganta e 
Nasofaringe 
• Coletar o material das lesões com swabs da faringe 
posterior (pilares tonsilares e úvula) ou curetagem 
 
 
 
 
 
Escarro 
• Antissepsia da cavidade bucal e orofaringe com 
escovamento com dentifrício e gargarejos com 
antessépticos 
• Espectoração Espontânea: obter três amostras matinais 
de escarro (5-10ml) 
• Expectoração Induzida: obter amostras matinais por 
fisioterapia ou nebulização com salina ou mucolíticos (10-
15ml) 
• Aspiração Gástrica: obter aspirado matinal de suco 
gástrico (10ml) 
• Trato Respiratório Inferior: obter por aspiração 
transtraqueal, escovamento brônquico, lavagem brônquica, 
e lavagem alveolar com broncoscópio 
 
Urina 
• Coletar três amostras matinais pelo jato médio de 
micção, cateterismo a partir do fluxo livre e aspiração 
suparpúbica (25-50ml) 
Fezes • Obter de forma natural ou com swabs retais 
 
 
 
 
 
 
Líquido 
Céfalorraquidiano 
• Antissepsia da região lombar 
• Coletar três amostras por punção lombo-espinhal no 
espaço entre as vértebras L3 e L4 (5-10 ml) 
 
Medula Óssea 
• Coletar por punção do osso esterno ou ilíaco (3-5 ml) 
com agulha e seringa com heparina estéril (1:1000) 
 
Sangue 
• Antissepsia do local da punção 
• Coletar por punção venosa (10 ml) com seringa e agulha 
ou frasco com vácuo e agulha dupla com heparina estéril 
(1:1000) 
 
Fluidos Corporais 
• Coletar por aspiração com seringa e agulha com heparina 
estéril (1:1000) 
 
Tecidos 
• Coletar por biópsia, abrangendo tecidos normais e 
lesionados (centro e periferia) 
Sorologia e 
Ensaio com 
Antifúngicos 
• Coletar sangue por punção venosa (10 ml) com seringa e 
agulha ou frasco com vácuo e agulha dupla com heparina 
estéril (1:1000) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ESPÉCIMENS CLÍNICOS E PATÓGENOS RELACIONADOS 
 
 
Pele, Pêlos, 
Unhas e Tecido 
Subcutâneo 
 
 
Trato 
Respiratório 
 
Trato Genito-
Urinário 
 
Sangue e Medula 
Óssea 
 
LCR 
Microsporum spp. 
 
Aspergillus spp. Candida spp. Candida spp. Cryptococcus 
neoformans 
 
Trichophyton spp. 
 
Histoplasma 
capsulatum 
 
Cryptococcus 
neoformans 
Cryptococcus 
neoformans 
Histoplasma 
capsulatum 
Epidermophyton 
floccosum 
 
Paracoccidioides 
brasiliensis 
Sporothrix schenckii Histoplasma 
capsulatum 
Coccidioides 
immitis 
Malassezia fufur 
 
Coccidioides 
immitis 
 
Histoplasma 
capsulatum 
 
Paracoccidioides 
brasiliensis 
 
Candida spp. 
Piedraia hortae 
 
Cryptococcus 
neoformans 
 
Paracoccidioides 
brasiliensis 
Coccidioides 
immitis 
 
Trichosporon 
beigelii 
 
Agentes 
hialohifomicose 
 
Coccidioides 
immitis 
Blastomyces 
dermatitidis 
 
Candiada spp. 
 
Agentes 
feohifomicose 
 
 
Sporothrix 
schenckii 
 
Agentes 
zigomicose 
 
 
Cryptococcus 
neoformans 
 
 
Histoplasma 
capsulatum 
 
 
Paracoccidioides 
brasiliensis 
 
 
Coccidioides 
immitis 
 
 
Paracoccidiides 
loboi 
 
 
 
 
 
 
 
Pele, Pêlos, 
Unhas e Tecido 
Subcutâneo 
 
 
Trato 
Respiratório 
 
Trato Genito-
Urinário 
 
Sangue e Medula 
Óssea 
 
LCR 
Rinosporidium 
seeberii 
 
 
Agentes 
hialohifomicose 
 
 
Agentes 
feohifomicose 
 
 
Agentes 
cromomicose 
 
 
Agentes 
zigomicose 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TRANSPORTE DOS ESPÉCIMENS CLÍNICOS 
 
 
ESPÉCIMENS 
 
 
PROCEDIMENTOS 
 
Espécimens 
Dermatológicos 
• Placa de Petri 
• Lâmina de microscopia 
• Papel dobrado ou envelope 10x10 cm 
• Fita adesiva colada à lamina de microscopia 
 
Cascas e Crostas 
• Placa de Petri 
• Papel dobrado ou envelope 
 
Mucosas 
• Swabs em frasco com meio de transporte ou com 
salina ou água destilada 
• Refrigeração a 4o C 
 
Abscessos 
• Seringa de coleta 
• Placa de Petri 
• Tubo de ensaio 
 
Úlceras e Feridas • Frasco com salina ou água estilada 
• Gaze embebida em salina ou água destilada 
 
Grãos 
• Seringa de coleta 
• Gaze embebida em salina ou água destilada 
• Frasco com salina ou água destilada 
Olhos e 
Conjuntivas 
• Material coletado é inoculado diretamente no meio de 
isolamento 
 
 
 
 
 
Ouvido 
• Placa de Petri 
• Tubo de ensaio 
• Swabs em meio de transporte ou com salina 
Nariz e 
Seios Paranasais 
• Punção: seringa de coleta 
• Biópsia: frasco com salina ou água destilada 
 
Escarro e Secreções 
Pulmonares 
• Placa de Petri 
• Frascos de coleta 
• Refrigeração a 4o C 
 
Urina 
• Frasco de coleta 
• Refrigeração a 4o C 
Fezes • Frasco de coleta 
Líquido 
Cefalorraquidiano 
• Frasco de coleta 
 
Médula Óssea 
• Seringa de coleta 
• Frasco de coleta 
• Frasco de heomocultura bifásico 
 
Sangue 
• Seringa de coleta 
• Frasco de coleta 
 
Fluidos Corporais 
• Seringa de coleta 
• Frasco de coleta 
 
Tecidos 
• Frasco com salina ou água destilada 
• Refrigeração a 4o C 
 
 
 
 
 
 
 
PROCESSAMENTO DO ESPÉCIMEN CLÍNICO 
 
 
 
1. ESPÉCIMENS INADEQUADOS 
 
Amostra transportada incorretamente 
Amostra sem identificação 
Amostra insuficiente para execução de todos os 
procedimentos requeridos 
Amostra tardiamente enviada 
Amostra para análise micológica “formalina-fixada” 
Amostra em swabs ressecados 
Amostra de urina com mais de 24 horas 
 
 
 
CRITÉRIOS DE 
INADEQUAÇÃO 
Amostra de escarro com mais de 24 horas e/ou com 
saliva ou secreções nasais 
 
 
2. EXAME MACROSCÓPICO DOS ESPÉCIENS CLÍNICOS 
 
 
 
OBJETIVOS 
 
 
• Avaliar a natureza e a qualidade da 
amostra 
• Detectar as regiões mais representativas 
 
• Sanguinolentas 
• Purulentas 
• Caseosas 
 
 
REGIÕES DE ELEIÇÃO 
• Necróticas 
 
 
• Grãos 
 
 
 
 
3 PREPARAÇÃO DOS ESPÉCIMENS CLÍNICOS PARA ANÁLISES 
 
 
 
OBJETIVOS 
 
 
• Aumentar as chances de detecção de 
patógenos presentes em pequenas 
quantidades na amostra clínica 
• Permitir o cultivo quantitativo 
 
 
 
 
3.1. CONCENTRAÇÃO DE ORGANISMOS 
 
• CENTRIFUGAÇÃO 
 
Escarro 
 
Urina 
 
Pus 
 
Líquido Céfalo-raquidiano 
 
 
 
1500-2500rpm / 10-15 minutos 
(ressuspensão do sedimento em salina) 
 
 
 
• FILTRAÇÃO 
 
 
Espécimens Clínicos 
 
Membrana filtrante de 0,45µm 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.2. LIQUEFAÇÃO E HOMOGENEIZAÇÃO DE ORGANISMOS 
 
 
Espécimens Clínicos 
 
Processamento 
 
 
Escarro 
• Pancreatina 0,5% 
• N-acetil-L-cisteína 0,5% 
• Ditiotreitol 
 
Tecido 
• Fragmentos de 0,5-1,0 cm 
• Trituração em gral e pistilo 
 
 
Fezes 
• Homogeneização de 0,3 g de amostra em 3 ml em 
água destilada 
• Diluições decimais da suspensão de fezes em água 
destilada 
• Plaqueamento com alíquotas de 1,0-0,5 ml 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ESQUEMA DE TRABALHOCentrifugação 
Sobrenadante Sedimento 
Sorologia Desprezar Microscopia Cultura 
Escarro 
(5-10ml) 
Liqüefação 
(frasco de 
Agitar em Pancreatina 0,5% 
(2h temperatura ambiente) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. EXAME MICROSCÓPICO DIRETO DOS ESPÉCIMENS CLÍNICOS 
 
 
 
 
OBJETIVOS 
 
• Avaliar a magnitude e o tipo de resposta 
inflamatória 
• Confirmar a qualidade da amostra 
• Evidenciar presuntivamente a presença de elementos 
fúngicos 
 
 
4.1. MICROSCOPIA 
 
Campo Claro 
Campo Escuro 
 
20X 
Contraste de Fase 
 
 
 
FONTE DE LUZ 
Fluorescência 
 
 
 
OBJETIVAS 
 
40x 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.2. COLORAÇÕES DIRETAS 
 
• Elementos fúngicos visualizados em sua 
coloração natural 
 
 
Montagem em Salina 
• Diagnóistico diferencial com o Trichomonas 
vaginalis 
 
 
Montagem em 
Hidróxido de Potássio 
• Dissolução das estruturas teciduais e 
clareamento dos pigmentos sem alteração das 
estruturas fúngicas 
 
Montagem em 
Hidróxido de Potássio 
e Dimetilsulfóxido 
• Aumento da velocidade de dissolução das 
estruturas teciduais 
• Coloração específica para parede celular 
fúngica 
 
 
 
Montagem em Ácido 
Periódico de Schiff • Fungos visualizados em vermelho sobre um 
fundo verde 
 
• Coloração de fundo 
 
 
Montagem em 
Tinta da China • Visualização das cápsulas de 
Cryptococcus neoformans 
 
• Absorção específica pela parede celular 
fúngica 
 
 
Montagem em 
Branco de Calcoflúor 
• Elementos fúngicos fluorescentes 
 
• Empregada em bacteriologia (esfregaços 
sangue) 
 
 
Montagens em Gram, 
Giemsa ou Wright 
• Leveduras (Gram positivas) 
 
 
 
 
4.3. EXAME MICROSCÓPICO DIRETO DOS ESPÉCIMENS CLÍNICOS 
 
 
ESPÉCIMENS 
 
PROCEDIMENTO 
 
 
 
 
Espécimens 
Dermatológicos 
(pele, pêlos e unhas) 
• Digerir as escamas de pele, fragmentos de unha e fios 
de cabelo em KOH sobre lâmina e lamínula durante 
15-20 minutos e/ou aquecer a preparação sobre a 
chama do bico de Bunsen 
• Amostra obtida em fita adesiva: digerir em KOH e 
fazer a leitura sem lâmina 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
 
Abscessos 
• Digerir o espécimen cru ou processado (Liquefação 
e/ou centrifugação) em KOH sobre lâmina e lamínula 
durante 5-10 minutos 
• Confeccionar esfregaços corados pelo Gram 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
Úlceras e Feridas 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
Cascas e Crostas 
 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
 
 
Mucosas 
• Estender o swab sobre a lâmina de vidro e cobrir 
com lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e 
contraste de fase 
 
Olhos e Conjuntivas 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
Ouvido 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
Nariz e 
Seios Paranasais 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
Garganta 
e Nasofaringe 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Confeccionar esfregaços corados pelo Gram 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
Escarro e 
Secreções Pulmonares 
• Digerir por 5-10 minutos os espécimens crus ou 
tratados (liquefação e centrifugação) em KOH sobre a 
lâmina de vidro e cobrir com lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
 
Urina 
• Digerir o sedimento centrifugado de urina em KOH 
sobre lâmina e lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
Fezes 
 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Confeccionar Gram 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro ou 
contraste de fase 
 
 
 
Líquido 
cefalorraquidiano 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Contracorar com tinta da china 
• Confeccionar esfregaços corados pelo Giemsa ou 
Wright ou Gram 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
Medula Óssea 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula 
• Confeccionar esfregaços corados pelo Giemsa, 
Wright ou Gram 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Sangue 
• Confeccionar esfregaços corados pelo Giemsa, 
Wright ou Gram 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro, contraste 
de fase 
 
Fluidos Corporais 
• Digerir o espécimen em KOH sobre lâmina e 
lamínula por 5-10 minutos 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
Tecidos 
• Digerir os fragmentos representativos dos 
espécimens em KOH sobre lâmina e lamínula 
• Fonte de Luz: campo claro, campo escuro e contraste 
de fase 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5. CULTURA 
 
 
5.1. OBJETIVOS 
ISOLAMENTO 
PRIMÁRIO 
• Recuperar fungos a partir dos espécimens 
clínicos 
• Avaliar características específicas e diferenciais 
fúngicas (estrutura de reprodução e produção de 
pigmentos) 
 
• Confirmação bioquímica 
 
• Eliminar a contaminação e confirmar a pureza 
 
 
 
 
ISOLAMENTO 
SECUNDÁRIO 
• Eliminar a presença de inibidores 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.2. MEIOS DE CULTURA 
 
• ISOLAMENTO PRIMÁRIO 
 
 
MEIOS BÁSICOS 
 
MEIOS DE CULTURA 
Não Seletivos 
 
 
FINALIDADE 
Agar de Sabouraud dextrosado 
(SDA) 
 
Recuperação de fungos oportunistas 
de sítios não contaminados 
 
Agar infusão de cérebro-coração 
(BHIA) 
 
Recuperação de fungos patogênicos 
de sítios anatômicos não 
contaminados 
 
Agar triptocaseína-soja (TSA) 
 
Recuperação de fungos patogênicos 
de sítios anatômicos não 
contaminados 
 
Agar de Sabouraud e infusão de 
cérebro-coração (SABHI) 
 
Recuperação de fungos patogênicos 
de sítios anatômicos não 
contaminados 
 
Infusão de cérebro-coração bifásico Recuperação de fungos patogênicos 
de sangue 
 
Triptocaseína-soja bifásico 
 
Recuperação de fungos patogênicos 
de sangue 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MEIOS SELETIVOS 
• ANTIMICROBIANOS 
 
SUPLEMENTAÇÃO COM ANTIMICROBIANOS 
 
Cloranfenicol 
 
Estreptomicina 
 
Gentamiciana 
 
 
 
 
Antibióticos 
Penicilina 
 
 
Antifúngico 
 
Cicloheximida (actidione) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
• TIPOS DE MEIOS 
 
 
MEIO DE CULTURA SELETIVOS 
 
 
FINALIDADE 
Agar de Sabouraud dextrosado com 
cloranfenicol 
 
Recuperação de fungos oportunistas 
de sítios contaminados 
 
Agar mycosel (SDA com 
cloranfenicol e cicloheximida) 
 
Recuperação de dermatófitos 
Dermatophyte Teste Medium (DTM) 
 
Recuperação de dermatófitos 
Agar infusão de cérebro-coração com 
cloranfenicol e cicloheximida 
 
Recuperação de fungos patogênicos 
de sítios contaminados 
Agar triptocaseína soja com 
cloranfenicol e cicloheximida 
 
Recuperação de fungos patogênicosde sítios contaminados 
Agar de Sabouraud dextrosado e 
infusão de cérebro-coração com 
cloranfenicol e cicloheximida 
 
Recuperação de fungos patogênicos 
de sítios contaminados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MEIOS ENRIQUECIDOS 
 
MEIOS COM SANGUE DE CARNEIRO 
 
 
FINALIDADE 
Agar infusão de cérebro-coração com ou 
sem antimicorbianos e sangue (BHIA) 
 
Recuperação de fungos 
patogênicos 
Agar de Sabouraud e infusão de cérebro-
coração com ou sem antimicrobianos e 
sangue (SABHI) 
 
Recuperação de fungos 
oportunistas e patogênicos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
• ISOLAMENTO SECUNDÁRIO 
MEIOS DE CULTURA 
 
MEIOS DE CULTURA 
 
 
FINALIDADE 
Agar de Sabouraud dextrosado Identificação de dermatófitos, 
Hifomicetos (fungos filamentosos 
hialinos e demáceos), zigomicetos e 
leveduras 
 
Agar batata dextrosado Identifiação de dermatofitos e 
hifomicetos 
 
Meio de arroz Identifiação de dermatofitos e 
hifomicetos 
 
Agares “Trichophyton” Identificação de dermatófitos do gênero 
Trichophyton 
 
Agar uréia de Christensen Identificação de dermatófitos e 
leveduras 
 
Agar Czapeck Identificação de Aspergillus e 
Penicilliun 
 
Agar infusão de cérebro-coração 
 
Identificação de fungos dimórficos 
 
Agar triptocaseína-soja 
 
Identificação de fungos dimórficos 
Agar milho com tween 80 Identificação de leveduras 
 
Agar semente de niger Identificação de Cryptococcus 
neoformans 
 
Agar CGB Identificação das variedades de 
Cryptococcus neoformans 
 
 
Agares ascosporos-indutores (meio 
de Gorodkowa, e agar malte) 
 
Identificação de leveduras 
ascosporadas 
Agar base de nitrogênio-leveduras 
(YNB) 
 
Assimilação de carbohidratos 
Agar base de carbono-leveduras 
(YCB) 
 
Assimilação de nitrato 
Caldo de fermentação extrato de 
levedura-petona (ou extrato de 
carne-peptona) 
 
Fermentação de carbohidratos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.3. RECIPIENTES DE CULTURA 
 
PLACA DE PETRI X TUBO DE ENSAIO 
 
 
CARACTERÍSTICA 
 
 
PLACA DE PETRI 
 
TUBO DE ENSAIO 
 
 
Área superficial 
 
 
Grande 
 
Pequena 
 
Suprimento de oxigênio 
 
 
Bom 
 
Pobre 
 
Taxa de desidratação do 
meio 
 
 
Relativamente rápida 
 
Relativamente lenta 
 
Segurança na abertura e 
fechamento 
 
 
Relativamente pequena 
 
Relativamente boa 
 
Risco de contaminação da 
cultura e ambiente 
 
 
Relativamente alto 
 
Relativamente baixo 
 
Detecção de culturas 
mistas 
 
 
Relativamente fácil 
 
Relativamente difícil 
 
Espaço ocupado 
 
 
Relativamente grande 
 
Relativamente pequeno 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.4. TÉCNICAS DE INOCULAÇÃO 
 
 
• ISOLAMENTO PRIMÁRIO 
 
Alças de metal 
 
Swabs 
 
Seringas e agulhas 
 
Pipetas 
 
Alça de Drigalski 
 
 
 
 
 
 
EQUIPAMENTOS 
Alça de Hockey 
 
Formato de letra “C” 
 
 
ESGOTAMENTO 
 Formato de letra “X” 
 
 
 
 
• ISOLAMENTO SECUNDÁRIO 
 
Alça em “L” (fungos filamentosos) 
 
 
EQUIPAMENTOS 
Alça em “gota” (fungos leveduriformes) 
 
Picada (fungos filamentosos) 
 
 
ESGOTAMENTO 
 Estrias (fungos leveduriformes) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
• INOCULAÇÃO NO MEIO DE CULTURA 
 
 
ESPÉCIMENS 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
 
 
 
 
 
 
 
Espécimens 
dermatológicos 
(pele, pêlos e unhas) 
• Inocular diretamente no meio de cultura fragmentos 
de escamas dérmicas, unha e pêlos com alça 
umedecida em salina ou água destilada 
• Inocular os espécimens obtidos em fita adesiva com 
a parte gomada diretamente sobre o meio de cultura, 
deixando por 3 dias 
• Inocular espécimens de couro cabeludo obtidos 
pelas técnicas do “quadrado de tapete” ou “escova de 
cabelo” por impressão no meio de cultura (agar 
mycosel, DTM) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
Abscessos 
• Inocular o material cru ou processado diretamente 
sobre o meio de cultura (BHIA, SDA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Úlceras e Feridas 
• Inocular o material diretamente sobre o meio de 
cultura (BHIA, SDA) 
• Grãos devem ser lavados em salina por 3 vezes e 
então esmagados com bastão de vidro e inoculados no 
meio com pipetas 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
Cascas e Crostas 
 
• Inocular diretamente os espécimens sobre o meio de 
cultura (BHIA, SDA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
Membrana Mucosa 
• Esgotar o swab sobre a superfície do meio de cultura 
(SDA, BHIA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
Olhos e Conjuntivas 
• Inocular diretamente sobre o meio de cultura (SDA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativa depois de 4 semanas 
 
Ouvído 
• Inocular diretamente sobre o meio de cultura (SDA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
Nariz e 
Seios Paranasais 
• Inocular diretamente sobre o meio de cultura (SDA, 
BHIA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
Garganta e 
Nasofaringe 
• Esgotar o swab na superfície do meio de cultura 
(SDA, BHIA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
Escarro 
• Inocular 0,5 ml do espécimen cru ou processado 
(liquefeito e/ou centrifugado) no meio de cultura 
(BHIA, SDA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
Urina 
• Inocular o sedimento de urina diretamente sobre a 
superfície do meio de cultura (BHIA) 
• Contagens padrões: inocular 100-500µl do 
sedimento de urina em SDA 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
 
 
Fezes 
• Amostras pastosas: inocular diretamente sobre o 
meio de cultura (SDA) 
• Amostras em salina (homogeneizadas em salina): 
suspensões ou diluições decimais são inoculadas 
diretamente no meio de cultura (SDA) em alíquota de 
0,1-0,5 ml 
• Swabs retais: esgotar sobre o meio de cultura (SDA) 
• Contagens padrões: inocular diretamente em SDA 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
Líquido 
Céfalo-raquidiano 
• Inocular com pipeta os espécimens crus ou 
processados (sedimento) sobre o meio e cultura 
(BHIA, AGAR NIGER) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
Medula Óssea 
• Inocular diretamente sobre o meio de cultura 
(BHIA) 
• Inocular em frasco de hemocultura bifásico (BHI-
BIFÁSICO) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
(Histoplasma capsulatum: 12 semanas) 
 
 
 
Sangue 
• Inocular (0,5ml) diretamente sobre o meio de cultura 
(BHIA) 
• Inocular (10ml) em frasco de hemocultura bifásico 
(BHI-BIFÁSICO) 
• Incubar aerobicamente a 30o C e examinar 
diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas(Histoplasma capsulatum: 12 semanas) 
 
Fluidos Corporais 
• Inocular os epécimens crus ou processados 
(sedimento) diretamente no meio de cultura (BHIA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
 
 
 
 
Tecidos 
• Inocular 4-5 fragmentos diretamente sobre o meio de 
cultura (BHIA) 
• Grãos: lavar em salina, esmagar e inocular 
diretamente no meio de cultura (BHIA) 
• Incubar a 30o C e examinar diariamente 
• Descartar como negativo depois de 4 semanas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.5. TEMPERATURA DE INCUBAÇÃO 
 
 
INCUBAÇÃO 
 
ORGANISMO 
 
 
Temperatura 27-28o C 
 
 
Sporothrix schenckii 
 
Temperatura de 30o C 
 
 
Fungos oportunistas 
 
Temperatura de 37o C 
 
 
Fungos dimórficos 
 
 
 
 
 
5.6. TEMPO DE INCUBAÇÃO 
 
1 semana (leveduras) 
 
2 semanas (dermatófitos, hifomicetos e 
zigomicetos) 
 
4 semanas (outros, incluindo os dimórficos 
 
 
 
 
 
INCUBAÇÃO 
12 semanas (Histoplasma capsulatum) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.7. TAXA DE CRESCIMENTO 
 
Tipo de meio de cultura 
 
Temperatura de incubação 
 
Características fisiológicas dos fungos 
 
Quantidade de inóculo (no.. de UFC’s) 
 
 
 
 
 
Isolamento Primário 
 
Presença de substâncias inibidoras 
 
Tipo de meio de cultura 
 
Temperatura de incubação 
 
 
 
Isolamento Secundário 
Características fisiológicas dos fungos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5.8. VELOCIDADE DE CRESCIMENTO 
 
 
GRUPO 
 
 
CRESCIMENTO 
 
Crescimento Rápido 
 
 
< 5 dias 
 
Crescimento Intermediário 
 
 
6-10 dias 
 
Crescimento Lento 
 
 
> 11 dias 
 
 
FUNGOS FILAMENTOSOS 
 
LEVEDURAS 
 
Hifas Asseptadas 
 
 
Hifas Septadas 
 
Zygomycetes Demáceos Hialinos 
 
Isolados comumente: 
Rhizopus 
Mucor 
Isolados raramente: 
Syncephalastrum 
Circinella 
Cunninghamella 
Absidia 
 
Conídios multicelulares: 
Septos transversais e longitudinais 
Alternaria 
Stemphylium 
Epicoccum 
Curvularia 
Dreschslera 
Conídios unicelulares: 
Cladosporium 
Nigrospora 
Aureobasidium 
Produção de picnídios: 
Phoma 
Produção de peritécios: 
Chaetomium 
Espécies de crescimento lento: 
Cladosporium carrionii 
Phialophora verrucosa 
Exophiala jeanselmei 
Fonsecaea pedrosoi 
 
Conidióforos que terminam em uma 
vesícula: 
 
Aspergillus spp. 
Conidióforos que se ramificam em um 
penicilio: 
 
Penicillium 
Paecilomyces 
Scopulariopsis 
Conídios em rácimos: 
Acremonium 
Trichoderma 
Gliocladium 
Fusarium 
Conídios transportados isoladamente: 
Chrysosporium 
Sepedonium 
Scedosporium (P. boydii) 
 
 
Dermatófitos: 
Espécies de Microsporum 
M. audouinii 
M. canis 
M. gypseum 
Espécies de Trichophyton 
T. mentagrophytes 
T. rubrum 
T. tonsurans 
T. verrucosum 
T. schoenleinii 
T. violaceum 
Espécies de Epidermophyton 
E. floccosum 
 
Fungos dimórficos: 
Blastomyces dermatitidis 
Histoplasma capsulatum 
Coccidioides immitis 
Paracoccidioides brasileinsis 
Sporotrix schenckii 
 
 
Formam hifas em agar milho 
com tween 80 
 
Pseudohifas: 
Espécies de Candida 
C. albicans 
C. tropicalis 
C. parapsilosis 
C. pseudotropicalis 
C. krusei 
C. guilliermondii 
Artrosporos: 
Geotrichum 
Trichosporon 
Não formam hifas em agar 
milho com tween 80 
 
Cryptococcus 
Rhodotorula 
Candida glabrata 
Saccharomyces 
 
 
 
FUNGOS COMUMENTE ENCONTRADOS NO LABORATÓRIO CLÍNICO: UM ESQUEMA PRÁTICO 
 
 
 
 
 
 
 
IDENTIFICAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS 
 
 
1. FUNGOS FILAMENTOSOS 
 
1.1. EXAME MACROSCÓPICO 
 
 
GRANDE VARIAÇÃO DEVIDO ÀS 
CONDIÇÕES DE CULTIVO 
 
 
BAIXA CONFIABILIDADE, MESMO 
PARA ISOLADOS ENDÊMICOS 
 
 
 
 
 
CULTURAS 
 
 
 
 
PRIMÁRIA 
 
SECUNDÁRIA 
 
PERMITE A DISTINÇÃO ENTRE 
FUNGOS FILAMENTOSOS E 
LEVEDURIFORMES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CARACTERÍSTICAS COLONIAIS 
 
TEXTURA (DESCRIÇÃO DA ALTURA DAS HIFAS AÉREAS) 
 
ALGODONOSA: ALTO E DENSO MICÉLIO AÉREO 
VELUTINA: BAIXO MICÉLIO AÉREO 
GRANULAR OU PULVERULENTA: PLANA E ARENOSA 
GLABROSA: LUSTROSAS, LISAS E PLANAS (SEM MICÉLIO AÉREO) 
 
TOPOGRAFIA (RELEVO SUPERFICIAL DAS COLÔNIAS) 
 
PLANA OU LISA: SEM TOPOGRAFIA 
RUGOSA: SULCOS PROFUNDOS 
UMBELIFORME: ELEVAÇÃO CENTRAL EM FORMA DE BOTÃO 
UMBELICADA: REENTRÂNCIA CENTRAL 
VERRUCOSA: SUPERFÍCIE RUGOSA COM REENTRÂNCIAS 
ELEVADA: MODERADA ELEVAÇÃO 
MONTICULAR: GRANDE ELEVAÇÃO 
CONVEXA: PEQUENA ELEVAÇÃO CURVA 
 
COLORAÇÃO 
 
PIGMETAÇÃO DE ESPOROS E MICÉLIO 
 
 
 
 
 
1.2. EXAME MICROSCÓPICO DA CULTURA 
 
 
BASE PARA A IDENTIFICAÇÃO DOS 
FUNGOS FILAMENTOSOS 
 
 
 
 
CULTURAS 
 
 
 
PRIMÁRIA 
 
SECUNDÁRIA 
 
ESTUDO DA MICROMORFOLOGIA DAS 
ESTRUTURAS REPRODUTIVAS E 
VEGETATIVAS 
 
 
 
 
TÉCNICAS 
 
EXAME DIRETO 
 
 
• FRAGMENTOS DA CULTURA EM TUBO OU PLACA MONTADOS 
ENTRE LÂMINA E LAMÍNULA 
 
• PERMITE ESTUDO IMEDIATO DAS CARACTERÍSTICAS 
MORFOLÓGICAS 
 
• DESORGANIZA AS ESTRUTURAS FÚNGICAS DURANTE A 
CONFECÇÃO DA PREPARAÇÃO MICROSCÓPICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CULTIVO EM LÂMINA 
 
 
• INOCULAÇÃO EM MEIO SÓLIDO (AGAR DE SABOURAUD) OU 
LÍQUIDO (CALDO DE SABOURAUD) DEPOSITADOS SOBRE 
LÂMINA OU LAMÍNULA 
 
• DEMORA NO DIAGNÓSTICO DEVIDO AO TEMPO DE INCUBAÇÃO 
DOS MICROCULTIVOS 
 
• MANUTANÇÃO DA INTEGRIDADE DAS ESTRUTURAS 
MICROSCÓPICAS FÚNGICAS 
 
 
LÍQUIDOS DE MONTAGENS 
 
 
• LACTOFENOL DE AMAN: FUNGOS DEMÁCEOS 
 
• LACTOFENOL COM AZUL DE ALGODÃO: FUNGOS HIALINOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1.3. DIMORFISMO 
• Critério útil para a identificação de fungos patogênicos 
• Fungos dimórficos apresentam uma morfologia filamentosa na natureza e uma 
morfologia leveduriforme ou de esférulas em parasitismo 
 
1.4. TAXA DE CRESCIMENTO 
• Velocidade de crescimento é um critério aplicável a identificação fúngica 
• Fatores intrínsecos e extrínsecos condicionam a velocidade de crescimento 
 
1.5. TERMO-TOLERÂNCIA 
 
 
Influencia a taxa de crescimento 
 
 
Empregada para a obtenção da fase 
leveduriforme de fungos dimórficos 
 
 
 
 
 
Temperatura de Incubação 
 
Seleção de organismos resistentes a altas 
temperaturas (crescimento a cima de 40o C) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TERMO-TOLERÂNCIA DE ALGUNS FUNGOS DE INTERESSE MÉDICO 
 
FUNGO 
 
LIMITE DE CRESCIMENTO 
 
Absidia corymbifera 
 
45-50o C 
 
Aspergillus fumigatus 
 
48-50o C 
 
Cladosporium bantianum 
 
42-43o C 
 
Cladosporium carreonii 
 
37o C 
 
Cladosporium trichoides 
 
37-42o C 
 
Cunnighamella bertholletiae 
 
42o C 
 
Cunnighamella ellegans 
 
40o C 
 
Fonsecaea pedrosoi 
 
38o C 
 
Pseudoallescheria boydii 
 
37o C 
 
Rhizomucor pusillus 
 
50-55o C 
 
Rhizopus microsporus 
 
45o C 
 
Rhizopus oryzae 
 
45o C 
 
Trichophyton concentricum 
 
37o C 
 
Trichophytonmentagrophytes 
 
37o C 
 
Trichophyton schoenleinii 
 
37o C 
 
Trichophyton verrucosum 
 
37o C 
 
Wangiella dermatitidis 
 
42-43o C 
 
 
1.6. RESISTÊNCIA À CICLOHEXIMIDA 
• Permite a separação de fungos contaminantes (sensíveis) e patogênicos 
(normalmente resistentes) 
• Emprega-se o agar mycosel em conjunto com o agar de Sabouraud e incuba-se 
a 25o C 
 
 
FUNGOS RESISTENTES 
 
FUNGOS SENSÍVEIS 
 
Blastomyces dermatitidis 
 
 
Aspergillus fumigatus 
Paracoccidioides brasiliensis 
 
Penicillium spp. 
Histoplasma capsulatum 
 
Scopulariopsis spp. 
Sporothrix schenckii 
 
Paecylomyces spp. 
Coccidioides immitis 
 
Absidia spp. 
Epidermophyton foccosum 
 
Mucos spp. 
Trichophyton spp 
 
Rhizopus spp. 
Microsporum spp. Alterrnaria spp. 
 
 Curvularia spp. 
 
OBS: Dimórficos: fase leveduriforme inibida a 37o C e não a 25o C 
 
 
 
 
 
 
1.7. DEMOSTRAÇÃO DE BALISTOSPOROS 
• Fungos Zygomycetes (Basidiobolus e Conidiobolus) podem ser 
presuntivamente identificados pela produção de balistosporos, que são 
violentamente ejetados para o ambiente 
 
1.8. TESTE DA PERFURAÇÃO DO FIO DE CABELO 
• Utilizado para diferenciar o Trichophyton mentagrophytes do Trichophyton 
rubrum 
• Trichopyton mentagrophytes produz perfurações cônicas no pêlo 
 
1.9. TESTES FISIOLÓGICOS 
• Menor importância no diagnóstico de fungos filamentosos 
 
1.10. HIDRÓLISE DA URÉIA 
• Empregado para diferenciar o Trichophyton mentagrophytes do 
Trichophyton rubrum 
• Trichophyton mentagrophytes é urease-positiva, alterando a coloração do 
meio de amarelo para vermelho 
 
1.11. PROVAS NUTRICIONAIS 
• Utilizado para diferenciar, dentro do gênero Trichophyton, as diversas 
espécies que apresentam diferentes requerimentos de vitaminas e ácidos orgânicos 
 
 
 
 
 
PROVAS NUTRICIONAIS 
 
ESPÉCIES DE TRICHOPHYTON 
 
 
REQUERIMENTO NUTRICIONAL 
(AGARES TRICHOPHYTON) 
 
Trichophyton tonsurans 
Trichophyton violaceum 
 
Tiamina 
Trichophyton verrucosum Tiamina (84%) 
Tiamina e Inositol (16%) 
 
Trichophyton equinum Ácido Nicotínico 
 
Trichopyton megninii Histidina 
 
 
1.12. PROVA DE CRESCIMENTO EM ARROZ 
• Empregado na distinção do Microsporum canis e Microsporum audouinii 
• Microsporum canis cresce, produzindo descoloração amarelada no meio 
 
1.13. PRODUÇÃO DE PIGMENTOS 
• Empregado para separar o Microsporum persicolor do Trichophyton 
mentagrophytes: Microsporum persicolor produz pigmento rosa 
• Empregado para separar o Trichophyton mentagrophytes do Trichophyton 
rubrum: Trichophyton rubrum produz pigmento vinho 
 
 
 
 
 
 
 
2. FUNGOS LEVEDURIFORMES 
 
CRITÉRIO PARA A IDENTIFICAÇÃO DAS LEVEDURAS 
 
 
Aparência e cor da colônia (produção de 
pigmentos) 
 
Tamanho e formato da célula 
 
Presença de cápsula 
 
Produção de hifas e/ou pseudohifas 
 
Habilidade de produzir tubo germinativo 
 
Habilidade de produzir clamidosporos 
 
 
 
 
 
 
 
 
Critérios Morfológicos 
Habilidade de produzir artrosporos 
 
 
Assimilação de carbohidratos 
 
Assimilação de Nitrato 
 
 
 
Critérios Bioquímicos 
Fermentação de Carbohidratos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
QUANDO IDENTIFICAR AS LEVEDURAS ISOLADAS ? 
 
• Cinquenta por cento ou mais de todas as amostras remetidas ao laboratório 
para cultivo contém leveduras. Comumente, estas fazem parte da microbiota e 
não é necessário identificaçá-las 
 
• Menos de dez por cento dos pacientes com cultura positiva para leveduras 
apresentam infecção por esses organismos 
 
• JUSTIFICATIVAS PARA A IDENTIFICAÇÃO 
 
1. Leveduras recuperadas de sítios estéreis, incluindo LCR, sangue. Líquido 
sinovial, abdominal e toráxico devem ser identificados 
 
2. Leveduras obtidas de pacientes seriamente debilitados ou 
imunocomprometidos ou daqueles com fortes suspeitas de infecção micótica 
devem ser identificadas 
 
3. Leveduras obtidas de secreções respiratórias não devem ser identificadas na 
rotina; contudo, deve-se pesquisar a presença de Cryptococcus neoformans 
 
4. Leveduras isoladas em grande quantidade devem ser identificadas 
 
5. Leveduras isoladas de vários espécimens coletados sucessivamente de um 
mesmo sítio anatômico, com exceção das secreções respiratórias, devem ser 
identificadas 
 
6. Leveduras recuperadas simultaneamente de mais de um sítio anatômico 
devem ser identificadas. Se os isolados são da mesma espécie pode-se 
suspeitar de uma infecção disseminada 
 
7. Leveduras diferentes recuperadas de múltiplos espécimens colhidos de um 
mesmo paciente não devem ser identificadas. Normalmente indicam 
contaminação 
 
 
 
 
 
 
2.1. EXAME MACROSCÓPICO 
 
 
 
CULTURAS 
 
 
PRIMÁRIA 
 
SECUNDÁRIA 
 
 
 
Pouco distintivo paras as espécies de 
levedura 
 
 
 
• CRITÉRIOS MACROMORFOLÓGICOS 
 
Textura 
 
Topografia 
 
Bordos 
 
 
 
 
 
Meios Sólidos 
Coloração 
 
 
Meios Líquidos 
(Caldo de Sabouraud) 
 
 
Película 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
• CARACTERÍSTICAS COLONIAIS 
 
 
Úmida / Seca 
Membranosa 
Glabrosa 
Cremosa / Pastosa 
 
 
 
TEXTURA 
Mucóide 
 
Plana 
Rugosa 
 
 
Topografia 
Elevada 
 
Forma 
 
Compacta 
 
Branca 
Creme 
Acinzentada 
Amarelas 
Vermelhas 
 
 
 
 
Coloração 
Alaranjadas 
 
Brilhantes ou Lustrosas Outros Aspectos 
Opacas 
 
 
 
 
 
 
2.2. EXAME MICROSCÓPICO 
 
 
 
 
CULTURAS 
 
 
 
PRIMÁRIA 
 
SECUNDÁRIA 
 
 
Fragmentos de cultura depositados em 
azul de algodão sobre lâmina e 
lamínula. 
 
Luz reduzida para a análise 
micromorfológica 
 
 
2.3. TUBO GERMINATIVO 
• Presuntivo para Candida albicans 
• Produzido em soro humano ou animal ou em clara de ovo a temperatura de 37o 
C em 2-3h 
 
2.4. PRODUÇÃO DE CLAMIDOSPOROS EM AGAR MILHO 
• Presuntiva de Candida albicans 
• Morfologia em agar milho: identificação presuntiva de outras Candidas e 
leveduras (Cryptococcus neoformans, Geotrichum e Trichosporon) 
 
 
ESTRUTURAS MORFOLÓGICAS ENCONTRADAS EM AGAR MILHO 
 
Micélio 
 
Pseudomicélio 
 
Clamidosporos 
 
Blastosporos com diversas disposições 
 
Artrosporos gemulantes / não gemulantes 
 
ORGANISMOS E ESTRUTURAS RELACIONADAS 
 
Candida albicans 
 
 
Clamidosporos 
 
Trichosporon 
 
 
Artrosporos gemulantes 
 
Geotrichum 
 
 
Artrosporos não gemulantes 
 
Rhodotorula 
 
 
Blastosporos sem hifa e pseudohifas 
 
Candida glabrata 
 
 
Blastosporos densamente agrupados 
sem hifas e pseudoihifas 
 
 
Cryptococcus neoformans 
 
Blastopsoros sem hifas e pseudohifas 
 
 
2.5. DEMOSTRAÇÃO DE CÁPSULA 
• Presuntivo para Crytptococcus neoformans 
• Preparações com tinta da china ou nigrosina (coloração de fundo) 
• Cápsulas hialinas são vistas em trono das células gemulantes 
 
2.6. PRODUÇÃO DE BALISTOSPOROS 
• Distinção entre Rhodotorula e Sporobolomyces (leveduras vermelhas) 
• Balistosporos são produzido por Sporobolomyces 
 
 
 
 
2.7. PRODUÇÃO DE ASCOSPOROS 
• Identificação de Saccharomyces e Hansenula que produzem fase sexual em 
cultura 
• Exame microscópico em salina com objetiva de imersão 
• Exame microscópico em colorações para ascosporos 
 
 
ASCOSPOROS: VERMELHOS 
 
 
MÉTODO DE ZIEL-NEELSEN 
CÉLULAS VEGETATIVAS: AZUIS 
 
ASCOS: ROSAS 
ASCOSPOROS: VERDES 
 
 
MÉTODO DE WIRTZ 
BLASTOSPOROS: VERMELHOS2.8. TESTES FISIOLÓGICOS 
Empregado para a identificação específica das leveduras. A maioria não produz 
estruturas morfológicas aproveitáveis para a identificação 
 
• ASSIMILAÇÃO DE CARBOHIDRATOS 
Empregada para determinar a habilidade da levedura em utilizar um carbohidrato 
específico como única fonte de carbono na presença de CO2 
 
• ASSIMILAÇÃO DE NITRATO 
Empregado para determinar a capacidade da levedura em utilizar o nitrato 
inorgânico como única fonte de nitrogênio 
 
 
 
• FERMENTAÇÃO DE CARBOHIDRATOS 
Empregada para deteminar a capacidade da levedura em desdobrar um 
carbohidrato específico, formando CO2 e etanol, na ausência de Oxigênio 
 
• HIDRÓLISE DA URÉIA 
Empregada para determinar a capacidade da levedura em produzir urease para 
hidrolisar a uréia 
 
• TESTE DA FENOL OXIDASE 
Empregada para determinar a capacidade da levedura em produzir fenol-oxidase 
para formar pigmentos melanóides a apartir de orto e para difenóis 
 
• CRESCIMENTO A TEMPERATURA DE 37O C 
Empregada em conjunto com outras provas, pois isoladamente é de valor marginal 
 
• RESISTÊNCIA À CICLOHEXIMIDA 
Utilizada em conjunto com outras provas 
 
 
LEVEDURA SENSÍVEIS 
 
LEVEDURAS RESISTENTES 
 
 
Candida parapsilosis 
 
Candida albicans 
 
Candida krusei 
 
 
Candida tropicalis 
 
 
Candida glabrata 
 
 
Crytptococcus neoformans 
 
 
 
• AGAR CANAVANINA-GLICINA-AZUL DE BROMOTIMOL 
Empregado para determinar as variedades de Cryptococcus neofromans: 
Variedade neoformans 
Veriedade gatti 
 
HISTOPATOLOGIA 
 
 
Coloração 
 
Cor do Fungo 
 
Vantagens 
 
Limitações 
 
 
Hematoxilina & Eosina 
 
 
Rosa a rosa azulado 
 
Mostra a resposta tecidual; cora alguns 
fungos; não mascara a coloração natural 
fúngica; revela o fenômeno de Splendore-
Hoppli 
 
 
Muitos fungos são pobremente corados 
ou não se coram 
 
Gormori-Grocott 
 
 
Marron escuro sobre um fundo 
verde claro 
 
Os fungos são mais prontamente detectados 
 
Mascara a coloração fúngica natural e 
pode encobrir detalhes internos dos 
fungos; a resposta tecidual pode ser 
detectada 
 
 
Ácido Periódico de 
Schiff 
 
 
Rosa avermelhado sobre um 
fundo verde 
 
Os fungos são mais prontamente detectados 
 
Mascara a coloração fúngica natural e 
pode encobrir detalhes internos dos 
fungos; a resposta tecidual pode ser 
estudada; muitos elementos teciduais 
também se coram 
 
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Gridley 
 
 
Vermelho púrpura sobre um 
fundo amarelo 
 
Os fungos são mais prontamente detectados; 
detalhes morfológicos dos fungos são 
visíveis 
 
Mascara a coloração fúngica natural; 
fungos não viáveis no momento da 
fixação tecidual podem não ser corados 
 
 
 
Mucicarmin de Mayer 
 
Cápsula de Cryptococcus 
neoformans vermelha sobre um 
fundo púrpura 
 
Permite a diferenciação do C. neoformans das 
outras leveduras 
 
Não é específica para C. neoformans e 
algumas células podem não se corar; o 
Rhinosporidium seeberi e o Blastomyces 
dermatitidis podem ser corados 
 
 
IMUNODIAGNÓSTICO 
 
 
 
 
 
 
Micoses Sistêmicas 
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Aspergilose 
 
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Blastomicose X X X X X X X X 
Candidíase X X X X X X 
Coccidioidomicose X X X X X X X X 
Criptococose 
 X X X X X 
Histoplasmose X X X X X X X X X 
Paracoccidioidomicose X X X X X X X 
Esporotricose X X X X X X X X