Dissertação - Marcelo Augusto Pereira Januário - 2015(1)

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2015 
 
UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS 
INSTITUTO DE QUÍMICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Contribuição do estudo fitoquímico de espécies de Psychotria L. 
(Rubiaceae): Psychotria goyazensis Müll. Arg. 
 
 
 
 
 
 
MARCELO AUGUSTO PEREIRA JANUÁRIO 
 
ORIENTADORA: PROF
a
. Dr
a
. LUCÍLIA KATO 
 
CO-ORIENTAÇÃO: PROF
a
 Dr
a
. CECÍLIA MARIA ALVES DE 
OLIVEIRA 
 
 
 
 
 
 
 
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
GOIÂNIA- 2015 
Universidade Federal de Goiás 
Instituto de Química 
 
 
 
 
 
 
Contribuição do estudo fitoquímico de espécies de Psychotria L. 
(Rubiaceae): Psychotria goyazensis Müll. Arg. 
 
 
 
 
 
 
 
MARCELO AUGUSTO PEREIRA JANUÁRIO 
 
 
 
 
 
 
 
Dissertação apresentada ao Instituto de 
Química da Universidade Federal de Goiás, 
como exigência parcial para a obtenção do 
título de Mestre em Química. 
 
 
 
Orientadora: Profa. Dr
a
. Lucília Kato. 
Co-orientadora: Profa. Dr
a
. Cecília Maria Alves de Oliveira. 
 
 
 
 
 
 
GOIÂNIA, 2015 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
À minha mãe Alexina, razão deste trabalho, 
pelo apoio ilimitado ao longo de toda minha 
vida. Te amo! 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
 
 
 
Nossa vida é feita de desafios, uns grandes, outros pequenos. Para mim, 
este trabalho foi um grande desafio, que trouxe momentos de desânimo, outros de 
euforia, e em todos eles, uma lição. É assim que chego ao fim desta etapa de vida, 
feliz por vencer mais uma vez e eternamente agradecido: 
À Deus, pela vida, saúde e forças diárias, o maior contribuinte para a 
concretização desta etapa. 
À Profa Dr
a
. Lucília Kato, pela orientação e principalmente pela 
compreensão e humanidade nos momentos difíceis que surgiram ao longo deste 
trabalho. 
À Profa Dra. Cecília Maria Alves de Oliveira, pela visão, pela sinceridade, 
pela disponibilidade e paciência! Nos dois sabemos o quanto ela (a paciência) se 
fez necessária, não é Professora? Rsrs... 
À colega de laboratório Aline P. Moraes, que me acolheu logo que 
cheguei, quando não sabia nem mesmo o que era uma placa de CCD! Também 
pela presença constante ao meu lado, com paciência, explicando e auxiliando em 
tudo! Abraço, minha amiga! Se fosse descrever a imensa ajuda que você me deu 
ao longo destes dois anos, eu precisaria de muito mais espaço! 
À colega e grande amiga Geralda Lemes, pela paciência ao me ensinar a 
técnica de CLAE e pelas inúmeras dicas de coluna! Abraço grande, minha amiga! 
Aos colegas de laboratório e amigos queridos Vinícius G. Wakui e Raquel 
F. Naves, Celice Novaes, que também me ajudaram DEMAIS! Só Deus para 
recompensá-los! 
Aos irmãos em Cristo Dionari e Eliúde, pela calorosa recepção quando 
cheguei a esta cidade e pelos constantes auxílios ao longo desta jornada! Deus os 
abençoe e os recompense! 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO 1 
 1.1. Família Rubiaceae. 1 
 1.2. A família Rubiaceae e substâncias bioativas 1 
 1.3. Alcaloides 2 
 1.4. Gênero Psychotria L. 4 
 1.5. Alcaloides de Psychotria L. 5 
 1.6. Descrição da espécie Psychotria goiazensis Mull. Arg. 10 
2 OBJETIVOS 11 
3 PARTE EXPERIMENTAL 13 
 3.1. Procedimentos gerais 14 
 3.2. Fracionamento fitoquímico de folhas, galhos e frutos de P. goyazensis. 15 
 3.2.1 1ª coleta, identificação e estudo das folhas. 15 
 3.2.2. Estudo dos frutos. 19 
 3.2.3. Estudo dos galhos. 21 
 3.2.4. 2ª Coleta das folhas. 22 
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO 24 
 4.1 Compostos isolados e/ou identificados nas folhas, galhos e frutos de P. 
goiazenses. 
25 
 4.2 Elucidação estrutural dos compostos isolados 26 
 4.2.1. Composto Pgfr 1 26 
 4.2.2. Composto Pgfr 2a 31 
 4.2.3. Composto Pgf 1 39 
 4.2.4. Mistura Pgf 7 (Identificação do harmano) 45 
 4.2.5. Composto Pgg 1 46 
 4.2.6. Mistura de compostos Pgf 2 48 
 4.2.7 Mistura de compostos Pgf 3 50 
 4.2.8. Mistura de compostos Pgf 5 51 
 
5 
 
Biossíntese de alcaloides de P goyazensis 
 
52 
6 CONCLUSÃO 55 
7 REFERÊNCIAS 56 
8 ANEXOS 68 
8.1 TABELAS 
 
 
Tabela 1 Variedade de alcaloides isolados de Psychotria L. 6 
Tabela 2 Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC) e 
COSY para o composto Pgfr 1 e calicantina. 
30 
Tabela 3 Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC) e 
COSY para o composto Pgfr 2ª. 
38 
Tabela 4 Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC) 
para o composto Pgf 1 e ácido estrictosidínico. 
44 
Tabela 5 Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC) 
para Pgf 7 (identificação do harmano) e harmano. 
46 
Tabela 6 Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC) e 
para o composto Pgg 1 e isoescopoletina. 
48 
Tabela 7 Tratamento cromatográfico da fração hexânica das folhas (1,5 g). 68 
Tabela 8 Tratamento cromatográfico da fração diclorometânica das folhas (1,5 g). 69 
Tabela 9 Tratamento cromatográfico das subfrações reunidas 53-74 (303,6 mg) 
provenientes da fração diclorometância das folhas (1,5 g). 
70 
Tabela 10 Tratamento cromatográfico da fração acetato de etila das folhas (1,95 g) 71 
Tabela 11 Tratamento cromatográfico da fração n-butanólica das folhas (1,04 g). 72 
Tabela 12 Massas e rendimentos obtidos na extração ácido-base do extrato etanólico 
bruto dos frutos (8,3 g) 
73 
Tabela 13 Purificação da fração CHCl3 neutra dos frutos (161 mg) 73 
Tabela 14 Purificação das frações reunidas acetato de etila básica (19 mg) e CHCl3 
básica (13 mg) dos frutos. 
74 
Tabela 15 Massas e rendimentos obtidos na extração ácido-base do extrato etanólico 
bruto dos galhos (5,3 g) 
74 
Tabela 16 Purificação da fração CHCl3 ácida dos galhos (50 mg) 75 
Tabela 17 Massas e rendimentos obtidos na extração ácido-base do extrato etanólico 
bruto das folhas, 2ª Coleta. (15,3 g). 
75 
Tabela 18 Purificação da fração CHCl3 neutra das folhas, 2ª coleta (94,8 mg). 76 
 
 
 
 
 
 
 
 
7.2 LISTA DE FIGURAS 
Figura 1 Metabólitos secundários bioativos isolados de espécies da família Rubiaceae. 2 
Figura 2 Alcaloides naturais bioativos. 4 
Figura 3 Cromatograma da injeção das subfrações reunidas na faixa de polaridade 
CHCl3/MeOH 60-70% da fração acetato de etila. 
17 
Figura 4 Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto das folhas. 18 
Figura 5 Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto dos frutos. 20 
Figura 6 Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto dos galhos 22 
Figura 7 Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto das folhas, 2ª coleta 23 
Figura 8 Compostos isolados e/ou identificados em P. goyazensis. 26 
Figura 9 Cone deblindagem dos elétrons π do anel aromático sobre os hidrogênios 
metilênicos do anel da calicantina. 
28 
Figura 10 Proposta de fragmentação para calicantina 29 
Figura 11 Correlações de HMBC ( ) para Pgfr 2a. 32 
Figura 12 Estruturas usadas como modelo para elucidação de Pgfr 2a.33 
Figura 13 Estruturas usadas como modelo para elucidação de Pgfr 2a. 33 
Figura 14 Sobreposição da região expandida entre 7,0-6,0 ppm dos espectros de RMN de 
1
H da calicantina (A) e de Pgfr 2a (B). 
34 
Figura 15 Sobreposição da região expandida entre 3,0-1,5 ppm dos espectros de RMN de 
1
H da calicantina (A) e de Pgfr 2a (B). 
34 
Figura 16 Expansão da região entre 7,0-6,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgfr 2a. 35 
Figura 17 Simulação de espectro ABX em programa WINDNMR-Pro. para Pgfr 2a; 
Constantes de acoplamento: JAB=5,8; JAX=0.8; JBX=6.1 Hz. 
35 
Figura 18 Proposta de fragmentação para Pgfr 2a. 36 
Figura 19 Correlações de HMBC ( ) para a unidade A de Pgf 1. 40 
Figura 20 Correlações de HMBC ( ) para a unidade B de Pgf 1. 41 
Figura 21 Correlações de HMBC ( ) que sustentam a conexão entre as unidades A, B 
e C de Pgf 1. 
41 
Figura 22 Configuração relativa do composto Pgf 1. Adaptado de NAVES, 2014. 41 
Figura 23 Cromatograma da injeção da solução padrão de ácido estrictosidínico (0,01 
mg/mL), com absorção máxima em 222,8 nm. 
43 
 
 
 
 
 
 
Figura 24 Cromatograma da co-injeção da solução padrão de ácido estrictosidínico com 
a solução da subfração Fr 5 proveniente de FnBuOH, mostrando aumento da 
área e altura do pico correspondente a este composto, com absorção máxima 
em 222,7 nm. 
43 
Figura 25 Biossíntese dos alcaloides ácido estictosidinico e harmano (Adaptado de 
BRUNETON, 1991 & DEWICK, 2000). 
53 
Figura 26 Biossíntese da calicantina (MAY & STOLTZ, 2006). 
 
54 
Figura 27 Espectro de RMN 
1
H (CD3OD, 500 MHz) para o composto Pgfr 1. 77 
Figura 28 Expansão da região entre 7,3-6,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgfr 1. 78 
Figura 29 Expansão da região entre 3,0-1,3 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgfr 1. 79 
Figura 30 Mapa de correlações de HSQC de Pgfr 1. 80 
Figura 31 Expansão da região entre 7,3-6,1 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgfr 1. 
81 
Figura 32 Expansão da região entre 5,6-4,0 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgfr 1. 
82 
Figura 33 Expansão da região entre 3,0-1,4 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgfr 1. 
83 
Figura 34 Mapa de correlações de HMBC de Pgfr 1. 84 
Figura 34 Expansão da região entre 7,2-6,3 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgfr 1. 
85 
Figura 36 Expansão da região entre 5,3-4,4 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgfr 1. 
88 
Figura 37 Expansão da região entre 3,0-1,5 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgfr 1. 
87 
Figura 38 Mapa de correlações de COSY de Pgfr 1. 88 
Figura 39 Expansão da região entre 7,1-6,3 ppm do mapa de correlações de COSY de 
Pgfr 1. 
89 
Figura 40 Expansão da região entre 3,0-1,5 ppm do mapa de correlações de COSY de 
Pgfr 1. 
90 
Figura 41 Espectro de massas de alta resolução ESI(
+
)FT-ICRMS de Pgfr 1. 91 
Figura 42 Espectro de RMN 
1
H (CDCl3/CD3OD,500 MHz) para o composto Pgfr 2a. 92 
Figura 43 Expansão da região entre 7,1-6,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgfr 2a. 93 
Figura 44 Expansão da região entre 3,0-1,4 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgfr 2a. 94 
Figura 45 Mapa de correlações de HSQC de Pgfr 2a. 95 
Figura 46 Expansão da região entre 7,1-6,2 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgfr 2a. 
96 
Figura 47 Expansão da região entre 4,9-4,3 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgfr 2a. 
97 
Figura 48 Expansão da região entre 3,0-1,5 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgfr 2a. 
98 
Figura 49 Mapa de correlações de HMBC para Pgfr 2a. 99 
Figura 50 Expansão da região entre 7,1-6,2 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgfr 2a. 
100 
Figura 51 Expansão da região entre 4,7-4,5 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgfr 2a. 
101 
Figura 52 
 
Expansão da região entre 3,0-1,5 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgfr 2a. 
 
102 
Figura 53 Mapa de correlações de COSY de Pgfr 2a. 103 
Figura 54 Expansão da região entre 7,0-6,0 ppm do mapa de correlações de COSY de 
Pgfr 2a. 
104 
Figura 55 Expansão da região entre 3,0-1,5 ppm do mapa de correlações de COSY de 
Pgfr 2a. 
105 
Figura 56 Espectro de massas de alta resolução ESI(
+
)FT-ICRMS de Pgfr 2a. 106 
Figura 57 Espectro de RMN 
1
H (CD3OD, 500 MHz) para o composto Pgf 1. 107 
Figura 58 Expansão da região entre 7,8-7,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 1. 108 
Figura 59 Expansão da região entre 5,9-5,2 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 1. 109 
Figura 60 Expansão da região entre 5,0-3,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 1. 110 
Figura 61 Expansão da região entre 2,7-2,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 1. 111 
Figura 62 Mapa de correlações de HSQC de Pgf 1. 112 
Figura 63 Expansão da região entre 7,6-6,6 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgf 1. 
 
113 
Figura 64 Expansão da região entre 5,5-2,0 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgf 1. 
114 
Figura 65 Mapa de correlações de HMBC para Pgf 1. 115 
Figura 66 Expansão da região entre 7,6-6,8 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgf 1. 
116 
Figura 67 Expansão da região entre 6,0-5,0 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgf 1. 
117 
Figura 68 Expansão da região entre 4,5-3,0 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgf 1. 
118 
Figura 69 Expansão da região entre 2,9-1,9 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgf 1. 
119 
Figura 70 Espectro de RMN 
1
H (CDCl3- TMS, 500 MHz) para o composto Pgf 7. 120 
Figura 71 Expansão da região entre 8,5-7,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 7. 121 
Figura 72 Expansão da região entre 3,5-2,5 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 7. 122 
Figura 73 Mapa de correlações de HSQC de Pgf 7. 123 
Figura 74 Expansão da região entre 8,5-7,3 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgf 7. 
124 
Figura 75 Expansão da região entre 3,4-2,5 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgf 7. 
125 
Figura 76 Mapa de correlações de HMBC para Pgf 7. 126 
Figura 77 Expansão da região entre 8,5-7,3 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgf 7. 
127 
Figura 78 Expansão da região entre 3,4-2,5 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgf 7. 
128 
Figura 79 Espectro de RMN de 
1
H (CDCl3-TMS, 500 MHz) para o composto Pgg 1. 129 
Figura 80 Expansão da região entre 7,6-6,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgg1. 130 
Figura 81 Expansão da região entre 4,5-3,5 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgg 1. 131 
Figura 82 Mapa de correlações de HSQC para Pgg 1. 132 
Figura 83 Expansão da região entre 7,7-6,0 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgg 1. 
133 
Figura 84 Expansão da região entre 4,0-3,8 ppm do mapa de correlações de HSQC de 
Pgg 1. 
134 
Figura 85 Mapa de correlações de HMBC para Pgg 1. 135 
Figura 86 Expansão da região entre 7,7-6,3 ppm do mapa de correlações de HMBC de 
Pgg 1. 
136 
Figura 87 Expansão da região entre 3,98-3,93 ppm do mapa de correlações de HMBC 
de Pgg 1. 
137 
Figura 88 Espectro de RMN 
1
H (CDCl3/CD3OD,500 MHz) para Pgf 2. 138 
 
 
 
 
 
Figura 89 Expansão da região entre 5,5-3,0 ppm espectro de RMN de 
1
H de Pgf 2. 139 
Figura 90 Expansão da região entre 2,5-0,5 ppm espectro de RMN de 
1
H de Pgf 2. 139 
Figura 91 Espectro de RMN 
13
C (CDCl3/CD3OD,125 MHz) para Pgf 2. 140 
Figura 92 Espectro de RMN de 
1
H (CDCl3/CD3OD,500 MHz) para Pgf 3. 141 
Figura 93 Expansão da região entre 5,5-3,0 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 3. 142 
Figura 94 Expansão da região entre 2,5-0,5 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgf 3. 142 
Figura 95 Espectro de RMN 
1
H (CDCl3-TMS, 500 MHz) de Pgf 5. 143 
Figura 96 Espectro de massas ESI (+)MS/MS do íon m/z 347 (calicantina).143 
Figura 97 Espectro de massas ESI (+)MS/MS do íon m/z 363 (Pgfr 2a). 144 
i 
 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS 
 
CC Cromatografia em Coluna 
CCD Cromatografia em camada delgada 
CCDA Cromatografia em camada delgada analítica 
CCDP Cromatografia em camada delgada preparativa 
COSY 
1
H-
1
H Correlation Spectroscopy 
d Dupleto 
dd Duplo dupleto 
ddd Duplo duplo dupleto 
HMBC Heteronuclear Multiple Bond Coherence 
HSQC Heteronuclear Single Quantum Coherence 
IV Infravermelho 
J Constante de Acoplamento 
lit. Literatura 
m Multipleto 
m/z Relação massa/carga 
p.f. Ponto de fusão 
ppm Parte por milhão 
RMN 
1
H Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio 1 
RMN 
13
C Ressonância Magnética Nuclear de Carbono 13 
s Simpleto 
sl Sinpleto largo 
t Tripleto 
td Triplo dupleto 
dt Duplo tripleto 
TMS Tetrametilsilano 
UV Ultravioleta 
δ Deslocamento químico. 
AchE Acetilcolinesterase 
BchE Butirylcolinesterase 
ii 
 
 
 
MAO-A Monoaminooxidase 
 
RESUMO 
 
 
 
A família Rubiaceae Juss. é a quarta maior família das Angiospermas com cerca de 
13000 espécies e 650 gêneros distribuídos pelas regiões tropicais ao redor do mundo. 
O gênero Psychotria L. é considerado o maior da família, compreendendo cerca de 
2000 espécies. Os metabólitos secundários mais importantes no gênero são os 
alcaloides, representativos de mais de 60% de todos os compostos isolados e 
caracterizados estruturalmente até 2013. A esses compostos é atribuída grande 
variedade de atividades farmacológicas, como antifúngica, antiinflamatória, 
anticonvulsivante e inibidora das enzimas monoaminooxidases A e B, relacionadas a 
doenças como Mal de Parkinson. Psychotria goyazensis Müll Arg. é uma espécie da 
família Rubiaceae, gênero Psychotria L., comumente encontrada no Cerrado e 
Amazônia. O fracionamento fitoquímico dos extratos brutos das folhas, galhos e frutos 
de P. goyazensis resultou no isolamento de dois alcaloides conhecidos, o quinolínico 
calicantina (Pgfr 1) e o indolmonoterpênico ácido estrictosidínico (Pgf 1), além de 
possibilitar a identificação do alcaloide harmano (Pgf 7) e de outro alcaloide inédito, a 
hidroxi-calicantina (Pgfr 2a) em misturas. Por outro lado, foram identificados também 
em misturas os triterpenos ácido ursólico e oleanólico (Pgf 2) bem como os esteroides 
sitosterol e estigmasterol nas formas livre (Pgf 5) e glicosilada (Pgf 3). O estudo 
fitoquímico de Psychotria goyazensis permitiu ainda o isolamento de um composto 
fenólico, a cumarina isoescopoletina (Pgg 1) e apontou um aspecto interessante desta 
planta, uma vez que não existe na literatura relato do isolamento simultâneo dos dois 
tipos de alcaloide (indolmonoterpênico e quinolínico) de uma mesma espécie do gênero. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
 
 
 
 
The Rubiaceae Juss. family is the fourth largest of angiosperms, with about 10,700 
species and 640 genera distributed throughout the tropical regions around the world.The 
genus Psychotria L. is the largest of the family, comprising about 2000 species. The 
single most important secondary metabolites of genus are alkaloids, representing over 
60% from isolated compounds and structurally characterized reported until 2013. To 
these compounds is attributed wide variety of pharmacological activities such as 
antifungal, anti-inflammatory, anticonvulsant and inhibitory monoaminooxidases 
enzymes A and B, related to diseases such as Parkinson's disease. Psychotria goyazensis 
Müll Arg. is a species of Rubiaceae family, genus Psychotria L., commonly found in 
brazilian midwestern. The fractionation of the crude extracts from leaves, twigs and 
fruits yielded two know alkaloids: calychantine (Pgfr 1) and strictosidinic acid (Pgf 
1) and it led to identify the harmane (Pgf 7) and also, a novel quinoline alkaloid named 
hydroxy-calychantine (Pgfr 2a).The triterpenes ursolic and oleanolic acid (Pgf 2) and 
steroids sitosterol and stigmasterol free (Pgf 5) and glycosylated (Pgf 3) were 
identified in mixtures. Also, the phytochemical study of P. goyazensis allowed to the 
isolation of a phenolic compounds, the coumarin isoescopoletin (Pgg 1) and pointed 
out an interesting aspect of this plant, since there are no reports in literature on the 
simultaneous isolation of both types of alkaloid of the same species of the genus. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. INTRODUÇÃO
1 
 
 
1.1. Família Rubiaceae 
 
Rubiaceae é a quarta maior família botânica dentre as angiospermas (VERGUTZ 
et al., 2010 apud DELPRETE, 2004 & CONSOLARO, 2008), estando presente em 
quase todo o globo, com cerca de 650 gêneros e 13000 espécies, ocupando o quarto 
lugar em diversidade (ROCHA SILVA & CHOZE, 2013). No Brasil essa família 
compreende cerca de 142 gêneros e 2182 espécies (BARBOSA et al.; 2014), 
apresentando grande variedade de hábitos, desde ervas, subarbustos até árvores e menos 
comumente, lianas. Os exemplares estão distribuídos nos mais diversos biomas como 
Amazônia, Mata Atlântica e Cerrado (BARBOSA, 2008). 
Existem cerca de 44 tribos estabelecidas; entretanto, devido à grande diversidade 
morfológica, há certa complexidade para o estudo filogenético (DELPRETE, 
ANDERSON &ALBERT, 2002). Não obstante, investigações recentes apoiadas em 
marcadores moleculares têm proposto a divisão da família em três subfamílias: 
Rubioideae, Cinchonoideae e Ixoroideae (ALEXANDRINO, MORES & Da CUNHA, 
2011). 
 
1.2. A família Rubiaceae e substâncias bioativas 
 
Inúmeros são os exemplos de metabólitos secundários com atividades 
biológicas isoladas de Rubiaceae, por exemplo as saponinas triterpênicas 
chiococcasaponinas 1, 2 e 3, das raízes de Chiococca alba, que apresentaram atividade 
antinflamatória (BORGES et al., 2013), as antraquinonas 4 e 5, obtidas das raízes de 
Prismatomeris fragrans, que exibiram moderada atividade antifúngica, antituberculose 
e citotóxica (5) (KWANJAI, SOMDEJ & RUCHANEE, 2005). Os flavonóides (-)-
epicatequin-3-O-β-glucopyranosídeo (6), e epi-catequina (7), isolados respectivamente, 
das folhas de Vangueria spinosa e Galianthe ramosa, exibiram atividade antibactericida 
(6) (CHATTERJEE, BHATTACHARJEE & CHANDRA, 2011) e antioxidante (7) 
(VASCONCELOS, 2009). Os iridóides asperulosídeo (8), escanderosídeo (9) e 
segunosídeo (10) apresentam efeito protetor contra danos nos rins, além de propriedades 
antiinflamatórias e imunomoduladoras de redução de ácido úrico (8 e 9) (HOU et al., 
2014), além de propriedade antidiabética (10) (AJALA & COKER, 2012). Os 
derivados fenólicos 11 e 12 foram isolados dos galhos de Alibertia sessilis, e 
2 
 
apresentaram atividade antifúngica (SILVA et al., 2005). As estruturas dos compostos 
1-10 estão relacionadas na Figura 1, abaixo. 
Os metabólitos secundários mais representativos da família Rubiaceae são os 
alcaloides, brevemente discutidos na seção 1.3. 
 
C(O)OR
O
HO
HO
OH
HO(O)C
O
 
R5
R4
O
O
R1
R2
R3
 
1 R= arap-rhap-(apif)-apif 
2 R= arap-rhap-xylp 
3 R= arap-rhap 
 
O
O
HO
OH
R1
OH
R2
R3
 
O
O
O
H2COOCH3C
H
H
OGLU 
O
COOH
H
H
HOH2C
OGLU 
6 R
1
=OH, R
2
= H, R
3
= β-glucopyranose 8 9 
7 R
1
= H, R
2
= OH, R
3
= H 
 
 
O O
O
OGLU
H
OCH3
HO
H3CO
O
O
O
OH OH
O
O
OH
OH
OH
O
OCH3
OCH3
OCH3
 
H3CO
HO
OH
OGLC
H3CO
OH
OCH3
 
 10 11 12 
Figura 1- Metabólitos secundários bioativos isolados de espécies da família Rubiaceae 
 
1.3. Alcaloides 
Os alcaloides são utilizados pela humanidade desde as civilizações pré-
históricas, o que dificulta conhecer a origem correta da descoberta destes compostos. 
Existem relatos, por exemplo, de que os Sumérios há 4000 anos a.C. já utilizavam chás 
 R
1
 R
2
 R
3
 R
4
 R
5
 
4 OH CH3 OH OMe OMe 
5 OH CHO OH H H 
3 
 
e infusões enriquecidos dessas substâncias, dentre eles a papoula, de Papaver 
somniferum, de onde se extrai o ópio (MARTINEZ, ALMEIDA & PINTO, 2009). 
Existem registros de que as civilizações milenares americanas Inca, Asteca, Maya, 
Olmeca e Tolteca também já utilizavam drogas cujos princípios ativos eram alcaloides, 
como a quina, a ipecacuanha e a coca (ALMEIDA et al., 2009). 
Alcaloide é um termo de difícil definicão, dada a grande diversidade estrutural, 
propriedades físico-químicas e ações farmacológicas destas substâncias; entretanto, em 
muitos textos, são definidos como compostos que possuem um ou mais átomos de 
nitrogênio pertencente(s) a um anel heterocíclico, apresentando intensa atividade 
biológica quando interagem com organismos vivos (MIURA, 2009 apud COSTA, 1994; 
ROBBERS et al., 1997; HENRIQUES et al., 2000; LIMA, 2008). 
 Não existe um sistema unificado para classificação destas substâncias, em 
grande parte devido à sua diversidade estrutural. SOUZA (2012) salienta que os 
principais critérios utilizados para classificar os alcaloides são biogênese, origem 
biológica, além de propriedades espectroscópicas e espectrométricas. Em relação à 
biogênese, a maioria destas substâncias são derivados de aminoácidos, sendo este fato 
usado como um dos principais critério de classificação. Assim, os chamados alcaloides 
tropânicos, derivados do núcleo de mesmo nome, são formados a partir dos 
aminoácidos ornitina e arginina (OLIVEIRA, 2008), enquanto os alcalóides 
pirrolizidínicos, derivados do núcleo pirrolizidínico, têm sua origem a partir dos 
aminoácidos L-valina , L-leucina, L-isoleucina e L-treonina (MARTINEZ, et al., 
2013). Os alcaloides benzilisoquinolínicos, aporfínicos, proaporfínicos, 
protoberberínicos, protopínicos e naftafenantridíneos são biossintetizados a partir dos 
aminoácidos fenilalanina e tirosina, ao passo que os alcaloides indólicos originam-se a 
partir do aminoácido L-triptofano (OLIVEIRA, 2008). Por sua vez, os alcaloides 
quinolínicos podem originar-se de duas vias distintas: a partir do aminoácido L-
triptofano ou pela via do ácido antranílico (SOUZA, 2012). 
Os alcaloides são conhecidos por sua acentuada ação farmacológica. Alguns são 
venenos potentes, como é o caso da coniina (13), presente em Conium macalatun, 
substância responsável pela morte do filósofo Sócrates em 399 a. C. (CORREIA, 
2001), a veratramina (14), presente em Veratrum californicum Durand, (KEELER & 
BINN, 1966; KEELER, 1968; 1973 &1989) e a estricnina (15), obtida a partir das 
4 
 
sementes de Strychnos nux-vomica (SCHMITT & ROSSATO, 2011 apud TILLEY et 
al., 2003). Outros exibem acentuados efeitos anestésicos, como os alcaloides do ópio, 
dentre eles a morfina (16) (RYAN & STEPHAN, 2001; KLOCKGETHER, 2002; 
NORN, 2005). Alguns destes compostos são altamente alucinógenos, como os 
alcaloides tropânicos da família Solanaceae, por exemplo a atropina (17), 
escopolamina (18) e hiosciamina (19), associados a práticas de bruxaria na Europa da 
Idade Média e Renascimento (MARTINEZ, ALMEIDA & PINTO, 2009). 
N
H 
HO
HN
H
H H
OH
N
O
O
N
H
H
 
coniina (13) veratramina (14) estricnina (15) 
 
HO
O
HO
H
N
 O
O
N
OH
 O
O
HOH2C
N
O
 
morfina (16) atropina (17) escopolamina (18) 
 O
O
N
OH
 
 hiosciamina (19) 
Figura 2-Alcaloides naturais bioativos. 
 
1.4 O Gênero Psychotria L. 
Psychotria L. é o maior gênero da família Rubiaceae, pertencendo à subfamília 
Rubioideae e tribo Psychotrieae, compreendendo cerca de 2000 espécies organizadas 
em três subgêneros (com base na morfologia e distribuição geográfica): Psychotria L. 
(espécies de distribuição pantropical que mostram similaridades morfológicas com 
espécies de Psychotria asiática L.); Heteropsychotria Steyerm (espécies que ocorrem 
na América e mostram grandes similaridades com o gênero Palicourea Neotropical) e 
5 
 
Tetramerae (Hiern) R. Petit (espécies que ocorrem na África e Madagascar) (KLEIN-
JÚNIOR et al., 2014). 
O gênero apresenta taxonomia complexa, sendo motivo de debate entre alguns 
autores seja pelo elevado número de espécies na tribo ou pela relativa falta de caracteres 
morfológicos disponíveis para definir os grupos (NEPOKROEFF et al., 1999), razões 
pelas quais têm sido estreitamente relacionado aos gêneros Palicourea e Cephaellis 
(TAYLOR, 1996) e por vezes aos gêneros Calycodendron e Calycosia (LIBOT et al., 
1987). Portanto, apenas com a utilização de caracteres morfológicos não é possível 
estabelecer limites que definam claramente esses gêneros. 
Estudos recentes têm apontado a quimiotaxonomia, área de estudos que auxilia 
na classificação levando em conta os constituintes químicos das espécies, como uma 
ferramenta útil no sentido de contribuir para uma classificação mais efetiva das mesmas, 
por meio da análise da rota biossíntética dos chamados marcadores taxonômicos (DA S. 
BOLZANI et al., 2001). De acordo com KLEIN-JÚNIOR e colaboradores (2014), os 
alcaloides são a principal classe de metabólitos secundários isolados de Psychotria L. e 
representavam , até 2013, cerca de 60% do total de compostos isolados e caracterizados 
estruturalmente de espécies do gênero. 
1.5 Alcaloides de Psychotria L. 
Os alcaloides de Psychotria L. estão divididos em dois grandes grupos. O 
primeiro engloba os alcaloides indolmonoterpênicos (Tabela 1, estruturas 20 a 35) e os 
alcaloides indólicos (Tabela 1, estruturas 36 a 41), representando a maioria das espécies 
de Psychotrias brasileiras, como é o caso de P. leiocarpa (LOPES et al., 2004), P. 
brachyceras (Do NASCIMENTO et al., 2007), P. stachyoides (PIMENTA et al., 2010), 
P. umbellata (BOTH et al., 2005; KERBER et al., 2014), P. myriantha (FARIAS, 
2006), P. prunifolia (FARIA, 2009), Psychotria acuminata (BERGER et al., 2012), P. 
capitata (WAKUI, 2014) e P. sp (MORAES, 2013), dentre outras. No segundo grupo 
estão os alcaloides polindólicos e quinolínicos (Tabela 1, estruturas 42 a 53) isolados de 
espécies como P. beccarioides (HART et al., 1974), P. forsteriana (ROTH et al., 1986), 
P. oleoides (LIBOT et al, 1987), P. rostrata (LAJIS, MAHMUD &,TOIA, 1993 ; 
TAKAYAMA et al, 2004), P. lyciiflora (JANNIC et al., 1999), P. colorata 
(ELISABETSKY et al., 1995) e P. glomerulata (SOLIS et al., 1997). Nos últimos anos 
6 
 
apareceram relatos do isolamento de alcaloides de espécies de Psychotria L, cujas 
estruturas não se encaixam em nenhum dos grupos citados acima, como é o caso de P. 
calocaropa (ZHOUA et al., 2010), P. henryi (LIU et al., 2013; LIU et al., 2014) (Ver 
Tabela 1, estruturas 49 a 53). 
 ALCALOIDE ESTRUTURA ESTRUTURA ATIVIDADE REFERÊNCIA 
20 N-β-D-
glicopiranosilvin- 
cosamida 
N
OGLU
N
O
O
H
HOGLU
 
P. leiocarpa Analgésica 
antioxidante 
FRAGOSO, 
2007; 
MATSUURA & 
FETT-NETO, 
2013 
21 braquicerina 
N
H
NH
H
O
H
HO
H
H
OGlc
COOMe 
P. brachyceras Efeito 
antiinflamatório e 
capacidade 
capturadora de 
oxigênio singleto 
Do 
NASCIMENTO, 
2007 
22 lialosídeo 
N
H
N
H3COOC
OGLC
 
P. suterella Potencial inibidor 
de MAO-A 
PASSOS et al., 
2013 
23 psicolatina 
N
H
NH
O
H
H
GlcO
H
OCOCH3 
P. umbellata Ansiolítica 
antidepressiva 
BOTH et al., 
2005 ; 
KERBER et al., 
2014 
24 lagambosídeo 
N
N
H
H
CH2OH
OGLC
 
P. acuminata ------ BERGUER et 
al., 2012 
25 5α-
carboxiestrictosidi
na 
N
H
NH
H
O
GlcO
CO2H
 
P. acuminata ------ BERGUER et 
al., 2012 
26 bahienosida B 
N
H
N
H O
H
H3CO2C
OGLC
O
OGLC
H
H3CO2C
 
P. acuminata 
P. sp 
------ BERGUER et 
al., 2012 
MORAES, 2013 
27 miriantosina 
N
H
NH
O
OGLU
HOOC
 
P. myriantha ---------- FARIA, 2010 
 
Tabela 1 – Alcaloides de Psychotria L. 
7 
 
28 desoxicordifolina 
N
H
N
O
H3COO
O
Glu
COOH
 
P. sp Inibidora 
moderada da 
enzina AChE. 
 
 
MORAES, 2013 
29 3,4-
dehidroepoxipsico
latina 
N
H
NH
O
H
H
GlcO
H
OCOCH3
O
 
P. umbellata ------- KERBER et al., 
2014 
30 N-4-1(R)2-
hidroxipropilpsico
latina 
N
H
N
O
H
H
GlcO
H
OCOCH3
OH
 
P. umbellata ------- KERBER et al., 
2014 
31 N-4-1(S)2-
hidroxipropilpsico
latina 
N
H
N
O
H
H
GlcO
H
OCOCH3
OH
 
P. umbellata ------- KERBER et al., 
2014 
32 angustina 
N
H
N
O
N
 
P. lacinata Inibidora das 
enzimas 
BChE, MAO-A. 
PASSOS et al., 
2013 
33 valesiachotamina 
lactona 
N
H
N
OCH3
O
O
O
H
 
P. lacinata Inibidora das 
enzimas 
BChE, MAO-A. 
PASSOS et al., 
2013. 
SACCONNAY 
et al., 2014 
34 E-
valesiachotamina NH
N
OCH3
O
H
O 
P. lacinata Inibidora das 
enzimas 
BChE, MAO-A. 
PASSOS et al., 
2013. 
35 Z-
valesiachotamina 
N
H
N
OCH3
O
H
O
 
P. lacinata Inibidora das 
enzimas 
BChE, MAO-A. 
PASSOS et al., 
2013. 
36 10-hidroxi-iso-
deppeaninol 
N
H
OH N H
O H
CH
2
O H
H
H
 
P. prunifolia ---------- FARIA, 2010 
37 10-hidroxi-
antirhina 
N
H
NOH
OH
H
H
H
 
P. prunifolia ---------- FARIA, 2010 
 Tabela 1 – Continuação-Alcaloides de Psychotria L. 
8 
 
38 prunifoleina 
N
H
N
H
H
O
H
 
P. prunifolia Potencial 
inibidor de 
monoami- 
noxidases e 
colinesterases 
SACCONNAY 
et al., 2014 
39 14-
oxoprunifoleina 
N
H
N
O H
H
O
H
 
P. prunifolia Antileishmania KATO et al, 
2012. 
 
40 bufotenina 
N
H
N
H3C
CH3
HO
 
P. capitata ------- RAMOS, 2008; 
MOREIRA, 
2011 
41 N-óxido de 
bufotenina 
OH
N
H
N
C H
3
C H
3
O
-
+
 
P. capitata ------- RAMOS, 2008; 
MOREIRA, 
2011 
42 psicotridina 
N
NH
N
NH
HN
N
N
H
N
HN
N
 
P. 
beccarioides 
Citotóxica HART et al., 
1974 
43 quadrigemina A 
H
N
N
HN
N
N
NH
N
H
N
 
P. forsteriana Citotóxica LI et al, 2013 
BERETZ, 1985 
 
44 
isopsicotridina B 
HN
N
N
NH N
NH
NH
N
N
H
N
 
P. oleoides Antiplaquetária BERETZ, 1985 
LIBOT et al., 
1987 
 
 Tabela 1 – Continuação-Alcaloides de Psychotria L. 
9 
 
45 
(+) quimonantina 
N
H
N
N
HN
H
H
 
P. rostrata Antibiótica TAKAYAMA et 
al, 2004. 
46 
meso-
quimonantina 
N
H
N
N
HN
H
H
 
P. lyciiflora Analgésica JANNIC et al., 
1999 
47 hodgkinsina 
N
H
N
N
HN
H
N
N
H
H
H
 
P. colorata Analgésica VEROTTA et 
al., 1998. 
 
ELISABETSKY 
et al., 1995 
48 glomerulatina 
N
NN
N
 
P. glomerulata ------- SOLIS et al., 
1997 
49 psicotriasina 
N
H
N
N
H
N
 
P. calocarpa ------- ZHOUA et al, 
2010 
50 psicotripina 
N
H
NN
N
N
N
H
 
P.pilifera ------- LI et al., 2011 
51 -------- 
H
N
N
H
N
N
 
P. henryi ------- LIU et al., 2013; 
52 -------- N
N
N
N
 
P. henryi ------- LIU et al., 2013; 
Tabela 1 – Continuação-Alcaloides de Psychotria L. 
10 
 
53 psicohenina 
H
N
NH
H
N
N
H 
P. henryi ------- LIU et al., 2014 
Tabela 1 – Continuação-Alcaloides de Psychotria L. 
1.6 Psychotria goyazensis Müll. Arg. 
Psychotria goyazensis Müll. Arg. tem como sinonímia Psychotria sunbundulata 
var. megapontica Muell. Arg. in Mart., Psychotria sunbundulata var. minor Müll. Arg. 
in Mart., e Psychotria argoviensis Steyerm, apresentando-se na forma de subarbusto 
ou arbusto de 0,5-2,5 m de altura, pouco ramificada. 
A espécie está amplamente distribuída no Equador, Colômbia, Venezuela, 
Guianas e no Brasil, onde ocorre nos estados do Amazonas, Pará, Mato Grosso, 
Tocantins e Goiás. A inflorescência ocorre entre os meses de maio e junho e entre 
novembro e janeiro, sendo que a frutificação ocorre entre os meses de janeiro a abril e 
de maio a julho (DELPRETE, 2010). Bioensaios anteriores com esta espécie assinalam 
atividade insenticida nos extratos do caule (TAVARES et al., 2013). Não há relatos na 
literatura de estudo fitoquímico desta espécie. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
 
 
 
 
 
 
2 OBJETIVOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
Tendo em vista o grande potencial das plantas da família Rubiaceae para produzir 
substâncias bioativas, o estudo fitoquímico de Psychotria goyazensis visa: 
 
 O isolamento dos componentes químicos de suas folhas, galhos e frutos e 
posterior elucidação dos mesmos por meio de técnicas espectroscópicas 
(Ressonância Magnética Nuclear uni e bidimensional (RMN 1D e 2D), 
Infravermelho (IV) e Espectrometria de Massas (EM). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
13 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. PARTE EXPERIMENTAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
14 
 
3.1 PROCEDIMENTOS GERAIS. 
 
O material coletado foi seco em estufa de ventilação forçada e moído em moinho 
de facas. Para eliminação dos solventes utilizou-se evaporador rotativo modelo MA 120 
da marca MARCONI
®
. 
As colunas cromatográficas (CC) foram realizadas utilizando sílica gel 60 (0,063 
- 0,200 mm), sílica gel 60 (0,05-0,200 mm) ou sílica gel 60 (0,040-0,063 mm) pelo 
sistema flash, além de SEPHADEX LH-20, em colunas de vidro de diâmetro e altura 
que variavam de acordo com a massa dos extratos a ser cromatografada. O 
monitoramento das colunas cromatográficas foi feito através de cromatografia em 
camada delgada analítica (CCD), utilizando-se placas de alumínio (sílica gel 60 F254), 
ou placas de vidro, confeccionadas com camada de sílica gel 60 Pf254. Para a 
cromatografia em camada delgada preparativa (CCDP) foram utilizadas placas em 
suporte de vidro de 0,75 mm de espessura. 
Os solventes utilizados nas separações cromatográficas apresentavamgrau de 
pureza P.A ou foram destilados. Os agentes reveladores usados foram ultravioleta -UV- 
(254 e 365 nm), reagente de Dragendorff (para alcaloides e compostos nitrogenados - 
reação positiva: coloração laranja), reagente anisaldeído (para esteroides, terpenoides e 
açucares-reação positiva: coloração roxa) e solução de ácido sulfúrico/metanol (1:1 
v/v), seguido de aquecimento (revelador universal). 
Em alguns casos foi empregada a técnica de Cromatografia Líquida de Alta 
Eficiência (CLAE) no modo analítico, por meio de cromatógrafo Dionex
®
, modelo ICS 
500 DC, SP,DP,EG,TC, acoplado a detector de arranjos de diodos (DAD) Ultimat 3000, 
coluna analítica Acclaim
®
120, C18, 5 µm (4,6 x100 mm), do Laboratório de Fisiologia 
Vegetal do Instituto de Ciências Biológicas I da Universidade Federal de Goiás. No 
modo preparativo utilizou-se cromatógrafo Shimadzu
®
, modelo LC8A, equipado com 
detector UV-Vis (SPD-M20A) e coluna Shim-pack PRESP-ODS (H) 5 µm, C-18, 250 
X20 mm. As amostras foram injetadas manualmente, 20 µL (analítico) e 2 mL 
(preparativo). 
Os espectros de RMN uni e bidimensionais (
1
H, 
13
C, COSY, HSQC e HMBC) 
foram obtidos em espectrômetro Bruker (operando a 500 MHz para 
1
H e a 125 MHz 
para 
13
C), sendo que os deslocamentos químicos foram dados em ppm, utilizando-se o 
TMS como padrão de referência interna sempre que possível. A determinação do ponto 
de fusão dos compostos foi realizada no fusômetro Karl Kolb e os espectros de massas 
15 
 
foram obtidos no espectrômetro de massas LTQ FT Ultra (ThermoScientific, Bremen, 
Germany), pelo método de ESI em modo positivo, no Núcleo de Competências em 
Química do Petróleo (NCQP), Universidade Federal do Espírito Santo, Vitória. 
 
3.2 Fracionamento fitoquímico de folhas, galhos e frutos de P. goyazensis. 
3.2.1 Coleta, identificação e estudo das folhas. 
 
A primeira coleta do material (folhas, galhos e frutos) ocorreu em fevereiro de 
2011 no Santuário da vida silvestre, Fazenda Vagafogo, Pirenópolis/GO, sendo a sua 
identificação realizada pelo Prof. Dr. Piero Giuseppe Delprete, Institut de Recherche 
pour le Développement (IRD), Cayenne, Guiana Francesa (França). A exsicata está 
depositada no Herbário da Universidade Federal de Goiás, Unidade de Conservação 
PRPPG, Campus II, Goiânia, GO, sob o número de registro 5705. 
As folhas secas e moídas (138,57 g) foram submetidas à extração com álcool 
etílico 99,5% (600 mL) em temperatura ambiente por uma semana com troca diária de 
solvente, o qual foi eliminado ao final desse período por meio de evaporador rotativo, 
resultando numa massa de 34,8 g de extrato etanólico bruto (EEBFI). O material obtido 
foi solubilizado em metanol (MeOH)/H2O 1:1 e particionado consecutivamente com os 
solventes hexano (Hex) (400 mL), diclorometano (300 mL), acetato de etila (AcOEt) 
(250 mL) e n-butanol (n-BuOH) (150 ml), obtendo-se 11,7 g de fração hexânica 
(FrHexFI), 7,4 g de fração diclorometânica (FrDCMFI), 1,95 g de fração acetato de 
etila (FrAcOEtFI), 1,04 g de fração n-butanólica (n-BuOHFI) e 10,3 g de fração 
hidrometanólica (FrHMFI), totalizando 32,39 g e contabilizando 93,07% de EEBF 
(Figura 4). 
Parte de FrHexFI (1,5 g) foi submetida ao fracionamento em coluna 
cromatográfica clássica (CC) de sílica gel 60 Merkc (Tabela 7, Anexos), utilizando os 
eluentes Hex e CH2Cl2 em gradiente de polaridade iniciando-se em 100% do primeiro e 
finalizando-se em 100% do último, de onde se coletou 206 subfrações de volumes 
variáveis entre 5-15 mL aproximadamente, as quais foram reunidas de acordo com seus 
perfis cromatográficos em CCD. As subfrações reunidas 53-79 (Hex/CH2Cl2 10%-20%, 
92 mg) forneceram, após evaporação do solvente, um sólido cristalino em forma de 
agulhas, que recebeu o código Pgf 5. 
 Parte de FrDCMFI (1,5 g) também foi purificada em CC (Tabela 8, Anexos) 
utilizando os mesmos métodos descritos para no item anterior, utilizando-se misturas de 
16 
 
Hex, CH2Cl2 e MeOH, iniciando-se em 100% do primeiro até 100% do último. Foram 
coletadas 242 subfrações de volumes variáveis entre 5 e 15 mL, as quais foram 
comparadas em CCD analítica e posteriormente reunidas de acordo com os perfis 
cromatográficos apresentados. As subfrações 53-74 (Hex /CH2Cl2, 30% - 45%, 303,6 
mg) foram submetidas a novo tratamento cromatográfico (CC, Sílica gel, sílica gel 60 
Merkc, Tabela 9, Anexos), utilizando-se os eluentes Hex/CH2Cl2/MeOH em gradiente 
de polaridade, de onde se coletaram 129 frações, reunidas de acordo com a similaridade 
em CCD. As subfrações reunidas 46-51 (CH2Cl2/MeOH, 15%-25%, 28,7 mg) 
apresentaram-se puras e receberam o código Pgf 2. Um sólido branco em forma de 
placas precipitou-se das subfrações reunidas 86-90 (CH2Cl2/MeOH, 30%-45%, 16,8 
mg) após evaporação do solvente e recebeu o código Pgf 3. 
FrAcOEtFI (1,95 g) foi purificada por meio de CC (Sílica gel, sílica gel 60 
Merkc, Ø = 3,0 cm e h = 20 cm, solventes Hex/CHCl3/MeOH em gradiente de 
polaridade, iniciando-se em 100% do primeiro e finalizando-se em 100% do último, 
Tabela 10, Anexos). Foram coletadas 259 subfrações, de volumes entre 5-15 mL, 
reunidas de acordo com sua similaridade em CCD analítica. 
As subfrações reunidas 212-259 (CHCl3/MeOH, 60-70%, 258,7 mg) mostraram 
em CCD a presença de um composto majoritário de alta polaridade, o qual foi analisado 
por comparação com padrão previamente isolado de Psychotria hoffmannseggiana 
(NAVES, 2014). Essa amostra foi analisada em CLAE no modo analítico, e a melhor 
condição encontrada para isolamento deste composto foi acetonitrila (ACN)/H2O, 
20:80, fluxo 1 mL/min e varredura em λ = 237, 254, 280 e 344 nm, injeção de 20 µL de 
amostra por análise. Esse composto, que apresentou absorção máxima em λ=222,6 nm e 
tempo de retenção (tr) na faixa de 4-4,7 min foi posteriormente isolado em CLAE 
preparativo (ACN/H2O, 20:80, fluxo 10 mL/min, varredura em λ 237 e 254 nm, injeção 
de 2 mL de amostra por vez, 10 injeções consecutivas, Figura 3); apresentou tr de 19,52 
min e foi codificado como Pgf 1 (196 mg). 
 
 
17 
 
 
Figura 3 – Cromatograma das subfrações que eluíram na faixa de polaridade 
CHCl3/MeOH 60-70% da coluna cromatográfica da fração AcOEt das folhas: 
isolamento de Pgf 1. 
 
FrnBuOHFI (1,04 g) foi submetida a uma filtração em Sephadex LH 20 (Ø = 4 
cm e h = 30 cm, Tabela 11, Anexos) utilizando-se consecutivamente misturas de CHCl3 
em MeOH e MeOH em H2O até 50% de H2O. Foram coletadas 120 subfrações ao todo, 
com volumes entre 5 e 50 mL, às quais foram agrupadas de acordo com os perfis 
cromatográficos apresentados. As subfrações reunidas 36-94 (ver Tabela 12, anexos) 
(CHCl3 /MeOH 40-75%, 36-94), foram analisadas em CCD juntamente com padrão de 
ácido estrictosidínico previamente isolado, o que possibilitou a identificação do mesmo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
0.0 2.5 5.0 7.5 10.0 12.5 15.0 17.5 20.0 22.5 25.0 27.5 30.0 min
0
25
50
75
100
125
150
175
200
225
250
275
300
325
mAU
Ultravioleta Ch2:254nm 
Ultravioleta Ch1:237nm 
0
1
2
3
4
/4
.7
57
/5
.3
95
/5
.9
00
/6
.1
70
/6
.5
43
/7
.4
62
/7
.8
91
/8
.8
89
/9
.7
14
/1
1.
35
8
/1
1.
56
6
/1
3.
84
2
/1
4.
28
3
/1
4.
78
3 /
14
.9
42
/1
5.
03
3
/1
6.
09
3
/1
7.
10
8
/1
7.
48
3
/1
7.
58
4
/1
9.
51
7
/2
1.
82
6
/2
4.
78
2
/2
6.
39
1
/2
7.
77
5
/2
8.
33
1
/4
.7
57
/5
.3
93
/6
.1
64
/6
.5
41
/7
.4
46 /7
.8
82
/8
.8
90
/9
.6
67
/1
1.
60
5
/13.
30
0
/1
3.
41
7
/1
4.
33
6 /1
6.
08
9
/1
7.
53
2
/1
9.
52
1
/2
1.
79
2
/2
4.
79
6
/2
6.
47
3
/2
8.
15
8
/2
8.
38
8
/2
9.
51
8
18 
 
Figura 4 - Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto das folhas (1ª coleta). 
Fração 
hidrometanólica 
Extrato 
etanólico 
(EEBFI) 
34,8 g 
Fração 
hexânica 
(FrHexFI) 
11,7 g 
Pgf 5 
92 mg 
Fração 
diclorometânica 
(FrDCMFI) 
7,4 g 
Subfrações na faixa de 
polaridade 
CHCl3/MeOH 30-45% 
Pgf 2-28,7 mg 
Pgf 3-16,8 mg 
Fração acetato de 
etila 
(FrAcOEtFI) 
1,95 g 
Subfrações na 
faixa de polaridade 
CHCl3/MeOH 
60-70% 
Pgf 1 
196,0 mg 
Fração N-BuOH 
(FrnBuOHFI) 
1,04g 
Identificação do 
ácido 
estrictosidínico. 
Resíduo 
hidrometanólico 
10,3 g 
●Partição líquido-líquido com os 
solventes hexano, CH2Cl2, AcOEt, N- 
BuOH. 
 
●Solubilizado em MeOH/H2O, 1:1 
19 
 
 
3.2.2 Estudo dos frutos de P. goyazensis. 
 
Os frutos secos (81,12 g) foram submetidos à extração com álcool etílico 99,5 % 
em temperatura ambiente de acordo com o mesmo procedimento utilizado para 
obtenção do extrato bruto etanólico das folhas. A evaporação do solvente resultou em 
uma massa de 8,3 g de extrato etanólico bruto (EEBFr). 
O extrato EEBFr foi solubilizado em uma solução de AcOH/H2O 1:9 e deixado 
sob agitação em agitador magnético (70 rpm) por 24 horas. Após este período, o extrato 
ácido obtido foi filtrado e iniciou-se a partição de acordo com o esquema da Figura 5. 
As massas e rendimentos estão relacionados na Tabela 13, Anexos. 
 
 
20 
 
Figura 5 - Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto dos frutos. 
 
Extrato 
etanólico 
8,3 g 
Solução aquosa 
ácida I 
Fração CHCl3 
ácida 
3,44 g 
Solução aquosa ácida 
II 
Solução 
aquosa neutra I 
Fração CHCl3 neutra 
161,1 mg 
CC SiO2 flash, Tabela 13, anexos. 
CHCl3/MeOH 20-25% 
calicantina (Pgfr 1) 
12,4 mg 
Solução 
aquosa neutra 
II 
Solução aquosa básica I 
Fração CHCl3 
básica 
13 mg 
Reunida com 
FrAcOEt básica 
devido à similaridade 
em CCD. 
Fração AcOEt básica 
19 mg 
CCDP junto com CHCl3 básica 
(Tabela 14, Anexos) 
CHCl3/MeOH 10% 
Pgfr 2a 
2,2 mg 
Fração n-BuOH 
básica 
980 mg 
ácido 
estrictosidínico 
via CCD 
Resíduo 4,04 g 
● Filtração; 
●Extração com CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
 
●Neutralização com NH4OH até PH 7. 
 
● Extração com CHCl3 (4x 50 mL). 
 
 
●Adição de NH4OH até PH 9,10. 
 
 
●Extração consecutiva com CHCl3, 
AcOEt e N-BuOH, 4x 50 mL cada. 
 
21 
 
3.2.3 Estudo dos galhos P. goyazensis. 
 
Os galhos, depois de secos e moídos (121,2 g), foram submetidos ao mesmo 
procedimento aplicado às folhas e frutos para obtenção do extrato bruto. A evaporação 
do solvente resultou em uma massa total de 5,3 g de extrato etanólico bruto (EEBG), 
que foi submetido à extração ácido-base, utilizando-se metodologia já descrita, 
resultando nas frações e subfrações relacionadas no esquema da Figura 6. As massas e 
rendimentos estão relacionadas na Tabela 15, Anexos. 
 
22 
 
 
Figura 6 - Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto dos galhos. 
 
3.2.4 Estudo das folhas (2º Coleta) de P. goyazensis. 
 
 As folhas secas e moídas (90,8 g) forneceram 15,35 g de extrato (EEBFII), que 
foi submetido à mesma metodologia clássica de extração de alcaloides, de acordo com 
esquema abaixo. As massas e rendimentos estão relacionadas na Tabela 17, Anexos. 
Extrato 
etanólico 
5,3 g 
Solução aquosa 
ácida I 
Fração CHCl3 
ácida 
2,3 g 
CCDP (50 mg) 
CHCl3/MeOH, 9,5: 0,5 
cumarina (Pgg 1) 3,6 mg 
ácido siríngico (Pgg 2) 3,3 mg 
 
Solução aquosa ácida 
II 
Solução aquosa 
neutra I 
Fração CHCl3 
neutra 
23 mg 
Não foram isolados 
metabólitos 
Solução aquosa 
neutra II 
Solução 
aquosa básica I 
Fração 
CHCl3 
básica 
25,4 mg 
Não foram 
isolados 
metabólitos 
Fração 
AcOEt básica 
30 mg 
Não foram 
isolados 
metabólitos 
Fração n-BuOH 
básica 
452,5 mg 
ácido 
estrictosidínico 
via CCD 
Resíduo 2,12 g 
● Filtração; 
●Extração com CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
●Extração com 
CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
●Neutralização com 
NH4OH até PH 7 
 
●Extração com 
CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
●Adição de NH4OH 
até PH 9,10. 
 
 
●Extração 
consecutiva com 
CHCl3, AcOEt e N-
BuOH, 4x 50 mL 
cada. 
 
23 
 
 
Figura 7- Obtenção e fracionamento do extrato etanólico bruto das folhas/ 2ª Coleta. 
 
 
 
 
 
Extrato etanólico 
(EEBFII) 
15,3 g 
Solução 
aquosa ácida I 
Fração CHCl3 
ácida 
2,85 g 
Solução aquosa 
ácida II 
Solução 
aquosa neutra 
I 
Fração CHCl3 neutra 
94,8 mg 
CC (Tabela 18, Anexos) 
CHCl3/MeOH, 10-20% 
Mistura Pgf 7 (4,2 mg) 
Solução 
aquosa neutra 
II 
Solução aquosa básica I 
Fração CHCl3 básica 
35,3 mg 
CCDP 
CHCl3/MeOH, 9:1 
Não foram isolados 
metabóltos. 
Fração 
AcOEt 
básica 
30,4 mg 
Fração n-BuOH básica 
678,9 mg 
ácido estrictosidínico 
via CCD 
Resíduo 9,89 g 
● Filtração; 
●Extração com CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
●Extração com CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
●Neutralização com NH4OH até PH 7 
 
●Extração com CHCl3 (4 x 50 mL). 
 
 
 
●Extração consecutiva com CHCl3, 
AcOEt e N-BuOH, 4x 50 mL cada. 
 
●Adição de NH4OH 
Até PH 9,10. 
 
 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
4.1 Compostos isolados e/ou identificados nas folhas, galhos e frutos de P. 
goyazensis. 
 
O estudo fitoquímico de P. goyazensis levou ao isolamento dos alcaloides ácido 
estrictosidínico (Pgf 1) e calicantina (Pgfr 1), e da cumarina escopoletina (Pgg 1), além 
de possibilitar a identificação em misturas dos triterpenos ácido ursólico e oleanólico 
(Pgf 2), dos esteroides sitosterol e estigmasterol na forma glicosilada (Pgf 3) e livre 
(Pgf 5) e dos alcaloides Pgfr 2a (na mistura Pgfr 2) e harmano (na mistura Pgf 7). 
N
H
H
N
N
N
5
6
7
4
4a
7a 8a
1
3
2
A
B
9
 
N
H
H
N
N
N
5
6
7
4
4a
7a 8a
3
2
9
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
8a
3'
2'
1'
OH
1
A
B
9'
 
N
H
NH
O
COOH
H
H
H
9
12
7
6 5
3
14
15
17
18
19
22
GlcO
 
calicantina (Pgfr 1) (Pgfr 2a) ácido estrictosidínico (Pgf 1) 
N
H
N
3
56
7
9
10
12
13
 O O
2
10
5
6
7
3
HO
O
H3C
 
harmano (Pgf 7) (Pgg 1) 
HO
H COOH
3
5
25 26
29
30
18 28
27
13
12
11
2
 
HO
H COOH
3
25
5
26
27
28
13
12
18
29 30
11
2
 
ácido ursólico (Pgf 2) ácido oleanólico (Pgf 2) 
Figura 8 - Compostos isolados e/ou identificados nas folhas, galhos e frutos de P. 
goyazensis 
 
26 
 
O
3 5
18
6
23
22
O
HO
HO
H
OH
OH
19
H
 
O
3 5
18
6
23
22
O
HO
HO
H
OH
OH
19
H
 
sitosterol glicosilado (Pgf 3) estigmasterol glicosilado (Pgf 3) 
HO
3 5
19
6
23
22
18
H
8
H H
28
25HO
3 5
19
6
23
22
18
H
8
H H
28
25
 
sitosterol (Pgf5) estigmasterol (Pgf 5) 
Figura 8 – Continuação- Compostos isolados e/ou identificados nas folhas, galhos e 
frutos de P. goyazensis. 
 
4.2.1. Composto Pgfr 1 
 
N
H
H
N
N
N
5
6
7
4
4a
7a 8a
1
3
2
A
B
9
 
 
O composto Pgfr 1 (12,4 mg, p.f. 242-249ºC, lit. p.f. 245 ºC, ADJIBADE et al., 
1992, p.f. 251-252 ºC VEROTTA et al., 1998 °C) foi isolado da fração clorofórmica 
neutra dos frutos como um sólido de coloração amarela solúvel em mistura de 
CHCl3/MeOH, apresentando cor azul em luz UV (254 nm) e reação positiva para o 
Massa molecular (g. mol
-1
) 346,4688 
Quantidade isolada (mg); percentual do extrato bruto (%) 12,4; 0,15 
Fórmula molecular C22H26N4 
Aspecto Sólido amarelo 
27 
 
reagente Dragendorff. No espectro ESI (+) FT-ICR MS (Figura 41 – Anexos) 
identificou-se o íon m/z 347.22132 detectado no espectro como [M+H]+ e 
correspondente à fórmula molecular [C22H26N4 + H
+
] (massa molecular calculada: m/z 
347.22302, erro de 4,90 ppm). 
O espectro de RMN de 
1
H (CD3OD, 500 MHz-TMS, Figura 27, Anexos) de 
Pgfr 1 mostra quatro sinais para hidrogênios aromáticos (Figura 23, Anexos) em 
δ 7, 08 (dd, J = 7,9 e 1,3 Hz, 1H, H-4), δ 6,56 (ddd, J = 7,9, 7,1 e 1,3 Hz, 1H, H-5), δ 
6,82 (ddd, J = 7,9, 7,1 e 1,3 Hz, 1H, H-6) e δ 6,35 (dd, J = 7,9 e 1,3 Hz, 1H, H-7), cujos 
padrões de multiplicidade e constante de acoplamento são compatíveis com anel 
aromático orto-substituido (ADJBADE et al. 1992), os quais, pelo mapa de correlações 
de HSQC (Figuras 28 e 29/Anexos), encontram-se correlacionados aos carbonos em e δ 
124,7 (C-4), δ 117,4 (C-5), δ 127,3 (C-6) e δ 112,2 (C- 7). 
Na região entre δ3,00-1,0 ppm foram identificados sinais de hidrogênios 
metilênicos em δ 2,95 (dd, J = 11,8 e 3,4 Hz,1H, H-2a) /δ 2,48 (dd, J = 13,1 e 11,8 
Hz,1H, H-2b) e em δ 2,99 (dd, J = 13,1 e 5,2 Hz,1H, H-3b) /δ 1,57 (dd, 13,1 e 3,4, 1H, 
H-3a) (Figura 29 – Anexos) os quais aparecem no espectro de HSQC (Figuras 30 e 33 – 
Anexos) correlacionados aos carbonos sp
3 em δ 46,8 e δ 29,2, sugerindo a presença de 
hidrogênios metilênicos ligados a heteroátomo. 
O hidrogênio metilênico H-3a mostrou deslocamento químico atípico em relação 
ao seu vizinho H-3b. Isso ocorre devido ao fenômeno de anisotropia magnética, 
causado pela movimentação dos elétrons π do anel aromático. Essa movimentação gera 
um campo magnético secundário oposto a B0 (campo magnético principal) no interior 
do anel e alinhado a B0 do lado externo deste, levando à formação de um cone de 
desblindagem de modo que hidrogênios situados no interior ou próximos a este cone 
estarão mais desblindados e irão precessar a frequências menores do que aqueles 
situados do lado externo do cone. Consequentemente, estes hidrogênios externos 
apresentarão menores descolamentos químicos. No caso da calicantina, o cone de 
desblindagem gerado pelos elétrons π do anel aromático (Figura 9) desblinda o 
hidrogênio equatorial H-3a (que está dentro do mesmo), justificando o menor 
descolamento químico deste em relação a seu vizinho H-3b. 
 
 
 
 
28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9 – Efeito anisotrópico da nuvem de elétrons π do anel aromático sobre os 
hidrogênios metilênicos do anel da calicantina. 
 
O mapa de contornos de HMBC (Figuras 34 a 37 – Anexos) mostrou correlações 
entre H-4/C-6/C-7a, H-7/C-5/C-4a confirmando o anel dissubstituído e ainda entre H-
4/C-9 e H-3/C-4a, comprovando a conexão entre as partes aromática e alifática. Por 
outro lado, o experimento COSY (Figuras 38 a 40 – Anexos) permitiu verificar 
correlações entre os hidrogênios aromáticos H-4/H-5/H-6 e H-7 e entre os hidrogênios 
metilênicos diastereotópicos H-2a/2b, H-3a/3b. 
 
Os dados espectroscópicos e espectrométricos, além da comparação com dados 
da literatura (ADJIBADE et al., 1992; VEROTTA, 1998; Da ROSA, 2009) permitiram 
a identificação da estrutura Pgfr 1 como sendo o alcaloide calicantina (Tabela 2). 
O espectro de massas ESI (+)-MS/MS (Figura 96 – Anexos) de Pgfr 1 mostrou a 
presença dos íons m/z 316 e m/z 290, referentes à perda dos fragmentos CH5N e C3H7N 
obtidos, de acordo com o caso, pela migração de hidrogênio e pela quebra das ligações. 
A proposta de fragmentação está na Figura 10. 
 
29 
 
N
H
N
H
N
N
+
C H
3
C H
3H
N
N
H
N
C H
3
+
CH
3
N H
2
m/z 347
m/z 316
N
+
N
H
N
C H
3
N
C H
3HH
..
: N
N
H
N
C H
3
N
+
C H
3H
H
N
+
N
H
N
N
C H
3
C H
3H H
H
H
H
m/z 347
N
+
N
H
N
C H
3
N
C H
3HH H
HH
N
+
N
H
N
C H
3
H
H
H
CH 3
N H C H 2
:
m/z 290
:
..
N
+
N
H
N
C H
3
H H
H
..
 
Figura 10 - Proposta de fragmentação da calicantina (Adaptado de NAKANO & 
MARTIN, 1976). 
 
 
 
30 
 
 
Tabela 2 - Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC) para o composto Pgfr 1 e calicantina* 
Posição Pgfr1 *calicantina 
13
C
(a)
 H;
(a)
 multiplicidade; 
J (Hz) 
HMBC COSY 
13
C
(a)
 H; 
(a)
 multiplicidade; 
J (Hz) 
2b 
2a 
46,8 2,95; dd, 11,8 e 3,4, 1H 
2,48; dd, 13,1 e 11,8, 1H 
C-9/ C-3 H-2/H-3/H-3’ 47,6 2,84; dd; 12,0 e 4,0 
2,42; ddd; 13,8 12 e 4,0 
3a 
3b 
29,2 1,57; dd, 13,1 e 3,4,1H 
2,99; dd, 13,1 e 5,2, 1H 
C-9/C-4
a
 
C-4
a
 
H-3/H-2/H-2’ 31,7 1,45; dd; 13,8 e 2,5 
------- 
4 124,7 7,08; dd; 7,9 e 1,3 1H C-9/C-6 / 
C-7
a
 
H-5 125,6 7,05; d; 7,8 
5 117,4 6,56; ddd; 7,9, 7,1 e 1,3, 
1H 
C-7 / C-4
a
 H-4/H-6 117,8 6,50; t; 7,8 
6 127,3 6,82; ddd; 7 9, 7,1 e 1,3, 
1H 
C-4 / C-7
a
 H-5/H7 128,0 6,78; t; 7,8 
7 112,2 6,35; dd; 7,9 e 1,3 1H C-5 / C-4
a
 H-6 113,3 6,30; t; 7,8 
3
a
 34,8 -------- ------- 36,4 ------ 
4
a
 122,3 -------- ------- 121,2 ------ 
7
a
 144,1 -------- ------ 145,8 ------ 
8
a
 71,9 4,91; s; 1H C-9 / C-7
a
 72,8 4,71; s 
N-CH3 NO
#
 2,63; s; 3H C-2 / C-8
a
 41,9 2,54; s 
aδ ppm ; *1H e 13C (300 e 75 MHz, respectivamente, CD3OD, Da ROSA, 2009). 
#
NO: Correlação não observada.
 
 
13 
 
31 
 
Na família Rubiaceae, este alcaloide já foi isolado de Palicourea coriacea 
(NASCIMENTO, 2006) e Psychotria rostrata (VEROTTA et al., 1998), dentre outras. 
O composto apresenta atividade anticonvulsivante (CHEBIB et al., 2003), antibiótica 
(ZHANG et al., 2005) e a antifúngica (ZHANG et al., 2009). 
 
4.2.2. Composto Pgfr 2a 
 
N
H
H
N
N
N
5
6
7
4
4a
7a 8a
3
2
9
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
8a
3'
2'
1'
OH
1
A
B
9'
 
 
O composto Pgfr 2a foi identificado na mistura Pgfr 2 (3,4 mg), a qual foi 
obtida das frações reunidas clorofórmica e acetato de etila básica dos frutos como um 
óleo marrom, apresentando coloração azul em UV (254 nm) e reação positiva para o 
regente Dragendorff. 
O espectro de RMN de 
1
H da mistura (CDCl3/CD3OD, 500 MHz -TMS, Figura 
42 – Anexos) mostrou sinais para o composto já isolado Pgfr 1, além de sinais para 
outros três hidrogênios aromáticos em δ 6,58 (1H, H-4’) e δ 6,42-6,38 (2H, H-6’ e H-5’) 
(Figuras 14 e Figura 43 – Anexos), sugerindo a presença de outro anel aromático 
monosubstituído na estrutura. 
Sinais para hidrogênios em δ 2,79 (ddd; J =11,6 e 3,5; 2H; H-2a/H-2’a) / δ 2,41 
(ddd; J =13,3; 11,6 e 3,5; H-2b/H-2’b) e δ 2,98 (dt, J =13,3 e 5,6; 2H, H-3b/H-3’b) / δ1,44 (dd, J =13,1 e 3,5, H-3a/H-3’a) (Figura 15) e (Figura 44 – Anexos) sugerem a 
presença na estrutura de dois conjuntos distintos de grupos metilênicos diastereotópicos 
(2a, 2’a/3b, 3’b). Por outro lado, foram observados sinais de grupos metílicos ligados a 
heteroátomo em δ 2,53 (s, 3H, H-1) e δ 2,49 (s, 3H, H-1’). 
Massa molecular (g. mol
-1
) 362,4682 
Fórmula molecular C22H26N4O 
32 
 
O espectro bidimensional HSQC (Figuras 45 a 48 – Anexos) mostrou 
correlações entre os hidrogênios aromáticos e carbonos na faixa de δ 110-130 ppm 
(Tabela 3), deslocamentos típicos de carbonos sp
2
 de sistema aromático. O experimento 
mostra ainda (Figura 48 – Anexos), as correlações dos grupos metilênicos CH2 (2a/2’a), 
CH2 (3b/3’b) e metílicos (H-1/1’) com os carbonos em δ 47,3 (C-2), δ 31,7 (C-3) e δ 
42,5 (C-1/1’), respectivamente. Além disso, foram identificadas duas correlações 
(Figura 47 – Anexos) de hidrogênios em δ 4,66 e δ 4,54 e carbonos δ 72,3 e δ 72,6, 
respectivamente, sugerindo a presença de dois grupamentos metínicos distintos ligados 
a heteroátomo. 
O experimento de HMBC (Tabela 3, Figura 11 e Figuras 49 a 52-Anexos), 
mostrou correlações entre H-4/C-9, H-4/C-9’, H-8a/C-9/C-7 e H-8a’/ C-9’ que 
comprovam a união entre as unidades aromática e alifática, estabelecendo a presença 
das duas unidades quinolínicas. Por sua vez, a análise do experimento COSY (Figuras 
54 e 55– Anexos) mostrou correlações entre os hidrogênios H- 4/ H-5/H-6 e H-7 para a 
unidade A, e H-4’/H-5’/H-6’, para a unidade B. Este experimento mostrou, ainda, 
correlação entre os hidrogênios metilênicos H-2a/2b e H-2’a/2’b e H-3a/H-3b e H-
3’a/H-3’b (Figura 55– Anexos). 
5
6
7
4
4 a
7 a
8 a
3
2
3 a
4 '
5 '
6 '
7 '
7 a '
4 a '
8 a
2 '
3 '
1 '
1
N
H
N
H
N
N
O H
 
Figura 11 - Correlações de HMBC ( ) para Pgfr 2a. 
 
A posição da substituição na unidade quinolínica B não pôde ser confirmada 
somente pelo deslocamento e pelo padrão de acoplamento dos hidrogênios H-4’/H-
5’/H-6’ e por este motivo, modelos estruturais reportados na literatura foram utilizados 
com o objetivo de atribuir corretamente a substituição. Na Figura 12 estão registrados 
os valores de deslocamento de 
1
H e 
13
C encontrados para as estruturas substituídas em 
3’ 
2’ 
33 
 
6’ e 4’, respectivamente; para a estrutura substituída em 7’, os dados de RMN estão na 
Figura 13. 
H
N
4'
5'
6'
6,42-6,45,m
1,2,3,4-tetrahydroquinolin-7-ol
RMN de 1H em CDCl3, 400MHz
NISHIYAMA et al., 2003
OH
7'
H
N
4'
5'
6'
6,72, d, 7,49 Hz
7,08,t, 7,54 Hz
6,65, d, 7,39 Hz
R=C4H9
2-butyl-1,2,3,4-tetrahydro-5-quinolinol 
RMN de 1H em DMSO-d6, 200 MHz
FERRANTI et al., 1999.
7'
OH
R
H
N
4'
5'
6'
116,8
118,3
1,2,3,4-tetrahydroquinolin-7-ol
RMN de 13C em CDCl3, 400MHz
NISHIYAMA et al., 2003
OH
7'
6,42-6,45,m
6,42-6,45,m 118,3
117,9
138,6
116,8
Não foram encontrados dados 
de RMN de 13C
H
N
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
OH
6,58,m
6,42-6,38, m
6,42-6,38, m
Pgfr 2a
RMN de 1H emCDCl3/CD3OD,
500 MHz.
H
N
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
OH
123,5
116,7
113,3
Pgfr 2a
RMN de 13C emCDCl3/CD3OD,
125 MHz.
133,4 142,3
 
Figura 12- Estruturas usadas como modelo para elucidação de Pgfr 2a. 
H
N
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
OH
6,58,m
6,42-6,38, m
6,42-6,38, m
H
N
5
6
7
8
6,49-6,39, m
6,49-6,39,m
6,49-6,39,m
OH
Pgfr 2a
RMN de 1H emCDCl3/CD3OD,
500 MHz.
8-Hydroxy-1,2,3,4-tetrahydroquinoline
RMN de 1H em CDCl3, 400 MHz
 NISHIYAMA et al., 2003.
H
N
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
OH
123,5
116,7
113,3
Pgfr 2a
RMN de 13C emCDCl3/CD3OD,
125 MHz.
133,4 142,3
H
N
4'
5'
6'
7'
7a'
4a'
OH
123,9
112,9
112,4
8-Hydroxy-1,2,3,4-tetrahydroquinoline
RMN de 13C em CD3OD,100 MHz.
NISHIYAMA et al., 2003.
134,4 145,5
 
Figura 13 - Estruturas usadas como modelo para elucidação de Pgfr 2a. 
34 
 
Os hidrogênios H-4’/H-5’ e H-6’ mostraram padrão de acoplamento de 2ª ordem 
(Figuras 14 a 17) de acordo com simulação feita por meio do uso do software 
WINDNMR (http://www.chem.wisc.edu/areas/reich/plt/windnmr.htm), sugerindo a 
presença de um sistema ABX para o anel B de Pgfr 2a. Os valores das constantes de 
acoplamento estão apresentados na Figura 17. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 14 – Sobreposição da região expandida entre 7,0-6,0 ppm dos espectros de 
RMN de 
1
H da calicantina (A) e de Pgfr 2a (B). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 15 – Sobreposição da região expandida entre 3,0-1,5 ppm dos espectros de 
RMN de 
1
H da calicantina (A) e de Pgfr 2a (B). 
M -P G F F R 4 5 -5 3 .0 1 1 .E S P
7.3 7.2 7.1 7.0 6.9 6.8 6.7 6.6 6.5 6.4 6.3 6.2
Chemical Shif t (ppm)
0
0.05
0.10
0.15
N
o
rm
al
iz
e
d 
In
te
n
si
ty
0.980.940.970.99
7.
10 7.
09
7.
08
6.
85
6.
83
6.
82
6.
82
6.
59
6.
58
6.
57
6.
56
6.
55
6.
37
6.
37
6.
36
6.
36
L -P G F _ F R 4 .0 1 2 .E S P
7.3 7.2 7.1 7.0 6.9 6.8 6.7 6.6 6.5 6.4 6.3 6.2 6.1
Chemical Shif t (ppm)
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
N
o
rm
al
iz
e
d 
In
te
n
si
ty
0.992.101.091.161.101.03
7.
01
7.
01
7.
00
7.
00
6.
81
6.
79
6.
78
6.
77
6.
59
6.
58 6.
58
6.
57
6.
52
6.
52
6.
49
6.
49
6.
40 6
.4
0
6.
39
6.
31
6.
31
6.
29
A 
B 
A 
B 
35 
 
 
 
Figura 16 - Expansão da região entre 6,6-6,35 ppm do espectro de RMN de 
1
H de Pgfr 
2a mostrando padrão de acoplamento ABX para os hidrogênios H-4’, H-5’ e H-6’. 
 
 
 
 
Figura 17 - Simulação de espectro ABX em programa WINDNMR-Pro. para Pgfr 2a; 
Constantes de acoplamento: JAB=5,8; JAX=0.8; JBX=6.1 Hz. 
 
A análise mostrou maior similaridade entre os dados de RMN de 
1
H e 
13
C para 
as estruturas substituídas na posição 7’. Além disso, as correlações no espectro HMBC 
36 
 
dos hidrogênios H-5’/H-6’ com o carbono quaternário em δ 142,3 (C-7’) sugerem a 
substituição pela hidroxila na posição indicada.
.
 
No espectro ESI
(+)
 MS (Figura 56 - Anexos) identificou-se o íon m/z 363,21805 
detectado como [M+H]+ e correspondente à fórmula molecular [C22H27N4O + H]
+
 
(massa molecular calculada: m/z 363,21794 e com o erro de -0,3 ppm), confirmando a 
presença da hidroxila na estrutura. No espectro de ESI(+)-MS/MS do íon m/z 363,21 
(Figura 97 – Anexos), foram observados os mesmos fragmentos presentes no espectro de 
fragmentação da calicantina, acrescidos de 16 (Figura 18). 
 
N
H
N
H
N
N
+
C H
3
C H
3H
O H
N
N
H
N
C H
3
+
O H
CH
3
N H
2
m/z 363
m/z 332
N
+
N
H
N
C H
3
N
C H
3HH
O H
..
: N
N
H
N
C H
3
N
+
C H
3H
H
O H
N
+
N
H
N
N
C H
3
C H
3H H
H
H
H
OH
m/z 363
N
+
N
H
N
C H
3
N
C H
3HH H
HH
O H
N
+
N
H
N
C H
3
H
H
H
OH
CH 3
N H C H 2
:
m/z 306
:
..
N
+
N
H
N
C H
3
H H
H
O H
..
 
Figura 18- Proposta de fragmentação para o alcaloide Pgfr 2a
38 
 
 
 
 
Tabela 3 - Dados espectroscópicos de 
1
H (ppm) e RMN 
13
C (via HSQC e HMBC), 
HMBC e COSY para Pgfr 2a. 
Posição δc δH; (ppm) multiplicidade;HMBC COSY 
 J(Hz) 
2a 
2b 
47,3 2,79; dd; 11,6 e 3,5; 1H 
2,41; ddd; 13,3; 11,6 e 3,5; 
1H 
C-9/ C-3 H-2/H-3/H-3’ 
3a 
3b 
31,4 1,44; dd; 13,1 e 3,5 1H 
2,98 dt, 13,3 e 5,6; 1H 
C-9 H-3/H-2/H-2’ 
4 125,6 7,00; dd; 7,9 e 1,3 Hz, 1H. C-9/C-6 / 
C-7a 
H-5 
5 117,1 6,50; ddd; 7,9, 7,2 e 1,3 Hz, 
1H 
C-7 / C-4a H-4/H-6 
6 128,4 6,79; ddd; 7,9, 7,2 e 1,3 Hz, 
1H 
C-4 / C-7a H-5/H7 
7 113,6 6,29; dd; 7,9 e 1,3 Hz,1H C-5 / C-4a H-6 
3a 35,6 ------ ------- ------- 
4a 124,5 ------ ------- ------- 
8a 72,6 4,54; s; 1H C-1a/ C-2 ---- 
2’a 
2’b 
47,3 2,79; dd; 11,6 e 3,5; 1H 
2,41; ddd; 13,3; 11,6 e 3,5; 
1H 
C-9 H-2’/H-3’/H-
3’ 
 
3’a 
3’b 
31,4 1,44; dd; 13,1 e 3,5 1H 
2,98 dt, 13,3 e 5,6; 1H 
------- 
C-9’ 
--------- 
H-3’/H-2’/H-
2’ 
4’ 116,6 6,58; ABXm; JBX=6,1 Hz e 
JAX=0.8 Hz; 1H 
C-6’ / 
C7a’/C-9’/ 
H-5’ 
5’ 116,7 6,40; ABXm; JAB=5,8 Hz; 2H C-7’ / C-4a’ H-4’/H-6’ 
6’ 113,3 6,40; ABXm; JAB=5,8 Hz; 2H C-4’ / C-7a’ H-5’/H-7’ 
7’ 142,3 ------ ------- ------- 
3a’ 35,6 ------ ------- ------- 
4a’ 123,3 ------ ------- ------- 
7a’ 133,4 ------ ------ ------- 
8a’ 72,3 4,66; s, 1H C-9’ / C-7a’ ------- 
N-CH3, 1 
N-CH3, 1’ 
42,5 
42,5 
2,53; s; 3H 
 2,49; s;3H 
C-2 / C-8 
C-2’ / C-8a’ 
------ 
39 
 
4.2.3. Composto Pgf 1 
 
N
H
NH
9
8
2 3
5
6
O
HOOC
14
16
17
15 21
18
19
20
O
O
OH
OH
HO
OH
H
H
H
22
1' 3'
6'
11
H
A
B
C
 
 ácido estrictosidínico. 
Massa molecular (g. mol
-1
) 518,2035 
Quantidade isolada (mg) / percentual do extrato bruto (%) 196; 0,56 
Massa das subfrações enriquecidas deste composto (g) / percentual do 
extrato bruto (%) 
1,16; 3,33 
Fórmula molecular C26H34N2O9 
Aspecto Sólido amarelo 
 
O composto Pgf 1 (196,0 mg) (p.f. 237-240ºC, lit. p.f. 238-241ºC, HAMZAH et 
al., 1994) foi isolado da fração acetato de etila das folhas e identificado na fração n-
BuOH das folhas, galhos e frutos de P. goyazensis, apresentando-se como um sólido 
amarelo amorfo solúvel em MeOH, com coloração azul escuro em UV (254 nm) e 
reação positiva para o reagente de Dragendorff. 
A análise conjunta dos espectros de RMN de 
1
H e HSQC (CD3OD, 500 MHz –
TMS, Figuras 57 e 64 - Anexos) revelou a presença das unidades tetrahidro-β-
carbolínica (A), secologanina (B) e glicosídica (C) para Pgf 1 sendo a unidade 
tetrahidro-β-carbolina (A) identificada com base na presença de quatro sinais de 
hidrogênios aromáticos em δ 7,45 (dt, J = 8,1 e 0,9 Hz, 1H, H-9), δ 7,31 (dt, J = 8,1 e 
0,9 Hz, 1H, H-12), 7,12 (ddd, J = 8,1, 7,1 e 0,9 Hz, 1 H, H-11) e δ 7,03 (ddd, J = 8,1, 
7,1 e 0,9 Hz, 1H, H-10) (Figura 58 – Anexos), correlacionados aos carbonos em δ 119,5 
(C-9), δ 111,1 (C-12), δ 122,1 (C-11) e δ 118,8 (C-10) (Figura 63 – Anexos) e dos dois 
grupos de hidrogênios metilênicos em δ 3,71 (dd, J = 5,2 e 2,0, 1H, H-5a)/δ 3,23 (d, J = 
5,2, 1H, H-5b), e δ 3,08 (ddd, 7,8, 5,4 e 2,2 Hz, 1H, H-6a) / δ 3,07-2,98 (m, 1H, H-6b), 
correlacionados aos carbonos em δ 43,0, δ 19,6, respectivamente (Figura 64 - Anexos). 
40 
 
A unidade secologanina (B) foi identificada com base nos sinais de hidrogênios 
vinílicos em δ 5,32 (dt, J =17,44 e 1,3 Hz, 1H, H-18b) e δ 5,21(dt, J =10,6 e 1,3 Hz, 1H, 
H18a) (Figura 59 – Anexos) e na presença de um sinal de hidrogênio olefínico 
característico do anel secologanínico em δ 7,55 (s, 1H, H-17), correlacionados a 
carbonos com deslocamentos químicos característicos da unidade B (Tebela 4). Por 
outro lado, a unidade glicosídica com a configuração β (C) foi identificada pela 
presença de sinais característicos entre em δ 4,82 (d, J =7,9 Hz, 1H, H-1’) e dos demais 
observados na região entre δ 4,01- 3,00 ppm (Figura 60 – Anexos). 
Por meio da análise do mapa de correlações de HMBC (Tabela 4 e Figuras 66 a 
69 - Anexos) foi possível observar correlações entre H-9/C- 7/C-11/C-13, H-12/C-8/C-
10, H-5a, b/C-3/C-6/C-7 e H-6, b/C-2/C-5/C-7 que ratificam a presença da unidade A 
em Pgf 1 (Figura 19). Do mesmo modo, correlações entre H-20/C-14/C-18/C-21 e H-
21/C-15/C-19/C-20 corroboram a presença da unidade B (Figura 20). A conexão entre 
as unidades A e B pode ser inferida pelas correlações observadas entre os hidrogênios 
diastereotópicos H-14b (δ 2,36, ddd, J = 13,3, 13,0 e 3,3 Hz, 1H) e H-14a (δ 2,11, ddd, 
J = 13,0, 12,3 e 4,5 Hz, 1H) e os carbonos C-2, C-3, C-15 e C-16 (H-14a/C-3/C-15 e H-
14b/C-2/C-3/C-16), ao passo que a conexão entre as unidades B e C foi estabelecida 
com base na correlação J
3
 existente entre H-1’/C-21 (Figura 21). 
A comparação dos dados espectroscópicos de Pgf 1 com os disponíveis na 
literatura (HAMZAH et al., 1994; NAVES, 2014) permitiram identificar este composto 
como o alcaloide ácido estrictosidínico (Tabela 4). A configuração relativa de Pgf 1 
(Figura 22) foi estabelecida com base nas constantes de acoplamento entre H-3, H-14, 
H-15, H-18, H-19, H-20 e H-21, relacionadas na sequência: JH3-H14b = 11,8 Hz (ax-ax), 
JH3-H14a = 3,3 Hz (ax-eq), JH15-H14b = 4,5 Hz (ax-eq), JH19-18b = 10,7 Cis, JH19 -18a = 17,4 Trans, 
JH20-21 = 9,1 Hz (ax-ax). 
N
H
N H
9
8
2 3
5
6
1 4
1 1
1 0
1 2
7
1 3
 
Figura 19 - Correlações de HMBC ( ) para a unidade A de Pgf 1. 
 
41 
 
O
H O O C
1 6
1 7
1 5 2 1
1 8
2 0
H
H
2 2
H
H
1 4 b
1 4 a
 
Figura 20 - Correlações de HMBC ( ) para a unidade B de Pgf 1. 
 
N
H
N H
9
8
2 3
5
6
O
H O O C
1 4
1 6
1 7
1 5 2 1
1 8
1 9
2 0
O
O
O H
O H
H O
O H
H
H
H
2 2
1 ' 3 '
6 '
1 1
H
A
B
C
 
Figura 21 - Correlações de HMBC ( ) que sustentam a conexão entre as unidades 
A, B e C de Pgf 1. 
H
OHOOC
O
H
H
HH
O
H
H
H
HO H
OH
N
H
NH
H
H
H
8
9
11 7
6
5
14
15
20
19
18
21
16
22
H
1'
2'
3'
4'
6'
13
3
a
b
 
 
Figura 22 - Configuração relativa do composto Pgf 1. Adaptado de NAVES, 2014. 
 
O ácido estrictosidínico foi isolado de diversas espécies de Rubiáceas, gênero 
Ophiorrhiza, como 0. filistipula, (ARBAIN et al,. 1993), O. communis e O. tomentosa 
(HAMZAH et al., 1994), mais tarde também nos gêneros Palicourea, a partir das raízes 
42 
 
de Palicourea couriacea (NASCIMENTO, 2006) e flores de Palicourea rígida (ROSA, 
2009) e também de várias espécies de Psychotria L. (P. mirianta-FARIAS, 2006, P. 
barbiflora-OLIVEIRA, LEMOS & CONSERVA, 2013, e P. hoffmannseggiana-
NAVES, 2014). 
O ácido estrictosidínico apresenta atividades analgésica e antipirética 
(REANMONGKOL et al., 2000), atividade quimiotática, que sugere atividade 
inflamatória aguda (SIMOES-PIRES et al, 2006), além de atividade sobre o Sistema 
Nervoso Central de ratos (FARIAS et al,2010; FARIAS et al, 2012), o que sugere que 
este alcaloide pode apresentar efeito promissor nesta região do cérebro. 
Este composto demonstrou ser o majoritário da espécie, tendo sido isolado em 
quantidades apreciáveis da fração acetato de etila das folhas, além de ter sido 
identificado em diversas outras frações trabalhadas. Este fato aponta uma tendência que 
algumas espécies de Psychotria L. vêm apresentando para biossíntese majoritária de 
alcaloides indolmonoterpênicos, como P. brachyceras (alcaloide braquicerina) e 
Psychotria hoffmannseggiana (também com o ácido estrictosidínico). 
 
4.2.5.1. Identificação do