logbook de parasito

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IDENTIFICAÇÃO DE PARASITAS INTESTINAIS
Método direto com Lugol
O método direto é específico para a pesquisa de trofozoítos nas fezes (forma adulta dos protozoários).
Procedimento:
Aplicar diretamente na lâmina de vidro pequena quantidade de fezes frescas fazendo misturar com uma gota de Lugol. Cobrir com lamínula e observar imediatamente ao microscópio.
Vantagens: 
Além de fixador, é corante; Fácil preparo; Útil em trabalhos de campo; Adequado para os métodos de concentração
Desvantagens:
Inadequado para a preservação da morfologia de trofozoítos de protozoários. O iodeto interfere com outros métodos de coloração; O iodeto pode causar distorção em protozoários. 
Identificação de Lâminas preparadas por método direto de Lugol:
Giardia
É o protozoário flagelado causador da giardíase. É um parasito que se apresenta em duas formas: cisto e trofozoíto. Ambas formas podem ser eliminadas nas fezes, sendo que nas fezes diarréicas são encontrados trofozoítos, e nas formadas são encontrados cistos. O cisto constitui a forma infectante.
CICLO BIOLOGICO
Os cistos ou trofozoítos são ingeridos pelo homem através da água ou de alimentos contaminados, e a ação das enzimas digestivas provoca o desencistamento, dando origem aos trofozoítos, que podem ficar livres na luz intestinal ou se fixarem na parede duodenal pelo disco suctorial. Se o protozoário aderir à mucosa intestinal, a absorção de nutrientes fica comprometida, principalmente de gorduras e de vitaminas lipossolúveis.O parasito se multiplica por divisão binária no intestino delgado, sendo que a gravidade da doença é proporcional ao número de parasitos. Os trofozoítos vivem no duodeno e nas primeiras porções do jejuno, e a atividade dos flagelos lhes confere rápido e irregular deslocamento. Quando vai ocorrer o encistamento, o trofozoíto reduz o seu metabolismo e o seu tamanho, fica globoso, perde o disco suctorial e os flagelos e secreta uma parede cística ao seu redor. Dentro do cisto o núcleo se duplica, por isso quando o homem ingere um cisto, infecta-se com dois trofozoítos.
As manifestações clínicas variam, mas aqueles que são observados mais frequentemente são: evacuações líquidas ou pastosas, número aumentado de evacuações, mal-estar, cólicas abdominais e perda de peso. Além das formas agudas, a giardíase pode evoluir para formas subagudas ou crônicas. 
O diagnóstico é feito por visualização de cistos ou trofozoítos nas fezes, sendo que para a detecção da parasitose devem ser feitas três coletas de fezes com intervalo de dois a três dias, pois na fase aguda a eliminação de cistos é menor e o resultado pode ser falso negativo.
 
 Figura 1 - Trofozoito de Giardia lamblia. Figura 2 – Cisto de Giardia lamblia.
Enterobius vermicularis
É um helminto, conhecido como oxiúrus.
1 - Adultos: ambas sexos possui na extremidade anterior um cutícula estriada semelhante a asas sendo denominadas assa encefálicas, os machos medem de 2 a 5 mm, possui a parte posterior enrolada terminando em ponta romba, as fêmeas sã maiores que os machos medem de 8 a 12 mm, região posterior do corpo retilínea ou ligeiramente encurvada. 
2 - Ovos: são assimétricos, convexos, medindo de 50 x 60 mm de comprimento e de 25 x 30 mm de largura, a casca e dupla transparente permitindo ser observado no seu interior um embrião já formado.	
CICLO BIOLOGICO
Após o acasalamento, o macho é eliminado com as fezes e a fêmea adulta se dirige até o ânus para fazer a ovipostura, principalmente à noite. Com frequência, não consegue retornar para a ampola retal, morrendo nesse local. Os ovos maturam rapidamente na pele da região perianal ou no solo, apresentando larvas infectantes. Então, os ovos maduros devem ser ingeridos pelo hospedeiro para a continuidade do ciclo. Os ovos ingeridos eclodem no intestino delgado. As larvas migram pela mucosa intestinal até o ceco e intestino grosso, onde atingem a maturidade.
Sintomatologia: diarreias, dores abdominais, nervosismo, insônia, eosinofilia e anemia. Prurido anal, lesões no anus e vagina. 
Diagnóstico: pesquisa de ovos nas fezes, pesquisa de ovos na região anal pelo método de Graham.
MÉTODO DE GRAHAM (TÉCNICA DA FITA ADESIVA OU SWAB PERIANAL NOTURNO) utilizado na pesquisa de ovos de E. vermiculares.
Técnica 
1. Colocar um pedaço de fita adesiva transparente em uma espátula de madeira tipo abaixador de língua com a parte adesiva voltada para fora.
2. Pressionar firmemente a espátula contendo a fita adesiva contra as pregas anais e perianais.
3. Colar a fita adesiva em lâmina devidamente identificada.
4. No momento da execução do exame, levantar cuidadosamente a fita da lâmina e pingar uma gota de toluol ou xileno e pressionar novamente a fita contra a lâmina. A preparação ficará clara ou levemente corada, tornando os ovos bem visíveis. Só analisar o material imediatamente.
Entamoeba coli 
O trofozoíto mede cerca de 20 a 50 micrômetros, o citoplasma não é diferenciado em endo e ectoplasma; o núcleo apresenta a cromatina grosseira e irregular e o cariossoma grande e excêntrico. O cisto apresenta-se como uma pequena esfera medindo 15-20 micrômetros, contendo até oito núcleos, com corpos cromatóides finos, semelhantes a feixes ou "agulhas" Devido à semelhança existente entre os cistos de E. histolitica e os de E. coli, é preciso fazer o diagnóstico diferencial através da morfologia e do número de núcleos do organismo, entretanto a diferenciação de cistos nem sempre é conclusiva.
 
Entamoeba hystolitica
Trofozoíto
Mede 20-40 micrômetros, mas podendo chegar a 60 micrômetros nas formas obtidas de lesões tissulares; em culturas, os trofozoítos medem entre 20-30 micrômetros. Geralmente tem um só núcleo, bem nítido nas formas coradas e pouco visível nas formas vivas; costuma imprimir movimentação direcional, parecendo estar deslizando na superfície, semelhante a uma lesma. O citoplasma apresenta-se diferenciado em ectoplasma, que é claro e hialino, e endoplasma, que é finamente granuloso, com vacúolos, núcleos e restos de substâncias alimentares.
O Trofozoíto, quanto fixado e corado pela hematoxilina férrica, apresenta diferenças entre ecto e endoplasma; o núcleo é bem visível e destacado, geralmente esférico. A membrana nuclear é bastante delgada e a cromatina justaposta internamente a ela é formada por pequenos grânulos, uniformes no tamanho e na distribuição, dando ao núcleo um aspecto de anel (aliança brilhante).
Os cistos são esféricos ou ovais, medindo 8-20 micrômetros. Quando corados com lugol os núcleos tornam-se bem visíveis e variam de um a quatro, tomando a cor castanho-escuro; a membrana nuclear é mais escura devido ao revestimento da cromatina, que é um pouco refringente; o cariossoma é pequeno. Os corpos cromatóides, quando presentes nos cistos, têm a sua forma de bastonetes ou de charutos, com pontas arredondadas. Seu número é variável, mas, em geral, de uma a quatro. Na microscopia eletrônica, os trofozoítos da E. histolytica se caracterizam pela ausência de mitocôndria, Aparelho de golgi, RE, centríolos e microtúbulos, que são organelas diferenciadas e encontradas nas células eucariotas.
 
Endolimax nana
É a menor ameba que vive no homem. O trofozoíto mede 10-12 micrômetros, com citoplasma claro, membrana nuclear fina e sem grãos de cromatina. O cisto mede 8 micrômetros, é oval, contendo 4 núcleos pequenos e ovóides. É uma ameba comensal, vivendo na luz da região cólica do homem e de alguns primatas.
Iodamoeba butschlii
É uma ameba pequena, medindo cerca de 10-15 micrômetros, tanto o cisto como o trofozoíto. É muito comum entre nós, mas não é patogênico. É uma ameba comensal de ceco e colo do homem. encontrada em várias espécies de primatas e no porco, mas parece que as formas desses animais infectam o homem e vice-versa.
CICLO BIOLOGICO
Semelhante das outras amebas.
Hymenolepis nana
ADULTO: 3 a 4 cm, 100 a 200 proglotes, genitália feminina e masculina. Possui escólex com 4 ventosas e rostro com ganchos.
OVOS: Transparentes, membranaexterna e interna, envolvendo a oncosfera. Parece "chapéu de mexicano, visto por cima".
 
CICLO BIOLOGICO
	
Técnica de FAUST
Finalidade
Pesquisa de cistos de protozoários e ovos leves de helmintos.
Princípio ou fundamento
Flutuação por centrifugação em solução de sulfato de zinco de densidade de 1,18g/cm3. A densidade dos ovos leves é de 1,05 até 1,18g/cm3.
PROCEDIMENTO: 
1. Usar luvas durante todas as etapas do procedimento.
2. Colocar 1 ou 2g de fezes frescas colhidas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo 10ml de água corrente. Filtrar a suspensão através de gaze, levemente umedecida em água corrente, dobrada duas vezes, e receber o filtrado em um tubo de centrífuga de 15ml com fundo redondo. A suspensão pode ser filtrada através de filtro descartável (Parasitofiltro®), com alça de segurança, levemente umedecido em água corrente.
3. Adicionar água corrente até completar 2/3 da capacidade do tubo.
4. Centrifugar (650 xg/1min). Decantar o sobrenadante e adicionar 1a 2ml de água corrente ao sedimento, antes de ressuspendê-lo. Completar com água corrente 2/3 do volume do tubo, agitar e centrifugar.
5. Repetir a etapa 3, até que o sobrenadante apresente-se relativamen-te claro.
6. Depois que o último sobrenadante é decantado, adicionar 1 a 2ml do reagente e ressuspender o sedimento; completar com sulfato de zinco até0,5cm da borda do tubo e centrifugar (650 xg/1min).
7. Cuidadosamente, remover o tubo da centrífuga e, sem agitação, colocá-lo em uma estante em posição vertical.
8. Com uma alça de arame (diâmetro de 5 a 7mm) tocar no centro da membrana formada na superfície, transferindo várias alçadas para uma lâmina de microscopia. Pesquisar ovos, larvas e cistos.
9. Alguns pesquisadores preferem a sobreposição de uma lamínula na borda do tubo à remoção da película com alça de arame (11,56). Depois de concluída a etapa 4, com auxílio de pipeta, encher o tubo até a borda com solução de sulfato de zinco. Colocar uma lamínula (22 x 22mm) na superfície do tubo, deixando-a em contato com o líquido durante oito a 10 minutos. Remover a lamínula, invertendo sua posição e colocar a face com a gota sobre uma lâmina. Examinar para ovos, larvas e cistos
Reagentes utilizados 
▪ Água ▪ Sulfato de Zinco 33% com densidade 1,18 g/mL ▪ Lugol
Vantagens
Baixo custo, fácil e de pouco resíduo 
Desvantagens 
Uso da centrifuga, pois a centrifuga poderia estar sendo usada para outra cosia.
Preparo da lamina deve ser feito no máximo em 20 minutos.
Controle de qualidade
1. Verificar os regentes, sempre que forem utilizar. A solução de sulfato de zinco deve apresentar aparência claro sem contaminação visível.
2. Trimestralmente ou sempre que a centrifuga for calibrada, amostras fecais positivas devem ser concentradas e os organismos identificados
3. O micrometo ocular e o microscópio devem ser calibrados a cada 12 meses, as objetivas e as oculares originais devem ser colocadas no microscópio durante a calibração, A morfometria deve ser realizada com micrometro ocular.
4. A densidade da solução de sulfato de zinco é crítica, devendo ser ajustada com densitometro pela adição de sal ou água.
5. Os resultados do controle de qualidade devem ser registrado. Quando necessário, seguir o plano de ação para resultados “fora do controle”.
Técnica de HOFFMAN
Precipitação de partículas, inclusive de cistos, ovos e larvas de parasitos ao fundo do cálice de sedimentação, devido a força de gravidade. 
INDICAÇÃO
 Utilizado na pesquisa de ovos de S. mansoni, é atualmente usado na rotina diária dos laboratórios, na detecção de cistos de protozoários, de ovos e larvas de helmintos. Adolf Lutz, eminente pesquisador brasileiro, empregou o modelo pela primeira vez, no entanto, foi a partir dos trabalhos de Hoffman, Pons e Janer, que a técnica passou a ser conhecida mundialmente.
PROCEDIMENTO
1. Colocar cerca de 5g de fezes, coletados de várias partes do bolo fecal, em copo graduado ou Becker de 250 ml. Completar o volume de 50 a 60 ml de água corrente e misturar vigorosamente. 
2. Preparar a suspensão juntando 100 ml de água corrente. 
3. Filtrar essa suspensão através de gaze dobrado 4 vezes, recolhendo-a em copo de sedimentação de capacidade de 125 ml. 
4. Se necessário, adicionar água corrente, até completar aproximadamente ¾ do volume do copo cônico. Deixar a suspensão em repouso durante 1 a 2 horas. 
5. Com uma longa pipeta capilar, fixada a um bulbo de borracha, colher uma pequena porção do sedimento na camada inferior, depositando sobre uma lâ mina. Se a preparação estiver muito espessa, diluir com uma gota de solução salina a 0,85% ou água corrente. Colher amostra adicional do centro e do fundo do sedimento. 
6. Examinar ao microscópio, a presença de ovos, larvas e cistos.
Vantagem
Econômico, dispensando o uso de reagentes e centrífugas. 
Desvantagem 
Grande quantidade de detritos fecais, dificultando, com frequência a preparação e o exame da lâmina. 
Método de Ritchie
Finalidade
Pesquisa de cisto de protozoários com ovos leves de helmintos, ovos inférteis de Ascaris lumbricoides.
Fundamento 
Sedimentação por centrifugação em formol 10% - éter.
Técnica
1. Usar luvas durante todas as etapas do procedimento.
2. Diluir 1 ou 2g de fezes frescas ou formolizadas em 7ml de solução de formaldeído a 10%.
3. Filtrar a suspensão através de gaze levemente umedecida em água corrente, dobrada duas vezes, e receber o filtrado em um tubo de centrífuga de 15ml com fundo redondo. A suspensão pode ser filtrada através do filtro descartável (Parasitofiltro®), com alça de segurança, levemente umedecido em água corrente.
4. Adicionar 3ml de éter, fechar o tubo e agitar vigorosamente, na posição invertida, por 30 segundos. Remover a tampa com todo cuidado.
5. Centrifugar (500 xg/2min). Quatro camadas se formarão: 1.ª) sedimento no fundo do tubo contendo os parasitos; 2.ª) camada de formalina; 3.ª) tampão de detritos fecais; e 4.ª) camada de éter na superfície.
6. Afrouxar e separar o tampão de detritos das paredes do tubo com estilete fino e com cuidado decantar as três camadas superiores. Limpar com swab de algodão as paredes do tubo, removendo os detritos remanescentes.
7. Uma pequena quantidade de líquido permanece nas paredes do tubo, escorrendo para o fundo junto ao sedimento. Misturar o líquido e o sedimento e preparar as lâminas para a pesquisa de ovos, larvas e cistos. Corar o sedimento pelos métodos de Giemsa ou por uma dascolorações derivadas de Ziehl-Neelsen.
Reagentes
Solução de formaldeído a 10% e Éter etílico
Controle de Qualidade (CQ): Centrífugo-Sedimentação pelo Formaldeído-Éter Modificado.
1. Verificar os reagentes sempre que forem usados. A formalina e a solução salina devem apresentar aparência clara, sem nenhuma contaminação visível.
2. Trimestralmente ou sempre que a centrífuga for calibrada, amostras fecais sabidamente positivas devem ser concentradas e os organismos identificados.
3. O micrômetro ocular e o microscópio devem ser calibrados a cada12 meses. Realizar a morfometria com micrômetro ocular.
4. Os resultados do CQ devem ser registrados. Quando necessário, seguir o plano de ação para resultados “fora de controle”
Vantagens
Apropriado para uma rotina grande, pode preparar e ler em até 24 horas, fácil de ser executado e muito sensível, fica mais limpo.
Desvantagens
Custo alto, normalmente sendo substituída pelo método de Hoffmann, mais trabalhoso.
Pesquisa de Cryptosporidium - Técnica de coloração de Kinyoun
Fundamento
Os coccídeos coram-se pela fucsina básica, adquirindo coloração vermelha ou rosa brilhante intensa; e são álcool ácido resistente, destacando-se de outros resíduos, leveduras e bactérias.
Finalidade 
Este método é indicado para pesquisa dos coccídeos intestinais, cryptosporidium parvum, cyclospora cayetanensis e isospora belli através de técnica formol-éter modificado.
Procedimento 
Amostra 
1. Dissolver as fezes em formol 10% e deixar em repouso por 15 min.
2. Filtrar com gase por um cálice de sedimentação.3. Colocar 10 ml da suspensão em um tubo de centrifugar e centrifugar por 10 min a 1500 rpm.
4. Desprezar o sobrenadante em desinfetante, ressuspender o sedimento completar com formol 10% até 10 ml e centrifugar novamente a 1500 rm por 10 min.
5. Ressuspender o sedimento, adicionar 1/3 do tubo de formol e 1/3 do tubo de éter, fechar com a rolha e agitar o tubo vigorosamente por 30 segundos.
6. Retirar a rolha e centrifugar o tubo por 10 min a 1500 rpm.
7. Desprezar todo o sobrenadante, limpar as paredes do tubo se necessário e fazer um esfregaço em uma lamina com o sedimento.
Coloração 
1. Usar luvas durante todas as etapas da coloração.
2. Preparar o esfregaço com uma a duas gotas de fezes frescas ou preservadas. Deixar secar à temperatura de 60°C no aquecedor de lâminas (slide warmer). Não preparar esfregaços espessos. As amostras fecais formolizadas poderão ser concentradas pela centrifugação (500 x g/10min).
3. Fixar com álcool metílico por 30 segundos (deixar secar à temperatura ambiente).
4. Corar com o corante de Kinyoun por um minuto. Lavar rapidamente com água destilada e drenar.
5. Diferenciar com solução álcool-ácido por dois minutos. Lavar rapidamente com água destilada e drenar.
6. Corar o fundo da preparação com solução de verde de malaquita a 3% por dois minutos.
7. Lavar rapidamente com água destilada e drenar.
8. Deixar o esfregaço secar e montar com resina sintética (Cytoseal 60).
9. Examinar 200 a 300 campos do esfregaço com objetiva de imersão
(100X)
Reagentes
1. Álcool metílico; 2. Álcool etílico; 3. Fucsina básica; 4. Fenol (fundido a 44°C); 5. Ácido sulfúrico concentrado; 6. Verde de malaquita; 7. Resina sintética (Cytoseal 60)
Controle de Qualidade
Incluir ao método de coloração uma lâmina-controle com C. parvum, preparada com amostra fecal preservada pela solução salina de formaldeí- do a 10%. Os oocistos apresentam coloração do rosa ao vermelho sobre um fundo uniformemente corado em verde
Características da Coloração
Os oocistos do C. parvum e da I. belli apresentam coloração do rosa ao vermelho, ao púrpura intenso. Alguns dos quatro esporozoítos podem ser vistos nos oocistos do Cryptosporidium. Os oocistos imaturos da Isospora aparecem corados, enquanto os oocistos maduros mostram os dois esporocistos corados, usualmente do rosa ao púrpura, com uma zona clara entre os esporocistos corados e a parede do oocisto. O fundo da preparação é corado em verde. Os organismos presentes freqüentemente apresentam, entre eles, uma intensidade de cor variável. Quando presentes, os oocistos de Cyclospora cayetanensis com tamanho de aproximadamente 10µm (variando de 8-9µm), assemelham-se aos do C. parvum, os oocistos não apresentam morfologia interna bem definida e a intensidade de cor tende a ser mais variável do que aquela vista no Cryptosporidium e na Isospora. Quando o paciente for portador de uma grande infecção com microsporídios (doente imunocomprometido) pequenos esporos (1 a 2µm) poderão ser vistos, mas não serão facilmente identificados como as bactérias e as pequenas células de leveduras
Técnica de sangue oculto nas Fezes - Reação de Meyer
Fundamento
A fenolftaleína presente no reagente é reduzida pelo zinco a anidrido ftálico, o qual, oxidado pelo oxigênio desprendido do peróxido de hidrogênio quando em presença de eritrócitos, se transforma novamente em fenolftaleína, que em meio alcalino toma coloração vermelha bem conhecida, indicando a presença de eritrócitos (sangue) nas fezes. 
Finalidade 
Reagente para detecção de sangue oculto nas fezes
Procedimento
Em um tubo de ensaio se coloca aproximadamente 3 ml de suspensão de fezes e adiciona-se 2 ml de reativo de Meyer. Homogeneizar e adicionar 4 gotas de peróxido de hidrogênio. Homogeneizar novamente e observar o desenvolvimento de cor.
Resultado: Vermelho – Positivo. Não altera cor - Negativo.
Reagentes 
1. Reativo de Meyer: Armazenar em temperatura ambiente.Contém hidróxido de sódio 20%, fenolftaleína 2%, zinco em pó 10%. 
2. Peróxido: Armazenar em temperatura ambiente. Contém peróxido de hidrogênio 10 V. 3. Controle positivo: Armazenar em temperatura ambiente. Contém eritrócitos liofilizados. Os reagentes são estáveis até a data de validade impressa no rótulo, desde que respeitadas as instruções de armazenagem
Controle de qualidade
Recomendamos a realização de um a dois testes com o controle positivo durante o período de validade do produto. Proceder da seguinte maneira: Reconstituir o liofilizado de eritrócitos com 1 mL de água deionizada. Homogeneizar até completa dissolução. Adicionar à suspensão de eritrócitos 1 mL do Reativo de Meyer. Homogeneizar. Adicionar 4 gotas do Peróxido. Conferir se o resultado é positivo. 
Caso o resultado seja negativo, o reagente deve ser desprezado.
Vantagens	
Custo relativamente baixo para
Desvantagens
Baixa especificidade para a hemoglobina humana e necessidade de dieta rigorosa pelo paciente antes de sua execução
Teste rápido de sangue oculto nas fezes – imunológico
Finalidade
Teste rápido para a determinação qualitativa do sangue humano nas fezes por imunocromatografia, usando uma combinação de anticorpo monoclonal marcado e anticorpo policlonal anti-hemoglobina humana na fase sólida.
Procedimento: 
1. Espete um stick de colheita em pelo menos 3 sitios diferentes da amostra de fezes.
2. Feche e aperte a tampa do tubo de coleta e agite bem.
3. Remova o dispositivo de teste da embalagem e transfira 2 gotas da amostra para janela do dispositivo do teste.
4. Leia o resultado em 5 min.
Interpretação
Positivo: 2 linhas coloridas.
Negativo: 1 linha colorida.
Controle interno de qualidade 
O Laboratório Clínico deve possuir um programa interno de controle da qualidade, onde procedimentos, normas, limites e tolerância para variações sejam claramente estabelecidos. É importante ressaltar que todos os sistemas de medição apresentam uma variabilidade analítica característica, que deve ser monitorada pelos próprios laboratórios. Para tanto, é recomendável a utilização de controles, que permitem avaliar a precisão e a exatidão das dosagens
Vantagens 
Rápido e não detecta hemoglobina animal, eliminando a chance de falso positivo.
Desvantagens
Custo alto.
Pesquisa de Gordura fecal: Coloração Sudam III
Finalidade 	
A técnica do Sudan III é um método usado principalmente para demonstrar a presença de coloração de triglicerídeos, embora também corra outros lipídios.
Fundamento 
Corantes para gorduras são mais solúveis nas próprias gorduras do que no meio em que são dissolvidos. Assim, ao banhar a gordura com a solução corante, ela tende a se dissolver na gordura que está sendo carregada com o corante. Por via de regra, estas tinturas sempre vão na solução alcoólica ou em uma mistura de álcool / acetona ou álcool / água.
Procedimento
1. Fazer uma suspensão de fezes em H2O.
2. Passar +/- 1ml desta suspensão para tubo de ensaio.
3. Adicionar 5 gotas de álcool e sudam III até a solução ficar vermelha.
4. Colocar uma gosta desta preparação em uma lamina, cobrir com lamínula e observar ao microscópio.
Interpretação do Resultado:
Positivo: Mais de 60 bolhas por campo de menor aumento. Se negativo, fazer nova preparação 1ml da suspensão de fezes para outro tubo de ensaio. Adicionar 10 gotas de ác. Acético a 56% e sudam III até a solução ficar vermelha. Ferver esta preparação. Passar uma gota da preparação para lamina cobrir com lamínula e observar no microscópio.
Positivo para esta segunda preparação: mais de 100 bolhas por campo de menor aumento.
Gordura Neutra: disfunção hepática.
Ácidos Graxos: disfunção biliar.
Sais de ácidos graxos (sabões): comprometimento da mucosa de absorção.
Pesquisa de substância redutora nas fezes
A pesquisa de corpos redutores nas fezes é utilizada para detectar deficiências congênitas ou causadas por lesão não-específica de enzimas da mucosa intestinal, especialmente as dissacaridases (lactase e sacarase). Normalmente os açúcares são rapidamente absorvidos no intestino delgado proximal. Se isto nãoocorrer, eles permanecem na luz intestinal causando a diarreia osmótica. A má absorção dos diferentes açúcares ocasionada por estas deficiências enzimáticas determina o aparecimento das substâncias redutoras nas fezes, além da queda no pH destas. Apesar de a sacarose não ser um açúcar redutor, ela está sujeita à hidrólise ácida no intestino, sendo então liberados açúcares redutores que são avaliados como substâncias redutoras. Resultados falsamente negativos são encontrados em pesquisa feita em material fecal não recente, em razão da fermentação dos açúcares causada pelas bactérias intestinais.
Teste de Disacaridases intestinais
Procedimento
1. Fazer suspensão de fezes em H2O.
2. Em tubo grande colocar 2,5 ml de reativo de Benedict e adicionar 5 
3. Ferver esta preparação por 2 min.
Interpretação do Resultado:
Positivo: alteração da cor do reativo para verde até vermelho tijolo.
Negativo: qualquer tom de azul.
Coloração de Giemsa
Finalidade 
Sistema para coloração de células em esfregaços de sangue periférico, medula óssea ou para estudo citológico de elementos celulares colhidos por punção, raspagem ou concentrados de elementos celulares de derrames cavitários.
Fundamento 
Os corantes para esfregaços sanguíneos, também chamados de pancrômicos, são uma mistura de corantes de características neutras, dependentes do pH da solução corante, que em condições apropriadas coram os componentes nucleares e citoplasmáticos dos leucócitos, com predominância de tons vermelhos (quando ácidos) e azulados diversos(quando básicos).
Procedimento
ESFREGAÇO
Os esfregaços estirados são geralmente empregados para o estudo das hemácias, a contagem diferencial dos leucócitos e para o diagnóstico e o estudo diferencial dos distintos estágios das espécies de Plasmodium, quando a densidade dos parasitos for alta; entretanto, esses esfregaços não apresentam bons resultados quando a densidade dos parasitos da malária é baixa.
Preparação 
Vantagens e desvantagens da gota espessa para a pesquisa de plasmódio
Vantagens:
Por concentrar maior quantidade de sangue desemoglobinizado numa área relativamente pequena, a gota espessa aumenta a probabilidade de se encontrar parasitos, o que a torna o método de eleição para o diagnóstico de malária (e de outros hemoparasitos);
Por ser desemoglobinizada, o processo de coloração é mais rápido, permitindo o processamento de grande número de amostras;
A distribuição dos parasitos e leucócitos se dá ao acaso em toda a amostra. Portanto, pode-se avaliar a parasitemia contando-se o número de parasitos em relação a um determinado número de leucócitos.
Desvantagens:
Requer experiência para a identificação de espécies, uma vez que a morfologia do parasito altera-se durante o processo de desemoglobinização;
Requer processamento parcial ou total relativamente rápido depois de colhida a amostra, para evitar a fixação de hemoglobina, a supercoloração e a descoloração
PROCEDIMENTO TÉCNICO - Preparo da solução corante seg. Giemsa 
Em tubo de ensaio, misturar 3 gotas do corante Giemsa para cada 2mL de água destilada. A seguir são recomendadas duas opções para coloração com o corante Giemsa. O laboratório deverá optar por uma das colorações de acordo com sua preferência e/ou finalidade.
Coloração 
1. Fixar o esfregaço, cobrindo-o com 15 a 20 gotas de metanol por 2 minutos.
2. Escorrer o álcool metílico e, sem lavar ou deixar secar, cobrir a lâmina com solução de uso de Giemsa (aproximadamente 5mL).
3. Proceder à coloração por 10 minutos.
4. Lavar a lâmina em água corrente e deixá-la secar em posição vertical.
RESULTADOS ESPERADOS
Hemácias: róseo
Plaquetas: azul
Leucócitos:
Linfócitos núcleo: azul violeta - citoplasma: azul
Monócitos núcleo (lobulado): azul violeta - citoplasma: azul claro
Granulócitos:
Neutrófilos polimorfonucleares núcleo: azul escuro - citoplasma: rosa pálido. Granulações: de tons róseos a azul claro
Basófilos, núcleo: púrpura a azul escuro, granulações volumosas, cobrindo todo o citoplasma: azul escuro
Eosinófilos, núcleo: azul - citoplasma: rosa pálido grânulos volumosos: vermelho a vermelho laranja.
Reagente
Corante Giemsa, em pó 8g; Glicerol 500mL ; Metanol (tamponado pH 6,8)
Controle de qualidade do sistema
1.O controle de qualidade em microscopia de esfregaços sanguíneos depende diretamente da formação e da experiência do profissional que avaliará a qualidade dos esfregaços, coloração, etc.
2.A limpeza e a secagem adequada do material a ser utilizado são de fundamental importância para a estabilidade dos reagentes e obtenção de resultados corretos. Não usar detergente à base de fosfato.
3.A água utilizada na limpeza do material e no preparo dos reagentes deve ser de boa qualidade.
4.Colunas deionizadoras saturadas liberam íons diversos, aminas e agentes oxidantes, que deterioram os reagentes.
5.As lâminas para confecção do esfregaço devem estar perfeitamente limpas, isentas de gordura e polidas.
6. A gota de sangue não deve ser muito grande. Quanto maior a gota, mais espesso o esfregaço.
7.O esfregaço satisfatório deve ser fino e homogêneo, de margens livres, pois só os que reúnem estas condições apresentam os leucócitos e eritrócitos sem deformações e convenientemente distribuídos
Coloração pela hematoxilina férrica, segundo heidenhain, modificada por burrows
Finalidade 
A coloração pela hematoxilina férrica, segundo Heidenhain, modificada por Burrows, é indicada para a coloração de rotina de esfregaços fecais para a pesquisa de protozoários intestinais. 
Fundamento
Em uma das faces da lamínula (22 x 22mm), presa por uma de suas bordas a um pequeno pedaço de borracha de forma semicircular (15mm de diâmetro por 3mm de espessura), emulsificar pequena quantidade de fezes frescas em uma gota de solução salina a 0,85%. A lamínula é encaixada num entalhe feito na face plana do suporte, por meio de bisturi fino ou com lâmina de barbear. O suporte de borracha tem por finalidade facilitar a manipulação do preparado durante os diferente es tempos de fixação e coloração, além de permitir identificar o material, mediante a gravação de número numa das faces do referido fragmento de borracha 
Esse procedimento de fixação da amostra fecal poderá ser realizado, também, em lâmina de microscopia. Para evitar a distorção dos protozoários presentes, não se deve permitir que os esfregaços sequem durante todo o tempo da coloração até a contagem final. Uma série de placas de Petri ou cubas de Coplin deverão ser usadas para cada fase do processo de coloração
Amostra 
Material fecal não preservado (fezes frescas).
Reagentes
1. Fixador de Schaudinn; 2. Solução de alúmen de ferro a 2%; 3. Hematoxilina; 4. Solução corante de hematoxilina a 0,5%; 5. Álcool etílico a 50%, 70%, 95%; 6. Álcool etílico absoluto + xilol (1:1); 7. Xilol (xileno); 8. Resina sintética (Cytoseal 60)
Coloração da Amostra
1. Usar luvas durante todas as etapas da coloração.
2. Fixador de Schaudinn, 10 minutos.
3. Álcool etílico a 70% iodado, três minutos.
4. Álcool etílico a 70%, dois minutos.
5. Álcool etílico a 50%, um minuto (pode ser omitido).
6. Água destilada, dois a três minutos (duas lavagens).
7. Solução de alúmen de ferro a 2% (mordente), 10 minutos.
8. Água destilada, um minuto.
9. Solução corante de hematoxilina a 0,5%, cinco minutos.
10. Água destilada, um minuto.
11. Solução de alúmen de ferro a 2% (diferenciador), um minuto.
12. Água corrente, dois minutos (duas lavagens).
13. Observar a diferenciação ao microscópico. Se necessário repetir as etapas 10 e 11, deixando tempos maiores.
14. Quando o grau de diferenciação desejado é obtido, proceder à etapa seguinte.
15. Água corrente, várias lavagens, 30 minutos.
16. Álcool etílico a 50%, dois minutos (pode ser omitida).
17. Álcool etílico a 70%, um minuto.
18. Álcool etílico a 95%, um minuto.
19. Álcool etílico absoluto (1), um minuto.
20. Álcool etílico absoluto (2), um minuto.
21. Partes iguais de álcool etílico absoluto e xilol, um minuto.
22. Xilol (duas lavagens), umminuto cada.
23. Montagem com resina sintética (Cytoseal 60).
Controle de Qualidade: Hematoxilina Férrica
1. Ver o controle de qualidade (CQ) dos fixadores 
2. Os espécimes fecais usados para o CQ podem ser igualmente fezes fixadas positivas para protozoários, ou negativas, preservadas pelo fixador APV, nas quais foram adicionados leucócitos humanos. Os esfregaços preparados para o CQ de espécimes positivos fixados com APV, ou contendo leucócitos humanos, devem ser usados quando um novo lote do corante é preparado, ou, no mínimo, uma vez por semana. Culturas de protozoários podem também ser usadas.
3. O esfregaço para CQ deve ser incluído quando for usado um novo número de lote de reagente, ou forem adicionados novos reagentes nas cubas de Coplin. Depois da lavagem das cubas, o procedimento deve ser repetido no mínimo semanalmente.
4. Quando o xilol estiver turvo ou houver uma acumulação de água no fundo das cubas de Coplin, deve ser usado novo etanol e xilol a 100%.
5. As cubas de Coplin devem ser mantidas fechadas para evitar a evaporação dos reagentes.
6. Dependendo do número de esfregaços corados, as soluções corantes básicas devem ser trocadas quando necessário.
7. Os organismos corados apresentam cor azulada ou cinzenta com estruturas nucleares pretas. Os corpos cromatóides dos cistos das amebas e inclusões, tais como bactérias ou hemácias no citoplasma dos trofozoítos, coramse de preto. O material de fundo, usualmente, cora-se em azul-cinzento.
8. Slides, fotografias e livros de referência devem estar à disposição no laboratório de Parasitologia.
9. O micrômetro ocular e o microscópio devem ser calibrados a cada 12 meses. Colocar as objetivas e as oculares originais no microscópio durante a calibração. Realizar a morfometria com micrômetro ocular.
10. Os resultados do controle de qualidade devem ser registrados. Quando necessário, seguir o plano de ação para resultados “fora de controle
Coprologico funcional
Reagentes 
Lugol; Sudan III; Bicloreto de Mercúrio (Sublimado corrosivo); Reativo de Triboulet; Solução alcoólica de Fenolftaleína 1%; Reativo de Follin; Solução estoque de Tropeolina a 0,2% (solução alcoólica); HCL 1 N:
 I - Regime:
Para o exame funcional das fezes (estudo das funções digestivas), o paciente deve submeter-se à um regime alimentar apropriado. Schimidt e Strassburger preconizaram um tipo de regime, que foi modificado por Pontes e adaptado às condições alimentares de nosso meio.
A dieta deve ser feita durante 3 dias; no 4O dia todo o material de uma evacuação deve ser coletado em um frasco limpo e levado, no máximo em 2 horas, para o laboratório.
Durante os três dias de dieta o paciente não poderá ingerir nenhum alimento não mencionado, além de evitar o uso de alguns medicamentos, tais como: antiácidos, antiespasmódicos, antiflatulentos, enzimas digestivas, laxantes, bebidas gasosas e alcoólicas.
Dieta:
Leite com café (pouco café), açúcar, pão torrado e manteiga; Bife mal passado; Ovo quente; Arroz e caldo de feijão; Queijo fresco; Maçã ou banana crua; Sopa de macarrão com pedaços de batata e cenouras cozidas;
II – Técnica Coprológica:	
Aspecto das fezes:
Forma: as fezes normais são moldadas (cilíndricas), consistentes e homogêneas. Em casos patológicos podem apresentar-se líquidas, pastosas ou duras (cíbalos); heterogêneas, ou seja, com parte moldada e parte pastosa.
Cor: Normalmente as fezes apresentam cor parda, coloração devida ao pigmento biliar (estercobilina). Entretanto, mesmo em condições normais, a coloração sofre influência do regime alimentar: as verduras ricas em clorofila, atribuem às fezes coloração esverdeada; a dieta láctea, coloração amarelada; o uso de certos medicamentos como os sais de ferro as tornam preto- esverdeadas.
Em casos patológicos temos:
Fezes pardo-claras nas dispepsias fermentativas; Fezes pardo-escuras nas dispepsias putrefativas; Fezes acinzentadas nas insuficiências gástricas e pancreáticas; Fezes esbranquiçadas ou brancas (como massa de vidraceiro), nas insuficiências biliares; Fezes esverdeadas, quando o trânsito intestinal apresenta-se acelerado à partir do intestino delgado; Fezes pretas (como borra de café), nas hemorragias digestivas altas;
Cheiro: 
Normalmente é o fecal, mas pode ser:
Pútrido, nas dispepsias putrefativas;
Butírico penetrante, nas dispepsias fermentativas;
Rançoso, nas insuficiências pancreáticas;	
Reação: 
É determinada pelo papel de tornassol, sendo normal o pH entre 6,5 e 7,5. Nas dispepsias fermentativas e insuficiências biliares o pH mostra-se sempre ácido, ao passo que nas dispepsias putrefativas, colites intensas, insuficiência gástrica e pancreática, é alcalino.
Peso seco: 
Este é um elemento muito importante, principalmente nas esteatorréias (perda de gorduras pelas fezes) devendo ser determinado da seguinte maneira: pesar 2 gramas de fezes em um vidro de relógio e levar à estufa à temperatura de 70 a 100o C, durante algumas horas; em seguida, pesá-las novamente. Por uma simples regra de três estabelece-se o peso seco correspondente a 100 gramas de fezes. Normalmente este peso é de 20 a 23 gramas; quanto mais líquidas as fezes, menor será o peso seco.
Fezes pastosas: 15 a 20 g; Fezes xaroposas: 10 a 15 g.; Fezes semi-líquidas: 5 a 10 g; Fezes líquidas: 1 a 5 g; Fezes duras: 23 a 30 g; 
Exame macroscópico:
Tem por finalidade constatar a presença de resíduos alimentares vegetais e animais, e produtos de origem intestinal visíveis a olho nu. Para isto, colocamos as fezes em uma placa de Petri, revolvendo-as com auxílio de um bastão de vidro e água. Em condições normais, nada encontramos. Todavia, nos casos patológicos podemos encontrar:
Fragmentos de cenoura e de batata: a cenoura aparece como pequenos fragmentos avermelhados de fácil identificação; quanto à batata, por apresentar fragmentos esbranquiçados, pode ser confundida com muco, e sua distinção faz-se pelo toque com ajuda do bastão de vidro. A este toque desmanchar-se-ão ou não, conforme se trate de resíduo de batata ou muco, respectivamente. No último caso, o não desmembramento resulta de sua viscosidade e elasticidade. Os fragmentos de batata e cenoura, quando presentes nas fezes, indicam mastigação defeituosa, insuficiência gástrica, esvaziamento rápido do estômago ou trânsito intestinal acelerado.
Tecido conjuntivo animal: aparece como flóculos brancos, gelatinosos, mais firmes e mais elásticos do que o muco. É o melhor elemento coprológico para diagnóstico de insuficiência gástrica; sua presença é índice seguro de que a secreção clorídrica mostra-se insuficiente.
Fragmentos de carne: tais elementos são facilmente identificáveis, pois guardam as características próprias do alimento ingerido (fragmentos de coloração parda ou castanha). É um achado raro, aparecendo nas insuficiências pancreáticas e gástricas, às vezes juntamente com flóculos de tecido conjuntivo. Pode indicar também, aceleração do trânsito gastrintestinal.
Muco: pode apresentar-se sob várias formas: ora como pequenos grumos, ora como filamentos acinzentados, quase sempre envolvendo o bolo fecal, quando de origem do intestino grosso; ou como grumos amarelos misturados com as fezes, se do intestino delgado. Às vezes aparecem como membranas ou filamentos grossos, podendo ser facilmente retirados com o auxílio de uma pinça. Esta forma se observa na colite mucomenbranosa e no cólon irritável. A presença de muco indica sempre irritação ou inflamação do tubo intestinal.
Sangue: pode aparecer sob dois aspectos: quando o sangue provém das partes altas tubo digestivo, tendo, portanto, sofrido ação das enzimas digestivas, imprime coloração negra às fezes (melena). É o caso das neoplasias do estômago e intestino delgado, púrpuras, tromboses mesentéricas, diverticulite, etc. Quando é proveniente das porções baixas do intestino, o sangue é vermelho vivo, como nos processos hemorroidários, nas enterorragias, nas colites amebianas e bacilar e outros.
Pus: sua presença é achado raro, notando-se na colite ulcerativa grave, linfogranulomatose benignae nas disenterias. Revela0se tanto mais abundante quanto mais baixo for o processo patológico. Em geral, o pus aparece sempre junto com o muco. O pus puro tem aspecto de um líquido turvo e xaroposo; ao passo que o muco puro tem aspecto gelatinoso brilhante e claro, tornando-se opaco e sujo na presença do pus que contiver. Há predomínio de muco nos distúrbios neuro-vegetativos dos tubo digestivo, como colite mucomenbranosa, cólon irritável, nos processos alérgicos, etc.
Exame microscópico:
Diluir aproximadamente 3g de fezes em cerca de 30 mL de água destilada.
Lâmina I: observar ao microscópio (sem corante). Nesta lâmina pesquisaremos:
Celulose digestível: forma o arcabouço das células de amido dos feculentos. São elementos arredondados, ovais ou irregularmente elípticas, possuindo no seu interior um septamento irregular, contendo ou não, grânulos de amido. São transparentes e aparecem isoladas ou em grupos. Normalmente elas são digeridas através da fermentação cecal, graças à ação da flora bacteriana. A sua presença nas fezes indica sempre trânsito intestinal acelerado, ou ainda, depressão da flora intestinal, como acontece nos indivíduos submetidos ao uso de antibióticos de largo espectro.
Celulose indigestível: constituída de elementos vegetais que normalmente não são digeridos e que não tem valor semiológico. Citaremos por exemplo os pêlos vegetais, os vasos vegetais semelhantes a espirais, a cutícula dos cereais, os esporos de cogumelos, as células em paliçada do feijão e os grãos de pólen, que muitas vezes são confundidos com ovos de parasitas.
Fibras musculares: estas aparecem sob duas formas: mal digeridas, constituídas por pequenos retângulos, conservando sua estriação longitudinal ou transversal, com ângulos bem nítidos e corados em amarelo pelo pigmento biliar; bem digeridas, aparedendo, ora sem estriação, ora sem ângulos, ora sob a forma de manchas amareladas, circulares, quadradas, ovaladas, etc.
Quando aparecem duas ou mais fibras musculares é indício de insuficiência gástrica pois faltou o ácido clorídrido, que tem como finalidade dissolver o tecido conjuntivo incumbido de unir as fibras musculares entre si. É interessante observarmos a coloração destas fibras, pois nas insuficiências biliares elas ficam descoradas, nas acolias ficam brancas e no trânsito intestinal acelerado à partir do delgado, mostram-se esverdeadas quando na presença de lugol.
Cristais: vários tipos de cristais podem aparecer nas fezes:
Cristais de carotina ou caroteno: são pequenos cubos amarelados, provenientes da cenoura, intra ou extra-celulares. Acham-se aumentados nas dispepsias fermentativas, no trânsito intestinal acelerado e, eventualmente, nas insuficiências digestivas.
Fosfato amoníaco-magnesiano: apresenta-se sob a forma de esquife. É encontrado nas fezes alcalinas, estando presente nas dispepsias putrefativas, nas insuficiências gástricas, etc.
Oxalato de cálcio: em forma de envelopes extra-celulares. Notam-se freqüentemente em fezes ácidas ou neutras, parecendo ser este fato devido à fermentação especial e anormal provocada pelo bacilo Coli, dando lugar a ácido oxálico que, em presença do cálcio, formaria o oxalato de cálcio. Temos também oxalato de cálcio alimentar, existente principalmente dentro das células de feijão, em forma de prisma. A sua presença nas fezes indica que, na passagem pelo estômago, o ácido clorídrico não o dissolveu. É, pois, também sinal de insuficiência gástrica.
Cristais de colesterina: aparecem em forma de lâminas, às vezes como um ângulo quebrado. O valor semiológico não é bem definido, aparecendo, no entanto, em processos gerais extra-digestivos e, às vezes, em pacientes submetidos à terapia por antibióticos de largo espectro por via oral.
Cristais de Charcot-Leyden: aparecem em forma de losangos alongados, com extremidades pontiagudas. Sua presença indica a ocorrência de qualquer verminose, alergia digestiva ou alteração da flora intestinal, devido à ação de antibióticos de largo espectro. Admite-se que o mesmo seja resultado da destruição de eosinófilos.
Fosfato neutro de cálcio: apresentam-se sob a forma de pequenos e grandes cachos, unidos pelos seus extremos.
Carbonato de cálcio: apresentam-se sob a forma de escamas brilhantes ou sob a forma de grãos amorfos, que se dissolvem com desprendimento de gás, quando acrescentamos ácido à preparação.
Sulfato de cálcio: apresentam-se sob a forma de agulhas, de extremos cortados, quase sempre dispostos sob a forma de estrela.
Fosfato bicálcio: apresenta-se em feixes amarrados ao centro.
Produtos de origem intestinal:
Hemácias: são encontradas nas hemorragias baixas. As oriundas de hemorragias altas, são destruídas, a não ser que o trânsito intestinal esteja acelerado. São geralmente observadas como tal, com sua carga hemoglobínica, isoladas e empilhadas, ou em filamentos de muco.
Leucócitos: como as hemácias, os leucócitos e piócitos também são rapidamente destruídos no conteúdo intestinal, e seu aparecimento em estado mais ou menos íntegro, sugere aceleração do trânsito à partir da lesão ou lesão das últimas partes do cólon. Quando presentes em grande quantidade, indicam sempre ulceração; entretanto, estas podem existir sem que eles apareçam. Dentre as numerosas causas de pus nas fezes, destacam-se: tuberculose, câncer, disenterias amebiana e bacilar, retrossigmoidite gonocócica, retocolite ulcerativa inespecífica e retocolite da linfopatia venéra.
Células intestinais: podem aparecer células chatas, grandes, com núcleos volumosos, dispondo-se na superfície do cilindro fecal e proveniente da mucosa anal.
Lâmina II: adicionar uma gota de lugol, cobrir com lamínula e observar ao microscópio. Esta lâmina serve para estudo do amido e da flora iodófila. O amido é encontrado sob três formas:
Amido amorfo: aparece no campo microscópico sob o aspecto de manchas, sem forma definida, ora corado em roxo, ora em preto, ora em rosa/vermelho, às vezes misturados à colônia de flora iodófila. Normalmente não é encontrado nas fezes; surge quando há trânsito intestinal acelerado, principalmente no fim do intestino delgado e ceco; aparece também nas enterites, insuficiência pancreática, etc.
Amido incluído: apresenta-se no interior das células dos feculentos, dispostos em pequenas massas separadas por septos de celulose digestível (envolvido por uma membrana celulósica), podendo ser visualizados sob todas aquelas cores em que aparece o amido amorfo. Normalmente não é encontrado nas fezes; tem valor semiológico igual ao do amido amorfo.
Amido cru: originário do pão, frutas e outros alimentos. Aparece sob a forma de grãos pretos ou escuros, ovalados, podendo ser encontrados também na lâmina sem corante. Só aparece em condições patológicas e seu valor semiológico é o mesmo da celulose digestível.
Flora iodófila: ao lado do amido, na mesma lâmina, observamos a chamada flora iodófila ou granulosa, constituída por bactérias que adquirem a propriedade de se corarem pelo iodo, em condições especiais, principalmente quando o meio é ácido. Existem três tipos de bactérias iodófilas:
Clostrídios iodófilos: formados por bactérias de tamanho médio, com um grânulo azul, roxo ou preto no centro, isolados, em grupos ou em cadeias;
Leptotrix: são formas alongadas, com vários grânulos iodófilos no seu interior.
Cocos iodófilos ou Bactérias iodófilas: aparecem como pontos azuis ou pretos, em geral em grupos, junto ao amido amorfo.
Admite-se que a flora iodófila nada mais seja do que a flora habitual do intestino, principalmente o bacilo butyricum, que, de acordo com o meio intestinal, adquire ou perde suas granulações iodófilas, tomando as formas mais variadas. A flora iodófila é normal no intestino humano, existindo em abundância no fim do íleo e do ceco, e diminuindo progressivamente à medida que nos aproximamos do sigmóide. Está ausente nas fezes normais. Aparece nas fezes quando há trânsito intestinal acelerado, à partir do íleo terminal e ceco e no excesso de fermentação, como acontece nas dispepsias fermentativas.
Lâmina III:adicionar 2 gotas de SUDAM III, 2 gotas de álcool, colocar uma lamínula e observar ao microscópio. Esta lâmina servirá para o estudo das gorduras neutras, ácidos graxos e sabões.
OBS.: A lâmina e a lamínula devem ser desengorduradas com álcool-éter antes de serem utilizadas.
Gorduras neutras: ao examinarmos a lâmina, nela procuraremos gotículas ou verdadeiros lagos de gorduras neutras, coradas, ora em róseo, ora em vermelho, mais claro ou mais escuro. Sua quantidade é assinalada por meio de cruzes que vão de uma a quatro.
Ácidos graxos: terminado o exame da lâmina anterior, que chamaremos de preparação “A”, levá-la-emos a leve fervura no bido de gás, após o aquecimento examinaremos esta lâmina ao microscópio (ainda quente). Esta lâmina, aquecida, será denominada preparação “B”
Nesta procuraremos as gotículas de gordura com o mesmo aspecto observado na lâmina “A”, e aí teremos as gorduras neutras, mais ácidos graxos, uma vez que, com o aquecimento, os cristais de ácidos graxos se fundem, transformando-se em gorduras neutras. É necessário examinarmos a lâmina ainda aquecida, pois do contrário, os ácidos graxos tendem à forma cristalina quando frios. Se na lâmina “A” observamos, por exemplo, 2 gotículas de gorduras; e na lâmina “B”4 gotículas, concluiremos que existem iguais quantidades de gorduras neutras e ácidos graxos, uma vez que o aumento verificado na Segunda lâmina foi às custas do ácido graxo.
Também podemos observar os cristais de ácidos graxos sem esta técnica, porque aparecem em qualquer preparação sob a forma de agulhas, isoladas ou em feixes. Normalmente os cristais de ácidos graxos não são observados nas fezes. Sua presença é indício de insuficiência ou falta de bile no intestino, de enterites, de defeito de absorção intestinal ou de trânsito intestinal acelerado à partir do intestino delgado. Quando sua presença é devida à insuficiência de bile no intestino, encontramos paralelamente, diminuição ou ausência de estercobilina; quando é devido à enterite, a estercobilina é normal. É também normal quando causada por defeito de absorção, existindo, no entanto, outros elementos semiológicos de distinção; se for devida por trânsito intestinal acelerado no intestino delgado, o pigmento biliar estará sob a forma de bilirrubina.
Sabões: Preparamos uma outra lâmina, no lugar do álcool usaremos 2 gotas de ácido clorídrico a 10% ou ácido acético puro, aquecemos a lâmina até leve fervura. Após este aquecimento, teremos na lâmina, sob a forma de gorduras neutras, ácidos graxos e sabões, as substâncias graxas totais. Com o acréscimo de ácido, os sabões, que são combinações de ácidos graxos com bases alcalinas ou alcalino-terrosas, libertam o ácido graxo, que à custa do aquecimento se fundem em gotículas com o aspecto de gorduras neutras. Desta forma, se na preparação “A” tínhamos 2 gotículas de gorduras neutras, que eram realmente gorduras neutras; se na preparação “B” tínhamos 4 gotículas (2 eram ácidos graxos); se na 3o preparação tivermos, por exemplo 6 gotículas, as que aparecem a mais serão de sabões.
Normalmente, as fezes não contém sabões. Quando estes aparecem, ou são de magnésio, também identificáveis sem auxílio da técnica que descrevemos, aparecendo como um tronco de árvore cortada no plano sagital com uma fenda no seu centro; ou são de magnésio e cálcio que aparecem sob a forma de massas irregulares, principalmente com blocos sólidos, salientes, como papel velho enrugado, de cor acinzentada. Outras vezes, os sabões aparecem sob a forma de agulhas curtas, difíceis de distinguir dos ácidos graxos.
O aparecimento de considerável quantidade de gorduras neutras nas fezes indica insuficiência pancreática (ausência de lipase).
Os sabões também são encontrados normalmente nas fezes, aparecendo, entretanto, ao lado das gorduras neutras e ácidos graxos e isoladamente na chamada dispepsia saponácea de Porges, nas diarréias dos gastromizados e nas enterites, de um modo geral.
Como os ácidos graxos e sabões apresentam formas que permitem identificá-los, sem transformá-los em glóbulos, e tendo em vista que a avaliação dos 3 elementos em uma só lâmina torna-se difícil quando existem pequenas diferenças entre eles, propomos que na lâmina corada com o SUDAM III observemos apenas as gorduras neutras, observando os cristais de ácidos graxos e sabões numa lâmina corada pelo reativo de Hecht.
Dosagens e análises químicas:
PREPARO DO MATERIAL FECAL: pesar 20 g de fezes em um béquer de 500 mL. Diluir as fezes em 200 mL de água destilada, homogeneizando bem o material. Obtém-se desta forma, uma solução a 10% de fezes. Desta solução, separaremos 30 mL para uma probeta de 100 mL. Completamos o volume para 100 mL com água destilada, obtendo-se, assim, uma solução a 3%, que será utilizada para as Análises Químicas. Os 170 mL restantes da solução a 10% serão utilizados para as Dosagens Químicas.
Análises Químicas: 
Preparar uma bateria de 5 tubos de ensaio. Colocar em cada tubo 15 mL de fezes a 3 % e adicionar:
1°Tubo – 1 gota de amoníaco e 2 mL de ácido acético 1:3;
2°Tubo – 2 mL de ácido tricloroacético (TCA) a 25%;
3° Tubo – 2 mL de reativo de Triboulet ou solução de sublimado corrosivo a 7%;
4°Tubo –2 mL de reativo de Follin;
5° Tubo – 2 mL de água destilada (testemunho);
Fechar cada tubo com uma rolha de borracha e com movimentos de inversão, misturar as fezes com o reativo. Deixar em repouso à temperatura ambiente pelo menos por 1 hora, sendo ideal o prazo de 24 horas. Em seguida fazer a leitura através do colarinho de limpeza: tubos que apresentarem colarinho de limpeza de 2 cm de altura, a reação será considerada negativa; á medida que o colarinho aumenta, as reações vão se tornando positivas, e o máximo de positividade será alcançado quando o sobrenadante estiver completamente límpido. Exceção será o tubo № 1, onde ao invés do colarinho de limpeza, observaremos o efeito gelatinoso (turvação). Quanto maior a turvação, maior a positividade. O tubo № 5, com água e fezes, servirá como elemento de controle, devendo ser inutilizados os outros tubos, quando nele a reação já se apresentar positiva.
INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS:
Tubo № 1: indica a presença de muco nas fezes. É normal a presença deste muco até 2 cruzes, o que indica apenas que as células mucíparas estão secretando tal elemento, que é indispensável ao bom funcionamento do intestino. A sua ausência é indício de colite, em geral crônica e de longa duração, revelando que a mucosa perdeu uma de suas funções principais, que é a de secretar muco. O seu aumento é indício de colite, reagindo, a mucosa, à agressão, por meio de hipersecreção de muco, reação esta que, se contínua e duradoura, leva à exaustão da própria mucosa, diminuindo ou desaparecendo a secreção.
Tubo № 2: quando positivo indica que há nas fezes albuminas íntegras e também mucina. Revela, portanto, lesão sangrante no tubo digestivo, especialmente no intestino terminal. Sendo alta, a lesão, as albuminas poderão ser decompostas, tornando positivas outras reações.
Tubo № 3: quando positivo indica que há nas fezes albuminas degradadas, ou seja, albuminas sangüíneas já transformadas, principalmente pela ação bacteriana, ou então exsudato de uma lesão intestinal. Ainda o 3o tubo nos fornece o estado do pigmento biliar. Quando o conteúdo deste tubo fica avermelhado, o pigmento biliar apresenta-se sob a forma de estercobilina, estado normal do mesmo nas fezes. Quando o pigmento está na forma de bilirrubina, o material do 3o tubo fica esverdeado, em virtude da transformação da bilirrubina em biliverdina, pela oxidação do meio ambiente. Este estado indica trânsito intestinal acelerado. E, finalmente, não haverá mudança de cor, quando não houver pigmento biliar nas fezes, indício de obstáculo ao livre trânsito da bile para o intestino.
Tubo № 4: quando positivo, indica que há nas fezes albuminas muito degradadas, as albumoses, substâncias protéicas que podem aparecer nas fezes mesmo na ausência de solução de continuidade da mucosa, indo Ter na luz intestinal através da exsudaçãode uma mucosa irritada, como nas prisões de ventre crônicas ou colites crônicas.
De uma maneira geral, é bastante comum a positividade do muco (tubo № 1) e do reativo de Follin (tubo № 4), indicando, na maioria das vezes, apenas uma irritação maior ou menor, na mucosa intestinal. Por outro lado, a positividade do bicloreto de mercúrio (tubo № 3) evidencia lesão intestinal, máxima, quando positiva também a reação do ácido tricloroacético (tubo № 2).
Dosagens Químicas:
Para as dosagens químicas, tomar os 170 mL restantes a 10% e adicionar 50 gotas de cloreto férrico a 50%, que provocará a precipitação dos detritos fecais (colagem). Homogeneizar com bastão de vidro e deixar em repouso por 10 minutos.
A seguir, acrescentar 10 gotas de solução alcoólica de fenolftaleína a 1% (indicadora0 e 2 a 3 gramas de hidróxido de cálcio em pó para alcalinizar o meio (a solução adquire uma coloração rósea ou avermelhada). Deixar em repouso por 10 minutos e, a seguir, filtrar através de papel de filtro para cálice de sedimentação. O filtrado obtido deve ser límpido e de cor cereja. A este filtrado acrescenta-se 2 a 3 gotas de fenolftaleína e neutraliza-se com HCL 1 N, tendo-se o cuidado de, quando estiver próximo do pH 7, usar HCL 0,1 N. A solução passa a uma coloração rósea suave. A neutralidade (pH 7,0) deve ser confirmada pelo papel de pH. Se for ultrapassado o ponto neutro, voltar a alcalinizar o meio com NaOH 0,1 N.
Desta maneira, temos a solução fecal a 10% pronta para a dosagem de ácidos orgânicos e amoníaco:
Dosagem de ácidos orgânicos:
1. Colocar em um frasco, 25 mL de filtrado e 5 mL de tropeolina 00 (orange IV) a 0,02% (solução estoque a 0,2% - diluir 1 mL de tropeolina estoque em 9 mL de álcool 70% no momento dos uso, obtendo assim, uma diluição 1:10). A solução ficará amarelada;
2. Em outro frasco, paralelamente, colocar 5 mL da solução indicadora orange IV (tropeolina 00), 1,2mL de HCL 0,1 N e água destilada até completar 60 mL exatos; devendo ficar com coloração vermelho alaranjado (padrão);
3. Sob suave agitação, juntar gota a gota, ao primeiro frasco, solução de HCL 0,1 N. Quando igualar a cor dos dois frascos, precisamos completar o volume de 60 mL, juntando água destilada e ácido, mantendo a cor. Ao final, a quantidade de solução ácida gasta nessa operação menos 1,2 e multiplicada por 4, indica a quantidade de ácidos de fermentação contidos em 100 g de fezes, expressos em solução normal.
4. A quantidade de ácidos orgânicos varia normalmente entre 14 e 16 mL de solução 0,1 N para 10 g de fezes.
Valores de Referência:
-Segundo Pontes: 14 a 18 mL/10g de fezes;
-Segundo Goiffon: 14 a 16 mL/10g de fezes;
Interpretação: pelo processo descrito, dosam-se todos os ácidos de fermentação (lático, acético, butírico, fórmico, succínico). As fezes normais contém uma certa quantidade de ácidos orgânicos, sendo que a maior parte destes ácidos é formada às custas de processos de fermentação dos hidrocarbonetos. As causas mais freqüentes de aumento de ácidos orgânicos nas fezes são as chamadas dispepsias fermentativas de Schimidt, a síndrome cecal e o trânsito intestinal acelerado. Há diminuição dos ácidos orgânicos principalmente nos casos em que ocorre baixa nos processos de fermentação intestinal e nas fezes diarreicas, com aumento considerável do teor de água.
Dosagem de amoníaco:
Em um erlenmeyer de 125 mL, colocar 25 mL do filtrado neutro e juntar 5 mL de formol neutro diluído a 1:2. Titula-se o ácido desprendido com NaOH 0,1 N até viragem para róseo pálido.
Para neutralizar o formol, adicionar 2 gotas de fenolftaleína e deixar cair NaOH 0,1 N, gota a gota, até a solução ficar cor de rosa permanente.
Cálculo: o volume de NaOH gasto, multiplicado por 4 nos dará a percentagem do amoníaco em 100 mL da solução ou em 10g de fezes.
Valores de Referência: Segundo Goiffon – 2 a 4 mL de amoníaco/10g de fezes.
Interpretação: O amoníaco é um dos produtos finais da putrefação intestinal, daí a importância de sua determinação, para se conhecer a intensidade das decomposições das substâncias nitrogenadas. A titulação pelo formol mede o amoníaco livre ou combinado e os ácidos aminados, cuja presença tem a mesma significância clínica. O aumento do amoníaco traduz, em gera, exagero da putrefação intestinal; os valores baixos indicam diminuição. Como a determinação compreende o amoníaco livre e o combinado, números normais, às vezes, não traduzem a intensidade do processo intestinal, visto que, como o amoníaco livre é volátil e facilmente reabsorvido pela mucosa, em especial nos casos de estase fecal.
A contaminação pela urina, por menor que seja, prejudica inteiramente a determinação.
III – Como assinalar o resultado do exame macro e microscópico das fezes:
Já vimos que nas fezes normais apenas encontramos alguns elementos, tais como raras fibras musculares bem digeridas (uma ou duas por campo), raras células vegetais, alguma celulose indigestível. Em seguida, se aparecem em quantidades anormais, usamos o seguinte critério:
a) Quando surgem alguns elementos em toda lâmina, assinalaremos: raras células, raras colônias iodófilas, raros grãos de amido incluído, amorfo ou cru, raros leucócitos, etc;
b) Quando temos mais ou menos um elementos, qualquer que seja, por campo assinalaremos uma cruz (+);
c) Quando temos um pouco mais de um elemento por campo, assinalaremos duas cruzes (++);
d) Quando encontramos numerosos elementos por campo, assinalamos três cruzes (+++);
e) Quando é muito abundante, teremos um máximo assinalando quatro cruzes (++++);
Este critério é usado para todos os elementos coprológicos microscópicos ou análises químicas.
Referências Bibliográficas:
CARLI, G.A.D – “Parasitologia Clínica: Seleção de métodos e técnicas de laboratório para diagnostico das parasitoses humanas”, Ed. Atheneu, 2°ed, 2011
VILELA, M.P. – “Síndromes Coprológicas”, Editora Sarvier, 1967.
LIMA, A.O. - SOARES, J.B.; GRECO, J.B.; GALIZZI, J.; CANÇADO, J.R.- “Métodos de Laboratório Aplicados à Clínica”, Guanabara Koogan, 5° ed., 1977.
GOIFFON, R. – “Manual de Coprologia Clinique”, Masson et Cie Editeurs, 1942.
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