BIOPROSPECÇÃO DE GEOPRÓPOLIS DE Melipona fasciculata SMITH

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO MARANHÃO 
CENTRO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS E DA SAÚDE 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS DA SAÚDE 
 
 
 
 
 
 
JANALLE ROCHA DOS SANTOS 
 
 
BIOPROSPECÇÃO DE GEOPRÓPOLIS DE Melipona fasciculata SMITH 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
São Luís 
2010 
JANALLE ROCHA DOS SANTOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIOPROSPECÇÃO DE GEOPRÓPOLIS DE Melipona fasciculata SMITH 
 
 
 
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
graduação em Ciências da Saúde da 
Universidade Federal do Maranhão (UFMA), 
como parte dos requisitos para a obtenção do 
título de Mestre em Ciências da Saúde. 
 
 
Orientadora: Prof. Dra. Maria Nilce de Sousa 
Ribeiro 
 
Co-orientadora: Prof. Dra. Flávia Maria 
Mendonça do Amaral 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
São Luís 
2010 
A comissão julgadora da Defesa do Trabalho Final de Mestrado em Ciências da 
Saúde, em sessão pública, realizada no dia / / , considerou a candidata 
 
 
( ) APROVADA ( ) REPROVADA 
 
 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
 
 
Profa. Dra. Maria Nilce de Sousa Ribeiro 
Doutora em Química Orgânica 
(Orientadora) 
 
 
 
 
Prof. Dra. Flávia Maria Mendonça do Amaral 
Doutora em Produtos Naturais e Sintéticos Bioativos 
(Co-orientadora) 
 
 
 
 
Profa. Dra. Luce Maria Torres Brandão 
Doutora em Química Orgânica 
(Examinadora) 
 
 
 
 
 
Profa. Dra. Denise Fernandes Coutinho 
Doutora em Produtos Naturais e Sintéticos Bioativos 
(Examinadora) 
 
 
 
 
 
Profa. Dra. Maria do Socorro Cartagenes 
Doutora em Produtos Naturais e Sintéticos Bioativos 
(Examinadora) 
 
 
 
São Luís 
2010 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
À Deus. 
 
 
À minha avó Isaura, minha grande 
companheira, amiga, incentivadora, 
exemplo de vida, de compaixão e 
de amor ao próximo. 
 
Às minhas mães: Ana e Linair, pelo 
imenso amor que sempre me 
dedicaram. 
 
Ao Rodrigo por todo afeto, e por 
acreditar que o amor pode 
sobreviver ao tempo e a distância. 
AGRADECIMENTOS 
 
 
 
 
Em primeiro lugar agradeço a Deus, razão do meu existir, Pai misericordioso, de 
infinita bondade, pelo dom da vida, e por ter permitido que eu realizasse mais um sonho. 
Obrigada Senhor! 
À professora Maria Nilce de Sousa Ribeiro, por ter sido durante esses anos mais 
que uma orientadora, uma grande amiga, que se preocupa, que elogia nas horas certas e 
chama atenção quando necessário, o verdadeiro amigo é aquele capaz de falar a verdade. 
Além disso, é um grande exemplo de superação e determinação a ser seguido. Obrigada 
professora pelos ensinamentos, apoio, paciência, e pela oportunidade! 
Ao Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde da Universidade Federal 
do Maranhão. 
À Capes pela concessão da bolsa de Mestrado. 
À professora Flávia Maria Mendonça do Amaral pela co-orientação. 
À professora Denise Coutinho e Natália Cardoso pela ajuda com a realização do 
ensaio de citotoxicidade. 
Ao professor Lívio Martins Costa Júnior, do Centro de Ciências Agrárias e 
Ambientais/ UEMA, pelo ensaio carrapaticida. 
À professora Cristina Andrade Monteiro, do laboratórios de micologia do Centro 
Universitário do Maranhão (UniCeuma), pela realização dos ensaios antifúngicos. 
Aos companheiros de laboratório: Richard, Mayara, Marisa, Bruno, Natália 
Cardoso, Willanir e Christiane Azevedo pela ajuda com a execução de experimentos, e 
principalmente por sermos uma família, onde um pode contar com o outro em qualquer 
momento, pela maravilhosa convivência e pelo apoio, muito obrigada! 
Aos colegas de turma do mestrado (2008-2010), pela amizade, pelos momentos de 
alegria, e pelos dias de preocupação que passamos juntos, pois pudemos compartilhar alegrias 
e anseios sendo solidários uns com os outros. 
Aos meliponicultores da Baixada maranhense pela doação das amostras de 
geoprópolis. 
À minha avó Isaura, pelo exemplo de vida e de fé em Deus, pelos seus valiosos 
ensinamentos, por agir segundo o evangelho, por me acalmar nos momentos de aflição, por 
ter sido durante toda a minha vida o meu porto-seguro, por toda dedicação e carinho. 
Obrigada vovó! 
Ao meu avô Adonias pelos momentos felizes que me proporciona, pelas 
brincadeiras de infância, pelo carinho a mim dedicado, e por me fazer sentir sempre uma 
criança feliz, por sua alegria de viver. Um velho homem de coração jovem. 
À minha querida mãe Ana, um símbolo de mulher guerreira, que nunca se deixou 
abater pelas dificuldades que a vida lhe impôs, e mesmo nos momentos difíceis me ensinou o 
caminho da verdade e da justiça, e que conquistas são obtidas através de esforço. Por ter 
dedicado toda a sua vida e o seu tempo às suas filhas, pois sempre nos colocou em primeiro 
lugar. 
À minha mãe (n°2), tia Linair, por me mostrar o verdadeiro sentido da vida, pelos 
ensinamentos, compreensão, e por sua generosidade, pelo apoio nas conquistas de cada sonho, 
por proporcionar que eu chegasse até aqui, sem você esta jornada seria impossível. Agradeço 
tamanho amor e dedicação. 
À minha irmã Isabella, por ser irmã e amiga, pelo afeto e compreensão, por 
sempre acreditar em mim, tendo-me como exemplo aumenta a responsabilidade de sempre 
querer fazer melhor, e isto me faz crescer, espero nunca decepcioná-la. Sua determinação e 
coragem na busca de seus objetivos me orgulham e me servem de inspiração. 
À minha irmã Tuane, que tão menina foi submetida a uma batalha extrema após o 
diagnóstico de uma doença incurável, acreditou na vida mesmo quando os médicos 
afirmavam a impossibilidade de sua sobrevivência. Esta foi a maior vitória que já presenciei e 
puder aprender que nada é impossível quando se tem fé. Tua fé nos salvou, obrigada por ter 
acreditado e por estar aqui conosco! 
À minha irmã Danielle, que merece um agradecimento especial, pois tanto me 
apoiou durante a realização deste trabalho, pelas noites que ficava em minha companhia no 
laboratório enquanto realizava processos cromatográficos quase intermináveis, pela sua 
dedicação e zelo, por compartilhar dos momentos importantes da vida, Dani mesmo longe sei 
que torces por mim. Muita obrigada irmã, você foi o melhor presente. 
Ao meu noivo Rodrigo, por ser companheiro e compreensível, por me apoiar em 
todas as decisões, e por ser uma pessoa extremamente íntegra em todas as suas atitudes, só 
tenho a agradecê-lo pela dedicação, e a Deus por tê-lo colocado em minha vida. 
Às minhas madrinhas Maria Helena e Regina, pelo carinho e atenção que sempre 
me dedicaram. 
A todos os meus primos, tios e amigos, pessoas que me apóiam e com as quais me 
sinto mais forte. 
 Enfim a todos que contribuíram direta ou indiretamente para a realização deste 
trabalho. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 “O Senhor é o meu pastor e nada 
 me faltará” 
 
 Salmos22:1 
RESUMO 
 
 
 
Os meliponíneos, abelhas sem ferrão, compreendem um diverso e abundante grupo de abelhas 
sociais, que habitam regiões de clima tropical do planeta, especialmente a América do Sul. No 
Brasil são conhecidas mais de 400 espécies de abelhas nativas, as quais são responsáveis em 
90% pela polinização de vegetais nativos. Melipona fasciculata Smith (tiúba), cultivada há 
séculos no Maranhão pela população indígena, produz mel, cera, pólen e geoprópolis, o qual é 
formado pela coleta de material resinoso das plantas, misturado com cera produzida pelas 
abelhas e terra. O trabalho teve por objetivo realizar bioprospecção (citotóxica, fungicida, 
carrapaticida e antioxidante) do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata, assim como caracterizar e/ou identificar frações bioativas do respectivo extrato. 
Os geoprópolis de tiúba foram coletados em meliponário na localidade de Cauaçu, município 
de Palmeirândia, na Baixada maranhense, em março de 2008. Após análise sensorial o 
material foi submetido à maceração em etanol 70% por 48h em temperatura ambiente, filtrado 
para separação da terra e concentrado em evaporador rotativo, obtendo-se o extrato 
hidrolacoólico de geopropolis (EHAGP). O extrato foi submetido a teste de citotoxicidade 
frente à Artemia salina, teste carrapaticida, utilizando-se larvas de Rhipicephalus microplus, 
teste de atividade antifúngica e antioxidante, pelo método qualitativo (CCD/Revelação com 
DPPH) e quantitativo (método fotocolorimétrico in vitro de seqüestro de radical livre DPPH. 
Do extrato foram determinados por método colorimétrico os teores de flavonóides, polifenóis 
totais e ácidos fenólicos. O EHAGP foi fracionado através de métodos cromatográficos 
monitorados pela atividade antioxidante. Os resultados demonstraram que o extrato 
apresentou citotoxicidade frente à Artemia salina (DL50 = 74,82 µg/mL), ausência de 
atividade carrapaticida e antifúngica, mas com atividade antioxidante (55,73%). Os teores de 
flavonóides, ácidos fenólicos e fenólicos totais do extrato foram respectivamente 1,84%, 
13,08% e 14,92%. O fracionamento cromatográfico do EHAGP monitorado pela ação 
antioxidante permitiu através de diferentes separações cromatográficas obtenção das 
subfrações C318 e C320, com ação antioxidante. A subfração C320 apresentou 0,17% de 
flavonóides, 1,33% de ácidos fenólicos e 1,51% de fenólicos totais, e juntamente com a 
subfração C318 foi analisada por CLAE e CLAE/EM. A análise de CLAE/EM da subfração 
C320 apresentou picos com m/z majoritários, cujo m/z 314,8 permitiu identificar o flavonóide 
kumatakenina, outros m/z como derivados da kumatakenina e outros componentes fenólicos, 
os quais podem estar relacionados com ação antioxidante. Os resultados encontrados 
demonstram um perfil de qualidade de geoprópolis de Melipona fasciculata Smith do 
município de Palmeirândia-MA, e ainda que o dados podem contribuir para composição do 
padrão de qualidade para futura legislação para produtos de abelhas sem ferrão de áreas 
tropicais. 
 
Palavras-chave: Melipona fasciculata. Geoprópolis. Polifenóis. Flavonóides. Atividade 
antioxidante. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
 
 
Meliponines, stingless bees, comprehend a diverse and abundant group of social bees, which 
inhabit tropical whether regions of the planet, especially South America. In Brazil, more than 
400 species of native bees are known, which in 90% of the cases are responsible for the 
pollination of native vegetables. Melipona fasciculata Smith (tiúba), cultivated for centuries 
by the indigenous population of Maranhão, produces honey, beewas, pollen and geopropolis 
(bee glue), which is formed by collecting resinous plant material mixed with the wax 
produced by bees and soil. The study aimed to carry out (cytotoxic, fungicide, acaricidal and 
antioxidant) bioprospecting in hydroalcoholic geopropolis extract of Melipona fasciculata, as 
well as characterizing and/or identifying bioactive fractions of the respective extract. 
Geopropolis samples of Melipona fasciculata were collected in beehives in the municipal 
district of Palmeirândia in the State of Maranhão, in March, 2008. After the sensory analysis 
the sample was submitted to maceration in 70% ethanol for 48 hours at ambient temperature, 
filtered in order to separate soil and concentrated on rotary evaporator, obtaining the 
hydroalcoholic extract geopropolis (EHAGP). The extract was submitted to bioassay of 
toxicity with Artemia salina, acaricide test, using larvae of Rhipicephalus microplus, antifugal 
assay and antioxidant, qualitative method (TLC/DPPH spray) and quantitatively 
(photocolorimetric in vitro method for sequestering free radical DPPH). Concentration of 
flavonoids, total phenols and phenolic acids were determined by colorimetric method. The 
EHAGP was fractionated by chromatographic methods monitored by antioxidant activity. The 
results showed that the extract had cytotoxicity on Artemia salina (LD50= 74,82 µg/mL ),the 
absence of ticks and antifungal activity, but showed antioxidant activity (55,73%). The levels 
of flavonoids, phenolic acids and total phenolics extract were respectively 1.84, 13.08 and 
14.92%. The fractionation of EHAGP monitored by the antioxidant action allowed by 
different chromatographic separations, obtaing the subfractions C318 and C320, with 
antioxidant activity. C320 subfraction showed 0.17% of flavonoids, phenolic acids 1.33% and 
1.51% of total phenolics and along with C318 subfraction was analyzed by HPLC and 
HPLC/MS. HPLC / MS analysis of C320 subfraction showed majority m/z peaks, whose m/z 
314.8 identified the flavonoid kumatakenina, and other m/z as kumatakenina derivatives and 
other phenolic compounds, which may be related to the antioxidant activity of the extract. The 
results demonstrate a quality profile of Melipona fasciculata Smith geopropolis from 
Palmeirândia district, and also that the data may contribute to compose the quality standard of 
a future legislation for products from stingless bees in tropical areas. 
 
Keywords: Melipona fasciculata. Geopropolis. Polyphenols. Flavonoids. Antioxidant 
Activity. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
 p. 
 
 
Figura 1 – 
 
Figura 2 – 
 
Figura 3 – 
Figura 4 – 
Figura 5 – 
 
Figura 6 – 
 
Figura 7 – 
 
Figura 8 – 
 
 
Figura 9 – 
 
 
Figura 10 – 
 
 
Figura 11 – 
Figura 12 – 
Figura 13 – 
Figura 14 – 
Figura 15 – 
 
 
 
 
Quantidade de própolis brasileira (Kg) exportada no período de 2005 a 
2007.................................................................................................................. 
Publicações científicas e patentes sobre própolis depositadas no CAS no 
período de 1872 a 1979..................................................................................... 
Publicações científicas e Patentes sobre própolis no período de 1980 a 1999. 
Distribuição de patentes sobre própolis por área de maior freqüência ............ 
Publicações científicas e Patentes sobre própolis no período de 2000 a 
2008.................................................................................................................. 
Distribuição das patentes brasileiras sobre própolis por área de indexação no 
período de 1995 a 2008..................................................................................... 
Fracionamento cromatográfico (coluna seca-C1) do extrato hidroalocoólico 
de geoprópolis de MeIipona fasciculata (EHAGP).......................................... 
Fracionamento cromatográfico (coluna seca - C2) da Fração A3+4, derivada 
do extrato hidroalcoólicode geoprópolis de Melipona fasciculata 
(EHAGP).......................................................................................................... 
Fracionamento cromatográfico (coluna úmida – C3) da subfração 
C2B+C2C, derivada do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata(EHAGP)......................................................................................... 
Antifungigrama do extrato hidroalcoólico de geoprópolis (EHAGP)frente 
às spécies: A – Candida albicans; B- Candida glabrata, C- Candida 
tropicalis; D: Candida parapsilosis............................................................... 
Cromatograma das subfrações C31 a C324 .................................................... 
Cromatograma da subfração C318 obtido através da técnica CLAE/UV....... 
Cromatograma da subfração C320 obtido através da técnica CLAE/UV....... 
Estrutura química da kumatakenina................................................................ 
Estrutura química de flavonóide derivado da kumatakenina ......................... 
 
22 
 
 23 
25 
25 
 
26 
 
27 
 
36 
 
 
37 
 
 
38 
 
 
45 
49 
50 
50 
51 
51 
LISTA DE TABELAS 
 
 p. 
 
 
Tabela 1 – 
Tabela 2 – 
 
Tabela 3 – 
 
Tabela 4 – 
 
Tabela 5 – 
 
Tabela 6 – 
 
 
Tabela 7 – 
 
 
Tabela 8 – 
 
 
Tabela 9 – 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Nomenclatura das subfrações derivadas de C3 antes e após as uniões........... 
Local de coleta, peso e características sensoriais de geoprópolis de 
Melipona fasciculata GP “in natura”............................................................. 
Rendimento extrativo, caraterísticas sensoriais e perfil químico do extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP)................ 
Índice de letalidade de Artemia salina quando submetidas ao extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP)................ 
Eficácia do teste de sensibilidade larvar em papel impregnado com extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP)............... 
Atividade antioxidante (%)* do extrato hidroalcólico da geopropólis de 
Melipona fasciculata (EHAGP), pelo método de sequestro do radical livre 
estável DPPH................................................................................................... 
Valores percentuais de ácidos fenólicos, flavonóides e fenólicos totais do extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP)................ 
Valores dos conteúdos de fenólicos totais, flavonóides e ácidos fenólicos 
Valores dos conteúdos de fenólicos totais, flavonóides, ácidos fenólicos e 
atividade antioxidante do extrato hidroalcólico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata (EHAGP)...................................................................................... 
Valores dos conteúdos de fenólicos totais, flavonóides e ácidos fenólicos 
da subfração C320 derivada do extrato hidroalcólico de geoprópolis de 
Melipona fasciculata EHAGP......................................................................... 
 
38 
 
 40 
 
41 
 
 43 
 
 44 
 
 
 46 
 
47 
 
 
 
47 
 
 
49 
 
 
 
SUMÁRIO 
p. 
 
1 
1.1 
1.2 
1.3 
2 
2.1 
2.2 
3 
3.1 
3.2 
3.3 
3.3.1 
 
3.4 
 
3.4.1 
 
3.4.2 
3.4.2.1 
3.4.2.2 
3.4.3 
3.4.3.1 
3.4.3.2 
3.4.3.3 
3.4.4 
3.4.4.1 
3.4.4.2 
3.4.5 
3.4.6 
 
 
INTRODUÇÃO............................................................................................... 
Própolis e geoprópolis ..................................................................................... 
Panorama Atual sobre Mercado e Comercialização de Própolis...................... 
Publicações científicas e patentes sobre própolis............................................. 
OBJETIVOS .................................................................................................. 
Objetivo geral .................................................................................................. 
Objetivos específicos ....................................................................................... 
MATERIAL E MÉTODOS .......................................................................... 
Coleta e acondicionamento de geoprópolis ..................................................... 
Análise sensorial de geoprópolis in natura ..................................................... 
Obtenção do extrato hidroalcoólicos................................................................ 
Análise sensorial do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata (EHAGP) ....................................................................................... 
Biosprospecção do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata (EHAGP) ....................................................................................... 
Avaliação da citoxicidade do extrato hidroalcoólico de geoprópolis 
(EHAGP)...............................................................................................
........... 
Atividade carrapaticida .................................................................................... 
Obtenção dos carrapatos .................................................................................. 
Teste de sensibilidade larvar ............................................................................ 
Atividade antifúngica ....................................................................................... 
Microorganismos ............................................................................................. 
Padronização do inoculo .................................................................................. 
Teste de verificação da atividade antifúngica do extrato ................................. 
Atividade antioxidante ..................................................................................... 
Analise qualitativa via CCD/ borrifação com DDPH ...................................... 
Análise quantitativa ......................................................................................... 
Abordagem química do extrato hidroalcoólico de geoprópolis (EHAGP)....... 
Determinação da concentração total de flavonóides do extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis (EHAGP) e da subfração C320 ....................... 
 14 
14 
19 
23 
 28 
28 
28 
29 
29 
29 
29 
 
30 
 
30 
 
30 
30 
30 
31 
31 
31 
32 
32 
33 
33 
33 
 34 
 
 34 
ranielha
Realce
ranielha
Realce
ranielha
Realce
3.4.7 
 
3.4.8 
 
3.4.9 
 
3.4.9.1 
3.4.9.2 
3.4.9.3 
3.4.10 
3.4.10.1 
3.4.10.2 
 
4 
5 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinação da concentração de polifenóis totais do extrato hidroalcoólico 
de geoprópolis (EHAGP) e da subfração C320 ................................................ 
Determinação da concentração de ácidos fenólicos do extrato hidroalcoólico 
de geoprópolis (EHAGP) e da subfração C320 ................................................ 
Fracionamento biomonitorado e purificação das frações e de constituintes 
químicos do extrato hidroalcoólico de geoprópolis (EHAGP)......................... 
Cromatografia em coluna seca ......................................................................... 
Cromatografia em camada delgada ................................................................. 
Cromatografiaem coluna úmida ..................................................................... 
Análise por CLAE e CLAE-EM ...................................................................... 
Cromatografia líquida de alta eficiência em fase reversa (CLAE-FR)............. 
Cromatografia líquida de alta eficiência em fase reversa acoplada a 
espectômetro de massa (CLAE-EM)................................................................ 
RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................... 
CONCLUSÃO ................................................................................................ 
REFERÊNCIAS ............................................................................................. 
ANEXO ........................................................................................................... 
 
 
 
 
 
35 
 
35 
 
35 
35 
37 
37 
39 
39 
 
39 
 40 
53 
54 
70 
 
 
 
 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
1.1 Própolis e Geoprópolis 
 
 
As abelhas são insetos sociais, que surgiram há mais de 40 milhões de anos, 
juntamente com o desenvolvimento das flores. São dentre os insetos, os polinizadores mais 
eficientes devido a sua consistência e fidelidade à coleta, além disso, possuem 
reconhecimento de cor e memória de odor, possibilitando assim a perpetuação de espécies 
vegetais através da polinização (APICULTURA, 2004). 
Segundo a classificação de Silveira et al. (2002), as abelhas sociais pertencem à 
família Apidae, e encontram-se divididas em duas subfamílias: Meliponinae, conhecidas 
como abelhas indígenas sem ferrão, que são amplamente distribuídas em regiões de clima 
tropical e Apinae, tendo Apis mellifera L. como a espécie mais conhecida e estudada. 
Dentre os produtos originados pelas abelhas, tais como mel, geléia real, pólen, 
própolis, geoprópolis entre outros, a própolis vem merecendo especial atenção, devido às suas 
propriedades terapêuticas diversificas (GHISALBERTH, 1979; BURDOCK, 1998). Própolis 
é uma resina de coloração e consistência variada produzida pelas abelhas, a partir da mistura 
de substâncias coletadas de diferentes partes das plantas, como brotos, botões florais e 
exsudados resinosos, com as secreções produzidas em seu organismo. É utilizada para fechar 
pequenas frestas da colméia, protegê-la contra a invasão de insetos, microorganismos e 
embalsamar insetos mortos (GHISALBERTI, 1979; SALATINO et al., 2005). 
O uso de extratos de própolis na medicina popular data de 300 a.C. (DA SILVA et 
al., 2006). Os egípcios conheciam as propriedades anti-putrefativas da própolis e empregavam 
para embalsamar cadáveres. Além disso, foi reconhecida por suas propriedades medicinais 
por médicos gregos e romanos como Aristóteles, Dioscorides, Plínio e Galeno (CASTALDO; 
CAPASSO, 2002). Na África do Sul, na guerra ao final do século XIX, foi amplamente 
utilizada devido às suas propriedades cicatrizantes e na segunda guerra mundial foi 
empregada em várias clínicas soviéticas (PEREIRA et al., 2002). 
No Brasil, o interesse pela própolis aconteceu somente na década de 80 com o 
trabalho pioneiro de Ernesto Ulrich Breyer, demonstrando em seu livro, “Abelhas e saúde”, as 
propriedades terapêuticas da própolis e sua utilização como antibiótico natural (LIMA, 2006). 
 Estudos têm demonstrado diversas atividades biológicas de própolis, tais como antibacteriana 
(BURDOCK, 1998; KUJUMGIEV et al., 1999; MANTOVANI et al., 2008; CABRAL et al., 
2009; LIBERIO et al., 2009), antiinflamatória (ORSI et al., 2000; KOSALEC et al., 2005), 
antifúngica (KUJUMGIEV et al., 1999; ; SFORCIN et al., 2001; OLIVEIRA et al., 2006; 
KALOGEROPOULOS et al., 2009) antioxidante (KUMAZAWA et al., 2000; DA SILVA et 
al., 2006; CABRAL et al., 2009), entre outras. 
A atividade farmacológica da própolis está diretamente relacionada à sua 
composição química, onde já foram identificados mais de 300 compostos incluindo 
flavonóides, ácidos aromáticos e ésteres, aldeídos e cetonas, terpenóides, fenilpropanóides, 
esteróides, aminoácidos, polissacarídeos, hidrocarbonetos, ácidos graxos, dentre outros 
compostos (ROCHA et al., 2003; OZKUL et al., 2004; HU et al., 2005; HAYACIBARA et 
al., 2005). Sendo também relatada a presença de constituintes inorgânicos tais como o cobre, 
manganês, ferro, cálcio, alumínio, vanádio e silício (MARCUCCI, 1996). 
A composição química deste produto é bastante complexa e variada, estando 
intimamente relacionada com a ecologia da flora de cada região visitada pelas abelhas 
(MARCUCCI; BANKOVA, 1999; PARK et al., 2002) e com o período de coleta da resina 
(ROCHA et al., 2003). Além disso, a variabilidade genética das abelhas rainhas também 
influencia na composição química (PARK et al., 1998). 
O conhecimento sobre a origem geográfica e, principalmente, a origem vegetal, 
aliada à fenologia da planta hospedeira, se faz importante no controle de qualidade e até 
mesmo na padronização das amostras de própolis para uma efetiva aplicação terapêutica 
(GUZMÁN, 2005). 
Na Europa, América do Norte e Oeste da Ásia, a fonte dominante de própolis é o 
exsudado do botão de álamo, Populus sp (MARKHAM et al., 1996; WOLLENWEBER; 
BUCHMANN, 1997), desta maneira uma menor variação da composição química é observada 
nestas regiões (temperadas), onde seus principais compostos bioativos são os compostos 
fenólicos, em especial os flavonóides (KOENING, 1985; BURDOCK, 1998; BANKOVA, 
2005). 
Entretanto, na América do Sul a espécie vegetal do gênero Populus não é nativa, 
existindo uma grande diversidade vegetal para a retirada de resina, o que dificulta a correlação 
da própolis com a fonte produtora. 
 Desta maneira a amplitudade das atividades biológicas da própolis é maior em 
áreas tropicais do planeta, refletindo a diversidade vegetal destas regiões. Assim, as própolis 
brasileiras de Apis mellifera puderam ser agrupadas em 12 grupos distintos, de acordo com a 
composição química e atividades biológicas (PARK et al., 2004; CABRAL, et al., 2009). 
ranielha
Realce
ranielha
Realce
Atualmente um novo tipo de própolis de Apis mellifera proveniente de colméias 
encontradas ao longo das praias e dos rios do nordeste do Brasil, teve sua origem botânica 
identificada como uma espécie de leguminosa, Dalbergia ecastophyllum. Esta própolis, 
denominada de "própolis vermelha" por causa da sua coloração vermelha intensa, foi 
classificada como o 13º tipo de própolis brasileira, não se enquadrando nos 12 tipos 
previamente classificados, e tem demonstrado várias atividades biológicas em ensaios in vitro, 
com destaque para atividade antibacteriana (DAUGSCH, 2007; ALENCAR et al., 2007; 
CABRAL et al., 2009). 
Própolis contém substâncias de alta atividade antioxidante como flavonóides e 
outros compostos fenólicos (BURDA- OLESZEK, 2001). Artepillina C, composto da classe 
dos fenólicos é o principal componente da própolis verde de Apis mellifera, cuja origem 
botânica é Baccharis dracunculifolia, e possui uma habilidade muito grande de sequestrar 
radicais livres (PAREDES-GUZMAN et al., 2003; SHIMIZU et al., 2004). 
 Outras espécies de abelha produzem própolis, entre elas os meliponíneos, abelhas 
sem ferrão, que compreendem um diverso e abundante grupo de abelhas sociais, habitam 
regiões de clima tropical do planeta, especialmente a América do Sul. No Brasil são 
conhecidas mais de 400 espécies de abelhas nativas, as quais são responsáveis em 90% pela 
polinização de vegetais nativos (KERR, 1987; BIESMEIJER et al., 1997). 
Estas abelhas além de serem fundamentais na polinização da flora nativa, 
produzem mel, polén, própolis e geoprópolis, o qual é formado pela coleta de material 
resinoso das plantas, misturado com cera produzida pelas abelhas e terra (KERR, 1987; 
CASTALDO; CAPASSO, 2002). 
Geoprópolis e produtos oriundos deste são usados popularmente paratratar 
fraqueza, hemorróidas, gastrites, tosses e promover cicatrização (KERR, 1987). 
Os estudos científicos de produtos meliponículas são escassos quando 
comparados aos dados de produtos de abelhas com ferrão, principalmente de própolis de Apis 
mellifera (GHISALBERTH, 1979; KERR, 1987; BANKOVA; POPOVA, 2007). No entanto, 
nos últimos anos tem ocorrido maior interesse por pesquisas com produtos de abelhas sem 
ferrão, tanto em relação à sua composição química, como atividade biológica. 
Compostos fenólicos de geoprópolis de cinco espécies de abelhas da Venezuela 
foram descritos por Tomas-Barberan et al. (1993), onde predominam substâncias do tipo 
benzofenonas preniladas. 
Bankova et al. (1998), descrevem a constituição química de geoprópolis brasileiro 
(estados do Piauí e Paraná) de três diferentes abelhas espalhadas no Brasil, Melipona 
compressipes, Melipona quadrifasciata anthidioides e Tetragona clavipes, onde identificaram 
mais de cinqüenta compostos, das classes dos ácidos graxos, ácidos aromáticos, flavonóides, 
diterpenos e triterpenos. 
Nogueira et al. (2004a), demonstraram as características organolépticas, assim 
como a presença de flavonóides, terpenos e saponinas em geoprópolis de tiúba, cultivadas em 
municípios do Estado do Maranhão. 
 Dualibe (2004) e Dualibe et al. (2007) em trabalhos experimentais com o 
bochecho da solução do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de tiúba, diminuíram em 48,5% 
o número de colônias de Streptococcus mutans, na saliva de pacientes, atuando como auxiliar 
no tratamento e na prevenção da cárie. 
 Maciel (2005) utilizando extrato hidroalcoólico de geoprópolis observou 
atividade antimicrobiana in vitro contra patógenos orais, permitindo o uso do extrato de 
geoprópolis como métodos auxiliares no tratamento das doenças periodontais. 
As própolis de abelhas sem ferrão, Tetragonisca angustula, Nannotrigona 
testaceicornis, Scaptotrigona sp., Partamona, Melipona sp, mostraram-se altamente eficazes 
contra Staphylococcus aureus e Escherichia coli (FERNANDES JR et al., 2001; MIORIN et 
al., 2003). 
 De acordo com Velikova et al. (2000a) a própolis da abelha Melipona 
quadrifasciata apresenta atividade moderada contra Staphylococcus aureus. 
Farnesi (2007) verificou atividade antifúngica (Tricophyton rubrum) de própolis 
de três espécies de abelhas sem ferrão, Melipona quadrifasciata, Melipona fasciculata e 
Scaptotrigona sp, duas destas coletadas no estado do Maranhão, além disso a própolis de 
Melipona quadrifasciata demonstrou atividade antibacteriana (Micrococcus luteus, 
Staphylococcus aureus, Pseudomonas aureginosa). 
Gomes et al. (2003) e Gomes (2005) demonstraram em camundongos as 
atividades analgésica, antiinflamatória e antiendematogênica do extrato hidroalcoólico de 
geoprópolis da Melipona fasciculata Smith (tiúba). 
Nogueira et al. (2004a), Costa et al. (2004) e Machado (2008) demonstraram as 
atividades biológicas (analgésica e antiinflamatória) assim como características físicas e 
físico-químicas de extratos de geoprópolis de tiúba no município de Arari – MA. 
 Extratos hidroalcoólicos de geoprópolis de Melipona fasciculata da região da 
Baixada Maranhense tem cheiro, odor e sabor característicos, são ricos em substâncias 
químicas das classes dos compostos fenólicos (ácidos fenólicos e flavonóides) e triterpenos, 
segundo Nogueira et al. (2004b) e Dutra (2006). 
Adelmann (2005) verificou maior concentração de compostos fenólicos e maior 
atividade antioxidante em própolis oriundas de Apis mellifera em relação às própolis de 
meliponíneos. 
Dutra (2006) e Dutra et al. (2008) analisaram extratos hidroalcoólicos de 
geoprópolis de Melipona fasciculata, de três regiões geográficas do Maranhão, encontraram 
predominância de substâncias das classes dos compostos fenólicos e triterpenos. Os teores de 
fenóis e flavonóides encontrados estão acima do mínimo exigido pela legislação brasileira 
para a própolis de Apis mellifera produzidas no Brasil. Os perfis cromatográficos dos extratos 
indicaram composição e concentração química diferentes entre as amostras, sugerindo que as 
vegetações visitadas pelas abelhas são diferentes. 
Dutra et al. (2007) e Catanhede (2008) demonstraram concentração de polifenóis 
e flavonóides e citotoxicidade de geopropólis de Melipona fasciculata da região da Baixada 
maranhense e Cerrado maranhense. 
Própolis de Tetragonisca angustula (jataí), abelha sem ferrão, coletados no 
nordeste e sudeste brasileiro, foram analisados por EM/ESI (espectrometria de massas com 
ionização por eletospray) , e demonstraram constância na composição química de própolis, 
diferentemente da própolis de Apis melifera, cuja composição química é altamente 
dependente da região geográfica. Os dados sugerem que a abelha jataí utilize como fonte 
vegetal a espécie Sehinus terebenthifolius, planta encontrada em todo o Brasil (SAWAYA et 
al., 2006). 
Araújo (2007) e Assunção (2008) demonstraram atividade antitumoral de extratos 
hidroalcoólicos de própolis e geoprópolis de abelhas sem ferrão, Scaptotrigona sp e 
Melipona fasciculata, cultivadas no Maranhão. 
Araújo (2009) verificou que o extrato hidroalcóolico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata apresentou baixa toxicidade em camundongos submetidos a tratamento oral com 
doses elevadas, porém induziu toxicidade hepática em tratamento subcrônico. 
Farias (2009) avaliou o efeito do tratamento com extrato hidroalcoólico (EH) de 
própolis de Scaptotrigona aff postica (tubi) na inflamação de vias aéreas em modelo murino 
de asma experimental, verificando reversão completa da patologia. 
Própolis de Scaptotrigona sp cultivada no Maranhão, S. depilis e S. bipunctata, 
cultivadas em São Paulo, mensalmente coletadas no período de um ano, demonstraram 
atividade antioxidante com DE50 de 43 µg/mL a 100 µg/mL, assim como essa variação é 
dependente da espécie de abelha, área geográfica e espécies vegetais visitadas pelas abelhas 
(SAWAYA et al., 2009). 
Azevedo (2009) detectou alto teor de compostos polifenólicos em geoprópolis de 
Melipona fasciculata da Baixada maranhense, e correlacionou com elevada capacidade 
antioxidante. 
 Os efeitos terapêuticos da própolis e geoprópolis de abelhas sem ferrão têm sido 
atribuídos às diversas classes de polifenóis, diterpenos e triterpenos, que as compõem 
(BANKOVA; POPOVA, 2007; NOGUEIRA, 2008). Estando relacionados com a localização 
geográfica e flora visitada pelas abelhas. 
A Amazônia é a detentora da maior diversidade de meliponíneos, em especial as 
do gênero Melipona (SILVEIRA et al., 2002). No estado do Maranhão Melipona fasciculata 
já vem sendo cultivada há séculos pela população indígena para a produção de mel, sendo 
também produtora de geoprópolis. 
O governo do estado do Maranhão, nos últimos anos inseriu a apicultura e a 
meliponicultura dentro dos arranjos produtivos como áreas estratégicas, para desenvolver e 
alavancar a agricultura familiar do estado (Programa de Desenvolvimento da Apicultura do 
Estado do Maranhão – BNB, 2001). Essas atividades são consideradas, hoje, uma das grandes 
opções para a região nordestina, especialmente para a Baixada maranhense, por sua 
localização geográfica, possuindo vários ecossistemas, por explorar o potencial nativo da 
flora, e por gerar trabalho e renda ao homem do campo. 
A Baixada maranhense localiza-se na porção noroeste do estado do Maranhão, 
abrangendo extensas áreas sujeitas a inundações periódicas, caracterizando-se pela transição 
entre os climas úmidos da Amazônia e semi-árido do noroeste, com grandes precipitações nos 
meses de janeiro a maio, e estiagem de julho a dezembro (BRASIL, 1973). A região é 
formada pela tensão ecológica ente as formações de cocais ao sul, cerrado a leste, floresta 
amazônica a oeste, e sistemas marinhos ao norte (BRASIL, 1984). 
 
 
1.2 Panorama Atual sobre Mercado e Comercializaçãode Própolis 
 
 
O mercado de produtos de abelhas está avaliado em mais de US$ 360 milhões 
anuais, com expectativas demonstradas em pesquisas, podendo crescer para cerca de US$ 1 
bilhão/ ano (O MERCADO, 2008). 
Em todo o mundo tem crescido o interesse por produtos naturais de abelhas de 
alta qualidade (SEBRAE, 2008), entre estes produtos incluí-se a própolis, que é utilizada em 
diversos países para finalidades variadas (alimentícia, cosmética, farmacológica, entre outras). 
Entre os problemas tratados com própolis incluem mau hálito (halitose), eczema, infecções na 
garganta, abcessos, inflamações, úlceras e infecções urinárias (PEREIRA et al., 2002). 
O consumo de própolis no mundo é estimado em cerca de 700-800 toneladas/ano 
(DA SILVA et al., 2006), sendo os maiores produtores China, Brasil, Estados Unidos, 
Austrália e Uruguai, segundo SEBRAE (2008), contudo dados apontam o Brasil como o 
terceiro produtor mundial, sendo superado pela China e Rússia respectivamente (BNDES, 
2007; NUNES et al., 2008). Nota-se a falta de estatísticas oficiais sobre o volume de própolis 
produzido anualmente no Brasil, o que é exportado e o que é consumido pelo mercado 
interno. Existem apenas avaliações de produtores e exportadores que situam a produção 
brasileira entre 49 e 150 toneladas anuais (LUSTOSA et al., 2008). 
No mercado interno, o preço da própolis situa-se entre R$ 20-100,00/kg com 
média de R$ 50,00/kg dependendo da origem e da qualidade do produto, sendo sua demanda 
embasada em suas propriedades cosméticas e terapêuticas. O Japão é o principal mercado 
importador da própolis brasileira, absorvendo cerca de 80% da produção (EMBRAPA, 2009). 
O que se tem verificado é que o baixo volume e a falta de cuidado na coleta e no 
acondicionamento têm feito com que própolis brasileira de algumas regiões tenham o seu 
preço reduzido quando da prospecção de negócios. Tais problemas podem ser mitigados com 
a difusão de tecnologias de coleta e pela concentração em entrepostos de cooperativas e 
associações (NETO; NETO, 2005). 
Atualmente, a própolis é usada como um remédio popular e está disponível na 
forma de cápsulas, como extrato (hidroalcoólico ou glicólico), como enxaguatório bucal, na 
forma de pó, entre outras (CASTALDO; CAPASSO, 2002; SOARES et al., 2006). Também é 
empregada em cosméticos e na indústria alimentícia na forma de alimentos funcionais 
(SFORCIN et al., 2000; ALENCAR et al., 2005; LUSTOSA et al., 2008). 
No Brasil, a maioria dos produtos comercializados à base de própolis é oriunda de 
própolis de abelhas africanizadas, notadamente de Apis mellifera, e possui registro no 
Ministério da Agricultura (baseados na Instrução Normativa nº 3 de 19/01/2001), devendo 
assim ser rotulada de acordo com suas propriedades nutricionais. 
Devido à demanda pelo registro de produtos com indicações terapêuticas 
contendo, como substância ativa a própolis ou produtos associados, a Agência Nacional de 
Vigilância Sanitária (ANVISA) classificou os produtos contendo própolis como 
medicamentos opoterápicos. Estes são medicamentos de origem animal à base de vitaminas 
e/ou minerais e/ou aminoácidos, isoladas ou associadas entre si, com pelo menos um dos 
componentes acima dos limites nutricionais estabelecidos pela Portaria n° 33 (BRASIL, 
1998), posteriormente revogada pela Resolução RDC nº. 269 (BRASIL, 2005; NUNES et al., 
2008). 
 No Brasil já foram classificadas 13 tipos distintos de própolis de Apis mellifera, 
com destaque comercial para a própolis verde (PARK et al., 2002; PARKK et al., 2004; 
DAUGSCH, 2007). 
Os estados de São Paulo e Minas Gerais são produtores de própolis verde, 
conhecida internacionalmente como green propolis, rica em derivados prenilados do ácido 
cumárico (BANKOVA; MARCUCCI, 1999), cuja a principal fonte vegetal utilizada pela 
abelha Apis mellifera é a espécie Baccharis dracunculifolia D.C. (alecrim do campo). Esta 
própolis devido à sua coloração característica, origem botânica e propriedades 
farmacológicas, desperta grande interesse no mercado externo em relação a outros tipos de 
própolis brasileiras. 
O Japão é o principal importador de própolis verde, sendo amplamente consumida 
neste país como suplemento alimentar e na profilaxia de doenças. 
Dados da Federação de Apicultores de Minas Gerais revelam que a própolis 
produzida no Estado é considerada a melhor do mundo no mercado japonês, onde o 
quilograma do produto saltou de US$ 5.00 para US$ 200.00 nos últimos anos (PEREIRA et 
al., 2002). 
A própolis de alecrim-do-campo constitui, portanto, um produto tipicamente 
brasileiro e, devido ao fato de ser altamente eficaz no combate a uma série de microrganismos 
(BASTOS, 2001; PARK et al., 2000; MARCUCCI et al., 2001; PEREIRA et al., 2002; 
FERRONATTO et al., 2007; LONGHINI et al., 2007; PACKER; LUZ, 2007; SIMÕES et al., 
2008), é altamente valorizada no mercado internacional, sendo que, somente no Japão, 
movimenta um mercado da ordem de setecentos milhões de dólares ao ano (NASCIMENTO, 
2005; NASCIMENTO et al., 2008). 
Como pode ser visualizado na Figura 1, em 2005 o Brasil exportou 264 kg de 
própolis faturando com isso 30.454,00 dólares, destes US$ 30,242.00 foram obtidos com 
exportações para o Japão, o produto obteve neste ano cotação máxima de US$ 116.68/ Kg, 
sendo o estado de São Paulo responsável por toda a exportação contabilizada neste ano 
(SEBRAE, 2007). 
Em 2006 este valor saltou para US$ 88,980.00 (exportação de 5.650,0 kg de 
própolis), correspondendo o Japão a 55,40% deste montante (SEBRAE, 2007), no entanto 
neste ano própolis obteve sua menor cotação (US$ 15.75/ Kg). Isto ocorreu em função da 
origem e do tipo de própolis, pois neste ano o maior exportador foi o estado do Piauí (5.000 
Kg) que arrecadou US$ 36,250.00, já o estado de São Paulo exportou apenas 509 kg, e obteve 
lucro maior que o Piauí faturando US$ 49,298.00, desta forma a própolis piauiense foi 
comercializada a US$ 7.25/kg enquanto a paulista a US$ 96.85/ Kg. 
Em 2007 houve diminuição da exportação de própolis, e o lucro caiu 57,28% em 
relação a 2006, arrecandando o Brasil US$ 38,020.00. 
 
 
 Anos 
 Figura1: Quantidade de própolis brasileira (Kg) exportada no período de 2005 a 2007. 
 
 A própolis brasileira tem características organolépticas peculiares, baixo teor de 
metais pesados, além de diversas propriedades farmacológicas, justificando o interesse 
japonês neste produto (PEREIRA et al., 2002). 
Todos os estados brasileiros praticam a criação de abelhas de forma racional, em 
maior ou menor proporção, dada à expansão do número de enxames nativos e de apiários, 
apoiada na grande quantidade e variedade da flora apícola brasileira. Soma-se a esse processo, 
o aparecimento de diversas empresas especializadas na venda de insumos e acessórios para 
criação de abelhas, além da criação de diversas linhas de pesquisa sobre o tema em seus 
vários centros de pesquisa espalhados pelo país (NUNES et al., 2008). 
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
2005 2006 2007
 
Qu
a
n
tid
a
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de
 
pr
óp
o
lis
 
(K
g)
Devido à diversidade de propriedades farmacológicas e uso nas indústrias de 
cosméticos, alimentícia, entre outras, aliada a grande aceitação no mercado, além da 
divulgação de inúmeros estudos científicos sobre a própolis, tem-se verificado o aumento do 
número de pedidos de patentes de própolis, fenômeno este que tem ocorrido em todos os 
continentes, merecendo especial atenção os países asiáticos, que possuem a maioria das 
patentes. 
 
 
1.3 Publicações científicas e patentes sobre própolis 
 
 
Em levantamento bibliográfico realizado no Chemical Abstracts (CAS) até o ano 
de 2008, já foram indexadas 3958 publicações científicas sobre própolis.A primeira 
publicação e primeira patente datam de 1872 (US 129204), trata-se de um trabalho americano 
que relata uma mistura contendo cera de abelhas e própolis, utilizada para melhorar 
fabricação de recipientes de madeira utilizados para armazenamento de ácidos 
(ARCHDEACON, 1872). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Até 1979 havia apenas 36 patentes e 249 publicações registradas no CAS, sendo 
82 destas pertencentes a grupos de pesquisas da Rússia (Figura 2). A Romênia até então 
 
 Países 
 
Figura 2: Publicações científicas e patentes sobre própolis depositadas no CAS no 
período de 1872 a 1979. 
Legenda: 1= Rússia; 2= Impossível avaliar; 3= EUA; 4= Alemanha; 5= Romênia; 6= França; 
7=Ucrânia; 8= Polônia; 9= Bulgária; 10= Dinamarca; 11= Tchecoslováquia 
 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
Publicações
Patentes
 
N
º
de
 
pu
bl
ic
a
çõ
es
 
e 
pa
te
n
te
s
liderava o ranking com 11 patentes seguida da Rússia com 8. Percebe-se o domínio dos países 
europeus na pesquisas com própolis até então. 
Nas décadas de 80 e 90 ocorreu um grande aumento no interesse global pela 
própolis, sendo registrados no CAS 1133 trabalhos científicos e um total de 482 patentes. 
Pereira et al. (2002) relataram um comportamento de crescimento quase exponencial do 
número total de publicações sobre própolis, observando-se um aumento substancial nas 
décadas de 80 e 90. Neste contexto surgem os países asiáticos, sendo o Japão o maior 
representante, que publicou seu primeiro trabalho em 1985, bem como sua primeira patente 
(uma solução à base de própolis com atividade antibacteriana), e em menos de 20 anos, já 
havia se tornado o segundo país em número de publicações, perdendo apenas para a Rússia 
(205 publicações) e o primeiro em posses de patentes (30%), como pode ser visualizado na 
Figura 3. 
Com o início do domínio Asiático ocorre também mudanças na forma de 
divulgação dos trabalhos, até 1979 dava-se principalmente sobre a forma de artigos e as 
patentes não chegavam a 15% total de publicações, já nos anos 80 e 90 passaram a representar 
mais de 42%. 
Há alguns anos a literatura científica já vinha relatando as propriedades biológicas 
da própolis tais como: antibacteriana (LINDENFELSER, 1967; VALDEZ et al., 1989), 
antiprotozoária (SCHELLER et al., 1977), antiinflamatória (GHISALBERTH, 1979), 
citotóxica (BAN et al., 1983), antifúngica (VALDES et al., 1987), antiviral (AMOROS et al., 
1992), entre outras. Justificando-se assim o grande interesse de pesquisas com própolis, com 
isso esse produto natural despertou o interesse mundial e ganhou grande valor de mercado, 
onde segundo Pereira et al. (2002) um frasco de extrato alcoólico que era vendido no Brasil 
por cerca de 5 a 10 reais chegou a custar 150 dólares em Tóquio. 
 Figura 3: Publicações científicas 
 Legenda: 1= Rússia; 2= Japão; 3= China; 4= Romênia; 5= Alemanha; 6= França; 7= Polônia; 8= 
 Hungria; 9= Coréia; 10= Brasil
 
Na Europa a própolis é considerada como
países como Japão ou Estados Unidos, é classificada como aditivo alimentar de baixa 
restrição (GREENAWAY 
al., 2000), isso pode explicar o fato de a maioria das patentes 
alimentos ou química de alimentos, diferentemente dos países europeus e do Brasil, onde a 
maioria das patentes relaciona
principais áreas relacionadas à patentes de p
 
Figura 4: Distribuição de patentes sobre própolis por área de maior freqüência.
Legenda: 1= China; 2= Japão; 3= Rússia; 4= Coréia; 5= Romênia; 6= Alemanha; 7= Brasil
0
50
100
150
200
250
1 2
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
1 2
 
N
º
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ár
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 Países 
científicas e Patentes sobre própolis no período de 1980 a
: 1= Rússia; 2= Japão; 3= China; 4= Romênia; 5= Alemanha; 6= França; 7= Polônia; 8= 
Hungria; 9= Coréia; 10= Brasil 
Na Europa a própolis é considerada como um produto medicinal e em outros 
países como Japão ou Estados Unidos, é classificada como aditivo alimentar de baixa 
restrição (GREENAWAY et., 1991; MARCUCCI, 1995; BURDOCK, 1998;
, 2000), isso pode explicar o fato de a maioria das patentes japonesas serem relacionadas a 
alimentos ou química de alimentos, diferentemente dos países europeus e do Brasil, onde a 
maioria das patentes relaciona–se com a aplicação farmacêutica. A Figura 4 demonstra as 3 
principais áreas relacionadas à patentes de própolis e seus respectivos países detentores.
 Países 
de patentes sobre própolis por área de maior freqüência.
: 1= China; 2= Japão; 3= Rússia; 4= Coréia; 5= Romênia; 6= Alemanha; 7= Brasil
3 4 5 6 7
3 4 5 6 7
 
e Patentes sobre própolis no período de 1980 a 1999. 
: 1= Rússia; 2= Japão; 3= China; 4= Romênia; 5= Alemanha; 6= França; 7= Polônia; 8= 
um produto medicinal e em outros 
países como Japão ou Estados Unidos, é classificada como aditivo alimentar de baixa 
BURDOCK, 1998; BANKOVA et 
japonesas serem relacionadas a 
alimentos ou química de alimentos, diferentemente dos países europeus e do Brasil, onde a 
se com a aplicação farmacêutica. A Figura 4 demonstra as 3 
rópolis e seus respectivos países detentores. 
 
de patentes sobre própolis por área de maior freqüência. 
: 1= China; 2= Japão; 3= Rússia; 4= Coréia; 5= Romênia; 6= Alemanha; 7= Brasil 
8 9 10
Publicações
Patentes
Óleos essenciais 
e cosméticos
Alimentos e 
química de 
alimentos
Insumos 
farmacêuticos
De 2000 a 2008 foram contabilizados 2576 publicações cinetíficas sobre própolis 
no CAS, sendo a maioria destas pertencentes à China (715), o que reflete a nova potência 
econômica mundial e o poderio chinês, com 523 patentes (figura 5) de um total de 1322, 
destacando-se as patentes na área farmacêutica. A primeira publicação chinesa relata os 
efeitos farmacológicos e aplicação clínica de própolis (ZHIBIN, 1982). Desta forma a China 
que iniciou as pesquisas com própolis somente na década de 80, desbancou Rússia, e Japão 
tanto no número de publicações, quanto na quantidade de patentes. 
 
 Países 
Figura 5: Publicações científicas e Patentes sobre própolis no período de 2000 a 2008 
Legenda: 1= China, 2= Japão, 3= Rússia, 4= Coréia, 5= Brasil, 6= Alemanha, 7= Itália, 8= Ucrânia, 9= França, 
10= Polônia, 11= Romênia. 
 
O Brasil teve seu primeiro trabalho científico publicado em 1984, relatando a 
atividade antibacteriana de própolis contra Staphylococcus aureus, em comparação a outros 
antibióticos (SZEWCZAK et al., 1984). Já a primeira patente brasileira foi depositada 
somente em 1995, tratando-se de um gel dental contendo própolis em sua formulação, 
indicado para promover a limpeza dos dentes e prevenir gengivites (ITICE, 1995). 
Até o ano de 2008, foram indexados 73 trabalhos científicos brasileiros sobre 
própolis no CAS, inúmeros destes com informações concentradas nos estudos químicos e 
biológicos da própolis. Portanto o Brasil é considerado um dos líderes em números de 
publicações, no entanto observa-se apenas 31 patentes depositadas no mesmo período (Figura 
6). 
Pereira et al. (2002) relatam que o reduzido número de patentes brasileiras, 
reflete-se ao fato da universidade brasileira não ter o hábito de proteger suas atividadesde 
0
100
200
300
400
500
600
700
800
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PUBLICAÇÃO
PATENTE
 
N
º
de
 
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pesquisa por meio de patentes, ao contrário do Japão que d
em relação à publicação de trabalhos. A distribuição de todas patentes brasileiras de acordo 
com área de indexação está ilustrada na Figura 6, onde observamos que as patentes contendo 
própolis predominam nas áreas dos insum
alimentos. 
 
 
 
Figura 6: Distribuição das patentes b
período de 1995 a 2008. 
 
 
Considerando a importância dos produtos apícolas de abelha com e sem ferrão, e 
que no estado do Maranhão
produz geoprópolis, o qual 
presente trabalho visa realizar bioprospecção do geoprópolis de 
cultivada na Baixada maranhense, como forma de demonstrar a potencialidade biológica deste 
produto natural. 
 
 
 
 
 
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pesquisa por meio de patentes, ao contrário do Japão que deposita maior número de patentes 
em relação à publicação de trabalhos. A distribuição de todas patentes brasileiras de acordo 
com área de indexação está ilustrada na Figura 6, onde observamos que as patentes contendo 
própolis predominam nas áreas dos insumos farmacêuticos, óleos essenciais e cosméticos, e 
 
 Áreas das patentes brasileiras 
Distribuição das patentes brasileiras sobre própolis por área de indexação no 
Considerando a importância dos produtos apícolas de abelha com e sem ferrão, e 
que no estado do Maranhão a meliponicultura, através do cultivo de abelhas sem ferrão, 
polis, o qual possui características farmacológicas e químicas
presente trabalho visa realizar bioprospecção do geoprópolis de Me
cultivada na Baixada maranhense, como forma de demonstrar a potencialidade biológica deste 
Insumos farmacêuticos
Óleos essenciais e cosméticos
Alimentos e química de 
alimentos
Biorreguladores agroquímicos
Métodos Bioquímicos
Ligas metálicas
Detergenetes e agentes ativos 
de superfície 
eposita maior número de patentes 
em relação à publicação de trabalhos. A distribuição de todas patentes brasileiras de acordo 
com área de indexação está ilustrada na Figura 6, onde observamos que as patentes contendo 
os farmacêuticos, óleos essenciais e cosméticos, e 
 
rasileiras sobre própolis por área de indexação no 
Considerando a importância dos produtos apícolas de abelha com e sem ferrão, e 
s do cultivo de abelhas sem ferrão, 
possui características farmacológicas e químicas próprias, o 
Melipona fasciculata, 
cultivada na Baixada maranhense, como forma de demonstrar a potencialidade biológica deste 
Insumos farmacêuticos
Óleos essenciais e cosméticos
Alimentos e química de 
alimentos
Biorreguladores agroquímicos
Métodos Bioquímicos
Ligas metálicas
Detergenetes e agentes ativos 
de superfície 
2 OBJETIVOS 
 
2.1 Objetivo geral 
 
 
Realizar bioprospecção do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona 
fasciculata Smith 
 
 
2.2 Objetivos específicos 
 
 
• Avaliar o efeito citotóxico, eficiência carrapaticida, atividade antifúngica e 
ação antioxidante dos extratos hidroalcóolicos de geoprópolis de Melipona fasciculata; 
• Determinar qualitativa e quantitativamente os teores de polifenóis presentes no 
extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata Smith; 
• Identificar frações e/ou substâncias isoladas do extrato hidroalcoólico de 
geoprópolis de Melipona fasciculata Smith; 
• Indicar parâmetros para agregar valores ao geopropólis de Melipona 
fasciculata, como forma de contribuir para o desenvolvimento do agronegócio no Estado do 
Maranhão. 
 
 
3 MATERIAL E MÉTODOS 
 
3.1 Coleta e acondicionamento de geoprópolis 
 
 
Os geoprópolis de Melipona fasciculata Smith foram coletados em meliponário da 
localidade Cauaçu, no município de Palmeirândia da Baixada maranhense, durante o mês de 
março de 2008, utilizando-se espátula esterilizada na parte interna da colméia e 
acondicionados em frasco de vidro escuro esterilizados e codificados como GP (NOGUEIRA, 
2005; DUTRA, 2006). 
O município de Palmeirândia possui área geográfica de 525,64 Km2, dividida em 
3 distritos e 95 localidades. De acordo com dados do Censo 2007, Palmeirândia possui 18.105 
habitantes e densidade demográfica de 35,2 hab/Km2, com latitude de 02º 38' 43” e longitude 
44º 53' 42” (IBGE, 2007). 
 
 
3.2 Análise sensorial de geoprópolis in natura 
 
 
Os geoprópolis GP foram submetidos à análise sensorial de: aroma, cor e sabor 
(MARCUCCI, 1998; BRASIL, 2001). 
 
 
3.3 Obtenção do extrato hidroalcoólico 
 
 
Os geoprópolis (GP) foram turbolizados, em álcool etílico a 70%, macerados por 
48h, e logo depois, filtrados para separação da parte inorgânica (terra). A solução extrativa 
obtida foi concentrada em evaporador rotativo e o extrato foi seco até peso constante. Foi 
determinada a percentagem de extrativos (NOGUEIRA, 2005; DUTRA, 2006; DUTRA et al., 
2008). O extrato hidroalcoólico de geoprópolis foi codificado como EHAGP, acondicionado 
em frasco âmbar e mantido sobre refrigeração. 
 
 
3.3.1 Análise sensorial do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata 
(EHAGP) 
 
 
O EHAGP foi submetido à análise sensorial de aroma, cor e sabor (MARCUCCI, 
1998; BRASIL, 2001). 
 
 
 
3.4 Bioprospecção do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata 
(EHAGP) 
 
3.4.1 Avaliação da citoxicidade do extrato hidroalcoólico de geoprópolis 
(EHAGP) 
 
 
 O bioensaio foi realizado com ovos de Artemia salina, de acordo com o 
método de Meyer et al. (1982), com algumas modificações. Os ovos foram 
incubados em salina sintética, em estado de saturação de oxigênio e em 
temperatura ambiente. Após 48 horas, as larvas foram separadas dos ovos 
remanescentes e incubadas por mais 24 horas nas mesmas condições. Em seguida, 
estas larvas foram colocadas em soluções dos extratos hidroalcoólicos de 
geoprópolis nas concentrações de 10 µg/mL , 100 µg/mL e 1000 µg/mL por 24 horas. 
Após esse período houve a contagem das larvas sobreviventes. 
Os ensaios foram realizados em triplicatas. Para obtenção da DL50, foi utilizada a 
regressão linear. Cada teste foi acompanhado de controle negativo, contendo apenas as larvas 
em salina sintética mantidas sob as mesmas condições descritas para o extrato hidroalcoólico 
de geoprópolis e do controle positivo com dicromato de potássio. 
 
 
3.4.2 Atividade carrapaticida 
 
3.4.2.1 Obtenção de carrapatos 
 
 
Fêmeas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus ingurgitadas foram coletadas de 
bezerros mestiços, Holandês X Zebu, naturalmente infestados, e alocadas em estufa BOD, 
com temperatura de 27 ± 1 ºC e umidade relativa ≥ 80%, por 15 dias para a postura. Os ovos 
(0,2g equivalente aproximadamente a 4000 ovos) foram coletados e acondicionados em 
seringas descartáveis modificadas, e novamente levadas à estufa por 15 dias para a eclosão 
das larvas. 
 
 
 
 
3.4.2.2 Teste de sensibilidade larvar 
 
 
 Foram utilizadas larvas com idade de 14 a 21 dias de eclosão. O teste de 
sensibilidade sobre larvas de R. (B.) microplus foi realizado de acordo com Stone; Haydock 
(1962) e adaptações de Leite (1988). Cerca de 156 a 214 larvas de carrapato foram colocadas 
entre dois papéis de filtro (2 X 2 cm cada), e impregnado com 0,4 mL do extrato EHAGP 
(250 mg/mL), formando um “sanduíche”. Este sanduíche foi colocado dentro de um envelope 
de papel filtro não impregnado, com pregadores plásticos.O envelope foi acondicionado em 
estufa a 27 ºC e UR ≥ 80%, durante 24 horas quando as larvas vivas e mortas foram contadas. 
Foram realizadas quatro repetições, utilizando como controle negativo etanol 70% e como 
contole positivo cipermetrina (50 mg/mL). Os resultados do teste de sensibilidade larvar 
foram corrigidos de acordo com a fórmula de Abbott (1925). 
 
 
3.4.3 Atividade antifúngica 
 
3.4.3.1 Microrganismos 
 
 
Os microrganismos utilizados foram isolados clínicos obtidos de vários materiais 
procedentes de um laboratório particular de São Luís, os quais foram previamente 
identificados (Candida albicans, Candida glabrata, Candida tropicalis e Candida 
parapsilosis) e estocados no Laboratório de Micologia do Centro Universitário do Maranhão, 
durante o mês de janeiro de 2010. 
 
 
 
3.4.3.2. Padronização do inóculo 
 
 
As cepas ficaram mantidas em meio agar Sabouraud dextrose-cloranfenicol a uma 
temperatura de 4ºC, sendo os repiques de 24 horas feitos em meio BHI (Brooth Heart Infusion 
- Acumedia Manufactures) ou em meio RPMI-1640 líquido e incubados a 37 ºC em estufa 
BOD utilizados para os testes. Após crescimento, os inóculos fúngicos foram padronizados 
para aproximadamente 106UFC/mL de acordo com a turbidez do tubo 0,5 da escala de 
McFarland (CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute – NCCLS, 2002). 
 
 
3.4.3.3. Teste para verificação da atividade antifúngica do extrato 
 
 
Os isolados clínicos foram inoculados em meio líquido BHI (Brain Heart Infusion 
- Acumedia Manufactures) e incubados a 37°C/24h, em estufa bacteriológica, a fim de se 
obter uma turvação equivalente a 0,5 da escala de McFarland, correspondendo a uma 
concentração de 106 células/mL (CLSI, 2002). Os ensaios de avaliação da atividade 
antifúngica do extrato de geoprópolis foram conduzidos utilizando cavidades em placas 
proposto por McGinnis (1980) e com recomendações do CLSI (Clinical and Laboratory 
Standards Institute – NCCLS, 2002). Utilizou-se placas de Petri de 100 x 20 mm de diâmetro, 
nas quais foram colocados 20 mL de ágar Sabouraud Dextrose (CRITERION Dehidrated 
Culture Media) fundido e preparado segundo recomendações do fabricante sobre o qual, após 
solidificação e incubação por 24hs a 37ºC em estufa bacteriológica, foram inoculados por 
semeadura (SHADOMY; ESPINEL-INGROFF, 2000) 100 µL da solução padrão dos 
inóculos, com auxílio de swabs estéreis. Alíquotas de 50 µL das soluções de extrato diluídas 
foram adicionadas em perfurações de aproximadamente 6mm de diâmetro feitas no meio de 
cultura sólido com cânulas de vidro estéreis. As soluções do extrato para uso foram 
preparadas diluindo-se as mesmas em Tampão Fosfato 0,1M pH 7,4 a 5% de etanol P.A, 
realizando-se diluições seriadas de 1:4, 1:6, 1:8. As soluções foram esterilizadas por filtração 
imediatamente antes do uso por meio de uma unidade filtrante estéril 0,22 µm (Millipore) 
(BENOUDIA et al., 1988, SHADOMY et al., 1995; McGINNIS, 1980). 
O controle positivo foi preparado usando-se solução do fungicida fluconazol em 
concentrações de 1µg/mL para C. albicans e Candida parapsilosis, 4 µg/mL para C. 
tropicalis e 32 µg/mL para C. glabrata segundo recomendações do CLSI (2002). A solução 
de fluconazol foi preparada em tampão fosfato 0,1M pH 7,4 a 5% de etanol P.A, segundo 
recomendações utilizadas rotineiramente como padrão em estudos de atividade 
ranielha
Realce
antimicrobiana do CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute – NCCLS, 2002). 
Utilizou-se tampão fosfato 0,1M pH 7,4 no seu estado original como controle negativo. 
A atividade antifúngica do extrato foi verificada através da medição do halo de 
inibição (mm) do crescimento fúngico causado pelo extrato. 
Os testes foram realizados em triplicatas e após 24 horas de incubação a 37°C, 
realizadas as medições dos diâmetros dos halos formados. Se o extrato apresentasse indução 
da formação de halos seria então diluído e suas respectivas diluições usadas em testes de 
microdiluição para estabelecimento da CIM (Concentração Inibitória Mínima) (Clinical and 
Laboratory Standards Institute – NCCLS, 2002). 
 
 
3.4.4 Atividade Antioxidante 
 
3.4.4.1. Análise qualitativa via CCD/ Revelação com DPPH 
 
 
O EHAGP foi submetido à cromatografia em camada delgada (CCD), utilizando 
como adsorvente sílica gel 60 GF254 (MERCK), e como eluente hexano/ acetona (8:2), A placa 
foi ativada em estufa a 110º C, durante 2 horas, e eluída em cuba cromatográfica (COLLINS, 
et al., 1997). O cromatograma foi visualizado em lâmpada ultra-violeta - UV (254 e 366 nm), 
e revelado com borrifamento de solução de DPPH (2,2-difenil-1-picrilidrazil) 5%, para 
vizualização do perfil dos componentes com atividade sequestrante de radical livre. 
(WAGNER; BLANDT, 1995). 
 
 
3.4.4.2. Análise quantitativa 
 
 
A dosagem de atividade antioxidante foi realizada pelo método fotocolorimétrico 
in vitro de sequetro do radical livre estável DPPH (2,2-difenil-1-picrilidrazil), segundo Brand-
Willians et al. (1995). As amostras foram preparadas a partir da solução dos extratos 
hidroalcóolicos de geopropólis com concentração de 500 µg/mL. As diluições foram 
realizadas em concentrações de 10, 25, 50, 100 µg/mL. A cada diluição preparada adicionou-
se 1mL da solução de DPPH (40 µg/mL em etanol) a 3,0 mL de soluções dos extratos diluídos 
ranielha
Realce
ranielha
Realce
em etanol. Os brancos foram feitos para cada concentração, que ao invés do DPPH, 
adicionou-se apenas 1 mL de etanol aos extratos diluídos nas mesmas concentrações das 
amostras. O controle negativo foi preparado com 1 mL de DPPH e 3,0 mL de etanol. Como 
controle positivo foi utilizado solução padronizada de rutina que possui alta capacidade 
antioxidante. A solução de DPPH possui uma coloração roxa intensa e a ação antioxidante de 
um extrato pode ser visualizada pelo progressivo descoloramento da solução, ao final do qual 
a mesma torna-se amarelada. Trinta minutos após a adição de DPPH às amostras, foi realizada 
a leitura em espectrofotômetro de UV-Vis em 517nm. O decréscimo nos valores de 
densidade ótica das amostras foi correlacionado aos do controle e estabelecida a percentagem 
de descoloração do radical DPPH, expressa pela equação: 
 
%de inibição = (Absorbância controle – Absorbância amostra) x 100 
Absorbância controle 
 
3.4.5 Abordagem química do extrato hidroalcóolico de geoprópolis EHAGP 
 
 
O EHAGP foi submetido à abordagem química para verificação de compostos das 
classes dos fenólicos, alcalóides e terpenos (MATOS, 1997). 
 
 
3.4.6 Determinação da concentração total de flavonóides do extrato hidroalcoólico de 
geoprópolis EHAGP e da subfração C320 
 
 
A concentração de flavonóides foi determinada utilizando o método colorimétrico 
com cloreto de alumínio (AlCl3) para formar o complexo, usando espectrofotômetro Cary 50 
UV-Vis a 425 nm. Concentrações de quercetina (Merck) foram usadas como padrões e os 
resultados obtidos foram expressos como grama (g) de quercetina por 100 mL de extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis (%). (WOISKY; SALATINO, 1998; CHAILLOU et al, 2004; 
FUNARI; FERRO, 2006). 
 
 
 
 
3.4.7 Determinação da concentração de polifenóis totais do extrato hidroalcoólico de 
geoprópolis EHAGP e da subfração C320 
 
 
A concentração dos polifenólicos totais foi determinada utilizando o reagente de 
Folin-Ciocalteau e carbonato de sódio a 20%, usando espectrofotômetro Cary 50 UV-Vis a 
760 nm. Concentrações de ácido gálico foram usadas como padrões (WOISKY; SALATINO, 
1998; CHAILLOU et al, 2004; FUNARI; FERRO, 2006). 
As determinações espectrométricas obtidas (3.4.6 e 3.4.7) foram realizadas em 
triplicata e os resultados obtidos expressos como média ± desvio padrão. 
 
 
3.4.8 Determinação da concentração de ácidos fenólicos do extrato hidroalcoólicode 
geoprópolis EHAGP e da subfração C320 
 
 
A concentração de ácidos fenólicos foi determinada pela diferença entre as 
quantidades dosadas de flavonóides e fenólicos totais (WOISKY, 1996). 
 
 
3.4.9 Fracionamento biomonitorado e purificação das frações e de constituintes químicos 
do extrato hidroalcoólico de geoprópolis EHAGP 
 
3.4.9.1 Cromatografia em Coluna Seca 
 
 
 O EHAGP (7,4g) foi submetido a fracionamento (cromatografia em coluna seca), 
utilizando coluna plástica empacotada com 110g de sílica gel 60 (0,040-0,063 mm) MERCK 
a 10%, eluída com hexano/acetona 8:2 (Coluna 1). Ao término da eluição a coluna 1 foi 
cortada em 09 fragmentos, cada fragmento extraído com acetona, posteriormente etanol e 
filtrados fornecendo as subfrações codificadas de A1 a A9. Estas foram submetidas à 
cromatografia em camada delgada (CCD) conforme item 3.4.9.2, para obtenção de perfil 
cromatográfico e unidas com base nas suas semelhanças cromatográficas, fundamentadas nos 
valores de Rf das manchas separadas, sua coloração e intensidade relativa, conforme 
vizualização em lâmpada UV (256 e 366 nm), revelação com reagente Folin – Ciocalteau, 
solução de DPPH e iodo sublimado, conforme Figura 7. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7: Fracionamento cromatográfico (coluna seca – C1) do extrato hidroalocoólico de 
geoprópolis de MeIipona fasciculata (EHAGP). 
 
 
As subfrações A1 e A2 foram eliminadas, pois não apresentaram massa. A fração 
A 3+4 (2,0 g) foi submetida a fracionamento por cromatografia em coluna seca (coluna 2), 
utilizando 98g de sílica gel 60 (0,040-0,063 mm) MERCK a 10%, e como eluente hexano/ 
acetona (8:2). A coluna foi fragmentada em 10 subfrações codificadas como C21 - C210, as 
quais foram extraídas com acetona e etanol, filtradas e submetidas a CCD, (COLLINS, 1997). 
As placas cromatográficas foram reveladas com DPPH (na busca de substâncias bioativas 
antioxidantes), reagente de Folin-Ciocateau (busca de compostos fenólicos), conforme Figura 
8. 
 
 
 
EHAGP 
(7,40g) 
 
 A1 
 
 A2 
 
A3 
 
A4 
 
A9 
 
A8 
 
A7 
 
A6 
 
A5 
 
A6 
0,53g 
 
A 3+4 
2,00g 
 
 
 
ELIMINADOS 
 
A5 
0,78 g 
 
A7 
0,68g 
 
 
A8 
0,76g 
 
A9 
3,22g 
CC Seca, Sílica gel 60 
Hexano/acetona 8:2 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8: Fracionamento cromatográfico (coluna seca - C2) da Fração A3+4, derivada do 
extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP). 
 
 
3.4.9.2 Cromatografia em camada delgada 
 
 
 Frações e subfrações derivadas de EHAGP foram submetidas à cromatografia em 
camada delgada (CCD), utilizando como adsorvente sílica gel 60 GF254+366 (MERCK), e como 
eluente hexano/ acetona (8:2), ou hexano/ acetona (9:1). As placas foram ativadas em estufa a 
110º C, durante 2 horas, e eluídas em cubas cromatográficas. Os cromatogramas foram 
visualizados em lâmpadas UV (254 e 366 nm), e reveladas com iodo sublimado, e/ou 
reagente de Folin- Ciocalteau, e/ou solução de DPPH (2,2-difenil-1-picrilidrazil) (WAGNER; 
BLADT, 1995; COLLINS, et al., 1997;). 
 
 
3.4.9.3 Cromatografia em Coluna Úmida (CCU) 
 
 
 
A3+4 
(2,05g) 
 
 
C 2 
 
C23 
 
C24 
 
C29 
 
C28 
 
C27 
 
C26 
 
C25 
 
C2A 
(0,08 g) 
 
C2C 
(0,27 g) 
CC Seca/ Sílica 
gel 60 
 
C26 
(0,44 g) 
 
C2B 
(0,86 g) 
 
C21
 
C21 
 A subfração C2B+C2C foi submetida à CCU, utilizando 40 g sílica gel 60 (0,040-
0,063 mm, MERCK, eluída com hexano/acetona em sistema de crescente polaridade obtendo-
se 24 subfrações (codificadas C31 a C324). Estas foram submetidas à CCD (conforme intem 
3.6.2), vizualizadas em lâmpada UV (254 e 366 nm) reveladas com reagente Folin – 
Ciocalteau e solução de DPPH. Com base nos cromatogramas obtidos, fundamentados nos 
Rfs das substâncias, as subfrações foram unidas em 14 subfrações ( tabela 1) conforme Figura 
9. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 9: Fracionamento cromatográfico (coluna úmida – C3) da subfração C2B+C2C, 
 derivada do extrato hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP). 
 
 
 Tabela 1: Nomenclatura das subfrações derivadas de C3 antes e após as uniões 
Subfrações 
 
Nomenclatura após uniões 
C31+C32+C33+C34 C3A 
C35+C36 C3B 
C37+C38 C3C 
 C39+C310+C311+C312+C313 C3D 
C314 C314 
C315+C316+C317 C3E 
C318 C318 
C319 C319 
C320 C320 
C321 C321 
C2B+C2C
(1,14 g)
Obtenção de 
24 
subfrações
(C31 a C324)
C317
0,10g
C3E
0,08g
C314
0,10g
C3D
0,12g
C3C
0,06g
C3B
0,35g
C3A
0,02g
C318
0,09g
C319
0,10g
C320
0,09g
C321
0,08g
C322
0,01g
C323
0,01g
C324
0,003g
CC Úmida/ 
Sílica gel 60
Hexano/acet
ona 
Sistema 
crescente 
polaraidade
C322 C322 
C323 C323 
C324 C324 
3.4.10. Análise por CLAE e CLAE-EM: 
 
3.4.10.1 Cromatografia líquida de alta eficiência em fase reversa (CLAE-FR): 
 
 
As subfrações C318 e C320 foram submetidas à CLAE-FR em cromatógrafo 
líquido (Surveyer Finnigan LC), utilizando coluna THERMO (100 x 4,6 mm; tamanho de 
partícula 3 µm), acoplado a detector de UV. As amostras foram solubilizadas em etanol 
(10mg/mL) e desgaseificadas em ultrassonicador, filtradas com filtro de 0,22 µm (Millipore) e 
injetadas no sistema CLAE. A coluna foi eluída usando gradiente linear de água e ácido 
fórmico (solvente A) e acetonitrila (solvente B), mantendo 80% do solvente B e 20% do 
solvente A em 15 minutos, 60% do solvente B em 30 minutos, 40% do solvente B em 45 
minutos e 20% do solvente B em 60 minutos, com vazão foi de 1,0 mL/ min. 
 
 
3.4.10.2 Cromatografia líquida acoplada à espectrometria de massa (CLAE-EM): 
 
 
A subfração C320 foi diluída em etanol e 20 µL da solução foram analisados em 
euipamento SHIMADZU, dotado de detector de arranjo fotidiodo acoplado a espectrômetro 
de massas ESQUIRE 3000 PLUS, BRUKER DALTONICS via fonte de ionização por 
eletrospray (ESI). Os espectros de UV foram obtidos na faixa de 270 a 450 nm. Foi utilizada 
uma coluna de fase reversa C18, Zorbax-5B-RP-18 (4,6 x 250 mm, 5 µm), e como fase móvel 
água/ácido acético (19:1 v/v) (solvente A) e metanol grau CLAE (solvente B). A vazão foi de 
120 uL/ min, a temperatura mantida a 35ºC. O gradiente aplicado foi 20% do solvente B em 
15 minutos, 40% do solvente B em 30 minutos, 60% do solvente B em 45 minutos, 80% do 
solvente B em 60. O tempo de varredura total foi 60 minutos, realizado na Central analítica da 
Universidade de São Paulo, em São Paulo-SP. A identificação dos constituintes foi feita por 
comparação dos respectivos espectros de massas com espectros da literatura. 
 
 
 
 
 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 
 
Os geoprópolis denominados GP foram coletados na localidade Cauaçu no 
município de Palmeirândia – MA , Baixada maranhense, e em análise sensorial apresentaram-
se como fragmentos de resíduos de diferentes tamanhos, com granulometria heterogênea, 
inodoros, insípidos e com coloração marrom, conforme tabela 2. 
 
Tabela 2. Local de coleta, peso e características sensoriais de geoprópolis de Melipona 
fasciculata GP “in natura”. 
Geoprópolis Local da Coleta Peso (g) 
Características sensoriais 
Odor Cor Sabor 
GP Palmeirândia/ Cauaçu 2083,4 Inodoro Marrom Insípido 
Legenda: GP: Geoprópolis 
 
Dutra et al. (2008) analisaram amostras de geoprópolis coletadas nos municípios 
de São Bento, Arari e São João Batista, da Baixada maranhense, em agosto de 2003, e 
demonstraram que os mesmos são inodoros, amargos e de coloração marrom escura. 
O rendimento extrativo foi de 1,46%, e o extratohidroalcoólico apresentou sabor 
amargo, coloração marrom, e odor balsâmico (tabela 3). 
 Segundo Dutra et al. (2008) a predominância de terra na geoprópolis “in natura” 
é o fator que não permite uma diferenciação sensorial, mas nos extratos hidroalcoólicos, livres 
de terra, observa-se diferenças principalmente no odor. 
Estudos realizados por Dutra (2006) e Dutra et al. (2008) em extratos de 
geoprópolis de Melipona fasciculata da Baixada maranhense, demonstraram rendimentos 
extrativos variando de 1,1 - 5,83 %. Azevedo (2009) analisando amostras de geoprópolis da 
mesma região verificou variações de rendimentos extrativos de 0,72 - 3,03%, já Batista 
(2008) em geoprópolis do Cerrado maranhense obteve variação de extrativos de 0,24 a 
10,02%. Cunha e Ribeiro (2009) obtiveram rendimentos extrativos de 1,77% a 10,68% em 
geoprópolis da Baixada maranhense. 
Azevedo (2009) realizou análises sensoriais de 13 extratos de geoprópolis de M. 
fasciculata da Baixada Maranhense, observando a predominância de coloração marrom, sabor 
amargo (61,5 %), e aroma resinoso (69,3%). Abreu et al. (2007) e Abreu (2008) em estudos 
semelhantes com geoprópolis de abelhas sem ferrão (M. fasciculata Smith) da região do 
Cerrado maranhense obtiveram características similares. Cunha e Ribeiro (2009) observaram 
em estudos com geoprópolis da Baixada maranhense extratos com colorações variando de 
amarelo-claro à marrom escuro. 
Tomás-Barberán et al. (1993) estudaram a relação entre a cor dos extratos 
metanólicos de própolis de Apis mellifera e sua composição, indicando que extratos 
avermelhados escuros continham grandes quantidades de compostos fenólicos, enquanto os 
incolores não continham substâncias fenólicas. Os extratos amarelos apresentaram compostos 
fenólicos, mais em pequenas quantidades quando comparados com os extratos escuros. 
As características sensoriais e granulometria são parâmetros para a identidade e 
controle de qualidade de própolis de Apis mellifera (BRASIL, 2001), os quais dependem da 
procedência e da origem botânica (MARCUCCI, 1996). 
A abordagem química do EHAGP mostrou a presença fortemente positiva de 
compostos fenólicos e triterpenos (Tabela 3). 
 
Tabela 3. Rendimento extrativo, caraterísticas sensoriais e perfil químico do extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP). 
Legenda: (+) Presença: + + + fortemente positivo; + + positivo; + fracamente positivo; (-) Ausência. 
EHAGP= Extrato hidroalcoólico de geoprópolis 
 
Nogueira et al. (2004), Nogueira (2005), Marques (2006), Abreu et al. (2006), 
Dutra et al. (2008), Azevedo (2009) e Cunha e Ribeiro (2009) verificaram a predominância de 
compostos fenólicos, flavonóides e triterpenos em amostras de geoprópolis de abelhas sem 
ferrão (Melipona fasciculata Smith), originárias do estado do Maranhão. 
 Velikova et al. (2000a), isolaram 3 compostos terpênicos em própolis de 
Melipona quadrifasciata anthididioides, coletada no estado do Paraná, sendo um deles 
responsável por sua atividade antibacteriana. 
Extrato Rendimento 
 Características sensoriais Perfil químico 
Odor Cor Sabor Comp. fenólicos Triterpenos Alcalóides 
EHAGP 1,46% Balsâmico Marrom Amargo +++ +++ _ 
Bankova et al. (1998) analisaram amostras de geoprópolis de 3 espécies de 
abelhas indígenas onde identificaram mais de 50 compostos, em sua grande maioria da classe 
dos compostos fenólicos e terpenos. 
Vários estudos têm relacionado a composição química de geoprópolis à flora 
visitada pelas abelhas, no Brasil onde existe uma maior diversidade florística estas 
apresentam-se com variadas composições químicas, associadas à localização geográfica e 
espécie de abelha. 
O Brasil é considerado um dos países de maior biodiversidade do mundo, 
caracterizada nos seus principais biomas que são: mata atlântica, floresta amazônica, cerrado, 
caatinga e pantanal. Essa megadiversidade encontra-se associada a uma riqueza de 
diversidade cultural com forte influência da cultura indígena, africana e européia, marcando 
fundamentalmente o conhecimento popular sobre o uso e manejo de recursos naturais para 
fins terapêuticos até o presente momento. A utilização de biodiversidade pelo homem 
confunde-se com a sua própria existência, a domesticação de espécies úteis está diretamente 
associada à civilização. A busca de novos produtos oriundos da diversidade biológica 
(bioprospecção), permite agregar valor à espécies desconhecidas ou pouco valorizadas. 
O Maranhão por ser um estado de transição geográfica, com características 
climáticas peculiares e grande diversidade florística, favorece a distribuição de abelhas sem 
ferrão em seu território, seus produtos (própolis, geoprópolis, mel, cera, entre outros) são 
utilizados há séculos pelos índios, e popularmente para tratar inúmeras doenças ou como 
alimento, no entanto existem poucos estudos que avaliem a citotoxicidade de própolis de 
abelha sem ferrão, bem como os geoprópolis produzidos por meliponíneos. 
O bioensaio com larvas de Artemia salina, um crustáceo encontrado em águas 
salinas e salobras de todo o mundo, é considerado simples, eficiente e de baixo custo 
(ALMEIDA, 2002). É utilizado como screening para determinação de atividades biológicas, 
como anticancerígenas, inseticida e antimalárica, monitorando os princípios responsáveis por 
essas ações e também para determinar a toxicidade de produtos (OJALA et al., 1999; 
MATTHEWS, 1995). Desta forma foi avaliada a citotoxidade de EHAGP frente ao 
microcrustacéo Artemia salina, como forma de triagem, com o objetivo de conhecer a 
potencialidade de ação biológica do extrato, conforme dados da Tabela 4. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 4. Índice de letalidade de Artemia salina quando submetidas ao extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP) 
 
AMOSTRA 
% DE LETALIDADE EM 24 HORAS 
 
DL50 µg/mL 10 µg/mL 100 µg/mL 1000 µg/mL 
EHAGP 3,03 67,63 100 74,82 
Dicromato de 
potássio 
70 100 100 <1 
Legenda: DL 50 = dose letal 50%; resultado obtido por regressão linear com médias das triplicatas, dicromato de 
potássio= controle positivo. 
 
O extrato EHAGP apresentou DL50 de 74,82 µg/mL. Com base nos critérios 
estabelecidos por Meyer et al. (1982) as amostras com DL50 < 1000 µg/mL são ativas, 
enquanto aquelas que apresentarem DL50 > 1000 µg/mL são consideradas inativas e Dolabela 
(1997) considera o produto com DL50 ≤ 80 µg/mL altamente tóxico, DL50 entre 80 e 250 µg/mL 
moderadamente tóxico, e acima de 250 µg/mL atóxico ou levemente tóxico, conclui-se, portanto, 
que o EHAGP foi ativo. 
Catanhede et al. (2007) e Catanhede (2008) demonstraram elevada citotoxicidade 
em amostras de geoprópolis oriundas do Cerrado e da Baixada maranhense, em ensaio com 
Artemia salina. Santos (2008) apresentou resultados semelhantes com geoprópolis da Baixada 
maranhense, verificando elevado efeito citotóxico em 13 das 14 amostras em estudo. 
Velikova et al. (2000b), analisaram 21 amostras de própolis produzidas por 
diferentes espécies de meliponíneos, e verificaram que aquelas ricas em terpenos (diterpenos), 
apresentaram elevada citotoxidade frente à Artemia salina. 
A demanda por produtos orgânicos e naturais cresce a cada ano, os consumidores 
exigem cada vez mais, produtos ausentes de resíduos tóxicos e medicamentosos, assim têm-se 
realizado inúmeros estudos na busca de informações sobre o uso dos recursos naturais que 
possam ser utilizados no combate a ectoparasitas, em especial ao carrapato bovino 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus (ALBUQUERQUE; OLIVEIRA, 2007). 
O EHAGP foi submetido ao teste de sensibilidade larvar, para verificação de sua 
efetividade no combate ao Rhipicephalus Boophilus microplus (espécie de carrapato bovino, 
que pode transmitir inúmeras doenças ao rebanho e causarperdas econômicas ao 
agropecuarista). O EHAGP não obteve efetividade frente às larvas do parasito testado, 
conforme descrito na tabela 5. 
 
 
Tabela 5. Eficácia do teste de sensibilidade larvar em papel impregnado com extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP) 
AMOSTRA ENSAIO VIVO MORTO % MORT. %MORT TOT. 
 EHAGP 
(250 mg/mL) 
1 166 4 2,35 
1,87 
2 156 2 1,27 
3 214 5 2,28 
4 185 3 1,60 
 Álcool 70% 
1 130 0 0,00 
1,13 
2 129 2 1,53 
3 100 0 0,00 
4 130 4 2,99 
Legenda: % Mort= percentual de mortalidade, %Mort tot.= percentual de mortalidade total 
 
Pacheco et al. (2006), utilizando extrato hidroalcoólico de própolis (1; 1,5; 2,0; 
2,5% ) não obteveram efetividade no controle de R. (Boophilus) microplus e consideraram 
baixas estas concentrações, sugerindo a realização de estudos com concentrações mais 
elevadas. Já Oliveira et al. (2004) utilizaram extrato de própolis contra o curuquerê-da-couve 
(Ascia monuste) e só obteveram resultado significativo a uma concentração de 25%. 
Para o controle efetivo de fungos e bactérias é fundamental o conhecimento sobre 
a biologia dos patógenos, os seus mecanismos de virulência e os processos de interação com o 
hospedeiro. Além disso, o relato cada vez mais freqüente de linhagens resistentes aos 
antifúngicos e antibióticos disponíveis no mercado torna necessárias investigações sobre 
outras substâncias que atuem de maneira mais específica possível contra fungos e bactérias 
(FARNESI, 2007). 
A atividade antifúngica do EHAGP frente aos microorganismos Candida 
albicans, Candida glabrata, Candida tropicalis e Candida parapsilosis, está demonstrada na 
Figura 10. O extrato não apresentou efetividade na inibição do crescimento fúngico. 
Velikova et al. (2000b), em estudo com própolis e geoprópolis de meliponíneos 
verificaram fraca atividade dos extratos contra Candida albicans, e baixa ou nenhuma 
atividade contra E. coli. Farnesi (2007) observou efetividade do extrato hidroalcoólico 
geoprópolis de Melipona fasciculata contra o fungo Trichophyton rubrum, e inatividade 
frente ao Aspergilus nidulans. 
 
 Figura 10: Antifungigrama do extrato hidroalcoólico de geoprópolis (EHAGP)frente às 
 espécies: A – Candida albicans; B- Candida glabrata, C- Candida tropicalis; D: Candida 
 parapsilosis. 
 Legenda: 1=Tampão Fosfato 0,1M a 5% de etanol P.A; 2= EHAGP diluído1: 4; 3=EHAGP diluído 1:6; 4= 
 EHAGP diluído 1:8; 5= Fluconazol. 
 
Processos oxidativos produzem radicais livres que causam muitos problemas para 
a saúde humana como câncer, doenças degenerativas do coração e são relatadas como 
causadoras de envelhecimento (SCHELLER et al., 1994; MORAES, 2007), diabetes, 
cataratas, imunodeficiência, rugas entre outros (DORMANDY, 1989; FULIANG et al., 2005; 
OGETURK et al., 2005). 
A atividade antioxidante do extrato hidroalcoólico EHAGP, foi analisada através 
do método fotocolorimétrico in vitro de seqüestro de radical livre DPPH (2,2-difenil-1-
picrilidrazil), que apresentou atividade antioxidante em todas as concentrações testadas, cujos 
valores variaram de 9,7 a 55,73%, conforme dados da tabela 6. 
 
 
 
A B 
C D 
2 
1 
4 
3 5 
 
 1 2 
3 
4 
5 
3 
1 
2 
5 
2 
3 
4 
1 
5 
Tabela 6. Atividade antioxidante (%)* do extrato hidroalcólico da geopropólis de Melipona 
fasciculata (EHAGP), pelo método de sequestro do radical livre estável DPPH. 
Legenda *(% inibição) para cada uma das concentrações após a média de três análises ± desvio padrão, 
**Controle positivo: soluções padronizadas de rutina nas mesmas concentrações que os extratos. 
 
 
Os polifenóis são reportados como os mais abundantes e efetivos antioxidantes 
em amostras de própolis (SCHELLER et al., 1990; KUMAZAWA et al., 2004). Vários 
autores têm relacionado à atividade antioxidante dos extratos hidroalcóolicos de própolis ao 
seu elevado teor de flavonóides (BASKOTA et al., 1998; BANKOVA; POPOVA, 2007). 
Própolis e geoprópolis contêm substâncias de alta atividade antioxidante como 
flavonóides e outros compostos fenólicos (BURDA; ORLESZEK, 2001; MOREIRA et al., 
2008; AZEVEDO, 2009). 
 Da Silva et al. (2006) relacionaram atividade antioxidante de própolis de Apis 
mellifera de diferentes regiões brasileiras, com os teores de flavonóides, sugerindo que os 
flavonóides desempenham um importante papel na atividade antioxidante das própolis 
brasileiras. 
 Segundo Kumazawa et al. (2004) os fenólicos totais são considerados os 
principais responsáveis pela atividade antioxidante em própolis. 
Estudos realizados por Moreira et al. (2008), demonstraram que os extratos de 
própolis de Apis mellifera que apresentavam maiores concentrações de fenólicos totais, 
apresentavam também maior atividade antioxidante pelo método de seqüestro de radical livre 
DPPH (2,2-difenil-1-picrilidrazil). 
Azevedo (2009) demonstrou relação entre atividade antioxidante de extratos 
hidroalcoólicos de geoprópolis de M. fasciculata e seus constituintes fenólicos. Os extratos 
com maior concentração de compostos fenólicos apresentaram também maior atividade 
antioxidante. Cunha e Ribeiro (2009) verificaram elevada atividade antioxidante, bem como 
elevados teores de polifenóis em geoprópolis da Baixada maranhense. 
Sawaya et al. (2009) em estudos com própolis oriundos de abelhas sem ferrão do 
gênero Scaptotrigona, verificaram baixa atividade antioxidante quando comparadas às 
atividade antioxidantes de própolis produzidas por Apis mellifera no Brasil. 
AMOSTRA 10µg/mL 25µg/mL 50µg/mL 100µg/mL 
 
EHAGP 
 
9,70± 0,99 20,92 ±1,27 29,53 ±1,08 55,73 ±3,44 
 
**RUTINA 
 
94,54±0,12 94,52±0,15 94,94±0,64 95,52±0,78 
Os teores de flavonóides e fenólicos totais encontrados no extrato EHAGP foram 
respectivamente 1,84 e 14, 92% (Tabela 7). Estes valores são considerados elevados (acima 
de 0,25% e 0,50% respectivamente) segundo a legislação brasileira para a caracterização de 
qualidade e identidade de extrato hidroalcoólico de própolis de Apis mellifera (BRASIL, 
2001). Ressalta-se a falta de legislação brasileira para produtos de abelhas sem ferrão. 
 
Tabela 7. Valores percentuais de ácidos fenólicos, flavonóides e fenólicos totais do extrato 
hidroalcoólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP). 
Legenda: a Resultados representam médias ± desvio padrão (n = 3), b Expressos como equivalente de quercetina 
cExpressos como equivalente de ácido gálico. 
 
 Azevedo (2009) obteve em extratos hidroalcoólicos de geopropólis de M. 
fasciculata, da Baixada maranhense, variações dos teores de fenólicos totais entre 11,28 e 
40,18%, para os ácidos fenólicos os valores variaram de 9,26 a 38,43%. Abreu et al. (2006) e 
Abreu (2008), em análises de geoprópolis de Melipona fasciculata Smith (tiúba) do Cerrrado 
maranhense, demonstraram teores de flavonóides variando de 0,17 a 2,67%, e os teores de 
polifenóis totais variando de 14,14 a 67,46%, já Cunha e Ribeiro (2009) obtiveram teores de 
flavonóides que variaram de 0,04 a 1,85% e de polifenóis de 7,36 a 36,95%, em extratos 
hidroalcoólicos obtidos por processo de maceração em geoprópolis da Baixada maranhense. 
 Nogueira (2008) observou variação de 0,37 a 0,65% dos teores de flavonóides 
nos extratos hidroalcoólicos de própolis de Scaptotrigona aff postica (abelha sem ferrão, 
conhecida popularmente como tubi), e cujo própolis foi coletado em meliponário no 
município de Barra do Corda – MA. 
 
Tabela 8. Valores dos conteúdos de fenólicos totais, flavonóides, ácidos fenólicos e atividade 
antioxidante do extrato hidroalcólico de geoprópolis de Melipona fasciculata (EHAGP). 
 Legenda: *(% inibição) para cada uma das concentrações após a média de três análises ± desvio padrão 
a Resultados representam médias ± desviopadrão (n = 3) , b Expressos como equivalente de quercetina, 
cExpressos como equivalente de ácido gálico. 
 
EXTRATO FLAVONÓIDES TOTAIS(%)a,b 
FENÓLICOS 
 TOTAIS(%)a,b 
 ÁCIDOS 
 FENÓLICOS 
 TOTAIS(%)a,c 
 
EHAGP 
 
1,84 ± 0,02 
 
14,92± 0,37 
 
13,08 ± 0,35 
EXTRATO 
*ATIVIDADE 
ANTIOXIDANTE 
100 µg/mL 
FLAVONÓIDES 
TOTAIS 
(%)a,b 
FENÓLICOS 
TOTAIS 
(%)a,b 
ACIDOS 
FENÓLICOS 
TOTAIS 
(%)a,c 
 
EHAGP 
 
55,73 ±3,44 
 
1,84 ± 0,02 
 
14,92± 0,37 
 
13,08 ± 0,35 
Nossos resultados (tabela 8) corroboram com os dados de Azevedo (2009) para 
extratos hidroalcoólicos de geoprópolis de M. fasciculata, e com os de própolis de Apis 
mellifera coletados no Brasil (DA SILVA et al., 2006). 
Considerando os resultados da bioprospecção (antioxidante) e dados químicos do 
extrato, realizamos o fraciomanento biomonitorado do EHAGP, buscando isolar frações e/ou 
substâncias antioxidantes da classe dos polifenóis (Figura 7). 
De acordo com fracionamento obtido do EHAGP (Figura 7) e análises dos 
cromatogramas das frações A3+4 a A9 reveladas separadamente com solução de DPPH e 
reagente de Folin-Ciocalteau, observamos a presença de manchas com forte coloração 
azulada (reação entre as substâncias presentes na placa e o reagente de Folin-Ciocalteau) 
característica de compostos polifenóis em todas as frações derivadas da coluna 1, assim como 
coloração amarela indicando forte atividade antioxidante em placa (reação entre as 
substâncias presentes na placa com radical livre DPPH, de coloração violeta). 
Com base na atividade antioxidante e presença de compostos polifenólicos a 
fração A3+4 (apresentou spots distanciados) foi submetida à CC seca (Figura 2) obtendo-se 
10 subfrações, (C21 a C210), as quais após analises por CCD/Revelação com reagente Folin-
Ciocalteau, soluação de DPPH a 10%, radiação UV e Iodo sublimado, que permitiram uniões, 
resultando em 4 subfrações : C2A, C2B, C2C, C26. Estas foram monitoradas com solução de 
DPPH 10% e reagente de Folin-Ciocalteau. 
Com base nas análises dos cromatogramas, monitorados pela presença de 
atividade antioxidante e compostos fenólicos, realizamos fracionamento das subfrações 
C2B+C2C unidas. 
O fracionamento cromatográfico da subfração C2B+C2C forneceu inicialmente 24 
subfrações, finalizando 14 subfrações após as uniões, conforme cromatograma demonstrado 
na Figura 11 o qual demonstra a presença de compostos polifénolicos em diversas subfrações. 
As subfrações C318 e C320 (apresentaram atividade antioxidante e presença de 
polifenóis) foram selecionadas para análise em cromatografia líquida de alta eficiência, Além 
disso, foi realizada quantificação dos conteúdos de fenólicos totais, flavonóides e ácidos 
fenólicos da subfração C320 apresentando rendimentos respectivos de 1,51%, 0,17%, e 
1,33%, conforme dados da Tabela 9. 
 
 
 
 
 
 
Tabela 9: Valores dos conteúdos de fenólicos totais, flavonóides e ácidos fenólicos da 
subfração C320 derivada do extrato hidroalcólico de geoprópolis de Melipona fasciculata 
EHAGP. 
a Resultados representam médias ± desvio padrão (n = 3) , b Expressos como equivalente de quercetina, 
cExpressos como equivalente de ácido gálico. 
 
 
A análise dos cromatogramas obtidos a 254 nm varridos em 60 minutos 
demonstraram semelhança de constituintes na varredura em 37 a 42 minutos, porém a 
subfração C320 apresentou um pico majoritário em 50 minutos, que não está presente na C318. 
Ambas subfrações foram comparadas com padrões de ácidos fenólicos (ácido 
caféico, cinâmico, ferúlico, gálico e siríngico) e flavonóides (quercitina, rutina e 
pinocembrina) existentes no nosso laboratório, não coincidindo com a identificação das 
substâncias presentes nas subfrações. 
SUBFRAÇÃO FLAVONÓIDES TOTAIS(%)a,b 
 FENÓLICOS 
 TOTAIS(%)a,b 
ÁCIDOS 
FENÓLICOS 
 TOTAIS(%)a,c 
 C320 0,17 ± 0,03 1,51± 0,39 1,33± 0,38 
Figura11: Cromatograma das subfrações C31 a C324, Alíquota: 10mL, Fase móvel: 
hexano/ acetona 8: 2, Fase estacionária: sílica gel G, Revelador: (A) Radiação UV, (B) 
Reagente Folin-Ciocalteau. 
 
 C318 C320 C318 C320 
 
 Figura 12: Cromatograma da subfração C318 obtido através da técnica CLAE/UV 
 
 
 Figura 13: Cromatograma da subfração C320 obtido através da técnica CLAE/UV 
 
A subfração C320, foi analisada através da técnica de CLAE/EM, com ESI 
(ionização por eletrospray) de modo negativo, obtendo-se espectros de modo negativo na 
faixa de 100 a 1000 m/z, como não foram obtidos íons intensos com m/z acima de 900, os 
“fingerprintes” foram apresentados em m/z 100 a 900. 
 As análises dos espectros de massas demonstraram m/z majoritários pela 
abundância relativa de íon [M – 1]-, em 12 a 46 minutos, sendo eles: 328,8; 645,2; 659,2; 
Minutes
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
m
AU
0
250
500
750
1000
1250
1500
m
AU
0
250
500
750
1000
1250
1500
1,
13
2
1,
51
2
1,
64
8
2,
17
8
2,
70
7
6,
06
3
8,
11
7
8,
68
3
10
,
08
7
10
,
52
3
12
,
12
7
13
,
84
5
15
,
73
0
16
,
66
3
16
,
88
0
17
,
79
0
19
,
36
3
20
,
62
3
21
,
78
3
22
,
05
7
22
,
15
8
24
,
25
0
25
,
26
2
25
,
91
5
26
,
50
3
27
,
85
7
28
,
83
8
30
,
43
2
31
,
93
0
33
,
67
7
34
,
14
7
34
,
47
7
34
,
74
7
35
,
50
7
36
,
56
2
38
,
05
5
38
,
68
2
39
,
39
8
40
,
10
8
40
,
78
7
41
,
81
2
42
,
78
7
43
,
05
0
44
,
01
3
44
,
45
0
45
,
38
7 45
,
83
2 4
6,
49
8
46
,
94
0
47
,
27
2
47
,
67
0
48
,
14
5
48
,
87
3
49
,
28
0
49
,
83
7
50
,
36
3
51
,
08
8
51
,
36
7
51
,
52
7
51
,
88
7
52
,
44
3
52
,
79
2 53
,
36
5
53
,
54
3
54
,
06
5
54
,
37
0
54
,
90
7
55
,
89
2
56
,
42
2
56
,
58
0 5
7,
15
8
57
,
88
2
58
,
20
0
58
,
82
7
Surveyor UV/VIS-254nm
A18 gradiente agua acd formico actn 1
Retention Time
Minutes
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
m
AU
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
m
AU
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
0,
43
0
0,
79
8 1,
12
3
1,
51
7
1,
65
3
2,
18
0
3,
65
7
5,
71
7
5,
97
3
11
,
63
0
12
,
66
5
13
,
86
8
14
,
81
7
17
,
74
7
18
,
55
7
19
,
02
3
20
,
97
7
22
,
02
3
22
,
10
0
22
,
63
3
25
,
34
3
27
,
84
3
29
,
75
2
30
,
12
3
30
,
43
7
31
,
06
3
31
,
35
0
31
,
99
0
33
,
40
3
33
,
87
0
34
,
18
3
34
,
41
8
34
,
73
0
35
,
18
8
36
,
12
2
37
,
67
2
38
,
33
2
40
,
45
8
42
,
39
5
42
,
66
5
44
,
03
7
44
,
99
8
45
,
46
8 46
,
14
5
46
,
58
7
46
,
93
5
47
,
36
5
47
,
84
7
48
,
59
5
48
,
98
0
49
,
56
5
50
,
06
8
50
,
93
3
51
,
77
8 52
,
51
5
53
,
10
3
53
,
34
3
53
,
88
7
54
,
24
7
54
,
75
5
55
,
54
3
55
,
86
2
56
,
52
5
56
,
97
2
57
,
80
7
58
,
85
7
Surveyor UV/VIS-254nm
j 20 c320
Retention Time
659,1; 733. Alguns destes foram selecionados para obtenção de LC/EM/EM, dos quais ainda 
não obtivemos os resultados espectrais. 
 Foi possível observar, através de comparação com dados da literatura, que o m/z 
314,8 é compatível com a fórmula molecular C17H14O6, característica do flavonóide 3,7-di-O-
metil-canferol (kumatakenina), sendo este comumente encontrado em espécies vegetais da 
família Solonaceae (SILVA et al., 2003 e SILVA et al., 2009). 
 
 
 Figura 14: Estrutura química da kumatakenina 
 
 O m/z 328,8 foi compatível com a fórmula molecular C18H16O6 (possivelmente 
um derivado metilado da kumatakenina), Figura 15. 
 
 
Figura 15: Estrutura química de flavonóide derivado da kumatakenina 
Lengenda: R = CH3 ou R = H 
 
OMe
MeO
O
O
OH
OH
OMe
MeO
O
O
OH
OH
 O - R 
 O - R 
 No entanto as confirmações destas substâncias dependem de obtenção de 
espectro de massas LC/MS/MS dos respectivos m/z, comparação com padrão autêntico, ou 
isolamento. 
Os outros m/z provavelmente estão relacionados a flavonóides glicosilados, em 
função dos elevados valores de m/z dos mesmos, e também com dímeros de ácidos fenólicos. 
 A Kumatakenina é uma flavona, que já foi isolada de partes aéreas de Solanum 
paludosum, Solanum jabrense, Solanum paraibanum, Solanum pubescens e Solanum 
rhytidoandrum (SILVA et al., 2003). 
Espécies vegetais da família Solonaceae são amplamente distribuídas no 
Maranhão, bem como na região da Baixada maranhense (AGRA; BHATTACHARYYA, 
1999). 
Kerr et al. (1986/1987) em estudo com Melipona fasciculata no estado do 
Maranhão, verificou que este meliponíneo utiliza várias espécies vegetais para a coleta de 
pólen, dentre elas plantas da família Solonaceae, especialmente do gênero Solanum. 
Outros trabalhos realizados com abelhas do gênero Melipona, verificaram a 
presença e/ou predominância de pólen de espécies vegetais do gênero Solanum coletados por 
campeiras (ABSY; KERR, 1977; MARQUES-SOUZA et al., 1995; BEZERRO; 
MACHADO, 2003; DA SILVA et al, 2004; SOUSA et al., 2009). 
Martins (2008) em levantamento da ocorrência de tipos polínicos coletados por 
campeiras de Melipona fasciculata, no período de outubro/2006 a setembro/2007, no 
povoado de Cauaçu, município de Palmerândia, na Baixada ocidental maranhense, observou 
que nos meses de fevereiro e março/2007, predominaram 12% e 25% dos tipos polínicos 
das espécies Solanum jurubeba Rich e Solanum grandiflorum Ruiz&Pav, da família 
Solanaceae. 
Estes dados fortalecem nossas perspectivas sobre a presença dos flavonóides 
kumatakenina e seus derivados no geoprópolis (GP), pois demonstram que meliponíneos em 
especial a Melipona fasciculata, visitam espécies vegetais da família Solanaceae, as quais são 
ricas em flavonóides e outros compostos fenólicos, para a coleta de pólen, néctar e resina. 
Os dados físicos, químicos e biológicos obtidos do geoprópolis de Melipona 
fasciculata, do município de Palmeirândia da Baixada maranhense, demonstram um perfil de 
qualidade para esse produto natural, e podem contribuir para agregar valor ao mesmo. 
 
 
 
 
5. CONCLUSÃO 
 
Os dados físicos, químicos e biológicos demonstram perfil de qualidade de 
geoprópolis de Melipona fasciculata Smith da Baixada maranhense, que apresentou-se com 
odor balsâmico, sabor amargo e com coloração marrom, presença de compostos fenólicos e 
triterpenos, com teor de fenólicos e flavonóides totais de 14,92% e 1,84% respectivamente, 
atividade citotóxica (Artemia salina) e antioxidante, e possível presença do flavonóide 
kumatakenina e seus derivados com análises em CLAE. 
 Esses dados podem contribuir para o estabelecimento de parâmetro químico 
fundamental para a padronização deste produto e composição de futura legislação para 
abelhas sem ferrão. 
Considerando que a região da Baixada maranhense, com flora diversificada, 
produz geoprópolis de Melipona fasciculata (tiúba), com padrão de qualidade, torna-se 
necessária a incrementação da meliponicultura nesta região, como forma de alavancar o 
desenvolvimento sustentável no estado do Maranhão, contribuindo para a melhoria das 
condições de vida da população. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANEXO 
 
 
 Amostra: C3 20 
 
Equipamento: Esquire 3000 Plus Bruker Daltonics 
 
Capillary: 4000V 
Nebulizer: 29 psi 
Dry Gas: 7.5 l/min 
Dry Temp: 35°C 
Fluxo para massa de 120uL/min 
 
 
 
 
 
 
 
 
0 10 20 30 40 50 T ime [min]
0.0
0.5
1.0
1.5
7x10
Intens.
645.2
-MS, 12.0m in #596
0
2
4
6
8
4x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
328.8
659.2
681.2
733.2 929.3
-M S, 12.5m in #623
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
5x10
In tens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m /z
 
 
 
 
 
 
 
328.8
659.1
681.2
733.2
-MS, 13.0min #645
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
328.9
659.1
681.2
855.3
-MS, 15.7min #784
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
571.2
613.2
-MS, 18.9-19.8min #(948-999)
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
314.8
631.2
653.2
761.2
895.3
-MS, 21.0min #1065
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
 
 
 
 
 
 
 
629.2 715.2
761.3
-MS, 21.5min #1091
0
1
2
3
4
5
6
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
715.3
761.3
887.3
-MS, 21.8min #1112
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
613.2
655.1
757.2
-MS, 23.2min #1187
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
5x10
Intens.
100 200 300400 500 600 700 800 900 m/z
671.1
715.3
761.2
-MS, 24.0min #1228
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
 
 
 
 
 
 
 
613.1
671.1
715.3
761.2
833.1
-MS, 24.3min #1250
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
487.1
555.2
633.1 715.3
757.2
779.3
-MS, 25.1min #1291
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
501.2
523.0 601.0 637.0 715.3
-MS, 26.7min #1383
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
601.2 647.1
715.3
751.3
801.2
897.3
-MS, 27.1min #1402
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
 
 
 
 
 
 
 
517.1 617.1
743.2
-MS, 28.0min #1456
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
6x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
597.2
743.2
-MS, 28.5min #1482
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
1.50
6x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
296.9
399.0 537.1
617.3
637.1
697.3
719.3
771.3
799.4
899.3
-MS, 29.6min #1543
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
617.2 697.2
743.3
-MS, 30.8min #1612
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
6x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
 
 
 
 
 
 
 
519.1
601.2
701.3
747.3
819.1
-MS, 31.2min #1636
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
413.0
601.2
701.3 737.3
827.4
897.4
919.4 967.3
-MS, 31.5min #1649
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
601.1
617.1
687.3
-MS, 32.2min #1692
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 m/z
585.2
617.2
631.1
687.3
726.3 755.0
-MS, 33.5min #1759
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
1.50
5x10
Intens.
300 400 500 600 700 m/z
 
 
 
 
 
 
 
519.1
601.1
687.2
729.3
-MS, 34.5min #1817
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
584.1 653.1
903.4
925.4
-MS, 35.6min #1876
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
469.1 599.1 653.2
815.3
939.6
-MS, 36.6min #1932
0
1
2
3
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
601.1
811.4 907.4
-MS, 37.4min #1972
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
 
 
 
 
 
 
 
935.5
-MS, 38.1-38.5min #(2012-2037)
0
1
2
3
4
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
585.1
-MS, 41.5-41.7min #(2192-2204)
0
2
4
6
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
171.7 519.2
617.3
687.3
779.2
-MS, 44.4min #2350
0.0
0.5
1.0
1.5
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
519.1 617.3
687.3
715.3
779.3
-MS, 45.6min #2417
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
171.6 338.8 519.1
617.3
659.3
687.4
721.3
779.4
847.3
933.3
-MS, 48.2min #2554
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
5x10
Intens.
100 200 300 400 500 600 700 800 900 m/z