Relatório Extração de antocianina

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Campus: Vitória da Conquista
Licenciatura em Química
Gislaine Amorim Santos
QUÍMICA ANALITICA INSTRUMENTAL
- Relatório nº 01 - 
Extração de antocianinas em amora
Vitória da Conquista – BA
2018.2
Gislaine Amorim Santos
QUÍMICA ANALITICA INSTRUMENTAL
- Relatório da Prática nº 01 –
Extração de antocianinas em amora
	
Relatório Experimental apresentado como requisito parcial para obtenção de aprovação no componente curricular Química Analítica Instrumental, no Curso de Licenciatura em Química, ministrado pelo Prof. Me. Wdson Costa Santos, no Instituto Federal de Educação, Ciências e Tecnologia da Bahia, campus Vitória da Conquista.
Vitória da Conquista - BA
08/11/ 2018
Fundamentação Teórica
Em produtos naturais (PN), a maior parte das substâncias que são responsáveis pela coloração pertence à classe dos flavonoides, no qual é dividido em vários grupos e são formadas por 15 átomos de carbono, havendo uma molécula de pirano.
O termo antocianina é de origem grega (anthos, uma flor, e kyanos, azul escuro). Após a clorofila, as antocianinas são o mais importante grupo de pigmentos de origem vegetal (HARBORNE & GRAYER, 1988). Compõem o maior grupo de pigmentos solúveis em água do reino vegetal e são encontradas em maior quantidade nas angiospermas (BRIDLE & TIMBERLAKE, 1997).
A estrutura química básica das antocianinas é baseada em uma estrutura policíclica de quinze carbonos, como dito anteriormente, mostrada na Figura 1 (LÓPEZ et al., 2000):
Figura 1 - Estrutura química das antocianinas.
Fonte: LÓPEZ et al. (2000).
As antocianinas são as principais responsáveis por inúmeras tonalidades de cores encontradas em flores, frutas e folhas (BOBBIO & BOBBIO, 1995 e MAZZA & MINIATI, 1993). Sua função é proteger das plantas, e dos frutos contra a luz ultravioleta (UV). O efeito protetor destes compostos tem sido relacionado ao seu poder antioxidante, pois os compostos fenólicos, incluindo as antocianinas, possuem a capacidade de doar hidrogênios ou elétrons aos radicais livres (RICE-EVANS et al., 1996).
As antocianinas são moléculas polares devido à presença de grupos substituintes (hidroxilas, carboxilas e metoxilas) e glicosilas residuais ligados aos seus anéis aromáticos. Incrementos no número de grupos hidroxila tendem a tornar a coloração azulada. Na direção contrária, incrementos no número de grupos metoxilas aumentam a intensidade do vermelho (LÓPEZ et al., 2000). Consequentemente, elas são mais solúveis em água do que em solventes apolares. Dependendo das condições do meio, as antocianinas podem ser solúveis em éter. Estas características ajudam na extração e separação das antocianinas (HARBORNE, 1988). 
Para o químico analítico, a importância das soluções coloridas consiste no fato de que a radiação absorvida é característica da substância (EWING, 1972). Dessa forma, a amostra utilizada foi a amora, que apresenta uma coloração bem intensa, no qual (HASSIMOTTO et al.) identificaram os compostos fenólicos de cinco cultivares de amora-preta e em todos os casos, a cianidina foi o pigmento predominante contribuindo com aproximadamente 66-80% do total de antocianinas.
Para o estudo experimental, houve a extração como etapa inicial e a presença da detecção da presença do pigmento da amora, que foi utilizada a técnica espectrofotometria UV, o espectrofotômetro é um aparelho preto por dentro para impedir a difração da luz. Por meio do comprimento de onda (λ), essa técnica estuda a interação entre radiação e matéria. Quando a luz atravessa uma substância, parte da energia é refletida, outra parte é absorvida (absorbância), em que a energia radiante não pode produzir nenhum efeito sem ser absorvida, e o restante é transmitido. (SKOOG, 2002).
Objetivos
Objetivo Geral
Medir a absorbância da amora com incidência de luz de diferentes comprimentos de ondas
Procedimentos
Coletou-se a amostra na amoreira;
Após o congelamento, bateu-se no liquidificador;
Pesou-se 10g da amostra em cada béquer;
Em duas amostras (II, e IV), adicionou-se 50mL de etanol;
Em outros dois béqueres que continha a amostra (I, III), adicionou-se 50mL de água.
Colocou-se as soluções 20 minutos no ultrassom e filtrou-se;
Colocou-se a solução em branco no espectrofotômetro para zerar o aparelho, servir de comparação, e mediu-se a absorbância das soluções, em cubeta de 1cm, entre 400 a 600nm. 
Materiais e Reagentes 
Amora;
5 béqueres;
4 Balões de 50mL;
Água destilada;
Balança analítica;
Chapa aquecedora;
Ultrassom;
Cubetas espectrofotométricas;
Termômetro;
Espectro fotômetro;
Liquidificador;
Espátula.
Resultados e Discussão 
A prática realizada, foi para determinar o espectro de absorção das soluções de amora, foi feita no espectrofotômetro de feixe único, e para isso precisava fazer a zeragem com o branco e ler a amostra a cada medida. Para obter o gráfico foi feita várias medidas com comprimento de ondas e isso é feito manualmente selecionando o comprimento de onda, alterando a posição da cubeta. Foi preciso realizar a extração da amora, tornando-as em soluções. Foram utilizadas dois solventes, a água e o etanol. 
Inicialmente as amostras foram trituradas no liquidificador, pôde-se observar uma coloração bastante intensas nas amostras I e II, as quais precisaram ser diluídas para serem visualizadas no espectrofotômetro. Uma das limitações da técnica da espectrofotometria são quando o comportamento das curvas se distancia da Lei de Lambert-Beer, que ocorre quando a solução em análise está em concentração muito alta ou em concentração muito baixa, já que de acordo com essa lei a absorbância é diretamente proporcional a concentração da solução na amostra. 
Figura 2– Amostras.
Fonte: Próprio Autor (2018). 
De acordo com a tabela 1, abaixo, mostra os dados que foram obtidos experimentalmente, tendo em vista que foi colhido amostras maduras e outras duas mais verdes, para comparar as antocianinas de ambos.
Tabela 1: Informações experimentais da amostra.
	Amostras
	I
	II
	III
	IV
	Situação
	Madura
	Madura
	Verde
	Verde
	Massa
	10,0656g
	10,1479g
	10,0325g
	10,0418g
	Solvente
	Água quente
	Etanol
	Água quente
	Etanol
Fonte: Próprio autor (2018).
Com as soluções prontas e para quantificar o teor das antocianinas, as amostras passaram pelo ultrassom e posteriormente foram filtradas em papel filtro para eliminar as impurezas sólidas que as continha. 
Posteriormente, para zerar o aparelho adicionou-se na cubeta uma solução em branco, que corresponde a solução de etanol e água. As soluções foram levadas ao espectrofotômetro para leitura da absorbância em 400 – 600nm. 
De acordo com Skoog et al. (2009), os solventes polares como a água, o álcool, ésteres e cetonas tendem a suprimir as estruturas espectrais finas resultantes de efeitos vibracionais. Além disso, as posições do máximo de absorbância são afetadas pela natureza do solvente. As antocianinas são solúveis em água e consequentemente são mais solúveis em solventes polares, e para isso utilizou-se a água e o etanol, no qual sua molécula possui uma parte apolar e uma extremidade polar, o grupo OH. 
Comparando o gráfico 1 com o 2 as duas amostras que foram extraídas com o álcool (solvente orgânico polar) tiveram o pico máximo de absorbância para as antocianinas extraídas, mesmo que os dois solventes são polares, percebe-se que a extração pelo etanol ainda é mais eficiente, pois o limite de comprimento de onda da água e do etanol são respectivamente, 180 e 220nm. 
As antocianinas absorvem fortemente na região visível do espectro, conferindo uma infinidade de cores, dependendo do meio de ocorrência. A cor e a estrutura das antocianinas variam com o pH, entretanto, o pH não influencia só na cor das antocianinas, mas também afeta a sua estabilidade (Mazza e Miniati, 1993).
Gráfico 1 – Absorbância das amostras I e II.
Fonte: Próprio autor (2018).
Gráfico
2 – Absorbância das amostras III e IV.
Fonte: Próprio autor (2018).
Ao incidir a luz sobre a amostra, os grupos funcionais com absorção característica na região UV (cromóforo), absorve determinados comprimentos de onda do branco e transmite o restante, que pode ser detectado pela visão fazendo que a molécula pareça colorido. Quando essa coloração é observada é denominada como a cor complementar da cor que foi absorvida com uma maior intensidade. Nos gráficos 1 e 2 abaixo, pode-se observar os pontos máximos das soluções, em que são as principais diferenças que se observa no espectro, sendo esses valores os menos energéticos, e o que faz a absorção da luz serem diferentes é pelo fato dos grupos cromóforos. 
Quanto mais alta a concentração das moléculas, em virtude da grande proximidade entre elas, maior é a capacidade de absorção de luz. A cor da solução, por sua vez, é definida conforme a própria cor da luz incidida. Ao transmitir uma luz com determinado comprimento de onda, a solução absorve uma das cores. No experimento a cor verde foi absorvida nos pontos máximos de absorbância, o que resultou na cor púrpura, denominada cor complementar. A figura 3 mostra as cores correspondentes aos diferentes comprimentos de onda das curvas das soluções conforme os gráficos 1 e 2.
Figura 3 Comprimento de ondas de diversas cores.
Fonte: MENDES (2009).
Segundo Rommel, Wrolstad e Heathervbeel et al., a principal forma de antocianina encontrada em frutos de amora-preta corresponde à forma cianidina3-glicosídeo, cujo pico de absorção situa-se na faixa de 530nm (valor teórico), dentre os pontos máximos visto na prática os mesmos ainda estão próximos do valor teórico. Para verificar se houve o erro utiliza-se:
 Eq. (1)
VT = Valor tabelado
VE = Valor encontrado
A absorbância com os pontos máximos já mencionados teve 1,88% de erro, e pode estar relacionado com as massas pesadas das amostras, ou do próprio operador. É relevante determinar o comprimento de onda onde o composto apresenta máxima absorção já que, nas determinações espectrofotométricas, a seleção deste comprimento de onda proporcionará maior sensibilidade e menor erro.
Considerações Finais
	Portanto, a antocianina tem pigmentos bastante intensos e pode ser uma alternativa de substituir os corantes. São solúveis em água, e para se obter o gráfico de absorbância utilizou-se um espectrômetro, aparelho  utilizado para medir as propriedades da luz. As curvas demonstraram que o ponto máximo de absorbância foi obtido com a transmissão da cor verde, com comprimento de onda em torno de 520nm. 
Referências
BRIDLE, P.; TIMBERLAKE, C.F. Anthocyanins as natural food colours – selected aspects. Food Chemistry, v.58, n.1-2, p.103-109, 1997.
BOBBIO, P.A.; BOBBIO, F.O. Química do processamento de alimentos: pigmentos. 2ª ed.,Campinas: Varela, 1995, p. 105-120.
HARBORNE, J.B.; GRAYER, R.J., The anthocyanins. In: The flavonoids: advances in research since 1980. Chapmam & Hall, London, 1988, p. 1-20.
LÓPEZ O.P.; JIMÉNEZ A.R.; VARGAS F.D. et al. Natural pigments: carotenoids, anthocyanins, and betalains – characteristics, biosynthesis, processing, and stability, Critical Reviews Food Science Nutrition, v.40, n.3, p.173-289, 2000.
MAZZA, G.; MINIATI, E., Anthocyanins in fruits, vegetables, and grains. CRC Press, London, 1993, p. 362.
MAZZA, G.; MINIATI, E. Anthocyanins in fruits, vegetables and grains. Boca Raton: CRC Press, 1993. 362p.
MENDES, Marcus Fabiano de Almeida, 2009. Espectrofotometria. Disponível em: <http://www.ufrgs.br/leo/site_espec/bibliografia.html> . Acesso: 03/11/2018.
RICE-EVANS, C.A.; MILLER, N.J.; PAGANGA, G. Structure-antioxidant activity relationships of flavonoids and phenolic acids. Free Radical Biology Medicine, Amsterdam, v.20, n.7, p.933-956, 1996.
ROMMEL, A.; WROLSTAD, R.E.; HEATHERBELL, D.A. Blackberry juice and wine: processing and storage effects on anthocyanin composition, color and appearance. Journal of Food Science, v. 57, n. 2, p. 385-391, 1992.
SKOOG, HOLLER, NIEMAN. Princípios de Análise Instrumental. 5ª Edição. Editora Bookman, São Paulo, 2002.
SKOOG, HOLLER, CROUCH. Princípios de Análise Instrumental. 6ª Edição. Editora Bookman, Porto Alegre, 2009.