Seminário Peixes, Anfíbios e Répteis Métodos de Campo para Estudo e Preservação do Material em Museus de Zoologia

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Seminário: Peixes, Anfíbios e Répteis: Métodos de Campo para Estudo e Preservação do Material em Museus de Zoologia. 
“Coleção taxonômica é a reunião ordenada de espécimes mortos ou partes corporais desses espécimes, devidamente preservados para estudos” (U. R. MARTINS, in PAPAVERO, 1994:20).
Coleções Científicas depositam, preservam e ordenam exemplares biológicos de fauna e flora, sendo uma importante infraestrutura que dá suporte ao desenvolvimento científico e trabalhando como uma ferramenta essencial para preservar material testemunho.
Quanto mais representativa for à coleção de determinado grupo, maiores possibilidades terá o taxonomista para efetuar sua análise. A grande representatividade refere-se ao maior número possível de espécies e a maior quantidade possível de populações geograficamente diversas. Este agrupamento numeroso de indivíduos de uma espécie numa coleção denomina-se série. Durante as atividades de campo são coletados objetos relacionados com o animal ou planta em questão como, por exemplo, ninhos, pegadas, galerias, galhas, folhas danificadas, ramos, etc.
Existem diversos tipos de coleção como a coleção didática, coleção de pesquisa, coleção particular, coleção regional, coleções de tipo entre outras. 
COLETA
A coleta é uma atividade profissional e deve ser realizada de acordo com as normas legais e princípios éticos de respeito aos seres vivos. Antes de iniciar as coletas, é necessário obter uma licença de coleta, transporte e/ ou eutanásia de espécimes ao IBAMA, que possui atualmente, uma divisão para répteis e anfíbios (RAN). A captura, coleta, transporte e morte de animais silvestres sem autorização dos órgãos competentes, é crime (Lei 7653/88).
Os dados coletados em campo acompanharão o espécime para sempre. É muito importante que as informações sejam coletadas com a maior atenção e legitimidade e precisão porque servirão de referência para humanidade. Quanto mais informações registradas, com menos interferência ao meio ambiente, melhor terá sido a coleta.
Todos os espécimes devem receber uma etiqueta e posteriormente, os dados do caderno de campo deverão ser transferidos para um livro tombo de uma coleção científica. Os dados fundamentais da etiqueta são: local onde o animal foi coletado, data da coleta e nome do coletor. Outros dados (sexo, local específico, peso e outras observações) estarão no caderno de campo e podem ser incluídos nas etiquetas. Para facilitar a organização, utiliza-se a numeração dos espécimes.
Previamente ao trabalho de campo, os objetivos devem estar bem claros e a metodologia a ser utilizada bem definida, pois para cada pergunta, há uma metodologia para buscar a resposta. Deve-se coletar apenas e exclusivamente o suficiente para os objetivos propostos. Répteis e anfíbios podem ser coletados juntos e a coleta pode ser ativa ou passiva.
TÉCNICAS DE PRESERVAÇÃO
VIA SECA 
Adota-se este tipo de preservação para material de difícil decomposição, especialmente peles, ossos, conchas e exoesqueletos.
O preparo de peles para exposição ou estudo denomina-se taxidermia. Tradicionalmente taxidermizam-se para coleções mamíferos e aves. Capturados em armadilhas ou abatidos a tiro, os animais serão completamente limpos (remoção de sangue, dejeções e secreções).
VIA ÚMIDA 
 Neste caso, o material é preservado em meio líquido. O líquido preservador mais habitual é o álcool a 70%. Preservam-se neste meio vertebrados menores (morcegos, répteis, anfíbios e peixes) e a grande maioria dos invertebrados.
Exceto animais muito pequenos, cuja imersão em álcool 70% garantirá a preservação, os demais vertebrados devem receber injeções de fixadores antes da imersão em álcool. O fixador empregado frequentemente é o formol a 10%.
Em grande parte dos casos os animais invertebrados, tão logo capturados e ainda vivos, são colocados diretamente no álcool a 70%. A ingestão do líquido, ainda que em pequena quantidade, melhora as condições de preservação.
A preservação em álcool, de maneira geral, aplica-se aos animais sujeitos a fácil decomposição. É ainda usada nos casos em que a preservação a seco é indesejável: por causar contração corporal; por tornar o corpo ou os apêndices (antenas, perna, cercos, filamentos caudais etc.) quebradiços.
TÉCNICAS DE COLETA E PRESERVAÇÃO PARA PEIXES, ANFÍBIOS E RÉPTEIS.
PEIXES
Não somente em estudos puramente taxonômicos, mas também em estudos nos quais se pretende obter dados acerca da biologia e ecologia dos peixes, há a necessidade da captura de exemplares, isolados ou como amostragens populacionais.
A captura é inspirada em métodos tradicionais na captura de peixes, que concistem em: 
TÉCNICAS DE CAPTURA PASSIVA: 
Consiste na captura de peixes através de apetrechos que não são movidos pelo homem ou por máquinas, compreendendo dois tipos principais: redes de espera e armadilha.
Rede de espera
Armadilhas – Corvo
TÉCNICAS DE CAPTURA ATIVA
Consiste na captura de peixes com uso de instrumentos que perturbam o ambiente, tanto pela movimentação dos coletores quanto pelas alterações provocadas na estrutura dos microhábitats.
Rede de arrasto
Tarrafas ou rede de arremesso
REDES DE MÃO
Peneiras 
Puçás
OUTROS MÉTODOS
Espinhelas
Arpões
Venenos
Anzol
Corrente elétrica
Mergulho
Métodos de Conservação-Peixes 
A fixação é um processo de coagulação dos conteúdos celulares dos exemplares, geralmente através do estabelecimento de pontes químicas, previamente inexistentes, entre cadeias proteicas adjacentes, tornando-os insolúveis, e como consequência, impedindo a autólise e decomposição dos tecidos e, consequentemente preservando os exemplares. 
Via Úmida- Formol; Álcool 70%
Via Seca- Texidermia 
Anfíbios
Os anfíbios são coletados de dia ou de noite, quando estão vocalizando. Por dependerem de umidade, estão mais ativos nas estações chuvosas e/ou próximos a lugares úmidos.
Para a captura desses animais os seguintes métodos são comunmente usados:
Armadilhas De Interceptação e Queda “Pitfall Traps”
Busca Ativa
Procura Visual Limitada por Tempo
Eutánasia em Anfíbios 
Para os anfíbios é sugerido o sacrificio por meio do uso de barbitúricos, anestésicos inaláveis (em algumas espécies), dióxido de carbono (CO2), monóxido de carbono (CO), metano sulfonato de tricaína (TMS, MS222), hidrocloreto de benzocaína ou dupla secção da medula espinhal. O uso de pistola de ar comprimido, pistola, atordoamento e decapitação, decapitação e secção da medula espinhal são aceitos com restrições.
Fixação de Anfíbios
Após a morte, os animais são fixados por meio da injeção de formol 10% na cavidade abdominal. Devem ser arrumados numa bandeja (com auxílio de pinças) de forma que imitem a postura natural do espécime no ambiente. Devem ser cobertos com um papel fino (que pode ser papel-higiênico) encharcado de formol 10%. A bandeja deve ser envolta em um saco plástico e protegida da luz, para evitar que o material resseque. Os animais são retirados depois de 24h e são amarradas as etiquetas com a numeração da coleção científica. Os espécimes são então lavados em água corrente e imersos em álcool 80% (já na coleção científica).
Répteis
Para a coleta de répteis todos os métodos citados para a captura de anfibios podem ser empregados (Pitfall Traps, Busca Ativa, Procura Visual Limitada por Tempo, Registro Auditivo em Transectos). 
Também pode ser empregado o uso de armadilhas do tipo “Tomahawk” e “Sherman” que geralmente são utilizadas para capturar pequenos mamíferos, mas também podem capturar répteis como alguns lagartos, como o teiú e o calango. Iscas podem ser usadas para atrair esses animais. Assim, essas armadilhas devem ser revisadas e iscadas preferencialmente duas vezes ao dia.
Eutánasia em Répteis 
Para os répteis, é sugerido o uso de barbitúricos, anestésicos inaláveis (em algumas espécies), CO2 (em algumas espécies). O uso de pistola de ar comprimido, pistola, decapitação e secção da medula espinhal, atordoamento e decapitação são aceitos com restrições.
Fixação de Répteis 
A fixação dos répteisé feita por injeção de formol 10% em várias partes da cavidade abdominal e musculatura do corpo e membros. As injeções devem seguir o sentido cauda-cranial e o ar deve ser retirado dos pulmões antes da fixação. Deve-se posicionar o animal em uma bandeja no formato que se quer fixá-lo e cobri-lo com gaze encharcada de formol 10%.
A posição da fixação deve permitir um bom acondicionamento do animal e a consulta às características do corpo. As serpentes podem ser fixadas em espiral, com a cabeça no interior da espiral. A bandeja deve ser envolta em um saco plástico e protegida da luz. O tempo pode variar de 24 a 48h em animais grandes. Depois disso, o animal deve ficar imerso em formol 10% por alguns dias, dependendo do tamanho do animal. Deve ser lavado em água corrente, e imerso em álcool 80%, na coleção científica. Répteis grandes podem ser fixados a seco, conservando a pele ou esqueleto. Estes animais devem ser limpos imediatamente após a morte.
REFEÊNCIAS 
DINIZ C. P; LATINI O. R. Métodos de amostragem da Herpetofauna: algumas dicas e orientações para estudantes e profissionais com pouca ou nenhuma experiência de campo.
Portal Educação. Anfíbios e répteis: diversidade, ecologia e conservação / Portal Educação. - Campo Grande: Portal Educação, 2012.
Uieda, V. S & castro, R.M.C. 1999. Coleta e fixação de peixes de riachos.