Matéria Orgânica do Solo e os Metodos de Análise

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MATÉRIA ORGÂNICA DO SOLO: 
 
MÉTODOS DE ANÁLISES 
 
 
 
 
 
 
 
 
Editores: 
Eduardo de Sá Mendonça 
Eduardo da Silva Matos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Viçosa – MG 
2005 
 ii
Eduardo de Sá Mendonça – Engenheiro Agrônomo (1983) pela Universidade Federal 
Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ); Mestrado em Solos e Nutrição de Plantas (1988) pela 
Universidade Federal de Viçosa (UFV); Doutorado em Ciência do Solo (1992) pela 
“University of Reading”, Inglaterra; Pós-Doutorado em Microbiologia e Bioquímica do 
Solo (1998) pela “Purdue University and Soil Erosion Laboratory (USDA), West Lafayette, 
Indiana, USA. Atualmente é Professor Adjunto do Departamento de Solos da UFV, 
atuando nas áreas de Matéria Orgânica do Solo, Relação Solo-Ambiente e Agroecologia. E-
mail: esm@ufv.br 
 
Eduardo da Silva Matos – Engenheiro Agrônomo (2003) pela Universidade Federal de 
Viçosa (UFV); Mestrando em Solos e Nutrição de Plantas pelo Departamento de Solos da 
UFV. E-mail: eduardosolos@yahoo.com.br 
 
 
 
 
 
Colaboradores: 
João Luiz Lani - NEPUT – Departamento de Solos – UFV. 
Edson Márcio Mattiello – Doutorando do Curso de Solos e Nutrição de Plantas – 
 Departamento de Solos – UFV.
 iii
APRESENTAÇÃO 
 Matéria Orgânica do Solo: Métodos de Análises é uma ferramenta que objetiva 
atender às necessidades de pesquisadores e alunos de graduação e pós-graduação 
envolvidos com o estudo da Matéria Orgânica do Solo. Nossa pretensão não consiste em 
criar novos métodos e sim adaptá-los para utilizá-los nas condições laboratoriais 
disponíveis, além da padronização para uso em solos tropicais, considerando que a maioria 
dos métodos foram desenvolvidos para solos de clima temperado. Em uma linguagem 
simples e de fácil compreensão, o livro reúne os principais métodos de análises de matéria 
orgânica realizados no laboratório de Matéria Orgânica do Solo e Resíduos do 
Departamento de Solos da Universidade Federal de Viçosa. 
Anteriormente sob a forma de protocolos, os métodos aqui descritos foram, ao 
longo de vários anos, discutidos e melhorados com a ajuda de alunos de graduação e pós-
graduação da disciplina de Matéria Orgânica do Solo coordenada pelo professor Eduardo 
de Sá Mendonça, além da ajuda fundamental de laboratoristas, dentre eles, o Sr. José Brás 
Júlio, a quem gostaríamos de expressar nossos agradecimentos. 
 Sugestões para melhoria e engrandecimento desta obra serão bem-vindas. 
 
 iv
SUMÁRIO 
 
1. Carbono Orgânico Total no Solo........................................................ 1 
2. Frações de Carbono Orgânico Oxidável............................................. 6 
3. Carbono Lábil........................................................................................ 11 
4. Carbono Solúvel em Água.................................................................... 14 
5. Matéria Orgânica Leve em Água........................................................ 17 
6. Matéria Orgânica Leve em NaI........................................................... 19 
7. Substâncias Húmicas............................................................................. 22 
7.1. Extração....................................................................................... 24 
7.2. Determinação do C..................................................................... 25 
7.3. Determinação do N ................................................................. 27 
7.4. Purificação................................................................................... 29 
8. Nitrogênio Total no Solo...................................................................... 33 
9. Nitrato em Água e Extratos de Solo.................................................... 42 
10. Amônio em Água e Extratos de Solo................................................... 46 
11. Respirometria / Evolução de C-CO2/ C mineralizável...................... 49 
11.1. Método Estático.......................................................................... 50 
11.2. Método com Fluxo de Ar............................................................ 52 
12. Mineralização Líquida de Nitrogênio.................................................. 57 
13. Biomassa Microbiana – Método de Irradiação-Extração .................... 61 
13.1 Carbono da Biomassa Microbiana............................................. 63 
13.2 Nitrogênio da Biomassa Microbiana.......................................... 66 
13.3 Fósforo da Biomassa Microbiana............................................... 69 
14. Referências Bibliográficas ................................................................... 74 
 1
Capítulo 1 – CARBONO ORGÂNICO TOTAL DO SOLO 
Adaptado de Yeomans & Bremner (1988) 
1- INTRODUÇÃO 
O carbono do solo pode estar na forma inorgânica (carbonato, bicarbonato e dióxido 
de carbono) e orgânica (polissacarídeos, ácidos graxos, aminoácidos, polifenóis, etc). Em 
solos ácidos que não tenham recebido calagem recente, as quantidades de C inorgânico são 
insignificantes. O C orgânico do solo é encontrado na biomassa dos microrganismos, no 
húmus estabilizado, nos resíduos vegetais e animais em diferentes estágios de 
decomposição e em materiais inertes como carvão vegetal ou mineral. Assim, para os solos 
ácidos, determina-se o carbono total do solo assumindo-se que este seja o C orgânico. 
O C total dos solos agrícolas varia de 0,2 a 5,0 dag kg-1 sendo que em solos ácidos a 
maior parte dele encontra-se na forma orgânica. No entanto, os teores de C no solo podem 
variar de pequena proporção em solos arenosos até 40 a 50 dag kg-1 em depósitos turfosos. 
O C total do solo pode ser determinado por oxidação a seco ou úmida. Na oxidação 
a seco mede-se o CO2 produzido pela combustão do solo. Apesar de ser o método mais 
preciso ele requer equipamentos especiais e de custo elevado. A oxidação por via úmida é a 
mais utilizada devido a simplicidade e o requerimento de poucos equipamentos. Nesse 
método, o C do solo é oxidado por uma solução oxidante, assumindo-se que todo o C do 
solo esteja em um estado de oxidação zero (C0), o que não é verdadeiro. O método mais 
difundido é o de Walkley-Black, que utiliza o dicromato (Cr2O72-) (Cr VI) em meio ácido 
como agente oxidante. Considera-se que a reação de oxidação seja: 
O8H CO 3 Cr 4 H 16 C 3 OCr 2 22
302
72 ++⇔++ ++− 
Entretanto, somente a utilização de dicromato em meio ácido não é suficiente para 
oxidar todo o carbono. Em média, assume-se que 77 % dos compostos orgânicos sejam 
oxidados. Para maximizar a oxidação do carbono pelo dicromato utiliza-se uma fonte 
externa de calor (Yeomans & Bremner, 1988); assim, assegura-se que ≅ 100 % do carbono 
seja oxidado. A dosagem pode ser feita por meio da determinação colorimétrica do Cr3+ 
formado, ou por meio da titulação do dicromato (Cr6+) remanescente da oxidação, quando 
este é colocado em excesso. A titulação do dicromato é feita com uma solução de ferro 
 2
reduzido (Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O) em meio ácido, empregando-se como indicador o ferroin, 
conforme a reação: 
OH 7 Fe 6 Cr 2 H 14 Fe 6 OCr 2 2
3332
72 ++⇔++ ++++− 
Este método pode sofrer influência de elementos que são facilmente oxidados, como 
o Cl- e o Fe2+, causando superestimação, ou facilmente reduzidos como MnO2, que causam 
subestimação. No entanto, em solos oxidados essas interferências não são apreciáveis. 
Considerando-se que, em média, a matéria orgânica do solo apresenta 58 % de 
carbono, estima-se o teor de matéria orgânica do solo multiplicando o teor de C por 1,72 
(100/58), sendo este denominado de fator de ‘”Van Bemmelen”. No entanto,há indicações 
de que este fator varia de 1,9 a 2,5 para amostras superficiais e subsuperficiais, 
respectivamente. Dessa forma, recomenda-se que os laboratórios apresentem os resultados 
em termos de teores de C, ou então indiquem o fator de conversão para matéria orgânica 
empregado. 
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador magnético 
2. Balança de precisão 
3. Bloco digestor de 40 provas 
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução de Dicromato de Potássio 0,167 mol L-1. 
s1. Dissolver 49,025 g de K2Cr2O7 (seco em estufa a 140ºC por 1 hora) em 800 mL de água 
deionizada, transferir para balão volumétrico e completar com água o volume de 1000 mL. 
ii. Solução de Sulfato Ferroso Amoniacal 0,20 mol L-1. 
s1. Dissolver 156,8 g de Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O (Sal de Mohr) em 100 mL de ácido 
súlfurico concentrado, diluir a solução até 1.500 mL com água destilada e, após esfriar, 
completar o volume até 2.000 mL com água destilada. Uma vez armazenada, esta solução 
se oxida lentamente, assim deve ser preparada no momento de sua utilização ou 
padronizada(1) antes da titulação. 
 3
iii. Solução Indicadora de Ferroin . 
s1. Dissolver 1,485 g de o-fenantrolina e 0,695 g de FeSO4 em 100 mL de água destilada. 
4- PREPARO DAS AMOSTRAS DE SOLO 
? Moer aproximadamente 2 g de TFSA em almofariz e passar todo o material por peneira 
0,2 mm (60 mesh). 
? A quantidade de amostra de solo a ser utilizada na análise deve conter não mais que 16 
mg de carbono orgânico, sendo necessário fazer alguns testes prévios para se saber a 
quantidade certa de solo. Em média utiliza-se de 0,2 a 0,5 g de solo, mas em solos de 
mata, por exemplo, utiliza-se 0,1g para que a titulação dê leitura, já que é recomendado 
que o volume gasto de sulfato ferroso na titulação das amostras esteja entre 10% e 75% 
do valor do branco. 
5- PROCEDIMENTO 
Pesar aproximadamente 0,5 g de solo (anotar o peso) e transferir para tubos de 
digestão. Adicionar 5 mL da solução K2Cr2O7 0,167 mol L-1 com ajuda de uma pipeta 
volumétrica, em seguida acrescentar 7,5 mL de H2SO4 concentrado(2). Após o pré-
aquecimento do bloco digestor até a temperatura de 170ºC, os tubos devem ser colocados 
no bloco digestor e mantidos nessa temperatura por 30 minutos. Em seguida, deixar esfriar 
(±15 minutos). Transferir quantitativamente o conteúdo de cada tubo para erlenmeyers de 
250 mL, utilizando-se água destilada suficiente para um volume final de cerca de 80 mL. 
Deixar a solução esfriar até a temperatura ambiente, adicionar 0,3 mL da solução 
indicadora(3) e titular com a solução de sulfato ferroso amoniacal 0,2 mol L-1. O ponto de 
viragem da titulação é nítido passando de verde para violeta-escuro, mas é necessário 
atenção do operador(4). 
 Nas mesmas condições devem ser feitos pelo menos 6 brancos controles (5,0 mL de 
K2Cr2O7 0,167 mol L-1 + 7,5 mL de H2SO4 concentrado)(5). Três destes brancos devem ser 
levados para a digestão, e os outros três permanecendo sem aquecimento, em temperatura 
ambiente. Este branco controle não aquecido é importante para o cálculo do total de 
dicromato perdido no aquecimento na ausência da amostra. 
 4
6- CÁLCULO DO TEOR DE CARBONO ORGÂNICO 
A porcentagem de carbono orgânico é calculada com base no volume da solução de 
Sal de Mohr gasto na titulação da amostra (V), do branco aquecido (Vba) e do branco não 
aquecido (Vbn), conforme as equações: 
A=[(Vba-Vam) (Vbn-Vba)/Vbn] + (Vba-Vam) 
em que: 
Vba = volume gasto na titulação do branco controle com aquecimento; 
Vbn = volume gasto na titulação do branco controle sem aquecimento; 
Vam = Volume gasto na titulação da amostra. 
)amostra(mg da peso
)(100)Ferroso)(3 Sulf. dade(A)(molari)kg CO(dag 1- = 
em que: 
3 = resultado da relação entre o número de mols de Cr2O7- que reagem com Fe2+ (1/6), 
multiplicado pelo número de mols de Cr2O7- que reagem com o C0 (3/2), multiplicado pela 
massa atômica do C (12). 
100 = fator de conversão de unidade (mg mg-1 para dag kg-1). 
7- DICAS E COMENTÁRIOS 
Em amostras onde haja a possibilidade de interferência de ferro e alumínio, 
recomenda-se a utilização de 2 mL de ácido fosfórico e uma “pitada” de fluoreto de sódio, 
que devem ser adicionadas ao erlenmeyer antes da titulação da amostra. 
A eficiência do aquecimento das diferentes células do bloco digestor deve ser 
checada periodicamente, já que é comum ocorrer grandes variações de temperatura entre as 
mesmas na maioria dos blocos digestores. Detectando este problema, pode-se optar pela 
utilização apenas das células que apresentem variação homogênea de temperatura. 
(1)A padronização da solução de sulfato ferroso amoniacal é realizada pipetando-se 
10 mL da solução padrão de dicromato de potássio 0,167 mol L-1 em erlenmeyer de 125 
mL, onde são adicionados 50 mL de água destilada e 15 mL de ácido sulfúrico 
 5
concentrado, com cuidado. Em seguida agita-se manualmente a solução deixa-se esfriar. 
Adicionar 3 gotas do indicador ferroin e titular com solução sulfato ferroso amoniacal. 
(mL)Vol gasto 
)()(Conc OH.)(SO)Fe(NH
6167,010
2424 62
××= 
 (2)Quando se adiciona o dicromato e em seguida o ácido sulfúrico às amostras, 
observa-se a formação de cor que varia de vermelho a verde. Quanto mais intensa a 
coloração esverdeada maior a quantidade de carbono em relação as outras amostras menos 
esverdeadas. Quando se observa a formação da cor verde intensa e clara é possível que a 
quantidade de dicromato adicionada não tenha sido suficiente para oxidar todo o carbono 
presente na amostra ou seja a amostra “estourou”. Deve-se então repetir o procedimento 
podendo-se optar pela utilização de menor quantidade de solo, mantendo a quantidade de 
dicromato, ou manter a quantidade de solo, e aumentar a quantidade de dicromato e 
proporcionalmente a do ácido sulfúrico. 
(3)A titulação pode ser feita pelo monitoramento das alterações no potencial redox 
da solução de acordo com método proposto por Larroque & Mendonça (1996). No inicio da 
titulação o potencial varia entre 1.130 e 1.140 mV e a medida que esta se processa o 
potencial decresce até o ponto de viragem, onde se tem uma queda brusca de potencial para 
valores entre 1.027 a 938 mV, conseqüente da redução do excesso de Cr6+ para Cr3+. 
Quando se optar por este processo, não há necessidade do uso de indicador. 
 (4)Durante a titulação das amostras observa-se o mesmo princípio de variação de cor 
relatado anteriormente. Assim, para amostras com tonalidade de verde mais intenso o 
volume gasto de sulfato ferroso amoniacal na titulação será menor comparado com 
amostras de tonalidades menos esverdeadas. Também observa-se que durante a titulação, a 
medida que se adiciona o sulfato ferroso às amostras, a cor tende a mudar de tonalidade 
escura para verde escuro em seguida para verde mais claro que se intensifica até o ponto de 
viragem onde esta passa para violeta-escuro, dependendo da amostra, podendo chegar 
próximo de vermelho. 
 (5)Se o número de amostras for grande (>20), havendo demora na titulação, deve-se 
proceder a leitura de brancos entre as amostras, com objetivo de detectar alterações na 
concentração do sulfato ferroso amoniacal. Caso esta alteração seja detectada durante a 
titulação, deve-se proceder a compensação entre os valores de leitura dos brancos. 
 6
Capítulo 2 – FRAÇÕES DE CARBONO ORGÂNICO OXIDÁVEL 
 
Adaptado de Chan et al. (2001) 
1- INTRODUÇÃO 
A matéria orgânica do solo é uma mistura complexa de resíduos vegetais e animais 
em diferentes estágios de decomposição, microrganismos do solo e substâncias produzidas 
por estes. Ao longo de vários anos de estudo da matéria orgânica do solo, têm se procurado 
separar esta em frações mais ou menos recalcitrantes, com objetivo de entender a dinâmicada matéria orgânica no solo. 
A maioria dos métodos convencionais utilizados na determinação do carbono 
orgânico no solo objetiva a máxima oxidação e recuperação do carbono. Contudo, medidas 
do conteúdo total de carbono no solo podem não ser indicadores sensíveis nas mudanças da 
qualidade do solo. A adoção de procedimentos que extraem preferencialmente frações mais 
lábeis de C, permite uma abordagem mais aprofundada do resultado de diferentes práticas 
de manejo sob o carbono orgânico no solo. Alguns métodos têm sido propostos na literatura 
utilizando diferentes oxidantes, tais como permanganato de potássio (Blair et, 1995) e 
dicromato de potássio (Chan et al., 2001), e utilizando métodos de extração com NaHSO4 
(Mendonça et al., 2001). Da mesma forma que o carbono orgânico total descrito por 
Walkley & Black (1934), o método descrito por Chan et al. (2001) usa o dicromato como 
agente oxidante. Entretanto, neste utiliza-se diferentes quantidades de ácido (proporção 
ácido–aquosa) com objetivo de separar as frações menos ou mais facilmente oxidáveis em 
função da variação da proporção de ácido utilizada, permitindo relacionar as diferentes 
frações oxidáveis com formas de C menos ou mais lábeis. 
Assim como descrito no capítulo 1, neste método o C do solo é oxidado por uma 
solução oxidante (K2Cr2O7), assumindo-se que todo o C do solo esteja em um estado de 
oxidação zero (C0). Assume-se que a reação de oxidação seja: 
O8H CO 3 Cr 4 H 16 C 3 OCr 2 22
302
72 ++⇔++ ++− 
O ácido é utilizado para acelerar a reação de oxidação e sendo utilizado em 
diferentes proporções é possível determinar as diferentes frações do carbono orgânico 
 7
oxidável. A dosagem pode ser feita por meio da determinação colorimétrica do Cr3+ 
formado, ou por meio da titulação do dicromato (Cr6+) remanescente da oxidação, quando 
este é colocado em excesso. A titulação do dicromato é feita com solução de ferro reduzido 
(Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O) em meio ácido, empregando-se como indicador o ferroin, conforme 
a reação: 
OH 7 Fe 6 Cr 2 H 14 Fe 6 OCr 2 2
3332
72 ++⇔++ ++++− 
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador magnético 
2. Balança de precisão 
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução Dicromato de Potássio 0,167 mol L-1. 
s1. Dissolver 49,04 g de K2Cr2O7 (seco em estufa a 140ºC por 1 hora) em 800 mL de água 
deionizada, transferir para o balão volumétrico e completar com água o volume de 1000 
mL. 
ii. Solução Sulfato Ferroso Amoniacal 0,5 mol L-1. 
s1. Dissolver 392 g de Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O em 100 mL de ácido súlfurico concentrado, 
diluir a solução até 1.500 mL com água destilada e, após esfriar, completar o volume até 
2.000 mL com água destilada. Uma vez armazenada, esta solução se oxida lentamente; 
assim, deve ser preparada no dia de sua utilização ou padronizada antes de ser utilizada. 
iii. Solução Indicadora de Ferroin. 
s1. Dissolver 1,485 g de o-fenantrolina e 0,695 g de FeSO4 em 100 mL de água destilada. 
 
4- PREPARO DAS AMOSTRAS DE SOLO 
 
? Moer aproximadamente 2 g de TFSA em almofariz e passar todo o material por peneira 
0,2 mm (60 mesh). 
 8
? Em média utiliza-se de 0,2 g a 0,5 g podendo ser mais ou menos de acordo com o tipo 
de solo. Em solos de mata por exemplo utiliza-se 0,1g de solo para que a titulação “dê 
leitura”, já que para aumentar a sensibilidade do método, é recomendado que o volume 
gasto de sulfato ferroso na titulação das amostras esteja entre 10% e 75% do valor do 
branco. 
5- PROCEDIMENTO 
1º concentração (3 mol L-1): Pesar aproximadamente 0,5 g (anotar o peso), e 
transferir para erlenmeyers de 250 mL, adicionar 10 mL da solução K2Cr2O7 0,167 mol L-1 
com ajuda de uma pipeta volumétrica, em seguida acrescentar 2,5 mL de H2SO4 
concentrado resultando em uma proporção ácido–aquosa de 0,25:1, com a diluição final 
correspondendo a concentração de ácido 3 mol L-1. Nas mesmas condições devem ser feitos 
2 brancos controles utilizando-se 10,0 mL de K2Cr2O7 0,167 mol L-1 e 2,5 mL de H2SO4 
concentrado. 
 2º concentração (6 mol L-1): Pesar aproximadamente 0,5 g (anotar o peso), e 
transferir para erlenmeyers de 250 mL, adicionar 10 mL da solução K2Cr2O7 0,167 mol L-1 
com ajuda de uma pipeta volumétrica, em seguida acrescentar 5,0 mL de H2SO4 
concentrado resultando em uma proporção ácido–aquosa de 0,5:1, com a diluição final 
correspondendo a concentração de ácido 6 mol L-1. Nas mesmas condições devem ser feitos 
2 brancos controles utilizando-se 10,0 mL de K2Cr2O7 0,167 mol L-1 e 5,0 mL de H2SO4 
concentrado. 
 3º concentração (9 mol L-1): Pesar aproximadamente 0,5 g (anotar o peso), e 
transferir para erlenmeyers de 250 mL, adicionar 10 mL da solução K2Cr2O7 0,167 mol L-1 
com ajuda de uma pipeta volumétrica, em seguida acrescentar 10,0 mL de H2SO4 
concentrado resultando em uma proporção ácido–aquosa de 1:1, com a diluição final 
correspondendo a concentração de ácido 9 mol L-1. Nas mesmas condições devem ser feitos 
2 brancos controles utilizando-se 10,0 mL de K2Cr2O7 0,167 mol L-1 e 10,0 mL de H2SO4 
concentrado. 
Para todas as concentrações adicionar ao erlenmeyer 80mL de água deionizada, 
esperar esfriar e adicionar 5 gotas de ferroin (indicador). Titular o excesso de dicromato 
com sulfato ferroso amoniacal 0,5 mol L-1. O ponto de viragem da titulação é nítido 
 9
passando de um verde-escuro para marrom-escuro(1). Entretanto é preciso maior atenção 
com as menores concentrações de ácido, já que nestas o ponto de viragem é menos nítido. 
 
6- CÁLCULO DO TEOR DE CARBONO ORGÂNICO 
 A porcentagem de carbono orgânico é calculada com base no volume da solução de 
sulfato ferroso amoniacal gasto na titulação da amostra. 
 
)amostra(mg da peso
)(100)Ferroso)(3 Sulf. idadeVam)(molar- (Vb)kg CO(dag 1- = 
em que: 
Vb = volume gasto na titulação do branco 
Vam= volume gasto na titulação da amostra 
3 = resultado da relação entre o número de mols de Cr2O7- que reagem com Fe2+ (1/6), 
multiplicado pelo número de mols de Cr2O7- que reagem com o C0 (3/2), multiplicado pela 
massa atômica do C (12). 
100 = fator de conversão de unidade (mg mg-1 para dag kg-1). 
 
7- QUANTIFICAÇÃO DAS FRAÇÕES 
 
Fração 1 (3 mol L-1 H2SO4 ) – Carbono orgânico oxidado com 3 mol L-1 de H2SO4. 
Fração 2 (6 mol L-1 – 3 mol L-1 H2SO4) – Diferença do carbono orgânico oxidável extraído 
entre 6 mol L-1 e 3 mol L-1 de H2SO4. 
Fração 3 (9 mol L-1 – 6 mol L-1 H2SO4) – Diferença do carbono orgânico oxidável 
extraído entre 9 mol L-1 e 6 mol L-1 de H2SO4. 
Fração 4 (COT –9 mol L-1 H2SO4) – Diferença entre o carbono orgânico total e o carbono 
oxidável extraído por solução 12 mol L-1 de H2SO4. 
 
 10
8- DICAS E COMENTÁRIOS 
Diferentemente do método descrito por Chan et al. (2001) em que a menor 
concentração de ácido é a de 6 mol L-1, na metodologia acima descrita sugere-se a 
utilização de uma concentração ainda menor (3 mol L-1). Também sugere-se que a maior 
concentração seja de 9 mol L-1 e não 12 mol L-1 como proposto pelo mesmo autor. Todas 
estas modificações tem como objetivo a adequação do método para solos tropicais. 
Entretanto, são necessários mais estudos para melhor adequação do método utilizando 
diferentes concentrações de ácido, correlacionando com métodos padrões de quantificação 
de formas lábeis de C, para alcançar as concentrações mais adequadas de H2SO4 para às 
condições tropicais. 
(1)Ao contrário do COT (Yeomans & Bremner, 1988) em que o ponto de viragem 
passa de verde para violeta-escuro, neste método a coloração passa de verde-escuro para 
marrom-escuro. Este efeito deve-se a interferência do solo na obtenção da cor, uma vez que 
a amostra não passa pelo processo de digestão. 
 11
Capítulo3 – CARBONO LÁBIL 
 
Adaptado de Blair et al. (1995) e Shang & Tiessen (1997) 
1- INTRODUÇÃO 
A adoção de procedimentos que oxidam preferencialmente frações mais lábeis de C, 
permite uma abordagem mais aprofundada do resultado de diferentes práticas de manejo 
sobre o carbono orgânico no solo. Mudanças na labilidade do carbono do solo tem sido 
propostas como indicadores de sustentabilidade dos sistemas agrícolas (Lefroy et al., 1993) 
e alguns métodos têm sido propostos na literatura, utilizando-se diferentes oxidantes, tais 
como permanganato de potássio (Blair et, 1995) e dicromato de potássio (Chan, 2001) com 
objetivo de quantificar essas mudanças. 
O procedimento proposto por Blair (1995) e posteriormente adaptado para solos 
tropicais (Shang & Tiessen, 1997) tem como objetivo promover a oxidação de formas 
lábeis do carbono no solo a partir da utilização do permanganato de potássio como agente 
oxidante: 
 O4H Mn CO 8H C MnO 2 2
2
2
0
2 ++⇒++ ++ 
A quantificação do carbono é feita por colorimetria, considerando a perda de 
KMnO4 a medida que o C do solo é oxidado. A principal limitação desse método é a 
facilidade do permanganato em ser fotoxidado, interferindo na exatidão do método. 
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador vertical 
2. Balança de precisão 
3. Centrífuga 
4. Espectrofotômetro (colorímetro) 
 12
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução Permanganato de Potássio 0,033 mol L-1. 
s1. Dissolver 10,5 g de KMnO4 em 1,4 L de água deionizada, (se necessário aquecer a 
solução para completa dissolução), transferir para balão de 2 L e completar o volume com 
H2O (proteger da luz). 
ii. Solução Oxalato de Sódio 0,05 mol L-1. 
s1. Dissolver 0,670 g de Na2C2O4 em 50 ml de água deionizada, adicionar 20 mL de H2SO4, 
transferir para balão de 100 mL e completar volume com H2º 
iii. Padronização do KMnO4 
s1. Pipetar 25 mL da solução 0,05 mol L-1 de Na2C2O4 em erlenmeyers de 125 mL e 
titular(1) com solução de KMnO4 ≈ 0,033 mol L-1 (no momento da análise). Fazer três 
repetições. O cálculo da concentração do permanganato é realizado de acordo com a 
equação abaixo, considerando que 5 mols de MnO4- reagem com 2 mols de C2O42- : 
5
205,025
4 ×
××=
(mL)Vol gasto 
)()(ConcKMnO 
4- PREPARO DAS AMOSTRAS DE SOLO 
? Moer aproximadamente 5 g de TFSA e passar todo o material por peneira 0,2 mm (60 
mesh). 
5- PROCEDIMENTO 
? Pesar 1,0 g de solo (0,2 mm) em tubos de centrífuga de 50 mL 
? Adicionar 25 mL da solução 0,033 mol L-1 e agitar por 1 hora a 60 rpm em agitador 
vertical 
? Centrifugar por 5 minutos a 500 g (FCRmédia) 
? Após centrifugação, pipetar 1 mL do sobrenadante em balão de 250 mL completando o 
volume com água deionizada(2). 
? Ler em espectrofotômetro a 565 nm(3). 
 13
6- PREPARO DA CURVA PADRÃO 
? Preparar em balões de 100 mL, soluções contendo 0,030; 0,0280; 0,0250 e 0,020 mol L-
1 de KMnO4 a partir da solução 0,033 mol L-1, completando o volume dos respectivos 
balões com água. 
? Pipetar 1 mL de cada ponto da curva, inclusive o 0,033 mol L-1, para balões de 250 mL 
e completar o volume com água deionizada 
? Ler em espectrofotômetro a 565 nm. 
7- DICAS E COMENTÁRIOS 
(1)Sabendo-se da expectativa de gastar aproximadamente 15 mL da solução de 
KMnO4 0,033 mol L-1 na titulação de 25 mL da solução Na2C2O4 0,05 mol L-1, titular 
vagarosamente com agitação intermitente até se gastar aproximadamente 10 a 12 mL de 
KmnO4. A partir deste ponto o titulado começa a adquirir coloração arroxeada e após 
alguns instantes com agitação volta a assumir aspecto transparente. A titulação continua 
até o ponto de viragem quando a solução titulada passa de transparente para rosa-claro. 
(2)A execução deste passo, tanto para as amostras como para a curva, até se fazer a 
leitura em espectrofotômetro, deve ser rápida e em local livre de radiação solar direta, já 
que a solução de KMnO4 é facilmente oxidada pela luz e este efeito se intensifica em 
concentrações mais baixas, quando uma pequena alteração pode reduzir significativamente 
a exatidão do método. 
(3) Proceder primeiramente a leitura das soluções da curva padrão e repetir a leitura 
da curva a cada leitura de 15 amostras do material a ser analisado. 
Atenção especial deve ser dada afim de se evitar a mínima oxidação do KMnO4 pela 
luz. Assim quanto mais alternativas forem utilizadas para evitar este efeito, maior será a 
exatidão do método. Dentre estas alternativas pode-se incluir a proteção de balões com 
papel alumínio, utilização de tubos de centrifuga escuros, número pequeno de amostras por 
bateria (≈ 30), etc. 
 14
Capítulo 4 – CARBONO SOLÚVEL EM ÁGUA 
Adaptado de Bartlett & Ross (1988) 
1- INTRODUÇÃO 
O carbono solúvel em água é um método de estimativa de formas solúveis de C 
presentes do solo, e possivelmente, de muito fácil degradação. Para sua quantificação pode-
se utilizar o dicromato como agente oxidante. Contudo, existem limitações quando a leitura 
é realizada por colorimetria, por o dicromato assumir espectros de cores diferentes 
dependendo do estágio de oxidação em que se apresenta. A dosagem do dicromato por 
titulometria com solução de sulfato ferroso amoniacal também pode ser feita com 
resultados satisfatórios, mas é necessário calibrar previamente as concentrações de 
dicromato e sulfato ferroso a serem utilizadas, considerando para isso os valores esperados 
de carbono solúvel presentes nas amostras. 
Com isso, tem sido utilizado na determinação do carbono solúvel em água, o 
método proposto por Bartlett & Ross (1988), em que se estima a quantidade de carbono 
presente na solução através da perda de cor, formada pelo complexo Mn(III)-pirofosfato, 
quando o Mn(III) torna-se reduzido pelo carbono orgânico na presença de H2SO4. A reação 
abaixo mostra a formação hipotética do complexo Mn(III)-pirofosfato na presença de 
ácido: 
+++ ++⇒+++ 30Na OH4 )OHPMn(Na5 23H MnO Mn4 OPNa15 237224-2724 
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador horizontal 
2. Balança de precisão 
3. Centrífuga 
4. Espectrofotômetro (colorímetro) 
 15
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução Pirofosfato de Sódio 0,1 mol L-1. 
s1. Dissolver 26,59 g de Na4P2O7 em 500 mL de água deionizada, transferir para balão 
volumétrico de 1 L e completar o volume com H2º 
ii. Solução Ácido Sulfúrico 0,5 mol L-1. 
s1. Diluir 13,7 mL de H2SO4 em 400 mL de água deionizada, transferir para balão 
volumétrico de 500 mL e completar o volume com H2º 
iii. Solução Permanganato de Potássio 0,1 mol L-1. 
s1. Dissolver 1,5803 g de KMnO4 em 500 mL de água deionizada, transferir para balão 
volumétrico de 1 L e completar o volume com H2º 
iv. Solução Sulfato de Manganês 0,1 mol L-1. 
s1. Dissolver 3,380 g de MnSO4 em 100 mL de água deionizada, transferir para balão 
volumétrico de 200 mL e completar o volume com H2º 
Reagente de Trabalho (RT): 
s1. Adicionar em balão de 1L, 400 ml de H2O e em ordem: 
? 300 ml de Na4P2O7 0,10 mol L-1 
? 46 ml de H2SO4 0,50 mol L-1 
? 20 ml de KMnO4 0,10 mol L-1, agitar a solução em seguida adicionar, imediatamente e 
com agitação contínua, 80 mL da solução MnSO4 0,1 mol L-1 
? Completar o volume para 1 L com água deionizada. 
v. Solução Padrão de C 4,0 mmol L-1: 
s1. Dissolver 0,2522 g de Ácido Oxálico em 500 mL de água deionizada, transferir para 
balão volumétrico de 1 L e completar o volume com H2º 
4- PREPARO DAS AMOSTRAS DE SOLO 
? Moer aproximadamente 20 g de TFSA e passar todo o material por peneira 0,2 mm (60 
mesh). 
 16
5- PROCEDIMENTO 
EXTRAÇÃO 
Pesar 10 g de solo em erlenmeyers de 125 mL e adicionar 20 mL de água 
deionizada. Em seguida agitar por 15 minutos em agitador horizontal. Centrifugar a 1.500 
g (FCRmédia) por 10 minutos e filtrar empapel de filtro quantitativo1). 
DETERMINAÇÃO DO CARBONO NOS EXTRATOS 
? Pipetar 2,5 ml do extrato filtrado para tubos de ensaio; 
? Adicionar 2,5 mL de H2O destilada + 2,5 mL de RT + 2,5 ml de H2SO4 concentrado; 
? Deixar em repouso por 18 horas; 
? Proceder a leitura em espectrofotômetro com comprimento de onda de 495 nm. 
PREPARO DA CURVA PADRÃO 
Quadro 1. Preparo da curva padrão para determinação do carbono solúvel em água 
Padrão C 
(4,0 mmol L-1) 
H2O H2SO4 
(conc.) 
RT Conc. de 
C mL 
0,0 0,0 5,0 2,5 2,5 
0,4 1,0 4,0 2,5 2,5 
0,8 2,0 3,0 2,5 2,5 
1,2 3,0 2,0 2,5 2,5 
1,6 4,0 1,0 2,5 2,5 
2,0 5,0 0,0 2,5 2,5 
 
*Da mesma forma que as amostras, após adição do RT, aguardar 18 horas para proceder a 
leitura em espectrofotômetro com comprimento de onda de 495 nm. 
 17
Capítulo 5 – MATÉRIA ORGÂNICA LEVE EM ÁGUA 
Adaptado de Anderson & Ingram (1989) 
1- INTRODUÇÃO 
 
A matéria orgânica leve (MOL) é considerada como uma fração ativa no solo que 
consiste de matéria orgânica parcialmente humificada e com um “turnover” curto de 25 
anos, sendo delimitada por tamanho compreendido entre 0,25 e 2,0 mm, podendo ser 
separada do solo por flotação em água (Anderson & Ingram, 1989). 
A separação em água é um método rápido simples e de baixo custo. Existem outros 
trabalhos (Leite, 2003; Sohi, 2001) que utilizam líquidos com densidade variando de 1,6 a 
2,0, para a separação da MOL. No entanto, nessas condições, tem-se observado 
superestimação dessa fração por conter porções de produtos mais humificados e 
componentes minerais do solo. 
2- EQUIPAMENTOS E MATERIAL 
1. Balança de precisão 
2. Latas de alumínio 
3. Peneira de 0,250 mm 
3- PREPARO DE SOLUÇÃO 
i. Solução Hidróxido de Sódio 0,1 mol L-1. 
s1. Dissolver 8 g de NaOH em 800 mL de água destilada, transferir para o balão 
volumétrico e completar com água o volume de 2000 mL. 
4- PROCEDIMENTO 
- Pesar 50 g da amostra (TFSA) em becker de 250 mL, adicionar 100 mL de solução de 
NaOH 0,1 mol L-1. Deixar em repouso por uma noite, decorrido o tempo, agitar com 
bastão de vidro e passar todo material por peneira de 0,25 mm, eliminando toda a 
argila; 
 18
- Transferir quantitativamente o material retido em peneira (MOL e areia) novamente 
para o becker, completar o volume com água e passar todo o material flotado (em 
suspensão) por peneira de 0,25 mm, tomando cuidado para separar a MOL da areia; 
- Adicionar água novamente ao becker, agitar este manualmente com objetivo de 
ressuspender a MOL restante e verter o material vagarosamente em peneira de 0,25 
mm; 
- Repetir este procedimento até que todo o material que flotar/ressuspender com a 
agitação em água seja removido; 
- Lavar bem o que ficar na peneira e transferir o material retido (matéria orgânica leve) 
para latas alumínio (previamente tarada), levar a estufa à 65 ºC até atingir peso 
constante (≅72 horas) e pesar todo o conjunto. 
5- QUANTIFICAÇÃO 
A determinação da matéria orgânica leve é feita por diferença de peso: [(lata +MOL) – 
lata]. A quantificação do C e N deve ser realizada, sempre que possível, por combustão a 
seco (analisador elementar, CHN). Caso este equipamento não seja disponibilizado, pode-
se fazer a determinação do C por calcinação (mufla) ou por oxidação com dicromato de 
potássio (ver capítulo 1). 
6- DICAS E COMENTÁRIOS 
A matéria orgânica leve está relacionada com o compartimento lento da MO utilizado 
no modelo Century. 
A determinação da matéria orgânica leve em água pode subestimar a quantidade dessa 
fração, visto que alguns materiais orgânicos pouco alterados podem Ter densidades maiores 
do que a densidade da água. 
 
 
 19
Capítulo 6 – MATÉRIA ORGÂNICA LEVE EM NaI 
 
Adaptado de Sohi et al. (2001) 
1- INTRODUÇÃO 
A matéria orgânica leve (MOL) ou “debrí vegetal” pode ser removida por suspensão 
em solução com densidade entre 1,6 e 2,0 g cm-3. A MOL pode dividida em frações leve 
livre (FL-livre) e leve oclusa (FL-oclusa). A FL-livre é constituída por materiais orgânicos 
derivados principalmente de restos vegetais, em que seu único mecanismo de proteção é a 
recalcitrância do material constituinte dessa fração (Roscoe & Machado, 2002). A FL-livre 
pode ser obtida após agitação e ressuspensão do material orgânico em líquido de alta 
densidade (iodeto de sódio, politusngstato de sódio). 
Já a FL-oclusa compreende um conjunto de compostos orgânicos com tamanho 
reduzido e um grau de decomposição mais avançado em comparação à fração livre, tendo 
como mecanismos de proteção a oclusão intragregados e a própria recalcitrância (Roscoe & 
Machado, 2002). A obtenção da FL-oclusa inclui a prévia extração da FL-livre e posterior 
dispersão do material remanescente e ressuspensão em líquido de alta densidade. 
A seguir é apresentado método para extração e determinação da FL-livre da matéria 
orgânica do solo. 
2- EQUIPAMENTOS E MATERIAL 
1. Balança de precisão 
2. Cadinhos de Gooch de 100 mL ou suporte de kitasato e filtros whatman de fibra de 
vidro tipo GF/A cat. No. 1820 047 
3- PREPARO DE SOLUÇÃO 
i. Solução de NaI 1,8 g cm-3. 
s1. Pesar 800 g de NaI em um becker, adicionar 500 mL de água destilada medir a 
densidade, por meio de uma pipeta graduada de modo que 1 mL da solução 
obrigatoriamente tenha 1,80 g(1). Adicionar água ou iodeto caso a solução tenha densidade 
maior ou menor que 1,80 g cm-3, respectivamente. 
 20
4- PROCEDIMENTO 
? Pesar 13 g de TFSA (2mm) em tubo de centrífuga de 100 mL; 
? Adicionar com uma proveta, 90 mL da solução de NaI 1,8g cm-3 (determinada com 
hidrômetro ou relação peso x volume) em cada tubo. Adicionar mais NaI, caso seja 
necessário, para calibração dos tubos e agitar com bastão de vidro a 100 rpm por 30 
segundos, visando dispersar o solo; 
? Centrifugar a 1.300 g (FCRmédia) por 15 minutos. Passar rapidamente para o passo 
seguinte pois os pelets da fração pesada podem rapidamente iniciar a ressuspenção; 
? Verter cuidadosamente o material suspenso em cadinho de Gooch de 100 mL ou filtro 
whatman de fibra de vidro (previamente seco em estufa e tarado), ao mesmo tempo 
deve-se girar o tubo no sentido de seu próprio eixo para retirada na MOL que vai 
ficando aderida à parede do tubo; 
? O cadinho ou suporte de filtro, juntamente com um funil deve estar ligado ao kitasato 
(rolha de borracha) e este ligado a um segundo kitasato, cujo o qual deve estar ligado a 
um terceiro e este último ligado a bomba de vácuo (Figura 1). Este procedimento é 
indispensável para evitar entrada de solução NaI na bomba de vácuo; 
? Fazer a filtragem de cada amostra e reservar os cadinhos ou filtros com a MOL; 
BOMBA DE VÁCUO 
Figura 1 - Esquema da disposição dos equipamentos na separação da MOL 
? Após filtrar todas as amostras, retirar a solução de NaI do kitasato e transferi-la para um 
becker onde posteriormente será medida a densidade da solução para utilização em 
outras amostras; 
 21
? Conectar novamente os cadinhos ou filtros com suporte, anteriormente reservados, ao 
kitasado e proceder a lavagem dos mesmos com água destilada em abundância; 
? Secar em estufa a 65ºC por ± 72 horas. 
5- QUANTIFICAÇÃO 
A determinação da matéria orgânica leve é feita por diferença peso: [(cadinho + MOL) 
– cadinho] ou [(filtro + MOL) – filtro]. A quantificação dos teores totais de C e N deste 
material deve ser realizada, sempre que possível, por combustão a seco (analisador 
elementar, CHN). Caso este equipamento não seja disponibilizado, pode-se fazer a 
determinação do C por calcinação (mufla) ou por oxidação com dicromato de potássio (ver 
capítulo 1). 
6- CUIDADOS 
É imprescindível o uso de luvas para o manuseio do iodeto de sódio (NaI), poiseste 
reagente pode causar problemas de infertilidade quando em contato direto com a pele. 
7- DICAS E COMENTÁRIOS 
 A lavagem do material com água destilada antes de levá-lo a estufa é de extrema 
importância para evitar não só a superestimação da MOL como a impregnação e 
consequente corrosão da estufa, decorrente da ação do iodeto de sódio. 
 Deve-se ter cuidado para que o material separado não contenha material mineral, 
que costuma flotar junto com o material orgânico. É muito comum ocorrer flotação de areia 
fina em solos arenosos. Nesse caso, quando o material for pesado a MOL poderá ser 
superestimada e os teores de C e N podem ser subestimados na MOL. 
(1) A solução utilizada em uma amostra, após ser filtrada, é usada para separar a 
MOL de outra amostra após ter a densidade novamente aferida para 1,80 g cm-3. 
 
 22
Capítulo 7 – SUBSTÂNCIAS HÚMICAS 
Adaptado de Swift (1996) 
1- INTRODUÇÃO 
 Estima-se que 85 a 90% da matéria orgânica (MO) de solos minerais seja constituída 
pelas substâncias húmicas, que são representadas pelas frações ácidos fúlvicos (FAF), 
ácidos húmicos (FAH) e huminas (FH), sendo o remanescente constituído por substâncias 
não húmicas que incluem carboidratos, proteínas, peptídeos, aminoácidos, gorduras, ceras e 
ácidos orgânicos de baixo peso molecular. O material humificado apresenta características 
particulares que incluem a habilidade de formar complexos solúveis e insolúveis com a 
água, com íons metálicos e oxihidróxidos, além de interagir com superfície dos minerais e 
com uma infinidade de outros compostos orgânicos. Apresenta também forma amorfa, 
coloração escura, composição química complexa alto peso molecular que normalmente é 
bastante variável (Schnitzer, 1982). 
 As substâncias húmicas podem ser fracionadas química e fisicamente, sendo o 
fracionamento químico mais utilizado para estudar a dinâmica da matéria orgânica no solo. 
Do grande número de extratores estudados, a solução diluída de NaOH (normalmente 0,1 
ou 0,5 mol L-1) é a mais utilizada, embora, tem-se utilizado uma mistura de reagentes, 
como NaOH 0,1 mol L-1 e Na4P2O7 0,1 mol L-1 em solução ou reagentes mais brandos, 
como Na4P2O7 a pH neutro. São necessárias extrações sucessivas para se obter o máximo 
de matéria orgânica. Baseado na solubilidade em álcali ou ácido podem ser separadas 
inicialmente três frações distintas: os ácidos húmicos, solúvel em álcali e insolúvel em 
ácido; os ácidos fúlvicos, solúvel em álcali e solúvel em ácido e humina, insolúvel em 
álcali e ácido. Os ácidos húmicos podem, ainda, ser divididos em dois grupos por meio da 
precipitação parcial com adição de solução salina sob condições alcalinas (Figura 1). O 
primeiro grupo, os ácidos húmicos pardos, não são coagulados com a adição de eletrolitos e 
são característicos de Organossolos e Espodossolos. O segundo grupo, os ácidos húmicos 
acinzentados, são facilmente coagulados e são característicos de horizonte A chernozênico 
(Scheffer and Ulrich, 1960). 
 23
 
 
Figura 1 – Esquema de fracionamento das substâncias húmicas. Adaptado de Schnitzer & 
Khan (1972) e Stevenson (1982). 
 
 De acordo com Schnitzer & Khan (1972), as frações húmicas são quimicamente 
semelhantes, diferindo apenas em peso molecular, teores de C, O, N e S, e conteúdo de 
grupamentos funcionais. Os ácidos fúlvicos têm menor peso molecular, maior teor de O nos 
grupamentos funcionais (COOH, OH e C = O) por unidade de peso que as outras frações 
húmicas. As substâncias húmicas extraídas com NaOH, ou outro reagente, normalmente 
contém quantidade considerável de material inorgânico (cerca de 25%). Sendo assim, há 
necessidade de purificar o material extraído para minimizar o conteúdo de cinzas (cátions 
em geral) e remover os ácidos orgânicos de baixo peso molecular que não são constituintes 
estruturais das substâncias húmicas. Os ácidos húmicos podem ser purificados por meio de 
dissolução ácida e precipitação, pela passagem em coluna com resina trocadora de íons, ou 
pelo uso de HF e HCl para dissolver silicatos. A remoção das impurezas dos ácidos 
fúlvicos pode ser feita passando a solução em coluna contendo resina não iônica e, em 
seguida, em coluna contendo resina trocadora de cátions. Contudo, quantidade considerável 
de carbono pode ser perdida durante o processo de purificação. 
 24
 
7.1. EXTRAÇÃO DAS SUBSTÂNCIAS HÚMICAS 
1- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador vertical 
2. Centrífuga 
3. Balança de precisão 
4. Estufa 
2- PREPARO DE SOLUÇÃO 
i. Solução Hidróxido de Sódio 0,1 mol L-1. 
s1. Dissolver 8 g de NaOH em 800 mL de água destilada em becker de 1 L, transferir para 
balão volumétrico e completar com água o volume de 2000 mL. 
3- PROCEDIMENTO 
? Pesar 1,0 g (0,5 g para as amostras com teor de carbono total superior a 10,0 dag kg-1) 
de TFSA em tubos de centrífuga de 50 mL 
? Pipetar 10 mL de NaOH 0,1mol L-1 em cada tubo 
? Agitar em agitador vertical por 1 hora a 12 rpm 
? Descansar por 24 horas 
? Centrifugar a 3.000 g (FCRmédia) por 20 minutos 
? Transferir o sobrenadante para beckers de 100 mL ou copos descartáveis 
? Pipetar novamente 10 mL de NaOH em cada tubo de centrífuga 
? Agitar manualmente e deixar em descanso por 1 hora 
? Centrifugar novamente a 3.000 g (FCRmédia) por 20 minutos 
? Adicionar o sobrenadante ao anterior 
? Repetir o procedimento mais uma vez 
? O extrato alcalino nos beckeres contêm a fração ácidos húmicos (FAH) e fúlvicos 
(FAF) e terá seu pH aferido para 2±0,1 com solução H2SO4 (20%) 
 25
? O resíduo remanescente nos tubos contém a fração humina que devem levados para 
estufa a 45ºC. 
? A solução, contendo as FAH e FAF, após ajustado o pH, será transferida para outros 
tubos de centrífuga, ficando em repouso por 18 horas para total precipitação da fração 
húmica. 
? Decorrido o tempo, centrifugar a 3.000 g (FCRmédia) por 5 minutos. 
? O sobrenadante contém a FAF que será transferida para balões de 50 mL e terá seu 
volume aferido com água destilada. 
? Ao precipitado retido no tubo, FAH, adicionar aproximadamente 30 mL de NaOH 0,1 
mol L-1 rediluir, homogeneizar e transferir para balões de 50 mL completando o volume 
com solução de NaOH 0,1 mol L-1 
7.2. DETERMINAÇÃO DO CARBONO 
 FRAÇÕES AF E AH 
1- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador de tubos 
2. Balança de precisão 
3. Bloco digestor de 40 provas 
2- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução Dicromato de Potássio 0,167 mol L-1 e 0,033 mol L-1 
s1. Dissolver 49,025g de K2Cr2O7 (seco em estufa a 140ºC por 1 hora) em 800 mL de água 
deionizada, transferir para balão volumétrico e completar com água o volume de 1000 mL. 
s2. Dissolver 9,805g de K2Cr2O7 (seco em estufa a 140ºC por 1 hora) em 800 mL de água 
deionizada, transferir para balão volumétrico e completar com água o volume de 1000 mL. 
 
ii. Solução Sulfato Ferroso Amoniacal 0,03 mol L-1. 
 s1. Dissolver 11,76 g de Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O (Sal de Mohr) em 500 mL de água 
destilada adicionar 10 mL de ácido súlfurico concentrado, diluir a solução até 800 mL com 
água deionizada e, após esfriar, transferir para balão e completar o volume até 1.000 mL 
 26
com água deionizada. Uma vez armazenada, esta solução se oxida lentamente, assim deve 
ser preparada no momento de sua utilização ou padronizada antes de ser utilizada. 
iii. Solução Indicadora de Ferroin. 
s1. Dissolver 1,485 g de o-fenantrolina e 0,695 g de FeSO4 em 100 mL de água destilada. 
3- PROCEDIMENTO 
A determinação quantitativa de carbono nos extratos das FAF, FAH e humina é 
realizada segundo método de Yoemans e Bremner (1988). Para as FAF e FAH deve-se 
pipetar 5 mL do extrato para tubos de digestão de 100 mL, adicionar 10 mL da solução 
0,033 mol L-1 K2Cr2O7 com pipeta volumétrica, acrescentar 10mL de H2SO4 com proveta 
ou dosador. Após o pré-aquecimento do bloco digestor até a temperatura de 170ºC, os tubos 
devem ser colocados no bloco e mantidos nessa temperatura por 30 minutos. Em seguida, 
deixar esfriar (±15 minutos). Transferir quantitativamente o conteúdo de cada tubo para 
erlenmeyers de 250 mL, utilizando-se água destilada suficiente para um volume final de 
cerca de 80 mL. Deixar a solução esfriar até a temperatura ambiente, adicionar 5 gotas da 
solução indicadora (ferroin) e titular com a solução de Sulfato ferroso amoniacal 0,03 mol 
L-1. O ponto de viragem da titulação é nítido passando de verde para violeta-escuro 
pondendo chegar a vermelho intenso. 
 Nas mesmas condições devem ser feitos 6 brancos controle (10 mL de K2Cr2O7 
0,033 mol L-1 + 10 mL de H2SO4 concentrado). Três destes brancos devem ser levados 
para a digestão, e os outros três permanecendo sem aquecimento, em temperatura ambiente. 
Este branco controle não aquecido é importante para o cálculo do total de dicromato 
perdido no aquecimento na ausência da amostra. 
4. CÁLCULO DO TEOR DE CARBONO ORGÂNICO 
A porcentagem de carbono orgânico é calculada com base no volume da solução de 
sal de Mohr gasto na titulação da amostra (V), do branco aquecido (Vba) e do branco não 
aquecido (Vbn), conforme as equações: 
AFAF, FAH=[(Vba-Vam) (Vbn-Vba)/Vbn] + (Vba-Vam) 
em que: 
 27
Vba = volume gasto na titulação do branco controle com aquecimento; 
Vbn = volume gasto na titulação do branco controle sem aquecimento; 
Vam = Volume gasto na titulação da amostra. 
))amostra(mg da L))(pesoalíquota(m (vol.
) total(mL).)(100)(volFerroso)(3 Sulf dade(A)(molari)kg(dagCO 1-FAH FAF, =⋅ 
em que: 
3 = resultado da relação entre o número de mols de Cr2O7- que reagem com Fe2+ (1/6), 
multiplicado pelo número de mols de Cr2O7- que reagem com o C0 (3/2), multiplicado pela 
peso equivalente do C (12); 
100 = fator de conversão de unidade (mg mg-1 para dag kg-1); 
vol. Total = refere-se ao volume total obtido na extração de cada fração; 
vol. Alíquota = refere-se a quantidade de extrato utilizado para determinação do C; 
peso da amostra = refere-se a quantidade de solo utilizada na extração das substâncias 
húmicas; 
 
 FRAÇÃO HUMINA 
A determinação da fração humina segue o mesmo procedimento descrito no capítulo 1 
Carbono Orgânico Total do Solo. 
 
7.3. DETERMINAÇÃO DO NITROGÊNIO 
FRAÇÕES AF E AH 
1- EQUIPAMENTOS 
Ver equipamentos no capítulo 8 Nitrogênio Total no Solo 
2- PREPARO DE SOLUÇÕES 
Ver preparo de soluções no capítulo 8 Nitrogênio Total do Solo 
 28
3- OPERAÇÃO DOS DESTILADORES 
Ver operação dos destiladores no capítulo 8 Nitrogênio Total do Solo 
4- QUANTIFICAÇÃO DO NITROGÊNIO 
? Pipetar 20 mL do extrato em tubos de digestão de 100 mL. 
? Adicionar 1 mL de H2O2 30%. 
? Adicionar 2,0 mL de H2SO4. 
? Deixar esfriar 15-10 min. 
? Adicionar 0,7 g de mistura de digestão. 
? Colocar no bloco digestor e elevar a temperatura a 110ºC. Manter a esta 
temperatura até que o volume abaixe para aproximadamente 5 mL (para evitar 
extravasamento). 
? Elevar a temperatura a 250ºC e em seguida para 350-375ºC. 
? Após clarear (cor amarelo-esverdeado), manter a 350-375ºC por 2 horas. 
? Deixar esfriar sobre uma placa de amianto ou madeira. 
? Adicionar 5 mL de água destilada e agitar manualmente ou em agitador de tubos. 
? Conectar o tubo ao destilador e adicionar vagarosamente 10 mL de NaOH 10 mol 
L-1. 
? Destilar em 5 mL de indicador ácido bórico. 
? Após coletar 35-40 mL de destilado, parar a destilação e titular com HCl 0,05 
mol L-1. 
 
5- CÁLCULO DO NITROGÊNIO DAS FRAÇÕES 
 Os valores do nitrogênio presente nas frações AF e AH são calculados pelas 
equações descrita a seguir: 
 ( )
)( 
14][)( 11 Lalíquotavolume
HVbrVamLmgN ××−=⋅
+− 
em que: 
 29
Vam = volume de HCl gastos na titulação da amostra (mL); 
Vbr = volume de HCl gastos na titulação do branco (mL); 
[ H+ ] = concentração real do ácido clorídrico; 
14 = massa atômica do N; 
volume alíquota = refere-se a quantidade de extrato utilizado para determinação do N. 
( )
ostra (g) peso da am
(mL)vol. totalN
kgmgN FAHFAF
11
, )( =⋅ − 
em que: 
vol. Total = refere-se ao volume total obtido na extração de cada fração; 
peso da amostra = refere-se a quantidade de solo utilizada na extração das substâncias 
húmicas. 
 FRAÇÃO HUMINA 
A determinação do N da fração humina segue o mesmo procedimento descrito no 
capítulo 8 Nitrogênio Total do Solo. 
7.4. PURIFICAÇÃO DAS SUBSTÂNCIAS HÚMICAS 
1- EQUIPAMENTOS E MATERIAL 
1. Cilindro de gás N2 acoplado a manômetro 
2. Coluna cromatográfica (30 cm x 1 cm ∅) preenchida com resina Amberlite XAD-8 
(Rohm & Haas Co., Philadelphia, PA) ou DAX-8 (Sigma Aldrish) 
3. Coluna cromatográfica (30 cm x 1 cm ∅) preenchida com resina Amberlite IR 120+ 
4. Liofilizador 
5. Pré-filtro de fibra de vidro (Millipore AP15) 
6. Sacolas de celofane 
7. Sistema de extração Soxhlet 
8. Ultracentrífuga com rotação superior a 10.000 g (FCRmédia) 
2- PREPARO DE SOLUÇÕES 
1. HF + HCl 0,5% 
 30
2. NaOH 0,1 e 0,01 M 
3. HCl 0,01 M 
3- PROCEDIMENTO 
Ácidos Húmicos 
Adicionar quantidades de amostra com cerca de 1000 mg de AH (estimado pelo 
fracionamento quantitativo) a 200 mL de solução de NaOH 0,1 mol L-1, sob atmosfera de 
N2. Após agitação por 24 h em agitador horizontal, o material deve ser centrifugado a 
10.000 g (FCRmédia) por 30 min. O sobrenadante é recolhido e imediatamente ajustado o pH 
a 2,0 com solução de HCl 20%. O resíduo é novamente submetido à extração, da mesma 
forma, e o sobrenadante adicionado ao anterior, ajustando-se, imediatamente, o pH para 
2,0. O extrato acidificado deve ser reservado para a precipitação dos AH. Após 18 h, o 
excesso de sobrenadante (FAF) é sifonado e descartado. O restante do material é 
centrifugado a 5.000 g (FCRmédia) por 10 min, eliminando-se o sobrenadante. Os AH devem 
ser ressolubilizados em 200 mL de NaOH 0,1 mol L-1, sob atmosfera de N2, e o processo 
repetido por mais duas vezes. Esse passo permite a eliminação parcial de argilas e ácidos 
fúlvicos co-precipitados. Os AH precipitados devem ser tratados com solução de HF+HCl 
0,5% (Schnitzer, 1982) por 24 h e centrifugados a 5.000 g (FCRmédia), repetindo-se o 
processo por mais duas vezes. As amostras purificadas são lavadas com 200 mL de solução 
HCl 0,01 mol L-1, novamente centrifugadas a 5.000 g (FCRmédia) e transferidas para sacolas 
de celofane de aproximadamente 100 mL e em seguida dialisadas em água deionizada em 
recipiente coletivo de 20 L (20 sacolas por bateria) sendo a água trocada duas vezes ao dia, 
até que não haja aumento maior que 1µS na água de diálise 1 hora após a troca desta. As 
amostras para serem armazenadas devem ser então congeladas e liofilizadas. 
Ácidos Fúlvicos 
Adicionar quantidades de amostra com cerca de 1000 mg de AF (estimado pelo 
fracionamento quantitativo) a 1000 mL de solução de NaOH 0,1 mol L-1, sob atmosfera de 
N2. Após agitação por 24 h em agitador horizontal, o material deve ser centrifugado a 
10.000 g (FCRmédia) por 30 min. O sobrenadante é recolhido e imediatamente ajustado o pH 
 31
para 2,0 com solução de HCl 20%. Após 18h, O extrato acidificado é novamente 
centrifugado a 5.000 g (FCRmédia) por 10 min, recolhendo-se o sobrenadante. Este é então 
filtrado sob pressão, primeiro em filtro Whatman no 1 e depois em pré-filtro de fibra de 
vidro (Millipore AP15). Para a purificação dos ácidos fúlvicos, segue-se o processo descrito 
por Aiken (1985) para concentração de substâncias húmicas em soluções aquosas. Uma 
coluna cromatográfica (20 cm x 2 cm ∅) é preparada com 50 mL de resina Amberlite 
XAD-8, pré-lavada em Soxhlet(1),para eliminação de impurezas, conforme Malcolm 
(1991). A solução de ácidos fúlvicos filtrada deve ser percolada pela coluna a uma taxa de 
10 mL min-1, resultando em um tempo médio de 2 horas por amostra. O percolado é 
descartado e a coluna é então lavada com 20 mL de solução de HCl (pH 2,0), seguidos de 
10 mL de H20 deionizada. A eluição dos AF adsorvidos na resina é feita com solução de 
NaOH 0,1 mol L-1 a uma taxa de 4 mL min-1. Inicia-se a recuperação do eluído quando este 
apresentar coloração bastante escura e esta é interrompida quando o volume do eluído 
atinge 25 mL, procurando-se recuperar o máximo de AF em um menor volume e com o 
mínimo de sais possível. O extrato de AF deve Ter o pH imediatamente corrigido para 2,0 
com HCl. Entre uma e outra purificação a coluna deve ser lavada com 100 mL de solução 
de NaOH 0,01 mol L-1, seguida de 100 mL de H2O deionizada e, por fim, de 50 mL de 
solução de H2SO4 pH 2,0. O extrato de AF deve ser, imediatamente, eluído em coluna 
cromatográfica (30 cm x 1 cm ∅) preenchida com resina Amberlite IR 120+ a um fluxo de 
2,5 mL min-1, para a eliminação de sais (Na+). O eluído é transferido para tubo de diálise 
(10000 D) e deslizados individualmente em recipientes de 1 L, sendo a água trocada 
diariamente até que não haja aumento maior que 1µS na água de diálise 1 hora após a troca 
desta. 
As amostras de AH e AF após serem liofilizadas, são acondicionadas em recipientes 
de vidro de 5 mL abertos e conservadas em dessecador sobre vácuo de 20 mm Hg. 
4- DICAS E COMENTÁRIOS 
 (1) Inicialmente, lavar a resina em solução NaOH 0,1 mol L-1, que deve ser trocada 
diariamente, por dez dias. Após dez dias, lavar várias vezes em água deionizada e mais três 
vezes com metanol. Em seguida, a resina é colocada no Soxhlet onde será feita a limpeza 
utilizando-se em seqüência: Metanol, Acetonitrila e Dietileter (ou Éter etílico), sendo 
 32
necessário que a resina fique em contato com cada solvente no Soxhlet por período de 5 
dias (Malcolm, 1991). 
Quando a extração dos AF e AH é feita para posterior purificação deve-se evitar a 
presença de argila no extrato, principalmente quando se trabalha com solo rico em óxidos 
de ferro e alumínio. Cabe ressaltar que os óxidos, em altos teores nestes solos, não são 
solubilizados pelo tratamento ácido. 
 Quando se deseja purificar os AF e AH não se deve utilizar o Na4P2O7 na extração, 
devido a dificuldade de retirada do fosfato do extrato. 
 Os AH podem ser purificados da mesma forma dos AF. Neste caso, deve-se 
trabalhar com soluções mais diluídas de AH e Ter certeza da ausência de argilas. A 
presença de argila pode inviabilizar o uso da resina mais rapidamente. 
 Têm-se verificado altos teores de compostos orgânicos associados com a FAF nos 
latossolos brasileiros, fazendo com que grandes quantidades de compostos orgânicos 
sejam descartados quando da purificação dos AF. Em alguns solos, a quantidade desses 
compostos se equivale ao AF na FAF, podendo ser de interesse sua quantificação e 
qualificação em estudos de manejo e gênese de solos tropicais. 
 33
Capítulo 8 – NITROGÊNIO TOTAL DO SOLO 
Adaptado de Bremner & Mulvaney (1982) e Tedesco et al., (1995) 
1- INTRODUÇÃO 
O nitrogênio é encontrado na natureza como gás (N2) muito pouco reativo 
(energia de dissociação de 225,8 Kcal mol-1) ou combinado com outros elementos, 
principalmente oxigênio, hidrogênio e carbono em ligações covalentes. Os teores de N total 
dos solos agrícolas variam, em geral, entre 0,02 e 0,5 dag kg-1, sendo que, 98% deste 
encontra-se na forma orgânica. Os 2% restantes correspondem a formas inorgânicas, 
principalmente, e . +4NH
−
3NO
 O método de determinação do N total mais difundido foi desenvolvido por Kjeldahl 
em 1883. Este método fundamenta-se na conversão do N orgânico ( ) contido na 
amostra à por meio de uma digestão sulfúrica, e a dosagem deste por meio da 
quantidade de liberado pela destilação do digerido em meio alcalino. Assim o método 
processa-se em duas etapas: a digestão sulfúrica e a destilação. 
2NH-R
+
4NH
3NH
 Na digestão, além do emprega-se uma mistura digestora composta por 
, e selênio metálico (limalha). O tem por objetivo elevar o ponto 
de ebulição do , enquanto que o Cu e o Se atuam como catalisadores na oxidação da 
matéria orgânica. Neste método, a digestão com H
42SOH
42SONa 4CuSO 42SONa
42SOH
2SO4 não é completa para o N orgânico 
de compostos heterocíclicos refratários (p.ex. piridinas), e de certos compostos contendo 
ligações N-N e N-O (p.ex. N2H4. NO3-). Com exceção de NO3- todavia, estes compostos 
não são encontrados em quantidades suficientes para alterar os resultados, e os 
procedimentos a seguir descritos fornecem resultados suficientemente exatos para as 
análises de N total no solo e em plantas. Em solos, o teor de NO3- é geralmente 
insignificante em relação ao N total. Já o tecido vegetal, em a1guns casos, pode 
conter alta percentagem de NO3-. Contudo, na determinação de e , é necessário 
que estes sejam previamente reduzidos à , o que é obtido por meio de reação com íons 
metálicos. O redutor mais comumente empregado é a liga Devarda, que é a forma 
comercial de uma mistura de íons metálicos. 
−
3NO
−
2NO
+
4NH
 34
 A digestão é conduzida em chapa quente ou bloco digestor sob temperatura superior 
a 360 oC, mas inferior a 410 oC, pois a esta temperatura pode ocorrer alguma perda de 
. O tempo de digestão é de aproximadamente uma hora. Com a digestão sulfúrica o N 
orgânico ( ) é reduzido a , formando . Obviamente, formas 
amoniacais de N que já se encontram presentes na amostra serão incluídas. 
3NH
2NH
+
4NH 424 SO)(NH
 A etapa de destilação é conduzida em algum modelo de destilador com arraste de 
vapor (Figura 1). Para tanto, o produto da digestão Kjeldahl é tratado com uma solução 
fortemente alcalina, normalmente NaOH 40%, sob a injeção de vapor d’água, o que 
proporciona o desprendimento de , que é arrastado através do destilador: 3NH
NH4+ + OH- ↔ ↑NH 3 + H2O 
O é coletado em uma solução de contendo os indicadores verde de 
bromocresol e vermelho de metila. Esta solução tem uma coloração vinho e é denominada 
de solução indicadora mista em ácido bórico. Ao receber o destilado o pH da solução 
indicadora sofre um ligeiro aumento, o dissocia-se e reage com o formando 
o borato de amônio: 
3NH 33BOH
33BOH 3NH
 BOHNH BOH NH 324333 ⇒+ 
Após esta reação, a solução assume a cor azul indicando a completa destilação do 
. A dissociação do ácido bórico é proporcional a quantidade de coletada. Assim, 
fazendo-se a reconstituição do com a adição de , pode-se estimar quanto de 
 foi proveniente da destilação: 
3NH 3NH
33BOH
+H
3NH
 BOH BOH H 33
-
32 ⇒++ 
Para tanto, processa-se uma titulação com uma solução ácida padrão, até que a 
solução indicadora em ácido bórico assuma uma coloração rósea. 
 
 35
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador magnético 
2. Balança de precisão 
3. Bloco digestor com 40 provas 
4. Destilador a vapor semi-micro-Kjeldahl (Figura 1). 
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução H2SO4 concentrado (d = 1,84). 
ii. Solução NaOH 10 mol L-1 
s1. Pesar 400 g de NaOH e dissolver em 800 mL de água destilada(1). Após esfriar, 
transferir para um balão volumétrico e completar o volume para 1.000 mL. 
iii. Mistura Digestora 
s1. Moer em almofariz separadamente: 100 g de Na2SO4, 10 g de CuSO4.5H2O e 1 g de 
selênio (metálico). Misturar bem, e moer novamente a mistura (o Se em geral já e 
adquirido em pó). 
iv. Solução Indicadora de Ácido Bórico 
s1. Dissolver 40 g de ácido bórico em ≅ 1.400 mL de água quente. Deixar esfriar. 
s2. Dissolver 0,660 g de verde de bromocresole 0,330 g de vermelho de metila em 
1.000 ml de etanol 95%. 
s3. Transferir a solução s1 (ácido bórico) para um balão volumétrico de 2 L contendo e 
adicionar 40 mL da solução s2 (verde de bromocresol + vemelho de metila em etanol). 
Misturar as soluções no balão volumétrico e completar a seguir o volume a 2 L com água 
destilada e agitar novamente. 
v. Solução HCl 0,02 mol L-1 
s1. Diluir 3,4 mL de HCl concentrado em 500 mL de água destilada, transferir para balão 
volumétrico e completar o volume para 2 L(2). Em seguida proceder a padronização com 
solução TRIS 0,05 mol L-1. 
 36
vi. Solução padrão TRIS 0,05 mol L-1 
s1. Pesar 0,6057 g de Tris-(hidroximetil) amino metano (previamente seco à 102ºC por 2 
horas). Dissolver o reagente em 50 mL de água e transferir para balão volumétrico de 
100 mL e completar o volume com H2O destilada livre de CO2. 
vii. Padronização do HCl 
s1. Pipetar 10,00 mL da solução de TRIS 0,050 mol L-1 em erlenmeyer de 125 mL 
(em triplicata). Adicionar 10 mL de água destilada e 5 mL do indicador ácido 
bórico. 
s2. Titular a solução (TRIS + ácido bórico) com a solução HCl 0,05 mol L-1. No 
ponto de viragem o indicador passa da cor verde-claro a rosa-claro permanente. 
Calcular a concentração real do ácido utilizando a fórmula: 
( )
VolHCl
LmolH c
050.000.10][ 1 ×=−+ 
viii. Liga Devarda (para amostras com alto teor de NO3) 
s1. Solução de KMnO4 5%: dissolver 50 g de KMnO4 em 1.000 mL de água 
destilada e guardar em frasco escuro. 
s2. H2SO4 50%: adicionar (vagarosamente e agitando) 500 mL de H2SO4 
concentrado a 500 mL de água destilada. 
s3. Fe reduzido (moído até passar em peneira de 100 mpp). 
4- PREPARO DAS AMOSTRAS DE SOLO 
? Moer, aproximadamente 2 g de TFA e passar todo o material por peneira 0,2 mm (60 
mesh). 
? Em média utiliza-se de 0,2 g a 0,5 g podendo ser mais ou menos de acordo com o tipo 
de solo. Em solos de mata por exemplo pode-se utilizar entorno de 0,1 g de solo. 
5- OPERAÇÃO DOS DESTILADORES 
A operação correta dos destiladores requer alguns cuidados, detalhados a seguir, para 
a melhor eficiência de trabalho e evitar contaminação nas análises. 
 37
? A taxa de produção de vapor deve ser ajustada para a coleta de 35-40 mL de água 
no condensador em 4 minutos; 
? O fluxo de água para resfriamento do condensador deve ser ajustado para que a 
temperatura do condensado seja inferior a 22°C, caso contrário poderá ocorrer 
perda de NH3; 
? Antes de iniciar as análises, operar o destilador por 5 a 10 minutos, utilizando 
para a destilação solução de etanol 95%; 
? Para testar a limpeza do aparelho, destilar 20 mL de água destilada em indicador 
ácido bórico que deve tornar-se verde claro com os primeiros mililitros de 
destilado. O valor da titulação deste destilado deve estar compreendido na 
variação usual obtida neste teste (que varia com o ponto de titulação do 
indicador e a concentração do ácido), e próximo a prova em branco; 
? Sempre destilar e titular a prova em branco (contendo somente os reativos e/ou 
soluções) antes das amostras. Se for obtido um valor muito diferente do usual, 
eliminar a fonte de contaminação antes de prosseguir o trabalho; 
? O destilador sempre apresenta um pequeno efeito de “memória” nas analises 
devido a absorção de NH3 nas paredes da vidraria. Isto pode provocar um erro 
sério quando: a) for feita uma destilação de amostra com baixo teor de N após 
uma amostra com alto teor de N; e, b) há necessidade da determinação isotópica 
de 15N. Nestes casos deve-se lavar o aparelho após cada análise destilando-se 5-
10 mL de etanol 95%. 
 38
Figura 1 – Modelo de destilador de nitrogênio semi-automático com destilação de 
amônia por arraste de vapor. (Fabricante: Tecnal modelo TE – 036) 
6- PROCEDIMENTO 
 AMOSTRAS COM BAIXO TEOR DE NITRATO 
? Pesar 0,5 g de solo (0,2 mm) ou 0,2 g para amostras com alto teor de matéria 
orgânica em tubos de digestão de 100 mL; 
? Adicionar 1 mL de H2O2 30%; 
? Adicionar 2,0 mL de H2SO4 concentrado; 
? Deixar esfriar 10 a 15 minutos; 
 39
? Adicionar 0,7 g de mistura de digestão; 
? Colocar no bloco digestor e elevar a temperatura a 250ºC. Manter esta 
temperatura por 15 a 20 minutos; 
? Elevar a temperatura para 350-375ºC(3); 
? Após clarear (cor amarelo-esverdeado), manter a 350-375ºC por 2 horas; 
? Deixar esfriar sobre uma placa de amianto ou madeira; 
? Adicionar 5 mL de água destilada e agitar manualmente ou agitador de tubos; 
? Conectar o tubo de digestão ao destilador Kjeldahl(4) e adicionar vagarosamente 
10 mL de NaOH 10 mol L-1; 
? Destilar em 5 mL de indicador ácido bórico; 
? Após coletar 35-40 mL de destilado, parar a destilação e titular(5) com HCl 0,05 
mol L-1. O ponto de viragem é observado quando a solução muda de coloração 
verde para roséo. 
 AMOSTRAS COM ALTO TEOR DE NITRATO 
? Pesar 0,5 g de solo (0,2 mm) ou 0,2 g para amostras com alto teor de matéria 
orgânica em tubos de digestão de 100 mL; 
? Adicionar 1 mL de H2O2 30%, 1 mL de KMnO4 5% e 2 mL de H2SO4 50%; 
? Após 5 minutos, adicionar 0,5 g de Fe reduzido; 
? Digerir por 1 hora em temperatura inferior a 100°C; 
? Adicionar 0,7 g de mistura de digestão; 
? Adicionar 2 mL de H2SO4 concentrado; 
? Colocar no bloco digestor e elevar a temperatura a 250ºC. Manter esta 
temperatura por 15 a 20 minutos; 
? Elevar a temperatura para 350-375ºC(3); 
? Após clarear (cor amarelo-esverdeado), manter a 350-375ºC por 2 horas; 
? Deixar esfriar sobre uma placa de amianto ou madeira; 
 40
? Adicionar 5 mL de água destilada e agitar antes que ocorra a solidificação do 
extrato; 
? Conectar o tubo de digestão ao destilador(4) e adicionar vagarosamente 10 mL de 
NaOH 10 mol L-1; 
? Destilar em 5 mL de indicador ácido bórico; 
? Após coletar 35-40 mL de destilado, parar a destilação e titular(5) com HCl 0,05 
mol L-1. O ponto de viragem é observado quando a solução muda de coloração 
verde para roséo. 
 
7- CÁLCULO DO NITROGÊNIO 
 Os valores do nitrogênio total no solo são calculados pela equação descrita a seguir: 
 
( )
(g) solo peso
4,1][)( 1 ××−=⋅
+− HVbrVamkgdagN 
em que: 
Vam = volume de HCl gastos na titulação da amostra; 
Vbr = volume de HCl gastos na titulação do branco; 
[ H+ ] = concentração real do ácido clorídrico (mol L-1) 
1,4 = peso equivalente do N (14) dividido por 10 (conversão de unidade – g kg-1 para 
dag kg-1) 
 
8- DICAS E COMENTÁRIOS 
(1)O preparo da solução NaOH 10 mol L-1 deve ser realizado em capela, além 
disso, o becker deve estar em recipiente contendo água e gelo, já que a reação eleva 
extremamente a temperatura da solução e emite grande quantidade de gases voláteis. 
Também, no momento da adição de água destilada, deve-se promover a agitação da 
solução com bastão de vidro para evitar que ocorra a solidificação da solução. 
(2)Se o HCl utilizado na titulação for exatamente 0,02 mol L-1, cada mL gasto 
na titulação (subtraído o valor da prova em branco) corresponde a 280 μg de N. Se a 
 41
normalidade do ácido utilizado for diferente, calcular o valor correspondente por 
proporção direta. 
 (3)Se a temperatura se elevar acima 370ºC (por aquecimento desuniforme do 
bloco digestor ou por defeito no controlador eletrônico), as amostras podem 
solidificar. Se isso ocorrer, deixar os tubos esfriarem, adicionar 5-10 mL de H2O 
destilada e aquecer em banho-maria para ressolubilizar os sais. Se a solidificação 
ocorrer com muita freqüência, diminuir a temperatura do bloco digestor até que não 
ocorra mais a solidificação (não diminuir abaixo de 330°C), 
(4)Ajustar o erlenmeyer no suporte do destilador de modo que a saída do 
condensador esteja mergulhada na solução indicadora de ácido bórico. Este 
procedimento evita que haja perda de NH3por volatilização na saída do condensador. 
(5)A adaptação de uma agulha hipodérmica fina (cortada em angulo reto para 
obter gotas pequenas, de 0,01 mL) à microbureta de 5 mL, usada na titulação com 
HCl 0,02 mol L-1, aumenta sensibilidade do método. 
Devido a pequena quantidade de solo utilizada na analise, o erro de amos-
tragem deve ser controlado por: a) moagem da amostra ate passar em peneira de 0,20 
mm; b) homogeneização da amostra moída. 
 42
Capítulo 9 – NITRATO EM ÁGUA E EXTRATOS DO SOLO 
 
 
Adaptado de Yang et al. (1998) 
1- INTRODUÇÃO 
 Vários são os métodos utilizados na determinação do NO3- em água e extratos de 
solo. Estes incluem cromatografia, destilação Kjeldahl, eletrodos seletivos, colorimetria, 
entre outros. Os métodos colorimétricos são intensamente utilizados na determinação de 
formas inorgânicas de N, devido a alta sensibilidade, rapidez e facilidade de execução. 
 O método que utiliza salicilato na determinação do nitrato é baseado na reação 
eletrofílica de substituição aromática, em que o salicilato reage com íons nitrônio (NO2+) 
para formar compostos nitrobenzênicos. Esta conversão sob condições alcalinas é 
responsável pela formação de cor amarela. O nitrato, contudo, não possui capacidade 
eletrofílica, sendo necessário a sua conversão a NO2+ através da utilização de H2SO4 e 
aquecimento: 
 HSO NOH SO H HNO 432423 +⇒+ + 
OHNO NOH 2232 +⇒ ++ 
 Para que o NO3- seja convertido em NO2+ a água precisa ser removida, já que o 
equilíbrio em solução aquosa leva à formação de outros íons, como sulfato de hidrogênio, 
reduzindo a concentração de íons nitrônio. A água pode ser removida através de 
aquecimento em banho-maria, estufa, microondas ou chapa aquecedora e com posterior 
adição de H2SO4 evitando, assim, fontes de interferências. 
 43
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador horizontal 
2. Balança de precisão 
3. Espectrofotômetro (colorímetro) 
4. Estufa ou chapa aquecedora 
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução de KCl 1 mol L-1 
s1. Pesar 74,55 g de KCl em becker, adicionar 800 mL de água deionizada, transferir 
para balão volumétrico e completar o volume para 1 L. 
ii. Solução de KCl 2 mol L-1 
s1. Pesar 14,91 g de KCl em becker, adicionar 80 mL de água deionizada, transferir para 
balão volumétrico e completar o volume para 100 mL. 
iii. Solução de TRI 
s1. Para 100 mL da solução 
? 1,0 g de salicilato de sódio 
? 0,2 g de NaCl 
? 0,1 g de sulfamato de amônio 
? Dissolver os reagentes em 100 mL de solução NaOH 0,01 mol L-1 
iv. Solução de NaOH 10 mol L-1 
s1. Pesar 400 g de NaOH e dissolver em 800 mL de água destilada(1). Após esfriar, 
transferir para um balão volumétrico e completar o volume para 1.000 mL. 
v. Solução Padrão de N-NO3- 10 mg L-1 
s1. Pesar 0,6071 g de NaNO3 (previamente seco em mufla a 150ºC por 1 hora), 
adicionar 500 mL de água deionizada, transferir para balão volumétrico e completar o 
volume para 1 L. 
 
 44
4- PROCEDIMENTO 
EXTRAÇÃO 
Pesar 5 g de TFSA em erlenmeyer de 125 mL, adicionar 50 mL do extrator KCl 1 
mol L-1, agitar em agitador de mesa por 30 minutos. Esperar decantar, filtrar o sobrenadante 
em papel de filtro quantitativo lento. 
DETERMINAÇÃO DO NITRATO 
Pipetar uma alíquota de 1 mL referente a cada amostra para tubos de ensaio de 20 
mL, adicionar 0,5 mL da solução TRI. Secar em estufa(2) a 65ºC por aproximadamente 16 
horas ou em chapa aquecedora por 4 horas, tempo necessário para secagem total do 
material, restando apenas um resíduo seco no fundo do tubo. 
Após a secagem da amostra, adicionar 1 mL de H2SO4, agitar vagarosamente com a 
mão, adicionar cuidadosamente 5 mL de H2O deionizada, agitar manualmente, esperar 
esfriar por aproximadamente 30 minutos e adicionar mais 5 mL da solução NaOH 10 mol 
L-1 agitando vagarosamente. Quando estiver faltando em torno de 1 mL do NaOH, é 
possível observar o início da mudança de cor, passando de transparente para amarelo claro, 
intensificando com a adição do restante do NaOH e em amostras com maior concentração 
de nitrato. Proceder a leitura em colorimetro, utilizando comprimento de onda de 410 nm. 
PREPARO DA CURVA PADRÃO 
A curva é preparada com diferentes concentrações de nitrato em balões de 10 mL ou 
copos descartáveis, a partir de uma solução padrão de NO3- 10 mg L-1: 
Quadro 1. Preparo da curva padrão para determinação de nitrato. 
Concentração (mg.L-1) Sol. Padrão (mL) KCl 2 mol L-1 (mL) H2O (mL) 
0 0 5 5 
1 1 5 4 
2 2 5 3 
3 3 5 2 
4 4 5 1 
5 5 5 0 
 
 45
A partir dessas soluções, o procedimento para determinação do nitrato na curva é 
exatamente o mesmo das amostras, ou seja, pipetar uma alíquota de 1 mL referente a cada 
ponto da curva para tubos de ensaio de 20 mL, adicionar 0,5 mL da solução TRI. Secar em 
estufa ou chapa aquecedora, adicionar 1 mL de H2SO4, 5 mL de H2O deionizada, esperar 
esfriar, adicionar 5 mL da solução NaOH 10 mol L-1. Proceder a leitura utilizando 
comprimento de onda de 410 nm. 
5- DICAS E COMENTÁRIOS 
(1)O preparo da solução NaOH 10 mol L-1 deve ser realizado em capela, além 
disso, o becker deve estar em recipiente contendo água e gelo, já que a reação eleva 
extremamente a temperatura da solução e emite grande quantidade de gases voláteis. 
Também, no momento da adição de água destilada, deve-se promover a agitação da 
solução com bastão de vidro para evitar que ocorra a solidificação da solução. 
(2)Aconselha-se regular bem a temperatura da estufa para que a secagem do material 
ocorra dentro de 16 horas. Caso isso não ocorra pode-se optar por tubos de ensaio de maior 
diâmetro que possibilitam evaporação mais rápida. A estufa também deve estar livre de 
materiais com excesso de umidade. 
 
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Capítulo 10 – AMÔNIO EM ÁGUA E EXTRATOS DE SOLO 
Adaptado de Kempers & Zweers (1986) 
1- INTRODUÇÃO 
A determinação do amônio (NH4+) em água e extratos de solo pode ser realizada por 
vários procedimentos que incluem colorimetria, destilação e eletrodos específicos. Os 
métodos que empregam colorimetria têm mostrado resultados satisfatórios na 
quantificação do NH4+ com sensibilidade, reprodutibilidade e facilidade de execução. 
O método de determinação de amônio por reação de azul de indofenol, baseia-se no 
desenvolvimento da cor azul pela formação de complexo indofenol, quando o amônio reage 
com salicilato de sódio (reagente fenólico), na presença de hipoclorito como agente 
oxidante. A intensidade da cor azul formada é proporcional a concentração de amônio em 
solução, sendo que o uso do nitroprussiato como catalizador permite que a reação ocorra 
em temperatura ambiente e em menor tempo. 
2- EQUIPAMENTOS 
1. Agitador horizontal 
2. Balança de precisão 
3. Espectrofotômetro (colorímetro) 
3- PREPARO DE SOLUÇÕES 
i. Solução de KCl 1 mol L-1 
s1. Pesar 74,55 g de KCl em becker, adicionar 800 mL de água deionizada, transferir 
para balão volumétrico e completar o volume para 1 L. 
ii. Solução de KCl 2 mol L-1 
s1. Pesar 14,91 g de KCl em becker, adicionar 80 mL de água deionizada, transferir para 
balão volumétrico e completar o volume para 100 mL. 
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iii. Solução de Hipoclorito de Sódio 2% (NaOCl) 
s1. A partir de uma solução contendo 10% do principio ativo, que deve ser mantida em 
refrigerador, pipetar 2 mL para balão volumétrico de 10 mL e completar o volume com 
água deionizada, exatamente antes do uso. 
iv. Solução Estoque de 50 mg L-1 N-NH4+ 
s1. Dissolver 0,2357 g de (NH4)2SO4 em 500 mL de água deionizada, transfeir para 
balão volumétrico e completar o volume para 1L (Armazenar a solução em refrigerador). 
v. Solução do Reagente de Trabalho (RT) 
s1. Dissolver 16,5 g de salicilato de sódio (NaC7H5O3) e 0,01 g de nitroprussiato