CONTROBIOLOG.Cap.11

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◗ Introdução
As moscas-das-frutas, da família Tephritidae, estão entre as principais pragas
do mundo. Numerosas espécies estão envolvidas em infestações de uma grande
variedade de frutas e olerícolas de considerável valor econômico (White & Elson-
Harris, 1992). A tolerância de dano é muito baixa. Para produtos de exportação,
essa tolerância é zero e, em muitos casos, por ser considerada praga quarentenária,
a exportação é embargada pela simples presença da mosca na região de produção
ou até mesmo no país exportador. 
O controle desses tefritídeos tem sido realizado quase exclusivamente pelo
método tradicional, com o emprego de produtos químicos. Uma nova consciência
de conservação vem ganhando corpo e busca não somente a preservação do am-
PRODUÇÃO DE MOSCAS-DAS-
FRUTAS E SEUS INIMIGOS
NATURAIS: ASSOCIAÇÃO 
DE MOSCAS ESTÉREIS E 
CONTROLE BIOLÓGICO
Introdução 181
O Cena/USP no controle biológico de moscas-das-frutas 183
Produção massal de Ceratitis capitata 184
Adultos 184
Ovos 185
Larvas 185
Pupas 186
Controle de qualidade e dados biológicos da produção massal 186
Produção massal do parasitóide Diachasmimorpha longicaudata 187
Gaiolas para adultos 187
Larvas hospedeiras 188
Unidades de parasitismo 188
Produção e porcentagem de emergência de parasitóides 188
181
◗ JULIO MARCOS M. WALDER
Laboratório de Alimentos e Radioentomologia, Cena/USP, 13400-970, Piracicaba, SP
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biente, mas também a obtenção de alimentos mais seguros para melhorar a quali-
dade de vida do consumidor. Em vista disso, ganha fôlego o controle biológico, tra-
zendo a reboque uma tecnologia modernizada, mais eficiente, mais econômica e
não agressiva ao ambiente.
A Técnica do Inseto Estéril (Sterile Insect Technique – SIT) é considerada um tipo
de controle autocida ou genético, em que a praga é utilizada para seu próprio con-
trole, pois insetos estéreis competem no processo de acasalamento com os selva-
gens férteis e, conseqüentemente, causam uma redução populacional gradativa,
podendo chegar até a uma erradicação (Knipling, 1955).
A introdução dessa técnica no controle de pragas contribuiu para o desenvol-
vimento e criação de novas áreas na entomologia, tais como criação de insetos em
meios artificiais (produção massal), ecologia e simulação populacional, controle de
qualidade, radioentomologia, dentre outras (Walder, 1999). Ela é considerada um
dos mais significativos eventos entomológicos dos últimos tempos, juntamente com
o isolamento e uso do patógeno Bacillus thuringiensis e a descoberta do inseticida
DDT (Ridgway et al., 1992), e hoje constitui uma técnica consagrada e difundida
pelos muitos exemplos de sucesso obtidos (Klassen et al., 1994).
A SIT foi idealizada e proposta por E.F. Knipling no final da década de 30 como
uma possibilidade de controle ou até mesmo de erradicação da mosca-varejeira,
Cochliomyia hominivorax (Coquerel). Resolvidos vários problemas, principalmente o
da criação massal, essa técnica pôde ser aplicada com sucesso pela primeira vez no
início da década de 50 (Knipling, 1955). Um apanhado geral da fundamentação
matemática e um histórico da SIT foram realizados por Walder (1999).
A participação de insetos predadores e parasitóides no controle do crescimen-
to populacional de pragas é há muito conhecida e sempre ocorreu na natureza. O
pesquisador, ao observar tal fato, passou a favorecer as condições para o crescimen-
to e desenvolvimento desses inimigos naturais de tal forma a reduzir de forma con-
trolada populações de insetos indesejáveis a níveis desejados.
O conceito de controlar pragas pelo aumento do número de parasitóides ou
predadores por meio de métodos artificiais foi considerado promissor por Biliotti
(1977). Knipling (1979), simulando matematicamente a eficiência de vários méto-
dos de controle de pragas, considerou altamente eficiente a possibilidade de asso-
ciação dessa técnica com a de liberação de insetos estéreis. Posteriormente, o
mesmo autor simulou a eficiência da técnica de controle pela liberação de parasi-
tóides isoladamente e também em associação com insetos estéreis e, baseado no
modo de ação desses insetos liberados, chegou à conclusão de que a técnica de libe-
ração inundativa de parasitóides é muito mais eficiente do que a SIT e que a asso-
ciação dessas técnicas eleva significativamente, em até 60 vezes, a eficiência do
controle populacional da praga (Knipling, 1992). 
Ambas as liberações envolvem números, isto é, número de pragas existentes
na natureza e número de insetos que devem ser criados e liberados para o devido
controle. Por essa razão, essas técnicas não são consideradas práticas e viáveis
quando a população da praga atinge altos níveis de dano. O número de insetos libe-
rados deve ser sempre muito superior ao da praga. Knipling (1992) estabelece um
mínimo de nove indivíduos liberados para cada um da praga nativa.
Em um programa de controle biológico de moscas-das-frutas, todas as possibi-
lidades devem ser utilizadas racionalmente. Uma proposta para esse tipo de mane-
jo é a utilização de inimigos naturais associados com insetos estéreis, liberados
adequadamente e sincronizados com as diferentes fases do ciclo evolutivo da praga
(Figura 11.1).
Os parasitóides larvais atuarão no controle de larvas desenvolvidas, ainda no
interior dos frutos nas árvores ou já caídos sobre o solo. As larvas migrando dos fru-
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tos em busca de local apropriado para a pupação poderão ser controladas por
microrganismos e predadores. Uma vez transformadas em pupas, estarão sujeitas à
ação de predadores e parasitóides. Os adultos sobreviventes, ao procurar parceiros
para acasalamento, terão a concorrência dos insetos estéreis, diminuindo a fertilida-
de dessa geração. Em cada uma dessas fases haverá um percentual de mortalidade
devido à ação do agente biológico empregado e, ao final, a eficiência de controle será
muito maior. A desvantagem de utilizar os três métodos simultaneamente é a redu-
ção da progênie de parasitóides, uma vez que eles também serão controlados na fase
do ciclo da praga que ocorre de solo. Nesses casos, a liberação dos parasitóides deve
ser dirigida para os focos da praga em matas ciliares e outras áreas não comerciais
adjacentes à cultura onde os microrganismos de solo não seriam aplicados. 
◗ O Cena/USP no controle biológico de moscas-das-frutas
O Centro de Energia Nuclear na Agricultura, instituto especializado da Univer-
sidade de São Paulo, localizado no campus Luiz de Queiroz, em Piracicaba, SP, ini-
ciou os trabalhos com a mosca-do-mediterrâneo, Ceratitis capitata (Wied.), em
meados de 1972, utilizando material, técnicas e métodos de criação em dieta arti-
ficial preconizados por Pedroso (1972). 
A meta do Cena era a aplicação da SIT no controle de C. capitata e, por isso, ini-
ciava um longo período de pesquisas, desenvolvendo e adaptando técnicas de cria-
ção massal, dose esterilizante e demais efeitos biológicos das radiações nessa praga
(Wiendl et al., 1979; Scaglia, 1983; Yamamoto, 1988). 
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FIGURA 11.1 
Possíveis métodos de controle biológico de moscas-das-frutas em função de seu ciclo biológico.
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Foram realizados estudos ecológicos de moscas estéreis, marcadas com fós-
foro radioativo e liberadas em área citrícola (Silva, 1990), assim como análises
matemáticas da flutuação populacional da praga em área infestada (Ferraldo,
1987). Todos esses estudos resultaram de um esforço do Cena em tentar a im-
plantação da SIT em especial no estado de São Paulo (Walder & Wiendl, 1986;
Walder, 1988a).
O Cena/USP, com o apoio da Seção de Entomologia da Agência Internacional
de Energia Nuclear (FAO/IAEA), também trabalhou na obtenção de uma linhagem
geneticamente translocadapermitindo a separação de sexos dos insetos na fase
pupal com a utilização de mutantes morfológicos. Duas linhagens distintas foram
obtidas, uma apresentando fêmeas com pupário preto (Walder, 1988b, 1990) e
outra com pupário branco (Caceres et al., 1993), para serem utilizadas em projetos
de controle de moscas com liberação somente de machos estéreis.
Com o domínio da criação massal da mosca-do-mediterrâneo, o Cena/USP
passou a empreender estudos com o parasitóide Diachasmimorpha longicaudata (As-
hmead) (Hymenoptera, Braconidae), que recebeu por meio da Embrapa Mandioca
e Fruticultura em setembro de 1994 (Walder et al., 1995), preparando-se para uma
eventual necessidade de controle e/ou erradicação das moscas-das-frutas pelo
emprego da SIT e liberação inundativa de parasitóides, atendendo às expectativas
do comércio internacional.
◗ Produção massal de Ceratitis capitata
O Cena/USP possui uma edificação de cerca de 250 m2 destinada especifica-
mente à criação da mosca-do-mediterrâneo. Essa “fábrica piloto” foi construída
com recursos do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, com o obje-
tivo de dar suporte estratégico e treinamentos nos futuros programas de controle
biológico e SIT a serem adotados pelo governo. O prédio abriga salas de acordo com
as fases de desenvolvimento do inseto, além daquelas destinadas ao controle de
qualidade, elaboração das dietas e lavagem e desinfecção de material. Conta tam-
bém com local de recepção, copa e banheiros. 
Adultos
Os adultos são mantidos em sala com temperatura de 27±2ºC, umidade relati-
va (UR) de 75±5% e fotofase de 14 horas. As gaiolas (75 x 30 x 150 cm) são de
cantoneiras de alumínio e acrílico, com laterais de tecido voile, por onde as fêmeas
ovipositam. Pares de gaiolas (Figura 11.2A, ver encarte colorido na página 9-E) são
colocados sobre um suporte de alumínio com rodas para facilitar o manejo de cole-
ta de ovos e limpeza do local. Cada gaiola recebe 600 mL de pupas, corresponden-
do a cerca de 36 mil adultos, que são mantidos na produção por 8 a 10 dias.
A dieta para adultos (600 g/gaiola) é composta de mistura de proteína hidro-
lisada com açúcar refinado na proporção 1:3, sendo fornecida em recipiente feito
de tubo PVC que transpassa internamente a gaiola. Outro tubo de PVC com uma
fenda longitudinal para a inserção do papel-filtro é fonte de água para os insetos.
Esse tubo contém dispositivo externo para manutenção do nível de água. A água
utilizada é a da rede municipal de abastecimento, recebendo uma filtragem prévia
em carvão ativado.
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Ovos
A atração das fêmeas para o tecido de oviposição é feita com a colocação de
lâmpadas de luz fria (40 W) próximas a essa superfície. A fêmea introduz o ovipo-
sitor através da malha do tecido para colocar os ovos. Os ovos caem por gravida-
de em calhas com água filtrada, localizadas lateralmente às gaiolas. Como esses
ovos são recolhidos somente a cada 24 horas, a coleta em água é importante por-
que evita o ressecamento deles e interrompe também o processo fisiológico do
desenvolvimento embrionário pela falta de oxigenação. O desenvolvimento
embrionário é reiniciado quando os ovos são retirados da água, detalhe muito
importante para uma criação massal, pois padroniza todo o processo de desenvol-
vimento do inseto. A viabilidade dos ovos não é afetada após imersão em água por
período de até 24 horas.
A retirada dos ovos da calha é feita pelo escoamento da água através de penei-
ras com o mesmo tecido voile. Os ovos são transferidos para outro recipiente e lava-
dos sucessivas vezes com água filtrada; a última enxaguada é feita com solução de
benzoato de sódio a 2%. Esse procedimento reduz as contaminações microbianas
na fase seguinte do desenvolvimento larval em dieta. Quando o volume de ovos
coletados é superior a 500 mL, é aconselhável submetê-los a um processo de aera-
ção em água por um período de 24 horas. Isso é feito por meio de ar comprimido,
devidamente filtrado, passando por um aerador para aquário colocado no fundo do
recipiente que contém a água com os ovos.
Antes de as calhas coletoras serem recolocadas, é recomendável a limpeza dos
ovos ressecados que ficam aderidos externamente à superfície de oviposição. Essa
limpeza é realizada cuidadosamente com uma escova ou trincha de cerdas macias
para não danificar os insetos.
Nessas condições, cada gaiola produz em média 25 mL de ovos por dia e um
total de 200 a 300 mL durante o período útil. Estimam-se cerca de 27 mil ovos por
mililitro.
Larvas
Após a lavagem, os ovos são distribuídos sobre a dieta artificial obedecendo a
uma proporção de 1 mL por quilo de dieta. O desenvolvimento larval dura cerca
de 7-8 dias. Nos dois primeiros, as larvas ficam em sala com temperatura e umida-
de mais elevadas (temperatura de 28 a 30ºC, e UR de 85 a 95%), passando depois
para sala com temperatura oscilando entre 24 e 26ºC e UR de 70 a 80%. 
A dieta atual teve sua composição ligeiramente modificada em relação à ori-
ginal (Walder et al., 1995) por causa da adição de antibiótico, necessário devido
ao grande volume de dieta manipulado semanalmente. Sua composição é: germe
de trigo (3%); farinha de trigo comum (6,5%); levedura seca de cerveja (9,9%);
açúcar cristal (12%); benzoato de sódio (0,3%); ácido clorídrico comercial
(0,84%); antibiótico (0,06%); água potável (57%) e bagaço seco de cana-de-açú-
car (10,4%).
Os componentes são batidos em misturadeira de carne para embutidos com
capacidade de 60 L, colocando-se em primeiro lugar os ingredientes líquidos, a
seguir o antibiótico e fungistático e por último os sólidos, finalizando com o baga-
ço seco de cana-de-açúcar. A cada adição de um novo componente, recomenda-se
ligar a máquina até completa mistura desse ingrediente ao meio. Atenção especial
precisa ser dada ao pH da dieta. Com auxílio de um medidor de pH, deve-se man-
ter o meio ácido, ou seja, entre 3,5 e 3,7.
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Uma vez pronta, 5 kg de dieta são colocados por bandeja (64 x 38 x 4 cm) con-
feccionada preferencialmente de PVC ou aço inoxidável. Outros materiais como
alumínio ou zinco sofrem corrosão pela acidez, danificando o equipamento, e isso
aumenta o problema de contaminações microbianas da dieta, prejudicando bastan-
te a produção de larvas.
As bandejas são colocadas em estantes (66 x 46 x 187 cm) providas de rodas
chamadas de “torres” (Figura 11.2B, ver encarte colorido na página 9-E). Cada torre
pode receber até 18 bandejas, totalizando 90 kg de dieta. As torres possuem corti-
nas plásticas que as envolvem totalmente, o que auxilia na manutenção da umida-
de, evitando que a dieta resseque e principalmente que as larvas, ao pularem da
dieta no final do período larval, caiam fora das calhas de coleta. Essas calhas com
água filtrada são colocadas na base das torres ou abaixo da última bandeja, para
coletarem as larvas de último instar que saem da dieta para puparem. Trata-se de
coleta de “larva nua”, essencial para a multiplicação dos parasitóides. 
Da mesma forma que ocorre com os ovos, as larvas também cessam seu desen-
volvimento quando imersas em água. Esse processo também padroniza o desenvol-
vimento do inseto, pois, uma vez retiradas da água por meio de filtragem em
coador plástico, lavadas em água corrente e colocadas em bandejas contendo ver-
miculita fina, as larvas pupam logo a seguir. Essas bandejas são levadas para a sala
de pupação, com temperatura entre 22 e 23ºC, UR de 65 a 75% e ausência de luz.
A ausência de luminosidade e a temperatura baixa na sala deixam as pré-pupas
menos agitadas e aceleram a pupação. No caso de produção de insetos estéreis, esse
procedimento é de suma importância, pois a pupação rápida permite a emergência
de adultos mais vigorosos, uma vez que a energia gasta pelo insetona busca de
local apropriado para a pupação é bastante reduzida.
Pupas
As pupas permanecem em vermiculita por 5 a 7 dias, quando então são separa-
das por peneiramento. As pupas limpas são transferidas para tabuleiros de madeira (64
x 38 x 4 cm) com fundo telado para permitir melhor aeração. Lotes de pupas são acon-
dicionados nas torres (Figura 11.2C, ver encarte colorido na página 9-E) e armazenados
em local com as mesmas condições ambientais da sala anterior. Aí permanecem até o
momento da irradiação (dois dias antes da emergência dos adultos), no caso de este-
rilização para controle pela SIT ou para a instalação das gaiolas de adultos, fechando o
ciclo de produção. A emergência dos adultos ocorre normalmente em 9 ou10 dias.
Controle de qualidade e dados biológicos da produção massal
Durante a produção massal da mosca, são realizadas amostragens para o acom-
panhamento da qualidade da produção e do inseto produzido. Os parâmetros ado-
tados são os fornecidos pela Seção de Entomologia da Agência Internacional de
Energia Nuclear (FAO/IAEA-USDA, 1998).
Toda coleta de ovos, larvas e pupas é volumetricamente medida e amostras de
ovos e pupas são retiradas para avaliação biológica. Para cada lote produzido sepa-
ram-se de 300 a 500 ovos, que são distribuídos em placas de Petri com papel-filtro
umedecido para controle de sua viabilidade, e de 500 a 1.000 pupas, que são sepa-
radas, pesadas no oitavo dia e deixadas em recipientes apropriados para verificação
da porcentagem de emergência e razão sexual.
Uma vez que o Cena/USP ainda não está produzindo insetos estéreis para SIT,
o controle de qualidade para adultos estéreis ou não (habilidade de vôo, longevi-
dade sob estresse, acasalamento etc.) não está sendo realizado. 
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Na Tabela 11.1 estão dispostos os valores mínimos de controle de qualidade
aceitáveis, segundo padrões internacionais (FAO/IAEA-USDA, 1998), e as médias
dos últimos sete anos da produção massal da linhagem normal de C. capitata reali-
zada pelo Cena/USP.
◗ Produção massal do parasitóide Diachasmimorpha longicaudata
Em 1994, o Cena/USP recebeu, por meio da Embrapa Mandioca e Fruticultu-
ra, os primeiros exemplares do parasitóide D. longicaudata recém-importado, prove-
nientes do Laboratório de Quarentena “Costa Lima” da Embrapa Meio Ambiente,
em Jaguariúna, SP (Walder & Sarrié, 1995). O Laboratório de Radioentomologia
passou então a produzir massalmente esse braconídeo sobre larvas irradiadas de C.
capitata (Walder et al., 1995).
Os procedimentos utilizados na multiplicação de D. longicaudata foram, em
parte, adaptados da metodologia empregada pela Division of Plant Industry (DPI),
em Gainesville, Flórida, EUA, e, em parte, desenvolvidos por meio de experiência e
trabalhos científicos realizados ao longo do processo de multiplicação no Cena/USP.
Gaiolas para adultos 
As gaiolas (50 x 50 x 30 cm) são construídas com cantoneiras e fundo de alu-
mínio, duas laterais de acrílico ou acetato fixas e duas laterais e parte superior tela-
das removíveis. A malha da tela deve ser fundida e não trançada, pois, durante o
manuseio e principalmente lavagem, os fios podem se afastar, abrindo espaço para
fuga dos insetos. 
Cada gaiola recebe de 400 a 600 mL de pupas, quatro recipientes plásticos de
500 mL cada com tampas furadas contendo chumaços de algodão ou “pano vege-
tal para limpeza” na cor amarela ou laranja para fornecimento de água e três pla-
cas de Petri (10 cm de diâmetro) com dieta para os adultos à base de mel de abelha
(Walder et al., 1995). As gaiolas são dispostas em armações de alumínio com rodas, 
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TABELA 11.1
PRODUÇÃO 1995-2001 DE OVOS E PUPAS DE Ceratitis capitata, REALIZADA PELO LABORATÓRIO DE RADIOENTOLOGIA DO CENA/USP,
CONTENDO OS VALORES MÉDIOS ANUAIS DO CONTROLE DE QUALIDADE, COMPARADOS COM OS PADRÕES INTERNACIONAIS ACEITÁVEIS
Produção Viabilidade Produção Peso médio Viabilidade 
de ovos 1 (mL) média de de pupas2 de pupas média de Razão 
Total Útil ovos (%) (L) (mg) pupas (%) sexual
0,45-
Padrão-IAEA 80,0 – 7,50 85,00
0,55 
CENA-1995 2.430 2.430 93,3 210,08 9,00 85,30 0,55 
CENA-1996 4.201 4.201 95,7 429,82 7,90 90,51 0,60 
CENA-1997 2.435 2.435 92,4 282,61 8,86 95,26 0,55 
CENA-1998 58.082 2.519 88,2 295,36 8,68 92,00 0,57 
CENA-1999 10.224 2.547 87,0 332,56 8,71 96,11 0,52 
CENA-2000 22.174 18.174 87,3 996,80 6,51 87,08 0,53 
CENA-20013 28.466 6.948 83,9 473,69 8,10 97,81 0,51 
1 Estimativa de ovos por mililitro = 27.000.
2 Estimativa de pupas por litro = 65.000.
3 Produção de janeiro a outubro.
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de modo a ficarem três gaiolas superpostas com espaço suficiente entre elas para
entrada de luminosidade e para colocação das unidades de parasitismo (Figura
11.2D, ver encarte colorido na página 9-E).
As gaiolas são preparadas e colocadas em sala com temperatura regulada para
26±2ºC, UR do ar entre 75 e 80% e fotofase de 14 horas proporcionadas por lâm-
padas frias de 40 W no teto (≈12.000 lux). Ficam nessa sala até completa emergên-
cia dos adultos, amadurecimento sexual e acasalamento, que se completam no
quarto ou quinto dia. Nesse dia, as gaiolas são transferidas para a sala de parasitis-
mo e lá permanecem por mais sete dias, quando os insetos são então descartados,
uma vez que o período de maior eficiência de parasitismo é do 5º ao 12º dia de
idade (J.M.M. Walder, dados não publicados). Após o descarte dos insetos, as gaio-
las e o material interno reutilizável são lavados com água e detergente, passando
por último por solução de hipoclorito de sódio a 0,5%.
Larvas hospedeiras 
As larvas de último instar de C. capitata são coletadas conforme metodologia já
descrita, medidas volumetricamente e encaminhadas para a irradiação em fonte de
cobalto-60 (Figura 11.2E, ver encarte colorido na página 9-E).
O processo de irradiação das larvas com dose de 60 Gy (Gray) evita a emergên-
cia de adultos de moscas provenientes de larvas não parasitadas (Sivinski & Smitlle,
1990), o que torna a criação mais simples e limpa, além de permitir uma segurança
extra de não enviar a praga para o campo quando da distribuição das pupas do para-
sitóide aos interessados. Essa irradiação não afeta o desenvolvimento nem a quali-
dade do parasitóide e proporciona um maior índice de parasitismo, provavelmente
pela queda de resistência imunológica das larvas da mosca (J.M.M. Walder, dados
não publicados). Normalmente essa resistência é considerável em um processo nor-
mal (Scaglia, 2001), mas pode ser enfraquecida em hospedeiros irradiados.
Unidades de parasitismo
As larvas irradiadas de C. capitata (Figura 11.2F, ver encarte colorido na página 
9-E) são expostas aos parasitóides por meio das unidades de parasitismo. Estas
podem ser anéis feitos de tubo de PVC com 1 cm de altura e 10 cm de diâmetro,
com tecido voile colado em um dos lados e uma tampa de PVC do outro, ou basti-
dores plásticos para bordados, redondos ou ovais, de cerca de 20 cm de diâmetro,
com voile em ambos os lados (Figura 11.2G, ver encarte colorido na página 9-E).
Essas unidades recebem as larvas imediatamente após a irradiação, na proporção
de 500-600 larvas para as de menor diâmetro e de 1.400-1.600 para as de maior tama-
nho. Uma vez fechadas, são transferidas para a parte superior telada das gaiolas, onde
ficam em média por 40 minutos à disposição das fêmeas para o parasitismo. Passado
esse tempo, as unidades são retiradas cuidadosamente para não causar danos ao ovi-
positor das fêmeas e transferidas para bandejas contendo vermiculita fina esterilizada
para pupação. As pupas permanecem nessas condições até o peneiramento, realizado
no sétimo dia. As pupas nuas vão para os tabuleiros telados, ficando em condições
controladas já descritas até a data de distribuição ou instalaçãode novas gaiolas de
criação. A emergência dos adultos (machos) inicia-se após 15-17 dias da pupação.
Produção e porcentagem de emergência de parasitóides
O Cena/USP passou a multiplicar massalmente, liberar e distribuir o parasitói-
de D. longicaudata a partir de 1995. Na Tabela 11.2 estão os dados referentes à pro-
C O N T R O L E B I O L Ó G I C O N O B R A S I L : P A R A S I T Ó I D E S E P R E D A D O R E S188
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dução anual de parasitóides, assim como as médias anuais de emergência de para-
sitóides.
A estimativa de produção do Cena/USP, de janeiro de 1995 a outubro de 2001,
foi de 195 milhões de pupas de C. capitata, das quais 150 milhões de D. longicauda-
ta, que foram utilizadas em pesquisas próprias e distribuídas a empresas e órgãos
interessados, principalmente do estado de São Paulo. Foram feitos também envios
de grande volume para a Guiana Francesa e Amapá, visando o controle da mosca-
da-carambola. A capacidade de produção da fábrica piloto é estimada em 50
milhões a 60 milhões de larvas ou pupas de C. capitata por mês. Desse total, 90%
poderá ser destinado à produção de parasitóides e/ou insetos estéreis de acordo
com os objetivos de programas futuros de controle biológico de moscas-das-frutas. 
TABELA 11.2
PRODUÇÃO ANUAL DE PUPAS E ADULTOS DE Diachasmimorpha longicaudata
E RESPECTIVAS MÉDIAS DE EMERGÊNCIA PARA O PERÍODO 1995-2001 NO CENA/USP 
Pupas Emergência de Adultos 
Larvas utilizadas produzidas adultos produzidos
Ano (L) (L) (%) (milhões) 
1995 173,94 184,84 18,36 2,57 
1996 343,35 381,05 42,59 10,66 
1997 241,42 245,66 48,93 7,83 
1998 223,02 229,86 43,83 4,32 
1999 240,50 278,86 49,37 7,48 
2000 567,26 638,62 33,52 13,99 
2001* 278,33 309,35 30,72 5,81 
* Produção de janeiro a outubro.
Agradecimentos
Aos biólogos Maria de Lourdes Zamboni Costa e Luiz Anselmo Lopes, pela cons-
tante dedicação no trabalho de produção massal desses insetos. À FAO/IAEA, CNPq,
Fapesp e USP, pelas facilidades concedidas nas visitas científicas ao laboratório de cria-
ção massal em Seiberdorf (Áustria), nas “fábricas” de moscas-das-frutas e parasitóides
em Tapachula (México), Mendoza (Argentina) e Antigua (Guatemala) e treinamento
no USDA e DPI em Gainesville, Flórida, EUA. Ao Ministério da Agricultura, Pecuária
e Abastecimento, por ter acreditado nos objetivos deste trabalho e proporcionado as
condições físicas e materiais iniciais para a “fábrica piloto” de mosca-do-mediterrâneo.
Ao CNPq, pela concessão de bolsa de Produtividade Científica.
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