MUTAGENICIDADE DO CORANTE ALIMENTÍCIO

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MARIELLY REIS RESENDE 
 
 
 
 
MUTAGENICIDADE DO CORANTE ALIMENTÍCIO 
TARTRAZINA NO ENSAIO Salmonella/MICROSSOMA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Limeira 
2015 
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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS 
FACULDADE DE TECNOLOGIA 
 
MARIELLY REIS RESENDE 
MUTAGENICIDADE DO CORANTE ALIMENTÍCIO TARTRAZINA 
NO ENSAIO Salmonella/MICROSSOMA 
 
Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado da 
Faculdade de Tecnologia da Universidade Estadual de 
Campinas, como requisito para a obtenção do título de 
Mestra em Tecnologia. 
Área de concentração: Tecnologia e Inovação. 
 
ORIENTADORA: Profa. Dra. Nelma De Mello Silva Oliveira 
COORIENTADORAS: Profa. Dra. Gisela De Aragão Umbuzeiro 
 Profa. Dra. Simone Valente Campos 
 
Limeira 
2015 
Este exemplar corresponde à versão final Dissertação 
defendida pela aluna Marielly Reis Resende, e 
orientada pela Profa. Dra. Nelma De Mello Silva 
Oliveira. 
 
 
 
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Resumo 
 
Embora tenha grande utilidade e diversas aplicações nos setores industriais, há anos 
a discussão sobre o potencial genotóxico do corante tartrazina vem sendo abordada, uma vez 
que há vários resultados controversos descritos na literatura. É provável que a presença de 
impurezas nas amostras possa ser uma das causas do possível potencial mutagênico. Dessa 
forma, esse estudo visa avaliar a atividade mutagênica do corante tartrazina com diferentes 
graus de pureza e possíveis interferentes presentes nas amostras, utilizando o ensaio 
Salmonella/microssoma a partir das linhagens recomendadas pela OECD 471. Os resultados 
obtidos demonstraram que o corante tartrazina ≥99 % e o corante tartrazina comercial 90%, 
não apresentaram atividade mutagênica para as linhagens TA97a, TA98, TA100, TA1535 e 
TA102 demonstrando ausência de impurezas mutagênicas ou que as mesmas estejam em 
baixas concentrações nas amostras avaliadas. 
 
Palavras-chave: Aditivos; Corantes alimentícios; Testes de mutagenicidade; Impurezas; 
Corante tartrazina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Abstract 
 
 
Although very useful and diverse applications in industry, for years the discussion on the 
genotoxic potential of the dye tartrazine has been addressed, since there are several 
controversial results in the literature. It is likely that the presence of impurities in the samples 
may be a cause of the possible mutagenic potential. Thus, this study aims to evaluate the 
mutagenic activity of the dye tartrazine with different degrees of purity and possible 
interferences present in the samples, using the Salmonella / microsome test from the lines 
recommended by the OECD 471. The results showed that the dye tartrazina ≥99% and the 
dye tartrazine commercial 90% showed no mutagenic activity for the strains TA97, TA98, 
TA100, TA1535 and TA102 showing absence of mutagenic impurities or that they are in low 
concentrations in the analyzed samples. 
 
Keywords: Additives; Food dye; Mutagenicity testing; Impurities; Tartrazine dye. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................... 1 
2 OBJETIVO ....................................................................................................................... 5 
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ....................................................................................... 7 
3.1 Aditivos Alimentares: Corantes .................................................................................. 7 
3.2 Identificação, processo de síntese e impurezas do corante tartrazina.......................... 9 
3.3 Mutagenicidade provocadas por impurezas provenientes da síntese dos corantes .. .15 
3.4 Toxicocinética ......................................................................................................... 17 
3.5 Regulamentações ...................................................................................................... 20 
3.6 Estudos de Genotoxicidade ....................................................................................... 23 
3.6.1 Lesões no material genético ............................................................................ 23 
3.6.2 Ensaios de Salmonella/microssoma ................................................................ 25 
3.6.2.1 Características genéticas das linhagens utilizadas no ensaio de 
Salmonella/microssoma ........................................................................................... 26 
3.6.3 Estudos in vitro de genotoxicidade do corante tartrazina ............................... 28 
3.6.4 Estudos in vivo de genotoxicidade do corante tartrazina ............................... 33 
3.7 Estudos de carcinogenicidade ............................................................................ 35 
3.7.1 Toxicidades reprodutiva e de desenvolvimento ............................................. 36 
4 MATERIAIS E MÉTODOS .......................................................................................... 39 
xii 
 
4.1 Equipamentos ............................................................................................................ 39 
 4.2. Vidraria e outros materiais ....................................................................................... 39 
4.3 Reagentes .................................................................................................................. 40 
4.4 Preparos de Meios de Cultura e Soluções ................................................................ 41 
4.5 Amostras de corantes ................................................................................................. 54 
4.6 Manutenção das linhagens de Salmonella typhimurium ........................................... 55 
4.7 Confirmações das características genéticas das linhagens de Salmonella typhimurium 
utilizadas no ensaio .............................................................................................................. 56 
 4.7.1 Plasmídio pKM101 ........................................................................................ 56 
4.7.2 Plasmídio pAQ1 .............................................................................................. 56 
4.7.3 Mutação rfa ..................................................................................................... 57 
4.7.4 Deleção do uvrB ............................................................................................. 58 
4.7.5 Auxotrofia para histidina ............................................................................... 59 
4.7.6 Taxa de reversão espontânea .......................................................................... 60 
4.8 Protocolo do ensaio de Salmonella/microssoma por incorporação em placas ........... 61 
4.9 Controles positivos e negativos ................................................................................... 63 
4.10 Critérios de avaliação ................................................................................................ 64 
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................................67 
5.1 Confirmações das caractetrísticas genéticas ...................................................... 67 
5.2 Taxa de reversão espontânea ............................................................................. 70 
xiii 
 
5.3 Ensaio de Salmonella/microssoma .................................................................... 71 
6 CONCLUSÃO ................................................................................................................. 79 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................ 81 
APÊNDICE ..................................................................................................................... 107 
 
 
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Dedico este trabalho a toda minha família, 
 pelo amor, dedicação, carinho, paciência, 
 e apoio doados a mim. 
 
 
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xvii 
 
 
 Agradecimentos 
 
À minha orientadora Dra. Nelma De Mello Silva Oliveira pela confiança, paciência, 
incentivo e amizade. 
Às minhas coorientadoras, Dra. Gisela de Aragão Umbuzeiro e Simone Valente 
Campos pelos valiosos ensinamentos, confiança, incentivo, amizade e pelo exemplo de 
profissionalismo. 
A toda minha família, por ser meu referencial de vida, pelo amor e confiança 
incondicional, por sempre acreditar e me apoiar. Amo muito vocês! 
Ao meu noivo Luiz Silva de Sousa, por ter sempre me incentivado e encorajado a 
lutar pelos meus sonhos, pela confiança e pela paciência nos momentos de ausência. Te amo, 
meu amor! 
A toda família Amadio, pela amizade, por me acolherem como parte da família e 
pelas inesquecíveis confraternizações e deliciosos churrascos. 
A toda família Delariva, pela amizade, por sábios conselhos e pelas deliciosas tardes 
de domingo. Jamais me esquecerei de vocês. 
Às amigas Ádria Caloto de Oliveira, Anjaina Fernandes de Alburqueque e Josiane 
Vendemiatti pela simpatia, amizade, apoio dado e ajuda na elaboração do trabalho. 
Ao meu amigo Daniel Alexandre Morales, pela ajuda nos ensaios e troca de 
informações. 
 A toda equipe do LEAL e do LACAN pela amizade, troca de conhecimentos e pelos 
momentos de distração. 
Aos professores Dr. Fábio Kummrow e Dra. Elisangela Franciscon Guimaro Dias, 
membros da comissão da banca de defesa, pelas críticas e sugestões que contribuíram para a 
melhoria deste trabalho. 
xviii 
 
À Karen Mercuri e Fátima Alves da secretaria de pós-graduação pelas dúvidas 
solucionadas. 
À Coordenação e Aperfeiçoamento Pessoal de Nível Superior, CAPES, pelo apoio, 
representado pela bolsa de estudos concedida. 
À Rede Mineira de Ensaios Toxicológicos e Farmacológicos da FAPEMIG, pelo 
apoio, concedido em forma de material de consumo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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“Um pouco de ciência nos afasta de Deus. Muito, nos aproxima.” 
(Louis Pasteur) 
xx 
 
 
 
 
 
 
 
 
xxi 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1- Processo de síntese do corante tartrazina ............................................................ 10 
Figura 2 - Esquema de confirmação da presença de plasmídio das linhagens de Salmonella 
typhimurium ........................................................................................................................ 57 
Figura 3 - Esquema de confirmação da mutação rfa das linhagens de Salmonella typhimurium 
 .............................................................................................................................. ...............58 
Figura 4 - Esquema de confirmação da deleção do gene uvrB das linhagens de Salmonella 
typhimurium ......................................................................................................................... 59 
Figura 5 - Esquema de confirmação da auxotrofia para histidina das linhagens de Salmonella 
typhimurium ......................................................................................................................... 60 
Figura 6 - Esquema do ensaio de Salmonella/microssoma pelo método de incorporação em 
placas .................................................................................................................................. 62 
Figura 7 - Confirmação da auxotrofia para histidina (A) placas suplementadas com biotina 
para a linhagem TA98; (B) placas suplementadas com biotina e histidina para a linhagem 
TA98 .................................................................................................................................... 68 
Figura 8 - Confirmação da mutação rfa para a linhagem TA98 ......................................... 68 
Figura 9 - Confirmação da deleção uvrB (A) para a linhagem TA98; (B) para a linhagem 
TA102 .................................................................................................................................. 69 
Figura 10 - Confirmação da presença de plasmídio para a linhagem TA98 ....................... 70 
 Figura 11 - Resultados do ensaio de Salmonella/microssoma do corante tartrazina comercial 
Duas Rodas (90%) com as linhagens TA97a, TA98, TA100, TA102 e TA1535, com e sem 
ativação metabólica ............................................................................................................. 72 
xxii 
 
Figura 12 - Resultados do ensaio de Salmonella/microssoma do corante tartrazina Sigma (≥ 
99%) com as linhagens TA97a, TA98, TA100, TA102 e TA1535, com e sem ativação 
metabólica. ........................................................................................................................... 73 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xxiii 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 
Tabela 1 - Identificação e características físicas - químicas do corante tartrazina. ............... 9 
Tabela 2 - As especificações de limites máximos de impurezas para síntese do corante 
tartrazina .............................................................................................................................. 14 
Tabela 3 - Limite máximo de utilização do corante tartrazina em diferentes categorias de 
alimentos de acordo com as legislações específica brasileira ............................................ 22 
Tabela 4 - Características genética das linhagens de Salmonella typhimurium utilizadas no 
ensaio de Samonella/microssoma ........................................................................................ 28 
Tabela 5 - Ensaios in vitro de genotoxicidade do corante tartrazina ................................. 30 
Tabela 6 - Média histórica da taxa de reversão espontânea das linhagens utilizadas no ensaio 
Salmonella/microssoma no LACAN ................................................................................... 61 
Tabela 7 - Controles positivos utilizados no ensaio Salmonella/microssoma ..................... 64 
Tabela 8 - Taxa de reversão espontânea das linhagens utilizadas no ensaio 
Salmonella/microssoma ....................................................................................................... 71 
 
 
 
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LISTA DE ABREVIATURAS 
 
 
ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária 
 
CPPA Comitê Permanente em Aditivos Alimentares 
DNA Ácido desoxirribonucleico 
FAO Organização das Nações Unidas para a Alimentação e Agricultura 
FAPESP Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo 
FMN Flavina mononucleotídeo 
HCl Ácido clorídrico 
HPLC Cromatografia Líquida de Alta Eficiência 
IARC Agência Internacional para Pesquisa Sobre o Câncer 
LACAN Laboratório Central Analítica 
LEAL Laboratório de Ecotoxicologia e Microbiologia Ambiental Prof. Dr. Abílio 
Lopes 
LPS Lipopolissacarídica 
OECD Diretrizes para Ensaios de Produtos Químicos 
OMS Organização Mundial de Saúde 
 
xxvi 
 
 
 
 
1 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Aditivos químicos são usados com a finalidade de melhorar a aparência, aroma, 
sabor, cor, textura e conservação dos alimentos processados. Por encontrá-los em uma 
infinidade de produtos alimentícios, sua ingestão acontece por longos períodos, portanto, 
representam potenciais riscos para a saúde (BERZAS et al., 1999, SASAKI et al., 2002). 
Dentre estes, estão os corantes que são largamente utilizados para compensar a perda de cores 
naturais, que são destruídas durante o processamento e armazenamento de alimentos, além 
de proporcionar o aparecimento de novas cores desejadas. Os mesmos podem ser 
classificados como corantes naturais e sintéticos (HATHCOCK e RADER, 2003). 
Quando comparado com corantes naturais, os sintéticos apresentam várias vantagens, 
tais como a alta estabilidade à luz, oxigênio, pH, uniformidade de cor, baixa contaminação 
microbiológica, baixo custo de produção, dentre outras (HATHCOCK e RADER, 2003). Os 
corantes podem ser classificados de acordo com seu grupamento cromóforo, sendo os mais 
relevantes os compostos azóicos, antraquinonas, nitro e quinolinas (GREGORY,1990). Os 
mais utilizados são os corantes do tipo azo, que apresentam grupamentos azo (N=N) ligados 
a anéis aromáticos (MANSOUR et al., 2007). 
Embora tenham grande utilidade e diversas aplicações, algumas dessas substâncias 
representam um potencial risco para a saúde humana especialmente se forem excessivamente 
consumidas (POLÔNIO, 2002). 
Como o uso de corantes alimentícios varia entre os diversos países é necessária uma 
regulamentação própria de cada país de acordo com suas necessidades. Sendo observado em 
todo o mundo um consenso no uso seguro desses produtos (DALL’AGNOL, 2013). Por esta 
razão, dados de segurança, como a ingestão diária aceitável (IDA), com base em estudos 
toxicológicos experimentais em animais e clínicos em humanos, têm sido repetidamente 
determinados e avaliados pela Organização das Nações Unidas para a Alimentação e 
Agricultura (FAO) e a Organização Mundial de Saúde (OMS) (DOWNHAM e COLLINS, 
2000). 
2 
 
 Nesse sentido a toxicologia propõe o estudo desses azocorantes, pela importância da 
exposição oral crônica e em baixas concentrações que foram relacionados ao câncer de 
bexiga e da porção intestinal do cólon em humanos, a sarcomas esplênicos, hepatocarcinomas 
e anomalias nucleares em animais de experimentação e aberrações cromossômicas em células 
de mamíferos (PERCY, MOORE e CHIPMAN, 1989; SASAKI, et al., 2002; MANSOUR et 
al., 2007). 
Estudos indicam que a população infantil constitui o grupo mais vulnerável a ingestão 
dessas substâncias, visto que a quantidade ingerida é maior na criança, em relação ao peso 
corporal, do que no adulto. Podendo ocorrer alguns efeitos devido à ação direta dos corantes 
nas células ou pela formação de metabólitos decorrentes da redução da ligação azo 
(POLÔNIO, 2002; SHILS et al., 2003). 
Dessa forma, os bioensaios constituem uma ferramenta importante na avaliação de 
toxicidade dos corantes. Permitindo assim, fornecer informações sobre o perigo o qual a 
população está exposta, uma vez que o ensaio avalia a toxicidade de diversas substâncias 
biologicamente ativas (BERZAS et al., 1999). 
O ensaio de mutagenicidade com Salmonella typhimurium, também conhecido como 
ensaio de Salmonella/microssoma ou ensaio de Ames, é metodologia de triagem mais 
utilizada atualmente para identificar substâncias genotóxicas. Utiliza linhagens que possuem 
uma mutação específica no gene responsável pela síntese do aminoácido histidina bem como 
diferentes alterações nos sistemas de reparo e capacidades metabólicas, permitindo a 
detecção de diversos compostos químicos que podem interagir com o ácido 
desoxirribonucleico (DNA). A fim de mimetizar a metabolização que ocorreria em 
mamíferos, o ensaio emprega um sistema exógeno, fornecido pelas enzimas do citocromo 
P450 do fígado de rato, tornando-o capaz de identificar mutagénos que precisam de ativação 
metabólica para se tornar ativos (MORTELMANS e ZEIGER, 2000; UMBUZEIRO e 
VARGAS, 2003). 
As Diretrizes para Ensaios de Produtos Químicos (OECD 471), determinam que pelo 
menos cinco linhagens de Salmonella typhimurium devem ser utilizadas no ensaio. A 
combinação recomendada é: TA1535, e TA1537 ou TA97a ou TA97, TA98, e TA100, e E. 
3 
 
coli WP2 uvrA, ou E. coli WP2 uvrA (pKM101) ou TA102, a fim de detectar um número 
maior de mutagénos, uma vez que cada linhagem tem uma característica específica de 
detecção. 
Por ser um corante azóico, a tartrazina tem despertado uma maior atenção dos 
toxicologistas, alergistas e oncologistas diante da possibilidade de causar reações adversas 
que variam desde urticária, asma ou até mesmo câncer de cólon intestinal (COMBES e 
HAVELAND-SMITH, 1982; BERZAS et al., 1999; YONGLIN et al., 2011; SASAKI et al., 
2002). 
Com base nos dados descritos na literatura sobre o corante tartrazina, observa-se que 
existe um grande número de ensaios de mutagenicidade com resultados negativos (LÜCK e 
RICKERL, 1960, apud EFSA, 2009; BROWN et al., 1978; MUZZAL e COOK, 1979; 
CHUNG; FULK e ANDREWS, 1981; BROWN e DIETRICH, 1983; KARPLIUK et al., 
1984, apud EFSA, 2009; ISHIDATE et al., 1984; IZBIRAK et al., 1990, apud EFSA, 2009; 
POLLASTRINI et al., 1990, apud EFSA, 2009) e alguns positivos (PATTERSON e 
BUTLER, 1982; ISHIDATE et al., 1984; HENSCHLER e WILD, 1985, apud EFSA, 2009; 
MUNZNER e WEVER, 1987; PRIVAL et al., 1988; DAS e MUKHEREJEE, 2004; 
MPOUNTOUKAS et al., 2010), gerando assim algumas controvérsias sobre o seu potencial 
genotóxico, o que vem sendo discutido há anos. 
Os corantes não são considerados substâncias químicas puras, podendo conter em sua 
formulação mais de 10% de impurezas (EFSA, 2009). Impureza é definida como qualquer 
material e/ou substância que afete a pureza de um material de interesse, como por exemplo, 
o corante. Estas impurezas podem ser de origens orgânicas ou inorgânicas. As impurezas de 
origem inorgânicas podem ser metais pesados e outros materiais empregados durante a 
síntese do corante. Já as impurezas orgânicas podem ser provenientes de produto 
intermediário ou de degradação (RAO e KIRAM, 2010). 
Dessa forma, a identificação, caracterização e os efeitos adversos provenientes a 
partir destas impurezas presentes nos lotes dos mesmos, é de importância crucial para garantir 
a segurança dos alimentos e medicamentos que contêm em sua formulação esses aditivos, 
4 
 
uma vez que muitas dessas impurezas são consideradas mutagênicas e/ou carcinogênicas 
(ZIMMER et al., 1980; FDA, 1985). 
A EFSA (Autoridade Européia de Segurança Alimentar) propondo esclarecer sobre 
essa e outras características, elaborou um parecer científico em 2009, com o intuito de 
reavaliar a segurança alimentar do corante tartrazina. Após a análise de banco de dados, o 
parecer concluiu que os dados não indicam a necessidadede rever a IDA de 7,5 mg/kg de 
peso corporal/dia, uma vez que muitos dos estudos analisados não são esclarecedores e foram 
considerados com dados insuficientes. Além disso, o parecer observa que os níveis de 
consumos relatados, estão abaixo da IDA estabelecida. 
Portanto torna-se necessário a realização de mais estudos sobre o corante tartrazina 
para elucidar seu potencial genotóxico por meios de bioensaios como o ensaio de 
Salmonella/microssoma, visto que esse pode ser influenciado pelo teor de impurezas presente 
no produto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
2. OBJETIVO 
 
2.1 Objetivo Geral 
 
Comparar a possível atividade mutagênica do corante alimentício tartrazina grau 
analítico como seu respectivo corante comercial, utilizando o ensaio de 
Salmonella/microssoma incluindo as linhagens recomendadas pela OECD 471. 
 
2.2 Objetivo Específico 
 
Verificar o comportamento dos dois corantes mediante a aplicação do teste 
Salmonella/microssoma para avaliar a mutagenicidade dos corantes em relação ao grau de 
pureza de cada um, a fim de verificar a interferência de possíveis contaminantes presentes 
nas amostras. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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7 
 
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 
 
3.1 Aditivos Alimentares: Corantes 
 
Os aditivos alimentares são divididos em várias classes de substâncias que podem ser 
adicionadas aos alimentos com diversas finalidades. Dentre tais classes encontram-se os 
corantes que são substâncias sem valor nutricional, cujo único objetivo é promover a cor e 
tornar os alimentos mais atraentes aumentando sua aceitação no mercado consumidor 
(POLÔNIO e PERES, 2009). A indústria alimentícia pode ter sofrido um avanço tecnológico 
controverso com a utilização destes, enquanto que, para saúde, tais corantes, principalmente 
os artificiais não são indicados (SILVA e REED, 2010; CHEESEMAN, 2012). Apesar da 
ingestão de corantes não ser indicada por especialistas, a estimativa de produção mundial de 
corantes alimentares e pigmentos é aproximadamente 750-800 mil toneladas por ano, dos 
quais 26 mil, em média, são consumidos apenas no Brasil (MARMITT; PIROTTAS; STULP, 
2010; GOMES et al., 2013). 
O controle do uso de corantes alimentares, baseados na IDA, resultou de 
investigações dos diversos organismos internacionais (Comitê de Especialistas Aditivos 
Alimentares (JECFA), Comitê do Codex sobre Aditivos Alimentares e Contaminantes, 
Comissão Científico da Alimentação Humana (CCAH) da União Européia e a Directiva 
(94/36/EC) (BESSONOV et al., 2011; GANESAN et al., 2011; GOMES et al., 2013). No 
Brasil, a permissão para o uso e determinação dos níveis máximos toleráveis de aditivos 
alimentares é de responsabilidade da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA) - 
Ministério da Saúde, por realizar essas atividades de inspeção através do Comitê Permanente 
em Aditivos Alimentares (CPAA) (FÁVERO; RIBEIRO; AQUINO, 2011). 
No entanto, apesar do controle exigido pelas agências reguladoras, a utilização de 
corantes em alimentos ainda levanta uma série de dúvidas quanto à sua toxicidade. Isto é 
devido à grande dificuldade em verificar se a quantidade de aditivos utilizados pela indústria 
de alimentos está em conformidade com as leis vigentes e seu grau de pureza (POLÔNIO e 
8 
 
PERES, 2009). No Brasil não é obrigatório declarar nos rótulos a quantidade de corantes 
presentes nos produtos (BRASIL, 2005; GOMES et al., 2013). E muito menos se sabe sobre 
o controle de qualidade destes que podem apresentar contaminações por aminas aromáticas 
e metais pesados (EFSA, 2009). 
Entre os corantes de alimentos, os mais usados pela indústria são os que contêm um 
grupo azo (-N = N-), incluindo amarelo crepúsculo, o vermelho bordeaux, e o amarelo 
tartrazina. A formação de azocorante se dá por reações de acoplamento, sendo a anilina 
composto de partida para a produção dos mesmos enquanto os sais de diazônio obtidos pela 
diazotação da anilina podem atacar outro anel aromático como um fenol, ou mesmo, outra 
anilina formando o azocorante (MORRISON, 2005). 
O corante tartrazina está presente em inúmeros alimentos como cereais, doces, 
laticínios, geléias, sorvetes, recheios, licores, sucos em pó, refrigerantes, gelatinas e iogurtes, 
além de alguns produtos cosméticos e medicamentos tais como vitaminas, antiácidos e 
cápsulas (GOMES et al., 2013). Sendo evidente a abundância de alimentos coloridos que são 
altamente atrativos ao público infanto-juvenil, foi realizado um estudo em Hyderabad, na 
Índia, com 662 indivíduos em áreas urbanas e 358 em áreas rurais. Foi observado que a 
ingestão diária de tartrazina, amarelo crepúsculo e eritrosina em crianças, ultrapassaram os 
limites aceitáveis em 104, 284 e 200 %, respectivamente (RAO et al., 2004). 
Esses azocorantes entram em contado com o trato gastrointestinal humano que abriga 
uma microbiota diversificada composta de pelo menos alguns milhares de espécies. Os 
mesmos podem se apresentar tanto insolúveis como solúveis em água e ser reduzidos pelas 
bactérias intestinais (FENG, CERNIGLIA, CHEN, 2012). Embora alguns desses corantes 
primários não apresentem um potencial cancerígeno e/ou mutagênico, alguns de seus 
metabólitos gerados após a sua degradação por atividade de azoredutases, que são 
comumente produzidas por bactérias entéricas, se mostram tóxicos e/ou carcinogênico para 
os seres humanos (CHUNG et al., 1978; ELHKIM, 2007; FENG, CERNIGLIA, CHEN, 
2012). 
 
 
9 
 
3.2 Identificacão, processo de síntese e impurezas do corante tartrazina 
 
O corante tartrazina também conhecido como INS 102, FD & C Yellow number 5, 
CI Food Yellow 4 e E102 é considerado como um aditivo alimentar. A tartrazina apresenta 
uma alta solubilidade em meio aquoso, podendo ser identificado por espectrofotometria UV-
VIS no comprimento de onda próximo a 426nm (DIRETIVA 95/45/CE, 1995). Esta característica 
ocorre devido à presença de grupos cromóforos, carboxílicos, nitro, hidroxílicos e amino que são 
capazes de aumentar a intensidade de absorção específica para um determinado corante (DEL 
GIOVINE; BOCCA, 2003). 
Segundo Zollinger (1991) a presença de grupos sulfônicos (-SO3H) confere um 
caráter ácido ao azocorante, além de torná-lo altamente solúvel em água, uma vez que o 
grupo químico é facilmente ionizável, podendo ser encontrados em corantes monoazo 
aniônicos. A identificação e características fisico-químicas da tartrazina podem ser 
observadas na Tabela 1. 
 
Tabela 1- Identificação e características físico - químicas do corante tartrazina 
Nome Usual Amarelo Tartrazina 
Nome Químico Sal tri-sódico 5-hidroxi-1-(4-sulfofenil) -4- [(4- sulfofenil) azo] -Pirazole-
3- carboxilato 
Sinônimos Tartrazine; FD & C Yellow No. 5, Food Yellow No.4 
Classe Monoazo 
Fórmula Molecular C16H9N4Na3O=S2 
Massa Molar 534, 35781 
CAS 1934-21-0 
Number Color Index (C.I.) 19140 
Absorção Máxima λ max. = 426nm 
Kow -10,17 
Pka ~9,4 
Solubilidade em água 38 mg/L a 2 °C, 200 mg/L a 25 °C 
Fonte: (PRADO e GODOY, 2003; U.S. EPA, 2000; PEREZ-URQUIZA e BELTRAN; MARMION, 1991). 
10 
 
 
Durante o processo de síntese da matéria prima e manufatura desses corantes, podem 
gerar algumas impurezas, podendo chegar a um total de 10% do composto final (Figura 1). 
Algumas destas impurezas, como metais, 4 - aminobifenil, 4 – aminoazobenzeno (ácido 
sulfanílico) e benzidina, podem apresentar efeitos carcinogênicos e ou mutagênicos, ou seja, 
são capazes de induzirem mutações no DNA bem como gerar aformação de tumores 
(ZIMMER et al., 1980; FDA, 1985; CLAXTON, HUGHES e CHUNG, 2001; CHUNG, 
CHEN e CLAXTON, 2006). No entando estas podem estar presentes em níveis de segurança 
conforme estabelecido pela legislação (FDA, 1985). 
 
Figura 1 – Processo de síntese do corante tartrazina 
 
Fonte: (PRIVAL, PEIPERL, e BELL, 1993). 
 
Apesar de muitos metais serem essenciais ao bom funcionamento do organismo, 
outros, no entanto podem ser prejudiciais, causando toxicidade aguda ou crônica, 
11 
 
dependendo da sua concentração e a forma disponível no organismo, além do tempo, 
frequência da exposição e suscetibilidade do organismo exposto (LINDINO et al., 2008). 
A população em geral pode ser exposta a estas substâncias, uma vez que, está presente 
em diversos corantes nos mais variados produtos como couro, roupa, brinquedos, além de 
alimentos e medicamentos (LANCASTER e LAWRENCE, 1999). Dessa forma, o alto 
consumo de corantes pode tornar-se uma fonte de metais tóxicos, se forem consumidos em 
concentrações acima do limite permitido pela legislação, mesmo em pequenas quantidades, 
podem constituir um sério risco à saúde humana, devido ao seu acúmulo progressivo no 
organismo (FRIBERG et al., 1979). 
Nesse caso torna-se necessário um rigoroso controle de qualidade durante a 
fabricação destes corantes tanto na indústria alimentícia bem como na indústria farmacêutica, 
uma vez que o fabricante é responsável pela verificação de possíveis contaminantes presentes 
nos mesmos (LINDINO et al., 2008). 
O corante tartrazina geralmente é preparado a partir da diazotação do ácido 4 - amino 
– benzeno com o ácido nítrico e nitrito de sódio, em seguida o composto diazo é acoplado 
com o 4,5- dihidro- 5 - oxo - 1 - (4 - sulfofenil) - 1H - pirazole - 3 - ácido carboxílico ou com 
o éster metílico, ou éster etílico, ou um sal de ácido carboxílico, que é isolado e purificado 
como o sal de sódio ou cálcio (FDA 21 CRF74.705). Como principais componentes não 
corados é possível encontrar cloreto de sódio e/ou sulfato de sódio na sua composição, no 
entanto os teores de matérias de corantes totais não devem ser inferiores a 85% (DIRETIVA 
95/45/CE, 1995). 
De acordo com a Resolução nº 37 de 1977, o preparado de sal a partir do corante é 
denominado laca, que consiste em uma combinação com o radical básico de alumínio, cálcio 
e/ou sódio, podendo ser comercializados com o nome laca de alumínio, cálcio e/ou sódio de 
tartrazina. Essas lacas devem seguir algumas especificações: cloretos e sulfatos como sal de 
sódio devem estar em um limite máximo de 2% e matéria inorgânica insolúvel em HCl (ácido 
clorídrico) presentes em até 0,5% (BRASIL, 1977). De acordo com a Diretiva 2008/128/CE, 
a laca de alumínio de tartrazina não deve conter mais do que 0,5 % de material insolúvel em 
HCl e materiais extraíveis com éter não deve exceder mais do que 0,2 % sob condições 
neutras. Já o JECFA não dá especificações para lacas de alumínio de tartrazina, porém faz 
12 
 
uma referência geral para lacas de alumínios em corantes, determinando que a presença de 
cloretos solúveis em água e sulfatos de sais de sódio, matéria insolúvel em ácido clorídrico, 
matéria extraível com éter, arsênio e chumbo, não deve conter mais de 2, 0,5, 0,2 %, 3 e 
5mg/kg respectivamente (JECFA, 2004). 
A benzidina é uma das aminas aromáticas que se origina como uma impureza durante 
a oxidação da anilina, um precursor para a síntese do ácido sulfanílico, que por sua vez é 
precursor para a síntese do corante tartrazina. Durante a síntese da tartrazina pode ocorrer a 
diazotação da benzidina e apenas uma pequena parte permanece como bendizina livre, ou 
seja, a maior parte permanece na forma de corantes subsidiários como o corante T diazo 
benzidina – pirazolona. Dessa forma após a ingestão da tartrazina pelos mamíferos, se estes 
compostos estiverem presentes, por sua vez serão reduzidos no intestino liberando a 
benzidina em sua forma livre (PRIVAL, PEIPERL e BELL, 1993; DAVIS e BAILEY, 1993). 
Com bases nessas informações Davis e Bailey (1993) avaliaram a presença de 
benzidina em 14 amostras do corante tartrazina, onde estes foram quimicamente reduzidos 
com ditionito de sódio e as aminas liberadas eram isoladas através de extração com solventes 
e posteriormente determinadas por cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC). Os 
resultados obtidos neste estudo mostram que os lotes comerciais do corante tartrazina 
continham benzidina na forma livre e na forma de corante subsidiário em níveis acima 
daqueles permitidos pela legislação (≤1 ppb), além disso em 4 das amostras apresentaram 
níveis superiores a 100 ppb. 
Um total de 53 amostras do corante tartrazina foi avaliado por Prival, Peiperl e Bell 
(1993) onde também utilizaram o ditionito de sódio para a redução do corante, com intuito 
de converter a benzidina na forma de diazo em benzidina livre, seguida da extração, a 
benzidina foi quantificada como corante diazo benzidina-pirazolona T por HPLC. Um total 
de 24 amostras que foram positivas para benzidina em níveis que variavam de 7 a 83 ng/g, 
haviam sido certificadas pela FDA. 
A FDA (1985) limita a benzidina em 1ng/g, apesar de que em alguns estudos o limite 
de detecção foI de 3-4 ng/g (LANCASTER e LAWRENCE, 1999). A Tabela 2 apresenta as 
especificações estabelecidas pela Directiva 2008/128/CE, JECFA (JECFA, 2006) e FDA 
13 
 
(FDA 21 CRF74.705) dos limites máximos de contaminantes que podem estar presentes no 
corante tartrazina. No Brasil, o Conselho Nacional de Saúde, aprovou a Resolução CNS/MS 
(Brasil, 1988 nº 4) indicando o limite máximo de apenas cinco contaminantes inorgânicos, 
como o arsênio, chumbo, cobre, estanho e zinco com limites máximos de 1, 10, 20, 250 e 50 
mg/kg do corante, respectivamente (LINDINO et al., 2008). Perante as informações de 
acesso público, no Brasil, a legislação determina também os limites máximos tolerados de 
contaminantes inorgânicos em diversos alimentos, como refrigerantes, sucos e outros 
alimentos (BRASIL,1965). Pode-se notar que há uma divergência de informações e de 
critérios no processo de fabricação dos corantes para diversos países, podendo assim, incorrer 
num aumento das substâncias classificadas como impurezas presentes no corante e 
consequentemente no alimento em que o mesmo é adicionado. 
Essas especificações para os aditivos alimentares são elaboradas no intuito de garantir 
a qualidade e segurança dos alimentos, incluindo desde o processo de fabricação até o 
produto final. Além disso, vale ressaltar que diversas matérias-primas ou os diferentes 
métodos de fabricação muitas vezes resultará em diferentes concentrações de pureza 
(TEMANORD, 2002). 
Portanto durante o processo de síntese de corantes é necessário seguir as boas práticas 
de fabricação, seguindo sempre as especificações estabelecidas pela legislação, ou seja, não 
se deve envolver compostos que são reconhecidos por apresentarem riscos à saúde, como a 
presença de um grande grupo de aminas aromáticas (ANON, 1996; IARC, 2010). 
 
14 
 
Tabela 2 - As especificações de limites máximos de impurezas para síntese do corante 
tartrazina 
Impureza Diretiva da 
Comissão 
2008/128/EC 
JECFA (2006) FDA (1985) 
matéria insolúvel em 
água 
≤ 0,2% ≤ 0,2% ≤ 0,2% 
Matéria volátil em 
135ºC 
- - ≤ 13% 
 Máteria de Corantes 
subsdiários 
≤ 1,0% ≤ 1,0% - 
Ácido sulfônico 4-
hidrobenzeno 
≤ 0,5% ≤ 0,5% - 
Ácido sulfonico 4-
aminobenzeno 
≤ 0,5% ≤ 0,5% ≤ 0,2% 
5-oxo-1-(4-sulfofenil)-
3 ácido carboxilico 
≤ 0,5% ≤ 0,5% - 
4,4-diazoaminodi 
(ácido benzeno 
sulfonico) 
≤ 0,5% ≤ 0,5% - 
Ácido 
tetrahidrosuccunic 
≤ 0,5% ≤ 0,5% - 
4,4' - (1 - triazeno - 1 
,3 -di-il) bis [ácido 
benzeno], sal dissódico 
- - ≤ 0,05 
4 Aminobifenil ≤ 0,01% ≤ 0,01% ≤ 75 ppb 
Azobenzeno - - ≤ 40 ppb 
1,3 - Diphenyltriazene ≤ 40 ppb 
Anilina ≤ 0,01% ≤ 0,01% ≤ 100 ppb 
Benzidina ≤ 1 ppb 
Substâncias extraíveis 
com éter 
≤ 0,2% (sob 
condições 
neutra) 
≤ 0,2% - 
Arsênico ≤ 3 mg/kg - ≤ 3 ppm 
Chumbo ≤ 10 mg/kg ≤ 2 mg/kg ≤ 10 ppm 
Mercúrio ≤ 1mg/kg - ≤ 1 ppm 
Cádmio ≤ 1mg/kg - - 
Metais pesados ≤ 40mg/kg - 
(-): Não especifica 
 
 
15 
 
3.3 Mutagenicidade provocadas por impurezas provenientes da síntese dos 
corantes 
 
Muito dos azocorantes que são análogos da benzidina são considerados mutagênicos 
e/ou carcinogênicos, uma vez que através do seu metabolismo os eletrólitos interagem com 
o DNA (MATHUR, BHATNAGAR, SHARMA, 2012). Estudos relataram uma alta 
incidência de tumores de bexiga (CASE et al, 1954; ZAVON et al, 1973;) de estômago, reto, 
pulmão e próstata (UBELIN et al, 1954) em trabalhadores expostos a benzidina e anilina em 
fábricas de produtos químicos. 
Além disso, vários pesquisadores têm correlacionado um número de aminas 
aromáticas carcinogênicas e a capacidade em induzir mutações, quando testadas através do 
ensaio de Salmonella/microssoma com e sem combinação de ativação metabólica (AMES et 
al., 1972; GARNER et al., 1975; WANG et al., 1975; FERRETTI et al, 1977; LAZEAR e 
LOUIE, 1977, CHUNG et al.; 2006; GREGORY, 1981; SHAHIN, 1985; MCCANN et al., 
1975). 
Garner (1975) ao avaliar a atividade mutagênica de análogos de benzidina, a 3,3 '-
diclorobenzidina purificada demonstrou que tais substâncias apresentaram uma atividade 
mutagênica para a linhagem TA1538 em presença de ativação metabólica e a 3,3’, 5,5'-
tetrametilbenzidina apresentou uma atividade mutagênica tanto em presença quanto em 
ausência de S9. De acordo com McCann et al. (1975) a benzidina apresentou um potencial 
mutagênico para a linhagem TA1538 em presença de ativação metabólica. 
Gregory (1981) avaliou a atividade mutagênica de uma série de compostos derivados 
de diazo benzidina e o- tolidina, bem como vários compostos monoazos. Todos os corantes 
de benzidina e σ-toluidina testados foram mutagênicos para as linhagens TA98 e TA100, 
após sofrerem uma redução química com ditionito de sódio. 
Chung et al. (2006) revisaram a mutagenicidade de alguns análogos de benzidina, 
demonstrando que muitas destas aminas foram consideradas mutagênicas para as linhagens 
TA98 e TA100, em presença de ativação metabólica, segundo estudos realizados por meio 
16 
 
do ensaio de Salmonella /microssoma. Algumas aminas com alguns halogênios ou grupos 
nitro presentes em sua estrutura apresentaram uma ação direta na mutagenicidade. Porém ao 
adicionar um grupamento sulfônico na molécula de benzidina e uma complexação com um 
íon metálico gerou uma redução na mutagenicidade. 
Em adição, a anilina assim como outras aminas aromáticas são também consideradas 
impurezas provenientes do processo de síntese de corantes (EFSA, 2009). Em vários estudos 
algumas anilinas foram capazes de causar uma indução cancerígena em bexiga de cães 
(BONSER, 1943, apud ZIMMER et al., 1980), em ratos algumas foram consideradas 
carcinogênicas como a 2- metil -, 4 - metil -, e 2,4,5 - trimetil - anilina (HOMBURGUER et 
al., 1972, RUSSFIELD et al.,1973; MCCANN et al., 1975; ZIMMER et al., 1980), além de 
estar associadas ao dano oxidativo no DNA em células de baço de ratos (BOMHARD e 
HERBOLD, 2005; MA et al., 2008). 
No entanto para alguns autores a anilina apresentou resultados negativos através do 
ensaio de Salmonella/microssoma (MCCANN et al., 1975; SUGIMURA et al., 1976; 
DEGAWA et al., 1979; SIMON, 1979; MORI et al., 1980) bem como o ácido sulfanílico, 
considerado como um de seus metabólicos (MCCANN et al., 1975; DEGAWA et al., 1979; 
CHUNG, FULK e ANDREWS, 1981). 
Shahin (1985) avaliou as relações de estrutura-atividade, de três nitroanilinas e nove 
nitroaminofenols, testados quanto à sua capacidade de induzir mutações em linhagens de 
Salmonella typhimurium. Para os compostos m-nitroanilina, 4-nitro-2-aminofenol, o 3-nitro-
6-aminofenol os resultados encontrados foram positivos para as linhagens TA1538 e TA98 
em ausência de S9. No entanto os compostos σ-nitroanilina, 2-nitro-3-aminofenol, o 3-nitro-
4-aminofenol, 4-nitro-3-aminofenol, o 3-nitro-2-aminofenol, 2-nitro-6-aminofenol, 2-nitro-
4-aminofenol e 2-nitro-5-aminofenol foram negativos para TA1535, TA100, TA1537, 
TA1538 e TA98, tanto na presença quanto em ausência de S9. O autor concluiu que a 
atividade mutagênica ou inatividade desses compostos parece ser dependente das posições 
dos grupos amino, nitro, e hidroxi nas suas estruturas químicas. 
Outro interferente considerado como uma impureza é o composto 4 – aminobifenil. 
Estudos tem demonstrado que este apresenta um potencial cancerígeno em camundongos 
17 
 
(CLAYSON et al.,1967) e ratos (WALPOLE et al., 1952) além de apresentar um potencial 
mutagênico para as linhagens TA100, TA1537 e TA1538 em presença de S9. Seu isômero, 
o 2-aminobifenil também foi mutagênico para a linhagem TA100 em presença de S9 
(MCCANN et al.,1975). Estes resultados são confirmados por Lazear e Louie (1977) ao 
analisar o 4-aminobifenil, bem como o seu sal cloridrato onde observaram uma 
mutagenicidade para as linhagens de Salmonella typhimurium TA98 e TA100, com doses 
testadas (50 e 100 pg/placa) em presença de ativação metabólica. 
 
3.4 Toxicocinética 
 
Segundo a Agência Internacional para Pesquisa Sobre o Câncer (IARC, 2010) a 
ativação metabólica foi aceita como um elemento essencial para explicar a atividade 
biológica de uma amina, uma vez que essa atividade está relacionada com a forma de 
absorção, hábitos alimentares, tempo de contato, tecido alvo e células específicas além da 
susceptibilidade individual ao metabolismo próprio de uma espécie animal. 
A exposição a agentes possivelmente tóxicos pode se dar principalmente pelas vias 
oral, respiratória e dérmica. Após a exposição oral aos azocorantes, pode ocorrer uma 
azoredução numa ampla variedade de espécies de mamíferos, incluindo macacos Rhesus 
(RINDE e TROLL, 1975) e seres humanos (FULLER, 1937; SCHRODER e CAMPBELL, 
1972; WATABE et al., 1980) por meio de enzimas hepáticas ou por bactérias presentes na 
microbiota intestinal sob condições anaeróbicas (WALKER, 1970; GINGELL e WALKER, 
1971; SCHELINE, 1973). 
Essa azoedução pode gerar como produtos de degradação a formação de 
hidroxilaminas, as quais são capazes de causar dano ao DNA. Se forem completamente 
reduzidas, as aminas aromáticas (-NH2), podem ser oxidadas novamente a N-
hidroxiderivados por enzimas do sistema citocromo P450. Esses radicais N-hidroxi por sua 
vez podem ser acetilados por σ-acetiltransferases gerando íons eletrolíticos, capazes de reagir 
com o DNA (BARTSCH, 1981; ARLT et al., 2002; UMBUZEIRO et al., 2005). Dessa forma, 
18 
 
a reação metabólica desempenha um importante papel na mutagênese e/ou carcinogênese 
destes corantes (CHUNG, 1983; CHUNG e CERNIGLIA, 1992). 
O radical nitro (-NO2), apesar de não fazer parte da molécula do corante tartrazina, 
pode está presente em outros corantes azóicos, os quais também podem ser reduzidos pelas 
nitroredutases bacterianas ou por enzimas presentes no citoplasma de células de mamíferos, 
como as xantinas oxidases, ou ainda o citocromo P450, pela via redutiva gerando radicais N-
hidroxi (VOLKER et al., 2004; UMBUZEIRO et al., 2005). As reações de redução com 
grupamentos nitro interagem com nitrobenzeno e aminas que são oxidadas principalmente 
no fígado onde produzem metabólitos finais como anilinas e estes podem ser distribuídos de 
formadiferente. O nitrobenzeno é considerado um causador de adenoma e carcinoma 
hepático e anilinas causadoras de sarcoma predominantemente no baço de rato (IARC, 2010). 
Com base nos levantamentos históricos, sobre azocorantes, a tartrazina e seu 
metabolismo têm sido estudados por vários autores (RYAN e WRIGHT, 1962; JONES et al., 
1964; JECFA, 1966; ROXON et al., 1966, 1967; BERTAGNI et al., 1972; RYAN, 1972; 
HONOHAN et al., 1977; KHERA e MUNRO, 1979). Acredita-se que menos de 2% da 
tartrazina que é ingerida consegue ser absorvida (MURDOCH et al., 1987; EFSA, 2009). 
Estudos têm demonstrado que após a administração intraperitonial ou intravenosa da 
tartrazina em diferentes espécies de animais, os compostos resultantes da redução não são 
metabolizados no fígado (HONOHAN et al., 1977). No entanto Kuno e Mizutani (2005) 
mostraram que a tartrazina não é um substrato para as enzimas CYP2A6 e UDP- 
glucuronosiltransferase, através de ensaios utilizando microssomas de fígado bovino para 
mimetizar os microssomas hepáticos humanos (HIRANO et al., 2002; HIRANO e 
MIZUTANI, 2003; KANOU et al., 2002). 
Portanto, as enzimas hepáticas que reduzem ligações azo desempenhariam apenas um 
papel menor no metabolismo dos azocorantes. A redução pelas bactérias intestinais seria o 
caminho mais provável (JECFA, 1966; BERTAGNI et al., 1972; JONES et al., 1964; RYAN, 
1972; CHUNG et al., 1978; KHERA e MUNRO, 1979). A maior parte da tartrazina é 
rapidamente metabolizada em aminopirazolone no cólon pela flora intestinal (JECFA, 1966; 
19 
 
KHERA e MUNRO, 1979) e degradada a ácido 4 – hidrazinobenzenesulfonico, e em seguida 
é reduzida em ácido sulfanílico (RYAN et al, 1969a; JONES et al, 1964). 
Segundo Ryan e Wright (1961) após uma administração intravenosa de baixas doses 
de tartrazina em ratos, esta não demonstrou ser excretada na bílis. Mais tarde, Ryan e Wright 
(1962) comprovaram que o grupamento carboxila presentes na tartrazina foi responsável pelo 
bloqueio da excreção biliar. No entanto para Jones et al. (1964) quando administrado por via 
oral o corante tartrazina pode ser reduzido in vivo, diferentemente quando administrado por 
via intraperitoneal, demonstrando que a flora do trato gastro intestinal é responsável pela 
redução desse composto. Após a administração intraperitoneal de uma dose elevada de 
tartrazina, a excreção de ácido sulfanílico pode ser explicada através de um ciclo entero-
hepático. A excreção do corante na bílis levaria a uma diminuição no intestino seguido por 
uma absorção e subsequente excreção de ácido sulfanílico na urina. 
O ácido sulfanílico é o principal metabólito produzido após a redução da tartrazina 
pelas bactérias intestinais. Isso sugere que os elétrons extracelulares podem estimular a 
redução dos azocorantes. A redução em aminopirazolone e ácido sulfanílico ocorre por meio 
da presença de transportadores de életrons como a flavina que são liberadas pelas bactérias 
em condições anaeróbicas no cólon (ROXON et al., 1967; CHUNG et al., 1978). 
Além disso, em relação a metabolização hepática e renal após a adminstração de 
tartazina e carmosina os seus efeitos tornam-se mais evidentes em doses mais elevadas, por 
induzirem o estresse oxidativo devido a formação de radicais livres podendo levar a efeitos 
tóxicos. O estudo foi realizado administrando-se doses de 15 mg/kg e 500 mg/kg e de 8 mg/kg 
e 100 mg/kg de peso corporal dos corantes tartrazina e carmosina, respectivamente, durante 
30 dias (AMIN, HAMEID, ELSTTAR, 2010). 
 Com base nessas informações, pode-se observar que as substâncias como os corantes 
são capazes de induzir o estresse oxidativo por formação de radicais livres podendo levar a 
efeitos tóxicos. Nesse sentido a realização de estudos com o intuito de avaliar substâncias 
indutoras de mutagenicidade devem ser realizados tanto in vitro como in vivo . 
 
20 
 
3.5 Regulamentações 
 
As legislações visam estabelecer padrões para utilização de aditivos alimentares, 
incluindo os corantes sintéticos, visto que o emprego dos mesmos tem sido objeto de críticas 
em função de possíveis efeitos nocivos à saúde do consumidor. Esses efeitos vão desde 
alterações de comportamento em crianças, a asma, urticária, reações alérgicas a alimentos 
até apresentação de potencial mutagênico e/ou carcinogênico em alguns casos (RING, 
BROCKOWe BEHRENDT, 2001; PRADO e GODOY, 2003; ELHKIM, et al., 2007). 
Em virtude de alguns efeitos nocivos e críticas na utilização desses corantes, ocorreu 
na Europa e nos EUA um movimento de reavaliação dessas substâncias, com desdobramento 
no Brasil e em outros países da América Latina. Diversos órgãos internacionais, entre eles, o 
Comitê de Especialistas relacionados FAO/OMS sobre Aditivos Alimentares (JECFA), um 
comitê científico internacional de especialistas administrado conjuntamente pela 
Organização para a Alimentação e Agricultura das Nações Unidas (FAO) e pela Organização 
Mundial da Saúde (OMS) em 1966 e pela Comissão Científica da Alimentação Humana 
(CCAH) da União Europeia, em 1975 e 1984 participaram desse processo de reavaliação. 
Por meio de vários estudos, esses órgãos estabeleceram uma IDA segura de 7,5 mg/kg de 
peso corporal/dia para o corante tartrazina, sendo assim, uma criança de 30 Kg e um adulto 
de 60 Kg podem consumir até 225 mg e 450 mg de tartrazina por dia, respectivamente 
(JECFA, 1966). 
O consumo desse corante acima dos níveis estabelecidos pela legislação pode gerar 
desde reações alérgicas (ELHKIM, et al., 2007) como alterações comportamentais atuando 
como um catalisador na hiperatividade (TANAKA et al., 2006). Em ratos têm produzido 
neurotoxicidade e déficits de aprendizado e memória (YONGLIN et al., 2011). 
Devido à grande utilização desses compostos e seu potencial risco para a saúde 
humana, os EUA permite a utilização de apenas nove corantes; no Japão segundo a 
legislação, somente onze agentes sintéticos são liberados, e na União Europeia, apenas 
dezessete, embora a Suécia e a Noruega proibirem o uso desses produtos artificiais em 
alimentos (REYES e PRADO, 2001; QUEIJA, et al., 2001; PRADO e GODOY, 2003). 
21 
 
No Brasil, as Resoluções n° 382 a 388, de 9 de agosto de 1999, da ANVISA, 
regulamentam o uso de onze corantes artificiais, sendo eles: amaranto, vermelho de 
eritrosina, vermelho 40, ponceau 4R, amarelo crepúsculo, amarelo tartrazina, azul de 
indigotina, azul brilhante, azorrubina, verde rápido e azul patente V. Esses corantes podem 
ser utilizados nas indústrias de alimentos e farmacêuticas respeitando os limites máximos de 
quantidade permitida para cada um deles e em alimentos específicos. Entre os países do 
MERCOSUL, houve necessidade de uma legislação que harmonizasse a utilização desses 
corantes alimentares (MERCOSUL Resolução GMC nº 52/98) bem como determinasse 
funções de aditivos e seus limites máximos de utilização para todas as categorias de alimentos 
(ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DAS INDÚSTRIAS DE ALIMENTAÇÃO, 2001). 
O emprego de um novo aditivo alimentar no Brasil apenas é permitido se previamente 
for aprovado pela Comissão Nacional de Normas e Padrões para Alimentos (CNNPA do 
Ministério da Saúde) e se for utilizado dentro de um limite permitido, garantindo sua 
inocuidade (BRASIL, 1969). 
O Ministério da Saúde por meio da ANVISA regulamenta, controla e fiscaliza o uso 
de aditivos em alimentos e medicamentos, exigindo o cumprimento dos padrões de limites 
máximos (Tabela 3) determinados. Uma vez que a utilização de alguns aditivos como os 
corantes podem geram uma toxicidade após seu consumo, principalmente se estiverem 
presentes impurezas provenientes de sua síntese. Dessa forma, existe uma preocupação dos 
órgãos reguladores em relação à rotulagemdos alimentos e medicamentos que contêm como 
por exemplo o corante tartrazina em sua formulação. No Brasil é regulamentado pela 
ANVISA e nos EUA (FDA) por meio de um Regulamento Federal, os fabricantes de 
alimentos e medicamentos que utilizam este corante em sua formulação foram obrigados a 
declarar, na lista de ingredientes e bula do medicamento, o nome do corante tartrazina por 
extenso (CRF 74.1705; BRASIL, 2002, 2003). 
 
 
 
22 
 
Tabela 3 - Limite máximo de utilização do corante tartrazina em diferentes categorias de 
alimentos de acordo com as legislações específica brasileira. 
Alimentos Limite máximo Resolução (ANVISA) 
 
Balas, confeitos, bombons, chocolates e 
similares 
0,030 g/100g RDC nº 387, de 5 de agosto de 
1999 
Cobertura e xarope, recheios e pós para o 
preparo de coberturas e xaropes para 
produtos de panificação e biscoitos, 
produtos de sobremesas, gelados 
comestíveis, balas, confeitos, bombons 
chocolates e similares 
 
 
0,050 g/100g 
 
 
RDC nº 387, de 5 de agosto de 
1999 
Bebidas não alcoólicas a base de soja 0,01g/100mL RDC nº 25, de 15 de fevereiro de 
2005 
Bebidas não alcoólicas gaseificadas e 
não gaseificadas 
0,01g/100mL RDC nº 5, de 15 de janeiro de 
2007 
Gelados comestíveis 0,015g/100g RDC nº 3, de 15 de janeiro de 
2007 
Molhos e condimentos 0,05g/100g RDC nº4, 15 de janeiro de 2007 
Petiscos 0,02g/100g RDC nº 64, de 16 de setembro 
de 2008 
Preparações culinárias industriais 
(congeladas ou não) desidratadas 
0,005g/100g RDC nº 34, de 9 de março de 
2001 
Sobremesas 0,015g/100g Resolução nº 388, de 05 de agosto 
de 1999 
Sopas e caldos concentrados/ 
desidratados 
0,005g/100g RDC nº 33, de 09 de março de 
2001 
Suplementos Vitamínicos e ou de 
Minerais (líquidos) 
0,01g/100mL RDC nº 24, de 15 de fevereiro de 
2005 
Suplementos Vitamínicos e ou de 
Minerais (sólidos) 
0,03g/100g RDC nº 24, de 15 de fevereiro de 
2005 
Fonte: (ANVISA, 2014) 
 
23 
 
Em função da alta demanda de utilização dos corantes e da sua necessidade de 
fiscalização, os métodos de avaliação destes aditivos têm sido rotineiramente requeridos. 
Tais determinações visam tanto o controle de qualidade das indústrias alimentícias e 
farmacêuticas, quanto à análise destes compostos em órgãos de vigilância e controle da saúde 
humana. Na avaliação do TemaNord, 2002, recomendou-se uma reavaliação do corante 
tartrazina para a inclusão de dados recém-publicados, em relação aos estudos de 
genotoxicidade, toxicidade crônica /carcinogenicidade, reprodutiva e de desenvolvimento 
pré-natal. 
 
3.6 Estudos de Genotoxicidade 
 
3.6.1 Lesões no material genético 
 
A molécula de dupla fita de DNA é o local onde está armazenada toda a informação 
genética. Estas fitas se ligam através de pontes de hidrogênio com as bases nitrogenadas, 
onde uma adenina se liga a uma timina enquanto uma citosina se liga a uma guanina, 
compondo uma molécula de DNA. Algumas lesões podem ocorrer na molécula de DNA, 
como adições ou deleções de bases nitrogenadas, quebras ou rearranjos cromossômicos. 
Dessa forma se a célula não conseguir reparar, ou seja, reconstruir a informação genética 
original, a lesão é denominada de mutação, que pode ocorrer de forma espontânea ou 
induzida por agentes químicos ou físicos (COMBES, 1992; MORTELMANS e ZEIGER, 
2000). 
As mutações podem ocorrer em qualquer célula, tanto em células de linhagem 
germinativa como em células somáticas. Quando ocorrem em células de linhagem 
germinativa, essas podem ser propagadas á geração seguinte, sendo responsáveis por várias 
doenças hereditárias assim como em alguns tipos de cânceres (MARON e AMES, 1983; 
COMBES, 1992). Porém quando a mutação ocorre em células somáticas, a consequência 
mais comum é o desenvolvimento de tumores benignos ou malignos. Além disso, foi 
24 
 
proposto que as mutações em células somáticas podem também estar envolvidas na 
patogênese de algumas doenças crônicas degenerativas como as cardiovasculares e 
neurodegenerativas (VARANDA, 2006), 
Uma mutação pode ocorrer nos cromossomos ou nos genes. A mutação 
cromossômica se caracteriza quando partes de segmentos de cromossomos, cromossomos 
inteiros ou grupamentos de cromossomos se alteram, resultando em rearranjos 
cromossômicos anormais (GRIFFITHS et al., 1998a apud FERRAZ, 2008). Dessa maneira 
muitas mutações cromossômicas podem conduzir a anomalias no funcionamento da célula e 
do organismo (MARON e AMES, 1983). 
Na mutação gênica também denominada de mutação de ponto, os eventos de 
mutações ocorrem em genes individuais, ou seja, as alterações ocorrem em pares de bases 
únicos do DNA ou num pequeno número de bases adjacentes (GRIFFITHS et. al, 2001b apud 
FERRAZ, 2008). Estas mutações podem ocorrer através da substituição de pares de bases ou 
deslocamento do quadro de leitura do DNA, também chamada de mutação frameshift. A 
mutação frameshift ocorre devido a adição ou a perda de uma ou mais bases nitrogenadas do 
DNA, levando a uma alteração no quadro de leitura. Quando a leitura da sequência de códons 
do ácido ribonucléico mensageiro (mRNA) é “lida” pelo aparelho traducional, esta ocorrerá 
de forma incorreta, uma vez que a adição ou deleção de um único par de base do DNA mudará 
a matriz de leitura começando a leitura a partir do local que sofreu essa alteração estendendo 
até o terminal carboxílico da proteína (GRIFFITHS et. al, 2001b). 
Dependendo do gene que sofreu alteração e do tipo de efeito que essa alteração tem 
na expressão gênica, isso pode resultar em grandes efeitos, que pode ser desde uma perda 
completa da expressão do gene, até à formação de uma proteína variante com propriedades 
alteradas (MARON e AMES, 1983). 
Com base nessas informações citadas anteriormente há vários sistemas de reparo que 
cuidam da remoção de lesões causadas no DNA. Dentre eles, podemos citar o reparo por 
excisão, que consiste no reconhecimento da lesão no DNA, corte na fita e excisão da lesão e 
de alguns nucleotídeos adjacentes, o que resulta na formação de um novo pedaço de DNA e 
25 
 
restauração da dupla hélice original por um processo livre de erros (GREEN, 1978; 
HANAWALT, 1979; FRIEDBERG, 1985). 
Estes sistemas de reparo são importantes, visto que vários testes de mutagenicidade 
se baseiam neles. O ensaio com Salmonella, por exemplo, utiliza linhagens mutantes 
deficientes no reparo por excisão através da deleção do gene uvrB, no intuito de aumentar a 
capacidade de detecção do ensaio (MARON e AMES, 1983). 
 
3.6.2 Ensaios de Salmonella/microssoma 
 
O ensaio de mutagenicidade com Salmonella typhimurium, também conhecido como 
ensaio de Salmonella/microssoma ou teste de Ames, é uma metodologia de triagem mais 
utilizada atualmente para detectar substâncias genotóxicas (UMBUZEIRO e VARGAS, 
2003). O ensaio foi inicialmente descrito pelo grupo do Dr. Bruce Ames, (AMES, 
YAMASAKI, 1971; AMES et al., 1973a; 1973b; MARON, AMES, 1983) e discutido 
internacionalmente e revisado por Mortelmans e Zeiger (2000). 
Esse teste emprega linhagens de Salmonella typhimurium derivadas da parental LT2, 
auxotróficas para o aminoácido histidina, apresentando diferentes mutações no operon deste 
aminoácido. Essas linhagens são construídas para detectar mutações do tipo deslocamento 
do quadro de leitura ou substituição de pares de base no DNA. São incapazes de crescer em 
meio de cultura mínimo sem histidina, a menos que ocorram mutações que restaurem a sua 
capacidade de síntese. O número de revertentes é facilmente medido pela contagem de 
colônias que crescem em meio mínimo, após a exposição de uma população de célulasà 
substância testada (UMBUZEIRO e VARGAS, 2003). 
As linhagens de Salmonella typhimurium empregadas no ensaio são pertencentes ao 
grupo das enterobactérias que são capazes de produzir nitroredutases e azoredutases. Alguns 
corantes azóicos apenas exibem atividade mutagênica se as ligações azo forem reduzidas 
gerando aminas aromáticas, podendo ser mais ou menos mutagênicas quando comparadas ao 
corante original, dependendo da estrutura química. Se o corante tiver um ou mais 
26 
 
substituintes do grupo nitro, as nitroredutases endógenas irão reduzi-lo às hidroxilaminas ou 
a aminas aromáticas (UMBUZEIRO et al., 2005). 
Além disso, com a utilização de um sistema exógeno, a partir de uma enzima do 
citocromo P450 do fígado de rato, o ensaio é capaz de detectar mutágenos que tem a 
necessidade de serem metabolizados para se tornar ativos e interagir com o DNA 
(MORTELMANS e ZEIGER, 2000). 
 
3.6.2.1 Características genéticas das linhagens utilizadas no ensaio de 
Salmonella/microssoma 
 
Cada uma das linhagens empregadas possui uma mutação específica no gene 
responsável pela síntese do aminoácido histidina bem como diferentes alterações nos 
sistemas de reparo e capacidades metabólicas. Sendo assim, respondem diferentemente às 
variadas classes de compostos químicos. Essas alterações genéticas adicionais são 
responsáveis por atribuir uma maior sensibilidade na detecção de diversos mutágenos, tais 
como deleção dos genes uvrB que elimina o mecanismo de reparo por excisão, permitindo 
que mais lesões no DNA sejam reparadas pelo mecanismo suscetível ao erro, e a mutação 
rfa que causa a perda parcial da camada lipopolissacarídica (LPS) da parede bacteriana 
tornando-a mais permeável para difusão de moléculas grandes que normalmente não 
penetram nas células. A deleção do gene uvrB promoveu a deleção de parte do gene 
responsável pela síntese de biotina, tornando-as auxotróficas para biotina (MARON e 
AMES; 1983; MORTELMANS e ZEIGER; 2000; UMBUZEIRO e VARGAS, 2003). 
Algumas linhagens como a TA98 e YG1041 possuem o plasmídio pKM101 que além 
de conferir resistência à ampicilina, contêm os genes mucAB, cuja expressão causa estímulo 
ao mecanismo suscetível ao erro (error-prone). A linhagem TA98 apresenta mutação no 
gene hisD3052 que codifica para a histidinol desidrogenase, apresentando como ponto 
preferencial para a reversão oito resíduos repetitivos de GC e detecta compostos mutagênicos 
que causam deslocamento do quadro de leitura do DNA. Apesar de ter a capacidade de 
27 
 
reduzir compostos do tipo nitro, ela possui uma menor atividade de nitroredutase. Isso ocorre 
devido à deleção de alguns dos genes responsáveis pela produção dessa enzima 
(MORTELMANS e ZEIGER; 2000). 
Dessa forma, outras linhagens foram desenvolvidas; algumas incapazes de produzir 
essa enzima (TA98NR e TA100NR) e outras com alta produção da mesma (YG1021, 
YG1026). Já as linhagens YG1041 e YG1042 foram desenvolvidas com alta produção de 
ambas as enzimas nitroredutases e o-acetiltransferases. Ensaios empregando essas linhagens 
são úteis para o esclarecimento da via de redução do grupo nitro na mutagenicidade de certos 
compostos (MARON e AMES; 1983; MORTELMANS e ZEIGER; 2000). 
A linhagem TA97a apresenta mutação no gene hisD6610 detectando também 
mutágenos que causam deslocamento do quadro de leitura do DNA. Já a linhagem TA102 
apresenta uma mutação no gene hisG428, detectando assim mutágenos como formaldeído, 
vários hidroperóxidos, bleomicina, fenilidrazina, raios-X, luz UV e agentes cross-link, como 
mitomicina C. Já as linhagens TA100 e TA1535 apresentam a mutação hisG46, responsável 
por codificar o gene para primeira enzima da biossíntese da histidina (AMES, 1971) 
resultando na substituição de uma leucina por uma prolina, tornando assim um marcador para 
compostos mutagênicos que causam substituição principalmente nos pares de bases GC 
(MARON e AMES, 1983). 
Uma combinação dessas linhagens podem auxiliar no papel destas enzimas na 
atividade mutagênica de corantes azóicos, tornando assim o ensaio de 
Salmonella/microssoma, uma importante ferramenta para contribuir e predizer os possíveis 
efeitos desses compostos para a saúde humana após a sua ingestão, uma vez que utilizam 
enterobactérias com características metabólicas similares às presentes na microbiota 
intestinal de mamíferos (CHADWICK et al., 1992; PORWOLLIK et al., 2001; 
UMBUZEIRO et al., 2005; CHUNG, 1992). 
Assim, de acordo com OECD 471, as linhagens demonstradas na Tabela 4 são as que 
foram utilizadas no presente estudo visando testar a mutagenicidade do corante tartrazina. 
 
 
28 
 
Tabela 4 - Características genética das linhagens de Salmonella typhimurium utilizadas no ensaio 
de Samonella/microssoma 
Linhagem Descrição Plasmídios 
 
Tipo de 
Mutação 
Referência 
 
TA97a 
hisD6610; hisO1242 
rfa; ∆ (uvrB,bio) 
pKM101(Apr) 
 
Deslocamento do 
quadro de leitura 
MORTELMANS e 
ZEIGER, 2000 
 
TA98 
hisD3052; 
rfa; ∆ (uvrB,bio) 
pKM101 (Apr) 
 
Deslocamento do 
quadro de leitura 
MARON e AMES, 
1983 
 
TA100 
hisG46; 
rfa; ∆ (uvrB,bio) 
pKM101 (Apr) 
 
Substituição de 
pares de bases 
MORTELMANS e 
ZEIGER, 2000 
 
TA102 
hisG 428; 
rfa 
pKM101 (Apr) 
pAQ1 (Ttr ) 
Substituição de 
pares de bases 
MARON e AMES, 
1983 
 
TA1535 
hisG46; 
rfa; ∆ (uvrB) 
- Substituição de 
pares de bases 
MORTELMANS e 
ZEIGER, 2000 
(his): mutação responsável pela síntese da histidina; (ΔuvrB): deleção do gene uvrB; (Δbio): deleção do gene 
da biotina; (rfa): mutação que causa perda parcial da camada lipopolissacarídica; (Apr): resistente à ampicilina; 
(Ttr) : tetraciclina resistente; (-): não apresenta plasmidios. 
 
3.6.3 Estudos in vitro de genotoxicidade do corante tartrazina 
 
A identificação de substâncias que são capazes de induzir mutações é importante para 
avaliar e garantir uma segurança alimentar. Os principais estudos disponíveis de 
genotoxicidade in vitro na literatura demonstraram que o corante tartrazina não apresenta 
atividade mutagênica (LÜCK e RICKERL, 1960, apud EFSA, 2009; BROWN et al., 1978; 
MUZZALL e COOK, 1979; CHUNG; FULK e ANDREWS, 1981; BROWN e DIETRICH, 
1983; KARPLIUK et al., 1984, apud EFSA, 2009; ISHIDATE et al., 1984; IZBIRAK et al., 
29 
 
1990, apud EFSA, 2009; POLLASTRINI et al., 1990, apud EFSA, 2009), embora alguns 
tenham apresentado resultados positivos (PATTERSON e BUTLER, 1982; ISHIDATE et 
al., 1984; HENSCHLER e WILD, 1985, apud EFSA, 2009; MUNZNER e WEVER,1987; 
PRIVAL et al.,1988; DAS e MUKHEREJEE, 2004; MPOUNTOUKAS et al., 2010) como 
pode ser observados na Tabela 5. 
Chung, Fulk e Andrews (1981) realizaram um estudo com dezessete corantes e 16 
dos seus metabólitos ou derivados testados no ensaio de mutagenicidade de Salmonella/ 
microssoma utilizando a metodologia de incorporação em placas, em presença e ausência de 
microssomas de fígado de rato (S9), utilizando as linhagens TA1535, TA1537, TA1538, 
TA98 e TA100. Os resultados foram positivos com e sem ativação metabólica para 3-
aminopireno, vermelho litol, azul de metileno, amarelo metil, vermelho neutro e vermelho 
fenol. Já o 4-amino pirazolone, 2,4- dimetilanilina , N , N - dirmetil - p - fenilenodiamina , 
vermelho de metila e 4 - fenil - azo - 1 – naftilamina, apresentaram resultados positivos 
apenas em presença de S9 . Os resultados foram negativos para os azocorantes, tartrazina, 
vermelho allura , amaranto, ponceau R, ponceau SX, amarelo crepúsculo em presença e 
ausência de S9. Os seguintes metabólitos também apresentaram resultados negativos, como 
a anilina, ácido sulfanílico,cloridrato de 1 - amino - 2 - naftol , ácido antranílico, sal 
cresidine, pirazolona T, sal de R – amino - ( 1 - amino-2 -naftol-3, 6- sal dissódico 
disulfónico), sal de Schaeffer (ácido - 6 - sulfônico 2- naftol, sal de sódio), naphthionate 
sódio, sulfanilamida e ácido 4 - Amino-naftalenossulfónico sal sódico (CHUNG, FULK e 
ANDREWS, 1981). 
A indução de aberração cromossômica foi avaliada após dois diferentes períodos da 
cultura celular de fibroblasto de Muntiacus Muntjac expostas em concentrações de 3, 5, 10 e 
20 µg/mL de tartrazina. Foi observado um aumento significativo em relação a quebras das 
cromátides e cromossomos dicêntricos quando comparados com os grupos controles em 
todos os grupos experimentais. Os autores sugerem que novos estudos são necessários para 
determinar o potencial mutagênico do corante (PATTERSON e BUTLER, 1982). 
 
 
 
30 
 
Tabela 5 - Ensaios in vitro de genotoxicidade do corante tartrazina. 
 
(NE): Não especifica; (-): Não utiliza 
Ensaio Tipo de mutação Ativação 
S9 
Dose Resultado Origem Referência 
Salmonella/microssoma 
TA1535, TA100, 
TA1537, TA1538, TA98 
Mutação de 
ponto 
Com e sem 0,05-1 
mg/placa 
Negativo Analítico (BROWN et 
al., 1978) 
Salmonella/ microssoma 
TA98, TA1537, TA100, 
TA1535 
Mutação de 
ponto 
Com e sem 0,165mg/placa Negativo Comercial (MUZZALL e 
COOK, 1979) 
Salmonella/ microssoma 
TA100 e TA98 
Mutação de 
ponto 
Com e sem NE Negativo Analítico (BROWN e 
DIETRICH, 
1983) 
Salmonella/ microssoma 
TA100 e TA98 
Mutação de 
ponto 
Com e sem NE Positivo 
(TA98) 
NE (HENSCHLER 
e WILD, 1985, 
apud EFSA, 
2009) 
Salmonella/ microssoma 
TA98, TA100, TA1535 
TA1537 e TA1538 
Mutação de 
ponto 
Com e Sem 5 -5000 μg 
/placa 
Negativo Analítico ( CHUNG; 
FULK e 
ANDREWS, 
1981) 
In vitro Muntiacus 
Muntjac 
Aberração 
Cromossômica 
- 3, 5, 10 or 20 
μg/ml 
Positivo NE (PATTERSON 
e BUTLER, 
1982) 
Aberração cromossômica 
E. Coli K-12 
Aberração 
Cromossômica 
- NE Negativo NE (KARPLIUK 
et al., 1984, 
apud EFSA, 
2009) 
Salmonella/ microssoma 
TA92, TA94, TA98, 
TA100, TA1535 e 
TA1537 
Mutação de 
ponto 
Com e Sem 5mg/placa Negativo NE (ISHIDATE, et 
al., 1984) 
31 
 
Continuação da Tabela 5- Ensaios in vitro de genotoxicidade do corante tartrazina 
 
Ensaio Tipo de 
mutação 
Ativação 
S9 
Dose Resultado Origem Referência 
Aberração 
Cromossômica em 
células de fibroblasto de 
hamster 
Aberração 
Cromossômica 
- 6 mg/ml Positivo NE (ISHIDATE, et al., 
1984) 
Salmonella/ microssoma 
TA98 e TA100 
Mutação de 
ponto 
Com e sem 0,1-5 
mg/placa 
Positivo 
(TA100) 
Analitico (MUNZNER e 
WEVER, 1987) 
Salmonella/ microssoma 
TA98, TA100, TA1535 
e TA1537 
Mutação de 
ponto 
Com e sem 25-2500 
mg/placa 
Positivo 
(TA98) 
NE (PRIVAL et 
al.,1988) 
Salmonella/ microssoma 
TA98 e TA100 
Mutação de 
ponto 
Com e sem NE Negativo NE (IZBIRAK et al., 
1990, apud EFSA, 
2009) 
Salmonella/ microssoma 
TA98, TA100, TA1535, 
TA1538 e E. coli WP2, 
WP2 uvrA e Wp2 uvrA 
pkM101 
Mutação de 
ponto 
Com e sem 1000-5000 
mg/placa 
Negativo NE (POLLASTRINI et 
al., 1990, apud 
EFSA, 2009) 
Salmonella/ microssoma 
TA97, TA98 e TA100 
Mutação de 
ponto 
Sem 100 -1000 
µg/placa 
Positivo 
(TA98) 
NE (DAS e 
MUKHERJEE, 
2004) 
Ensaio SCE em células 
de linfócitos humanos 
Aberração 
cromossômica 
- 0,02-8mM Positivo NE (MPOUNTOUKAS 
et al., 2010) 
(NE): Não especifica; (-): Não utiliza 
 
Ishidate et al. (1984) realizaram os ensaios de Salmonella/microssoma com as 
linhagens TA1535, TA100, TA1537, TA94 e TA98, além dos ensaios de aberrações 
32 
 
cromossômicas in vitro em células de fibroblastos de hamster chinês com 190 aditivos 
alimentares sintéticos e 52 aditivos alimentares derivados de fontes naturais. De um total de 
200 aditivos testados no ensaio de Salmonella/microssoma 14 apresentaram efeitos positivos 
e 54 de um total de 242 foram positivos no teste cromossômico. Em relação ao corante 
tartrazina, este apresentou resultados negativos no ensaio de mutagenicidade. Para o ensaio 
cromossômico, foi encontrado um pequeno aumento na incidência de células poliplóides 
após a exposição das células de fibroblastos de hamster chinês ao corante. 
O potencial mutagênico de metabólitos não identificados do corante tartrazina foi 
avaliado em amostras de urina de ratos através de ensaios de Salmonella/microssoma com as 
linhagens TA98 e TA100, empregando o método de pré - incubação. Após a adição de S9 foi 
observado um potencial mutagênico com doses dependentes para a linhagem TA98 
(HENSCHLER e WILD, 1985). 
Os resultados descritos por Henschler e Wild (1985) citados anteriormente não foram 
confirmados por Munzner e Wener (1987) ao administrarem uma dose única de 1,5 g / kg de 
peso corporal de tartrazina dissolvida em 2 mL de NaCl a 0,9% em ratos. Uma hora após 
essa administração foi coletado bile e por um período de 24horas foi coletado urina e fezes. 
Estas amostras foram tratadas e soluções foram preparadas, em seguida foi realizado um 
ensaio de mutagenicidade utilizando a metodologia de incorporação em placas com as 
linhagens TA98 e TA100 em presença e ausência de ativação metabólica. Os resultados 
foram negativos para as amostras de bile e urinas para ambas as linhagens. Porém para as 
amostras de fezes em doses de 5 mg/placa em presença de S9 foi observado um aumento 
significativo no número de revertentes quando comparadas ao grupo controle (MUNZNER 
e WENER, 1987). 
Prival et al. (1988) avaliaram a atividade mutagênica de 4 azocorantes (tartrazina, 
amarelo crepúsculo, amaranto e vermelho 40) e dos produtos após a sua azoredução, 
utilizando as linhagens TA98, TA100, TA1535 e TA1537, por meio do ensaio de 
Salmonella/microssoma empregando quatro metodologias diferentes. Os autores não 
observaram nenhuma atividade mutagênica para os corantes em doses variando de 0,1 a 10 
mg / placa, em ausência e presença de S9, usando a metodologia de incorporação em placas 
(1). O corante tartrazina também apresentou resultados negativos quando empregado o ensaio 
33 
 
de incorporação em placas utilizando extratos obtidos com éteres provenientes do corante 
(2). Já para os outros corantes foi observada uma atividade apenas em doses elevadas. Os 
corantes não mostraram atividade mutagênica quando testados com o ensaio de pré-
incubação em presença de flavina mononucleotídeo (FMN) e S9 provenientes de 
microssomas de fígado de hamster (3). Porém quando as amostras de corantes foram 
reduzidas com ditionito de sódio e em seguida extraída com éter (4), os corantes tartrazina e 
amarelo crepúsculo, apresentaram atividade mutagênica para a linhagem TA98 em doses 
mais elevadas de 2500 mg/placa na presença de S9. Já os corantes, amaranto e vermelho 40 
apresentaram atividade mutagênica em doses menores de 25 mg/placa e 1 mg/placa 
respectivamente para a linhagem TA98 em presença de S9, em doses mais altas foi observada 
atividade mutagênica para as linhagens TA100 e TA1537. 
No entanto, Das e Mukherejee (2004) avaliando o efeito mutagênico do corante 
tartrazina por meio do ensaio de Salmonella/microssoma utilizando a metodologia de 
incorporação em placas, observaram um aumento significativo no número de colônias 
revertentes da linhagem TA98 nas doses de 100 e 250 µg/placa. Além disso, o corante 
tartrazina por meio do ensaio (in vitro) em células humanas de sangue periférico apresentou 
um efeito