Exame parasitológico de fezes

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Exame parasitológico 
Estágios de diagnóstico 
• Ovos e larvas de helmintos. 
• Trofozoitos, cistos e oocistos 
Fezes emitidas espontaneamente: 
• Qualquer evacuação do dia. 
• Fatores a se considerar: tipode recipiente, volume, idade da amostra, as drogas e os 
compostos quimicos que podem interfirir na realização do exame. 
• Cada amostra deve apresentar: nome do paciente, número de identificação, nome do 
médico, data e horário da colheita, 20 a 30 g de fezes. 
• Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 250 ml, vedação hermética (impede o 
derrame e preserva a umidade). 
Fezes emitidas com uso de laxantes: 
• Objetivo: estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase e estrongiloidíase. 
• Realização é feita mediante solicitação médica. 
• É indicado no caso em que uma série de exames for negativo. 
• São recomendados laxantes salinos, como o fosfato de sódio e o sulfato de sódio 
tamponado. 
• Não são indicados os óleos minerais, os compostos de bismuto e de magnésio. 
• Fezes colhidas por indução de purgativos. 
• Obs: a prática do uso de purgativos é indicado para clinicas e hospitais, onde 
teoricamente os espécimes fecais são recebidos pelo laboratório imediatamente após a 
colheita. 
Amostras múltiplas 
A probabilidade de encontrar parasitas aumenta pelo exame de amostras multiplas, em 
razão: 
• Da distribuição não uniforme de ovos de helmintos. 
• Dos estágios de protozoários. 
• Das limitações das técnicas de disgnósticos. 
• Intermitência da eliminação de certos parasitas. Ex: A. lumbricoides, Ancilostomídeos, T. 
trichiura, emitidos com certa continuidade, detectados diariamente nas fezes. 
• Procedimento ideal: coletar, em dias separados, uma série de três amostras em 10 dias 
ou uma série de 6 amostras, em dias alternados dentro de 14 dias. 
• Controle de cura: coletar no 7°, 14° e 21° dia após o tratamento. 
Para realizar uma boa coleta é necessário que alguns cuidados sejam tomados para que 
o resultado do exame não seja alterado. O paciente deve realizar a coleta em superficie 
seca, ou seja, sem contato com a água, coletar um pouco de fezes com a pazinha (que 
vem junto com o pote) e colocá-la dentro do pote, realizar a identificação do recipiente e 
levar até o laboratório. Evitar fazer a coleta quando apresentar sangramento anal, nasal 
ou na gengiva, além disso, as mulheres só devem fazer a coleta após 3 dias de 
menstruação, pois isso pode alterar o resultado do exame. 
 
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Amostras 
• Enteroparasitas: diagnóstico pelo exame de fezes. 
• Urina: infecções por T. vaginalis (urina recente e 1° micção). 
• Escarro: encontra-se estágios de larvas de A. lumbricoides, S. stercoralis e de 
Ancilostomideos, protozóarios como E. histolytica. 
• Secreção urogenital: T. vaginalis- secreção urogenital do homem e da mulher. 
• Swab anal: E. vermiculares- ovos depositados na região perianal- nas fezes; os ovos são 
detectados em não mais de 5% dos individuos infectados. 
• Aspiradores de abcessos: abcessos pulmonares- E. histolytica; abcessos hepáticos- E. 
histolytica; aspiração de liquido hidático- no momento da cirurgia para exturpação do cisto 
(hidátide), 
• Conteúdo duodenal: recuperar e diagnosticar larvas de S. stercolaris e protozoários como 
G. lamblia. 
Alguns medicamentos para a pesquisa de protozoários: 
• Antidiarreicos. 
• Antibioticos. 
• Antiácidos. 
• Derivados de bismuto e de bário. 
• Óleos minerais. 
Estabilidade das amostras: 
• Espécimes liquidas: 30 minutos após a evacuação. 
• Espécimes pastosas: examinar 1 hora após a evacuação. 
• Espécimes sólidas: podem ser avaliadas em 24 horas após a excreção. 
Preservação da amostra: 
Temporária. 
• 3 a 5° C em recipientes hermeticamente fechados para evitar dessecamento e 
imediatamente após, enviados ao laboratório. 
• Nessas temperaturas os ovos, as larvas e os cistos mantêm-se viáveis durante vários 
dias, enquanto as larvas de S. stercoralis e dos Ancilostomideos poderão sofrer 
alterações morfológicas. 
• Oocistos de C. parvum e Cyclospora cayetanensis. 
Permanentes. 
• As fezes devem ser colocadas no conservante após a evacuação. 
• Formalina, mertiolato- iodo- formaldeído (MIF), acetato de sódio- ácido acético- 
formaldeído (SAF), álcool polivinilico (fixador APV), líquido de de Schaudinn e fenol- 
álcool- etílico- formaldeído (PAF). 
Minimizar os erros: 
• Treinamento apropriado. 
• Observância de protocolos. 
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• Controle de qualidade. 
• Bibliografia referencial. 
• Instrutores capacitados. 
Elementos presentes nas fezes: 
• Restos de alimentos não digeridos. 
• Material alimentar digerido. 
• Células epiteliais, muco e outras secreções do trato intestinal. 
• Vários tipos de microrganismo, tais como bactérias e leveduras. 
Métodos 
O exame parasitológico de fezes, também conhecido como EPF, é realizado para identificar 
parasitas intestinais através da visualização macro e microscópica das fezes. 
Método direto 
• Identificar a lâmina com um lápis de cera; 
• Colocar uma gota de salina no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol 
na metade direita da lâmina; 
• Com o auxílio de um abaixador de língua pu um palito, pegue uma pequena porção da 
amostra e misture com a gota de solução salina; 
• Da mesma forma, misture uma porção de fezes com a solução de lugol; 
• Coloque uma lamínula sobre cada uma das gotas, tomando o cuidado para não formar 
bolhas de ar; 
• Percorra todos os campos da lâmina; 
• Para qualquer método ou técnica, sempre ler no mínimo 3 vezes. 
• Fundamento: diluição da amostra fecal com uma gota de lugol sobre a lâmina e analisar 
o material biológico no microscópio, sua sensibilidade é determinada de acordo com a 
carga parasitária do paciente. 
• Indicação: esse exame é indicado para a pesquisa de cistos e trofozoitos de 
protozoarios. 
MIF 
• É a abreviação utilizada para mercúrio, iodo, formol, que são conservantes usados; 
• Colocar em tubo de centrifuga 2 ml de MIF, 2 ml de éter sulfúrico e uma porção de fezes, 
aproximadamente a um grão de ervilha; 
• Misturar e centrifugar a 2500 r.p.m, durante 3 a 5 minutos; 
• Despejar o sobrenadante, colocar parte do sedimento entre a lâmina, corado com lugol 
e examinar ao microscópio. 
• Fundamento: centrífugo-sedimentação em um sistema éter-mertiolate. 
• Indicação: é indicado para a pesquisa de larvas, ovos de helmintos e cistos de 
protozoários. 
Método de Ritchie 
• Preparar uma suspensão de fezes em água de torneira, aproximadamente 2.0 g para 20 
ml. Misturar bem; 
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• Filtrar através da gaze dobrada, com auxílio de um pequeno funil, para 2 tubos de 
centrifugação; 
• Centrifugar o filtrado por 60 segundos a 2500 r.p.m. Decantar. Adicionar 2 ml de solução 
de formol a 10% agitar vigorosamente e deixar em repouso por 3 minutos; 
• Adicionar 2 ml de éter comercial. Agitar bem e centrifugar por um minuto a 2500 r.p.m; 
• Decantar. Juntar 2 gotas de lugol ao sedimento, agitar e examinar ao microscópio. 
• Fundamento: emprego do formol e do éter com a finalidade de fixar e concentrar as 
estruturas parasitárias e separá-las dos detritos fecais. Centrifugo-sedimentação em 
sistema formol-éter (a solução de formol-éter 10% deve ser preparada paralela a 
execução da técnica). 
• Indicação: empregada na pesquisa de cistos de protozoários, larvas e ovos de 
helmintos. 
Método de Willis 
• Colocar em um pequeno vidro de 3 cm 1g de fezes, mais ou menos, mistura-las com uma 
solução de NaCl saturada, de maneira que a superficie do líquido atinja a borda superior 
do recipiente; 
• Colocar uma lâmina sobre a boca do vridro e deixa-la nessa situação por 20 minutos; 
• Levantar a lâmina, invertendo rapidamente sua posição para evitar a queda dos ovos; 
examinar sob pequeno aumento todo material assim obtido. 
• Fundamento: flutuação de ovos de helmintos e cistos deprotozoários em uma solução 
saturada de NaCl em água a 30%. 
Indicação: é indicado na pesquisa de ovos de helmintos e cistos de protozoários. 
Método de Faust e Cols 
• A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust (1939), na qual a solução saturada de 
cloreto de sódio foi substituida pela solução sulfato de zinco. 
• Seguir o mesmo procedimento preconizado na técnica da solução saturada de cloreto de 
sódio (Willis) substituindo o NaCl por ZnSO4. 
• Fundamento: fundamenta-se na propriedade que apresentam certos ovos de helminto 
flutuarem na superficie de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. 
• Indicação: indicado para a pesquisa de ovos com densidade especifica baixa como os 
de Ancilostomídeos. 
Técnica de Hoffman, Pons e Janer 
• Diluir 2 gramas de fezes em 10 ml de água em um copo. Deixar nestas condições mais 
ou menos 10 minutos, até amolecerem; 
• Emulsionar com bastão de vidro. Juntar mais 10 ml de água e misturar; 
• Coar com gaze dobrada 4 vezes, recolhendo-a em um copo cônico (copo para 
sedimentação) no qual ocorrerá a sedimentação espontânea de material a ser 
examinado; 
• Acrescentar mais ou menos 200 ml de água; 
• Deixar em repouso até sedimentar (2 a 24 horas); 
• Decantar. Retirar parte do sedimento com a pipeta de Pauster; 
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• Colocar uma gota do mesmo sobre a lâmina e adicionar uma gota de lugol. Cobrir com 
lamínula. Examinar ao microscópio. 
• Fundamento: ovos e cistos tendem a sedimentar na água, que auxilia na diminuição de 
contaminação bacteriana, muco e gordura. Não serve para trofozoitos de protozoários. 
• Indicação: pesquisa de ovos e cistos em fezes, especialmente para pesquisa de S. 
mansoni. 
Método de Baermann- Moraes modificado 
• Estebder, em uma gaze dobrada em quatro, 8 a 10 g de fezes; 
• Colocar esse material assim preparado em um coador e este em um cálice de 
sedimentação (cônico) cheio de água morna (45°C). A temperatura deve permanecer 
constante; 
• Deixar em repouso durante 1 hora. As larvas dirigir-se-ão para o fundo do cálice; 
• Com o auxílio de uma pipeta de Pauster, colher do fundo do cálice (sedimentação) uma 
porção de mais ou menos 2 ml, colocar em um vidro de relógio ou em lâmina de 
microscópio e examinar (sem lugol); 
• Esse método não serve para fezes liquefeitas. 
• Fundamento: esse método é baseado no hidrotropismo e termotropismo positivo das 
larvas pela ação da gravidade. 
• Indicação: é um método seletivo para pesquisa de larvas e não especiíco, pois podemos 
encontrar cistos e ovos de outros parasitas. 
Método de Graham 
• A coleta poderá ser feita no laboratório ou instruir o paciente para que o faça em casa, 
de preferÊncia; 
• Ao despertar pela manhã, antes que o paciente faça higiêne ou troque de roupas, fazer 
a coleta do material; 
• Fixar sobre uma lâmina limpa uma tira de fita durex um pouco menor que o comprimento 
da lâmina; 
• Nas extremidades colar 2 tiras de papel, as quais servirão de suporte para segurar e 
tambpem para a identificação; 
• No momento de usar, retirar cuidadosamente a fita da lâmina. Com a face adesiva, 
voltada para fora, colocar um tubo de ensaio (ou abaixador de língua) na face interna 
(sem cola), como suporte, segurando nas tiras de papel; 
• Afastar os glúteos do paciente e encostar rápida e firmemente a fita adesiva sobre o 
ânus; 
• Após a coleta, colar novamente sobre a lâmina, procurando evitar a formação de bolhas 
de ar; 
• Examinar ao microscópio com pequeno aumento, percorrendo todos os campos. 
• Fundamento: é um método baseado na utilização da fita gomada (durex) na apreensão 
de estágios evolutivos de parasitas que ficam localizados na região perianal. 
• Indicação: exame indicado para a pesquisa de ovos de Enterobius vermiculares, Taenia 
saginata e Taenia solium. 
Pesquisa de sangue oculto nas fezes 
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• Fazer uma suspensão de fezes de aproximadamente 5%. 
• Passar 5 ml para um tubo de ensaio e juntar 1 ml de reativo de Meyer; 
• Inverter várias vezes e acrescentar 3 a 4 gotas de água oxigenada; 
• A positividade da reação é considerada quando se desenvolve coloração vermelha 
inativa. 
• Fundamento: a pesquisa de sangue oculto deve ser realizada em material recentemente 
emitido em laboratório. A pesquisa é baseada em reação de Meyer, o qual a fenolftaleína 
é reduzida pelo zinco para anidro ftálico que, oxidado pela água oxigenada, desprende 
oxigênio pela ação do sangue, transformando-se novamente em fenolftaleína, assumindo 
cor vermelha no meio alcalino. 
Pesquisa de gordura nas fezes 
• Teste padrão de diagnóstico da esteatorréia. As fezes são espumosas, gordurosas, 
moles, pastosas e fétidas. 
• Fazer uma suspensão de fezes e colocar uma gota sobre a lâmina. Acrescentar uma 
gota de álcool a 96% e uma gota de sudan III a 1%. 
• As gorduras neutras apresentam-se sob a forma de pequenas gotículas muito 
refrigerantes e fracamente coradas pela bile. Coram-se de laranja pelo sudan III. 
• Os ácidos graxos apresentam-se sob a forma de agulhas finas longas e entrecruzadas. 
• Aquecendo-se a lâmina, dissolvem e assumem aspectos de glóbulos. 
Pesquisa de leucócitos fecais 
• É útil na diferenciação de determinadas doenças bacterianas nas quais os leucócitos 
estão ausentes. 
• Grandes quantidades de leucócitos estão associados com: colite ulcerativa crônica, 
disenteria bacilar, diarreira por Escherichia coli entero-invasiva, Salmonelose, Yersinia, 
Shigelose, abcessos e fístulas do sigmóide, reto e ânus. 
• Colocar uma gota de azul de metileno de hoefler no centro da lâmina. Com o auxílio de 
um bastão de madeira ou um palito, pegue uma pequena porção da amostra e misture 
completamente. Dê preferência pela porção de fezes que tiver muco. 
• Observar ao microscópio em campo de 40X. Focalizar 10 camposnmicroscópicos, 
contando a eventual presença de leucócitos polimorfonucleares. 
• Pode-se utilizar também a coloração de GRAM. 
Artefatos 
• Os artefatos estão presentes nas fezes e podem ser confundidos com certas espécies 
de parasitas. 
1. Artefato formado por um conjunto de glóbulos de gordura. 
2. As células epiteliais apresentam uma semelhança em tamanho e forma com os 
trofozoítos das amebas. A grande diferença é que não possuem as estruturas internas 
típicas de um trofozoíto. 
3. Leucócitos polimorfonucleares. Presentes em pacientes que sofrem de colite 
ulcerativa, disenteria bacteriana ou amebíase intestinal. 
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4. Grãos de pólen. Paredes espessas que se assemelham a ovos de Taenia spp, porém 
são menores. Diferente da Taenia não possuem estruturas interiores que possam ser 
observadas. Podem aparecer arredondadas ou simetricamente lobados. 
5. Células vegetais podem ser confundidas com ovos de helmintos. Possuem formato oval, 
arredondado e irregular. As paredes celulares são espessas e o interior é desorganizado, 
apresentando grandes vacúolos. 
6. Assemelham-se a larvas de helmintos em forma e tamanho. Entretanto, não possuem 
a região interior oval e nem caudal e sua aparência é semelhante a uma mola. 
7. Cristais de Charcot-Leyden. A presença desses cristais se desenvolve a partir de 
resíduos da ruptura de eosinófilos, indica uma resposta imune de origem desconhecida. 
Essa resposta imune pode ser causada pela presença de parasitos. 
8. As células de leveduras redondas e ovais medem de 4 a 8 um e podem ser confundidos 
com cistos de protozoários, especialmente os de Entamoeba hartmanni (5 a 12 um), 
Endolimax nana (4 a 12 um) e Enteromonas hominis (3 a 10 um). 
9. As fibras vegetais se assemelham a larvas de helmintos em tamanho e forma. Parece 
ter uma estrutura interna não definida. Não apresenta características morfológicas não 
diagnosticáveis, como cavidade bucal, esôfago, intestino ou primórdio genital. Não há 
região anterior ou caudal. 
10. Os elementos fúngicos se assemelham em tamanho e forma aos cistos de protozoários.A ausência de estruturas internas facilmente distingue esses artefatos das formas 
parasitarias. 
11. A célula de amido tem formato arredondado e irregular e assemelha se a cistos de 
protozoários, particularmente de E.hartmanni e E.nana. Não possuem estruturas 
internas. Uma massa no interior da célula pode assemelhar se a um núcleo. 
Referências: 
https://www.sanarmed.com/exame-protoparasitologico-de-fezes-coleta-tecnicas-e-
orientacoes-colunistas 
https://docente.ifsc.edu.br/melissa.kayser/MaterialDidatico/Microbiologia/Exame%20Parasit
ol%C3%B3gico%20de%20Fezes.pdf 
Conteúdo retirado em slides da aula. 
 
 
 
https://www.sanarmed.com/exame-protoparasitologico-de-fezes-coleta-tecnicas-e-orientacoes-colunistas
https://www.sanarmed.com/exame-protoparasitologico-de-fezes-coleta-tecnicas-e-orientacoes-colunistas
https://docente.ifsc.edu.br/melissa.kayser/MaterialDidatico/Microbiologia/Exame%20Parasitol%C3%B3gico%20de%20Fezes.pdf
https://docente.ifsc.edu.br/melissa.kayser/MaterialDidatico/Microbiologia/Exame%20Parasitol%C3%B3gico%20de%20Fezes.pdf