Apostila de Práticas de Bioquímica e Farmacologia Fisioterapia 2017

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Esta apostila é a quarta versão de uma compilação de roteiros de aulas práticas de bioquímica e pesquisas 
em sites, considerando técnicas clássicas disponíveis em outras obras similares e adaptada para as aulas de 
bioquímica do curso de fisioterapia da Faculdade Adventista da Bahia. 
Nesta versão estão inclusas as práticas de farmacologia que serão realizadas no núcleo de pesquisa 
experimental, com ratos wistar, aprovadas pela comissão de ética em uso de animais – CEUA. Os alunos 
que por excusa de consciência não concordarem com estas aulas, precisam procurar a professora para 
assinar o termo e obterem uma alternativa para estas aulas e respectivas notas. 
O objetivo é facilitar o acompanhamento das aulas práticas dando ao aluno a oportunidade de estudar o 
roteiro antes de cada aula e alcançar um melhor aproveitamento das mesmas. 
Bom semestre! Bons estudos! 
 
 
 
Índice 
Data Prática Tema Página 
26/07/17 0 Introdução ao trabalho em um laboratório de bioquímica 3 
02/08/17 1 Utensílios de laboratório e vidrarias com as técnicas de transferências de líquidos 4 
09/08/17 2 Medidas de pH e soluções tampão 7 
16/08/17 3 Caracterização de aminoácidos e proteínas 9 
23/08/17 4 Caracterização de carboidratos 11 
06/09/17 5 Determinação para teor de vitamina c em alimentos e análise da estabilidade da 
vitamina c. 
13 
04/10/17 6 Antinocicepção endógena 15 
18/10/17 7 Modelos animais para o estudo do comportamento exploratório, ansiedade e pânico 17 
25/10/17 8 Diuréticos 22 
 
 
 
 
 
3 
 
26/07/17 
INTRODUÇÃO AO TRABALHO EM UM LABORATÓRIO DE BIOQUÍMICA: 
O Laboratório é um lugar de experimentação onde os acadêmicos terão a oportunidade de aprender de um ponto 
de vista que nunca poderiam atingir por intermédio de livros, demonstrações ou filmes; é a possibilidade de alcançar 
maior compreensão e a oportunidade de ver e trabalhar com as próprias mãos. A significação dos resultados obtidos 
dependerá muito do cuidado com que se desenvolverão as operações de laboratório. Boa técnica é mais do que uma 
questão de habilidade manual; requer uma atenção total aos propósitos essenciais da experiência. Técnicas não são 
objetivos, mas sim os instrumentos que nos permitem atingir a meta final, de extrair informações úteis a partir de 
observações pessoais. 
Para ajudar o desenvolvimento de boas técnicas, várias sugestões são apresentadas: 
- Nunca começar uma experiência sem antes compreendê-la totalmente; isto significa estudar o experimento 
antes de entrar no laboratório. 
 
CONDUTA NO LABORATÓRIO: 
 
O laboratório é o lugar privilegiado para a realização de experimentos. Possui local especial para manipulação das 
substâncias tóxicas, denominado capela, que dispõe de sistema próprio de exaustão de gases. O laboratório é um local 
onde há um grande número de substâncias que possuem os mais variados níveis de toxicidade e periculosidade. Este é 
um local bastante vulnerável a acidentes, desde que não se trabalhe com as devidas precauções. Abaixo, apresentamos 
alguns cuidados que devem ser observados, para a realização das práticas, de modo a minimizar os riscos de acidentes. 
No Laboratório de Bioquímica o aluno deverá: 
• Ser rigoroso na atenção, técnica e disciplina, evitando desta forma, a ocorrência de erros que invalidam parcial ou 
totalmente o trabalho realizado e acarretam em desperdício de material, reagentes e tempo; 
• Não realizar experiências “extras” a título de curiosidade, pois podem levar a reações inesperadas; 
• Colocar sobre a bancada apenas o material estritamente necessário como lápis, borracha, caneta, régua, caderno de 
anotações e apostila de trabalhos práticos (1 item de cada por grupo). Demais objetos deverão ser deixados fora da 
bancada de trabalho, em lugar designado; 
• Ter cautela no trabalho com substâncias cáusticas, tóxicas, ácidos em geral, substâncias inflamáveis e vidraria; 
ATENÇÃO! VIDROS QUENTES TEM O MESMO ASPECTO DE VIDROS FRIOS, cuidado para não se queimar! 
• Evitar tocar, cheirar ou manusear produtos que tenham derramado ou extravasado de algum recipiente; 
• Manter o rosto o mais distante possível durante as operações de mistura ou aquecimento de reagentes; 
• Ter o cuidado de não abrir a torneira do gás antes que tenha à mão a chama que deve acendê-lo; 
• Verifique se as torneiras do gás estão bem fechadas, evitando assim explosões e intoxicações; 
4 
 
• Cuidar com as substâncias inflamáveis (álcool, éter) nas proximidades de uma chama; 
• Jamais aquecer um sistema completamente fechado, se houver necessidade de aquecer um tubo de ensaio 
diretamente na chama atentar para que a abertura do mesmo esteja voltada para a parede e não para os colegas ou 
para si mesmo. 
• SEMPRE utilizar jaleco de mangas compridas com comprimento no joelho, sapato fechado sem salto e de preferência 
que cubra todo o pé (O ALUNO QUE NÃO ESTIVER COM ESTA VESTIMENTA NÃO PARTICIPARÁ DAS AULAS), calça 
comprida de tecido tipo jeans e se necessário utilizar máscara, luvas, óculos, gorro e/ou qualquer outro artigo de 
proteção indicado; 
• Não comer no laboratório; 
• NÃO cheirar os reagentes e produtos das reações. 
• Manter os cabelos compridos presos durante às aulas práticas para evitar acidentes com chamas e reagentes 
corrosivos. 
• Ser pontual para a boa condução dos trabalhos. Será tolerado um atraso de 10 minutos do início da prática, após o 
qual o aluno será considerado ausente e não poderá participar da aula e nem apresentar relatório perdendo a 
pontuação respectiva. 
• Em caso de acidentes (oral, contato com a pele, com os olhos, etc.) avisar imediatamente a professora e ao técnico do 
laboratório. 
• Só deixar a aula quando terminado o trabalho ou, em qualquer caso, com a autorização do professor, caso contrário o 
aluno receberá falta. 
Não é permitido assistir ou “pagar” aula em outras turmas e os grupos fixados ao início do semestre devem permanecer 
até o término para evitar confusão de notas referente aos relatórios. 
 
02/08/2017 
PRÁTICA 1: UTENSÍLIOS DE LABORATÓRIO E VIDRARIAS COM AS TÉCNICAS DE 
TRANSFERÊNCIAS DE LÍQUIDOS 
Esta prática tem por objetivo identificar e conhecer as aplicações dos principais utensílios do laboratório 
químico. 
1. Balão de fundo chato: Empregado para aquecimento ou armazenamento de líquidos ou solução. 
2. Bastão de vidro ou Bagueta: É um bastão maciço de vidro. Serve para agitar e facilitar as dissoluções, mantendo as 
massas líquidas em constante movimento. Também auxilia na filtração. 
3. Bureta: Serve para dar escoamento a volumes variáveis de líquidos. Não deve ser aquecida. É constituída de tubo de 
vidro uniformemente calibrado, graduado em décimos de mililitro. É provida de um dispositivo que permite o fácil 
controle de escoamento. 
5 
 
4. Copo de Béquer (Becker): Serve para dissolver substâncias, efetuar reações químicas. Pode ser aquecido sobre o 
tripé com tela de amianto. 
5. Erlenmeyer: Utilizado para titulações, aquecimento de líquidos, dissolução de substâncias e realização de reações 
químicas. Pode ser aquecido sobre o tripé com tela de amianto. 
6. Espátula: Material de aço ou porcelana, usado para transferência de substâncias sólidas. Deve ser lavada e 
enxugada após cada transferência. Há espátulas descartáveis. 
7. Estante para tubos de ensaio: Suporte para tubos de ensaio. 
8. Estante para tubos de falcon: Suporte para tubos de falcon de 15 e 50 mL. 
9. Frasco reagente: Vidro de cor âmbar usado para guardar reagentes. Deve ser etiquetado com informações. 
10. Pêra de segurança: Usada para pipetar soluções. 
11. Pinça de madeira: Usada paraprender tubos de ensaio durante o aquecimento direto no bico de Bunsen. 
12. Pinça metálica reta: Usada para manipular papel de pH. 
13. Pipeta automática ou micropipeta: Substitui todas as pipetas com precisão. 
14. Pipeta de pasteur: Semelhante a um conta-gotas de plástico, tem a função da transferência de pequenas frações de 
líquido podendo ser em gotas ou até 2 mL porque a mesma tem como aferir. 
15. Pipeta graduada: Consiste de um tubo de vidro estreito geralmente graduado em 0,1 ml. É usada para medir 
pequenos volumes líquidos. Encontra pouca aplicação sempre que se deseja medir volumes líquidos com maior 
precisão. Não deve ser aquecida. 
16. Pipeta volumétrica: É constituída por um tubo de vidro com um bulbo na parte central. O traço de referência é 
gravado na parte do tubo acima do bulbo. É usada para medir volumes de líquidos com elevada precisão. Não deve 
ser aquecida. 
17. Pisseta: Usada para lavagem de materiais ou recipientes através de jatos de água destilada, álcool ou outros 
solventes. 
18. Proveta ou cilindro graduado: Recipiente de vidro ou plástico utilizado para medir e transferir volumes de líquidos. 
Não deve ser aquecida. 
19. Tubo de ensaio: Empregado para fazer reações em pequena escala, notadamente em teste de reações. Pode ser 
aquecido, com cuidado, diretamente sobre a chama do bico de Bunsen. 
20. Tubo de falcon: Tubos de polipropileno graduados com tampa em formato cônico, podem substituir os tubos de 
ensaio nas reações que não necessita aquecimento. Ideal para centrifugação. 
21. Vidro de relógio: Peça de vidro de forma côncava. É usado para cobrir béqueres, em evaporações, pesagens de 
diversos fins. Não pode ser aquecido diretamente na chama do bico de Bunsen. 
 
TÉCNICA DE TRANSFERÊNCIA DE LÍQUIDOS E SÓLIDOS 
INSTRUÇÕES: 
1. Conservar a bancada de trabalho sempre limpa, durante e ao término das aulas. Ao término da aula a bancada deverá estar 
em condições de ser novamente utilizada. 
2. Esmero é muito importante para uma boa técnica. Descuidar ao manusear compostos químicos e aparelhos, pode não 
somente levar a maus resultados, como também é perigoso. Há geralmente uma razão de como e porque cada operação é 
desenvolvida como descrita na literatura, embora a razão, a princípio, possa não ser óbvia para o estudante iniciante. 
3. Atentar para que reagentes e respectivas pipetas estejam juntas. A pipeta correspondente à solução estará à direita do 
reagente com a ponta em sentido contrário ao aluno e deverá ser utilizada com atenção para evitar trocas. Também 
deverão ser transferidas alíquotas dos reagentes para beckers para evitar contaminação sendo que cada becker deve estar 
devidamente identificado e se possível à frente do frasco do reagente. 
4. Não retornar ao recipiente estoque os reagentes utilizados; 
5. Usar uma pipeta para cada reagente evitando a contaminações; 
6 
 
6. Certificar-se de que as pipetas estão limpas antes de introduzi-las nas soluções; 
7. Não pipetar diretamente reagentes corrosivos ou tóxicos (ácidos ou bases fortes, quando muito concentrados), estes 
devem ser medidos em provetas ou, em alguns casos, com auxílio de uma pêra; 
8. Fazer a leitura do menisco corretamente. A leitura de líquidos claros deve ser feita na parte inferior do menisco e na altura 
da linha dos olhos, a leitura de líquidos escuros na parte superior do menisco também na altura da linha dos olhos. 
9. Ao preparar soluções de ácidos fortes (sulfúrico, clorídrico, nítrico, etc.), deve-se verter o ácido sobre a água, nunca o 
contrário pois provoca reação exotérmica violenta; 
 
 
Técnicas de transferências e medidas de líquidos 
 
A precisão na medida de líquidos é fundamental para obter êxito no resultado das análises, medir volumes de líquidos 
em recipientes volumétricos significa comparar a superfície do líquido – MENISCO – com a escala do recipiente. 
 
 
Duas considerações devem ser feitas: 
1. Se o menisco for de uma superfície côncava, sua parte inferior deverá coincidir com a linha de aferição. Se for 
convexo, será considerada sua parte superior, 
2. Se o líquido for transparente, a parte inferior do menismo deverá coincidir com a linha de aferição. Se não for, será 
considerada sua parte superior. 
Caso a altura do olho do observador não estiver ao mesmo nível da marca da aferição ocorrerá erro de PARALAXE. 
 
Atividade 1: 
Transferir 20 mL de água destilada da pisseta para a proveta verificando o menisco inferior sem cometer o erro de 
paralaxe. Ao utilizar a pisseta deixe o líquido escoar pela parede do recipiente para evitar respingos. 
Transferêêêência com o uso do bastãããão de vidro: 
 
Atividade 2: 
Realize uma transferência de água destilada entre 2 béqueres utilizando o bastão de vidro. 
 
Menisco 
7 
 
Pipetagem com pipeta de Pasteur: 
A pipeta de Pasteur é uma pipeta descartável quando utilizada para determinados reagentes e fluidos corporais. É 
adequada para volumes de pouca precisão e gotas. Para um uso mais adequado, utilizar as recomendações descritas nas 
técnicas anteriores. 
 
• Aperte o bulbo da pipeta de Pasteur; 
• Introduza na posição vertical no líquido a ser aspirado; 
• Solte o bulbo controlando o volume desejado (ao atingir o volume trave os dedos indicador e polegar no bulbo); 
• Se surgir bolhas, dispense o líquido aspirado no recipiente da coleta e repita o procedimento; 
• Acerte o menisco cuidando com o erro de paralaxe; 
• Retire a pipeta da solução sem movimentar os dedos que sustentam o bulbo para evitar que a solução entre no 
bulbo da pipeta. 
• Dispense a solução no recipiente desejado, apertando o bulbo e apoiando a ponta da pipeta na lateral do 
recipiente. 
• Coloque a pipeta ao lado direito da solução utilizada (se possível faça uma marcação no papel toalha com 
pincel). 
 
09/08/2017 
PRÁTICA 2: MEDIDAS DE pH E SOLUÇÕES TAMPÃO 
Objetivos: 
- Caracterizar as substâncias por faixas de pH. 
- Entender o pH como medida de concentração. 
- Familiarização com o uso de fitas de indicador de pH. 
 
Materiais e reagentes: 
- Seis tubos de ensaio no suporte; 
- Fitas de indicador de pH; 
- Soluções de NaOH 0,1M, HCl 0,1M e fenolftaleína 1%. 
- Água destilada em pisseta; 
- Pinça metálica ponta fina; 
- Pipeta de Pasteur. 
 
Técnica: 
Parte 1: Numerar três tubos de ensaio e adicionar 2 mL das seguintes soluções: 
a) tubo 1 – ácido clorídrico 
b) tubo 2 – água 
c) tubo 3 – hidróxido de sódio 
d) Mergulhar as fitas de indicador de pH no tubo de ensaio e esperar o resultado por 2 minutos. Anotar o resultado. 
Parte 2: Acrescentar 3 gotas de fenolftaleína aos tubos 1 e 3. Anote as cores obtidas e conclua. 
Parte 3: Verter o ácido clorídrico do tubo 1 para o tubo 3. Anote o resultado e conclua. 
 
 
8 
 
 
SOLUÇÕES TAMPÃO 
 
Tampões são sistemas aquosos que resistem às variações do pH quando em quantidades relativamente pequenas de 
ácido (H+) ou base (OH-) são adicionadas à solução. Um sistema tampão consiste de um ácido fraco (o doador de 
prótons) e sua base conjugada (o aceptor de prótons). Essas soluções são muito utilizadas em experimentos de 
bioquímica quando o pH deve ser mantido constante. 
Objetivos: 
- Determinar o pH de soluções utilizando indicadores de pH (método colorimétrico) 
- Relacionar os conhecimentos sobre água, pH e tampões com funcionamento biológico. 
 
Materiais e reagentes nas bancadas: 
- Tampões de pH 3, pH 4, pH 7, pH 10, pH 11, pH 12 e pH 13. 
- Solução de repolho roxo 
- 8 tubos de ensaio numerados com os pHs no suporte 
- Água destiladaem pisseta 
- Soluções de NaOH 0,1M, HCl 0,1M 
- 8 Pipetas de pasteur 
 
Técnica: 
Parte 1: 
A) Transferir 2 mL de água destilada para um tubo de ensaio. Medir o pH com fita. Anotar no tubo. Pingar uma gota de 
HCl 0,1 M na água, homogeneizar e medir o pH com fita. Anotar o resultado. 
 
B) Transferir 2 mL de solução tampão pH 7 para um tubo de ensaio. Conferir o pH com fita. Pingar uma gota de HCl 0,1 
M na solução tampão pH 7, homogeneizar e medir o pH com fita. Anotar o resultado. Pingar mais 2 gotas de HCl 0,1 M 
na solução tampão pH 7, homogeneizar e medir o pH. Anotar o resultado 
 
Comparar os resultados e discutir os motivos para a diferença encontrada. 
 
Parte 2: PREPARAR UMA ESCALA PADRÃO DE pH UTILIZANDO INDICADOR NATURAL DE REPOLHO ROXO. 
Preparar em um suporte 6 tubos de ensaio. 
Numerar os tubos de ensaio de acordo com a tabela e adicionar as soluções seguindo a tabela abaixo. 
 
Tubos 
Indicador natural 
Repolho Roxo 
(mL) 
Água destilada 
(mL) 
Tampão 
Resultado 
(cores obtidas) pH Volume (mL) 
1 2 1 3 1 
2 2 1 4 1 
3 2 1 7 1 
4 2 1 10 1 
5 2 1 11 1 
6 2 1 13 1 
9 
 
Orientações para o descarte de líquidos após as aulas: 
 
Quando os resíduos gerados na experiência não forem perigosos, poderão ser descartados na pia de acordo com as 
seguintes instruções: 
1) Soluções que podem ser jogadas na pia devem ser antes diluídas com água, ou jogar a solução vagarosamente 
acompanhada de água corrente; 
2) Sais solúveis podem ser descartados como descrito em 1. 
3) Pequenas quantidades de solventes orgânicos solúveis em água (ex: metanol ou acetona) podem ser diluídos antes 
de serem jogados na pia. Grandes quantidades desses solventes, ou outros que sejam voláteis, não devem ser 
descartados dessa maneira. No caso, tentar recuperá-los. 
4) Soluções ácidas e básicas devem ter seu pH ajustado na faixa de 2 a 11 antes de serem descartadas. Em caso de 
pequenos volumes dessas soluções (por exemplo, 10 mL ou pouco mais), essas podem ser diluídas e descartadas. 
5) Em caso de dúvida, perguntar ao professor como proceder o descarte. 
 
16/08/17 
PRÁTICA 3: CARACTERIZAÇÃO DE AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS 
 
As reações dos aminoácidos são aquelas de seus grupamentos funcionais, isto é, do grupo alfa-carboxílico, do 
grupo alfa-amino e dos grupos presentes nas cadeias laterais. As reações das proteínas, por sua vez, dependem dos 
diferentes aminoácidos que as constituem. Sendo assim, podemos adotar a seguinte nomenclatura para essas reações 
envolvendo aminoácidos e proteínas: 
 Reações Gerais: são as que estão relacionadas com os grupos -carboxílico e -amino. Portanto, são positivas para 
todo e qualquer aminoácido. 
 Reações Específicas: são as que estão relacionadas com os grupos funcionais das cadeias laterais. Essas reações são, 
então, positivas unicamente na presença do grupo funcional que caracteriza o aminoácido. 
 
REAÇÃO GERAL 
Quando os aminoácidos são aquecidos em solução contendo excesso de ninidrina, todos aqueles que têm grupamento 
amino livre produzem um composto púrpura, conhecido como Púrpura de Rüehmann. Essa reação também pode ser 
utilizada na detecção de peptídeos e proteínas que apresentem essa característica. Em condições apropriadas, a 
intensidade da cor produzida é proporcional à concentração de espécies presentes (aminoácidos, peptídeos ou 
proteínas). 
 
Observação: Existem dois aminoácidos que são exceções a essa reação: com a prolina e hidroxiprolina, que 
são iminoácidos, a ninidrina reage formando um composto amarelo. 
 
10 
 
Materiais e reagentes: 
- solução aquosa de ninidrina [C6H4COCO.C(OH)2] 0,1% 
- solução de albumina 5% 
- solução de glicina 1% 
- solução de prolina 1% 
- solução de glicose 1% 
- solução de caseína 1% 
- leite 
- água destilada 
- 05 tubos de ensaio 
- 05 pipetas de Pasteur 2 mL 
 
Técnica: 
-Numerar os tubos de ensaio e preparar a seguinte bateria: 
(1) 2 mL de água destilada (branco) 
(2) 2 mL da solução de albumina 5% 
(3) 2 mL da solução de glicina 1% 
(4) 2 mL da solução de prolina 1% 
(5) 2 mL de glicose 1% 
(6) 2 mL de caseína 1% 
(7) 2 mL de leite 
 
-A cada tubo de ensaio, adicionar 0,5ml da solução de ninidrina; 
- Aquecer em banho-maria até que seja desenvolvida coloração; 
- Observe e anote os resultados. 
O desenvolvimento de coloração púrpura indica presença de grupamentos amino, revelando a existência de 
aminoácidos, peptídeos ou proteínas na amostra. 
 
Reação Geral de Aminoácidos e Proteínas – RESULTADOS. 
TUBO COR CONCLUSÃO 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
 
 
 
 
 
11 
 
PESQUISA DA LIGAÇÃO PEPTÍDICA EM PROTEÍNAS 
A reação do biureto (sulfato de cobre em meio alcalino) é dada por substâncias que contém no mínimo duas 
ligações peptídicas. Sendo assim, essa reação é positiva para todas as proteínas, graças às suas ligações peptídicas. A 
natureza química do composto formado nessa reação não está esclarecida. 
Técnica: 
Preparar a seguinte série de tubos contendo aproximadamente: 
(1) 2 mL de água destilada (branco) 
(2) 2 mL da solução de albumina 5% 
(3) 2 mL da solução de glicina 1% 
(4) 2 mL da solução de prolina 1% 
(5) 2 mL de glicose 1% 
(6) 2 mL de caseína 1% 
(7) 2 mL de leite 
Adicionar a cada um 1 mL de reagente de biureto agitando continuamente. 
Anote os resultados. 
 
Pesquisa da Ligação Peptídica em Proteínas – RESULTADO 
 
TUBO COR CONCLUSÃO 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
 
23/08/14 
PRÁTICA 4: CARACTERIZAÇÃO DE CARBOIDRATOS (Parte 1). 
 
Objetivos: 
- reconhecer os carboidratos através da pesquisa das funções orgânicas presentes em suas moléculas e das 
características por elas proporcionadas. 
 
1ª experiência - REAÇÃO COM IODO: Identificação da presença de polissacarídeos. 
O reagente de Lugol (Iodo com Iodeto de potássio 1:2 em água) diluído 20 vezes dá com o amido um complexo de cor 
azul e com o glicogênio, um complexo de cor vermelha. A composição desses compostos não está definida. Celulose, 
mono e dissacarídeos não dão coloração com o iodo. 
Técnica: 
Preparar a seguinte série de tubos contendo aproximadamente 1 mL das seguintes soluções: 
12 
 
 
Tubo 1 - água destilada, 
Tubo 2 - glicose 0,1M, 
Tubo 3 - sacarose 0,1M 
Tubo 4 - amido 1%. 
 
Acrescentar a cada tubo 2 gotas de reagente de Lugol. Observar. Aquecer brandamente na chama o tubo com amido 
1%. Observar. 
Resfriar. Observar. 
TUBO COR CONCLUSÃO 
1 
2 
3 
4 
 
2ª experiência - REAÇÃO DE BENEDICT – Identificação de carboidratos redutores 
Alguns carboidratos possuem um grupamento –OH (hidroxila) livre no carbono 1 de suas moléculas, enquanto outros 
não. Observa-se que os açúcares que apresentam a hidroxila livre no C-1 são bons agentes redutores. Por esse motivo a 
extremidade que contém o -OH passa a ser chamada extremidade redutora e o açúcar, de AÇÚCAR REDUTOR. A 
capacidade que esses compostos apresentam de reduzir íons metálicos em soluções alcalinas é um bom método de 
identificação desses compostos. 
 
GLICOSE 
 
RIBOSE 
 
 LACTOSE 
 
SACAROSE 
A reação abaixo esquematiza o princípio da prova de Benedict, baseada na redução de íons Cu2+ a Cu+, com 
formação de um precipitado vermelho ou amarelo: 
 
[
13 
 
Nessa reação, o aparecimento de um precipitado de coloração vermelho-tijolo indica que os íons Cu2+ do reagente 
de Benedict foram reduzidos a Cu+, indicando a presença de um açúcar redutor. 
 
Técnica: 
Preparar a seguinte série de tubos, contendo aproximadamente 1 mL 
Tubo 1 - água destiladaTubo 2 - glicose 0,1M 
Tubo 3 - frutose 0,1M 
Tubo 4 - sacarose 0,1M 
Tubo 5 - amido 1% 
Tubo 6 - lactose 0,1M 
Tubo 7 - açúcar comum 1% 
Acrescentar em cada tubo 1 mL de reagente de Benedict. Aquecer por 5 min em banho de água fervente. Observar. 
Explicar. 
TUBO COR CONCLUSÃO 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
 
06/09/2017 
PRÁTICA 5: DETERMINAÇÃO PARA TEOR DE VITAMINA C EM ALIMENTOS E ANÁLISE DA 
ESTABILIDADE DA VITAMINA C. 
 
Nesse experimento você irá determinar a quantidade de vitamina C em alguns produtos alimentícios, verificando qual é 
mais rico ou mais pobre em vitamina C e se há diferença no teor de vitamina C em sucos frescos, naturais, 
industrializados, congelados. 
 
Materiais e reagentes: 
- 1 proveta de 50 mL 
- 4 béqueres de plástico. 
- 2 pipetas de Pasteur 
- Solução de amido concentrada 
- Solução de iodo 5% 
- 1 comprimido efervescente de vitamina C (1 g) 
- 1 L de água destilada. 
***Será preparada no início da aula uma solução padrão pela professora, dissolvendo 1 comprimido efervescente de 
vitamina C de 1g em 1000 mL de água destilada. 
14 
 
Análise de vitamina C em comprimidos efervescentes: 
 
Procedimento 1: 
1. Medir em uma proveta 25 mL desta solução de vitamina C e transferir para um béquer de plástico (béquer A). 
2. Adicionar ao béquer A, 10 gotas da solução de amido. Agite. 
3. A seguir, pingar, gota a gota com pipeta de Pasteur, a solução de iodo 5% no béquer A, agitando 
constantemente, até que perceba mudança de coloração para azul ou cinza e esta cor persista por mais de 15 
segundos. 
4. Anote na tabela o número de gotas de solução de iodo 5% adicionadas que reagiram completamente com os 25 
mL da solução de vitamina C 1g/L. 
Procedimentos 2, 3 e 4: 
1. Repita toda a reação do procedimento 1, porém utilizando uma amostra trazida pelo grupo (sendo uma 
amostra de saliva). 
2. Anote o volume gasto na tabela. 
3. Realize os cálculos de concentração (em mg) de vitamina C em cada amostra e compare com o informado no 
rótulo (para o caso de produtos industrializados). 
A partir do volume da solução de iodo gasto na reação com a solução padrão de vitamina C e com as amostras de suco é 
possível calcular o teor de vitamina C nas amostras analisadas. Para calcular o teor de vitamina C no experimento, 
considera-se que 1 L (1000 mL) da solução de vitamina C padrão contém 1 g (1000 mg) de vitamina C (quantidade de 
vitamina C contida em um comprimido que foi dissolvido no balão volumétrico de 1 L), então 25 mL da solução de 
vitamina C que foi titulada continha X mg de vitamina C, conforme cálculo abaixo(anote o resultado na tabela): 
1000 mL de solução de vitamina C -------------------- 1000 mg de vitamina C 
25 mL de solução de vitamina C ----------------------------------------------- X 
X = ______ mg de vitamina C 
Para calcular o teor de vitamina C nas demais amostras utilizamos a relação entre o volume de solução de iodo (V) que 
reagiu com os X mg de vitamina C na primeira análise da seguinte maneira: 
X mg de vitamina C da solução padrão ----------------------------- Y gotas da solução de iodo 5% na primeira análise 
 Z mg na 2ª análise ----------------------------- W gotas de solução de iodo 5% na amostra 
Z = _____ mg de vitamina C presente em 25 mL da amostra. 
REPETIR OS CÁLCULOS PARA TODAS AS ANÁLISES (anotar na tabela os resultados). 
Análise da estabilidade da Vitamina C 
Repita o procedimento 1 utilizando como amostra uma solução de vitamina C preparada a mais de 24 hs. Verifique se a 
quantidade de iodo utilizada foi a mesma que para uma solução recém preparada. Explique. 
 
15 
 
Procedimento Amostra Quantidade de gotas 
de iodo 5% utilizadas 
Quantidade de 
vitamina C informada 
no rótulo 
Quantidade estimada 
 de vitamina C (em mg) 
(Deixe seus cálculos 
no verso da folha) 
1 Vitamina C 1g/L 
(padrão) 
 1 g/L1 g/L1 g/L1 g/L 1 g/L1 g/L1 g/L1 g/L 
2 Amostra 1 
(_________________________________) 
 
3 Amostra 2 
(_________________________________) 
 
4 Amostra 3 
(_________________________________) 
 
5 Vitamina C 1g/L preparada a 
mais de 24 hs 
 1g/L1g/L1g/L1g/L 
 
 
04/10/2017 
PRÁTICA 6: ANTINOCICEPÇÃO ENDÓGENA 
Introdução 
Podemos definir a dor como uma experiência subjetiva que pode estar associada a dano real ou potencial nos tecidos. 
Esta experiência sensorial e emocional desagradável está associada com o atual ou potencial dano tecidual ou descrita 
em termos deste dano. A percepção da dor é caracterizada como uma experiência multidimensional, diversificando-se 
na qualidade e na intensidade sensorial, sendo afetada por variáveis afetivo-motivacionais. Assim podemos afirmar que 
a quantificação da dor e consequentemente da analgesia sofre influências de vários fatores incluindo o estado 
emocional. Uma forma alternativa para se medir a analgesia é o uso de modelos animais. Alguns autores nos propõem 
alguns testes algesimétricos e podem revelar diferentes sistemas produzindo antinocicepção ou diferentes 
características em um único sistema antinociceptivo. 
Procedimento 
Este experimento será baseado no modelo experimental utilizado pelo Laboratório de Neurofisiologia da 
USP/FMRP – Profª Drª Leda Menescal de Oliveira. No qual a sala será dividida em grupos para observar e anotar os 
dados do método de placa quente e para observar e anotar os dados do teste de formalina. 
1 - Método da placa quente (WOOLFE e MAC DONALD (1944) modificado para ratos) 
Os alunos colocarão um rato sobre uma placa de alumínio mantida a 52°C por meio de água aquecida em um 
banho, com controle de temperatura. Observarão o lamber das patas, o tempo será cronometrando desde que o 
animal será colocado na placa quente até o momento que ele apresentará a resposta, que será a latência basal (linha 
base) da resposta do rato. O grupo espera 15 minutos, e submeterá o rato ao estresse pelo teste da natação forçada 
durante 3 minutos. Logo após o rato será enxugado e depois de 2 minutos será submetido novamente ao teste 
experimental na placa quente. Serão estabelecidas medidas de latências após 2, 10, 20, 30 e 45 minutos. 
16 
 
Método da placa quente 
Dados a observar pré-nado Resultados Dados a observar pós nado Resultados 
Latência (min) Latência após 2 min (min) 
 Latência após 10 min (min) 
 Latência após 20 min (min) 
 Latência após 30 min (min) 
 Latência após 45 min (min) 
 
2 – Teste da formalina: Neste experimento serão usados dois ratos. O rato A que será tratado com a solução de 
formalina 5% 0,05 mL SC na superfície dorsal de uma das patas traseiras. Ele será colocado em uma caixa de acrílico 
para observação. Será observado e anotado o número de sacudidas e lambidas na pata injetada, a intervalos de 5 
minutos, durante 40 minutos. 
O rato B será submetido individualmente ao estresse pelo teste da natação e em seguida será injetado formalina 
5% 0,05 mL SC na superfície dorsal de uma das patas traseiras. Será observado e anotado o número de sacudiduras e 
lambidas na pata injetada, a intervalos de 5 minutos, durante 40 minutos. 
A aula será simultânea para 3 grupos de 20 alunos para melhor visualização, utilizando-se 3 ratos por grupo, cada grupo 
se subdividirá nos 3 experimentos com 6 ou 7 alunos por rato. Observar e anotar os resultados. Após a aula 
compartilhar os resultados em seu grupo. 
Objetivo: Utilizando-se 2 testes algesimetricos diferentes, avaliar o efeito do estresse ambiental sobre o limiar 
nociceptivo. 
Material & Métodos 
• Ratos Wistar provenientes do biotérios da FADBA em caixas para observação 
o 250 g,ciclo claro-escuro de 12 h, 25° C, ração e água à vontade 
• Placa de alumínio com capacidade para aquecimento 
• Piscina para nado 
• Droga: formalina 5% - dose: 0,05mL sc na pata 
Teste da formalina 
Rato A (min) Quantidade de lambidas Rato B (min) Quantidade de lambidas 
0 a 5 0 a 5 
6 a 10 6 a 10 
11 a 15 11 a 15 
16 a 20 16 a 20 
21 a 25 21 a 25 
17 
 
26 a 30 26 a 30 
31 a 35 31 a 35 
36 a 40 36 a 40 
Referências 
1. OLIVEIRA, L.M, SILVA, L.F.S, BRENTEGANI, M.R.. Antinocicepção endógena. Laboratório de Neurofisologia. 
USP/FMRP 
2. DUBUISSON, D.; DENNIS, S.G.. The formalin test: a quantitative study of the analgesic effects of morphine, 
meperidine and brain stem stimulation in rats and cats. Pain, 4; 161-174; 1977. 
3. SOUSA, F.A.E.F.. Dor: o quinto sinal vital. Rev. Latino-Am. Enfermagem vol.10 no.3 Ribeirão 
Preto May/June 2002 
4. DENNIS, S.G.; MELZACK, R.. Comparison of phasic and tonic pain in animals. In: J.J. BONICA; J.C. LIEBESKIND; 
D.G. ALBE-FESSARD (eds). Advances in pain research and therapy. Raven press, New York, 1979, 3; 747-760. 
RESPONDA: 
1 – Ficou evidente a diferença do efeito do ‘stress’ sobre a intensidade da dor no método da placa quente? O que foi 
observado? 
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________ 
 
2 – Ficou evidente a diferença do efeito do ‘stress’ sobre a intensidade da dor no teste da formalina? O que foi 
observado? 
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________
_______________________________________________________________________________________________
_________________________________________________________________________________________ 
18/10/17 
 
 
 
 
Introdução 
Com o objetivo de obter uma maior compreensão do comportamento e das patologias que afligem o ser humano, 
diferentes modelos animais foram desenvolvidos para o estudo da ansiedade. Esses modelos envolvem uma situação 
teste capaz de desencadear no animal reações emocionais que podem ou não ser revertidas por drogas utilizadas em 
humanos. O teste deve ser capaz de discriminar com sucesso drogas que são clinicamente efetivas daquelas que não 
PRÁTICA 7: MODELOS ANIMAIS PARA O ESTUDO DO COMPORTAMENTO 
EXPLORATÓRIO, ANSIEDADE E PÂNICO 
(Adaptado do modelo experimental utilizado pelo Laboratório de Comportamento Exploratório da USP/FMRP 
– Prof. Dr. Sílvio Morato de Carvalho) 
18 
 
são. File (1992) afirma que existem duas razões principais para a utilização de testes animais para se detectar a ação de 
uma determinada droga. Primeiro, esses testes podem ser capazes de selecionar novos compostos por seu uso clínico 
potencial e, segundo, são úteis no estudo dos substratos neurais das doenças. 
O labirinto em cruz elevado, um procedimento inspirado em Montgomery (1955) e validado por Pelow e 
colaboradores (1985), é um dos modelos mais representativos nas investigações comportamentais sobre ansiedade em 
animais. O modelo é usado para testar drogas ansiolíticas e ansiogênicas como para estudar as bases neurobiológicas do 
medo e da ansiedade. O modelo fundamenta-se no conflito de aproximação-esquiva (Montgomery, 1955), uma situação 
que surge quando os ratos são expostos a novos ambientes. Em tal situação, a tendência natural de explorar (aquisição 
de nova informação) opõe-se à tendência de evitar espaços não familiares (Lester, 1968). No labirinto em cruz elevado, 
a porcentagem de preferência pelos braços abertos ou fechados, tanto para as entradas quanto para a duração é 
interpretada como índice de ansiedade: quanto mais intensa a ansiedade, menor a percentagem de preferência pelos 
braços abertos (Pelow e File, 1986). O teste de campo aberto e a caixa claro-escuro são também modelos utilizados nos 
estudos da ansiedade. 
Objetivo 
Apresentar um dos modelos mais representativos nas investigações comportamentais sobre ansiedade em animais. 
Material & Métodos 
• Ratos Wistar, 250 g, ciclo claro-escuro de 12 h, 25° C, ração e água à vontade. 
• Labirinto em cruz elevado. 
• Drogas: clonazepam (2 mg/kg equivalente a 1 gota a cada 50 g do animal) e (4 mg/kg equivalente a 2 gotas a 
cada 50 g do animal) via oral (gavagem) 30 minutos antes do experimento e grupo controle sem drogas. 
 
Procedimento 
1) Exploratório 
Os animais serão distribuídos em três grupos de acordo com o tratamento farmacológico: (A) animais sem drogas, (B) 
ratos tratados com a droga ansiolítica 2 mg/kg (C) ratos tratados com droga ansiolítica 4 mg/kg. Os animais serão 
colocados na área central do labirinto com o focinho voltado para um dos braços fechados. Cada animal explorará o 
labirinto livremente por 5 minutos. Durante esse período, serão observados: 
RATO 1 – CONTROLE – SEM DROGA 
Ação Nº de vezes Tempo Tempo 
Frequência de entradas nos braços 
fechados (A) 
 Tempo gasto nos braços fechados 
(B) 
 
Frequência de entradas nos braços 
abertos (C) 
 Tempo gasto nos braços abertos (D) 
Frequência do comportamento de 
mergulhar a cabeça (E) 
 Tempo gasto no comportamento de 
mergulhar a cabeça (F) 
 
Frequência do comportamento de 
levantar-se nas patas traseiras (G) 
 Tempo gasto no comportamento de 
levantar-se nas patas traseiras (H) 
 
19 
 
Frequência do comportamento de 
limpar-se (I) 
 Tempo gasto no comportamento de 
limpar-se (J) 
 
Frequência do comportamento de 
esticar-se(K) 
 Tempo gasto no comportamento de 
esticar-se (L) 
 
 
RATO 2 – CLONAZEPAM 2 mg/kg 
Ação Nº de vezes Tempo Tempo 
Frequência de entradas nos braços 
fechados (A) 
 Tempo gasto nos braços fechados 
(B) 
 
Frequência de entradas nos braços 
abertos (C) 
 Tempo gasto nos braços abertos (D) 
Frequência do comportamento de 
mergulhar a cabeça (E) 
 Tempo gasto no comportamento de 
mergulhar a cabeça (F) 
 
Frequência do comportamento de 
levantar-se nas patas traseiras (G) 
 Tempo gasto no comportamento de 
levantar-se nas patas traseiras (H) 
 
Frequência do comportamento de 
limpar-se (I) 
 Tempo gasto no comportamento de 
limpar-se (J) 
 
Frequência do comportamento de 
esticar-se(K) 
 Tempo gasto no comportamento de 
esticar-se (L) 
 
 
RATO 3 – CLONAZEPAM 4 mg/kg 
Ação Nº de vezes Tempo Tempo 
Frequência de entradas nos braços 
fechados (A) 
 Tempo gasto nos braços fechados 
(B) 
 
Frequência de entradas nos braços 
abertos (C) 
 Tempo gasto nos braços abertos (D) 
Frequência do comportamento de 
mergulhar a cabeça (E) 
 Tempo gasto no comportamento de 
mergulhar a cabeça (F) 
 
Frequência do comportamento de 
levantar-se nas patas traseiras (G) 
 Tempo gasto no comportamento de 
levantar-se nas patas traseiras (H) 
 
Frequência do comportamento de 
limpar-se (I) 
 Tempo gasto no comportamento de 
limpar-se (J) 
 
Frequência do comportamento de 
esticar-se(K) 
 Tempo gasto no comportamento de 
esticar-se (L) 
 
20 
 
2) Verificação de latência de fuga – atividade panicolítica: 
� Colocaro animal na extremidade do braço aberto e cronometrar o tempo de saída das 4 patas deste braço. 
� Descansar o animal por 30 segundos. 
� Repetir o procedimento 3 vezes com o intervalo de descanso cronometrado entre as tentativas. 
 
RATO 1 – CONTROLE – SEM DROGA 
Tentativa 1 2 3 4 5 6 
Tempo 
 
 
 
RATO 2 – CLONAZEPAM 2mg/kg 
Tentativa 1 2 3 4 5 6 
Tempo 
 
 
 
RATO 3 – CLONAZEPAM 4 mg/kg 
Tentativa 1 2 3 4 5 6 
Tempo 
 
 
 
Referências 
CAROBREZ, A.P.; BERTOGLIO, L.J.. Ethological and tenporal analyses of anxiety-like behavior: the elevated plus-maze 
modelo 20 years on. Neurosci Biobehav Rev 29(8) 1193-1205, 2005. 
FILE, S.E. Behavioural detection of anxiolytic action. In: ELLIOT, J.M. Experimental approachers to anxiety and 
depression. D.J. Heal e C.A. Marsden, John Wiley e Sons Ltd, 1992. 
LESTER, D. The effect of fear and anxiety on exploration and curiosity. Journal of General Psychology, 79; 105-120, 
1968. 
LOPES, M. A. Efeitos do clonazepam sobre as respostas defensivas medidas no labirinto em T elevado. Dissertação. 
Ribeirão Preto/USP, 2010. 
MONTGOMERY, K.C. The relation between fear induced by novel stimulation and exploratory behavior. Journal of 
Comparative Physiological Psychology, 48; 254-260; 1955. 
PELLOW, S.; CHOPIN, P.; FILE, S.E.; BRILEY, M.. Validation of open closed arm entries in an elevated plus-maze as a 
measure of anxiety in the rat. Journal of Neuroscience Methods, 14; 149-167. 
PELLOW, S.; FILE, S.E.. Anxiolytic and anxiogenic drug effects on exploratory activity in an elevated plus-maze: a novel 
test of anxiety in the rat. Pharmacology Biochemistry and Behavior 24; 525-529, 1986. 
SCHMITT, U.; HIEMKE, C.. Strain differences in open field and elevated plus-maze behavior of rats without and with 
preteste handling. Pharmacology, Biochemistry and Behavior 54; 355-361; 1998. 
 
21 
 
Análise da aula: 
1- Compare os resultados observados e anotados em cada experimento e tome os resultados encontrados nos 
ratos sem fármaco como padrão e compare, justificando, a presença de fármaco. Diferencie os níveis de 
concentração. 
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25/10/17 
PRÁTICA 8: DIURÉTICOS 
Introdução 
“Os diuréticos são fármacos que têm a propriedade de causar um aumento do volume urinário e cujo 
mecanismo básico é a inibição da reabsorção tubular de sódio e água. Deve ser observado que existe um grupo 
muito restrito de drogas que provocam aumento do volume urinário atuando primariamente na hemodinâmica 
renal, afetando, dessa forma, a função glomerular. No entanto, as drogas mais comumente usadas com 
finalidade diurética são as que agem predominantemente nos túbulos renais.” 
A furosemida é um diurético de alça por atuar predominantemente no segmento espesso da alça de Henle e 
está entre os mais potentes no uso clínico. Possui biodisponibilidade de 40 – 60%, tempo de meia vida de 1,7 h 
e duração total de ação de 4 h. 
Objetivo 
Observar os principais efeitos após administração do diurético de alça furosemida em ratos. 
Material & Métodos 
• Ratos Wistar provenientes do biotérios da FADBA 
o 250 g, ciclo claro-escuro de 12 h, 25° C, ração e água à vontade 
• Gaiola para diurese 
• Drogas: solução salina isotônica (0,9%- ip) e furosemida (1 mg/Kg - sc) 
 
Procedimento 
Os animais serão distribuídos em dois grupos de acordo com o tratamento farmacológico: (A) animais tratados 
com solução salina isotônica – via ip, grupo controle; (B) ratos tratados com diurético furosemida (1 mL – sc). 
Durante esse período, serão observados: 
• Início da ação 
• Tempo de ação 
• Volume de diurese 
Dados a observar Resultados Observações 
Início da ação (min) 
Momento do pico da ação (min) 
Tempo de ação total (min) 
Volume de diurese (mL) 
Referências 
SILVA, P. Farmacologia. 7ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1998. 1314p. 
RANG, H. P.; DALE,M. M.; RITTE, J. M. Farmacologia. 5ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1997, 
692p. 
 
KATZUNG, BERTRAM G. Farmacologia básica e clínica. 9ed. Rio de Janeiro : Guanabara Koogan, 2005.